Влияние факторов внешней среды на первые этапы образования биопленок бактериями Staphylococcus epidermidis тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.03, кандидат наук Ерошенко, Дарья Владимировна

• Ерошенко, Дарья Владимировна
• кандидат наук
• 2015

Оглавление диссертации кандидат наук Ерошенко, Дарья Владимировна

СОДЕРЖАНИЕ СТР.

ВВЕДЕНИЕ

СПИСОК ПРИНЯТЫХ СОКРАЩЕНИЙ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Микробные биопленки

1.1.1. Образование биопленок

1.1.2. Структура биопленок

1.1.3. Биопленки и биоматериал-ассоциированные инфекции

1.2. Бактерии рода Staphylococcus

1.1.1. Бактерии вида S. epidermidis

1.2.2. Роль S. epidermidis в БАИ

1.3. Факторы, влияющие на первые этапы образования биопленок

1.3.1. Окружающая среда

1.3.2. Поверхность материала

1.3.3. Характеристики бактериальной клетки

1.3.4. Белки сыворотки и тканей человека

1.4. Антибактериальные пептиды

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1. Бактериальные штаммы и среды

2.2. Культивирование и подготовка бактерий S. epidermidis

2.3. Определение количества колониеобразующих единиц

2.4. Определение способности бактерий S. epidermidis к секреции полисахаридного межклеточного адгезина

2.5. Определение минимальной подавляющей концентрации

2.6. Определение дзета-потенциала бактериальных клеток

2.7. Выделение полной геномной ДНК

2.8. Предобработка поверхности полистирола плазмой, сывороточными белками и катионными пептидами

2.9. Определение гидрофобности поверхностей бактериальных клеток и полистирола

2.10. Предобработка бактериальных клеток гидролитическими ферментами и антибактериальными пептидами

2.11. Определение адгезионной способности бактериальных клеток

2.12. Определение биопленкообразующей способности бактерий

2.13.Изучение действия ферментов и антибактериальных соединений на суточные биопленки

2.14. Атомно-силовая микроскопия

2.15. Получение и анализ фильтратов среды с ранних этапов образования биопленок

2.16. Статистика

ГЛАВА 3. ХАРАКТЕРИСТИКА ИСПОЛЬЗОВАННЫХ В РАБОТЕ ШТАММОВ

БАКТЕРИЙ & ЕРЮЕЯМЮК

ГЛАВА 4. ВЛИЯНИЕ ФИЗИКО-ХИМИЧЕСКИХ УСЛОВИЙ НА АДГЕЗИЮ БАКТЕРИЙ & ЕРЮЕЯМЮН

4.1. Зависимость адгезии бактерий ер'1с1ептсИ8 от гидродинамических условий культивирования

4.2. Изучение влияния температуры среды инкубации на адгезию бактерий & ер'к1ег1т(И8

4.3. Зависимость адгезии бактерий & ер1с1егписИ$ от кислотности среды

4.4. Влияние осмолярности среды на адгезию и образование биопленок бактерий & ер1с1ептсИ8

4.5. Адгезия и образование биопленок бактериями & ер1йегт'кИз при внесении в среду глюкозы

ГЛАВА 5. ВЛИЯНИЕ СОЕДИНЕНИЙ, МЕНЯЮЩИХ СВОЙСТВА БАКТЕРИАЛЬНОЙ ПОВЕРХНОСТИ, НА АДГЕЗИЮ И ОБРАЗОВАНИЕ

БИОПЛЕНОК БАКТЕРИЙ 5. ЕРЮЕЯМЮШ

5.1. Зависимость адгезии бактерий Б. ер'^егт'кИБ от содержания в среде ионов двухвалентных металлов

5.2. Влияние ЭДТА на адгезию и развитие биопленок бактериями & ер1с1егт1сИ811

5.3. Действие детергентов на адгезию бактерий & ер1с1егт1сИ5

5.4. Влияние бактерицидных соединений на адгезию и образование биопленок бактериями 51. ер1с1егт1сИ5

5.5. Действие мембранотропных соединений на адгезию и образование биопленок бактериями & ер1с1егт'кИ8

5.6. Действие гидролитических ферментов, периодата натрия и ДНК на адгезию и формирование биопленок бактериями & epid.erm.idis

5.7. Действие гидролитических ферментов и периодата натрия на сформированные биопленки бактерий & ерШегт1сИ5

ГЛАВА 6. ДЕЙСТВИЕ АНТИБИОТИЧЕСКИХ СОЕДИНЕНИЙ НА АДГЕЗИЮ И ОБРАЗОВАНИЕ БИОПЛЕНОК БАКТЕРИЯМИ £ ЕРЮЕКМЮ1Б

6.1. Действие линезолида на адгезию и образование биопленок бактериями & ер1с1егт1сИ8

6.2. Действие антибактериальных пептидов на адгезию и образование биопленок бактериями 5. ер1с1егт1сИ8

ГЛАВА 7. ИЗУЧЕНИЕ АДГЕЗИИ БАКТЕРИЙ 5. ЕРЮЕЯМЮК В

ПРИСУТСТВИИ КОМПОНЕНТОВ КРОВИ

ГЛАВА 8. ИЗУЧЕНИЕ РЕГУЛЯЦИИ ПРОЦЕССОВ АДГЕЗИИ БАКТЕРИЙ

5. ЕРЮЕЯМЮШ

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влияние факторов внешней среды на первые этапы образования биопленок бактериями Staphylococcus epidermidis»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы

Смена парадигмы в микробиологии, обусловленная осознанием выдающейся роли биопленок - организованных сообществ микроорганизмов — в формировании и функционировании биоты нашей планеты, определяет возрастающий интерес исследователей к процессам образования, персистенции и распространения этих особых живых структур.

В настоящее время уровень инфекционных заболеваний, в развитии которых формирование биопленок является важным патогенетическим событием, достигает 80% (Hidron et al., 2008). Характерной особенностью возбудителей этих патологических состояний является их высокая устойчивость к широко используемым в практике антибиотикам (Gill et al., 2005).

Бактерии рода Staphylococcus, в частности S. epidermidis, являются обычными резидентами кожных покровов и слизистых человека и животных, составляя 65— 90% от общей микрофлоры (Дерябин, 2000). Однако, способность стафилококков к образованию биопленок может приводить к серьезным осложнениям, вплоть до летальных исходов. Особенно часто это наблюдается при заболеваниях, связанных с использованием долговременных медицинских устройств -внутрисосудистых и уретральных катетеров, контактных линз и различных полимерных и металлических трансплантатов. Обладая тропностыо к различным материалам, коагулазонегативные стафилококки становятся возбудителями внутрибольничных инфекций, особенно у пациентов с ослабленным иммунитетом (Vuong and Otto, 2002). В связи с этим, изучение механизмов колонизации различных поверхностей и, особенно, первых этапов этого процесса, а также поиск путей предотвращения формирования бактериальных пленок имеют существенное значение для разработки стратегий предупреждения формирования биопленок как сапрофитных, так и патогенных бактерий.

Несмотря на значительное количество работ, посвященных изучению роли бактерий S. epidermidis в развитии имплантат-ассоциированных инфекций, механизмы адгезии и формирования биопленок стафилококками до сих пор

остаются недостаточно изученными (Otto, 2012). В связи с этим, получение новых данных о процессах бактериальной колонизации может значительно углубить понимание механизмов заселения стафилококками полимерных поверхностей и явиться основой для разработки эффективных способов предупреждения и борьбы с инфекциями, обусловленными формированием биопленок этими бактериями.

Цель настоящей работы - изучение первых этапов процессов образования биопленок бактериями S. epidermidis и их чувствительности к факторам внешней среды и ряду антибактериальных соединений.

Основные задачи исследования:

1. Изучить влияние физико-химических параметров внешней среды (гидродинамические условия, температура, pH, осмолярность среды, концентрация глюкозы) на адгезию бактерий S. epidermidis к поверхностям полистирола и стекла.

2. Оценить роль катионов биоактивных металлов (кальция, магния, цинка и марганца) в процессах адгезии и на первых этапах образования биопленок бактериями S. epidermidis.

3. Охарактеризовать действие факторов, влияющих на свойства поверхностных структур бактериальных клеток (детергенты, мембранотропные соединения и гидролитические ферменты), на сорбционную активность и формирование биопленок бактериями S. epidermidis на поверхностях полистирола.

4. Исследовать влияние антибиотических соединений (линезолид и низкомолекулярные катионные пептиды) на адгезию бактерий S. epidermidis.

5. Оценить роль некоторых белковых компонентов крови в процессах колонизации поверхностей полистирола бактериями S. epidermidis.

6. Проанализировать возможность функционирования механизмов регуляции процессов адгезии бактерий S. epidermidis.

Научная новизна

Впервые показано, что повышение осмолярности среды вызывает практически одинаковое снижение сорбции бактерий исследованного вида & ер1с1ептсИ8 как на гидрофобной, так и гидрофильной поверхностях. Установлен уровень значимости А\|/- и АрН-компонент мембранного потенциала бактерий ер(с1ептсИ8 в процессах их сорбции и формирования биопленок. Выявлено стимулирующее действие аутологичной внеклеточной ДНК на адгезию бактерий 51. ергсЯеппгсИв. Обнаружена возможность снижения вероятности формирования биопленок бактериями ер1с1егт1сИз, в том числе их антибиотикоустойчивыми штаммами, внесением в среду культивирования низкомолекулярных катионных пептидов. Получены временные характеристики продолжительности ингибирующего эффекта низкомолекулярных пептидов варнерина и хоминина на развитие биопленок бактерий & ер1с1ептсИ8. Показано, что адгезия бактерий ер1с1ептсИ8 сопровождается выделением во внешнюю среду соединений пептидной природы, по-видимому, обладающих ауторегуляторными функциями.

Теоретическая и практическая значимость работы

Полученные результаты расширяют представления об особенностях адгезии и первых этапов образования биопленок бактериями & ер1'с!ептсИз как при изменении физико-химических параметров внешней среды, так и под действием факторов, влияющих на поверхностные структуры бактериальных клеток. Ингибирующее действие низкомолекулярных катионных антибактериальных пептидов на процессы адгезии и первые этапы формирования биопленок стафилококков свидетельствует о перспективах использования этих соединений для обработки поверхностей медицинских замещающих устройств с целью предупреждения формирования на них биопленок коагулазонегативных стафилококков.

