Влияние ингибитора митохондриальной кальций-зависимой поры алиспоривира на развитие дисфункции митохондрий при экспериментальном сахарном диабете 2 типа тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Старинец Влада Сергеевна

• Старинец Влада Сергеевна
• кандидат наук
• 2023

Оглавление диссертации кандидат наук Старинец Влада Сергеевна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Сахарный диабет 2 типа: патогенез и осложнения

1.1.1 Эпидемиология

1.1.2 Этиология

1.1.3 Патогенез

1.2 Функционирование Р-клеток при СД2

1.2.1 Инсулинорезистентностъ

1.2.2 Глюкозо-, липо-, глюколипотоксичностъ

1.3 Осложнения СД2

1.4 Митохондриальная дисфункция при СД

1.4.1 Митохондриалъный биогенез и митофагия при СД

1.4.2 Нарушения митохондриалъной динамики

1.4.3 Нарушения функциональной активности митохондрий при СД

1.4.4 Окислительный стресс при сахарном диабете

1.5 Транспорт Са2+, МРТ пора и сахарный диабет

1.5.1 Митохондриалъный транспорт Са2+ при диабете

1.5.2 Са2+-зависимая пора митохондрий (МРТ)

1.5.2.1 Основные характеристики

1.5.2.2 МРТ пора: структура и регуляция

1.5.2.3 МРТ пора: в норме и при патологии

1.6 Экспериментальные животные модели СД2 и связанных с ним осложнений

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1 Моделирование СД2 у мышей

2.2 Выделение митохондрий

2.2.1 Выделение митохондрий печени

2.2.2 Выделение митохондрий скелетной мускулатуры

2.2.3 Выделение митохондрий сердца

2.3 Изучение митохондриального дыхания и окислительного фосфорилирования

2.4 Измерение кальциевой емкости митохондрий

2.5 Электронная микроскопия митохондрий

2.6 Определение перекисного окисления липидов

2.7 Электрофорез и иммуноблоттинг

2.8 ПЦР в реальном времени

2.9 Изолирование и культивирование эндотелиальных клеток мыши

2.10 Моделирование гипергликемии на культуре эндотелиоцитов

2.11 Оценка выживаемости клеток

2.12 Определение трансмембранного потенциала митохондрий

2.13 Оценка колокализации митохондрий и лизосом

2.14 Определение открытия МРТ поры в эндотелиальных митохондриях

2.15 Оценка развития окислительного стресса

2.16 Статистический анализ данных

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1 Изучение особенностей индукции Са2+-зависимой поры в митохондриях различных тканей мышей с экспериментальным сахарным диабетом 2 типа, индуцированным высокожировой диетой и стрептозотоцином

3.1.1 Индукция МРТ поры в митохондриях печени мышей с экспериментальным сахарным диабетом 2 типа

3.1.2 Индукция МРТ поры в митохондриях сердца мышей с экспериментальным сахарным диабетом 2 типа

3.1.3 Индукция МРТ поры в митохондриях скелетной мускулатуры мышей с экспериментальным сахарным диабетом 2 типа

3.2 Влияние алиспоривира на митохондриальную дисфункцию в скелетной мускулатуре мышей с экспериментальным сахарным диабетом 2 типа, индуцированным высокожировой диетой и стрептозотоцином

3.2.1 Влияние алиспоривира на метаболический статус мышей с индуцированным СД2

3.2.2 Влияние алиспоривира на ультраструктуру митохондрий, выделенных из скелетной мускулатуры мышей с экспериментальным СД2

3.2.3 Влияние алиспоривира на функциональные параметры митохондрий скелетной мускулатуры при экспериментальном СД2

3.2.4 Влияние алиспоривира на экспрессию генов, ответственных за митохондриалъную динамику, биогенез и митофагию в скелетной мускулатуре мышей с индуцированным СД2

3.3 Влияние алиспоривира на развитие митохондриальной дисфункции в первичной культуре эндотелиоцитов легких мышей в условиях гипергликемии

3.3.1 Влияние алиспоривира на жизнеспособностъ эндотелиоцитов легких мышей при гипергликемии

3.3.2 Влияние алиспоривира на параметры митохондриалъной дисфункции в эндотелиоцитах легких мышей при гипергликемии

3.3.3 Влияние алиспоривира на индуцированную гипергликемией митофагию органелл

3.3.4 Влияние алиспоривира на изменения относителъного уровня мРНК белков, ответственных за процессы митохондриалъной динамики, биогенеза и митофагии при гипергликемии

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

АДФ - аденозин-5'-дифосфат;

АТФ - аденозин-5'-трифосфат;

АФК - активные формы кислорода;

ИР - инсулинорезистентность;

КПГ - конечные продукты гликирования;

мРНК - матричная (информационная) РНК;

МРТ - Са2+-зависимая циклоспорин А-чувствительная пора митохондрий;

НАД - никотинамидадениндинуклеотид;

НАДФ - никотинамидадениндинуклеотидфосфат;

РКС - протеинкиназа С;

СД - сахарный диабет, цифры 1 и 2 соответствуют типу заболевания;

СЖК - свободные жирные кислоты;

ЦсА - циклоспорин А;

ЭТЦ - электрон-транспортная цепь;

AUC - общая площадь под кривой;

CypD - циклофилин Д;

GLUT - переносчик глюкозы;

IPGTT - внутрибрюшинный тест на толерантность к глюкозе; IPIST - внутрибрюшинный тест на чувствительность к инсулину; TBARS - реактивные соединения тиобарбитуровой кислоты;

- разность электрических потенциалов на внутренней мембране митохондрий.

ВВЕДЕНИЕ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влияние ингибитора митохондриальной кальций-зависимой поры алиспоривира на развитие дисфункции митохондрий при экспериментальном сахарном диабете 2 типа»

Актуальность работы

Сахарный диабет 2 типа (СД2) является метаболическим заболеванием, развитие которого сопровождается хроническим течением гипергликемии и нарушениями углеводного, липидного, а также белкового обменов. Все это может быть обусловлено недостаточным уровнем секреции инсулина, неадекватным ответом периферических тканей организма на действие гормона или совокупностью указанных факторов (Reed et al., 2021). Этиология СД2 связана с влиянием множества как внешних, так и генетических факторов, однако, именно эпидемические масштабы ожирения способствовали становлению СД2 одним из самых распространенных заболеваний, представляющих важнейшую медико-социальную проблему (DeFronzo et al., 2015).

Оказываемое диабетом давление на системы здравоохранения по всему миру актуализирует одну из задач современной биомедицины - поиск новых и эффективных способов лечения СД2. Важность ее решения, с одной стороны, подкрепляется сложностью имеющихся схем терапии, при которых для поддержания нормогликемии пациенты нуждаются в комбинированном использовании лекарственных средств, оказывающих преимущественно симптоматическое лечение (DeFronzo et al., 2015). С другой стороны, использование ряда противодиабетических препаратов часто ассоциировано с развитием серьезных побочных эффектов, а длительный их прием может опосредовать развитие резистентности к их действию (Кроненберг и др., 2010).

В свою очередь, определяющим фактором при разработке новых подходов к терапии заболеваний, СД2 в частности, является идентификация мишеней, селективное воздействие на которые способно усиливать эффективность потенциальных лекарственных препаратов. В отношении СД2 эта задача может быть осложнена влиянием множества факторов на развитие заболевания, а также множественными патологическими проявлениями как диабета, так и его осложнений, что затрудняет выбор универсального подхода к лечению СД.

В качестве одной из наиболее перспективных внутриклеточных мишеней могут рассматриваться митохондрии, дисфункция которых отмечалась при гипергликемии (Kaikini et al., 2017) и инсулинорезистентности (Sangwung et al., 2020), основных проявлениях данной патологии. Согласно литературным данным митохондриальная дисфункция при сахарном диабете опосредуется нарушением систем митохондриального биогенеза и контроля качества митохондрий, и, как следствие, повреждением процесса окислительного фосфорилирования, деполяризацией митохондрий и генерацией активных форм кислорода. Кроме того, митохондриальная дисфункция при СД была описана на примере разных тканей и органов (Belosludtsev et al., 2020), что придает потенциальному терапевтическому подходу, нацеленному на данные органеллы, системный характер и выступает в пользу его более комплексного исследования.

Одним из ключевых патофизиологических процессов, связанных с дисфункцией митохондрий, является индукция неспецифической Са2+-зависимой поры органелл (mitochondrial permeability transition pore - МРТ поры) (Halestrap, 2009; Morciano et al., 2015). MPT пора представляет из себя белковый мегаканал, образование которого происходит во внутренней и внешней мембранах митохондрий в присутствии ионов Са2+ или развитии окислительного стресса и сопровождается нарушением ионного гомеостаза, коллапсом мембранного потенциала, набуханием органелл (вплоть до их разрушения). Несмотря на длительную историю изучения феномена MPT молекулярный состав поры до конца не определен. Точно известен лишь регуляторный белок -митохондриальный циклофилин Д - мишень циклоспорина А, который усиливает чувствительность митохондрий к открытию поры. В качестве гипотетических компонентов канала поры во внутренней мембране на сегодняшний день также рассматриваются АТФ-синтаза и аденилаттранслокатор.

Несмотря на общепризнанную роль MPT поры в различных клеточных патологиях, представленные в литературе данные об участии MPT поры в развитии митохондриальной дисфукнции при сахарном диабете имеют весьма

противоречивый характер. В связи с этим исследование регуляции MPT поры при сахарном диабете является одной из важных задач современной биомедицины, которая позволит не только установить значение MPT поры в развитии митохондриальной дисфункции при СД2, но и будет способствовать обнаружению новых методов воздействия на клетки митохондриально-направленными агентами для предотвращения и ослабления патологических проявлений данного заболевания.

Основным подходом к изучению роли МРТ поры в развитии различных патологических состояний является фармакологическая или генетическая модификация ее структурных компонентов. В связи с тем, что единственным установленным белком, входящим в ее состав, является циклофилин Д, исследования подобного характера часто нацелены непосредственно на него. Одним из перспективных агентов для дальнейших исследований в этой области является алиспоривир, который представляет собой аналог классического ингибитора МРТ поры, циклоспорина А. Отсутствие иммуносупрессивного эффекта и возможность проявлять свою активность в субмикромолярных концентрациях может способствовать расширению представлений о механизмах проявления Са2+-зависимой неспецифической проницаемости внутренней митохондриальной мембраны как в норме, так и при развитии диабета. Это позволяет, с одной стороны, исключить влияние ярко выраженных побочных эффектов на условия эксперимента и получить более полную картину происходящих изменений, а с другой стороны, рассматривать данный агент в качестве потенциального средства для нового подхода к лечению СД2.

Цель работы - определение роли Са2+-зависимой поры митохондрий в развитии митохондриальной дисфункции при экспериментальном сахарном диабете 2 типа и клеточной гипергликемии, а также оценка возможности ее коррекции алиспоривиром.

Для достижения данной цели были поставлены следующие задачи:

1. Определить чувствительность к открытию Са2+-зависимой поры митохондрий (МРТ) печени, сердца и скелетной мускулатуры мышей с сахарным диабетом 2 типа, индуцированным высокожировой диетой (ВЖД) и стрептозотоцином (СТЗ).

2. Исследовать структурно-функциональные особенности митохондрий скелетной мускулатуры мышей с экспериментальным сахарным диабетом 2 типа.

3. Оценить антидиабетический потенциал алиспоривира и его влияние на развитие дисфункции митохондрий скелетной мускулатуры мышей с экспериментальным сахарным диабетом 2 типа.

4. Исследовать влияние алиспоривира на выживаемость клеток первичной культуры легочных эндотелиоцитов мышей и развитие митохондриальной дисфункции в условиях гипергликемии.

Научная новизна работы

В работе установлено, что чувствительность митохондрий к открытию MPT поры при развитии сахарного диабета 2 типа, индуцированного ВЖД/СТЗ, может иметь тканеспецифический характер. Продемонстрировано, что в митохондриях скелетной мускулатуры и сердца мышей с экспериментальным сахарным диабетом наблюдалось снижение Са2+ емкости относительно контрольной группы животных, в то время как в митохондриях печени этот параметр увеличивался. Впервые было показано влияние нового неиммуносупрессорного ингибитора МРТ поры на развитие митохондриальной дисфункции при экспериментальном СД2. Введение in vivo диабетической группе животных алиспоривира способствовало нормализации ультраструктуры скелетных митохондрий, восстановлению параметров окислительного фосфорилирования, снижало ассоциированное с СД2 увеличение продуктов перекисного окисления липидов, восстанавливало резистентность митохондрий к

открытию МРТ поры. Впервые установлено, что в основе увеличения жизнеспособности эндотелиальных клеток при гипергликемических условиях может лежать способность алиспоривира препятствовать открытию МРТ поры, падению трансмембранного потенциала и запуску митофагии. Совокупность представленных данных с обнаруженной способностью алиспоривира увеличивать скорость утилизации глюкозы у мышей с СД2 указывает на то, что данный агент подавляет развитие митохондриальной дисфункции при сахарном диабете, что, в свою очередь, может способствовать более облегченному течению этого заболевания.

Теоретическая и практическая значимость работы

Настоящая работа имеет, прежде всего, значение для фундаментальной науки в областях биохимии, биофизики, биоэнергетики, а также экспериментальной медицины. Результаты исследований могут использоваться в учебном процессе в Марийском государственном университете. Эти данные позволяют понять клеточные механизмы развития сахарного диабета и сопутствующей ему митохондриальной дисфункции. Помимо этого, полученные при выполнении работы данные важны для формирования рекомендаций по применению митохондриально-направленных агентов как лекарственных препаратов и подтверждают перспективность дальнейших исследований в этой области.

Методология и методы диссертационного исследования

Настоящая работа была выполнена на митохондриях, выделенных из скелетной мускулатуры мышей с экспериментальной моделью СД2, индуцированной высокожировой диетой и стрептозотоцином, а также на первичной культуре эндотелиальных клеток легких мышей, подвергшихся воздействию гипергликемии. Для достижения поставленной цели и решения конкретных задач в ходе работы были использованы современные биофизические и биохимические методы: конфокальная микроскопия, флуоресцентные и

спектрофотометрические методы анализа, проточная цитофлуорометрия, ПЦР в реальном времени и иммуноблоттинг. Обработку данных и статистический анализ результатов проводили с использованием специализированного программного обеспечения. Часть экспериментов (изолирование и культивирование эндотелиальных клеток) осуществлялась на базе Лаборатории клеточной нейробиологии ИБК РАН. Эксперименты по конфокальной микроскопии были проведены с использованием оборудования Сектора Оптической микроскопии и спектрофотометрии ИБК РАН, входящего в состав центра коллективного пользования ФИЦ ПНЦБИ РАН (номер во всероссийском реестре ЦКП - 670266).

Основные научные положения, выносимые на защиту

1. Чувствительность митохондрий к открытию MPT поры в условиях экспериментального сахарного диабета 2 типа, индуцированного ВЖД/СТЗ, может носить тканеспецифический характер.

2. Алиспоривир, ингибитор митохондриальной поры, препятствует развитию митохондриальной дисфункции в скелетной мускулатуре мышей с экспериментальным сахарным диабетом 2 типа и увеличивает скорость утилизации глюкозы при проведении глюкозотолерантного теста.

3. Алиспоривир нормализует митохондриальную функцию, тем самым способствуя увеличению устойчивости клеток первичной культуры легочных эндотелиоцитов мышей к условиям гипергликемии.

Достоверность полученных результатов

Сформулированные научные положения, выводы и рекомендации обоснованы теоретическими решениями и экспериментальными данными, полученными в работе, базируются на доказанных экспериментами выводах и подтверждаются статистическими расчетами с использованием современных методов обработки информации и статистического анализа. Представленные результаты воспроизводимы и статистически значимы. Важным подтверждением достоверности полученных результатов выступает использование достаточного

количества современных и адекватных методов исследования, отвечающих поставленным целям и задачам.

