Формирование и антибиотикорезистентность биопленок бактерии Methylophilus quaylei и ее изогенного мутанта, устойчивого к стрептомицину тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.06, кандидат наук Мохамед Абир Мохамед Хелми Абделзахер

• Мохамед Абир Мохамед Хелми Абделзахер
• кандидат наук
• 2019

Оглавление диссертации кандидат наук Мохамед Абир Мохамед Хелми Абделзахер

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

1. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

1.1. Этапы формирования биопленок

1.1.1. Обратимое прикрепление

1.1.2. Необратимое прикрепление

1.1.3. Формирование микроколоний

1.1.4. Формирование биопленки

1.1.5. Дисперсия биопленки

1.2. Структура биопленок

1.2.1. Вода

1.2.2. Экзополисахариды

1.2.3. Внеклеточные белки

1.2.4. Внеклеточная ДНК (внДНК)

1.3. Факторы, влияющие на адгезию бактерий

1.3.1. Факторы окружающей среды

1.3.2. Характеристики поверхности материала

1.3.3. Бактериальные характеристики

1.3.4. Сывороточные или тканевые белки

1.4. Механизмы резистентности к антимикробным препаратам

1.4.1. Неспособность антимикробных агентов проникать к отдельным клеткам в составе биопленки

1.4.2. Фермент-опосредованная резистентность

1.4.3. Метаболическое состояние организмов в биопленке

1.4.4. Гетерогенность клеток, растущих в составе биопленки

1.4.5. Quorum sensing (QS)

1.4.6. Присутствие персистирующих клеток в биопленках

1.4.7. Эффлюксные насосы

1.4.8. Структура внешней мембраны

1.4.9. Стрессорный ответ

1.4.10. Генетические адаптации

1.4.11. Горизонтальный перенос генов

1.4.12. Частота мутирования

1.4.13. Фенотипы колоний

1.5. Стратегии борьбы с бактериальными биопленками

1.5.1. Ингибирование системы сигнализации c-di-GMP

1.5.2. Ингибиторы Quorum sensing

1.5.3. Диспергирование внеклеточного полисахаридного вещества биопленки ферментами

1.5.4. Расщепление пептидогликана

1.5.5. Ингибирование путем деструкции матрикса биопленки

1.5.6. Изменение мембранного потенциала или пермеабилизация мембран

1.5.7. Ингибирование деления клеток и выживания

1.5.8. Ингибирование адгезии бактериальных клеток к поверхности

1.5.9. Ингибирование биопленки полисахаридами

1.5.10. Комбинированная терапия

1.5.11. Бактериофаги

1.5.12. Липосомы

1.5.13. Наночастицы металлов

1.5.14. Эфирные масла и жирные кислоты

2. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

2.1. Чувствительность планктонных культур Methylophilus quaylei к антибиотикам

2.2. Влияние олеата натрия на жизнеспособность планктонных культур бактерии M. quaylei

2.3. Получение биопленок бактерии Methylophilus quaylei на тефлоне и полипропилене

2.3.1. Характеристика материалов для выращивания биопленок

2.3.2. Формирование биопленок на поверхности полипропилена и тефлона

2.4. Влияние антибиотиков на жизнеспособность бактерии M. quaylei в сформированных биопленках

2.5. Влияние олеата натрия в комбинации с антибиотиками на биопленки бактерии M. quaylei

2.5.1. Определение жизнеспособности бактерии M. quaylei в биопленках в присутствии олеата натрия в комбинации с антибиотиками

2.5.2. Количественная оценка биопленок M. quaylei методом окрашивания красителем кристаллическим фиолетовым

2.5.3. Микроскопическое исследование архитектуры биопленок M. quaylei

2.6. Влияние полимиксина B на формирование биопленки бактерией Methylophilus quaylei

2.7. Получение и характеристика биогенных наночастиц серебра на основе бактерии Methylophilus quaylei

2.7.1. Получение и характеристика биогенных наночастиц серебра на основе нативных культуральных жидкостей штаммов бактерии M. quaylei MT и M. quaylei SM

2.7.2. Получение и характеристика биогенных наночастиц серебра на основе бесклеточной культуральной жидкости M. quaylei MT

2.8. Влияние наночастиц серебра на жизнеспособность планктонных культур бактерии M. quaylei

2.9. Изучение антибиопленочного действия биогенных НЧС

3. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

Aмп ампициллин

Кан канамицин

ОЛН олеат натрия

МПК минимальная подавляющая концентрация

ПП полипропилен

ТФ тефлон

БКЖ бесклеточная культуральная жидкость

НЧ наночастицы

НЧС наночастицы серебра

КОЕ колониеобразующие единицы

КФ кристаллический фиолетовый

ОП оптическая плотность

ЭПС экзополисахарид

ТЭМ трансмиссионная электронная микроскопия

СЭМ сканирующая электронная микроскопия

ЭДС энергодисперсионная рентгеновская спектроскопия

ФКС фотонная корреляционная спектроскопия

ВПВ внеклеточные полимерные вещества

ДНК Дезоксирибонуклеиновая кислота

РНК Рибонуклеиновая кислота

внДНК Внеклеточная ДНК

АТФ Аденозинтрифосфат

QS Quorum sensing

AMQ Антимикробные пептиды

ЭМ Эфирные масла

СЖК Свободные жирные кислоты

МЛУ множественной лекарственной устойчивости

Микроорганизмы

M. quaylei MT Methylophilus quaylei чувствительный к стрептомицину

штамм

M. quaylei SM Methylophilus quaylei резистентный к стрептомицину штамм

E. coli Escherichia coli

P. aeruginosa Pseudomonas aeruginosa

P. fluorescens Pseudomonas fluorescens

S. aureus Staphylococcus aureus

S. epidermidis Staphylococcus epidermidis

A. baumannii Acinetobacter baumannii

L. lactis Lactococcus lactis

S. typhimurium Salmonella typhimurium

K. pneumoniae Klebsiella pneumoniae

ВВЕДЕНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы. Устойчивость бактериальных инфекционных агентов к антибиотикам формируется как на уровне отдельных клеток, так и на уровне популяции в целом. Бактерии могут разрушать антибиотик ферментами, модифицировать мишень действия антибиотика за счет мутаций, выводить антибиотик из клеток (эффлюкс), снижать проницаемость клеточных стенок бактерии для антибиотика. Создание новых антибиотиков позволяет уменьшить вклад этих механизмов в резистентность отдельных клеток, однако в масштабе популяции наблюдается гетерогенность - появляются фенотипические варианты, проявляющие толерантность к антибиотикам. Эти бактерии выживают в присутствии антибиотиков в концентрациях, значительно превышающих минимальную подавляющую концентрацию (МПК).

Резистентность к антибиотикам является важнейшей проблемой и угрозой для современной медицины. Бактериальные инфекции особенно злокачественны в условиях формирования бактериальных биопленок в организме человека. Биопленки - это популяции микроорганизмов, сформированные на твердых или жидких поверхностях и объединенные полимерным матриксом. Биопленки образуются в сосудах, на слизистых оболочках, на поверхности медицинских устройств - катетеров, протезов, сердечных клапанов. Биопленки представляют собой особую форму жизни микроорганизмов, формирующуюся в стрессовых условиях, в том числе в присутствии антибиотиков, бактерицидных веществ. В биопленках в условиях дефицита питательных веществ, в том числе кислорода, бактерии образуют фенотипические варианты - живые, но не культивируемые (дормантные) формы и наименее изученные из всех вариантов - клетки-персистеры. Действие антибиотиков на эти инфекционные агенты с множественной лекарственной устойчивостью (МЛУ) неэффективно и усиливает образование биопленок. Повысить эффект антибиотиков способны специальные антибиопленочные вещества, влияющие на процесс адсорбции клеток,

разрушающие матрикс биопленок либо влияющие на систему Quorum sensing, регулирующую развитие бактериальных популяций. Однако эффективных лекарственных препаратов для борьбы с биопленками сегодня нет. Закономерности образования и реверсии в вегетативные формы дормантных форм и бактерий-персистеров, толерантных к антибиотикам, представляют наибольший интерес.

В настоящей работе были использованы непатогенные аэробные облигатные метилотрофные бактерии Methylophilus quaylei, симбионты растений, способные к биопленочному росту. Ростовым фактором, ускоряющим планктонный рост этих бактерий и выживаемость в условиях осмотического, окислительного и антибиотического стресса, является олеиновая кислота за счет включения в состав липидов клеточной мембраны, уменьшения ее микровязкости и дзета потенциала клеток. Ранее экспериментально была зафиксирована способность олеиновой кислоты ингибировать адгезию бактерий Staphylococcus aureus на гидрофобной поверхности [1] и активировать дормантные формы бактерий Mycobacterium smegmatis и Mycobacterium tuberculosis [2]. Нами было высказано предположение о возможности олеиновой кислоты ингибировать рост биопленок бактерии Methylophilus quaylei и усиливать эффект антибиотиков. Также был исследован антибиопленочный эффект наночастиц серебра, которые были получены в настоящей работе с использованием культуральной жидкости бактерии Methylophilus quaylei.

В работе были исследованы биопленки на полипропилене и тефлоне двух штаммов Methylophilus quaylei - чувствительного и резистентного к стрептомицину, отличающиеся ростовыми характеристиками, ^-потенциалом и гидрофобностью поверхности бактерий, размером клеточных агрегатов при планктонном росте. Был обнаружен антибиопленочный синергидный эффект олеата натрия и антибиотиков ампициллина, канамицина, а также определено антибиопленочное действие антибиотика полимиксина В и наночастиц серебра.

Цель исследования

Создание новых систем ингибирования бактериальных биопленок на основе комбинации антибиотиков с олеатом натрия и наночастиц серебра на примере аэробной метилотрофной бактерии Ме1ку1оркИш дыау!е1.

Для достижения поставленной цели были поставлены следующие задачи.

1. Разработать способ получения биопленок бактерии Ме1ку1оркИш дыау!е1 на гидрофобных материалах - тефлоне и полипропилене - и исследовать их методами подсчета колониеобразующих единиц (КОЕ), окрашивания кристаллическим фиолетовым, видимой, трансмиссионной и сканирующей электронной микроскопией.

2. Сравнить ингибирующее действие антибиотиков ампициллина, канамицина, рифампицина, стрептомицина, полимиксина В на биопленочную и планктонную формы бактерии Ме1ку1оркИш дыау!е1.

3. Определить влияние экзогенного олеата натрия на биопленочный рост бактерии Ме1ку1оркИш дыау!е1 и морфологию биопленок как в виде единственной добавки, так и в сочетании с антибиотиками и НЧС.

4. Разработать метод получения наночастиц серебра (НЧС) на основе бактерии Ме1ку1оркИш дыау!е1 и изучить их влияние на рост бактерий в биопленках.

Научная новизна

1. Обнаружена способность облигатной метилотрофной бактерии Ме1ку1оркНш дыау!е1 формировать биопленки на гидрофобных материалах полипропилене (1111) и тефлоне (ТФ) и разработаны методы их количественного и морфологического контроля.

