Полимикробные биопленки: моделирование in vitro и подходы к терапии тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.03, кандидат наук Тризна Елена Юрьевна

• Тризна Елена Юрьевна
• кандидат наук
• 2019

Оглавление диссертации кандидат наук Тризна Елена Юрьевна

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы исследования

Цели и задачи исследования

Научная новизна полученных результатов

Методология и методы исследования

Достоверность результатов

Теоретическая и практическая значимость работы

Основные положения, выносимые на защиту

Апробация работы и публикации

Место выполнения работы и личный вклад автора

Связь работы с научными программами

Публикация результатов исследования

Объем и структура диссертации

1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Образование биопленок у бактерий

1.1.1 Биопленки S. aureus

1.1.2 Биопленки P. aeruginosa

1.2 Полимикробные биопленки

1.3 Способы терапии бактериальных биопленок

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

2 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1 Антибактериальные вещества, использованные в работе

2.2 Линии клеток и условия культивирования

2.3 Методы работы с бактериальными клетками

2.3.1 Штаммы

2.3.2 Плазмидные векторы

2.3.3 Среды и условия культивирования

2.3.4 Определение способности бактерий образовывать биопленки (с модификациями)

2.3.5 Получение смешанной биопленки

2.3.6 Определение минимальной подавляющей концентрации и минимальной бактерицидной концентрации

2.3.7 Определение минимальной концентрации, подавляющей образование биопленок

2

2.3.8 Определение эффективности антимикробных веществ против бактерий в составе биопленок

2.3.9 Подсчет КОЕ

2.3.10 Трансформация клеток E. coli методом теплового шока

2.3.11 Трансформация клеток S. aureus методом электропорации

2.4 Методы работы с рекомбинантной ДНК

2.4.1 Выделение геномной ДНК бацилл методом фенол-хлороформной экстракции

2.4.2 Выделение геномной ДНК S. aureus с помощью GenElute™ Bacterial Genomic DNA Kits

2.4.3 Выделение плазмидной ДНК с помощью GeneJET Plasmid Miniprep Kit

2.4.4 Полимеразная цепная реакция (ПЦР)

2.4.5 Очистка амплифицированных фрагментов ДНК после ПЦР

2.4.6 Рестрикция ДНК

2.4.7 Реакция Гибсона

2.4.8 Электрофорез ДНК

2.5 Схемы получения рекомбинантных конструкций

2.5.1 Клонирование гена sacC из B. subtilis 168 для получения гиперпродуцентов рекомбинантной леваназы SacCst

2.5.2 Получение рекомбинантного штамма S. aureus ica-GFP, экспрессирующего зеленый флуоресцентный белок с промотора гена icaA

2.6 Методы работы с белками

2.6.1 Скрининг рекомбинантных штаммов, обеспечивающих гиперпродукцию белка58

2.6.2 Гиперпродукция белков в клетках E. coli и получение клеточных экстрактов

2.6.3 Очистка белков на стреп-тактин сефарозе

2.7 Микроскопические методы исследований

2.7.1 Флуоресцентная микроскопия

2.7.2 Конфокальная лазерная сканирующая микроскопия

2.7.3 Атомно-силовая микроскопия

2.8 Методы исследований биобезопасности веществ

2.8.1 Определение цитотоксичности

2.8.2 Тест Эймса

2.8.3 Тест Эймса с метаболической активацией

2.8.4 ДНК-повреждающий тест

2.9 Определение активности ß-галактозидазы

2.10 Статистическая обработка результатов

3 РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

3. 1 Подавление образования бактериальных биопленок производными 2(5Н)-фуранона

3.1.1 Подбор питательных сред

3.1.2 Скрининг производных 2(5Н)-фуранона, подавляющих образование биопленок клетками грамположительных и грамотрицательных бактерий

3.1.3 Повышение эффективности антибиотиков в присутствии фуранонов

3.1.4 Цитотоксичность производных 2(5Н)-фуранона

3.1.5 Мутагенность соединения Ф105

3.2 Разрушение биопленок P. aeruginosa с помощью бактериальных гликозидгидролаз

3.2.1 Клонирование гена внеклеточной леваназы Sa^ из B.subtilis, очистка белка

3.2.2 Оценка эффективности разрушения биопленок P. aeruginosa внеклеточной леваназой SacCst

3.2.3 Исследование возможности повышения эффективности антибиотиков в присутствии внеклеточной леваназы SacCst против клеток P. aeruginosa в составе биопленки

3.3 Исследование устойчивости бактерий в составе полимикробных биопленок

3.3.1 Моделирование полимикробной биопленки S. aureus и P. aeruginosa

3.3.2 Атомно-силовая микроскопия полимикробных биопленок

3.3.3 Влияние различных групп антибиотиков на S. aureus и P. aeruginosa в составе смешанной биопленки

3.3.4 Оценка эффективности антибиотиков широкого спектра действия в присутствии внеклеточной леваназы SacCst на микроорганизмы в составе смешанной биопленки