Апробация результатов исследования

Результаты исследовательской работы были представлены на 24-ой Международной Пущинской школе-конференции молодых ученых «БИОЛОГИЯ-Наука XXI века" (Пущино, Россия, 2020), Всероссийской научной конференции «Современные проблемы естественных наук и медицины» (Йошкар-Ола, 2020 и 2022), XV международной научной конференции "Актуальные вопросы биологической физики и химии", (Севастополь, Россия 2020), VI Съезде биофизиков России (Сочи, 2019), Международной конференции «Рецепторы и внутриклеточная сигнализация» (Пущино, Россия, 2021), IX Российской, с международным участием, конференции по управлению движением, посвященной 95-летию со дня рождения И. Б. Козловской (Казань, 2022).

Личный вклад автора

Научные положения и выводы диссертации базируются на результатах собственных исследований автора и на данных, полученных при его непосредственном участии на всех этапах исследования, включая планирование, выполнение экспериментов, обработку полученных данных, а также оформление и публикацию результатов. Эксперименты по электронной микроскопии проводились совместно с к.б.н. И.Б. Михеевой (ИТЭБ РАН). Совместно с м.н.с. Д.А. Серовым (ИБК РАН) осуществлялось изолирование и культивирование эндотелиальных клеток, а также эксперименты по конфокальной микроскопии с использованием оборудования Сектора Оптической микроскопии и спектрофотометрии центра коллективного пользования ФИЦ ПНЦБИ РАН. Материалы, вошедшие в совместные публикации, обсуждались с соавторами и руководителем диссертационной работы.

Связь работы с научными программами

Представленные результаты были получены при выполнении исследований в рамках гранта РНФ 20-15-00120 (рег. № АААА-А20-120052190004-2) «Митохондриальные транспортные системы как фармакологические мишени для коррекции сахарного диабета II типа» (руководитель - Белослудцев К.Н.).

Публикации по теме исследования

По теме диссертационного исследования были опубликованы 4 статьи в ведущих научных журналах, входящих в перечень ВАК, Web of Science и Scopus, и 7 тезисов докладов научных конференций всероссийского и международного уровней.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Сахарный диабет 2 типа: патогенез и осложнения

Сахарный диабет 2 типа (СД2) - заболевание, обусловленное нарушением секреции инсулина, инсулинорезистентностью или комбинацией данных факторов, при котором происходят изменения регуляции метаболизма углеводов, липидов и белков. Среди основных типов диабета СД2 встречается гораздо чаще и на его долю приходится до 90% всех случаев заболевания. За последние несколько десятилетий произошло стремительное развитие в понимании этиологии и патогенеза СД2. Так, его основная причина связана с прогрессирующим нарушением секреции инсулина Р-клетками поджелудочной железы, чему, как правило, предшествовало наличие инсулинорезистенстности в скелетной мускулатуре, печени и жировой ткани (DeFronzo et а1., 2015).

1.1.1 Эпидемиология

Согласно данным Всемирной организации здравоохранения (ВОЗ), сахарный диабет является хроническим метаболическим заболеванием, которое характеризуется повышенным уровнем глюкозы в крови, что в последствии становится причиной поражения сердца, почек, сосудов, глаз и нервной системы. Более 90% случаев сахарного диабета относится к СД2, при котором наблюдается дефицит секреции инсулина островковыми клетками (Р-клетками) поджелудочной железы, тканевая инсулинорезистентность (ИР) или неадекватный компенсаторный эффект при выработке инсулина (ОаНс1а-Оагс1а et а!., 2020). В процессе развития заболевания имеющийся уровень секреции инсулина не способствует поддержанию гомеостаза глюкозы в крови, вызывая таким образом гипергликемию. Пациенты с диагнозом СД2 преимущественно обладают ожирением или повышенным процентом содержания жира в организме, чаще всего в абдоминальной области. Кроме того, при данном состоянии жировая ткань принимает участие в развитии ИР посредством различных воспалительных механизмов, а также повышенного высвобождения свободных жирных кислот (СЖК) и нарушения регуляции адипокинов. Наряду с повсеместным ростом

случаев ожирения к основным факторам, обуславливающим эпидемию СД2, также относятся малоподвижный образ жизни, высококалорийное питание и увеличение продолжительности жизни населения, что в совокупности привело к четырехкратному увеличению заболеваемости и распространенности СД2 (Chatterjee et al., 2017; NCD Risk Factor Collaboration, 2016).

Современные эпидемиологические данные указывают на тревожные прогнозы развития СД2. Так, в отчетах Международной федерации диабета (IDF) было показано, что в 2021 году 6,7 миллионов человек погибли от диабета и его осложнений; 537 миллионам взрослых в возрасте от 20 до 79 был поставлен данный диагноз, а к 2045 году число людей с СД может возрасти до 783 миллионов. Кроме того, на борьбу с сахарным диабетом и вызванными им осложнениями приходятся основные статьи расходов в системах здравоохранения по всему миру. Из-за диабета расходы на здравоохранение составили не менее 966 миллиардов долларов, что на 316% больше, чем за последние 15 лет. При этом, вероятно, имеющиеся данные не отражают полную картину распространенности этого заболевания, так как 1 из 10 взрослых живет с СД2, а примерно половине из них диагноз не поставлен (International Diabetes Federation, 2021).

1.1.2 Этиология

Факторы риска, приводящие к развитию СД2, представляют собой сложную комбинацию генетических, метаболических и экологических параметров, которые взаимодействуя друг с другом, способствуют распространению данного заболевания. Индивидуальная предрасположенность к сахарному диабету 2 типа, обусловленная немодифицируемыми факторами риска (принадлежность к этнической группе, семейная история болезней/генетическая предрасположенность), опирается на сильную генетическую составляющую. Однако данные эпидемиологических исследований указывают на то, что большое количество случаев СД2 может быть предотвращено посредством воздействия на модифицируемые факторы риска, к которым относятся ожирение, низкая

физическая активность и несбалансированное питание (Hu et al., 2001; Schellenberg et al., 2013).

1.1.3 Патогенез

СД2 — многофакторное заболевание, вызываемое как генетическими факторами, так и факторами извне. Патофизиологические изменения, происходящие при развитии диабета 2 типа, характеризуются дисфункцией ß-клеток, резистентностью к инсулину и хроническим воспалением, которые в процессе прогрессирования заболевания затрудняют поддержание физиологического уровня глюкозы в крови и становятся причиной микро- и макрососудистых осложнений. Эти изменения, в свою очередь, приводят к гипергликемии, дислипидемии, нарушению поглощения аминокислот и продукции АТФ в периферических тканях, и повышенной продукции глюкагона, что способствует усилению гипергликемии и гиперлипидемии (Reed et al., 2021). Согласно современным представлениям, существует 11 взаимосвязанных патогенетических путей (рис. 1), приводящих к развитию гипергликемии и способствующих развитию диабета (Schwartz et al., 2016).

Эти пути могут быть вызваны генетической предрасположенностью к ИР, восприимчивостью к действию внешних факторов или иммунной дисрегуляцией и воспалением генетически предрасположенных дисфункциональных ß-клеток. Пути, способствующие дисфункции ß-клеток, могут затрагивать печень, мышцы и жировую ткань (связаны с ИР), а также мозг, толстый кишечник и иммунную систему. Это приводит к развитию гипергликемии, опосредованной повышенной секрецией глюкагона, а также сниженными синтезом инсулина, эффектом инкретина и уровнем амилина. Даже незначительная гипергликемия, вызванная дисфункцией ß-клеток, может привести к активации SGLT-2 в почках и увеличить тем самым уровень сахара в крови (DeFronzo et al., 2012). Вне зависимости от механизма возникновения, гипергликемия приводит к глюкозотоксичности, ухудшая функционирование ß-клеток в большей степени.

Рисунок 1 - Патофизиологические пути, приводящие к развитию гипергликемии

при СД2 (Schwartz et al., 2016)

Многие из них опосредуют дисфункцию Р-клеток: печень, мышцы, жировая ткань дополнительно связаны с ИР (указаны красным) и мозг, толстый кишечник/биом, иммунная дисрегуляция/воспаление (указаны синим). Другим предшествовала дисфункция Р-клеток (показаны зеленым цветом).

Генетической предрасположенности отводится важная роль в риске развития СД2. В течение последнего десятилетия было проведено несколько связанных с СД2 полногеномных исследований, согласно которым сахарный диабет 2 типа имеет сложную полигенную природу. При этом большинство изменений затрагивают локусы, ответственные за секрецию инсулина, в меньшей степени - опосредующие снижение его действие (McCarthy et al., 2010; Fuchsberger et a!., 2016). Dimas с коллегами систематизировали эти кластеры с учетом их потенциальных промежуточных механизмов в патофизиологии СД2: четыре варианта относятся к явной картине развития ИР, два ответственны за снижение продукции инсулина при проявляющейся натощак гипергликемии, следующий кластер отражает локусы, влияющие на процессинг и секрецию

инсулина без изменений уровня сахара в крови натощак, а один изменяет процессинг инсулина. Последняя группа объединяет 20 локусов, связанных с риском развития заболевания и не оказывающих заметного влияния на гликемические показатели (Dimas et al., 2014). При этом взаимодействия между локусами, определяющими предрасположенность к СД2, и факторами окружающей среды в некоторых случаях могут объяснить отсутствие наследуемости данного заболевания (Franks et al., 2013).

1.2 Функционирование р-клеток при СД2

В островках Лангерганса человека Р-клетки занимают около 60%, они смешаны с продуцирующими глюкагон а-клетками (30%) и синтезирующими соматостатин 5-клетками (10%), а также клетками, ответственными за производство полипептидов поджелудочной железы (1%) (Cabrera et al., 2006). В структуре островка Р-клетки образуют отдельные субкластеры, поддерживающие функциональные связи посредством щелевых контактов (Hodson et al., 2013). Один островок содержит в своем составе 100-500 мкЕд инсулина, таким образов эндокринная часть поджелудочной железы (~1 миллион островков весом 0,9 г) несет в себе запас инсулина, эквивалентный 10-дневной норме для взрослого здорового человека (Brandhorst et al., 1998).

В образцах умерших пациентов с диагностированным СД2 масса Р-клеток снижена на 30-40% в сравнении с не имевшими диабета людьми (Rahier et al., 2008). Однако значения морфометрических показателей у людей с СД2 и без него имели широкую степень перекрытия, а полученная разница в массе клеток на основе иммуноокрашивания инсулином может быть связана с дегрануляцией Р-клеток (Marselli et al., 2014). Считается, что снижение количества инсулин-продуцирующих клеток вызвано апоптозом и нарушением регуляции аутофагии (Al-Goblan et al., 2014). При этом пролиферация Р-клеток в островках при диабете и без него, по-видимому, не отличается, а вопрос об изменении неогенеза при СД2 остается открытым. Также известно, что повреждения сосудов и отложение

амилоида вносят вклад в изменения цитоархитектуры островков при СД2, в особенности при его длительном течении (Gupta et al., 2014).

Характерной особенностью прогрессирования СД2 являются долгосрочное повышение уровня сахара в крови и высокое содержание свободных жирных кислот, что в совокупности приводит к глюколипотоксичности, способствующей повреждению инсулин-продуцирующих клеток посредством усиления окислительного стресса. Воспаление островков, возникающее на фоне избытка СЖК, вызывает метаболический коллапс в Р-клетках, что приводит к синтезу цитокинов и привлечению иммунных клеток к месту повреждения. Вышеперечисленные факторы инициируют дисфункцию Р-клеток, в результате которой нарушается секреция инсулина (Himanshu et al., 2020).

1.2.1 Инсулинорезистентность

Р-клетки ежеминутно регулируют высвобождение инсулина для поддержания нормогликемии в ответ на меняющиеся потребности организма (циклы голодания/приема пищи, физические нагрузки, стресс), получая сигналы от субстратов (глюкоза, СЖК, аргинин, фруктоза, аминокислоты), гормонов и нервных окончаний. Такая адаптация характеризуется рядом индивидуальных различий. В свою очередь, снижение передачи сигналов от инсулина, особенно к белкам субстрата инсулинового рецептора (IRS)/ фосфоинозитид-3-киназ (PI3K)/ протеинкиназы В (PKB) способствует развитию инсулинорезистентности, которая может влиять на метаболические действия гормона (Wondmkun, 2020).

ИР проявляется как снижение метаболического ответа инсулинозависимых клеток к его действию, или на системном уровне как нарушение/снижение ответа циркулирующего инсулина на уровень глюкозы в крови (Czech, 2017). В соответствии с характерными особенностями выделяют три категории ИР или инсулинодефицитных состояний, при которых: 1) секреция инсулина Р-клетками снижена; 2) в плазме присутствуют антагонисты инсулина, представленные или контррегуляторными гормонами, или негормональными соединениями, нарушающими рецепторы инсулина или передачу сигнала; 3) нарушен

инсулиновый ответ в тканях мишенях (Pearson et al., 2016). Эффекты инсулина после приема пищи зависят от влияния дополнительных факторов, включая действия гормона роста и инсулиноподобного фактора роста (ИФР-1). В период голодания инсулиновая реакция подавляется глюкагоном, глюкокортикоидами и катехоламинами, предотвращая гипогликемию. Соотношение инсулин/глюкагон играет важную роль в поддержании нормогликемии, оказывая влияние на степень фосфорилирования ферментов в регуляторных сигнальных путях. А избыточная секреция гормонов может быть ответственна за индукцию ИР (Wilcox, 2005).

Ожирение и отсутствие физической активности также способствуют развитию резистентности к инсулину, а вместе с генетической предрасположенностью создают дополнительную нагрузку на ß-клетки, нарушая их функционирование и снижая секрецию инсулина (DeFronzo and Abdul-Ghani, 2011; Kahn et al., 2014). ИР предшествует развитию СД2 на несколько лет и присутствует не только в мышцах и печени (ответственны за метаболизм большей части поступающей глюкозы) (Ferrannini, 2010), но и в жировой ткани (Guilherme et al., 2008), желудочно-кишечном тракте (Honka et al., 2013), почках (Gerich et al., 2001), сосудах (Meijer et al., 2012), мозге (Kleinridders et al., 2014) и ß-клетках поджелудочной железы (Oliveira et al., 2014). Нарушения передачи инсулинового сигнала, транспорта и фосфорилирования глюкозы, синтеза гликогена, активности пируватдегидрогеназного комплекса и окислительного фосфорилирования в митохондриях вносят вклад в развитие ИР в мышцах (Samuel, and Shulman, 2012). Резистентность к инсулину в печени наравне с его дефицитом, гиперглюкагонемией, повышенной чувствительностью к глюкагону и избыточным поступлением субстратов (жирные кислоты, лактат, глицерин, аминокислоты) способствуют усилению глюконеогенеза, опосредующего высокий базальный уровень синтеза глюкозы и гипергликемию натощак (Samuel et al., 2009). Состояние гипергликемии натощак также поддерживается ИР и усиленным глюконеогенезом в почках. В свою очередь, постпрандиальная гипергликемия при СД2 обусловлена нарушенным подавлением глюконеогенеза и

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Старинец Влада Сергеевна, 2023 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Белосуслудцев, К.Н. Возможный механизм образования и регуляции пальмитат-индуцированной циклоспорин А-нечувствительной митохондриальной поры / К.Н. Белослудцев, Н.В. Белослудцева, Г.Д. Миронова // Биохимия. - 2005. - № 7. - с. 987-994.