2. Сравнительный анализ ростовых характеристик планктонной и биопленочной форм бактерии Ме1ку1оркИш дыау!е1 в присутствии экзогенного олеата натрия показал, что олеат в концентрации не ингибирующей рост планктонной формы направленно уменьшает

биопленочный рост и усиливает бактерицидное действие антибиотиков ампициллина и канамицина и НЧС.

3. Впервые метилотрофные бактерии были использованы для препаративного получения биогенных НЧС. Способность восстанавливать ионы серебра обнаружила бесклеточная культуральная жидкость (БКЖ) Ме1Ну1орЫ1ш дыау!е1. Были оптимизированы условия биосинтеза кубических НЧС со средним размером 38 нм с выходом 34% от теории.

4. Изучено действие БКЖ отдельно и в сочетании с НЧС на сформированные биопленки бактерии Ме1Ну1орЫ1ш дыау!е1. Выживаемость бактерий в биопленках в присутствии БКЖ составила в среднем 1%, в сочетании с НЧС - 0.01%. Антибиопленочный эффект БКЖ можно объяснить наличием в нем свободных жирных кислот, которые подобно олеиновой кислоты ингибируют биопленочный рост.

5. Методом световой и сканирующей электронной микроскопии (СЭМ) изучено изменение структуры биопленок и поверхности клеток в присутствии экзогенного олеата натрия или БКЖ отдельно или в сочетании с антибиотиками и НЧС. Добавление к сформированным биопленкам олеата натрия и БКЖ приводит к трансформации палочковидной формы и разрушению поверхностных структур клеток -длина клеток уменьшается, появляются удлинённые или сферические формы, поверхность приобретает размытые очертания. В присутствии олеата натрия и БКЖ в комбинации с антибиотиками или НЧС клеточные структуры радикально изменяются и при высоких концентрациях разрушаются.

Практическая значимость.

Возбудители хронических инфекций способны формировать биопленки и не чувствительны к монотерапии антибиотиками, т.е. формируют множественную лекарственную устойчивость. Эффективные против

биопленочных инфекций лекарственные средства должны быть комбинированными и помимо антибиотика включать компоненты, направленно действующие на биопленки. Разработанные в настоящей работе комбинации антибиотиков или НЧС, обладающих бактерицидными свойствами, и олеиновой кислоты, влияющей на структуру клеточной стенки и метаболизм, могут быть использованы в качестве лекарственных средств, например в липосомальной форме.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Разработан способ получения биопленок на тефлоне и полипропилене двух штаммов бактерии Ме1ку1оркИш дыау!е1, различающихся устойчивостью к стрептомицину.

2. Исследование действия антибиотиков на биопленочную и планктонную формы бактерии Ме1ку1оркИш дыау!е1 обнаружило более высокую выживаемость бактерий в составе биопленок.

3. Экзогенный олеат натрия в концентрации не ингибирующей рост планктонной формы ингибирует рост биопленки и усиливает бактерицидное действие антибиотиков и НЧС, нарушает структуру биопленки и морфологию клеток.

4. Разработан метод получения НЧС на основе бактерии Ме1ку1оркНш дыау!е1 и обнаружено их антибиопленочное действие.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Формирование и антибиотикорезистентность биопленок бактерии Methylophilus quaylei и ее изогенного мутанта, устойчивого к стрептомицину»

Апробация работы

Результаты работы были представлены и обсуждены на IX Международном конгрессе «Биотехнология: состояние и перспективы развития» (Москва, 2017); XII Молодежной школе-конференции с международным участием «Актуальные аспекты современной микробиологии», ФИЦ Биотехнологии РАН (Москва, 2017); Международном конгрессе «Биотехнология: состояние и перспективы развития» (Москва,

2019); XXVI Международной конференции студентов, аспирантов и молодых учёных «Ломоносов-2019» (Москва, 2019).

Публикации

По теме диссертации опубликовано 6 печатных работ, в том числе 1 статья в зарубежных журналах (Scopus), 1 статья в научных журналах, рекомендованных ВАК, 4 тезисов докладов на Всероссийских и международных конференциях.

Личный вклад автора

Автор принимала активное участие в постановке цели и задач исследования, разработке экспериментальных методов для решения поставленных задач, лично проводила эксперименты по получению и исследованию бактериальных биопленок, обрабатывала результаты эксперимента, систематизировала полученные данные, участвовала в подготовке публикаций по диссертационной работе.

Структура и объем диссертации

Диссертация изложена на 133 страницах машинописного текста и состоит из введения, обзора литературы, обсуждения результатов, экспериментальной части, выводов и списка литературы, включающего 201 источника. Диссертация иллюстрирована 46 рисунками и 5 таблиц.

1. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

1. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

Биопленки - сложные сообщества микроорганизмов, необратимо (т. е. не удаляются тщательной промывкой) прикрепляющиеся к поверхности. Клетки в составе биопленок погружены в продуцируемые ими внеклеточные полимерные вещества (ВПВ) [3]. ВПВ в основном состоят из белков, полисахаридов и ДНК [4]. Свободная поверхностная энергия и шероховатость поверхности могут способствовать увеличению скорости адгезии микробных клеток. В процессе того, как бактерии прикрепляются к поверхности и друг к другу, они образуют кластерные прикрепленные микроколонии, причем каждая колония является независимым сообществом, содержащим тысячи бактерий. Микроколонии в составе биопленки могут содержать различные сочетания видов бактерий. Структура биопленки обеспечивает целый ряд различных условий для выживания бактерий с различными физиологическими потребностями. Биопленки были открыты Левенгуком в XVII веке, когда он наблюдал их на поверхности зубов с помощью оптического микроскопа [5]. Позже было обнаружено, что численность бактерий на твердых поверхностях может быть выше, чем в окружающей среде [6].

1.1. Этапы формирования биопленок

Формирование биопленок - сложный и динамичный процесс, на который влияют как факторы окружающей среды, так и свойства микроорганизмов, составляющих биопленку [7]. В формировании биопленки можно выделить пять этапов, представленных на рисунке 1.

1.1.1. Обратимое прикрепление

На первом этапе клетки обратимо прикрепляются к поверхности; процесс занимает 5-10 секунд. На данной стадии клетки способны вернуться в состояние планктонного роста и удаляются с поверхности при осторожном ее промывании [9]. Первичное прикрепление бактерий также называют адсорбцией, и оно зависит от электрического заряда поверхности

бактериальной клетки, сил Ван-дер-Ваальса, электростатических факторов, гидрофобных взаимодействий и броуновского движения [5].

ж. Л_ ж А. А._,

1 2 3 4 5

__ I_I I

Рисунок 1. Этапы формирования биопленки: 1. Свободно плавающая клетка и обратимое прикрепление, 2. Необратимое прикрепление, 3. Формирование микроколоний, 4. Формирование и созревание биопленки, 5. Отрыв и дисперсия клеток биопленки [8].

Подвижность, жгутики и/или хемотаксис необходимы для прикрепления бактерий к абиотическим поверхностям. Жгутики способствуют инициации формирования биопленки и необходимы для того, чтобы бактерии достигли поверхности. Приближение к поверхности может происходить активным (с помощью жгутиков, фимбрий или пилей) или пассивным способом [10]. Жгутики представляют собой спиральную структуру, начинающуюся в цитоплазме и клеточной стенке, и обеспечивающую подвижность клетки. Важность жгутиков при прикреплении к поверхности показана для Escherichia coli, Listeria monocytogenes и Yersinia enterocolitica. Пили и фимбрии также стимулируют адгезию и образование биопленок [3]. На адгезию также влияют свойства поверхности, например, тип материала, текстура и температура [11].

1.1.2. Необратимое прикрепление

На этой стадии бактерии образуют различные адгезины (элементы, которые способствуют адгезии), такие как жгутики, фимбрии, пили и экзополисахаридные (ЭПС) фибриллы [12], что обеспечивает молекулярно-опосредованное связывание с поверхностью, после чего клетки начинают размножаться и продуцировать экзополисахаридный матрикс [13]. Присутствие ЭПС делает прикрепление клеток к поверхности необратимым.

16

Для разрушения биопленки на данной стадии требуется значительное механическое воздействие или же химические агенты [13]. Процесс необратимого прикрепления занимает от 20 минут до 4 часов. Pseudomonas fluorescens выделяет большое количество белка LapA, необходимого для необратимого связывания [14]. У Pseudomonas aeruginosa гены fLeR, rpoN и flgK отвечают за первую стадию необратимого прикрепления, а ген sadB важен для перехода к необратимому связыванию. Ген sadB кодирует цитоплазматический белок, что объясняет, почему он не участвует в адгезии к поверхности. В необратимом прикреплении участвуют силы, возникающие при близком взаимодействии: диполь-дипольные взаимодействия, водородные, ионные и ковалентные связи и гидрофобные взаимодействия.

1.1.3. Формирование микроколоний

Необратимо прикрепленные клетки растут и делятся, используя питательные вещества самой биопленки и окружающей жидкой среды. Это приводит к образованию микроколоний, которые увеличиваются и сливаются с образованием слоя клеток, покрывающего поверхность. В течение этого периода клетки также производят ЭПС, который способствует закреплению клеток на поверхности и защите колоний от изменений в окружающей среде [15].

1.1.4. Формирование биопленки

Непрерывное прикрепление бактериальных клеток к субстрату и их последующий рост наряду с продуцированием ЭПС приводит к разрастанию микроколоний до макроколоний, а впоследствии до биопленки. Множество слоев бактериальных клеток, заключенных в матрикс, содержащий ЭПС, формируют биопленку. Накопление на поверхности нескольких слоев клеток свидетельствует об образовании зрелой биопленки, характеризующейся присутствием макроколоний, окруженных водными каналами, которые участвуют в распределении питательных веществ и сигнальных молекул [16]. Зрелая биопленка характеризуется неоднородностью: во внешнем слое

биопленки клетки имеют доступ к питательным веществам и кислороду, тогда как внутренние слои клеток находятся в бедной питательной среде с более высокими концентрациями продуктов метаболизма.

Внутриклеточная сигнализация, называемая чувством кворума, позволяет бактериальным клеткам принимать и производить химические сигналы (аутоиндукторы), которые вызывают клеточный ответ на плотность популяции путем экспрессии определенных генов [17]. Зрелая биопленка может содержать водные каналы, которые могут способствовать транспортировке питательных веществ и продуктов метаболизма.

1.1.5. Дисперсия биопленки

Последней стадией в развитии биопленки является дисперсия -отделение крупных или мелких скоплений клеток от биопленки с высвобождением отдельных клеток. Эти клетки засевают новые субстраты и повторяют цикл развития биопленки. Рассеивание клеток из биопленки является важной стадией жизненного цикла биопленки, поскольку она позволяет биопленкам распространяться и колонизировать новые поверхности [18]. Было высказано предположение, что отделение клеток может быть вызвано активными механизмами, инициированными самими бактериями, например, ферментативным расщеплением матрикса или за счет чувства кворума, в ответ на изменения количества питательных веществ и кислорода в окружающей среде [19] или пассивными механизмами, опосредованными внешними силами и эрозией [19].