Положения, выносимые на защиту

1. Динамика связывания бактерий & ер1с1егписИ8 с поверхностями атакуемых материалов существенно зависит от физико-химических параметров внешней

среды - гидродинамических условий, температуры, рН, осмолярности и концентрации энергетического субстрата.

2. Изменение характеристик поверхностей бактерий S. epidermidis под действием факторов внешней среды - катионов биоактивных металлов, детергентов, ионофоров, ферментов - оказывает существенное влияние на их адгезию к гидрофобной поверхности полистирола.

3. Низкомолекулярные катионные пептиды семейства лантибиотиков варнерин и хоминин вызывают значительное снижение адгезии бактерий S. epidermidis на поверхностях полистирола, способствующее выраженному ингибированию первых этапов образования на них биопленок.

4. Обработка поверхностей полистирола белковыми компонентами крови приводит к существенным, определяемым природой белков, изменениям сорбции на них бактерий S. epidermidis.

5. Адгезия бактерий S. epidermidis к поверхности полистирола сопровождается выделением ими в среду низкомолекулярных соединений, по-видимому, участвующих в регуляции начальных этапов колонизации бактериями атакуемой поверхности этого материала.

Апробация работы и публикации. Основные результаты исследований доложены и обсуждены на I Всероссийской с международным участием школе-конференции молодых учёных «Современные проблемы микробиологии, иммунологии и биотехнологии», Пермь, 2011; VIII Молодежной школе-конференции «Актуальные аспекты современной микробиологии», Москва, 2012; 5th Congress of European Microbiologists, FEMS, Leipzig, 2013; VI Всероссийском с международным участием Конгрессе молодых ученых-биологов «Симбиоз-Россия», Иркутск, 2013; 18-ой международной Пущинской школе-конференции молодых учёных «Биология — наука XXI века», Пущино, 2014; III International Conference on Antimicrobial Research, Madrid, 2014.

По теме диссертации опубликовано 16 печатных работ, из них 4 статьи в научных журналах, рекомендованных ВАК Минобрнауки РФ.

Объем и структура работы. Работа изложена на 137 страницах машинописного текста и включают 20 таблиц и 43 рисунка. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследования, пяти глав собственных исследований, заключения и выводов. Список литературы содержит 227 источников, в том числе 16 отечественных и 211 зарубежных.

Связь работы с крупными программами и собственный вклад автора.

Работа выполнена в лаборатории биохимии развития микроорганизмов Института экологии и генетики микроорганизмов УрО РАН и поддержана грантами Российского фонда фундаментальных исследований (11-04-96025-р__урал_а, 12-04-01431-а и 14-04-00687), Программой фундаментальных исследований Президиума РАН «Молекулярная и клеточная биология» (12-П-4-1002) и грантом Министерства образования и науки Пермского края «Международные исследовательские группы» (С-26/632).

Научные положения и выводы полностью базируются на результатах собственных исследований автора.

СПИСОК ПРИНЯТЫХ СОКРАЩЕНИЙ

АМП - антимикробный пептид

БАИ - биоматериал-ассоциированные инфекции

БСА - бычий сывороточный альбумин

ДНК - дезоксирибонуклеионовая кислота

ДНК КРС - ДНК из селезенки крупного рогатого скота

КНС - коагулазонегативные стафилококки

КОЕ- колониеобразующая единица

МПК - минимальная подавляющая концентрация

ФБ - натрий-фосфатный буфер

Фг - фибриноген

Фн - фибронектин

ЭДТА - этилендиаминтетраацетат

экзДНК - внеклеточная ДНК

Aap - ассоциированный с накоплением белок

Bhp - Вар-гомологичный белок

СССР - карбонил-цианид-ш-хлорфенилгидразон

IgG - иммуноглобулин G

LB - среда Лурия-Бертани

MSCRAMMs - компоненты микробной поверхности, узнающие адгезивные молекулы матрикса

OD570 — оптическая плотность при длине волны 570 нм

ODöoo - оптическая плотность при длине волны 600 нм

PIA - полисахаридный межклеточный адгезин

QS - система «quorum sensing»

Ra - средняя шероховатость

Rz - средняя разница в высоте

SDS - додецилсульфат натрия

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 1.1. Микробные биопленки

На протяжении значительного периода времени микроорганизмы характеризовались как одноклеточные формы жизни — свободноплавающие планктонные клетки, что оказало неоспоримое влияние на развитие метода «чистых культур» и понимание микробной физиологии (Davey, O'Toole, 2000). Однако, с развитием методов микроскопии и молекулярно-генетических методик стало возможным прямое наблюдение огромного разнообразия микроскопических обитателей природных ниш, подтвердившее, что большинство бактерий существуют в этих условиях не в планктонном состоянии, а в виде прикрепленных к поверхностям упорядоченных сообществ — биопленок (Costerton et al., 1978).

С исторической точки зрения, открытие микробных биопленок можно связать с Антонием Ван Левенгуком, который в XVII веке, используя простой микроскоп, первым наблюдал микроорганизмы, выделенные из собственного зубного налета. Значительно позднее, в середине XX века, было обнаружено, что рост и жизнедеятельность бактерий существенно усиливаются при наличии поверхностей, к которым бактерии могут прикрепляться, и что число микроорганизмов на этих поверхностях значительно выше, чем в окружающей их среде (Zobell, 1943). А в 1978 г. Costerton с соавт. уже постулировали общую теорию господства биопленок (Costerton et al., 1978).

В настоящее время признано, что в естественной среде более чем 99% всех бактерий существуют в виде биопленок (Hall-Stoodley and Stoodley, 2009). Это наводит на мысль о существенном преимуществе иммобилизованных на поверхностях бактериальных клеток перед планктонными. По-видимому, это связано с тем, что прикрепленные к поверхности бактерии находятся в более благоприятной среде с позиции защиты от внешних неблагоприятных факторов (Davey and O'Toole, 2000). Действительно, бактерии, находящиеся в биопленке, отличаются от растущих в планктоне как физиологически, так и по фенотипу (Hall-Stoodley et al., 2004). Главные фенотипические изменения в них связаны со

специфической транскрипцией генов, изменением скорости роста, дыхания, потребления кислорода, уровня электрон-транспортной активности, синтеза внеклеточных полимеров, активности потребления субстратов и резистентности к антибиотическим факторам (Wilson, 2001; Donlan, 2002). Действительно, показано, что иммобилизованные в биопленках бактерии до 1000 раз более устойчивы к антибиотикам и факторам иммунной защиты хозяина по сравнению со свободно живущими клетками (Ceri et al., 1999).

В настоящее время биопленки могут быть определены как сообщества бактерий, которые необратимо прикреплены к биотической или абиотической поверхностям и заключены в межклеточный полимерный матрикс (Costerson et al., 1999). Этот матрикс преимущественно включает в себя такие внеклеточные полимерные вещества, как полисахариды, белки, нуклеиновые кислоты и другие соединения, которые синтезируются клеточными элементами и экспортируются на их поверхность и в окружающую среду, заполняя прилегающее межклеточное пространство (Davey, O'Toole, 2000).

1.1.1. Образование биопленок

Образование биопленок включают в себя две основные функциональные фазы: первичную адгезию с адаптацией бактерий к поверхности и формирование многослойных клеточных слоев и кластеров, обусловленное продукцией внеклеточного полимерного матрикса (O'Toole et al., 2000). На начальной стадии бактериальной колонизации клетки приближаются к поверхности настолько близко, что их подвижность снижается, и возникают кратковременные контакты с поверхностью. В этот период первичная адгезия микроорганизмов в значительной степени определяется физико-химическими свойствами поверхностей как бактериальных клеток, так и атакуемого материала (von Ei ff et al., 2002). Главными действующими силами на этом этапе являются силы Ван-дер-Ваальса, уровень гидрофобности клеточной поверхности (Oliveira et al., 2001), величина заряда сорбирующихся клеток (van Loosdrecht et al., 1990), а так же гидрофобность, заряд, шероховатость и химический состав поверхности атакуемого материала (An and Friedman, 2000).

Гидрофобность клеточной поверхности и первичная адгезия бактерий, во многом, зависят от присутствия бактериальных поверхностно-ассоциированных белков (von Eiff et al., 2002). Однако, в природе бактерии чаще прикрепляются, не непосредственно к субстрату, а к слою адсорбированных на его поверхности молекул, так называемой «кондиционной пленке». В этом случае, прикрепление бактериальных клеток, в основном, зависит от специфических взаимодействий бактериальных адгезинов с их комплементарными рецепторами, находящимися на поверхности атакуемого субстрата. Такие особые белковые молекулы известны как компоненты микробной поверхности, узнающие адгезивные молекулы матрикса (microbial surface components recognizing adhesive matrix molecules, MSCRAMMs) (Patti et al., 1994). Одним из примеров такого типа поверхностных белков, взаимодействующих с матричными белками поверхностных структур, может служить Fbe - фибриноген-связывающий белок Staphylococcus epidermidis, локализованный на поверхности клеточной стенки (Vuong and Otto, 2002).

При завершении этапа первичной адгезии к поверхности материала в иммобилизованных бактериях активируются процессы деления и размножения с формированием микроколонии, создающих многослойные клеточные кластеры. В этом процессе принимают участие межклеточные адгезины и синтезируемые внеклеточные полимерные матричные молекулы, включающие белки и полисахариды. С увеличением бактериальной популяции клетки начинают продуцировать химические сигналы, с помощью которых, через системы «quorum sensing» (QS) контактируют с другими бактериальными клетками. Установлено, что данные механизмы способны регулировать широкий спектр физиологических процессов (Ильина и др., 2006), в том числе, активировать гены, ответственные за продукцию экзополисахаридов (Costerson et al., 1999). Продолжающийся рост прикрепленных микроорганизмов приводит к образованию бактериальных агрегатов, погруженных в экзополимерный матрикс, характерный для зрелых биопленок (Wilson, 2001).

Под воздействием сильных механических и гидродинамических усилий, а так же регуляции по механизму QS зрелые биопленки могут вступать в процесс

диссеминации с высвобождением в окружающее пространство отдельных клеток или их кластеров. В дальнейшем отделившиеся фрагменты могут колонизировать другой район субстрата с образованием новых микроколоний или диссеминировать в пространстве и формировать очаги образования биопленок на отдаленных от локализации первоначальной пленки субстратах (Chmielewski and Frank, 2003).