2. Кроненберг, Г.М. Сахарный диабет и нарушения углеводного обмена / Г.М. Кроненберг, Ш. Мелбед, К.С. Полонски, П.Р. Ларсен; под общ. ред. Дедов И.И., Мельниченко Г.А. - Москва: Рид Элсивер, 2010. - 448 с.

3. Adams, S.H. Emerging perspectives on essential amino acid metabolism in obesity and the insulin-resistant state / S.H. Adams // Adv. Nutr. - 2011. - Vol. 2. - P. 445-456.

4. Alavian, K. N. An uncoupling channel within the csubunit ring of the F1FO ATP synthase is the mitochondrial permeability transition pore / K.N. Alavian, G. Beutner, E. Lazrove, S. Sacchetti, H.A. Park, P. Licznerski, E.A. Jonas // Proc Natl Acad Sci USA. - 2014. - Vol. 111(29). - P. 10580-10585.

5. Alcala, S. A high-throughput screening for mammalian cell death effectors identifies the mitochondrial phosphate carrier as a regulator of cytochrome c release / S. Alcala, M. Klee, J. Fernandez, A. Fleischer, F.X. Pimentel-Muinos // Oncogene. - 2008. - Vol. 27(1). - P. 44-54.

6. Al-Goblan, A.S. Mechanism linking diabetes mellitus and obesity / A.S. Al-Goblan, M.A. Al-Alfi, M.Z. Khan // Diabetes, Metabolic Syndrome and Obesity. -2014. - Vol. 7. - P. 587-591.

7. Andreyev, A.Y. Mitochondrial ROS metabolism: 10 years later / A.Y. Andreyev, Y.E. Kushnareva, A.N. Murphy, A.A. Starkov // Biochemistry. - 2015. - Vol. 80 -P. 517-531.

8. Anello, M. Functional and morphological alterations of mitochondria in pancreatic beta cells from type 2 diabetic patients / M. Anello, R. Lupi, D. Spampinato, S.

Piro, M. Masini, U. Boggi, P. Marchetti // Diabetologia - 2005. - Vol. 48. - P. 282-289.

9. Antoniel, M. The unique histidine in OSCP subunit of FATP synthase mediates inhibition of the permeability transition pore by acidic pH / M. Antoniel, K. Jones, S. Antonucci, B. Spolaore, F. Fogolari, V. Petronilli, P. Bernardi // EMBO Reports. - 2018. - Vol. 19(2). - P. 257-268.

10. Ayala, J.E. Standard operating procedures for describing and performing metabolic tests of glucose homeostasis in mice / J.E. Ayala, V.T. Samuel, G.J. Morton, S. Obici, C.M. Croniger, G.I. Shulman, NIH Mouse Metabolic Phenotyping Center Consortium // Dis Model Mech. - 2010. - Vol. 3. - P. 525-534.

11. Azarashvili, T. Potential role of subunit c of F0F1-ATPase and subunit c of storage body in the mitochondrial permeability transition. Effect of the phosphorylation status of subunit c on pore opening / T. Azarashvili, I. Odinokova, A. Bakunts, V. Ternovsky, O. Krestinina, J. Tyynela, N.E. Saris // Cell Calcium. - 2014. - Vol. 55(2). - P. 69-77.

12. Bagnati, M. Glucolipotoxicity initiates pancreatic beta-cell death through TNFR5/CD40-mediated STAT1 and NF-kappaB activation / M. Bagnati, B.W. Ogunkolade, C. Marshall, C. Tucci, K. Hanna, T.A. Jones, M.D. Turner // Cell Death Dis. - 2016. - Vol. 7. - P. e2329.

13. Baines, C.P. Voltage-dependent anion channels are dispensable for mitochondrial-dependent cell death / C.P. Baines, R.A. Kaiser, T. Sheiko, W.J. Craigen, J.D. Molkentin // Nature Cell Biology. - 2007. - Vol. 9(5). - P. 550-555.

14. Bakker, W. Endothelial dysfunction and diabetes: roles of hyperglycemia, impaired insulin signaling and obesity / W. Bakker, E.C. Eringa, P. Sipkema, V.W. van Hinsbergh // Cell Tissue Res. - 2009. - Vol. 335(1). - P. 165-189.

15. Bakula, D. MitophAging: Mitophagy in aging and disease / D. Bakula, M. Scheibye-Knudsen // Front. Cell Dev. Biol. - 2020. - Vol. 8. - P. 239.

16. Barrett, E. J. Insulin regulates its own delivery to skeletal muscle by feed-forward actions on the vasculature / E.J. Barrett, H. Wang, C.T. Upchurch, Z. Liu // Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. - 2011. - Vol. 301. - P. E252-E263.

17. Bauer, T.M. Role of mitochondrial calcium and the permeability transition pore in regulating cell death / T.M. Bauer, E. Murphy // Circ. Res. - 2020. - Vol. 126. - P. 280-293.

18. Belosludtsev, K.N. Diabetes mellitus, mitochondrial dysfunction and Ca2+-dependent permeability transition pore / K.N. Belosludtsev, N.V. Belosludtseva, M.V. Dubinin // Int. J. Mol. Sci. - 2020. - Vol. 21. - P. 6559.

19. Belosludtsev, K.N. Itaconic acid impairs the mitochondrial function by the inhibition of complexes II and IV and induction of the permeability transition pore opening in rat liver mitochondria / K.N. Belosludtsev, N.V. Belosludtseva, E.A. Kosareva, E.Y. Talanov, S.V. Gudkov, M.V. Dubinin // Biochimie. - 2020. - Vol. 176. - P.150-157.

20. Belosludtsev, K.N. Mitochondrial Ca2+ transport: Mechanisms, molecular structures, and role in cells / K.N. Belosludtsev, M.V. Dubinin, N.V. Belosludtseva, G.D. Mironova // Biochemistry. - 2019. - Vol. 84. - P. 593-607.

21. Belosludtsev, K.N. Transport of Ca2+ and Ca2+-Dependent permeability transition in rat liver mitochondria under the streptozotocin-induced type I diabetes / K.N. Belosludtsev, E.Y. Talanov, V.S. Starinets, A.V. Agafonov, M.V. Dubinin, N.V. Belosludtseva // Cells. - 2019. - Vol. 8. - P. 1014.

22. Belosludtseva, N.V. The Effect of S-15176 Difumarate Salt on Ultrastructure and Functions of Liver Mitochondria of C57BL/6 Mice with Streptozotocin/High-Fat Diet-Induced Type 2 Diabetes / N.V. Belosludtseva, V.S. Starinets, L.L. Pavlik, I.B. Mikheeva, M.V. Dubinin, K.N. Belosludtsev // Biology. - 2020. - Vol. 9. - P. 309.

23. Berezhnov, A.V. Intracellular pH modulates autophagy and mitophagy / A.V. Berezhnov, M.P. Soutar, E.I. Fedotova, M.S. Frolova, H. Plun-Favreau, V.P. Zinchenko, A.Y. Abramov // J. Biol Chem. - 2016. - Vol. 291. - P. 8701-8708.

24. Bernardi, P. Modulation of the mitochondrial permeability transition pore. Effect of protons and divalent cations / P. Bernardi, S. Vassanelli, P. Veronese, R. Colonna, I. Szabo, M. Zoratti // J Biol Chem. - 1992. - Vol. 267(5). - P. 29342939.

25. Bernardi, P. The mitochondrial permeability transition from in vitro artifact to disease target / P. Bernardi, A. Krauskopf, E. Basso, V. Petronilli, E. Blachly-Dyson, F. Di Lisa, M.A. Forte // FEBS J. - 2006. - Vol. 273(10). - P. 2077-2099.

26. Beutner, G. Complexes between porin, hexokinase, mitochondrial creatine kinase and adenylate translocator display properties of the permeability transition pore. Implication for regulation of permeability transition by the kinases / G. Beutner, A. Ruck, B. Riede, D. Brdiczka // Biochimica et Biophysica Acta. - 1998. - Vol. 1368(1). - P. 7-18.

27. Bhansali, S. Alterations in mitochondrial oxidative stress and mitophagy in subjects with prediabetes and type 2 diabetes mellitus / S. Bhansali, A. Bhansali, R. Walia, U.N. Saikia, V. Dhawan // Front. Endocrinol. - 2017. - Vol. 8. - P. 347.

28. Bierhaus, A. Loss of pain perception in diabetes is dependent on a receptor of the immunoglobulin superfamily / A. Bierhaus, K.M. Haslbeck, P.M. Humpert, B. Liliensiek, T. Dehmer, M. Morcos, P.P. Nawroth // J Clin Invest. - 2004. - Vol. 114. - P. 1741-1751.

29. Bombicino, S.S. Diabetes impairs heart mitochondrial function without changes in resting cardiac performance / S.S. Bombicino, D.E. Iglesias, I. Mikusic, V. D'Annunzio, R.J. Gelpi, A. Boveris, L.B. Valdez // Int. J. Biochem. Cell Biol. -2016. - Vol. 81. - P. 335-345.

30. Bonora, M. Mitochondrial permeability transition involves dissociation of F1FO ATP synthase dimers and C-ring conformation / M. Bonora, C. Morganti, G. Morciano, G. Pedriali, M. Lebiedzinska-Arciszewska, G. Aquila, P. Pinton // EMBO Reports. - 2017. - Vol. 18(7). - P. 1077-1089.

31. Bonora, M. Role of the c subunit of the FO ATP synthase in mitochondrial permeability transition / M. Bonora, A. Bononi, E. de Marchi, C. Giorgi, M. Lebiedzinska, S. Marchi, P. Pinton // Cell Cycle. - 2013. - Vol. 12(4). - P. 674683.

32. Boudina, S. Mitochondrial uncoupling: A key contributor to reduced cardiac efficiency in diabetes / S. Boudina, E.D. Abel // Physiology. - 2006. - Vol. 21. -P. 250-258.

33. Boudina, S. UCP3 regulates cardiac efficiency and mitochondrial coupling in high fat-fed mice but not in leptin-deficient mice / S. Bouina, Y.H. Han, S. Pei, T.J. Tidwell, B. Henrie, J. Tuinei, E.D. Abel // Diabetes. - 2012. - Vol. 61. - P. 32603269.

34. Bradford, M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding / M.M. Bradford // Anal Biochem. - 1976. - Vol. 72. - P. 248-254.

35. Brandhorst, H. Assessment of intracellular insulin content during all steps of human islet isolation procedure / H. Brandhorst, D. Brandhorst, M. D. Brendel, B.J. Hering, R.G. Bretzel // Cell Transplant. - 1998. - Vol. 7. - P. 489-495.

36. Brownlee, M. The pathobiology of diabetic complications: a unifying mechanism / M. Brownlee // Diabetes. - 2005. - Vol. 54. - P. 1615-1625.

37. Brun, T. AMPK profiling in rodent and human pancreatic beta-cells under nutrient-rich metabolic stress / T. Brun, C. Jimenez-Sanchez, J.G.S. Madsen, N. Hadadi, D. Duhamel, C. Bartley, P. Maechler // Int. J. Mol. Sci. - 2020. - Vol. 21. - P. 3982.

38. Brun, T. Diabetogenic milieus induce specific changes in mitochondrial transcriptome and differentiation of human pancreatic islets / T. Brun, N. Li, A.A. Jourdain, P. Gaudet, D. Duhamel, J. Meyer, P. Maechler // Hum. Mol. Genet. -2015. - Vol. 24. - P. 5270-5284.

39. Burman, J.L. Mitochondrial fission facilitates the selective mitophagy of protein aggregates / J.L. Burman, S. Pickles, C. Wang, S. Sekine, J. Vargas, Z. Zhang, R.J. Youle // J. Cell Biol. - 2017. - Vol. 216. - P. 3231-3247.

40. Cabrera, O. The unique cytoarchitecture of human pancreatic islets has implications for islet cell function / O. Cabrera, D.M. Berman, N.S. Kenyon, C. Ricordi, P.O. Berggren, A. Caicedo // Proc Natl Acad Sci USA. - 2006. - Vol. 103(7). - P. 2334-2339.

41. Campello, S. Mitochondrial shape changes: Orchestrating cell pathophysiology / S. Campello, L. Scorrano // EMBO Rep. - 2010. - Vol. 11. - P. 678-684.

42. Carraro, M. The unique cysteine of F-ATP synthase OSCP subunit participates in modulation of the permeability transition pore / M. Carraro, K. Jones, G. Sartori, M. Schiavone, S. Antonucci, R. Kucharczyk, P. Bernardi // Cell Reports. - 2020. -Vol. 32(9). - P. 108095.

43. Castillo, E.C. Mitochondrial hyperacetylation in the failing hearts of obese patients mediated partly by a reduction in SIRT3: the involvement of the mitochondrial permeability transition pore / E.C. Castillo, J.A. Morales, H. Chapoy-Villanueva, C. Silva-Platas, N. Trevino-Saldana, C.E. Guerrero-Beltran, G. Garcia-Rivas // Cellular Physiology and Biochemistry. - 2019. - Vol. 53(3). - P. 465-479.

44. Cetinkalp, S. Insulin resistance in brain and possible therapeutic approaches / S. Cetinkalp, I.Y. Simsir, S. Ertek // Curr Vasc Pharmacol. - 2014. - Vol. 12(4). - P. 553-564.

45. Chait, A. Diabetes and atherosclerosis: is there a role for hyperglycemia? / A. Chait, K.E. Bornfeldt // J Lipid Res. - 2009. - Vol. 50. - P. S335-339.

46. Chan, D.C. Mitochondrial dynamics and its involvement in disease / D.C. Chan // Annu. Rev. Pathol. - 2020. - Vol. 15. - P. 235-259.

47. Chan, K.M. The effect of streptozocin-induced diabetes on the plasma membrane calcium uptake activity of rat liver / K.M. Chan, K.D. Junger // Diabetes. - 1984. -Vol. 33. - P. 1072-1077.

48. Chatterjee, S. Type 2 diabetes / S. Chatterjee, K. Khunti, M.J. Davies // Lancet. -2017. - Vol. 389. - P. 2239-2251.

49. Chen, G. Mitophagy: an emerging role in aging and age-associated diseases / G. Chen, G. Kroemer, O. Kepp // Front Cell Dev Biol. - 2020. - Vol. 8. - P. 200.

50. Chen, M.W. Targeting the mitochondrial permeability transition pore for neuroprotection in a piglet model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy / M.W. Chen, P. Santos, E. Kulikowicz, R.C. Koehler, J.K. Lee, L.J. Martin // Journal of Neuroscience Research. - 2021. - Vol. 99(6). - P. 1550-1564.

51. Chiaradonna, F. The nutrient-sensing hexosamine biosynthetic pathway as the hub of cancer metabolic rewiring / F. Chiaradonna, F. Ricciardiello, R. Palorini // Cells. - 2018. - Vol. 7(6). - P. 53.

52. Cinti, F. Evidence of ß-Cell Dedifferentiation in Human Type 2 Diabetes / F. Cinti, R. Bouchi, J.Y. Kim-Muller, Y. Ohmura, P.R. Sandoval, M. Masini, D. Accili // J Clin Endocrinol Metab. - 2016. - Vol. 101(3). - P. 1044-54.

53. Copps, K.D. Regulation of insulin sensitivity by serine/threonine phosphorylation of insulin receptor substrate proteins IRS1 and IRS2 / K.D. Copps, M.F. White // Diabetologia. - 2012. - Vol. 55. - P. 2565-2582.

54. Cortes-Rojo, C. Interplay between NADH oxidation by complex I, glutathione redox state and sirtuin-3, and its role in the development of insulin resistance / C. Cortes-Rojo, M.A. Vargas-Vargas, B.E. Olmos-Orizaba, A.R. Rodriguez-Orozco, E. Calderon-Cortes // Biochim. Biophys. Acta Mol. Basis Dis. - 2020. - Vol. 1866. - P. 165801.