1.2. Структура биопленок

Основная характеристика биопленок - продукция ВПВ, в которые погружены бактериальные клетки. Это наиболее значительное отличие роста в биопленке от планктонного роста. ВПВ защищают клетки от агрессивных воздействий окружающей среды - колебания рН, действия ультрафиолетового света, дегидратации и антимикробных агентов [20]. ВПВ сложно охарактеризовать, т. к. их состав зависит от организмов, составляющих

биопленку и параметров окружающей среды. Обычно в состав ВПВ входят полисахариды, но в некоторых случаях матрикс биопленки также может содержать белки, нуклеиновые кислоты, липиды и другие биополимеры, такие как гуминовые вещества [21]. Часто матрикс биопленки составляет более 90% сухой массы, тогда как бактериальные клетки составляют менее 10 % [21]. На рисунке 2 представлена структура биопленки.

^^^^^ Bacterial cell Enzyme

ОООООО Exopolysaccharide Ч>4ПМ11>0 DNA AjljUUmJU Protein

Water channel

Рисунок 2. Структура биопленки [22].

1.2.1. Вода

Вода является основным компонентом матрикса биопленки, она составляет до 97% массы [21]. Высоко гидратированный матрикс высыхает значительно медленнее, чем окружающая среда, и защищает бактерии от колебаний влажности и высыхания. Защита от высыхания является наиболее значительным преимуществом для членов сообщества биопленки. Кроме того, ВПВ-матрикс может действовать как молекулярное сито, отделяя ионы, неполярные соединения и частицы от водной фазы [23].

1.2.2. Экзополисахариды

ЭПС - наиболее изученные компоненты матрикса биопленки. Обычно это длинные молекулы, линейные или разветвленные с молекулярной массой 0.5*10-6 - 2*10-6 Да [21]. Экзополисахариды подразделяют на гомополисахариды и гетерополисахариды в зависимости от их мономерного состава. К гомополисахаридам относят производные сахарозы - глюканы и

фруктаны, продуцируемые стрептококками в биопленках ротовой полости, а также целлюлозу, вырабатываемую Gluconacetobacter xylinus, Agrobacterium tumefaciens, Rhizobium spp. и другими видами [21]. Тем не менее, значительная доля ЭПС представлены гетерополисахаридами, состоящими из смеси нейтральных и заряженных остатков сахаров. Большинство гетерополисахаридов представлены полианионами - альгинат и ксантан [21]. Лишь немногие относятся к поликатионам, например, межклеточный адгезин S. aureus и Staphylococcus epidermidis, состоящий из Р-1,6-связанного частично деацетилированного N-ацетилглюкозамина, который связывают с развитием инфекций [24].

Описано, что даже штаммы одного вида могут продуцировать различные ЭПС. Например, штаммы P. aeruginosa производят как минимум три различных полисахарида: альгинат, Pel и Psl, которые оказывают влияние на развитие и архитектуру биопленки [25]. Некоторые полисахариды связываются с поверхностью клетки и образуют сложные сети в виде тонких нитей. Полимерные нити могут взаимодействовать друг с другом, образуя вязкие водные гелеподобные растворы.

1.2.3. Внеклеточные белки

Содержание белков в матриксе может варьировать в широких пределах. Ферменты участвуют в деградации биополимеров, как водорастворимых (полисахаридов, белков, нуклеиновых кислот), так и нерастворимых (целлюлозы, хитина, липидов) и органических частиц, задержанных в биопленке. Согласно Флемингу и соавторам [21], низкомолекулярные продукты деградации могут использоваться бактериями в качестве источника углерода. Другие ферменты участвуют в отделении бактерий от биопленки, разрушая структурные ВПВ матрикса, способствуя распространению биопленки [21]. Некоторые ферменты участвуют в инфекционных процессах, выступая в роли факторов вирулентности. Белки лектины, не обладающие ферментативной активностью, необходимы для формирования и стабилизации биопленки, и связывают полимеры матрикса с поверхностью

бактерий [21]. Некоторые исследователи описывают эти связывающие белки в биопленках Streptococcus mutans на поверхности зубов [26] и на внешних мембранах Azospirillum brasiliense [27]. Связанные с биопленкой поверхностные белки (Bap) еще один тип внеклеточных белков, они присутствуют на поверхности клеток многих видов бактерий и способствуют образованию биопленок [28].

1.2.4. Внеклеточная ДНК (внДНК)

Было обнаружено, что биопленки различного происхождения обязательно содержат внДНК, хотя ее количество, происхождение и локализация могут варьироваться даже между близкими видами [21]. Среди бактерий рода Rhodovulum внДНК необходима для агрегации клеток и способствует флокуляции бактерий. Обработка культур этих бактерий ДНКазами приводит к дефлокуляции, тогда как обработка ферментами, расщепляющими белки и полисахариды, не влияет на флокуляцию [29]. Для P. aeruginosa внеклеточная ДНК является важнейшим фактором образования биопленки, соединяя клетки между собой и стабилизируя пленку. При выращивании P. aeruginosa в присутствии ДНКазы I образование биопленки ингибировалось [30]. Внеклеточная ДНК также обладает антимикробной активностью, вызывая лизис клеток и хелатируя катионы, которые стабилизируют липополисахарид и внешнюю мембрану бактерий [31].

Внеклеточная ДНК образуется в основном при лизисе клеток, хотя существует гипотеза о секреции ДНК живыми клетками. В водной среде биопленочные внДНК проявляют значительное сходство в характере связывания с геномной ДНК, но также существует и ряд существенных отличий, которые позволяют предположить, что внДНК является не результатом автолиза, а результатом активного синтеза и транспорта. В исследовании, направленном на изучение внДНК в биопленках, содержащих один или несколько видов бактерий (включая P. aeruginosa, Pseudomonas putida, Rhodococcus erythropolis и Variovorax paradoxus) авторы пришли к

выводу, что синтез внДНК зависит от вида, а филогенетическая информация, представленная в пуле ДНК, отличается и от общей, и от клеточной ДНК [32].

1.3. Факторы, влияющие на адгезию бактерий

На бактериальную адгезию могут влиять физико-химические факторы, такие как поверхность бактериальной клетки и поверхность субстрата [33]. Также на прикрепление влияют различные факторы окружающей среды: концентрация кислорода, температура и рН, наличие сывороточных белков или антибиотиков, ионная сила среды, свойства поверхности бактерий, такие как гидрофобность, и характеристики самой бактерии, такие как наличие жгутиков и подвижность, а также свойства поверхности материала [34]. Физико-химические факторы, влияющие на бактериальную адгезию, представлены на рисунке 3.

Рисунок 3. Физико-химические факторы микроорганизма, окружающей среды и материала [35].

1.3.1. Факторы окружающей среды

Определенные факторы в окружающей среде, такие как температура, концентрация бактерий, присутствие антибиотиков и связанные с ними условия течения потока, влияют на адгезию бактерий. Обычно считается, что более высокие скорости сдвига приводят к более высоким силам отрыва, которые приводят к уменьшению количества прикрепленных бактерий, в то время как биопленка становится более плотной и тонкой [36].

Кроме того, концентрации электролитов, таких как КС1, №С1 и значение рН культуральной среды также влияют на адгезию бактерий [37]. Авторы [38] показали, что рН и ионная сила питательной среды влияют на гидрофобность клеточной поверхности. Следовательно, ионная сила и рН влияют на адгезию бактерий, изменяя поверхностные характеристики как бактерий, так и материалов (гидрофобный заряд) и, следовательно, изменяя взаимодействия. Присутствие антибиотиков снижает адгезию бактерий в зависимости от восприимчивости бактерий и концентрации антибиотиков. Доступность питательных веществ является наиболее важным параметром питательной среды, определяющим рост биопленки. Субстрат обеспечивает закрепление клеток и поставляет питательные вещества, обеспечивающие рост бактерий [39]. Как и другие живые организмы, бактерии нуждаются в определенных питательных веществах для роста и размножения. Ограничение этих питательных веществ ограничивает рост бактерий [40]. Природа биопленки зависит от концентрации питательных веществ [40]. Температура также влияет на развитие биопленок.

1.3.2. Характеристики поверхности материала

К факторам, влияющим на адгезию бактерий к поверхности биоматериала относят химический состав материала [41,42], его поверхностный заряд и гидрофобность, а также шероховатость поверхности [42] (Рисунок 4).

Рисунок 4. Схематическое изображение бактериальной адгезии и влияния на адгезию свойств материала. Влияние поверхностного заряда, гидрофобности, шероховатости, топографии и жесткости [44].

• Поверхностный заряд

По заряду поверхности можно разделить на два типа: гидрофильные, к которым относят материалы с высокой поверхностной энергией, несущие отрицательный заряд - стекло, минералы и металлы; и гидрофобные, которые имеют низкую поверхностную энергию, и несут положительный или отрицательный заряд, например пластмассовые и резиновые поверхности [43].

Физико-химические свойства поверхности также могут оказывать сильное влияние на скорость и интенсивность прикрепления. Было показано, что гидрофобные неполярные поверхности, такие как тефлон и другие пластики, быстрее заселяются микроорганизмами, чем гидрофильные материалы, такие как стекло или металлы [45].

• Шероховатость поверхности

Было обнаружено, что неровности полимерных поверхностей способствуют бактериальной адгезии и образованию биопленки, тогда как на гладких поверхностях образование биопленок затруднено [42].

Характеристики твердой поверхности важны для процесса адгезии клеток. Шероховатость поверхности влияет на формирование биопленки [46]. На шероховатых поверхностях площадь контакта с клетками больше, а силы сдвига уменьшаются, поэтому микробная колонизация материала увеличивается по мере увеличения шероховатости твердой поверхности [46]. Процесс прикрепления клеток является сложным. В общем случае, прикрепление будет происходить наиболее легко на шероховатых, гидрофобных поверхностях.

• Конфигурация поверхности

Было обнаружено, что инфицирование пористых материалов медицинских имплантов происходит более интенсивно, чем гладких материалов. Это показывает, что бактерии более активно прикрепляются и колонизируют пористую поверхность, вероятно, из-за увеличенной площади поверхности [47].

1.3.3. Бактериальные характеристики

К конкретной поверхности материала разные виды и штаммы бактерий прилипают по-разному, поскольку разные виды и штаммы имеют разные физико-химические характеристики. Сравнивая подвижные и неподвижные штаммы Р. Аиогвзевт, Корбер и др. [48] обнаружили, что наличие подвижности усиливает скорость и интенсивность адгезии. Другим важным фактором для прикрепления клеток является продуцирование ЭПС и липополисахаридов, которые связаны с поверхностью бактериальной клетки и служат адгезивами или адсорбентами для других клеток и, по-видимому, более способствуют колонизации гидрофильных поверхностей [46].