Протяженность процесса образования биопленок стафилококками, стрептококками и псевдомонадами чаще всего составляет около 2-4 дней и распределяется по основным этапам следующим образом: планктонные бактерии сорбируются на абиотической поверхности в течение нескольких минут (Frank, 2001); в течение последующих 2-4 ч образуются прочно соединенные микроколонии; в течение 6-12 часов с момента прикрепления к субстрату активируется продукция внеклеточных полисахаридов, и вместе с ней, появляется устойчивость к неблагоприятным условиям среды; затем в течение 2-4 дней в зависимости от вида бактерий и условий роста зрелые колонии биоплёнки, проходят процесс созревания и диссеминации от поверхности с высвобождением планктонных бактерий (Афиногенова и Даровская, 2011).

1.1.2. Структура бнопленок

С помощью современных видов микроскопии, таких как конфокальная лазерная сканирующая микроскопия, а так же молекулярных и электрохимических методов высокого разрешения были исследованы структурная организация и функции сообщества биопленок. Исходя из современных данных, зрелые биопленки представляют собой высокогетерогенное организованное сообщество, структура которого представляет микроколонии бактериальных клеток, заключенные в разделенный водными каналами внеклеточный полимерный матрикс (Donlan and Costerton, 2002). В основном, всем типам биопленок присущи некоторые универсальные структурные атрибуты, но, несмотря на это, каждое микробное сообщество уникально (Tolker-Nielsen and Molin, 2000). В зависимости от свойств поверхности, доступности питательных веществ, состава и уровня гетерогенности микробного сообщества и

гидродинамики структура биопленок может колебаться от модели плотной биопленки до рыхлой мозаичной модели, структура которой представляет собой сложную организацию, включающую грибоподобные агрегаты, разделенные водными пространствами (Николаев и Плакунов, 2007). Последний тип структуры обычно рассматривается как типичная архитектура биопленок (Costerton, 1995), характерная для сообществ, образованных при низких концентрациях питательных веществ, высоком сдвигающем усилии потока и отсутствии механических, абразивных и сжимающих сил (Wilson, 2001).

Считается, что вода является главным компонентом матрикса биопленки, на долю которого приходится до 97% (Zhang et al., 1998). Тогда как содержание бактерий составляет 10-50% от общего объема биопленки (Costerton, 1995). Количество внеклеточных полимерных веществ колеблется в пределах 50-90% от общего количества органического углерода в биопленках (Flemming et al., 2000). Кроме полисахаридов, белков, нуклеиновых кислот или фосфолипидов в матриксе биопленок также могут быть обнаружены другие неклеточные материалы, такие как кристаллы минеральных соединений или компоненты крови, присутствие которых зависит от окружающей среды, в которой развивалось это сообщество (Donlan, 2002).

Водные каналы, которые отделяют погруженные в матрикс микроколонии, необходимы для поддержания жизнеспособности биопленки, так как они, представляя собой по сути сосуды, доставляют питательные вещества глубоко внутрь сложных сообществ (Stoodley et al., 2002), позволяя обмениваться продуктами метаболизма в слоях жидкостей (Costerton, 1995). Гидродинамический поток жидкостей над и внутри биопленок также может содействовать отделению от поверхности небольших фрагментов с живыми клетками, которые могут переноситься потоком жидкости и откладываться где-то в другом месте для дальнейшей колонизации поверхности во внутренней среде макроорганизма (Dunne, 2002).

В биопленках клетки обмениваются информацией с помощью сигналов, так называемой системы QS, которые являются молекулами особых соединений,

способными регулировать экспрессию генов, чувствительных к плотности клеток (Kong et al., 2006). Сигнальные молекулы QS грамположительных бактерий чаще всего являются пептидами, сравнимыми с феромонами и гормонами, которые управляют клеточным делением, и, кроме того, уровнем плотности популяции биопленки, а так же продукцией экзополимерного матрикса (Donlan and Costerton, 2002; Kong et al., 2006). Сложный уровень структурной организации объясняет поразительную метаболическую эффективность микробных биопленок.

1.1.3. Бнопленки и биоматериал-ассоциированные инфекции

Бактериальная адгезия к поверхности медицинских устройств рассматривается как основополагающий механизм возникновения внутрибольничных инфекций, т.е. инфекций, которые не были диагностированы на момент госпитализации пациента. Основными медицинскими имплантатами, которые подвергаются опасности инфицирования, являются внутривенные (центральные венозные катетеры); сердечнососудистые (сердечные клапаны, коронарные шунты); нейрохирургические (шунты желудочков, имплантируемые неврологические стимуляторы); ортопедические (артропротезы, устройства фиксации переломов); офтальмологические (большинство контактных линз) и стоматологические (зубные протезы) (von Eiff et al., 2005). Следует отметить, что поверхность катетеров, таких как центральный венозный катетер, внутривенный или мочевой катетеры, наиболее благоприятна для образования биопленок (Davey and O'Toole, 2000). Действительно, биоматериал-ассоциированные инфекции (БАИ), и, в частности, связанные с введением центрального венозного катетера, являются основной причиной развития бактериемии у госпитализированных пациентов (Elliott, 1993). При этом главным источником микробного инфицирования является место введения этих устройств в кожу, откуда бактерии мигрируют по внутрикожному пути на наружную поверхность катетера, приводя к последовательной внешней колонизации катетера или сепсису (Worthington et al., 2000). Таким образом, бактериальное обсеменение медицинских имплантатов способствует образованию на их поверхностях биопленок, которые обладают выраженной устойчивостью к факторам иммунной защиты хозяина (von Eiff et al.,

1999) и антибиотикам (Donlan and Costerton, 2002). Повышение устойчивости бактерий в биопленках к химико-терапевтическим факторам является результатом высокой фильтрующей способностью биоплёнок (Чеботарь и др., 2012), а также увеличения числа фенотипических изменений, которые обеспечивают резистентность бактериальных клеток в среде биопленки, и индукции инактивирующих антибиотики ферментов (Gilbert et al., 1997).

Многочисленные исследования биопленок показали, что основными микроорганизмами, ответственными за образование биопленок на имплантируемых устройствах являются дрожжи (Candida species), грамположительные {Enterococcus faecalis, Staphylococcus aureus, Staphylococcus epidermidis, Streptococcus viridans) и грамотрицательные {Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Proteus mirabilis, Pseudomonas aeruginosa) бактерии (Табл. 1) (Davey and O'Toole, 2000).

Таблица 1

Заболевания или осложнения, обусловленные бактериальным инфицированием _медицинских замещающих устройств_

Заболевание/ осложнение Имплантат Обнаруженный микроорганизм

Эндокардит сердечных клапанов Протезы клапанов S. epidermidis, S. sanguis

Кератиты (воспаление роговицы) Контактные линзы P. aeruginosa, S. epidermidis

Сепсис, эндокардит Внутривенные катетеры S. epidermidis, S. aureus

Сепсис, деструкция устройства Искусственное сердце P. aeruginosa, S. epidermidis, S. aureus

Бактериурия Мочевые катетеры E. coli, P. aeruginosa, E. faecalis, Proteus mirabilis

Сепсис, деструкция устройства Суставные протезы S. epidermidis, S. aureus

Пневмония Эндотрахеальные трубки P. aeruginosa, E. coli, S. epidermidis, S. aureus

Деструкция протеза Голосовые протезы Streptococcus spp., Staphylococcus spp.

Выявлено, что в течение последних 20 лет у 6-14% пациентов, помещенных в общий госпиталь, развиваются внутрибольничные инфекции (Vazquez-Aragon et al., 2003). В целом, до 65% всех нозокомиальных инфекций являются следствием развития и функционирования биопленок (Романова и Гинзбург, 2011). Данный факт позволяет рассматривать инфекции, связанные с образованием и функционированием биопленок, как основную причину заболеваемости и смертности. Кроме того, часто единственным выходом из таких состояний является хирургическое удаление инфицированных имплантированных устройств, которое, к сожалению, сопровождается дополнительными затратами материальных и человеческих ресурсов (Vinh and Embil, 2005; Wilson, 2001). 1.2. Бактерии рода Staphylococcus

Бактерии рода Staphylococcus представляют собой грамположительные кокки, 0,5 - 1,5 мкм в диаметре и имеют низкое (около 33-40%) содержание Г+Ц в ДНК (Дерябин, 2000). Они чаще всего соединены в кластеры, которые напоминают гроздь винограда, но также могут встречаться в виде одиночных клеток или пар. Родовое имя Staphylococcus пришло из Греции (staphyle и kokkos), что означает «гроздь винограда», так как под микроскопом окрашенные по Граму бактерии очень часто напоминают такую же картину (Хоулт и др., 1997).

Впервые стафилококки были выделены Розенбахом (Rosenbach, 1884), который описал две пигментированные колонии и предложил соответствующую номенклатуру: Staphylococcus aureus (желтые) и Staphylococcus albus (белые).

Стафилококки являются факультативными анаэробами, энергетика роста которых обеспечивается аэробным дыханием либо путем анаэробного расщепления углеводов, конечным продуктом которого является молочная кислота (Хоулт и др., 1997; Gotz et al., 2006). Характерной особенностью стафилококков является окружающая клеточную мембрану мощная клеточная стенка, содержащая до 60 слоев пептидогликана, а так же тейхоевые и липотейхоевые кислоты (Дерябин, 2000). Каталазный тест очень важен для различия стрептококков (каталазанегативные) от стафилококков, которые являются сильными продуцентами каталазы. Важной характеристикой этих

бактерий является высокая устойчивость к дегидратации (Хоулт и др., 1997), особенно когда они связаны с органическими субстратами, такими как кровь, гной и тканевые жидкости.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Ерошенко, Дарья Владимировна, 2015 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Афиногенова, А.Г. Микробные биопленки ран: состояние вопроса/ А.Г. Афиногенова, E.H. Даровская. // Травматология и ортопедия России. - 2011. Т. 3. №61. -С. 119-125.

2. Бухарин, О.В. Влияние активных форм кислорода на адгезивные характеристики и продукцию биопленок бактериями/ О.В. Бухарин, A.A. Сгибнев. // Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. - 2012. - № 3. - С. 70-73.

3. Грызунов, Ю.А. Альбумин сыворотки крови в клинической медицине / Ю.А. Грызунов, Г.Е. Добрецов / М.: Ириус, 1994. — 226 с.

4. Дерябин, Д.Г. Стафилококки: экология и патогенность / Д.Г. Дерябин / Екатеринбург: УрО РАН, 2000. - 239 с.