55. Czech, M.P. Insulin action and resistance in obesity and type 2 diabetes / M.P. Czech // Nat. Med. - 2017. - Vol. 23. - P. 804-814.

56. D'Souza, A.M. Suppressing hyperinsulinemia prevents obesity but causes rapid onset of diabetes in leptin-deficient Lep(ob/ob) mice / A.M. D'Souza, J.D. Johnson, S.M. Clee, T.J. Kieffer // Mol. Metab. - 2016. - Vol. 5. - P. 1103-1112.

57. Daum, B. Age-dependent dissociation of ATP synthase dimers and loss of innermembrane cristae in mitochondria / B. Daum, A. Walter, A. Horst, H.D. Osiewacz, W. Kuhlbrandt // Proc Natl Acad Sci USA. - 2013. - Vol. 110(38). - P. 1530115306.

58. Davidson, A.M. Liver mitochondrial pyrophosphate concentration is increased by Ca2+ and regulates the intramitochondrial volume and adenine nucleotide content / A.M. Davidson, A.P. Halestrap // Biochemical Journal. - 1987. - Vol. 246(3). - P. 715-723.

59. De Rosa, S. Type 2 diabetes mellitus and cardiovascular disease: genetic and epigenetic links / S. De Rosa, B. Arcidiacono, E. Chiefari, A. Brunetti, C. Indolfi, D.P. Foti // Front Endocrinol (Lausanne). - 2018. - Vol. 9. - P. 2.

60. De Wilde, A.H. Alisporivir inhibits MERS- and SARS-coronavirus replication in cell culture, but not SARS-coronavirus infection in a mouse model / A.H. de Wilde, D. Falzarano, J.C. Zevenhoven-Dobbe, C. Beugeling, C. Fett, C. Martellaro, E.J. Snijder // Virus Res. - 2017 - Vol. 228. - P. 7-13.

61. DeFronzo, R.A. Insulin resistance, lipotoxicity, type 2 diabetes and atherosclerosis: the missing links. The Claude Bernard Lecture 2009 / R.A. DeFronzo // Diabetologia. - 2010. - Vol. 53. - P. 1270-1287.

62. DeFronzo, R.A. Preservation of P-cell function: the key to diabetes prevention / R.A. DeFronzo, M.A. Abdul-Ghani // J. Clin. Endocrinol. Metab. - 2011. - Vol. 96. - P. 2354-2366.

63. DeFronzo, R.A. The role of the kidneys in glucose homeostasis: a new path towards normalizing glycaemia / R.A. DeFronzo, J.A. Davidson, S. Del Prato // Diabetes Obes Metab. - 2012. - Vol. 14(1). - P. 5-14.

64. DeFronzo, R.A. Type 2 diabetes mellitus / R.A. DeFronzo, E. Ferrannini, L. Groop, R.R. Henry, W.H. Herman, J.J. Holst, R. Weiss // Nat Rev Dis Primers. -2015. - Vol. 1. - P. 15019.

65. Denton, R.M. Regulation of mitochondrial dehydrogenases by calcium ions / R.M. Denton // Biochim. Biophys. Acta. - 2009. - Vol. 1787. - P. 1309-1316.

66. Devalaraja-Narashimha, K. Cyclophilin D gene ablation protects mice from ischemic renal injury / K. Devalaraja-Narashimha, A.M. Diener, B.J. Padanilam // American Journal of Physiology-Renal Physiology. - 2009. - Vol. 297(3). -P. F749-F759.

67. Dhingra, R. Impaired NF-kappaB signalling underlies cyclophilin D-mediated mitochondrial permeability transition pore opening in doxorubicin cardiomyopathy / R. Dhingra, M. Guberman, I. Rabinovich-Nikitin, J. Gerstein, V. Margulets, H. Gang, L.A. Kirshenbaum // Cardiovascular Research. - 2020. - Vol. 116(6). - P. 1161-1174.

68. Di Meo, S. Skeletal muscle insulin resistance: role of mitochondria and other ROS sources / S. Di Meo, S. Iossa, P. Venditti // Journal of Endocrinology. - 2017. -Vol. 233(1). - P. R15-R42.

69. Diaz-Juarez, J. Expression of the mitochondrial calcium uniporter in cardiac myocytes improves impaired mitochondrial calcium handling and metabolism in simulated hyperglycemia / J. Diaz-Juarez, J. Suarez, F. Cividini, B.T. Scott, T. Diemer, A. Dai, W.H. Dillmann // Am. J. Physiol. Cell Physiol. - 2016. - Vol. 311. - P. C1005-C1013.

70. Dimas, A.S. Impact of type 2 diabetes susceptibility variants on quantitative glycemic traits reveals mechanistic heterogeneity / A.S. Dimas, V. Lagou, A.

Barker, J.W. Knowles, R. Magi, M.F. Hivert, I. Prokopenko // Diabetes. - 2014. -Vol. 63. - P. 2158-2171.

71. Docrat, T.F. The protective effect of metformin on mitochondrial dysfunction and endoplasmic reticulum stress in diabetic mice brain / T.F. Docrat, S. Nagiah, N. Naicker, S. Baijnath, S. Singh, A.A. Chuturgoon // Eur. J. Pharmacol. - 2020. -Vol. 875. - P. 173059.

72. Draznin, B. Possible role of cytosolic free calcium concentrations in mediating insulin resistance of obesity and hyperinsulinemia / B. Draznin, K.E. Sussman, R.H. Eckel, M. Kao, T. Yost, N.A. Sherman // J. Clin. Investig. - 1988. - Vol. 82.

- P. 1848-1852.

73. D'Souza, D.M. Diabetic myopathy: impact of diabetes mellitus on skeletal muscle progenitor cells / D.M. D'Souza, D. Al-Sajee, T.J. Hawke // Front Physiol. - 2013.

- Vol. 4. - P. 379.

74. Du, H. Cyclophilin D deficiency attenuates mitochondrial and neuronal perturbation and ameliorates learning and memory in Alzheimer's disease / H. Du, L. Guo, D. Chen, A.A. Sosunov, G.M. McKhann, Y. Yan, S.D. Yan // Nat Med. -2008. - Vol. 14(10). - P.1097-1105.

75. Dubinin, M.V. Alisporivir Improves Mitochondrial Function in Skeletal Muscle of mdx Mice but Suppresses Mitochondrial Dynamics and Biogenesis / M.V. Dubinin, V.S. Starinets, E.Y. Talanov, I.B. Mikheeva, N.V. Belosludtseva, K.N. Belosludtsev // Int J Mol Sci. - 2021. - Vol. 22(18). - P.9780.

76. Dubinin, M.V. Comparison of structural properties of cyclosporin A and its analogue alisporivir and their effects on mitochondrial bioenergetics and membrane behavior / M.V. Dubinin, V.A. Sharapov, A.I. Ilzorkina, S.V. Efimov, V.V. Klochkov, V.V. Klochkov, S.V. Gudkov, K.N. Belosludtsev // Biochim. Biophys. Acta. Biomembr. - 2022. - Vol. 1864. - P. 183972.

77. Dubinin, M.V. Duchenne muscular dystrophy is associated with the inhibition of calcium uniport in mitochondria and an increased sensitivity of the organelles to the calcium-induced permeability transition / M.V. Dubinin, E.Y. Talanov, K.S. Tenkov, V.S. Starinets, I.B. Mikheeva, M.G. Sharapov, K.N. Belosludtsev // Biochim. Biophys. Acta Mol. Basis Dis. - 2020. - Vol. 1866. - P. 165674.

78. Dubinin, M.V. Transport of Ca2+ and Ca2+-dependent permeability transition in heart mitochondria in the early stages of Duchenne muscular dystrophy / M.V. Dubinin, E.Y. Talanov, K.S. Tenkov, V.S. Starinets, I.B. Mikheeva, K.N. Belosludtsev // Biochim Biophys Acta Bioenerg. - 2020. - Vol. 1861(10). - P. 148250.

79. Durak, A. A SGLT2 inhibitor dapagliflozin suppresses prolonged ventricular-repolarization through augmentation of mitochondrial function in insulin-resistant metabolic syndrome rats / A. Durak, Y. Olgar, S. Degirmenci, E. Akkus, E. Tuncay, B. Turan // Cardiovasc. Diabetol. - 2018. - Vol. 17. - P. 144.

80. Eirin, A. A mitochondrial permeability transition pore inhibitor improves renal outcomes after revascularization in experimental atherosclerotic renal artery stenosis / A. Eirin, Z. Li, X. Zhang, J.D. Krier, J.R. Woollard, X.Y. Zhu, L.O. Lerman // Hypertension. - 2012. - Vol. 60(5). - P. 1242-1249.

81. El-Assaad, W. Saturated fatty acids synergize with elevated glucose to cause pancreatic beta-cell death / W. El-Assaad, J. Buteau, M.L. Peyot, C. Nolan, R. Roduit, S. Hardy, M. Prentki // Endocrinology. - 2003. - Vol. 144. - P. 41544163.

82. El-Daly, M. Hyperglycaemic impairment of PAR2-mediated vasodilation: Prevention by inhibition of aortic endothelial sodium-glucose-co-Transporter-2 and minimizing oxidative stress / M. El-Daly, V.K. Pulakazhi Venu, M. Saifeddine, K. Mihara, S. Kang, P. Fedak, M.D. Hollenberg // Vasc. Pharmacol. -2018. - Vol. 109. - P. 56-71.

83. Elrod, J.W. Cyclophilin D controls mitochondrial pore-dependent Ca(2+) exchange, metabolic flexibility, and propensity for heart failure in mice / J.W. Elrod, R. Wong, S. Mishra, R.J. Vagnozzi, B. Sakthievel, S. Goonasekera, J.D. Molkentin // Journal of Clinical Investigation. - 2010. - Vol. 120(10). -P. 36803687.

84. Fang, J.Y. In vivo rodent models of type 2 diabetes and their usefulness for evaluating flavonoid bioactivity / J.Y. Fang, C.H. Lin, T.H. Huang, S.Y. Chuang // Nutrients. - 2019. - Vol. 11(3). - P. 530.

85. Fauconnier, J. Insulin and inositol 1,4,5-trisphosphate trigger abnormal cytosolic Ca2+ transients and reveal mitochondrial Ca2+ handling defects in cardiomyocytes of ob/ob mice / J. Fauconnier, J.T. Lanner, S.J. Zhang, P. Tavi, J.D. Bruton, A. Katz, H. Westerblad // Diabetes. - 2005. - Vol. 54. - P. 2375-2381.

86. Feniouk, B.A. The role of subunit epsilon in the catalysis and regulation of FOF1-ATP synthase / B.A. Feniouk, T. Suzuki, M. Yoshida // Biochimica et Biophysica Acta. - 2006. - Vol. 1757(5-6). - P. 326-338.

87. Ferrannini, E. The stunned ß cell: a brief history / E. Ferrannini // Cell Metab. -2010. - Vol. 11. - P. 349-352.

88. Ferreira, F.M. Alterations of liver mitochondrial bioenergetics in diabetic Goto-Kakizaki rats / F.M. Ferreira, C.M. Palmeira, R. Sei?a, M.S. Santos // Metabolism. - 1999. - Vol. 48. - P. 1115-1119.

89. Ferreira, F.M. Diabetes induces metabolic adaptations in rat liver mitochondria: Role of coenzyme Q and cardiolipin contents / F.M. Ferreira, R. Sei?a, P.J. Oliveira, P.M. Coxito, A.J. Moreno, C.M. Palmeira, M.S. Santos // Biochim. Biophys. Acta. - 2003. - Vol. 1639. - P. 113-120.

90. Filla, L.A. Metabolomics in diabetic complications / L.A. Filla, J.L. Edwards // Mol Biosyst. - 2016. - Vol. 12(4). - P. 1090-105.

91. Flisiak, R. The cyclophilin inhibitor Debio-025 shows potent anti-hepatitis C effect in patients coinfected with hepatitis C and human immunodeficiency virus / R. Flisiak, A. Horban, P. Gallay, M. Bobardt, S. Selvarajah, A. Wiercinska-Drapalo, P. Scalfaro // Hepatology. - 2008. - Vol. 47. -P. 817-826.

92. Flisiak, R. Update on alisporivir in treatment of viral hepatitis C / R. Flisiak, J. Jaroszewicz, I. Flisiak, T. Lapin' ski // Expert Opin Investig Drugs. - 2012. - Vol. 21. - P. 375-382.

93. Folmes, C.D. Mitochondria in control of cell fate / C.D. Folmes, P.P. Dzeja, T.J. Nelson, A. Terzic // Circulation Research. - 2012. - Vol. 110(4). - P. 526-529.

94. Frances, D.E. Hyperglycemia induces apoptosis in rat liver through the increase of hydroxyl radical: new insights into the insulin effect / D.E. Frances, M.T. Ronco, J.A. Monti, P.I. Ingaramo, G.B. Pisani, J.P. Parody, C.E. Carnovale // J Endocrinol. - 2010. - Vol. 205(2). - P. 187-200.

95. Franks, P.W. Gene-environment and gene-treatment interactions in type 2 diabetes: Progress, pitfalls, and prospects / P.W. Franks, E. Pearson, J.C. Florez // Diabetes Care. - 2013. - Vol. 36. - P. 1413-1421.

96. Frezza, C. OPA1 controls apoptotic cristae remodeling independently from mitochondrial fusion / C. Frezza, S. Cipolat, O. de Brito, M. Micaroni, G.V. Beznoussenko, T. Rudka, L. Scorrano // Cell. - 2006. - Vol. 126. - P. 177-189.

97. Friedman, J.R. Mitochondrial form and function / J.R. Friedman, J. Nunnari // Nature. - 2014. - Vol. 505. - P. 335-343.

98. Fuchsberger, C. The genetic architecture of type 2 diabetes / C. Fuchsberger, J. Flannick, T.M. Teslovich, A. Mahajan, V. Agarwala, K.J. Gaulton, D.J. McCarthy // Nature. - 2016. - Vol. 536. - P. 41-47.

99. Fujimaki, S. Diabetes-induced dysfunction of mitochondria and stem cells in skeletal muscle and the nervous system / S. Fujimaki, T. Kuwabara // Int J Mol Sci. - 2017. - Vol. 18(10). - P. E2147.

100. Fujimaki, S. Diabetes-induced dysfunction of mitochondria and stem cells in skeletal muscle and the nervous system / S. Fujimaki, T. Kuwabara // Int. J. Mol. Sci. - 2017. - Vol. 18. - P. E2147.

101. Fujisawa, K. TZDs reduce mitochondrial ROS production and enhance mitochondrial biogenesis / K. Fujisawa, T. Nishikawa, D. Kukidome, K. Imoto, T. Yamashiro, H. Motoshima, E. Araki // Biochem. Biophys. Res. Commun. - 2009.

- Vol. 379. - P. 43-48.

102. Galicia-Garcia, U. Pathophysiology of Type 2 Diabetes Mellitus / U. Galicia-Garcia, A. Benito-Vicente, S. Jebari, A. Larrea-Sebal, H. Siddiqi, K.B. Uribe, C. Martin // Int J Mol Sci. - 2020. - Vol. 21(17). - P. 6275.

103. Garrick, R.A. Adenosine diphosphate and calcium stimulation of respiration in mitochondria from alloxan diabetic rats / R.A. Garrick, J.C. Hall // J. Cell Physiol.

- 1974. - Vol. 84. - P. 261-268.

104. Georgescu, A. Vascular dysfunction in diabetes: The endothelial progenitor cells as new therapeutic strategy / A. Georgescu // World Journal of Diabetes. - 2011. -Vol. 2(6). - P. 92-97.