• Гидрофобность поверхности клеток

Обычно бактерии с гидрофобными свойствами предпочитают поверхности гидрофобного материала; те, которые имеют гидрофильные характеристики, предпочитают гидрофильные поверхности. Как указывалось ранее, гидрофобность играет важную роль в прикреплении клеток. Некоторые

бактерии имеют такие мембранные структуры как фимбрии, белки и жгутики, которые увеличивают гидрофобность клеточной поверхности, как сообщают Розенберг и Кьеллеберг [49]. Те же авторы показали, что фимбрии содержат значительное количество гидрофобных аминокислотных остатков, увеличивающих гидрофобность клеточной поверхности и играющих роль в прикреплении к поверхности, вероятно, путем преодоления первоначального барьера электростатического отталкивания, который существует между клеткой и субстратом. На рисунке 5 схематично представлены особенности прикрепления бактериальных клеток к поверхности субстрата.

Рисунок 5. Начальное прикрепление бактерий к поверхности субстрата характеризуется электростатическим отталкиванием или притяжением [35].

• Поверхностный заряд бактериальных клеток

Большинство частиц приобретают поверхностный электрический заряд в водной среде из-за ионизации их поверхностных групп. Бактерии в водной среде почти всегда заряжены отрицательно. Поверхностный заряд клеток варьируется в зависимости от вида бактерий и зависит от состава окружающей среды, рН и ионной силы суспендирующего буфера, возраста бактериальной культуры и структуры поверхности бактерий.

1.3.4. Сывороточные или тканевые белки

Сывороточные или тканевые белки, такие как альбумин, фибронектин, фибриноген, ламинин, денатурированный коллаген и другие могут и

усиливать, и ингибировать адгезию бактерий, связываясь либо с поверхностью субстрата, либо связываясь с поверхностью бактерий, либо присутствуя в жидкой среде во время адгезии. Большинство связей между бактериями и белками являются специфическими взаимодействиями лиганд-рецептор [50].

1.4. Механизмы резистентности к антимикробным препаратам

В настоящем обзоре будут рассмотрены примеры механизмов резистентности биопленок, включая образование клеток-персистеров, межклеточные взаимодействия (горизонтальный перенос генов, Quorum sensing, межвидовая коммуникация и т. д.), затрудненное проникноение антимикробных агентов к клеткам в составе биопленки, эффлюксные насосы и другие [51].

1.4.1. Неспособность антимикробных агентов проникать к отдельным клеткам в составе биопленки

Проникновение антибиотика в клетку может быть затруднено из-за внеклеточного матрикса, который ограничивает транспорт антимикробных агентов. Матрикс биопленки действует как физический барьер, который ограничивает проникновение заряженных или крупных антибиотиков, таких как супероксиды, металлы, аминогликозиды, Р-лактамы и иммуноглобулины [18, 52], и, следовательно, снижает концентрацию лекарств до сублетальных концентраций прежде, чем они достигнут бактериальных клеток. В то же время медленная скорость проникновения также увеличивает время, в течение которого бактериальные ферменты (например, Р-лактамазы) могут инактивировать или модифицировать антибиотики.

Гликокаликс является неотъемлемой частью биопленок, присутствует и у грамположительных, и у грамотрицательных бактерий, и его толщина варьирует от 0,2 до 1,0 мкм. Гликокаликс с помощью электростатических, Ван-дер-ваальсовых и водородных связей способствует сцеплению биопленки с твердой поверхностью, что способствует созреванию биопленки. Состав

гликокаликса изменчив и зависит от условий роста биопленки, что способствует выживанию патогенных бактерий в крайне неблагоприятной среде организма хозяина [53]. На состав компонентов биопленочных капсул, таких как гликопротеины и полисахариды, влияют различные факторы окружающей среды. Устойчивость бактерий к антибиотикам и другим противомикробным агентам поддерживается гликокаликсным матриксом. Интересно, что гликокаликсный слой накапливает до 25% антимикробных веществ от своей массы. Адсорбционные участки матрикса ограничивают транспортировку биоцидов и связывают экзоферменты [54]. Экзоферменты уменьшают активность антибактериальных агентов и служат источником субстрата для деградации метаболитов биоцидов, что приводило к снижению их активности [55].

1.4.2. Фермент-опосредованная резистентность

Трансформация бактерицидных веществ в нетоксичные формы обеспечивается ферментами, которые вызывают резистентность биопленок. Известно, что некоторые виды бактерий способны разлагать токсичные соединения, такие как фенольные соединения, тяжелые металлы (никель, кадмий, ртуть, сурьма, серебро, медь, цинк, свинец, кобальт и т. д.) [56]. Детоксикация обычно обусловлена ферментативным восстановлением ионов металлов. Присутствие тяжелых металлов индуцировало более широкий спектр резистентного фенотипа [57].

1.4.3. Метаболическое состояние организмов в биопленке

Бактерии в составе биопленочной микроколонии метаболически активны (Рисунок 6). Физиологическое состояние клеток и характер среды обитания могут привести к значительному изменению восприимчивости бактерий к бактерицидным агентам. Ограничение доступности питательных веществ влияет на барьерный состав и изменяет оболочку бактериальных клеток. После воздействия на биопленку ингибирующей концентрации бактерицидов резистентная клеточная популяция фенотипически

адаптируется. Тепловой или питательный стресс в Е.свИ вызывает проявление устойчивости к ультрафиолетовому излучению или Н2О2.

Однако устойчивый фенотип теряется при удалении бактерицидного агента из среды. Было высказано предположение, что ограничение питательных веществ в биопленке приводит к замедлению роста и переходу в состояние голода [58]. Обработка антимикробными агентами биопленки приводит к потере их дыхательного действия из-за их активности вблизи границы раздела биопленка-жидкость. Когда клетки размножаются в богатой среде с высокой скоростью роста, нерастущие клетки менее уязвимы для различных антимикробных агентов.

Рисунок 6. Метаболическая активность в биопленочной микроколонии [59].

1.4.4. Гетерогенность клеток, растущих в составе биопленки

На скорость роста и метаболическую активность бактерий влияют различия в концентрации и составе питательных веществ и наличии кислорода в биопленках. Уровень роста и активности бактерий внутри биопленки подтверждается различной концентрацией метаболических субстратов и продуктов [60]. Это приводит к гетерогенности микробной популяции. Метаболическая активность клеток стимулируется питательными веществами и кислородом в периферической области биопленки, которая поддерживает размножение бактерий. Напротив, из-за плохой диффузии питательных

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Мохамед Абир Мохамед Хелми Абделзахер, 2019 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Stenz L., François P., Fischer A., Huyghe A., Tangomo M., Hernandez D., Cassat J., Linder P., Schrenzel J. Impact of oleic acid (Cis-9-Octadecenoic Acid) on bacterial viability and biofilm production in Staphylococcus aureus // FEMS Microbiol. Lett. - 2008. - V. 287. - P. 149-155.

2. Shleeva M., Goncharenko A., Kudykina Y., Young D., Young M., Kaprelyants A. Cyclic amp-dependent resuscitation of dormant Mycobacteria by exogenous free fatty acids // PLoS One. - 2013. - V. 8. - P. e82914.

3. Shi X., Zhu X. Biofilm formation and food safety in food industries // Trends Food Sci. Tech. - 2009. - V. 20. - P. 407-413.

4. Colagiorgi, A., Di Ciccio P., Zanardi E., Ghidini S., Ianieri A. A look inside the Listeria monocytogenes biofilms extracellular matrix // Microorganisms. - 2016. - V. 4. - P. 22.

5. Donlan R. M., Costerton J. W. Biofilms: survival mechanisms of clinically relevant microorganisms // Clin. Microbiol. Rev. - 2002. - V. 15. - P. 167-193.

6. Zobell C. E. The effect of solid surfaces upon bacterial activity // J. Bacteriol. -1943. - v. 46. - P. 39.

7. Vogeleer P., Tremblay Y. D., Mafu A. A., Jacques M., Harel J. Life on the outside: role of biofilms in environmental persistence of Shiga-toxin producing Escherichia coli // Front. Microbiol. - 2015.- V. 5. - P. 317.

8. Monroe D. Looking for chinks in the armor of bacterial biofilms // PLoS Biol. -2007. - V. 5. - P. e307.

9. Stoodley P., Sauer K., Davies D., Costerton J. Biofilms as complex differentiated communities // Annu. Rev. Microbiol. - 2002. - V. 56. - P. 187-209.

10. Van Houdt R., Michiels C. W. Biofilm formation and the food industry, a focus on the bacterial outer surface // J. Appl. Microbiol. - 2010. - V. 109. - P. 11171131.

11. Kadam S. R., den Besten H. M., van der Veen S., Zwietering M. H., Moezelaar R., Abee T. Diversity assessment of Listeria monocytogenes biofilm formation:

Impact of growth condition, serotype and strain origin // Int. J. Food Microbiol.

- 2013. - V. 165. - P. 259-264.

12. Hancock I. C. Microbial cell surface architecture. In: Mozes N., Handley P.S., Busscher H.J., Rouxhet P.G. Eds Microbial Cell Surface Analysis. VCH, New York, -1991.

13. Srey S., Jahid I. K., Ha S. D. Biofilm formation in food industries: a food safety concern // Food Control - 2013. - V. 31. - P. 572-585.

14. Hinsa S. M., Espinosa-Urgel M., Ramos J. L., O'Toole G. A. Transition from reversible to irreversible attachment during biofilm formation by Pseudomonas fluorescens WCS365 requires an ABC transporter and a large secreted protein // Mol. Microbiol. - 2003. - V. 49. - P. 905-918.

15. Characklis W. G., Marshall K. C. Biofilms. John Wiley, New York, USA, 1990.

16. Heydorn A., Nielsen A. T., Hentzer M., Sternberg C., Givskov M., Ersboll B. K., Molin S. Quantification of biofilm structures by the novel computer program COMSTAT // Microbiol. - 2000. - V. 146. - P. 2395-2407.

17. Watson J. D., Baker T. A., Bell S. P., Gann A., Levine M., Losick R. Molecular biology of the gene (VI Edition.). Cold Spring Harbour Lab. Press, Pearson Pub, 2008.

18. Hall-Stoodley L., Costerton J. W., Stoodley P. Bacterial biofilms: from the natural environment to infectious diseases // Nat. Rev. Microbiol. - 2004. - V. 2.

- P. 95- 108.

19. Karatan E., Watnick P. Signals, regulatory networks, and materials that build and break bacterial biofilms // Microbiol. Mol. Biol. Rev. - 2009. -V. 73. - P. 310-347.

20. Stewart P. S., Costerton J. W. Antibiotic resistance of bacteria in biofilms // The Lancet. - 2001.- V. 358. - P. 135-138.

21. Flemming H. C., Wingender J. The biofilm matrix // Nat. Rev. Microbiol. -2010.- V. 8. - P. 623-633.

22. Flemming H. C., Neu T. R., Wozniak D. J. The EPS matrix: the "house of biofilm cells" // J. Bacteriol. - 2007. - V. 189. - P. 7945-7947.

23. Flemming H. C., Leis A. Sorption properties of biofilms. Encyclopedia of Environmental Microbiology. John Wiley & Sons, Inc., New York, - 2003.

24. Gotz F. Staphylococcus and biofilms // Mol. Microbiol. - 2002. - V. 43. - P. 1367-1378.

25. Ryder C., Byrd M., Wozniak D. J. Role of polysaccharides in Pseudomonas aeruginosa biofilm development // Curr. Opin. Microbiol. - 2007. - V. 10. - P. 644-648.