5. Ильина, Т.С. Системы коммуникаций у бактерий и их роль в патогенности / Т.С. Ильина, Ю.М. Романова, А.Л. Гинцбург // Мол. генетика, микробиол. вирусол. - 2006. - № 3. - С. 22-29.

6. Коробов, В.П. Выделение и характеристика нового низкомолекулярного антибактериального пептида семейства лантибиотиков/ В.П. Коробов [и др.] // Микробиология. - 2010. - Т. 79. - №2. - С. 228-238.

7. Коробов, В.П. Патент РФ № 2528055. - 2014.

8. Николаев, Ю.А. Биопленка - "город микробов" или аналог многоклеточного микроорганизма?/ Ю.А. Николаев, В.К. Плакунов. // Микробиология. - 2007. — Т. 76.-№2.-С. 149-163.

9. Определение чувствительности микроорганизмов к антибактериальным препаратам (Методические указания МУК 4.2.1890-04) // Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. — 2004. — Т. 6. — № 4. — С. 306359.

10. Потехина, Н.В. Тейхоевые кислоты акиномицетов и других грам-положительных бактерий/ Н.В. Потехина. // Успехи биологической химии. — 2006. -Т. 46.-С. 225-278.

11. Романова, Ю.М. Бактериальные биопленки как естественная форма существования бактерий в окружающей среде и организме хозяина / Ю.М. Романова, A.J1. Гинцбург // Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. - 2011.-№3:-С. 100-110.

12. Стрелкова, Е.А. Стимуляция антибиотиками процесса формирования бактериальных биопленок/ Е.А. Стрелкова [и др.] // Микробиология. - 2012. — Т. 81. -№ 2. - С. 282-285.

13. Трахтенберг, И.Ш. Образование биопленок стафилококков на поверхности титана и титана с углеродной алмазоподобной пленкой и действие на них низкомолекулярного катионного пептида варнерина/ И.Ш. Трахтенберг [и др.]. // Перспективные материалы. - 2013. — № 4. - С. 39-44.

14. Чеботарь, И.В. Новый метод исследования антибиотикорезистентности бактериальных биоплёнок / И.В. Чеботарь [и др.]. // Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. - 2012. - Т. 14. - № 4. - С. 303-308.

15. Фалова, О.Е. Влияние углеводов на интенсивность адгезии золотистого стафилококка/ О.Е. Фалова. // Вестник новых медицинских технологий. — 2011. — Т. 18.-№ 1.-С. 11-12.

16. Определитель бактерий Берджи. В 2-х т. Т. 2: Пер. с англ. // под ред. Д. Хоулт и др. М.: Мир, 1997. - 432 с.

17. Aiassa, V. In vitro oxidant effects of D-glucosamine reduce adhesion and biofilm formation of Staphylococcus epidermidis / V. Aiassa [et al.] // Rev. Argent. Microbiol.

- 2012. - V. 44.-№ l.-P. 16-20.

18. An, Y.H. Rapid quantification of staphylococci adhered to titanium surfaces using image analyzed epifluorescence microscopy/ Y.H. An [et al.] // J. Microbiol. Methods.

- 1995.-V. 24.-P. 29-40.

19. An, Y.H. The prevention of prosthetic infection using a cross-linked albumin coating in a rabbit model./ Y.H. An [et al.] II J. Bone Joint Surg. Br. - 1997. - V. 79. -№ 5.-P. 816-9.

20. An, Y.H. Handbook of Bacterial Adhesion / Y.H. An, R.J. Friedman / New Jersey: Humana Press, 2000. - 644 p.

21. Ardehali, R. The inhibitory activity of serum to prevent bacterial adhesion is mainly due to apo-transferrin./ R. Ardehali [et al.] // J. Biomed. Mater. Res. A. -2003. -V.66.-№ 1.-P. 21-8.

22. Arrecubieta, C. SdrF, a Staphylococcus epidermidis surface protein, binds type I collagen./ C. Arrecubieta [et al.] //J. Biol. Chem. - 2007. - V. 282. - P. 18767-18776.

23. Arrecubieta, C. SdrF, a Staphylococcus epidermidis surface protein, contributes to the initiation of ventricular assist device driveline-related infections./ C. Arrecubieta [et al.] II PLoS Pathog. - 2009. - V. 5. - № 5. - P. 1-13.

24. Calcium inhibits bap-dependent multicellular behavior in Staphylococcus aureus./ M.J. Arrizubieta [et al.] II J. Bacteriol. - 2004. - V. 186. - № 22. - P. 7490-7498.

25. Atlas, R.M. Handbook of Microbiological Media / R.M. Atlas // by ed. L.C. Parks. CRC press, 1993. 3th ed - 1079 p.

26. Batzilla, C.F. Impact of the accessory gene regulatory system (Agr) on extracellular proteins, codY expression and amino acid metabolism in Staphylococcus epidermidis/ C.F. Batzilla [et al.] 11 Proteomics. - 2006. - V. 6. - P. 3602-3613.

27. Baveja, J.K. Furanones as potential anti-bacterial coatings on biomaterials./ J.K. Baveja [et al.] // Biomaterials. - 2004. - V. 25. - № 20. - P. 5003-12.

28. Bollen, C.M. Comparison of surface roughness of oral hard materials to the threshold surface roughness for bacterial plaque retention: a review of the literature./ C.M. Bollen [et al.] // Dent. Mater. - 1997. - V. 13. - P. 258-269.

29. Bower, C.K. Protein antimicrobial barriers to bacterial adhesion./ C.K. Bower [et al.] // J. Dairy Sci. - 1998. - V. 81. - № 10. - P. 2771-8.

30. Boyd, R.D. Use of the atomic force microscope to determine the effect of substratum surface topography on bacterial adhesion/ R.D. Boyd [et al.] // Langmuir. -2002. - V. 18. - P. 2343-2346.

31. Brancatisano, F.L. Inhibitory effect of the human liver-derived antimicrobial peptide hepcidin 20 on biofilms of polysaccharide intercellular adhesin (PIA)-positive and PIA-negative strains of Staphylococcus epidermidis./ F.L. Brancatisano [et al.] II Biofouling. -2014. - V. 30.-№4. _p. 435^16.

32. Bridgett, M.J. Control of staphylococcal adhesion to polystyrene surfaces by polymer surface modification with surfactants./ M.J. Bridgett [et al.] Il Biomaterials. -1992. - V. 13.-P. 411-416.

33. Brokke, P. Adherence of coagulase-negative staphylococci onto polyethylene catheters in vitro and in vivo: a study on the influence of various plasma proteins/ P. Brokke [et al.] II J. Biomater. Appl. - 1991. - V. 5. - № 3. - P. 204-226.

34. Cerca, N. The relationship between inhibition of bacterial adhesion to a solid surface by sub-MICs of antibiotics and subsequent development of a biofilm. / N. Cerca [et al.] II Res. Microbiol. - 2005a. - V. 156. - № 5-6. - P. 650-655.

35. Cerca, N. Quantitative analysis of adhesion and biofilm formation on hydrophilic and hydrophobic surfaces of clinical isolates of Staphylococcus epidermidis ./ N. Cerca [et al.] II Res. Microbiol. - 2005b. - V. 156. - № 4. - P. 506-514.

36. Ceri, H. The Calgary Biofilm Device: New technology for rapid determination of antibiotic susceptibilities of bacterial biofilms/ H. Ceri [et al.] II J. Clin. Microbiol. -1999.- V. 37.-P. 1771-1776.

37. Chaieb, K. XTT assay for evaluating the effect of alcohols, hydrogen peroxide and benzalkonium chloride on biofilm formation of Staphylococcus epidermidis./ K. Chaieb [et al.] Il Microb. Pathog. - 2011. - V. 50. - № 1. - P. 1-5.

38. Chang, Y. Low concentration of ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) affects biofilm formation of Listeria monocytogenes by inhibiting its initial adherence./ Y. Chang [et al.] II Food Microbiol. - 2012. - V. 29. -№ 1. - P. 10-7.

39. Chavez de Paz, L.E. Response to alkaline stress by root canal bacteria in biofilms./ L.E. Chavez de Paz [et al.] II Int. Endod. J. - 2007. - V. 40. - № 5. - P. 344-55.

40. Chmielewski, R.A.N., Biofilm Formation and Control in Food Processing Facilities/ R.A.N. Chmielewski, J.F. Frank. // Compr. Rev. Food Sci. Food Saf. - 2003. - V. 2.- № 1.- P. 22-32.

41. Conrady, D.G. A zinc-dependent adhesion module is responsible for intercellular adhesion in staphylococcal biofilms./ D.G. Conrady [et al.] II Proc. Natl. Acad. Sci. U. S.A.-2008.- V. 105.- №49.- P. 19456-61.

42. Covalent immobilization of antimicrobial peptides (AMPs) onto biomaterial surfaces./ F. Costa [et al] // Acta Biomater. - 2011. - V. 7. - № 4. - P. 1431-40.

43. Costerson, J.W. Bacterial bioflims: a common cause of persistent infections/ J.W. Costerson [et al] II Science. - 1999.- V. 284.-P. 1318-1322.

44. Costerson, J.W. How bacteria stick./ J.W. Costerton [et al.] II Sci. Am. - 1978. -V. 238.-P. 86-95.

45. Costerton, J.W. Overview of microbial bioflims/ J.W. Costerton // J. Ind. Microbiol.- 1995,- V. 15.-P. 137-140.

46. Quantitation and characterization of competitive protein binding to polymers./ C.N. Cottonaro [et al] II Trans. Am. Soc. Artif. Intern. Organs. - 1981. - V. 27. - P. 391-5.

47. Cucarella, C. Bap, a Staphylococcus aureus surface protein involved in biofilm formation./ C. Cucarella [et al] II J. Bacteriol. - 2001. - V. 183. - № 9. - P. 2888-96.

48. Das, T. Role of extracellular DNA in initial bacterial adhesion and surface aggregation./ T. Das [et al] II Appl. Environ. Microbiol. - 2010. - V. 76. - № 10. - P. 3405-8.

49. Das, T. DNA-mediated bacterial aggregation is dictated by acid - base interactions/ T. Das [et al] II Soft Matter. - 2011. - P. 2927-2935.

50. Davey, M.E. Microbial Biofilms: from Ecology to Molecular Genetics/ M.E. Davey, G.A. O' Toole. // Microbiol. Mol. Biol. Rev. MMBR. - 2000. - V. 64. - № 4. - P. 847-867.