105. Georgiadou, E. The pore-forming subunit MCU of the mitochondrial Ca2+ uniporter is required for normal glucose-stimulated insulin secretion in vitro and in vivo in mice / E. Georgiadou, E. Haythorne, M.T. Dickerson, L. Lopez-Noriega, T.J. Pullen, G. Silva Xavier, G.A. Rutter // Diabetologia. - 2020. - Vol. 63. - P. 1368-1381.

106. Geraldes, P. Activation of protein kinase C isoforms and its impact on diabetic complications / P. Geraldes, G.L. King // Circ Res. - 2010. - Vol. 106. - P. 13191331.

107. Gerbitz, K.D. Mitochondria and diabetes. Genetic, biochemical, and clinical implications of the cellular energy circuit / K.D. Gerbitz, K. Gempel, D. Brdiczka// Diabetes. - 1996. - Vol. 45(2). - P. 113-26.

108. Gerich, J.E. Renal gluconeogenesis: its importance in human glucose homeostasis / J.E. Gerich, C. Meyer, H.J. Woerle, M. Stumvoll // Diabetes Care. - 2001. - Vol. 24. - P. 382-391.

109. Giacco, F. Oxidative stress and diabetic complications / F. Giacco, M. Brownlee // Circ. Res. - 2010. - Vol. 107. - P. 1058-1070.

110. Giorgio, V. Cyclophilin D modulates mitochondrial F0F1-ATP synthase by interacting with the lateral stalk of the complex / V. Giorgio, E. Bisetto, M.E. Soriano, F. Dabbeni-Sala, E. Basso, V. Petronilli, G. Lippe // Journal of Biological Chemistry. - 2009. - Vol. 284(49). - P. 33982-33988.

111. Giorgio, V. Dimers of mitochondrial ATP synthase form the permeability transition pore / V. Giorgio, S. von Stockum, M. Antoniel, A. Fabbro, F. Fogolari, M. Forte, P. Bernardi // Proc Natl Acad Sci USA. - 2013. - Vol. 110(15). - P. 5887-5892.

112. Goldin, A. Advanced glycation end products:sparking the development of diabetic vascular injury / A. Goldin, J.A. Beckman, A.M. Schmidt, M.A. Creager // Circulation. - 2006. - Vol. 114. - Vol. - P. 597-605.

113. Gollmer, J. Mitochondrial mechanisms in diabetic cardiomyopathy / J. Gollmer, A. Zirlik, H. Bugger // Diabetes Metab. J. - 2020. - Vol. 44. - P. 33-53.

114. Gollmer, J. Mitochondrial Mechanisms in Diabetic Cardiomyopathy / J. Gollmer, A. Zirlik, H. Bugger // Diabetes Metab. J. - 2020. - Vol. 44. - P. 33-53.

115. Gomez, L. Inhibition of mitochondrial permeability transition improves functional recovery and reduces mortality following acute myocardial infarction in mice / L. Gomez, H. Thibault, A. Gharib, J.M. Dumont, G. Vuagniaux, P. Scalfaro, M. Ovize // Am J Physiol Heart Circ Physiol. - 2007. - Vol. 293(3). - P. H1654-61.

116. Guilherme, A. Adipocyte dysfunctions linking obesity to insulin resistance and type 2 diabetes // A. Guilherme, J.V. Virbasius, V. Puri, M.P. Czech // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. - 2008. - Vol. 9. - P. 367-377.

117. Gundersen, A.E. Altered mitochondrial network morphology and regulatory proteins in mitochondrial quality control in myotubes from severely obese humans with or without type 2 diabetes / A.E. Gundersen, B.A. Kugler, P.M. McDonald, A. Veraksa, J.A. Houmard, K. Zou // Appl. Physiol. Nutr. Metab. - 2020. - Vol. 45. - P. 283-293.

118. Gupta, D. Islet amyloid and type 2 diabetes: overproduction or inadequate clearance and detoxification? / D. Gupta, J. L. Leahy // J. Clin. Invest. - 2014. -Vol. 124. - P. 3292-3294.

119. Gutierrez-Aguilar, M. Genetic manipulation of the cardiac mitochondrial phosphate carrier does not affect permeability transition / M. Gutierrez-Aguilar, D.L. Douglas, A.K. Gibson, T.L. Domeier, J.D. Molkentin, C.P. Baines // Journal of Molecular and Cellular Cardiology. - 2014. - Vol. 72. - P. 316-325.

120. Halestrap, A.P. Calcium-dependent opening of a non-specific pore in the mitochondrial inner membrane is inhibited at pH values below 7. Implications for the protective effect of low pH against chemical and hypoxic cell damage / A.P. Halestrap // Biochem J. - 1991. - Vol. 278. - P. 715-719.

121. Halestrap, A.P. Elucidating the molecular mechanism of the permeability transition pore and its role in reperfusion injury of the heart / A.P. Halestrap, P.M. Kerr, S. Javadov, K.Y. Woodfield // Biochim Biophys Acta. - 1998. - Vol. 1366(1-2). - P. 79-94.

122. Halestrap, A.P. Inhibition of Ca2(+)-induced largeamplitude swelling of liver and heart mitochondria by cyclosporin is probably caused by the inhibitor binding to mitochondrial-matrix peptidyl-prolyl cis-trans isomerase and preventing it interacting with the adenine nucleotide translocase / A.P. Halestrap, A.M. Davidson // Biochemical Journal. - 1990. - Vol. 268(1). - P. 153-160.

123. Halestrap, A.P. What is the mitochondrial permeability transition pore? / A.P. Halestrap // J Mol Cell Cardiol. - 2009. - Vol. 46(6). - P. 821-831.

124. Haworth, R.A. Na+ releases Ca2+ from liver, kidney and lung mitochondria / R.A. Haworth, D.R. Hunter, H.A. Berkoff // FEBS Letters. - 1980. - Vol. 110(2). - P. 216-218.

125. He, L. Regulated and unregulated mitochondrial permeability transition pores: a new paradigm of pore structure and function / L. He, J.J. Lemasters // FEBS Letters. - 2002. - Vol. 512(1-3). - P. 1-7.

126. Heilig, C.W. Overexpression of glucose transporters in rat mesangial cells cultured in a normal glucose milieu mimics the diabetic phenotype / C.W. Heilig, L.A. Concepcion, B.L. Riser, S.O. Freytag, M. Zhu, P. Cortes // J Clin Invest. - 1995. -Vol. 96(4). - P.1802-1814.

127. Heydemann, A. An overview of murine high fat diet as a model for type 2 diabetes mellitus / A. Heydemann // J Diabetes Res. - 2016. - Vol. 2016. - P. 2902351.

128. Himanshu, D. Type 2 diabetes mellitus: pathogenesis and genetic diagnosis / D. Himanshu, W. Ali, M. Wamique // J Diabetes Metab Disord. - 2020. - Vol. 19(2). - P. 1959-1966.

129. Hiratani, K. Roles of mTOR and JNK in serine phosphorylation, translocation, and degradation of IRS-1 / K. Hiratani, T. Haruta, A. Tani, J. Kawahara, I. Usui, M. Kobayashi // Biochem Biophys Res Commun. - 2005. - Vol. 335(3). - P. 836-42.

130. Hodson, D.J. Lipotoxicity disrupts incretin-regulated human ß cell connectivity / D.J. Hodson, R.K. Mitchell, E.A. Bellomo, G. Sun, L. Vinet, P. Meda, G.A. Rutter // J Clin Invest. - 2013. - Vol. 123(10). - P. 4182-4194.

131. H0jlund, K. Impaired glycogen synthase activity and mitochondrial dysfunction in skeletal muscle: markers or mediators of insulin resistance in type 2 diabetes? / K. H0jlund, H. Beck-Nielsen // Curr Diabetes Rev. - 2006. - Vol. 2. - P. 375-395.

132. Holman, R.R. 10-year follow-up of intensive glucose control in type 2 diabetes / R.R. Holman, S.K. Paul, M.A. Bethel, D.R. Matthews, H.A. Neil // N. Engl. J. Med. - 2008. - Vol. 359. - P. 1577-1589.

133. Hom, J.R. The permeability transition pore controls cardiac mitochondrial maturation and myocyte differentiation / J.R. Hom, R.A. Quintanilla, D.L. Hoffman, K.L. de Mesy Bentley, J.D. Molkentin, S.S. Sheu, G.A. Jr. Porter // Developmental Cell. - 2011. - Vol. 21(3). -P. 469-478.

134. Honka, H. Validation of [18F]fluorodeoxyglucose and positron emission tomography (PET) for the measurement of intestinal metabolism in pigs, and evidence of intestinal insulin resistance in patients with morbid obesity / H. Honka, J. Mäkinen, J.C. Hannukainen, M. Tarkia, V. Oikonen, M. Teräs, P. Nuutila // Diabetologia. - 2013. - Vol. 56(4). - P. 893-900.

135. Hou, Y. Mitochondrial superoxide production negatively regulates neural progenitor proliferation and cerebral cortical development / Y. Hou, X. Ouyang, R. Wan, H. Cheng, M.P. Mattson, A. Cheng // Stem Cells. - 2012. - Vol. 30(11). - P. 2535-2547.

136. Hou, Y. Permeability transition pore-mediated mitochondrial superoxide flashes mediate an early inhibitory effect of amyloid beta1-42 on neural progenitor cell proliferation / Y. Hou, P. Ghosh, R. Wan, X. Ouyang, H. Cheng, M.P. Mattson, A. Cheng // Neurobiology of Aging. - 2014. - Vol. 35(5). - P. 975-989.

137. Hu, F.B. Diet, lifestyle, and the risk of type 2 diabetes mellitus in women / F.B. Hu, J.E. Manson, M.J. Stampfer, G. Colditz, S. Liu, C.G. Solomon, W.C. Willett // N. Engl. J. Med. - 2001. - Vol. 345. - P. 790-797.

138. Hu, L. Targeting mitochondrial dynamics by regulating Mfn2 for therapeutic intervention in diabetic cardiomyopathy / L. Hu, M. Ding, D. Tang, E. Gao, C. Li, K. Wang, Y. Li // Theranostics. - 2019. - Vol. 9. - P. 3687-3706.

139. Hu, Y. Pioglitazone protects compression-mediated apoptosis in nucleus pulposus mesenchymal stem cells by suppressing oxidative stress / Y. Hu, L. Huang, M. Shen, Y. Liu, G. Liu, Y. Wu, L. Xiong // Oxid. Med. Cell Longev. 2019, 4764071

140. Huang, Y. Mitochondrial DNA: A new predictor of diabetic kidney disease / Y. Huang, J. Chi, F. Wei, Y. Zhou, Y. Cao, Y. Wang // Int. J. Endocrinol. - 2020. -Vol. 2020. - P. 3650937.

141. Hurst, S. Mitochondrial Ca(2+) and regulation of the permeability transition pore / S. Hurst, J. Hoek, S.S. Sheu // Journal of Bioenergetics and Biomembranes. -2017. - Vol. 49(1). - P. 27-47.

142. Hurst, S. Phosphorylation of cyclophilin D at serine 191 regulates mitochondrial permeability transition pore opening and cell death after ischemia-reperfusion / S. Hurst, F. Gonnot, M. Dia, C. Crola Da Silva, L. Gomez, S.S. Sheu // Cell Death & Disease. - 2020. - Vol. 11(8). - P. 661.

143. Idevall-Hagren, O. Metabolic regulation of calcium signaling in beta cells / O. Idevall-Hagren, A. Tengholm // Semin. Cell Dev. Biol. - 2020. - Vol. 103. - P. 20-30.

144. Idevall-Hagren, O. Metabolic regulation of calcium signaling in beta cells / O. Idevall-Hagren, A. Tengholm // Semin. Cell Dev. Biol. - 2020. - Vol. 103. - P. 20-30.

145. Ikeda, H. KK mouse / H. Ikeda // Diabetes Res. Clin. Pract. - 1994. - Vol. 24. - P. S313-S316.

146. International Diabetes Federation. IDF Diabetes Atlas [Электронный ресурс] -10th edn. Brussels, Belgium: 2021. - Режим доступа: http s: //www. diabete satlas .org.

147. Isomaa, B. Cardiovascular morbidity and mortality associated with the metabolic syndrome / B. Isomaa, P. Almgren, T. Tuomi, B. Forsen, K. Lahti, M. Nissen, L. Groop // Diabetes Care. - 2001. - Vol. 24(4). - P. 683-689.

148. Itoh, T. Cytoprotective regulation of the mitochondrial permeability transition pore is impaired in type 2 diabetic Goto-Kakizaki rat hearts / T. Itoh, H. Kouzu, T.

Miki, M. Tanno, A. Kuno, T. Sato, T. Miura // J. Mol. Cell Cardiol. - 2012. - Vol. 53. - P. 870-879.

149. Izzo, V. Mitochondrial permeability transition: new findings and persisting uncertainties / V. Izzo, J.M. Bravo-San Pedro, V. Sica, G. Kroemer, L. Galluzzi // Trends in Cell Biology. - 2016. - Vol. 26(9). - P. 655-667.

150. Jezek, P. Dynamic of mitochondrial network, cristae, and mitochondrial nucleoids in pancreatic ß-cells / P. Jezek, A. Dlaskova // Mitochondrion. - 2019. - Vol. 49. -P. 245-258.

151. Ji, L. MICU1 alleviates diabetic cardiomyopathy through mitochondrial Ca2+— Dependent antioxidant response / L. Ji, F. Liu, Q. Huang, Y. Zhao, H. Cao, J. Li, F. Li // Diabetes. - 2017. - Vol. 66. - P. 1586-1600.

152. Jimenez-Sanchez, C. Mitochondrial carriers regulating insulin secretion profiled in human islets upon metabolic stress / C. Jimenez-Sanchez, T. Brun, P. Maechler // Biomolecules. - 2020. - Vol. 10. - P. 1543.

153. Jonas, J.C. Glucose regulation of islet stress responses and beta-cell failure in type 2 diabetes / J.C. Jonas, M. Bensellam, J. Duprez, H. Elouil, Y. Guiot, S.M. Pascal // Diabetes Obes Metab. - 2009. - Vol. 11(4). - P. 65-81.

154. Jurgens, H.S. Development of diabetes in obese, insulin-resistant mice: Essential role of dietary carbohydrate in beta cell destruction / H.S. Jurgens, S. Neschen, S. Ortmann, S. Scherneck, K. Schmolz, G. Schuler, H.G. Joost // Diabetologia. -2007. - Vol. 50. - P. 1481-1489.

155. Kahle, M. Phenotypic comparison of common mouse strains developing high-fat diet-induced hepatosteatosis / M. Kahle, M. Horsch, B. Fridrich, A. Seelig, J. Schultheiss, J. Leonhardt, S. Neschen // Mol. Metab. - 2013. - Vol. 2. - P. 435446.

156. Kahn, S. E. Pathophysiology and treatment of type 2 diabetes: perspectives on the past, present, and future / S.E. Kahn, M.E. Cooper, S. Del Prato // Lancet. - 2014.

- Vol. 383. - P. 1068-1083.

157. Kaikini, A.A. Targeting Mitochondrial Dysfunction for the Treatment of Diabetic Complications: Pharmacological Interventions through Natural Products / A.A. Kaikini, D.M. Kanchan, U.N. Nerurkar // Pharmacogn Rev. - 2017. - Vol. 11(22).

- P. 128-135.

158. Kaiser, N. Differential regulation of glucose transport and transporters by glucose in vascular endothelial and smooth muscle cells / N. Kaiser, S. Sasson, E.P. Feener, N. Boukobza-Vardi, S. Higashi, D.E. Moller, G.L. King // Diabetes. -1993. - Vol. 42(1). - P. 80-89.

159. Kamiloglu, S. Guidelines for cell viability assays / S. Kamiloglu, G. Sari, T. Ozdal, E. Capanoglu // Food Frontiers. - 2020. - Vol. 1. - P. 332-349.