26. Lynch D. J., Fountain T. L., Mazurkiewicz J. E., Banas J. A. Glucan-binding proteins are essential for shaping Streptococcus mutans biofilm architecture // FEMS Microbiol. Lett. - 2007. - V. 268. - P. 158-165.

27. Mora P., Rosconi F., Franco Fraguas L., Castro-Sowinski S. Azospirillum brasilense Sp7 produces an outer-membrane lectin that specifically binds to surface-exposed extracellular polysaccharide produced by the bacterium // Arch. Microbiol. - 2008. - V. 189. - P. 519-524.

28. Lasa I., Penades J. R. Bap: a family of surface proteins involved in biofilm formation // Res. Microbiol. - 2006. - V. 157. - P. 99-107.

29. Watanabe M., Sasaki K., Nakashimada Y., Kakizono T., Noparatnaraporn N., Nishio N. Growth and flocculation of a marine photosynthetic bacterium Rhodovulum sp. // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 1998. - V. 50. - P. 682-691.

30. Yang L., Barken K. B., Skindersoe M. E., Christensen A. B., Givskov M., Tolker-Nielsen T. Effects of iron on DNA release and biofilm development by Pseudomonas aeruginosa // Microbiol. - 2007. - V. 153. - P. 1318-1328.

31. Mulcahy H., Charron-Mazenod L., Lewenza S. Extracellular DNA chelates cations and induces antibiotic resistance in Pseudomonas aeruginosa biofilms // PLoS Pathog. - 2008. - V. 4. - P. e1000213.

32. Steinberger R. E., Holden P. A. Extracellular DNA in single- and multiple-species unsaturated biofilms // Appl. Environ. Microbiol. - 2005. - V. 71. - P. 5404-5410.

33. Bayoudh S., Othmane A., Ponsonnet L., Ben Ouada H. Electrical detection and characterization of bacterial adhesion using electrochemical impedance

spectroscopy-based flow chamber // Coll. Surf. A: Physicochem. Eng. Asp. -2008. - V. 318. - P. 291-300.

34. Mitik-Dineva N., Wang J., Mocanasu R. C., Stoddart P. R., Crawford R. J., Ivanova E. P. Impact of nano-topography on bacterial attachment // Biotechnol. J. -2008. - V. 3. - P. 536-544.

35. Renner L. D., Weibel D. B. Physicochemical regulation of biofilm formation // MRS Bull. - 2011. - V. 36. - P. 347-55.

36. Chang H. T., Rittmann B. E., Amar D., Heim R., Ehrlinger O., Lesty Y. Biofilm detachment mechanisms in a liquid-fluidised bed // Biotechnol. Bioeng. - 1991.

- V. 38. - P. 499-506.

37. McWhirter M. J., McQuillan A. J., Bremer P. J. Influence of ionic strength and pH on the first 60 min of Pseudomonas aeruginosa attachment to ZeSe and to TiO2 monitored by ATR-IR spectroscopy // Coll. Surf. B: Biointerf. - 2002. - V. 84. - P. 17-25.

38. Bunt C. R., Jones D. S., Tucker I. G. The effects of pH, ionic strength and organic phase on the bacterial adhesion to hydrocarbons (BATH) test // Int. J. Pharm. -1993. - V. 99. - P. 93-98.

39. Garrett T. R., Bhakoo M., Zhang Z. Bacterial adhesion and biofilms on surfaces // Pro. Nat. Sci. - 2008. - V. 18 - P. 1049-1056.

40. Lorite G. S., Rodrigues C. M., de Souza A. A., Kranz C., Mizaikoff B., Cotta M. A. The role of conditioning film formation and surface chemical changes on Xylella fastidiosa adhesion and biofilm evolution // J. Colloid Interf. Sci. - 2011.

- V. 359. - P. 289-295.

41. Speranza G., Gottardi G., Pederzolli C., Lunelli L., Canteri R., Pasquardini l., Carli E., Lui A., Mniglio D., Brugnara M., Anderle M. Role of chemical interactions in bacterial adhesion to polymer surfaces // Biomaterials. - 2004. -V. 25. - P. 2029- 2037.

42. Scheuerman T. R., Camper A. K., Hamilton M. A. Effects of substratum topography on bacterial adhesion // J. Colloid Interf. Sci. - 1998. - V. 208. - P. 23-33.

43. Sinde E., Carballo J. Attachment of Salmonella spp. and Listeria monocytogenes to stainless steel, rubber and polytetrafluorethylene: the influence of free energy and the effect of commercial sanitizers // Food Microbiol. - 2000. - V. 17. - P. 439-447.

44. Song F., Koo H., Ren D. Effects of material properties on bacterial adhesion and biofilm formation // J. Dent. Res. - 2015. - V. 94. - P. 1027-1034.

45. Pringle J. H., Fletcher M. Influence of substratum wettability on attachment of freshwater bacteria to solid surfaces // Appl. Environ. Microbiol. - 1983. - V. 45.

- P. 811-817.

46. Donlan R. M. Biofilms: microbial life on surfaces // Emerg. Inf. Dis. - 2002. -V. 8. - P. 881.

47. Medilanski E., Kaufmann K., Wick L., Wanner O., Harms H. Influence of surface topography of stainless steel on bacterial adhesion // Biofouling. - 2002.

- V. 18. - P. 193-203.

48. Korber D., Lawrence J., Sutton B., Caldwell D. Effect of laminar flow velocity on the kinetics of surface recolonization by Mot+ and Mot- Pseudomonas fluorescens // Microb. Ecol. - 1989. - V. 18. - P. 1-19.

49. Rosenberg M., Kjelleberg S. Hydrophobic Interactions: Role in bacterial adhesion. In: Adv. Microb. Ecol. Marshall K. C., Ed., Springer, Boston, MA, -1986. - P. 353-393.

50. Miorner H., Myhre E., Bjorck L., Kronvall G. Effect of specific binding of human albumin, fibrinogen, and immunoglobulin G on surface characteristics of bacterial strains as revealed by partition experiments in polymer phase system // Infect. Immunol. - 1980. - V. 29. - P. 879-885.

51. Hall C. W., Mah T. F., Molecular mechanisms of biofilm-based antibiotic resistance and tolerance in pathogenic bacteria // FEMS Microbial. Rev. - 2017.

- V. 41. - P. 276-301.

52. Singh R., Ray P., Das A., Sharma M. Penetration of antibiotics through Staphylococcus aureus and Staphylococcus epidermidis biofilms // J. Antimicrob. Chemother. - 2010. - V. 65. - P. 1955-1958.

53. Anwar H., Dasgupta M. K., Costerton J. W. Testing the susceptibility of bacteria in biofilms to antibacterial agents // Antimicrob. Agents Chemother. -1990. - V. 34. - P. 2043.

54. Sugano M., Morisaki H., Negishi Y., Endo-Takahashi Y., Kuwata H., Miyazaki T., Yamamoto M. Potential effect of cationic liposomes on interactions with oral bacterial cells and biofilms // J. Liposome Res. - 2016. - V. 26. - P. 156-162.

55. Arciola C. R., Campoccia D., Speziale P., Montanaro L., Costerton J. W. Biofilm formation in Staphylococcus implant infections. A review of molecular mechanisms and implications for biofilm-resistant materials // Biomaterials. -2012. - V. 33. - P. 5967-5982.

56. Brown S. M., Howell M. L., Vasil M. L., Anderson A. J., Hassett D. J. Cloning and characterization of the katB gene of Pseudomonas aeruginosa encoding a hydrogen peroxide-inducible catalase: purification of KatB, cellular localization, and demonstration that it is essential for optimal resistance to hydrogen peroxide // J. Bacteriol. - 1995. - V. 177. - P. 6536-6544.

57. Kummerle N., Feucht H. H., Kaulfers P. M. Plasmid-mediated formaldehyde resistance in Escherichia coli: characterization of resistance gene // Antimicrob. Agents Chemother. - 1996. - V. 40. - P. 2276-2279.

58. Maira-Litran T., Allison D. G., Gilbert P. An evaluation of the potential of the multiple antibiotic resistance operon (mar) and the multidrug efflux pump acrAB to moderate resistance towards ciprofloxacin in Escherichia coli biofilms // J. Antimicrob. Chemother. - 2000. - V. 45. - P. 789-795.

59. Anderson G. G., O'toole G. A. Innate and induced resistance mechanisms of bacterial biofilms. In Bacterial biofilms. Springer, Berlin, Heidelberg, - 2008. -P. 85-105.

60. Stewart P. S. Diffusion in biofilms // J. Bacteriol. - 2003. - V. 185. - P. 14851491.

61. Poulsen L. K., Ballard G., Stahl D. A. Use of rRNA fluorescence in situ hybridization for measuring the activity of single cells in young and established biofilms // Appl. Environ. Microbiol. - 1993. - V. 59. - P. 1354-1360.

62. Sternberg C., Christensen B. B., Johansen T., Nielsen A. T., Andersen J. B., Givskov M., Molin S. Distribution of bacterial growth activity in flow-chamber biofilms // Appl. Environ. Microbiol. - 1999. - V. 65. - P. 4108-4117.

63. Gilbert P., Maira-Litran T., McBain A. J., Rickard A. H., Whyte F. W. The physiology and collective recalcitrance of microbial biofilm communities // Adv. Microb. Physiol. - 2002. - V. 46. - P. 202-256.

64. Walters M. C., Roe F., Bugnicourt A., Franklin M. J., Stewart P. S. Contributions of antibiotic penetration, oxygen limitation, and low metabolic activity to tolerance of Pseudomonas aeruginosa biofilms to ciprofloxacin and tobramycin // Antimicrob. Agents Chemother. - 2003. - V. 47. - P. 317-323.

65. Dufour D., Leung V., Levesque C. M. Bacterial biofilm: structure, function, and antimicrobial resistance // Endod. Topics. - 2010. - V. 22. - P. 2-16.

66. Ivanova K., Fernandes M. M., Tzanov T. 'Strategies for Silencing Bacterial Communication.' In Quorum Sensing vs Quorum Quenching: A Battle with No End in Sight. Springer, New Delhi, - 2015.- P. 197-216.

67. Wang W., Morohoshi, T., Ikeda, T., Chen L. Inhibition of Lux quorum-sensing system by synthetic N-acyl-L-homoserine lactone analogous // Acta Bioch. Bioph. Sin. - 2008. - V. 40. - P. 1023-1028.

68. Fuqua W. C., Winans S. C., Greenberg E. P. Quorum sensing in bacteria: the LuxRLuxI family of cell density-responsive transcriptional regulators // J. Bacteriol. - 1994. - V. 176. - P. 269.

69. Henke J. M., Bassler B. L. Bacterial social engagements // Trends Cell Biol. -2004. -V. 14. - P. 648-656.

70. Miller M. B., Bassler B. L. Quorum sensing in bacteria // Annu. Rev. Microbiol. -2001. - V. 55. - P. 165-199.

71. Hakenbeck R., Stock J. B. Analysis of two-component signal transduction systems involved in transcriptional regulation // Method. Enzymol. - 1996. - V. 273. P. 281-300.