51. DeLeo, F.R. Community-associated meticillin-resistant Staphylococcus aureus.! F.R. DeLeo [etal] //Lancet. - 2010. - V. 375.-№ 9725. - P. 1557-68.

52. Dickinson, R.B. Quantitative comparison of shear-dependent Staphylococcus aureus adhesion to three polyurethane ionomer analogs with distinct surface properties./ R.B. Dickinson [et al] II J. Biomed. Mater. Res. - 1997. - V. 36. - № 2. - P. 152-162.

53. Donlan, R.M. Biofilms: microbial life on surfaces./ R.M. Donlan. // Emerg. Infect. Dis. - 2002. - V. 8. - № 9. - P. 881-90.

54. Donlan, R.M. Biofilms: Survival Mechanisms of Clinically Relevant Microorganisms/ R.M. Donlan, J.W. Costerton. // Clin. Microbiol. Rev. - 2002. - V. 15.- №2.- P. 167-193.

55. Dunne Jr, W. The effects of magnesium, calcium, EDTA, and pH on the in vitro adhesion of Staphylococcus epidermidis to plastic./ W. Dunne Jr, E. Burd. // Microbiol. Immunol.- 1992.- V. 36. - № 10.- P. 1019-1027.

56. Dunne, W.M. Bacterial Adhesion: Seen Any Good Biofilms Lately?/ W.M. Dunne. // Clin. Microb. Rev. - 2002. - V. 15. - № 2.

57. von Eiff, C. New aspects in the molecular basis of polymer-associated infections due to staphylococci./ [et al.] // Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. Off. Publ. Eur. Soc. Clin. Microbiol. - 1999. - V. 18. - № 12. - P. 843-846.

58. von Eiff, C. Pathogenesis of infections due to coagulase-negative staphylococci / C. von Eiff [etal.] //Lancet Infect. Dis. - 2002. - V. 2. - P. 677-685.

59. von Eiff, C. Infections associated with medical devices: pathogenesis, management and prophylaxis./ C. von Eiff [et al.] // Drugs. - 2005. - V. 65. - № 2. - P. 179-214.

60. Elliott, T.S. Line-associated bacteraemias./ T.S. Elliott. // Commun. Dis. Rep. CDR Rev. - 1993. - V. 3.-P. R91-R96.

61. Fang, H. Rapid Screening and Identification of Methicillin-Resistant Staphylococcus aureus from Clinical Samples by Selective-Broth and Real-Time PCR Assay/ H. Fang, G. Hedin. // J. Clin. Microbiol. - 2003. - V. 41. - № 7. - P. 28942899.

62. Fitzpatrick, F. Evidence for low temperature regulation of biofilm formation in Staphylococcus epidermidis/ F. Fitzpatrick [et al.] // J. Med. Microbiol. — 2005. — V. 54.- № Pt 5. - P. 509-10.

63. Flemming, R.G. Bacterial colonization of functionalized polyurethanes/ R.G. Flemming [et al.] // Biomaterials. - 2000. - V. 21. - P. 273-281.

64. Fletcher, M. The effects of proteins on bacterial attachment to polystyrene./ M. Fletcher. // J. Gen. Microbiol. - 1976. - V. 94. - № 2. - P. 400-^04.

65. Fletcher, M. Bubble contact angle method for evaluating substratum interfacial characteristics and its relevance to bacterial attachment./ M. Fletcher, K.C. Marshall. // Appl. Environ. Microbiol. - 1982. - V. 44. - № l.-P. 184-192.

66. Fontana, M.B.C. Bacteriocins Pep5 and epidermin inhibit Staphylococcus epidermidis adhesion to catheters./ M.B.C. Fontana [et al.] II Curr. Microbiol. - 2006. -V. 52.-№5.-P. 350-3.

67. Frank, J.F. Microbial attachment to food and food contact surfaces/ J.F. Frank. // Adv. Food Nutr. Res. - 2001. - V. 43. - P. 319-370.

68. Freeman, D.J. New method for detecting slime production by coagulase negative staphylococci/ D.J. Freeman [et al.] //J. .Clin. Pathol. - 1989. - P. 872-874.

69. Gabriela Bowden, M. Is the GehD lipase from Staphylococcus epidermidis a collagen binding adhesin?/ M. Gabriela Bowden [et al.] II J. Biol. Chem. - 2002. - V. 277.-P. 43017^43023.

70. Early adhesion of bacteremic strains of Staphylococcus epidermidis to polystyrene: influence of hydrophobicity, slime production, plasma, albumin, fibrinogen, and fibronectin./ S. Galliani [et al.] II J. Lab. Clin. Med. - 1994. - V. 123. - P. 685-692.

71. Genetic classification and distinguishing of Staphylococcus species based on different partial gap, 16S rRNA, hsp60, rpoB, sodA, and tuf gene sequences./ B. Ghebremedhin [et al.] II J. Clin. Microbiol. - 2008. - V. 46. - № 3. - P. 1019-25.

72. Gibson, H. Effectiveness of cleaning techniques used in the food industry in terms of the removal of bacterial biofilms./ H. Gibson [et al.] II J. Appl. Microbiol. - 1999. -V. 87-№ 1.- P. 41-8.

73. Gilan, I. Extracellular DNA Plays an Important Structural Role in the Biofilm of the Plastic Degrading Actinomycete Rhodococcus ruber/ I. Gilan, A. Sivan. // Adv. Microbiol. - 2013. -V. 3. - P. 543-551.

74. Gilbert, P. Surface characteristics and adhesion of Escherichia coli and Staphylococcus epidermidis J P. Gilbert [et al.] II J. Appl. Bacteriol. — 1991. — V. 71. -P. 72-77.

75. Gilbert, P. Biofilm susceptibility to antimicrobials./ P. Gilbert [et al.] II Adv. Dent. Res. - 1997.-V. 11.-P. 160-167.

76. Gill, S.R. Insights on Evolution of Virulence and Resistance from the Complete Genome Analysis of an Early Methicillin-Resistant Staphylococcus aureus Strain and a

Staphylococcus epidermidis Strain / S.R. Gill [et al.] II J. Bacterid. - 2005. - V. 187. -№ 7.-P. 2426-2438.

77. Giuliani, A. Antimicrobial peptides: the LPS connection./ A. Giuliani [et al.] II Methods Mol. Biol.-2010.- V. 618.-P. 137-154.

78. Goldsmith, H.L. Rheological aspects of thrombosis and haemostasis: basic principles and applications. ICTH-Report—Subcommittee on Rheology of the International Committee on Thrombosis and Haemostasis./ H.L. Goldsmith, V.T. Turitto. II Thromb. Haemost. - 1986. - V. 55. - P. 415-435.

79. Gordon, A.S. Electrolyte effects on attachment of an estuarine bacterium./ A.S. Gordon, F.J. Millero. // Appl. Environ. Microbiol. - 1984. - V. 47. - P. 495^199.

80. Gossas, T. Characterization of Ca2+ interactions with matrix metallopeptidase-12: implications for matrix metallopeptidase regulation./ T. Gossas, U.H. Danielson. // Biochem. J. - 2006. - V. 398. - P. 393-398.

81. Götz, F. Staphylococcus and biofilms/ F. Götz. // Mol. Microbiol. - 2002. - V. 43. - № 6. - P. 1367-1378.

82. The Genera Staphylococcus and Macrococcus / F. Götz [et al.] II The Prokaryotes / by ed. M. Dworkin [et al.] New York, NY: Springer US, 2006. - P. 5-75.

83. Gristina, A. Biomaterial specificity, molecular mechanisms, and clinical relevance of S. epidermidis and S. aureus infections in surgery / A. Gristina [et al.] II Pathogenesis and Clinical Significance of Coagulase-negative Staphylococci / by ed. G. Pulverer [et al] Starttgart: Fisher Verlag, 1987. - P. 143-157.

84. Guaní-Guerra, E. Antimicrobial peptides: general overview and clinical implications in human health and disease./ E. Guaní-Guerra [et al] II Clin. Immunol. — 2010. - V. 135.-P. 1-11.

85. Hall-Stoodley, L. Bacterial biofilms: from the natural environment to infectious diseases./ L. Hall-Stoodley [et al.] II Nat. Rev. Microbiol. - 2004. - V. 2. - P. 95-108.

86. Hall-Stoodley, L. Evolving concepts in biofilm infections / L. Hall-Stoodley, P. Stoodley//Cell. Microbiol. -2009. - V. 11.-P. 1034-1043.

87. Harden, V. The isoelectric point of bacterial cells/ V. Harden,' J. Harris. // J. Bacteriol. — 1953. — V. 65. — № 2. - P. 198-202.

88. Hartford, O.M. The Fbe (SdrG) protein of Staphylococcus epidermidis HB promotes bacterial adherence to fibrinogen./ O.M. Hartford [et al.] // Microbiology. -2001a.- V. 147.- P. 2545-2552.

89. Hartford, O.M. Identification of residues in the Staphylococcus aureus fibrinogen-binding MSCRAMM clumping factor A (ClfA) that are important for ligand binding./ O.M. Hartford [et al.] II J. Biol. Chem. - 2001b. - V. 276. - P. 2466-2473.

90. Heilmann, C. Evidence for autolysin-mediated primary attachment of Staphylococcus epidermidis to a polystyrene surface./ C. Heilmann [et al.] II Mol. Microbiol. - 1997,-V. 24.-№ 5.- P. 1013-1024.

91. Hennig, S. Spontaneous switch to PIA-independent biofilm formation in an ica-positive Staphylococcus epidermidis isolate./ S. Hennig [et al.] II Int. J. Med. Microbiol. - 2007. - V. 297. - № 2. - P. 117-22.

92. Herigstad, B. How to optimize the drop plate method for enumerating bacteria./ B. Herigstad [et al.] II J. Microbiol. Methods. - 2001. - V. 44. - № 2. - P. 121-9.

93. Herrmann, M. Fibronectin, fibrinogen, and laminin act as mediators of adherence of clinical staphylococcal isolates to foreign material./ M. Herrmann [et al.] II J. Infect. Dis. - 1988. - V. 158.-№4.-P. 693-701.

94. Hidron, A.I. NHSN annual update: antimicrobial-resistant pathogens associated with healthcare-associated infections: annual summary of data reported to the National Healthcare Safety Network at the Centers for Disease Control and Prevention, 20062007./ A.I. Hidron [et al.] II Infect. Control Hosp. Epidemiol. - 2008. - V. 29. - № 11. -P. 996-1011.