160. Karakelides, H. Effect of insulin deprivation on muscle mitochondrial ATP production and gene transcript levels in type 1 diabetic subjects / H. Karakelides, Y.W. Asmann, M.L. Bigelow, K.R. Short, K. Dhatariya, J. Coenen-Schimke, K.S. Nair // Diabetes. - 2007. - Vol. 56. - P. 2683-2689.

161. Karch, J. Bax and Bak function as the outer membrane component of the mitochondrial permeability pore in regulating necrotic cell death in mice / J. Karch, J.Q. Kwong, A.R. Burr, M.A. Sargent, J.W. Elrod, P.M. Peixoto, J.D. Molkentin // eLife. - 2013. - Vol. 2. - P. e00772.

162. Karch, J. Inhibition of mitochondrial permeability transition by deletion of the ANT family and CypD / J. Karch, M.J. Bround, H. Khalil, M.A. Sargent, N. Latchman, N. Terada, J.D. Molkentin // Science Advances. - 2019. - Vol. 5(8). -P. eaaw4597.

163. Katakami, N. Mechanism of development of atherosclerosis and cardiovascular disease in diabetes mellitus / N. Katakami // Journal of Atherosclerosis and Thrombosis. - 2018. - Vol. 25. - P. 27-39.

164. Kaushal, G.P. Molecular interactions between reactive oxygen species and autophagy in kidney disease / G.P. Kaushal, K. Chandrashekar, L.A. Juncos // Int. J. Mol. Sci. - 2019. - Vol. 20. - P. 3791.

165. Kim, J.D. Microglial UCP2 mediates inflammation and obesity induced by high-fat feeding / J.D. Kim, N.A. Yoon, S. Jin, S. Diano // Cell Metab. - 2019. - Vol. 30. - P. 952-962.

166. Kim, J.H. The TALLYHO mouse as a model of human type 2 diabetes / J.H. Kim, A.M. Saxton // Methods Mol. Biol. - 2012. - Vol. 933. - P. 75-87.

167. Kim, J.W. Glucolipotoxicity in Pancreatic ß-Cells / J.W. Kim, K.H. Yoon // Diabetes Metab J. - 2011. - Vol. 35(5). - P. 444-450.

168. Kinnally, K.W. Mitochondrial benzodiazepine receptor linked to inner membrane ion channels by nanomolar actions of ligands / K.W. Kinnally, D.B. Zorov, Y.N. Antonenko, S.H. Snyder, M.W. McEnery, H. Tedeschi // Proc Natl Acad Sci USA. - 1993. - Vol. 90(4). - P. 1374-1378.

169. Kitada, M. Molecular mechanisms of diabetic vascular complications / M. Kitada, Z. Zhang, A. Mima, G.L. King // J Diabetes Investig. - 2010. - Vol. 1(3). - P. 7789.

170. Kitada, M. Sirtuins and type 2 diabetes: Role in inflammation, oxidative stress, and mitochondrial function / M. Kitada, Y. Ogura, I. Monno, D. Koya // Front. Endocrinol. - 2019. - Vol. 10. - P. 187.

171. Kleinridders, A. Insulin action in brain regulates systemic metabolism and brain function / A. Kleinridders, H.A. Ferris, W. Cai, C.R. Kahn // Diabetes. - 2014. -Vol. 63. - P. 2232-2243.

172. Kluth, O. Dissociation of lipotoxicity and glucotoxicity in a mouse model of obesity associated diabetes: Role of forkhead box Ol (FOXO1) in glucose-induced beta cell failure / O. Kluth, F. Mirhashemi S. Scherneck, D. Kaiser, R. Kluge, S. Neschen, A. Schurmann // Diabetologia. - 2011. - Vol. 54. - P. 605-616.

173. Ko, Y.H. Mitochondrial ATP synthasome. Cristae-enriched membranes and a multiwell detergent screening assay yield dispersed single complexes containing the ATP synthase and carriers for Pi and ADP/ATP / Y.H. Ko, M. Delannoy, J. Hullihen, W. Chiu, P.L. Pedersen // Journal of Biological Chemistry. - 2003. -Vol. 278(14). - P. 12305-12309.

174. Koentges, C. Myocardial mitochondrial dysfunction in mice lacking adiponectin receptor 1 / C. Koentges, A. Konig, K. Pfeil, M.E. Holscher, T. Schnick, A.R. Wende, H. Bugger // Basic Res. Cardiol. - 2015. - Vol. 110. - P. 37.

175. Kokoszka, J.E. The ADP/ATP translocator is not essential for themitochondrial permeability transition pore / J.E. Kokoszka, K.G. Waymire, S.E. Levy, J.E. Sligh, J. Cai, D.P. Jones, D.C. Wallace // Nature. - 2004. - Vol. 427(6973). - P. 461-465.

176. Kottaisamy, C.P.D. Experimental animal models for diabetes and its related complications-a review / C.P.D. Kottaisamy, D.S. Raj, V. Prasanth Kumar, U. Sankaran // Lab Anim Res. - 2021. - Vol. 37(1). - P. 23.

177. Kottke, M. Mitochondrial boundary membrane contact sites in brain: points of hexokinase and creatine kinase location, and control of Ca2+ transport / M. Kottke, V. Adam, I. Riesinger, G. Bremm, W. Bosch, D. Brdiczka, E. Panfili // Biochimica et Biophysica Acta. - 1988. - Vol. 935(1). - P. 87-102.

178. Kowaltowski, A.J. Mitochondrial permeability transition and oxidative stress / A.J. Kowaltowski, R.F. Castilho, A.E. Vercesi // FEBS Letters. - 2001. - Vol. 495(1-2). - P. 12-15.

179. Krook, A. Characterization of signal transduction and glucose transport in skeletal muscle from type 2 diabetic patients / A. Krook, M. Björnholm, D. Galuska, X.J.

Jiang, R. Fahlman, M.G. Jr Myers, J.R. Zierath // Diabetes. - 2000. - Vol. 49(2). -P. 284-292.

180. Kwak, S.H. Mitochondrial metabolism and diabetes / S.H. Kwak, K.S. Park, K.U. Lee, H.K. Lee // J Diabetes Investig. - 2010. - Vol. 1(5). - P. 161-169.

181. Kwong, J.Q. Genetic deletion of the mitochondrial phosphate carrier desensitizes the mitochondrial permeability transition pore and causes cardiomyopathy / J.Q. Kwong, J. Davis, C.P. Baines, M.A. Sargent, J. Karch, X. Wang, J.D. Molkentin // Cell Death and Differentiation. - 2014. - Vol. 21(8). - P. 1209-1217.

182. Lackner, L.L. Shaping the dynamic mitochondrial network / L.L. Lackner // BMC Biol. - 2014. - Vol. 12. - P. 35.

183. Lamb, H.M. Double agents of cell death: novel emerging functions of apoptotic regulators / H.M. Lamb // The FEBS Journal. - 2020. - Vol. 287(13). - P. 26472663.

184. Landrieu, I. Structural basis for the non-immunosuppressive character of the cyclosporin A analogue Debio 025 / I. Landrieu, X. Hanoulle, F. Bonachera, A. Hamel, N. Sibille, Y. Yin, G. Lippens // Biochemistry. - 2010. - Vol. 49. - P. 4679-4686.

185. Lange, C. Proliferation capacity of beta cells in hyperinsulinemia and hyperglycemia / C. Lange, K. Jeruschke, L. Herberg, E.H. Leiter, E. Junger // Arch. Physiol. Biochem. - 2006. - Vol. 112. - P. 49-58.

186. Leanza, L. Pharmacological modulation of mitochondrial ion channels / L. Leanza, V. Checchetto, L. Biasutto, A. Rossa, R. Costa, M. Bachmann, I. Szabo // Br. J. Pharmacol. - 2019. - Vol. 176. - P. 4258-4283

187. Leifheit-Nestler, M. Importance of leptin signaling and signal transducer and activator of transcription-3 activation in mediating the cardiac hypertrophy associated with obesity / M. Leifheit-Nestler, N.M. Wagner, R. Gogiraju, M.

Didie, S. Konstantinides, G. Hasenfuss, K. Schafer // J. Transl. Med. - 2013. -Vol. 11. - P. 170.

188. Leiter, E.H. Comparison of two new mouse models of polygenic type 2 diabetes at the jackson laboratory, NONcNZO 10Lt/J and TALLYHO/JngJ / E.H. Leiter, M. Strobel, A. O'Neill, D. Schultz, A. Schile, P.C. Reifsnyder // J. Diabetes Res. -2013. - Vol. 2013. - P. 165327.

189. Leiter, E.H. Mice with targeted gene disruptions or gene insertions for diabetes research: Problems, pitfalls, and potential solutions / E.H. Leiter // Diabetologia. -2002. - Vol. 45. - P. 296-308.

190. Lemasters, J.J. Necrapoptosis and the mitochondrial permeability transition: shared pathways to necrosis and apoptosis / J.J. Lemasters // American Journal of Physiology. - 1999. - Vol. 276(1). - P. G1-G6.

191. Leung, A.W. The mitochondrial phosphate carrier interacts with cyclophilin D and may play a key role in the permeability transition / A.W. Leung, P. Varanyuwatana, A.P. Halestrap // Journal of Biological Chemistry. - 2008. - Vol. 283(39). - P. 26312-26323.

192. Lewis, M.T. Quantification of mitochondrial oxidative phosphorylation in metabolic disease: Application to type 2 diabetes / M.T. Lewis, J.D. Kasper, J.N. Bazil, J.C. Frisbee, R.W. Wiseman // Int. J.Mol. Sci. - 2019. - Vol. 20. - P. 5271.

193. Li, A. Metformin and resveratrol inhibit Drp1-mediated mitochondrial fission and prevent ER stress-associated NLRP3 inflammasome activation in the adipose tissue of diabetic mice / A. Li, S. Zhang, J. Li, K. Liu, F. Huang, B. Liu // Mol. Cell. Endocrinol. - 2016. - Vol. 434. - P. 36-47.

194. Li, Y. Mitochondrial MPTP: a novel target of ethnomedicine for stroke treatment by apoptosis inhibition / Y. Li, J. Sun, R. Wu, J. Bai, Y. Hou, Y. Zeng, X. Meng // Frontiers in Pharmacology. - 2020. - Vol. 11. - P. 352.

195. Li, Y. Physiological evidence of mitochondrial permeability transition pore opening caused by lipid deposition leading to hepatic steatosis in db/db mice / Y. Li, J. Wu, M. Yang, L. Wei, H. Wu, Q. Wang, H. Shi // Free Radical Biology and Medicine. - 2021. - Vol. 162. -P. 523-532.

196. Lindblom, R. Delineating a role for the mitochondrial permeability transition pore in diabetic kidney disease by targeting cyclophilin D / R. Lindblom, G.C. Higgins, T.V. Nguyen, M. Arnstein, D.C. Henstridge, C. Granata, M.T. Coughlan // D. Clin. Sci. 2020. - Vol. 134. - P. 239-259.

197. Liu, H. Vildagliptin improves high glucose-induced endothelial mitochondrial dysfunction via inhibiting mitochondrial fission / H. Liu, H. Xiang, S. Zhao, H. Sang, F. Lv, R. Chen, H. Lu // J. Cell. Mol. Med. - 2019. - Vol. 23. - P. 798-810.

198. Liu, R. Impaired mitochondrial dynamics and bioenergetics in diabetic skeletal muscle / R. Liu, P. Jin, L. Yu, Y. Wang, L. Han, T. Shi, X. Li // PLoS ONE. -2014. - Vol. 9. - P. e92810.

199. Loson, O.C. Fis1, Mff, MiD49, and MiD51 mediate Drp1 recruitment in mitochondrial fission / O.C. Loson, Z. Song, H. Chen, D.C. Chan // Mol. Biol. Cell. - 2013. - Vol. 24. - P. 659-667.

200. Lumini-Oliveira, J. Endurance training reverts heart mitochondrial dysfunction, permeability transition and apoptotic signaling in longterm severe hyperglycemia / J. Lumini-Oliveira, J. Magalhaes, C.V. Pereira, A.C. Moreira, P.J. Oliveira, A. Ascensao // Mitochondrion. - 2011. - Vol. 11(1). - P. 54-63.

201. Makrecka-Kuka, M. Altered mitochondrial metabolism in the insulin-resistant heart / M. Makrecka-Kuka, E. Liepinsh, A.J. Murray, H. Lemieux, M. Dambrova, K. Tepp, T.S. Larsen // Acta Physiol. - 2020. - Vol. 228. - P. e13430.

202. Marselli, L. Are we overestimating the loss of beta cells in type 2 diabetes? / L. Marselli, M. Suleiman, M. Masini, D. Campani, M. Bugliani, F. Syed, P. Marchetti // Diabetologia. - 2014. - Vol. 57(2). - P. 362-365.

203. Marzo, I. Bax and adenine nucleotide translocator cooperate in the mitochondrial control of apoptosis / I. Marzo, C. Brenner, N. Zamzami, J.M. Jurgensmeier, S.A. Susin, H.L. Vieira, G. Kroemer // Science. - 1998. - Vol. 281(5385). - P. 20272031.

204. Masini, M. Ultrastructural alterations of pancreatic beta cells in human diabetes mellitus / M. Masini, L. Martino, L. Marselli, M. Bugliani, U. Boggi, F. Filipponi, V. De Tata // Diabetes Metab. Res. Rev. - 2017. - Vol. 33. - P. e2894.

205. McCarthy, M.I. Genomics, type 2 diabetes, and obesity / M.I. McCarthy // N Engl J Med. - 2010. - Vol. 363(24). - P. 2339-50.

206. McEnery, M.W. Isolation of the mitochondrial benzodiazepine receptor: association with the voltage-dependent anion channel and the adenine nucleotide carrier / M.W. McEnery, A. M. Snowman, R.R. Trifiletti, S.H. Snyder // Proc Natl Acad Sci USA. - 1992. - Vol. 89(8). - P. 3170-3174.

207. Meijer, R.I. Insulin-induced microvascular recruitment in skin and muscle are related and both are associated with whole-body glucose uptake / R.I. Meijer, M.P. De Boer, M.R. Groen, E.C. Eringa, S. Rattigan, E.J. Barrett, Y.M. Smulders, E.H. Serne // Microcirculation. - 2012. - Vol. 19(6). - P. 494-500.

208. Mekada, K. Genetic differences among C57BL/6 substrains / K. Mekada, K. Abe, A. Murakami, S. Nakamura, H. Nakata, K. Moriwaki, A. Yoshiki // Exp. Anim. -2009. - Vol. 58. - P. 141-149.

209. Memon, R.A. Fatty acid synthesis in obese insulin resistant diabetic mice / R.A. Memon, C. Grunfeld, A.H. Moser, K.R. Feingold // Horm. Metab. Res. - 1994. -Vol. 26. - P. 85-87.

210. Miranda-Silva, D. Disturbed cardiac mitochondrial and cytosolic calcium handling in a metabolic risk-related rat model of heart failure with preserved ejection fraction / D. Miranda-Silva, R. Wüst, G. Conceifao, P. Gonfalves-Rodrigues, N.

Gonfalves, D. Kuster, I. Falcao-Pires // Acta Physiol. - 2020. - Vol. 228. - P. e13378.

211. Monaco, C.M.F. Altered mitochondrial bioenergetics and ultrastructure in the skeletal muscle of young adults with type 1 diabetes / C.M.F. Monaco, M.C. Hughes, S.V. Ramos, N.E. Varah, C. Lamberz, F.A. Rahman, C.G.R. Perry // Diabetologia. - 2018. - Vol. 61. - P. 1411-1423.