72. Daniels R., Vanderleyden J., Michiels J. Quorum sensing and swarming migration in bacteria // FEMS Microbiol. Rev. - 2004. - V. 28. - P. 261-289.

73. Fux C. A., Costerton J. W., Stewart P. S., Stoodley P. Survival strategies of infectious biofilms // Trends Microbiol. - 2005. - V. 13. - P. 34-40.

74. Shih P. C., Huang C. T. Effects of quorum-sensing deficiency on Pseudomonas aeruginosa biofilm formation and antibiotic resistance // J. Antimicrob. Chemother. - 2002. - V. 49. - P. 309-314.

75. Abee T., Kovacs A. T., Kuipers O. P., van der Veen S. Biofilm formation and dispersal in Gram-positive bacteria // Curr. Opin. Biotechnol. -2011. - V. 22. -P. 172-179.

76. Hassett D. J., Ma J. F., Elkins J. G., McDermott T. R., Ochsner U. A., West S. E., Huang C. T., Fredericks J., Burnett S., Stewart P. S., McFeters G. Quorum sensing in Pseudomonas aeruginosa controls expression of catalase and superoxide dismutase genes and mediates biofilm susceptibility to hydrogen peroxide // Mol. Microbiol. - 1999. - V. 34. - P. 1082-1093.

77. Del Pozo J. L., Patel R. The challenge of treating biofilm-associated bacterial infections // Clin. Pharmacol. Ther. - 2007. - V. 82. - P. 204-209.

78. Lewis K. Persister cells, dormancy and infectious disease // Nat. Rev. Microbiol. - 2007. - V. 5. - P. 48.

79. Kumar A., Schweizer H. P. Bacterial resistance to antibiotics: active efflux and reduced uptake // Adv. Drug Deliv. Rev. - 2005. - V. 57. - P. 1486-1513.

80. Hogan D., Kolter R. Why are bacteria refractory to antimicrobials? // Curr. Opin. Microbiol. - 2002. - V. 5. - P. 472-477.

81. Bolla J. M., Alibert-Franco S., Handzlik J., Chevalier J., Mahamoud A., Boyer G., Kiec-Kononowicz K., Pages J. M. Strategies for bypassing the membrane barrier in multidrug resistant Gram-negative bacteria // FEBS Lett. - 2011. - V. 585. - P. 1682-1690.

82. Richmond G. E., Evans L. P., Anderson M. J., Wand M. E., Bonney L. C., Ivens A., Chua K. L., Webber M. A., Sutton J. M., Peterson M. L., Piddock L. J. The Acinetobacter baumannii two-component system AdeRS regulates genes required for multidrug efflux, biofilm formation, and virulence in a strain-specific manner // MBio. - 2016. - V. 7. - P. e00430-16.

83. Schindler B.D., Kaatz G.W. Multidrug efflux pumps of Gram-positive bacteria // Drug Resist. Updat. - 2016.- V. 27. - P. 1-13.

84. Pages J. M., James C. E., Winterhalter M. The porin and the permeating antibiotic: a selective diffusion barrier in Gram-negative bacteria // Nat. Rev. Microbiol. - 2008. - V. 6. - P. 893-903.

85. Markham P. N., Neyfakh A. A. Efflux-mediated drug resistance in Grampositive bacteria // Curr. Opin. Microbiol. - 2001. - V. 4. - P. 509-514.

86. Poole K. Efflux-mediated antimicrobial resistance // J. Antimicrob. Chemother. - 2005. - V. 56. - P. 20-51.

87. Levy S. B. Active efflux mechanisms for antimicrobial resistance // Antimicrob. Agents Chemother. -1992. - V. 36. - P. 695-703.

88. Ma D., Alberti M., Lynch C., Nikaido H., Hearst J. E. The local repressor AcrR plays a modulating role in the regulation of acrAB genes of Escherichia coli by global stress signals // Mol. Microbiol. - 1996. - V. 19. - P. 101-112.

89. Blair J. M., Webber M. A., Baylay A. J., Ogbolu D. O., Piddock L. J. Molecular mechanisms of antibiotic resistance // Nat. Rev. Microbial. - 2015. - V. 13. - P. 42.

90. Singh P. R., Bajaj H., Benz R., Winterhalter M., Mahendran K. R. Transport across the outer membrane porin of mycolic acid containing actinomycetales: Nocardia farcinica // Biochim. Biophys. Acta. - 2015. - V. 1848. - P. 654-661.

91. Lee S., Hinz A., Bauerle E., Angermeyer A., Juhaszova K., Kaneko Y., Singh P. K., Manoil C. Targeting a bacterial stress response to enhance antibiotic action // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 2009. - V. 106. - P. 14570-14575.

92. Xu K. D., Franklin M. J., Park C. H., McFeters G. A., Stewart P. S. Gene expression and protein levels of the stationary phase sigma factor, RpoS, in continuously-fed Pseudomonas aeruginosa biofilms // FEMS Microbiol. Lett. -2001. - V. 199. - P. 67-71.

93. Nguyen K. T., Piastro K., Gray T. A., Derbyshire K. M. Mycobacterial biofilms facilitate horizontal DNA transfer between strains of Mycobacterium smegmatis // J. Bacteriol. - 2010. - V. 192. - P. 5134-5142.

94. Hannan S., Ready D., Jasni A. S., Rogers M., Pratten J., Roberts A. P. Transfer of antibiotic resistance by transformation with eDNA within oral biofilms // FEMS Immunol. Med. Microbiol. - 2010. - V. 59. - P. 345-349.

95. Savage V. J., Chopra I., O'Neill A. J. Staphylococcus aureus biofilms promote horizontal transfer of antibiotic resistance // Antimicrob. Agents Chemother. -2013. - V. 57. - P. 1968-1970.

96. Marston H. D., Dixon D. M., Knisely J. M., Palmore T. N., Fauci A. S. Antimicrobial resistance // Jama. -2016. - V. 316. - P. 1193-1204.

97. Driffield K., Miller K., Bostock J. M., O'neill A. J., Chopra I. Increased mutability of Pseudomonas aeruginosa in biofilms // J. Antimicrob. Chemother. - 2008. - V. 61. - P. 1053-1056.

98. Allegrucci M., Sauer K. Formation of Streptococcus pneumonia non-phase-variable colony variants is due to increased mutation frequency present under biofilm growth conditions // J. Bacteriol. - 2008. - V. 190. - P. 6330- 6339.

99. Tiwari V., Roy R., Tiwari M. Antimicrobial active herbal compounds against Acinetobacter baumannii and other pathogens // Front. Microbiol. - 2015. - V. 6. - P. 618.

100. Abouelhassan Y., Garrison A. T., Burch G. M., Wong W., Norwood IV V. M., 4th; Huigens III R. W. Discovery of quinoline small molecules with potent dispersal activity against methicillin-resistant Staphylococcus aureus and Staphylococcus epidermidis biofilms using a scaffold hopping strategy // Bioorg. Med. Chem. Lett. - 2014. - V. 24. - P. 5076- 5080.

101. Romling U., Galperin M. Y., Gomelsky M. Cyclic di-GMP: The first 25 years of a universal bacterial second messenger // Microbiol. Mol. Biol. Rev. - 2013. - V. 77. - P. 1-52.

102. Sambanthamoorthy K., Sloup R. E., Parashar V., Smith J. M., Kim E. E., Semmelhack M. F., Neiditch, M. B., Waters C. M. Identification of small molecules that antagonize diguanylate cyclase enzymes to inhibit biofilm formation // Antimicrob. Agents Chemother. - 2012. - V. 56. - P. 5202- 5211.

103. Barraud N., Schleheck D., Klebensberger J., Webb J. S., Hassett D. J., Rice S. A., Kjelleberg S. Nitric oxide signaling in Pseudomonas aeruginosa biofilms mediates phosphodiesterase activity, decreased cyclic di-GMP levels, and enhanced dispersal // J. Bacteriol. - 2009. - V. 191. - P. 7333- 7342.

104. Subhadra B., Kim D., Woo K., Surendran S., Choi C. Control of biofilm formation in healthcare: recent advances exploiting quorum-sensing interference strategies and multidrug efflux pump inhibitors // Materials. -2018. - V. 11. - P. 1676.

105. Rasmussen T. B., Givskov M. "Quorum-sensing inhibitors as anti-pathogenic drugs," // Int. J. Med. Microbiol. - 2006. - V. 296. - P. 149-161.

106. Chen F., Gao Y., Chen X., Yu Z., Li X. Quorum quenching enzymes and their application in degrading signal molecules to block quorum sensing-dependent infection // Int. J. Mol. Sci. - 2013. - V. 14. - P. 17477- 17500.

107. Rasamiravaka T., Labtani Q., Duez P., El Jaziri M. The formation of biofilms by Pseudomonas aeruginosa: a review of the natural and synthetic compounds interfering with control mechanisms // Biomed. Res. Int. - 2015. - V. 2015. - P. 1-18.

108. Rasmussen T. B., Skindersoe M. E., Bjarnsholt T., Phipps R. K., Christensen K. B., Jensen P. O., Andersen J. B., Koch B., Larsen T. O., Hentzer M., Eberl L., Hoiby N., Givskov M. Identity and effects of quorum-sensing inhibitors produced by Penicillium species // Microbiol. - 2005. - V. 151. - P. 1325- 1340.

109. Brackman G., Cos P., Maes L., Nelis H. J., Coenye T. Quorum sensing inhibitors increase the susceptibility of bacterial biofilms to antibiotics in vitro and in vivo // Antimicrob. Agents Chemother. - 2011. - V. 55. - P. 2655- 2661.

110. Stewart P. S. Prospects for Anti-Biofilm Pharmaceuticals // Pharmaceuticals. -2015. - V. 8. - P. 504-511.

111. Kaplan J. B. Therapeutic potential of biofilm-dispersing enzymes // Int. J. Artif. Organs. - 2009. - V. 32. - P. 545-554

112. Darouiche R. O., Mansouri M. D., Gawande P. V., Madhyastha S. Antimicrobial and antibiofilm efficacy of triclosan and DispersinB® combination // J. antimicrob. chemother. - 2009. - V. 64. - P. 88-93.

113. Payne D. E., Martin N. R., Parzych K. R., Rickard A. H., Underwood A., Boles B. R. Tannic acid inhibits Staphylococcus aureus surface colonization in an IsaA-dependent manner // Infect. immun. - 2013. - V. 81. - P. 496-504.

114. Stapleton M. R., Horsburgh M. J., Hayhurst E. J., Wright L., Jonsson I. M., Tarkowski A., Kokai-Kun J. F., Mond J. J., Foster S. J. Characterization of IsaA and SceD, two putative lytic transglycosylases of Staphylococcus aureus // J. bacterial. - 2007. - V. 189. - P. 7316-7325.