95. Hogt, A.H. Adhesion of Staphylococcus epidermidis and Staphylococcus saprophytics to a hydrophobic biomaterial./ A.H. Hogt [et al.] II J. Gen. Microbiol. — 1985a. - V. 131. - № 9. - P. 2485-2491.

96. Hogt, A.H. Adhesion of coagulase-negative staphylococci with different surface characteristics onto a hydrophobic biomaterial/ A.H. Hogt [et al.] II Antonie Van Leeuwenhoek. - 1985b.- V. 51.-№ 5-6. - P. 510-512.

97. Holä, V. The dynamics of Staphylococcus epidermis biofilm formation in relation to nutrition, temperature, and time/ V. Holä [et al.] II Scripta Medica. - 2006. - V. 79. -P. 169-174.

98. Hood, S.K. Adherence to stainless steel by foodborne microorganisms during growth in model food systems/ S.K. Hood, E.A. Zottola. // Int. J. Food Microbiol. -1997.-V. 37.-P. 145-153.

99. Hussain, M. Importance of medium and atmosphere type to both slime production and adherence by coagulase-negative staphylococci./ M. Hussain [et al.] II J. Hosp. Infect. - 1992. - V. 20. - P. 173-184.

100. Hussain, M. A 140-kilodalton extracellular protein is essential for the accumulation of Staphylococcus epidermidis strains on surfaces./ M. Hussain [et al.] II Infect. Immun. - 1997.-V. 65.-№2.-P. 519-24.

101. Hussain, M. Teichoic acid enhances adhesion of Staphylococcus epidermidis to immobilized fibronectin./ M. Hussain [et al.] II Microb. Pathog. - 2001. - V. 31. - P. 261-270.

102. Ishiguro, R. Modes of conformational changes of proteins adsorbed on a planar hydrophobic polymer surface reflecting their adsorption behaviors/ R. Ishiguro [et al.] II J. Colloid Interface Sei. - 2005. - V. 290. - P. 91-101.

103.1zano, E.A. Differential roles of poly-N-acetylglucosamine surface polysaccharide and extracellular DNA in Staphylococcus aureus and Staphylococcus epidermidis biofilms./ E.A. Izano [et al.] II Appl. Environ. Microbiol. - 2008. - V. 74. - № 2. - P. 470-6.

104. Jaglic, Z. Effect of milk temperature and flow on the adherence of Staphylococcus epidermidis to stainless steel in amounts capable of biofîlm formation/ Z. Jaglic [et al.] II Dairy Sei. Technol. - 2011. - V. 91. - № 3. - P. 361-372.

105.Jarvis, R.A. Effects of controlled fibronectin surface orientation on subsequent Staphylococcus epidermidis adhesion/ R.A. Jarvis, J.D. Bryers. // J. Biomed. Mater. Res. - Part A. - 2005. - V. 75. - P. 41-55.

106. Ji, G.Bacterial interference caused by autoinducing peptide variants./ G. Ji [et al.] II Science. 1997. - V. 276. - P. 2027-2030.

107. Josefsson, E. The binding of calcium to the B-repeat segment of SdrD, a cell surface protein of Staphylococcus aureusl E. Josefsson [et al.] // J Biol Chem. — 1998. — V. 273.-P. 31145-31152.

108.Jucker, B.A. Adhesion of the positively charged bacterium Stenotrophomonas (Xanthomonas) maltophilia 70401 to glass and teflon/ B.A. Jucker [et al.] II J. Bacteriol. - 1996. - V. 178. - P. 5472-5479.

109.Juda, M. EDTA as a potential agent preventing formation of Staphylococcus epidermidis biofilm on polichloride vinyl biomaterials/ M. Juda [et al.] II Ann. Agric. Environ. Med. -2008. - V. 15.-P. 237-241.

110. Jorge, A. New trends in peptide-based anti-biofilm strategies: a review of recent achievements and bioinformatic approaches / A. Jorge [et al.] II Biofouling. - 2012. -V. 28. -№ 10.-P. 1033-61

111. Katainen, J.Adhesion as an interplay between particle size and surface roughness/ J. Katainen [et al.] II J. Colloid Interface Sci. - 2006. - V. 304. - P. 524-529.

112. Katsikogianni, M. Concise review of mechanisms of bacterial adhesion to biomaterials and of techniques used in estimating bacteria-material interactions./ M. Katsikogianni, Y.F. Missirlis. // Eur. Cell. Mater. - 2004. - V. 8. - P. 37-57.

113.Kinnari, T.J. Bacterial adherence to titanium surface coated with human serum albumin./ T.J. Kinnari [et al.] II Otol. Neurotol. - 2005. - V. 26. - № 3. - P. 380-4.

114. Klodzinska, E. Effect of zeta potential value on bacterial behavior during electrophoretic separation./ E. Klodzinska [et al.] II Electrophoresis. - 2010. — V. 31. -№9.-P. 1590-6.

115. Knobloch, J.K.-M. Alcoholic ingredients in skin disinfectants increase biofilm expression of Staphylococcus epidermidis./ J.K.-M. Knobloch [et al.] II J. Antimicrob. Chemother. - 2002. - V. 49. - P. 683-687.

116.Kogan, G. Biofilms of clinical strains of Staphylococcus that do not contain polysaccharide intercellular adhesin./ G. Kogan [et al.] // FEMS Microbiol. Lett. -2006.-V. 255.-P. 11-16.

117. Kong, K.-F.F. Staphylococcus quorum sensing in biofilm formation and infection./ K.-F.F. Kong [et al.] // Int. J. Med. Microbiol. - 2006. - V. 296. - № 2-3. - P. 133-9.

118.Kuusela, P. Fibronectin binds to Staphylococcus aureus/ P. Kuusela. // Nature. -1978. - V. 276. - № 5689. - P. 718-720.

119. Ley, K. Shear-dependent inhibition of granulocyte adhesion to cultured endothelium by dextran sulfate / K. Ley [et al.] II Blood. - 1989. - V. 73. - № 5. - P. 1324-1330.

120. Li, Z.J. Shear stress affects the kinetics of Staphylococcus aureus adhesion to collagen / Z.J. Li [et al.] II Biotechnol. Prog. - 2000. - V. 16. - № 6. - P. 1086-90.

121. Lin, M.-H. Involvement of iron in biofilm formation by Staphylococcus aureus / M.-H. Lin [et al.] II PLoS One. - 2012. - V. 7. - № 3. - P. e34388.

122. Linnes, J.C. Adhesion of Staphylococcus epidermidis to biomaterials is inhibited by fibronectin and albumin./ J.C. Linnes [et al.] II J. Biomed. Mater. Res. A. — 2012. -V. 100.-№ 8.-P. 1990-1997.

123. Linnes, J.C. Giant extracellular matrix binding protein expression in Staphylococcus epidermidis is regulated by biofilm formation and osmotic pressure./ J.C. Linnes [et al.] II Curr. Microbiol. - 2013. - V. 66. - № 6. - P. 627-33.

124. van Loosdrecht, M.C.M. Hydrophobic and electrostatic parameters in bacterial adhesion - Dedicated to Werner Stumm for his 65th birthday/ M.C.M. van Loosdrecht [et al.] II Aquat. Sei. - 1990. - V. 52.-P. 103-114.

125. van Loosdrecht, M.C.M. Electrophoretic Mobility and Hydrophobicity as a Measure To Predict the Initial Steps of Bacterial Adhesion/ M.C.M. van Loosdrecht [et al.] II Appl. Environ. Microbiol. - 1987. - V. 53. - № 8. - P. 1898-1901.

126. Lowy, F.D. Staphylococcus aureus infections./ F.D. Lowy. // N. Engl. J. Med. — 1998. - V. 339. - № 8. - P. 520-32.

127. Macintosh, R.L. The terminal A domain of the fibrillar accumulation-associated protein (Aap) of Staphylococcus epidermidis mediates adhesion to human corneocytes./ R.L. Macintosh [et al.] II J. Bacteriol. - 2009. - V. 191. - № 22. - P: 7007-16.

128. Mack, D. Parallel induction by glucose of adherence and a polysaccharide antigen specific for plastic-adherent Staphylococcus epidermidis: evidence for functional relation to intercellular adhesion./ D. Mack [et al.] II Infect. Immun. — 1992. — V. 60. — P. 2048-2057.

129. Mack, D. Molecular mechanisms of Staphylococcus epidermidis biofilm formation/

D. Mack. // J Hosp Infect. - 1999. - V. 43 - Suppl. P. SI 13-25.

130. Mack, D. Staphylococcus epidermidis biofdms¡Functional molecules, relation to virulence, and vaccine potential/ D. Mack [et al.] II Top. Curr. Chem. - 2009. - V. 288. -P. 157-182.

131.Mattick, A. Further observations on an inhibitory substance (nisin) from lactic streptococci/ A. Mattick and A.Hirsch // Lancet. - 1947. - V. 12. - P. 5-8.

132. Marambio-Jones, C. A review of the antibacterial effects of silver nanomaterials and potential implications for human health and the environment/ C. Marambio-Jones,

E.M.V. Hoek// J. Nanoparticle Res. -2010.-V. 12.-№ 5.-P. 1531-1551.

133. McKenney, D. The ica locus of Staphylococcus epidermidis encodes production of the capsular polysaccharide/adhesin./ D. McKenney [et al.] II Infect. Immun. - 1998. -V. 66.-№ 10.-P. 4711-20.

134. Michu, E. Biofilm formation on stainless steel by Staphylococcus epidermidis in milk and influence of glucose and sodium chloride on the development of ica-mediated biofilms/ E. Michu [et al.] II Int. Dairy J. - 2011. -V. 21. -№ 3. -P. 179-184.

135. Mikhailova, A.G. Effect of calcium ions on enteropeptidase catalysis/ A.G. Mikhailova [et al.] Il Biochem. - 2005. - V. 70. - P. 1129-1135.

136. Mitik-Dineva, N. Impact of nano-topography on bacterial attachment/ N. Mitik-Dineva [et al] II Biotechnol. J. - 2008. - V. 3. - P. 536-544.

137. Navarre, W.W. Surface proteins of gram-positive bacteria and mechanisms of their targeting to the cell wall envelope./ W.W. Navarre, O. Schneewind. // Microbiol. Mol. Biol. Rev. - 1999a.-V. 63.-№ l.-P. 174-229.

138.Neu, T.R. Bacterial polymers: physicochemical aspects of their interactions at interfaces./ T.R. Neu, K.C. Marshall. // J. Biomater. Appl. - 1990. - V. 5. - P. 107-133.