212. Moore, M.C. An Z and Cherrington AD: Regulation of hepatic glucose uptake and storage in vivo / M.C. Moore, K.C. Coate, J.J. Winnick // Adv Nutr. - 2012. - Vol. 3. - P. 286-294.

213. Mootha, V.K. PGC-1alpha-responsive genes involved in oxidative phosphorylation are coordinately downregulated in human diabetes / V.K. Mootha, C.M. Lindgren, K.F. Eriksson, A. Subramanian, S. Sihag, J. Lehar, L.C. Groop // Nat. Genet. -2003. - Vol. 34. - P. 267-273.

214. Morciano, G. Molecular identity of the mitochondrial permeability transition pore and its role in ischemia-reperfusion injury / G. Morciano, C. Giorgi, M. Bonora, S. Punzetti, R. Pavasini, M.R. Wieckowski, G. Campo, P. Pinton // J Mol Cell Cardiol. - 2015. - Vol. 78. - P. 142-53.

215. Morciano, G. The mitochondrial permeability transition pore: an evolving concept critical for cell life and death / G. Morciano, N. Naumova, P. Koprowski, S. Valente, V.A. Sardao, Y. Potes, P.J. Oliveira // Biol Rev Camb Philos Soc. - 2021. - Vol. 96(6). - P. 2489-2521.

216. Nakamura, M. Studies on a diabetic (KK) strain of the mouse / M. Nakamura, K. Yamada // Diabetologia. - 1967. - Vol. 3. - P. 212-221.

217. Narita, M. Bax interacts with the permeability transition pore to induce permeability transition and cytochrome c release in isolated mitochondria / M. Narita, S. Shimizu, T. Ito, T. Chittenden, R.J. Lutz, H. Matsuda, Y. Tsujimoto // Proc Natl Acad Sci USA. - 1998. - Vol. 95(25). - P. 14681-14686.

218. Nath, S. A murine model of type 2 diabetes mellitus developed using a combination of high fat diet and multiple low doses of streptozotocin treatment mimics the metabolic characteristics of type 2 diabetes mellitus in humans / S. Nath, S.K. Ghosh, Y. Choudhury // J Pharmacol Toxicol Methods. - 2017. - Vol. 84. - P. 20-30.

219. NCD Risk Factor Collaboration. Worldwide trends in diabetes since 1980: A pooled analysis of 751 population-based studies with 4.4 million participants / NCD Risk Factor Collaboration // Lancet. - 2016. - Vol. 387. - P. 1513-1530.

220. Neginskaya, M.A. The very low number of calcium-induced permeability transition pores in the single mitochondrion / M.A. Neginskaya, J.O. Strubbe, G.F. Amodeo, B.A. West, S. Yakar, J.N. Bazil, E.V. Pavlov // J Gen Physiol. - 2020. -Vol. 152(10). - P. e202012631.

221. Nesci, S. From the Ca(2+)-activated F1FO-ATPase to the mitochondrial permeability transition pore: an overview / S. Nesci, F. Trombetti, V. Ventrella, A. Pagliarani // Biochimie. - 2018. - Vol. 152. - P. 85-93.

222. Ni, R. Therapeutic inhibition of mitochondrial reactive oxygen species with mito-TEMPO reduces diabetic cardiomyopathy / R. Ni, S. Xiong, J. Ma, G.C. Fan, J.C. Lacefield, Y. Lu, T. Peng // Free Radic. Biol. Med. - 2016. - Vol. 90. - P. 12-23.

223. Nishimura, M. KK and KK-Ay strains of mice / M. Nishimura // Nihon Rinsho. -1998. - Vol. 56. - P. 708-713.

224. Oberhauser, L. Lipid-Induced Adaptations of the Pancreatic Beta-Cell to Glucotoxic Conditions Sustain Insulin Secretion / L. Oberhauser, P. Maechler // Int. J. Mol. Sci. - 2022. - Vol. 23. - P. 324.

225. Oberhauser, L. Palmitate and oleate modify membrane fluidity and kinase activities of INS-1E beta-cells alongside altered metabolism-secretion coupling / L. Oberhauser, S. Granziera, A. Colom, A. Goujon, V. Lavallard, S. Matile, P.

Maechler // Biochim. Biophys. Acta—Mol. Cell Res. - 2020. - Vol. 1867. - P. 118619.

226. Oh, Y.S. Fatty acid-induced lipotoxicity in pancreatic beta-cells during development of type 2 diabetes / Y.S. Oh, G.D. Bae, D.J. Baek, E.Y. Park, H.S. Jun // Front Endocrinol (Lausanne). - 2018. - Vol. 9. - P. 384.

227. Oliveira, J. M. Targeting type 2 diabetes: lessons from a knockout model of insulin receptor substrate 2 / J.M. Oliveira, S.A. Rebuffat, R. Gasa, R. Gomis // Can. J. Physiol. Pharmacol. - 2014. - Vol. 92. - P. 613-620.

228. Oliveira, P.J. Enhanced permeability transition explains the reduced calcium uptake in cardiac mitochondria from streptozotocin-induced diabetic rats / P.J. Oliveira, R. Seifa, P.M. Coxito, A.P. Rolo, C.M. Palmeira, M.S. Santos, A.J. Moreno // FEBS Lett. - 2003. - Vol. 554. - P. 511-514.

229. Ong, S.B. The mitochondrial permeability transition pore and its role in myocardial ischemia reperfusion injury / S.B. Ong, P. Samangouei, S.B. Kalkhoran, D.J. Hausenloy // J. Mol. Cell. Cardiol. - 2015. - Vol. 78. - P. 23-34.

230. Ottosson-Laakso, E. Glucose-induced changes in gene expression in human pancreatic islets: causes or consequences of chronic hyperglycemia / E. Ottosson-Laakso, U. Krus, P. Storm, R.B. Prasad, N. Oskolkov, E. Ahlqvist, P. Vikman // Diabetes. - 2017. - Vol. 66. - P. 3013-3028.

231. Packer, M. Autophagy-dependent and -independent modulation of oxidative and organellar stress in the diabetic heart by glucose-lowering drugs / M. Packer // Cardiovasc. Diabetol. - 2020. - Vol. 19. - P. 62.

232. Paeshuyse, J. The non-immunosuppressive cyclosporin DEBIO-025 is a potent inhibitor of hepatitis C virus replication in vitro / J. Paeshuyse, A. Kaul, E. De Clercq, B. Rosenwirth, J.M. Dumont, P. Scalfaro, J. Neyts // Hepatology. - 2006. -Vol. 43(4). - P. 761-770.

233. Paul, S. Mitochondrial dysfunction and mitophagy closely cooperate in neurological deficits associated with alzheimer's disease and type 2 diabetes / S. Paul, D. Saha, B. Bk // Mol Neurobiol. - 2021. - Vol. 58(8). - P. 3677-3691.

234. Pearson, T. The Effects of Insulin Resistance on Individual Tissues: An Application of a Mathematical Model of Metabolism in Humans / T. Pearson, J.A. Wattis, J.R. King, I.A. MacDonald, D.J. Mazzatti // Bull. Math. Biol. - 2016. -Vol. 78. - P. 1189-1217.

235. Perez, M.J. Development or disease: duality of the mitochondrial permeability transition pore / M.J. Perez, R.A. Quintanilla // Developmental Biology. - 2017. -Vol. 426(1). - P. 1-7.

236. Perez, M.J. Development or disease: duality of the mitochondrial permeability transition pore / M.J. Perez, R.A. Quintanilla // Developmental Biology. - 2017. -Vol. 426(1). - P. 1-7.

237. Petersen, K.F. Mitochondrial dysfunction in the elderly: Possible role in insulin resistance / K.F. Petersen, D. Befroy, S. Dufour, J. Dziura, C. Ariyan, D.L. Rothman, G.I. Shulman // Science. - 2003. - Vol. 300. - P. 1140-1142.

238. Petersen, M.C. Regulation of hepatic glucose metabolism in health and disease / M.C. Petersen, D.F. Vatner, G.I. Shulman // Nat Rev Endocrinol. - 2017. - Vol. 13(10). - P. 572-587.

239. Peterson, R.G. Characterization of the ZDSD Rat: A Translational Model for the Study of Metabolic Syndrome and Type 2 Diabetes / R.G. Peterson, C.V. Jackson, K. Zimmerman, W. de Winter, N. Huebert, M.K. Hansen // J Diabetes Res. - 2015. - Vol. 2015. - P. 487816.

240. Petrie, J.R. Diabetes, hypertension, and cardiovascular disease: clinical insights and vascular mechanisms / J.R. Petrie, T.J. Guzik, R.M. Touyz // Canadian Journal of Cardiology. - 2018. - Vol. 34. - P. 575-584.

241. Peyravi, A. The effect of endurance training with crocin consumption on the levels of MFN2 and DRP1 gene expression and glucose and insulin indices in the muscle tissue of diabetic rats / A. Peyravi, N. Yazdanpanahi, H. Nayeri, S.A. Hosseini // J. Food Biochem. - 2020. - Vol. 44. - P. e13125.

242. Pick, A. Role of apoptosis in failure of beta-cell mass compensation for insulin resistance and beta-cell defects in the male Zucker diabetic fatty rat / A. Pick, J. Clark, C. Kubstrup, M. Levisetti, W. Pugh, S. Bonner-Weir, K.S. Polonsky // Diabetes. - 1998. - Vol. 47. - P. 358-364.

243. Pinti, M.V. Mitochondrial dysfunction in type 2 diabetes mellitus: An organ-based analysis / M.V. Pinti, G.K. Fink, Q.A. Hathaway, A.J. Durr, A. Kunovac, J.M. Hollander // Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. - 2019. - Vol. 316. - P. E268-E285.

244. Ploumi, C. Mitochondrial biogenesis and clearance: A balancing act / C. Ploumi, I. Daskalaki, N. Tavernarakis // FEBS J. - 2017. - Vol. 284. - P. 183-195.

245. Poitout, V. Glucolipotoxicity of the pancreatic beta cell / V. Poitout, J. Amyot, M. Semache, B. Zarrouki, D. Hagman, G. Fontes // Biochim Biophys Acta. - 2010. -Vol. 1801. - P. 289-298.

246. Pomytkin, I. Excitotoxic glutamate causes neuronal insulin resistance by inhibiting insulin receptor /Akt/mTOR pathway / I. Pomytkin, I. Krasil'nikova, Z. Bakaeva, A. Surin, V. Pinelis // Mol Brain. - 2019. - Vol. 12(1). - P. 112.

247. Prasun, P. Mitochondrial dysfunction in metabolic syndrome / P. Prasun // Biochim. Biophys. Acta Mol. Basis Dis. - 2020. - Vol. 1866. - P. 165838.

248. Precht, T.A. The permeability transition pore triggers Bax translocation to mitochondria during neuronal apoptosis / T.A. Precht, R.A. Phelps, D.A. Linseman, B.D. Butts, S.S. Le, T.A. Laessig, K.A. Heidenreich // Cell Death and Differentiation. - 2005. - Vol. 12(3). - P. 255-265.

249. Qin, C.X. Insights into the role of maladaptive hexosamine biosynthesis and O-GlcNAcylation in development of diabetic cardiac complications / C.X. Qin, R. Sleaby, A.J. Davidoff, J.R. Bell, M.J. De Blasio, L.M. Delbridge // Pharmacological Research. - 2017. - Vol. 116. - P. 45-56.

250. Quarato, G. The cyclophilin inhibitor alisporivir prevents hepatitis C virusmediated mitochondrial dysfunction / G. Quarato, A. D'Aprile, B. Gavillet, G. Vuagniaux, D. Moradpour, N. Capitanio, C. Piccoli // Hepatology. - 2012. - Vol. 55(5). - P. 1333-1343.

251. Rahier, J. Pancreatic P-cell mass in European subjects with type 2 diabetes / J. Rahier, Y. Guiot, R.M. Goebbels, C. Sempoux, J.C. Henquin // Diabetes Obes. Metab. - 2008. - Vol. 10(4). - P. 32-42.

252. Reed, J. A Review of Current Trends with Type 2 Diabetes Epidemiology, Aetiology, Pathogenesis, Treatments and Future Perspectives / J. Reed, S. Bain, V. Kanamarlapudi // Diabetes Metab Syndr Obes. - 2021. - Vol. 14. - P. 3567-3602.

253. Reed, M.J. A new rat model of type 2 diabetes: The fat-fed, streptozotocin-treated rat / M.J. Reed, K. Meszaros, L.J. Entes, M.D. Claypool, J.G. Pinkett, T.M. Gadbois, G.M. Reaven // Metabolism. - 2000. - Vol. 49. - P. 1390-1394.

254. Remedi, M.S. Pancreatic beta-cell identity in diabetes / M.S. Remedi, C. Emfinger // Diabetes Obes. Metab. - 2016. - Vol. 18 (S1). - P. 110-116.

255. Reutenauer, J. Investigation of Debio 025, a cyclophilin inhibitor, in the dystrophic mdx mouse, a model for Duchenne muscular dystrophy / J. Reutenauer, O.M. Dorchies, O. Patthey-Vuadens, G. Vuagniaux, U.T. Ruegg // Br J Pharmacol. -2008. - Vol. 155(4). - P. 574-584.

256. Rines, A.K. Targeting hepatic glucose metabolism in the treatment of type 2 diabetes / A.K. Rines, K. Sharabi, C.D. Tavares, P. Puigserver // Nat Rev Drug Discov. - 2016. - Vol. 15. - P. 786-804.

257. Riojas-Hernandez, A. Enhanced oxidative stress sensitizes the mitochondrial permeability transition pore to opening in heart from Zucker Fa/fa rats with type 2 diabetes / A. Riojas-Hernandez, J. Bernal-Ramirez, D. Rodriguez-Mier, F.E. Morales-Marroquin, E.M. Dominguez-Barragan, C. Borja-Villa, N. Garcia // Life Sciences. - 2015. - Vol. 141. - P. 32-43.

258. Rius-Pérez, S. PGC-1, Inflammation, and oxidative stress: An integrative view in metabolism / S. Rius-Pérez, I. Torres-Cuevas, I. Millán, A.L. Ortega, S. Pérez // Oxid. Med. Cell Longev. - 2020. - Vol. 2020. - P. 1452696.

259. Rovira-Llopis, S. Mitochondrial dynamics in type 2 diabetes: Pathophysiological implications / S. Rovira-Llopis, C. Banuls, N. Diaz-Morales, A. Hernandez-Mijares, M. Rocha, V.M. Victor // Redox Biol. - 2017. - Vol. 11. - P. 637-645.

260. Sabatini, P.V. Friend and foe: P-cell Ca2+ signaling and the development of diabetes / P.V. Sabatini, T. Speckmann, F.C. Lynn // Mol. Metab. - 2019. - Vol. 21. - P. 1-12.

261. Samuel, V.T. Fasting hyperglycemia is not associated with increased expression of PEPCK or G6Pc in patients with Type 2 Diabetes / V.T. Samuel, S.A. Beddow, T. Iwasaki, X.M. Zhang, X. Chu, C.D. Still, G.S. Gerhard, G.I. Shulman // Proc Natl Acad Sci USA. - 2009. - Vol. 106(29). - P. 12121-12126.

262. Samuel, V.T. Mechanisms for insulin resistance: common threads and missing links / V.T. Samuel, G.I. Shulman // Cell. - 2012. - Vol. 148. - P. 852-871.

263. Sa-Nguanmoo, P. SGLT2-inhibitor and DPP-4 inhibitor improve brain function via attenuating mitochondrial dysfunction, insulin resistance, inflammation, and apoptosis inHFD-induced obese rats / P. Sa-Nguanmoo, P. Tanajak, S. Kerdphoo, T. Jaiwongkam, W. Pratchayasakul, N. Chattipakorn, S.C. Chattipakorn // Toxicol. Appl. Pharmacol. - 2017. - Vol. 333. - P. 43-50.