115. Shah I. M., Laaberki M. H., Popham D. L., Dworkin J. A eukaryotic-like Ser/Thr kinase signals bacteria to exit dormancy in response to peptidoglycan fragments // Cell. - 2008. - V. 135. - P. 486-496

116. Yoda Y., Hu Z. Q., Zhao W. H., Shimamura T. Different susceptibilities of Staphylococcus and Gram-negative rods to epigallocatechin gallate // J. Infect. Chemother. - 2004. - V. 10. - P. 55-58.

117. Boles B. R., Horswill A. R. Staphylococcal biofilm disassembly // Trends microbiol. - 2011. - V. 19. - P. 449-455.

118. Yu C., Li X., Zhang N., Wen D., Liu C., Li Q. Inhibition of biofilm formation by D-tyrosine: Effect of bacterial type and D-tyrosine concentration // Water Res. - 2016. - V. 92. - P. 173-179.

119. Oren Z., Shai Y. Mode of action of linear amphipathic alpha-helical antimicrobial peptides // Pept. Sci. - 1998. - V. 47. - P. 451-463.

120. Hasper H. E., Kramer N. E., Smith J. L., Hillman J. D., Zachariah C., Kuipers O. P., De Kruijff B., Breukink E. An alternative bactericidal mechanism of action for lantibiotic peptides that target lipid II // Science. - 2006. - V. 313. -P. 1636-1637.

121. De Rienzo M. A., Banat I. M., Dolman B., Winterburn J., Martin P. J. Sophorolipid biosurfactants: Possible uses as antibacterial and antibiofilm agent // New Biotechnol. - 2015. - V. 32. - P. 720-726.

122. Incani V., Omar A., Prosperi-Porta G., Nadworny P. Ag5IO6: novel antibiofilm activity of a silver compound with application to medical devices // Int. J. Antimicrob. Agents. - 2015. - V. 45. - P. 586-593.

123. Gagnon M. G., Roy R. N., Lomakin I. B., Florin T., Mankin A. S., Steitz T. A. Structures of proline-rich peptides bound to the ribosome reveal a common mechanism of protein synthesis inhibition // Nucleic Acids Res. - 2016. - V. 44. - P. 2439-2450.

124. Finnegan S., Percival S. L. EDTA: An Antimicrobial and Antibiofilm Agent for Use in Wound Care // Adv. Wound Care. - 2015. - V. 4. - P. 415-421.

125. Zhang A., Mu H., Zhang W., Cui G., Zhu J., Duan J. Chitosan coupling makes microbial biofilms susceptible to antibiotics // Sci. Rep. - 2013. - V. 3. - P. 3364.

126. Cho J. H., Sung B. H., Kim S. C. Buforins: histone H2A-derived antimicrobial peptides from toad stomach // Biochim. Biophys. Acta. - 2009. - V. 1788. - P. 1564-1569.

127. Boman H.G., Agerberth B., Boman A. Mechanisms of action on Escherichia coli of cecropin P1 and PR-39, two antibacterial peptides from pig intestine // Infect. Immune. - 1993. - V. 61. - P. 2978-2984.

128. Kota S., Adibhatla K. S., Venkaiah C. N. Improved process for the preparation of cadexomer iodine. - 2008. - WO2008117300.

129. Segev-Zarko L., Saar-Dover R., Brumfeld V., Mangoni M. L., Shai Y. Mechanisms of biofilm inhibition and degradation by antimicrobial peptides // Biochem. J. - 2015. - V. 468. - P. 259-270.

130. Jiang P., Li J., Han F., Duan G., Lu X., Gu Y., Yu W. Antibiofilm activity of an exopolysaccharide from marine bacterium Vibrio sp QY101 // PLoS One. -2011. - V. 6. - P. e18514.

131. Das T., Manefield M. Pyocyanin promotes extracellular DNA release in Pseudomonas aeruginosa // PLoS One. - 2012. - V. 7. - P. e46718.

132. Qin Z., Yang L., Qu D., Molin S., Tolker-Nielsen T. Pseudomonas aeruginosa extracellular products inhibit staphylococcal growth, and disrupt established

biofilms produced by Staphylococcus epidermidis // Microbiol. - 2009. - V. 155. - P. 2148-2156.

133. Sayem S. M., Manzo E., Ciavatta L., Tramice A., Cordone A., Zanfardino A., De Felice M., Varcamonti M. Antibiofilm activity of an exopolysaccharide from a sponge-associated strain of Bacillus licheniformis // Microb. Cell Fact.

- 2011. - V. 10. - P. 74.

134. Conlon B. P., Nakayasu E. S., Fleck L. E., LaFleur M. D., Isabella V. M., Coleman K., Leonard S. N., Smith R. D., Adkins J. N., Lewis K. Activated ClpP kills persisters and eradicates a chronic biofilm infection // Nature. - 2013.

- V. 503. - P. 365-370.

135. O'flaherty S., Ross R. P., Meaney W., Fitzgerald G. F., Elbreki M. F., Coffey A. Potential of the Polyvalent anti-Staphylococcus bacteriophage K for control of antibiotic-resistant staphylococci from hospitals // Appl. Environ. Microbiol. - 2005. -V. 71. - P. 1836-1842.

136. Donlan R. M. Preventing biofilms of clinically relevant organisms using bacteriophage // Trends Microbiol. - 2009. - V. 17. - P. 66-72.

137. Tamilvanan S., Venkateshan N., Ludwig A. The potential of lipid- and polymer-based drug delivery carriers for eradicating biofilm consortia on device-related nosocomial infections // J. Control. Release. - 2008. - V. 128. -P. 2-22.

138. Van Etten E. W., Van den Heuvel-de Groot C., Bakker-Woudenberg I. A. Efficacies of amphotericin B-desoxycholate (Fungizone), liposomal amphotericin B (AmBisome) and fluconazole in the treatment of systemic candidosis in immunocompetent and leucopenic mice // J. Antimicrob. Chemother. - 1993. - V. 32. - P. 723-739.

139. Giwercman B., Jensen E. T., Hoiby N., Kharazmi A., Costerton J. W. Induction of beta-lactamase production in Pseudomonas aeruginosa biofilm // Antimicrob. Agents Chemother. - 1991. - V. 35. - P. 1008-1010.

140. Alipour M. Z., Suntres E., Lafrenie R. M., Omri A. Attenuation of Pseudomonas aeruginosa virulence factors and biofilms by co-encapsulation

of bismuth-ethanedithiol with tobramycin in liposomes // J. Antimicrob. Chemother. - 2010. - V. 65. - P. 684-693.

141. Ribeiro S. M., Felicio M. R., Boas E. V., Goncalves S., Costa F. F., Samy R. P., Santos N. C., Franco O. L. New frontiers for anti-biofilm drug development // Pharmacol. Ther. - 2016. - V. 160. - P. 133-144.

142. Ge L., Li Q., Wang M., Ouyang J., Li X., Xing M. M. Nanosilver particles in medical applications: synthesis, performance, and toxicity // Int. J. Nanomed. -2014. - V. 9. - P. 2399-2407.

143. Khan S. U., Saleh T. A., Wahab A., Khan M. H. U., Khan D., Khan W. U., Rahim A., Kamal S., Khan F.U., Fahad S. Nanosilver: new ageless and versatile biomedical therapeutic scaffold // Int. J. Nanomedicine. - 2018. - V. 13. - P. 733.

144. Rajeshkumar S., Malarkodi C., Paulkumar K., Vanaja M., Gnanajobitha G., Annadurai G. Intracellular and extracellular biosynthesis of silver nanoparticles by using marine bacteria Vibrio alginolyticus // Nanosci Nanotechnol. - 2013. - V. 3. - P. 21-25.

145. Li G., He D., Qian Y., Guan B., Gao S., Cui Y., Yokoyama K., Wang L. Fungus-mediated green synthesis of silver nanoparticles using Aspergillus terreus // Int. J. Mol. Sci. - 2011. - V. 13. - P. 466-476.

146. Ovais M., Zia N., Ahmad I., Khalil A. T., Raza A., Ayaz M., Sadiq A., Ullah F., Shinwari Z. K. Phyto-therapeutic and nanomedicinal approaches to cure alzheimer's disease: present status and future opportunities // Front. Aging Neurosci. - 2018. - V. 10. - P. 284.

147. Ovais M., Khalil A., Ayaz M., Ahmad I., Nethi S., Mukherjee S. Biosynthesis of metal nanoparticles via microbial enzymes: A mechanistic approach // Int. J. Mol. Sci. - 2018. - V. 19. - P. 4100.

148. Hulkoti N. I., Taranath T. Biosynthesis of nanoparticles using microbes-A review // Colloids Surf. B. - 2014. - V. 121. - P. 474-483.

149. Roy A., Bulut O., Some S., Mandal A. K., Yilmaz M. D. Green synthesis of silver nanoparticles: biomolecule-nanoparticle organizations targeting

antimicrobial activity // RSC advances. - 2019. - V. 9. - P. 2673-2702.

150. Hwang I. S., Hwang J. H., Choi H., Kim K. J., Lee D. G. Synergistic effects between silver nanoparticles and antibiotics and the mechanisms involved // J. Med. Microbiol. - 2012. - V. 61. - P. 1719 -1726.

151. Lellouche J., Kahana E., Elias S., Gedanken A., Banin E. Antibiofilm activity of nanosized magnesiumfluoride // Biomaterials. - 2009. - V. 30. - P. 59695978.

152. Hemeg H. A. Nanomaterials for alternative antibacterial therapy // Int. J. Nanomedicine. - 2017. - V. 12. - P. 8211.

153. Singh B. N., Prateeksha, Upreti D. K., Singh B. R., Defoirdt T., Gupta V. K., De Souza A.O., Singh H. B., Barreira J. C., Ferreira I. C., Vahabi K. Bactericidal, quorum quenching and anti-biofilm nanofactories: a new niche for nanotechnologists // Crit. Rev. Biotechnol. - 2017. - V. 37. - P. 525-540.

154. Fernandes R., Roy V., Wu H. C. Bentley W. E. Engineered biological nanofactories trigger quorum sensing response in targeted bacteria // Nat. Nanotechnol. - 2010. - V. 5. - P. 213-217.

155. Nafee N., Husari A., Maurer C. K., Lu C., de Rossi C., Steinbach A., Hartmann R. W., Lehr C. M., Schneider M. Antibiotic-free nanotherapeutics: ultra-small, mucus-penetrating solid lipid nanoparticles enhance the pulmonary delivery and anti-virulence efficacy of novel quorum sensing inhibitors // J. control. release. - 2014. - V. 192. - P. 131-140.

156. Hammer K. A., Carson C. F., Riley T.V. Antimicrobial activity of essential oils and other plant extracts // J. Appl. Microbiol. - 1999. - V. 86. - P. 985-990.

157. Funari S. S., Barcelo F., Escriba P. V. Effects of oleic acid and its congeners, elaidic and stearic acids, on the structural properties of phosphatidylethanolamine membranes // J. Lipid Res. - 2003. - V. 44. - P. 567575.

158. Desbois A. P., Smith V. J. Antibacterial free fatty acids: activities, mechanisms of action and biotechnological potential //Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2010. - V. 85. - P. 1629-1642.