139. Nishizaki, Y.Japanese features of native valve endocarditis caused by coagulase-negative staphylococci: Case reports and a literature review/ Y. Nishizaki [et al.] Il Intern. Med. - 2013.-V. 52.-P. 567-572.

140.Nostro, A.Effect of alkaline pH on staphylococcal biofilm formation./ A. Nostro [et al.] Il APMIS. - 2012. - V. 120.-№9.-P. 733-42.

141.0'Toole, G. Biofilm formation as microbial development/ G. O'Toole [et al.] II Annu. Rev. Microbiol. - 2000. - V. 54. - P. 49-79.

142. O'Neill, E. A novel Staphylococcus aureus biofilm phenotype mediated by the fibronectin-binding proteins, FnBPA and FnBPB./ E. O'Neill [et al] II J. Bacteriol. -2008.-V. 190.-№ 11.-P. 3835-50.

143. Oga, M. Bacterial adherence to bioinert and bioactive materials studied in vitro.I M. Oga [et al] II Acta Orthop. Scand. - 1993. - V. 64. - P. 273-276.

144. Oliveira, R. The role of hydrophobicity in bacterial adhesion/ R. Oliveira [et al] II Bioline.-2001.-P. 11-22.

145. Olson, M. Staphylococcus epidermidis agr quorum-sensing system: signal identification, cross talk, and importance in colonization/ M. Olson [et al.] II J. Bacteriol. - 2014. - V. 196. - P. 3482-93.

146. Otto, M. Staphylococcus epidermidis - the "accidental" pathogen./ M. Otto. // Nat. Rev. Microbiol. - 2009. -V.l.- № 8. - P. 555-67.

147. Overhage, J. Human host defense peptide LL-37 prevents bacterial biofilm formation/ J. Overhage [et al.] II Infect. Immun. - 2008. - V. 76. - P. 4176-4182. 148.0zerdem Akpolat, N. The effects of magnesium, calcium and EDTA on slime production by Staphylococcus epidermidis strains./ N. Ozerdem Akpolat [et al] II Folia Microbiol. (Praha). - 2003. - V. 48. - № 5. - P. 649-653.

149. Pascual, A. Modulation of adherence of coagulase-negative staphylococci to Teflon catheters in vitro./ A. Pascual [et al.] II Eur. J. Clin. Microbiol. - 1986. - V. 5. -P. 518-522.

150. Patel, J.D. S. epidermidis biofilm formation: Effects of biomaterial surface chemistry and serum proteins/ J.D. Patel [et al.] II J. Biomed. Mater. Res. - Part A. -2007.-V. 80.-P. 742-751.

151. Patti, J.M. MSCRAMM-mediated adherence of microorganisms to host tissues./ J.M. Patti [et al.] II Annu. Rev. Microbiol. - 1994. - V. 48. - P. 585-617.

152. Paul, J. Effects of antimetabolites on the adhesion of an estuarine Vibrio sp. to polystyrene./ J. Paul. // Appl. Environ. Microbiol. - 1984. - V. 48. - № 5. - P. 924-929.

153. Paul, J.H. Evidence for Separate Adhesion Mechanisms for Hydrophilic and Hydrophobic Surfaces in Vibrio proteolytica/ J.H. Paul, W.H. Jeffrey. // Appl. Environ. Microbiol. - 1985.-V. 50,-№2. -P. 431-437.

154. Paulsson, M. Adhesion of staphylococci to chemically modified and native polymers, and the influence of preadsorbed fibronectin, vitronectin and fibrinogen./ M. Paulsson[e/al.] //Biomaterials. - 1993.- V. 14.-P. 845-853.

155. Tetrasodium EDTA as a novel central venous catheter lock solution against biofilm/ S. Percival [et al.] //Infect. Control -2005.-V. 26. -№ 6. - P. 515-519.

156.Pereni, C.I.Surface free energy effect on bacterial retention/ C.I. Pereni [et al.] // Colloids Surfaces B Biointerfaces. - 2006. - V. 48. - P. 143-147.

157. Biophysical model of bacterial cell interactions with nanopatterned cicada wing surfaces./ S. Pogodin [et al.] II Biophys. J. - 2013. - V. 104. - № 4. - P. 835-840.

158. Proctor, R.A. Fibronectin: a brief overview of its structure, function, and physiology./ R.A. Proctor. II Rev. Infect. Dis. - 1987. - V. 9 - Suppl 4. - P. S317-321.

159. Qin, Z. Formation and properties of in vitro biofilms of ica-negative Staphylococcus epidermidis clinical isolates/ Z. Qin [et al.] II J. Med. Microbiol. -2007a.-V. 56.-P. 83-93.

160. Qin, Z. Role of autolysin-mediated DNA release in biofilm formation of Staphylococcus epidermidis J Z. Qin [et al.] II Microbiology. - 2007b. - V. 153. - № Pt 7. - P. 2083-2092.

161.Rachid, S.. Effect of subinhibitory antibiotic concentrations on polysaccharide intercellular adhesin expression in biofilm-forming Staphylococcus epidermidis/ S. Rachid [et al.] // Antimicrob. Agents Chemother. - 2000. - V. 44. - № 12. - P. 33573363.

162. Rachid, S. Induction of Staphylococcus epidermidis biofilm formation by environmental factors: the possible involvement of the alternative transcription factor sigB./ S. Rachid [et al.] // Adv. Exp. Med. Biol. - 2000. - V. 485. - P. 159-166.

163.Rapsch, K. Identification of Antimicrobial Peptides and Immobilization Strategy Suitable for a Covalent Surface Coating with Biocompatible Properties/ K. Rapsch [et al.] // Bioconjug. Chem. - 2014. - V. 25. - P. 308-319.

164. Regina, V.R. Surface Physicochemistry and Ionic Strength Affects eDNA's Role in Bacterial Adhesion to Abiotic Surfaces./ V.R. Regina [et al.] // PLoS One. - 2014. V. 9. -№ 8. - P. el05033.

165. Rode, T.M. Different patterns of biofilm formation in Staphylococcus aureus under food-related stress conditions/ T.M. Rode [et al.] II Int. J. Food Microbiol. - 2007. - V. 116.-P. 372-383.

166.Rohde, H. Detection of virulence-associated genes not useful for discriminating between invasive and commensal Staphylococcus epidermidis strains from a bone marrow transplant unit./ H. Rohde [et al.] II J. Clin. Microbiol. - 2004. - V. 42. - № 12. -P. 5614-9.

167. Induction of Staphylococcus epidermidis biofilm formation via proteolytic processing of the accumulation-associated protein by staphylococcal and host proteases/ H. Rohde [et al.] II Mol. Microbiol. - 2005. - V. 55. - № 6. - P. 1883-95.

168. Rohde, H. Polysaccharide intercellular adhesin or protein factors in biofilm accumulation of Staphylococcus epidermidis and Staphylococcus aureus isolated from prosthetic hip and knee joint infections/ H. Rohde [et al.] II Biomaterials. - 2007. - V. 28,-№9.- P. 1711-20.

169. Root, J.L.Inhibitory effect of disodium EDTA upon the growth of Staphylococcus epidermidis in vitro: relation to infection prophylaxis of Hickman catheters./ J.L. Root [et al.] II Antimicrob. Agents Chemother. - 1988. - V. 32. - № 11. - P. 1627-31.

170. Rosenbach, F.J. Mikroorganismen bei den Wundinfections-Krankheiten des Menschen. / F.J. Rosenbach / Weisbaden, Germany, 1884. - 1-122 p.

171. Rosenberg, M. Adherence of bacteria to hydrocarbons: A simple method for measuring cell-surface hydrophobicity/ M. Rosenberg [et al.] II FEMS Microbiol. Lett. - 1980.-V. 9. -№ 1. - P. 29-33.

172. Sadovskaya, I. Extracellular Carbohydrate-Containing Polymers of a Model Biofilm-Producing Strain , Staphylococcus epidermidis RP62A/ I. Sadovskaya [et al.] II Infect. Immun. - 2005. - V. 73. - № 5. - P. 3007-17.

173. Sandiford, S. Identification, characterization, and recombinant expression of epidermicin N101, a novel unmodified bacteriocin produced by Staphylococcus

epidermidis that displays potent activity against Staphylococci./ S. Sandiford, M. Upton. // Antimicrob. Agents Chemother. - 2012. - V. 56. - № 3. - P. 1539-47.

174. Sang, Y. Antimicrobial peptides and bacteriocins: alternatives to traditional antibiotics./ Y. Sang, F. Blecha. // Anim. Health Res. Rev. - 2008. - V. 9. - № 2. - P. 227-35.

175. Satou, N.Adherence of streptococci to surface-modified glass./N. Satou [et al.] // J. Gen. Microbiol.- 1988.-V. 134.-P. 1299-1305.

176. Scheuerman, T. Effects of Substratum Topography on Bacterial Adhesion./ T. Scheuerman [et al.] // J. Colloid Interface Sei. - 1998. - V. 208. - P. 23-33.

177. Schroeder, A.C. Influence of fibronectin on the adherence of Staphylococcus epidermidis to coated and uncoated intraocular lenses/ A.C. Schroeder [et al.] // J. Cataract Refract. Surg. - 2008. - V. 34. - P. 497-504.

178. Shai, Y. Mechanism of the binding, insertion and destabilization of phospholipid bilayer membranes by alpha-helical antimicrobial and cell non-selective membrane-lytic peptides./ Y. Shai. // Biochim. Biophys. Acta. - 1999. - V. 1462. -№ 1-2. - P. 55-70.

179. Adherence ability of Staphylococcus epidermidis on prosthetic biomaterials: an in vitro study./ T. Shida [et al.] // Int. J. Nanomedicine. - 2013. - V. 8. - P. 3955-61.

180. Shukla, S.K. Effect of calcium on Staphylococcus aureus biofilm architecture: a confocal laser scanning microscopic study./ S.K. Shukla, T.S. Rao. // Colloids Surf. B. Biointerfaces.-2013.-V. 103. - № 2010. - P. 448-454.

181. Antimicrobial-Resistant Pathogens Associated with Healthcare-Associated Infections: Summary of Data Reported to the National Healthcare Safety Network at the Centers for Disease Control and Prevention, 2009-2010. / Sievert D.M. [et al.] // Infection Control and Hospital Epidemiology. — 2013. — V. 34. — №. l.-P. 1—14.