264. Sangwung, P. Mitochondrial Dysfunction, Insulin Resistance, and Potential Genetic Implications / P. Sangwung, K.F. Petersen, G.I. Shulman, J.W. Knowles // Endocrinology. - 2020. - Vol. 161(4). - P. bqaa017.

265. Schellenberg, E.S. Lifestyle interventions for patients with and at risk for type 2 diabetes: A systematic review and meta-analysis / E.S. Schellenberg, D.M. Dryden, B. Vandermeer, C. Ha, C. Korownyk // Ann. Intern. Med. - 2013. - Vol. 159. - P. 543-551.

266. Schinzel, A.C. Cyclophilin D is a component of mitochondrial permeability transition and mediates neuronal cell death after focal cerebral ischemia / A.C. Schinzel, O. Takeuchi, Z. Huang, J.K. Fisher, Z. Zhou, J. Rubens, S.J. Korsmeyer // Proc Natl Acad Sci USA. - 2005. - Vol. 102(34). - P. 12005-12010.

267. Schwartz, S.S. The Time Is Right for a New Classification System for Diabetes: Rationale and Implications of the ß-Cell-Centric Classification Schema / S.S. Schwartz, S. Epstein, B.E. Corkey, S.F. Grant, J.R. 3rd Gavin, R.B. Aguilar // Diabetes Care. - 2016. - Vol. 39(2). - P. 179-186.

268. Serov, D. Calcium activity in response to nAChR ligands in murine bone marrow granulocytes with different Gr-1 expression / D. Serov, I. Tikhonova, V. Safronova, M. Astashev // Cell Biol. Int. - 2021. - Vol. 45. - P. 1533-1545.

269. Serov, D.A. Low frequency oscillations of murine skin microcirculations and periodic changes of [Ca2+]i and [NO]i levels in murine endotheliocytes: an effect of provocative tests / D.A. Serov, A.V. Tankanag, M.E. Astashev // Cell Biol. Int. - 2022. - Vol. 46. - P. 427-442.

270. Severino, P. Diabetes mellitus and ischemic heart disease: the role of ion channels / P. Severino, A. D'Amato, L. Netti, M. Pucci, M. De Marchis, R. Palmirotta, F. Fedele // Int J Mol Sci. - 2018. - Vol. 19(3). - P. 802.

271. Shao, Q. Empagliflozin, a sodium glucose co-transporter-2 inhibitor, alleviates atrial remodeling and improves mitochondrial function in high-fat

diet/streptozotocin-induced diabetic rats / Q. Shao, L. Meng, S. Lee, G. Tse, M. Gong, Z. Zhang, T. Liu // Cardiovasc. Diabetol. - 2019. - Vol. 18. - P. 165.

272. Skovso, S. Modeling type 2 diabetes in rats using high fat diet and streptozotocin / S. Skovso // J. Diabetes Investig. - 2014. - Vol. 5. - P. 349-358.

273. Skuratovskaia, D. Mitochondrial destiny in type 2 diabetes: the effects of oxidative stress on the dynamics and biogenesis of mitochondria / D. Skuratovskaia, A. Komar, M. Komar, M. Vulf, L. Litvinova // PeerJ. - 2020 - Vol. 8. - P. e9741.

274. Softic, L. Inhibition of SARS-CoV-2 Infection by the Cyclophilin Inhibitor Alisporivir (Debio 025) / L. Softic, R. Brillet, F. Berry, N. Ahnou, Q. Nevers, M. Morin-Dewaele // Antimicrob Agents Chemother. - 2020. - Vol. 64(7). - P. e00876-20.

275. Srinivasan, K. Animal models in type 2 diabetes research: An overview / K. Srinivasan, P. Ramarao // Indian J. Med. Res. - 2007. - Vol. 125. - P. 451-472.

276. Srinivasan, K. Combination of high-fat diet-fed and low-dose streptozotocin-treated rat: A model for type 2 diabetes and pharmacological screening / K. Srinivasan, B. Viswanad, L. Asrat, C.L. Kaul, P. Ramarao // Pharmacol. Res. -2005. - Vol. 52. - P. 313-320.

277. Stump, C.S. Effect of insulin on human skeletal muscle mitochondrial ATP production, protein synthesis, and mRNA transcripts / C.S. Stump, K.R. Short, M.L. Bigelow, J.M. Schimke, K.S. Nair // Proc Natl Acad Sci USA. - 2003. - Vol. 100. - P. 7996-8001.

278. Suarez, J. Restoring mitochondrial calcium uniporter expression in diabetic mouse heart improves mitochondrial calcium handling and cardiac function / J. Suarez, F. Cividini, B.T. Scott, K. Lehmann, J. Diaz-Juarez, T. Diemer, W.H. Dillmann // J. Biol. Chem. - 2018. - Vol. 293. - P. 8182-8195.

279. Sun, Q. Grape seed proanthocyanidins ameliorate neuronal oxidative damage by inhibiting GSK-3beta-dependent mitochondrial permeability transition pore

opening in an experimental model of sporadic Alzheimer's disease / Q. Sun, N. Jia, X. Li, J. Yang, G. Chen // Aging (Albany NY). - 2019. - Vol. 11(12). - P. 41074124.

280. Supale, S. Mitochondrial dysfunction in pancreatic beta cells / S. Supale, N. Li, T. Brun, P. Maechler // Trends Endocrinol. Metab. - 2012. - Vol. 23. - P. 477-487.

281. Surwit, R.S. Diet-induced type II diabetes in C57BL/6J mice / R.S. Surwit, C.M. Kuhn, C. Cochrane, J.A. McCubbin, M.N. Feinglos // Diabetes. - 1988. - Vol. 37. - P. 1163-1167.

282. Szkudelska, K. Resveratrol ameliorates inflammatory and oxidative stress in type 2 diabetic Goto-Kakizaki rats / K. Szkudelska, M. Okulicz, I. Hertig, T. Szkudelski / Biomed. Pharmacother. - 2020. - Vol. 125. - P. 110026.

283. Taddeo, E.P. Opening of the mitochondrial permeability transition pore links mitochondrial dysfunction to insulin resistance in skeletal muscle / E.P. Taddeo, R.C. Laker, D.S. Breen, Y.N. Akhtar, B.M. Kenwood, J.A. Liao, K.L. Hoehn // Molecular Metabolism. - 2013. - Vol. 3(2). - P. 124-134.

284. Tanaka, T. Glycogen synthase kinase-3beta opens mitochondrial permeability transition pore through mitochondrial hexokinase II dissociation / T. Tanaka, M. Saotome, H. Katoh, T., Satoh, P. Hasan, H. Ohtani, Y. Maekawa // Journal of Physiological Sciences. - 2018. - Vol. 68(6). - P. 865-871.

285. Taparra, K. Hijacking the hexosamine biosynthetic pathway to promote EMT-mediated neoplastic phenotypes / K. Taparra, P.T. Tran, N.E. Zachara // Front Oncol. - 2016. - Vol. 6. - P. 85.

286. Tarasov, A.I. The mitochondrial Ca2+ uniporter MCU is essential for glucose-induced ATP increases in pancreatic ß-cells / A.I. Tarasov, F. Semplici, M.A. Ravier, E.A. Bellomo, T.J. Pullen, P. Gilon, G.A. Rutter // PLoS ONE. - 2012. -Vol. 7. - P. e39722.

287. Tarasova, N.V. Mitochondrial calcium uniporter structure and function in different types of muscle tissues in health and disease / N.V. Tarasova, P.A. Vishnyakova, Y.A. Logashina, A.V. Elchaninov // Int. J. Mol. Sci. - 2019. - Vol. 20. - P. 4823.

288. Taskinen, M.R. New insights into the pathophysiology of dyslipidemia in type 2 diabetes / M.R. Taskinen, J. Boren // Atherosclerosis. - 2015. - Vol. 239. - P. 483-495.

289. Toledo, F.G. Effects of physical activity and weight loss on skeletal muscle mitochondria and relationship with glucose control in type 2 diabetes / F.G. Toledo, E.V. Menshikova, V.B. Ritov, K. Azuma, Z. Radikova, J. DeLany, D.E. Kelley // Diabetes. - 2007. - Vol. 56. - P. 2142-2147.

290. Trayhurn, P. Thermogenic defect in pre-obese ob/ob mice / P. Trayhurn, P.L. Thurlby, W.P. James // Nature. - 1977. - Vol. 266. - P. 60-62.

291. Unuofin, J.O. Antioxidant effects and mechanisms of medicinal plants and their bioactive compounds for the prevention and treatment of type 2 diabetes: an updated review / J.O. Unuofin, S.L. Lebelo // Oxid Med Cell Longev. - 2020. -Vol. 2020. - P. 1356893.

292. Varanyuwatana, P. The roles of phosphate and the phosphate carrier in the mitochondrial permeability transition pore / P. Varanyuwatana, A.P. Halestrap // Mitochondrion. - 2012. - Vol. 12(1). - P. 120-125.

293. Vega-Naredo, I. Mitochondrial metabolism directs stemness and differentiation in P19 embryonal carcinoma stem cells / I. Vega-Naredo, R. Loureiro, K.A. Mesquita, I.A. Barbosa, L.C. Tavares, A.F. Branco, P.J. Oliveira // Cell Death and Differentiation. - 2014. - Vol. 21(10). - P. 1560-1574.

294. Vercesi, E. Mitochondrial calcium transport and the redox nature of the calcium-induced membrane permeability transition / E. Vercesi, R.F. Castilho, A.J. Kowaltowski, H.C.F. de Oliveira, N.C. de Souza-Pinto, T.R. Figueira, E.N.B. Busanello // Free Radic. Biol. Med. - 2018. - Vol. 129. - P. 1-24.

295. Volpe, C.M.O. Cellular death, reactive oxygen species (ROS) and diabetic complications / C.M.O. Volpe, P.H. Villar-Delfino, P.M.F. dos Anjos, J.A. Nogueira-Machado // Cell Death Dis. - 2018. - Vol. 9. - P. 119.

296. Vorobjeva, N. Mitochondrial permeability transition pore is involved in oxidative burst and NETosis of human neutrophils / N. Vorobjeva, I. Galkin, O. Pletjushkina, S. Golyshev, R. Zinovkin, A. Prikhodko, B. Chernyak // Biochimica et Biophysica Acta - Molecular Basis of Disease. - 2020. - Vol. 1866(5). - P. 165664.

297. Wallace, K.B. Mitochondrial determinants of doxorubicin-induced cardiomyopathy / K.B. Wallace, V.A. Sardao, P.J. Oliveira // Circulation Research.

- 2020. - Vol. 126(7). - P. 926-941.

298. Wang, C.H. Role of mitochondrial dysfunction and dysregulation of Ca2+ homeostasis in the pathophysiology of insulin resistance and type 2 diabetes / C.H. Wang, Y.H. Wei // J. Biomed. Sci. - 2017. - Vol. 24. - P. 70.

299. Wang, X. Cyclophilin D deficiency attenuates mitochondrial perturbation and ameliorates hepatic steatosis / X. Wang, H. Du, S. Shao, T. Bo, C. Yu, W. Chen, J. Zhao // Hepatology. - 2018. - Vol. 68(1). - P. 62-77.

300. Watada, H. Minireview: Autophagy in pancreatic P-cells and its implication in diabetes / H. Watada, Y. Fujitani // Mol. Endocrinol. - 2015. - Vol. 29. - P. 338348.

301. Weir, G.C. Glucolipotoxicity, beta-cells, and diabetes: the emperor has no clothes / G.C. Weir // Diabetes. - 2020. - Vol. 69. - P. 273-278.

302. Wilcox, G. Insulin and insulin resistance / G. Wilcox // Clin Biochem Rev. - 2005.

- Vol. 26(2). - P. 19-39.

303. Wondmkun, Y.T. Obesity, Insulin Resistance, and Type 2 Diabetes: Associations and Therapeutic Implications / Y.T. Wondmkun // Diabetes Metab Syndr Obes. -2020. - Vol. 13. - P. 3611-3616.

304. Wong, E. Diabetes and risk of physical disability in adults: a systematic review and meta-analysis / E. Wong, K. Backholer, E. Gearon, J. Harding, R. Freak-Poli, C. Stevenson, A. Peeters // Lancet Diabetes Endocrinol. - 2013. - Vol. 1. - P. 106114.

305. Wong, H.S. Production of superoxide and hydrogen peroxide from specific mitochondrial sites under different bioenergetic conditions / H.S. Wong, P.A. Dighe, V. Mezera, P.A. Monternier, M.D. Brand // J. Biol. Chem. - 2017. -Vol. 292. - P. 16804-16809.

306. Wright, L.E. Increased mitochondrial calcium uniporter in adipocytes underlies mitochondrial alterations associated with insulin resistance / L.E. Wright, D. Vecellio Reane, G. Milan, A. Terrin, G. Di Bello, A. Belligoli, R. Rizzuto // Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. - 2017. - Vol. 313. - P. E641-E650.

307. Xu, H.X. Mitochondrial Ca(2+) regulation in the etiology of heart failure: physiological and pathophysiological implications / H.X. Xu, S.M. Cui, Y.M. Zhang, J. Ren // Acta Pharmacologica Sinica. - 2020. - Vol. 41(10). - P. 13011309.

308. Yamada, T. Two distinct patterns of glucose intolerance in icteric rats and rabbits. Relationship to impaired liver mitochondria function. Relationship to impaired liver mitochondria function / T. Yamada, T. Ida, Y. Yamaoka, K. Ozawa, H. Takasan, I. Honjo // J. Lab. Clin. Med. - 1975. - Vol. 86. - P. 38-45.

309. Yang, X. Mitophagy: A crucial modulator in the pathogenesis of chronic diseases / X. Yang, W. Pan, G. Xu, L. Chen // Clin. Chim. Acta. - 2020. - Vol. 502. - P. 245-254.

310. Yaribeygi, H. Molecular mechanisms linking oxidative stress and diabetes mellitus / H. Yaribeygi, T. Sathyapalan, S.L. Atkin, A. Sahebkar // Oxid. Med. Cell Longev. - 2020. - P. 8609213.

311. Yoon, J.C. Control of hepatic gluconeogenesis through the transcriptional coactivator PGC-1 / J.C. Yoon, P. Puigserver, G. Chen, J. Donovan, Z. Wu, J. Rhee, B.M. Spiegelman // Nature. - 2001. - Vol. 413. - P. 131-138.

312. Yu, W. Sirt3 deficiency exacerbates diabetic cardiac dysfunction: Role of Foxo3A-Parkin-mediated mitophagy / W. Yu, B. Gao, N. Li, J. Wang, C. Qiu, G. Zhang, Y. Zhang // Biochim. Biophys. Acta Mol. Basis Dis. - 2017. - Vol. 1863. - P. 19731983.

313. Zhao, Y. Metformin rescues Parkin protein expression and mitophagy in high glucose-challenged human renal epithelial cells by inhibiting NF-B via PP2A activation / Y. Zhao, M. Sun // Life Sci. - 2020. - Vol. 246. - P. 117382.

314. Zhao, Z. Modulation of intracellular calcium waves and triggered activities by mitochondrial Ca flux in mouse cardiomyocytes / Z. Zhao, R. Gordan, H. Wen, N. Fefelova, W.J. Zang, L.H. Xie // PLoS One. - 2013. - Vol. 8. - P. e80574.

315. Zorova, L.D. Mitochondrial membrane potential / L.D. Zorova, V.A. Popkov, E.Y. Plotnikov, D.N. Silachev, I.B. Pevzner, S.S. Babenko, D.B. Zorov // Anal Biochem. - 2018. - Vol. 552. - P. 50-59.