159. Otman S. A. M., Pshenichnikova A. B., Shvets V. I. Effect of exogenous fatty acids on the growth and production of exopolysaccharides of obligately methylotrophic bacterium Methylophilus quaylei // Appl. Biochem. Microbiol.

- 2012. - V. 48. - P. 200-205.

160. Terekhova E. A., Stepicheva N. A., Pshenichnikova A. B., Shvets V. I. Stearic acid methyl ester: a new extracellular metabolite of the obligate methylotrophic bacterium Methylophilus quaylei // Appl. Biochem. Microbiol. - 2010. - V. 46.

- P. 166-172.

161. Davies D. G., Marques C. N. H. A fatty acid messenger is responsible for inducing dispersion in microbial biofilms // J. Bacteriol. - 2009. - V. 191. - P. 1393-1403.

162. Nicol M., Alexandre S., Luizet J. B., Skogman M., Jouenne T., Salcedo S. P., De E. Unsaturated fatty acids affect quorum sensing communication system and inhibit motility and biofilm formation of Acinetobacter baumannii // Int. J. Mol. Sci. - 2018. - V. 19. - P. 1-10.

163. Wu S., Li X., Gunawardana M., Maguire K., Guerrero-Given D., Schaudinn C., Wang C., Baum M. M., Webster P. Beta-lactam antibiotics stimulate biofilm formation in non-typeable haemophilus influenzae by up-regulating carbohydrate metabolism // PLoS One. - 2014. - V. 9. - P. e99204.

164. Rabin N., Zheng Y., Opoku-Temeng C., Du Y., Bonsu E., Sintim H. O. Agents that inhibit bacterial biofilm formation // Future Med. Chem. - 2015. - V. 7. -P. 647-671.

165. Estrela A. B., Abraham W. R. Combining biofilm-controlling compounds and antibiotics as a promising new way to control biofilm infections // Pharm. -2010. - V. 3. - P. 1374-1393.

166. Jennings J. A., Courtney H. S., Haggard W. O. Cis-2-decenoic acid inhibits S. aureus growth and biofilm in vitro: A pilot study basic research // Clin. Orthop. Relat. Res. - 2012. - V. 470. - P. 2663-2670.

167. Пшеничникова А. Б., Гаврилова Е. С., Швец В. И. Влияние физико-химических свойств клеточной поверхности грамотрицательных

бактерий на резистентность к стрептомицину // Вестник МИТХТ. - 2011. -V. VI. - P. 43-50.

168. Mohamed A. M. H. A., Amzaeva D. N., Pshenichnikova A. B., Shvets V. I. Influence of polymyxin B on the formation of biofilms by bacterium Methylophilus quaylei on polypropylene and Teflon // Fine Chem. Technol. -2018. - V. 13. - P. 31-39.

169. ОФС.1.7.2.0008.15. Определение концентрации микробных клеток. Государственная фармакопея Российской Федерации. XIII издание. T.II Москва, 2015.

170. Chen X., Schluesener H. J. Nanosilver: a nanoproduct in medical application // Toxicol. Lett. - 2008. - V. 176. - P. 1-12.

171. Ravindran A., Chandran P., Khan S. S. Biofunctionalized silver nanoparticles: advances and prospects // Colloids Surf B Biointerfaces. - 2013. - V. 105. - P. 342-352.

172. Kim J. S., Kuk E., Yu K. N., Kim J. H., Park S. J., Lee H. J., Kim S. H., Park Y. K., Park Y. H., Hwang C. Y., Kim, Y. K. Antimicrobial effects of silver nanoparticles // Nanomed-Nanotechnol. - 2007. - V. 3. - P. 95-101.

173. Rai, M. K., Deshmukh, S. D., Ingle, A. P., Gade, A. K. Silver nanoparticles: the powerful nanoweapon against multidrug-resistant bacteria // J. Appl. Microbiol. - 2012. - V. 112. - P. 841-852.

174. Dos Santos C. A., Seckler M. M., Ingle A. P., Gupta I., Galdiero S., Galdiero M., Gade A., Rai M. Silver nanoparticles: therapeutical uses, toxicity, and safety issues // J. pharm. Sci. - 2014. - V. 103. - P. 1931-1944.

175. Rai M., Yadav A., Gade A. Silver nanoparticles as a new generation of antimicrobials // Biotechnol. Adv. - 2009. - V. 27. - P. 76-83

176. Отман С. А. М., Пшеничникова А. Б., Швец В. И. Экзополисахарид облигатной метилотрофной бактерии Methylophilus quaylei: получение, очистка и изучение углеводного и фракционного состава // Вестник МИТХТ. - 2011. - V. 6. - P. 84-87.

177. Xu W., Jin W., Lin L., Zhang C., Li Z., Li Y., Song R., Li B. Green synthesis of xanthan conformation-based silver nanoparticles: antibacterial and catalytic application // Carbohydr. polymers. - 2014. - V. 101. - P. 961-967.

178. Anthony C., Williams P. The structure and mechanism of methanol dehydrogenase // Biochim. Biophys. Acta Proteins Proteomics. - 2003. - V. 1647. - P. 18-23.

179. Cabiscol E., Tamarit J., Ros J. Oxidative stress in bacteria and protein damage by reactive oxygen species // Internal. Microbiol. - 2000. - V. 3. - P. 3-8.

180. Wu Z., Ye C., Guo F., Zhang S., Yu X. Evidence for broad-spectrum biofilm inhibition by the bacterium Bacillus sp. strain SW9 // Appl. Environ. Microbiol. - 2013. - V. 79. - P. 1735-1738.

181. Frickmann H., Klenk C., Warnke P., Redanz S., Podbielski A. Influence of probiotic culture supernatants on in vitro biofilm formation of staphylococci // Eur. J. Microbiol. Immunol. - 2018. - V. 8. - P. 119-127.

182. Wang J., Zhao X., Yang Y., Zhao A., Yang Z. Characterization and bioactivities of an exopolysaccharide produced by Lactobacillus plantarum YW32 // Int. J. biol. Macromol. - 2015. - V. 74. - P. 119-26.

183. Kim Y., Oh S., Kim S. H. Released exopolysaccharide (r-EPS) produced from probiotic bacteria reduce biofilm formation of enterohemorrhagic Escherichia coli O157: H7 // Biochem. Biophys. Res. Commun. - 2009. - V. 379. - P. 324329.

184. Casillo A., Papa R., Ricciardelli A., Sannino F., Ziaco M., Tilotta M., Selan L., Marino G., Corsaro M. M., Tutino M. L., Artini M. Anti-biofilm activity of a long-chain fatty aldehyde from antarctic Pseudoalteromonas haloplanktis TAC125 against Staphylococcus epidermidis biofilm // Front. cell. infection microbiol. - 2017. - V. 7. - P. 46.

185. Parrilli E., Papa R., Carillo S., Tilotta M., Casillo A., Sannino F., Cellini A., Artini M., Selan L., Corsaro M. M. Tutino M. L. Anti-biofilm activity of pseudoalteromonas haloplanktis tac125 against staphylococcus epidermidis

biofilm: Evidence of a signal molecule involvement // INT J. Immunopath. Ph. - 2015. - V. 28. - P. 104-113.

186. Baygar T. Ugur A. In vitro evaluation of antimicrobial and antibiofilm potentials of silver nanoparticles biosynthesised by Streptomyces griseorubens // IET Nanobiotechnol. - 2017. V. 11. - P. 677-681.

187. Zhang M., Zhang K., De Gusseme B., Verstraete W. Field R. The antibacterial and anti-biofouling performance of biogenic silver nanoparticles by Lactobacillus fermentum // Biofouling. - 2014. - V. 30. P. 347-357.

188. Du Toit A. Bacterial physiology: FtsZ and FtsA find the right place // Nat. Rev. Microbiol. - 2014. - V. 13. - P. 67.

189. Sanyasi S., Majhi R. K., Kumar S., Mishra M., Ghosh A., Suar M., Satyam P. V., Mohapatra H., Goswami C. Goswami L. Polysaccharide-capped silver nanoparticles inhibit biofilm formation and eliminate multi-drug-resistant bacteria by disrupting bacterial cytoskeleton with reduced cytotoxicity towards mammalian cells // Sci. Rep. - 2016. - V. 6. - P. 24929.

190. Brudzynski K. Sjaarda C. Antibacterial compounds of Canadian honeys target bacterial cell wall inducing phenotype changes, growth inhibition and cell lysis that resemble action of P-lactam antibiotics // PLoS One. - 2014. - V. 9. - P. e106967.

191. Duran N., Duran M., de Jesus M.B., Seabra A.B., Favaro W.J. Nakazato G. Silver nanoparticles: a new view on mechanistic aspects on antimicrobial activity // Nanomedicine: NBM. - 2016. - V. 12. - P. 789-799.

192. Bao H., Yu X., Xu C., Li X., Li Z., Wei D. Liu Y. New toxicity mechanism of silver nanoparticles: promoting apoptosis and inhibiting proliferation // PLoS One. - 2015. - V. 10. P. e0122535.

193. Franci G., Falanga A., Galdiero S., Palomba L., Rai M., Morelli G. Galdiero M. Silver nanoparticles as potential antibacterial agents // Molecules. - 2015. -V. 20. - P. 8856-8874.

194. Marambio-Jones C. Hoek E.M. A review of the antibacterial effects of silver nanomaterials and potential implications for human health and the environment // J. Nanopart Res. - 2010. - V. 12. - P. 1531-1551.

195. Doronina N., Ivanova E., Trotsenko Y., Pshenichnikova A., Kalinina E., Shvets V. - Methylophilus quaylei sp. nov., a new aerobic obligately methylotrophic bacterium // System. Appl. Microbiol. - 2005. - V. 28. - P. 303-309.

196. Yuan Y., Lee T. R. Contact angle and wetting properties. In surface science techniques. Springer, Berlin, Heidelberg, 2013. - P. 3-34.

197. Buettner F. F., Maas A., Gerlach G. F. An Actinobacillus pleuropneumoniae arcA deletion mutant is attenuated and deficient in biofilm formation // Vet. Microbiol. - 2008. - V. 127. - P. 106-115.

198. Rosenberg M., Gutnick D., Rosenberg E. Adherence of bacteria to hydrocarbons: a simple method for measuring cell-surface hydrophobicity // FEMS Micro. Lett. - 1980. - V. 9. P. 29-33.

199. Le A. T., Huy P. T., Tam P. D., Huy T. Q., Cam P.D., Kudrinskiy A. A. Krutyakov Y. A. Green synthesis of finely-dispersed highly bactericidal silver nanoparticles via modified Tollens technique // Curr. Appl. Phys. - 2010. - V. 10. - P. 910-916.

200. Liu X., Atwater M., Wang J., Huo Q. Extinction coefficient of gold nanoparticles with different sizes and different capping ligands // Colloids Surf. B. - 2007. -V. 58. - P. 3-7.

201. Paramelle D., Sadovoy A., Gorelik S., Free P., Hobley J., Fernig D.G. A rapid method to estimate the concentration of citrate capped silver nanoparticles from UV-visible light spectra // Analyst. - 2014. - V. 139. - P. 4855-4861.