182. da Silva Meira, Q.G. Influence of temperature and surface kind on biofilm formation by Staphylococcus aureus from food-contact surfaces and sensitivity to sanitizers/ [et al.] //Food Control. - 2012. - V. 25.-№2.-P. 469^175.

183. Skripkin, E. R chi-01, a new family of oxazolidinones that overcome ribosome-based linezolid resistance./ E. Skripkin [et al.] // Antimicrob. Agents Chemother. -2008.-V. 52.-№ 10.-P. 3550-3557.

184. Steinberger, R.E. Extracellular DNA in Single- and Multiple-Species Unsaturated Biofilms / R.E. Steinberger, P.A. Holden. // Appl. Environ. Microbiol. - 2005. - V. 71. - № 9. - P. 5404-10.

185. Influence of dynamic conditions on biofilm formation by staphylococci./ S. Stepanovic [et al.] II Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. - 2001. - V. 20. - P. 502-504.

186. Stepanovic, S. Quantification of biofilm in microtiter plates: overview of testing conditions and practical recommendations for assessment of biofilm production by staphylococci. / S. Stepanovic [et al.] II APMIS. - 2007. - V. 115. - P. 891-899.

187. Role of environmental and antibiotic stress on Staphylococcus epidermidis biofilm microstructure./ E.J. Stewart [et al.] II Langmuir. - 2013. - V. 29. - P. 7017-24.

188. Stoodley, P. Biofilm material properties as related to shear-induced deformation and detachment phenomena./ P. Stoodley [et al.] H J. Ind. Microbiol. Biotechnol. — 2002. - V. 29. - № 6. - P. 361-7.

189. Sun, D. Inhibition of biofilm formation by monoclonal antibodies against Staphylococcus epidermidis RP62A accumulation-associated protein./ [et al.] II Clin. Diagn. Lab. Immunol. - 2005.-V. 12.-P. 93-100.

190. Understanding effects of viscosity in the BioFlux system [Электронный ресурс]. URL: http://support.fluxionbio.com/entries/26384038-Viscosity-Understanding-effects-of-viscosity-in-the-BioFlux-system (дата обращения: 20.09.2014).

191. Tang, H. Influence of silicone surface roughness and hydrophobicity on adhesion and colonization of Staphylococcus epidermidis./ [et ai] II J. Biomed. Mater. Res. A. 2009. - V. 88. - № 2. - P. 454-463.

192. Tetz, G.V. Effect of DNase and antibiotics on biofilm characteristics / G.V. Tetz N. К. Artemenko, V.V. Tetz // Antimicrob. Agents Chemother. - 2009. - V. 53. - № 3. -P. 1204-1209.

193. The Antimicrobial Peptide Database (APD) [Электронный ресурс]. URL: http://aps.unmc.edu/AP/main.php (дата обращения: 20.10.2014).

194. Tolker-Nielsen, T. Spatial Organization of Microbial Biofilm Communities/ T. Tolker-Nielsen, S. Molin. // Microb Ecol. - 2000. - V. 40. - P. 75-84.

______r

195.Tormo, M.A. SarA Is an Essential Positive Regulator of Staphylococcus epidermidis Biofilm Development / [et al.] II J. Bacteriol. - 2005. J. Bacteriol. 2005. -V.187.-P. 2348-56.

196. Vaara, M. New approaches in peptide antibiotics / M. Vaara // Curr. Opin. Pharmacol. - 2009. - V. 9. - P. 571-576.

197. Vacheethasanee, K. Bacterial surface properties of clinically isolated Staphylococcus epidermidis strains determine adhesion on polyethylene./ K. Vacheethasanee [et al.] II J. Biomed. Mater. Res. - 1998. - V. 42. - № 3. - P. 425-32.

198. Vadyvaloo, V. Molecular genetics of Staphylococcus epidermidis biofilms on indwelling medical devices./ V. Vadyvaloo, M. Otto. // Int. J. Artif. Organs. - 2005. -V. 28.-№ 11.-P. 1069-78.

199. Valentin-Weigand, P. Role of fibronectin in staphylococcal colonisation of fibrin thrombi and plastic surfaces./ P. Valentin-Weigand [et al.] II J. Med. Microbiol. - 1993. -V. 38.-№2. -P. 90-5.

200. Vandecasteele, S.J. Expression of Biofilm-Associated Genes in Staphylococcus epidermidis during In Vitro and In Vivo Foreign Body Infections/ S.J. Vandecasteele [et al.] //J. Infec.Diseas. - 2003. - P. 188.

201.Vaudaux, P.E. Adsorption of fibronectin onto polymethylmethacrylate and promotion of Staphylococcus aureus adherence./ P.E. Vaudaux [et al.] II Infect. Immun. - 1984. - V. 45. - № 3. - P. 768-74.

202. Nosocomial infection and related risk factors in a general surgery service: a prospective study/ P. Vazquez-Aragon [et al.] II J.Infect. - 2003. - V. 46. - P. 17-22.

203. Veenstra, G.J.C.Ultrastructural organization and regulation of a biomaterial adhesin of Staphylococcus epidermidis! G.J.C. Veenstra [et al.] II J. Bacteriol. — 1996. — V. 178.-P. 537-541.

204. Vinh, D.C. Device-related infections: a review./ D.C. Vinh, J.M. Embil. // J. Long. Term. Eff. Med. Implants. - 2005. - V. 15. - P. 467-488.

205. Vinnikov, A.I. [The effect of valinomycin and nigericin on the efficacy of bacteriophage infection of staphylococcal cells] / A.I. Vinnikov [et al.] II Zh. Mikrobiol. Epidemiol. Immunobiol. - 1989. -№ 2. - P. 17-20.

206. Vives, E. Cell-penetrating and cell-targeting peptides in drug delivery / E. Vives [et al.] //Biochim. Biophys. Acta -Rev. Cancer. -2008,- V. 1786.-P. 126-138.

207. Interaction of high molecular weight kininogen, factor XII, and fibrinogen in plasma at interfaces./ L. Vroman [et al] II Blood. - 1980. - V. 55. - P. 156-159.

208. Vuong, C. Polysaccharide intercellular adhesin (PIA) protects Staphylococcus epidermidis against major components of the human innate immune system./ C. Vuong [et al.] II Cell. Microbiol. - 2004. - V. 6. - № 3. - P. 269-275.

209. Vuong, C. Impact of the agr quorum-sensing system on adherence to polystyrene in Staphylococcus aureus./ C. Vuong [et al] II J. Infect. Dis. - 2000. - V. 182. - № 6. -P. 1688-1693.

210. Vuong, C. Staphylococcus epidermidis infections./ C. Vuong, M. Otto. // Microbes Infect. Inst. Pasteur. - 2002. - V. 4. - № 4. - P. 481-489.

211. Wang, I.W. Staphylococcus epidermidis adhesion to hydrophobic biomedical polymer is mediated by platelets./ I.W. Wang [et al.] II J. Infect. Dis. - 1993. - V. 167. - № 2. P. 329-336.

212. Wiencek, K.M. Effects of substratum wettability and molecular topography on the initial adhesion of bacteria to chemically defined substrata/ K.M. Wiencek, M. Fletcher. //Biofouling. - 1997.-V. 11.-P. 293-311.

213. Williams, R.J. Identification of a Fibronectin-Binding Protein from Staphylococcus epidermidis! R.J. Williams [et al.] II Infect. Immun. - 2002. - V. 70. - № 12. - P. 68056810.

214. Wilson, M. Bacterial biofilms and human disease./ M. Wilson. // Sei. Prog. -2001. -V. 84.-P. 235-254.

215. Wilson, M. Medical implications of biofilms / M. Wilson, D. Devine / Gambridge university press, 2003. - 654 p.

216. Wimley, W. C. Describing the mechanism of antimicrobial peptide action with the interfacial activity model / W. C.Wimley II ACS Chem. Biol. 2010. V. 5. P. 905-917.

217. Worthington, T. Is hospital-acquired intravascular catheter-related sepsis associated with outbreak strains of coagulase-negative staphylococci?/ T. Worthington [etal.]IIL Hosp. Infect. -2000. - V. 46.-P. 130-134.

218. Wuertz, S. Biofilms in Wastewater Treatment: An Interdisciplinary Approach / S. Wuertz [et cd.] / 2008. - 424 p.

219. Xu, L.-C. Submicron-textured biomaterial surface reduces staphylococcal bacterial adhesion and biofilm formation./ L.-C. Xu, C.A. Siedlecki. // Acta Biomater. — 2012a. -V. 8. -№ l.-P. 72-81.

220. Xu, L.-C. Effects of Plasma Proteins on Staphylococcus epidermidis RP62A Adhesion and Interaction with Platelets on Polyurethane Biomaterial Surfaces/ L.-C. Xu, C.A. Siedlecki. // J. Biomater. Nanobiotechnol. - 2012b. - V. 03. - № 04. - P. 487498.

221. Xu, Z. Development and application of loop-mediated isothermal amplification assays on rapid detection of various types of staphylococci strains./ Z. Xu [et al.] II Food Res. Int. - 2012. - V. 47. - № 2. - P. 166-173.

222. Yoshinari, M. Prevention of biofilm formation on titanium surfaces modified with conjugated molecules comprised of antimicrobial and titanium-binding peptides./ M. Yoshinari [et al.] II Biofouling. - 2010. - V. 26. - P. 103-110.

223. Yuan, Y. Contact angle and wetting properties / Y. Yuan, T.R. Lee. // Surface Science Techniques Springer Series in Surface Sciences. / by ed. G. Bracco, B. Hoist. Berlin, Heidelberg: Springer Berlin Heidelberg, 2013.

224. Zhang, X. Measurement of polysaccharides and proteins in biofilm extracellular polymers / X. Zhang [et al.] II Water Science and Technology. - 1998. - P. 345-348.

225.Ziebuhr, W. Nosocomial infections by Staphylococcus epidermidis: how a commensal bacterium turns into a pathogen/ W. Ziebuhr [et al.] II Int. J. Antimicrob. Agents. - 2006. - V. 28. - P. 14-20.

226. Zmantar, T. A Microtiter plate assay for Staphylococcus aureus biofilm quantification at various pH levels and hydrogen peroxide supplementation/ T. Zmantar [et al.] //New Microbiol. — 2010. - V. 33.-P. 137-145.

227.Zobell, C.E. The Effect of Solid Surfaces upon Bacterial Activity./ C.E. Zobell. // J. Bacteriol. - 1943. - V. 46. - P. 39-56.