S. aureus и P. aeruginosa

3.3.5 Анализ образования малых форм колоний S. aureus при терапии смешанных биопленок S. aureus-P. aeruginosa

3.3.6 Анализ воздействия цианида, синтезируемого P. aeruginosa, на жизнеспособность S. aureus в смешанной биопленке

3.3.7 Интродукция бактерий-антагонистов как способ повышения антимикробной эффективности антибиотиков

4 ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ ИСТОЧНИКОВ

Приложение

Приложение

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

БМ

БПК

БСА

ДМСО

ДНК

КОЕ

МБК

МПК

МТС

НАДФ

ПААГ(PAGE)

ПМС

ПЦР

ТИ

Ф6

Ф8

Ф35 Ф83

Ф105

ЭДТА АА

ВК-АА

СС50

DTT

Питательная среда

Минимальная концентрация, подавляющая биопленку

Бычий сывороточный альбумин

Диметилсульф оксид

Дезоксирибонуклеиновая кислота

Колонии образующая единица

Минимальная бактерицидная концентрация

Минимальная подавляющая концентрация

3-(4,5 -диметилт-2-ил)-5-(3 -карбоксиметоксифенил)-

2-(4-сульфофенил)-2Н-тетразолиум

Никотинамидадениндинуклеотидфосфат

Полиакриламидный гель

Феназинметосульфата

Полимеразная цепная реакция

Терапевтический индекс

3,4-дихлор-5-(2-хлорэтокси)-2(5Н)-фуранон

3,4-дихлор-5-( 1, 3 -дихлорпропан-2-илокси)-2(5Н)-

фуранон

5-[(4-бромфенил)сульфанил]-3,4-дихлор-2(5Н)-фуранон

5, 5'-(этан-1,2-диокси)бис(3,4-дихлор-2(5Н)-фуранон)

5(£)-[(1Я,2£,5Я)-2-гоопропил-5-

метилциклогексилокси]-4-[(4-

метилфенил)сульфонил]-3-хлор-2(5Н)-фуранон

Этилендиаминтетраацетат

Акриламид

Бис-акриламид

Цитотоксическая концентрация 50, концентрация вещества, при которой дыхательная активность культуры снижается в 2 раза Дитиотреитол

LB Питательная среда Лурия-Бертани

NAD Никотинамидадениндинуклеотид

ONPG Орто-нитрофенил-Р-О-галактопиранозид

PBS Фосфатный буфер

PSA Персульфат аммония

SDS Додецилсульфат натрия

TEMED Тетраметилетилендиамин

Tris 2-амино-2-гидроксиметилпропан-1, 3 -диол

ВВЕДЕНИЕ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Полимикробные биопленки: моделирование in vitro и подходы к терапии»

Актуальность темы исследования

Исследования последних нескольких десятилетий позволяют утверждать, что 90% всех известных микроорганизмов в естественных условиях предпочтительно существуют в виде многоклеточных сообществ - биопленок [Cowan et al., 2011]. В биопленке бактерии погружены в продуцируемый ими внеклеточный матрикс, который состоит из полисахаридов, белков и нуклеиновых кислот, при этом соотношение этих макромолекул сильно разнится для различных видов микроорганизмов. Матрикс биопленки способствует поддержанию благоприятной среды для бактериальных клеток, обеспечивая защиту от высыхания, токсических веществ, иммунной системы организма-хозяина, а также способствует существованию клеток в непосредственной близости друг от друга и приводит к высокому уровню обмена генетической информацией [Branda et al., 2005; Steinberg et al, 2015].

Многочисленные исследования показали, что биопленки являются основной причиной различных инфекций, которые поэтому принято называть ассоциированными с образованием биопленок (biofilm-associated infections). Среди них зубной кариес, периодонтит, средний отит, муковисцидоз, хронический синусит, хронические раневые инфекции, костно-мышечные инфекции, некротический фасциит, инфекцию желчных путей, остеомиелит, бактериальный простатит, эндокардит, инфекции мочевыводящих путей.

Образуя биопленку на тканях и различных имплантатах, бактерии становятся невосприимчивы к антибиотикам и иммунной системе организма, что значительно затрудняет лечение инфекций, связанных с образованием биопленок, и приводит к постоянной реинфекции организма больного, отторжению имплантатов, хроническим заболеваниям и высокой смертности [Arciola et al., 2018]. Безуспешная терапия системными антимикробными препаратами инфекций, ассоциированных с биопленками, приводит к образованию персистирующих бактериальных клеток и хроническим формам инфекций, в итоге вызывая серьезные патологические изменения вплоть до летального исхода [Blanchette, Wenke, 2018]. В связи с этим актуальной задачей в настоящее время является поиск альтернативных методов борьбы с бактериальными биопленками, которые направлены на предотвращение их образования или разрушение структуры уже сформировавшихся биопленок.

При инфекциях, связанных с образованием биопленок, наиболее часто встречаются грамположительные кокки: S. aureus, коагулазонегативные стафилококки и энтерококки, а также грамотрицательные бактерии, включая Escherichia coli, Proteus mirabilis и

7

Pseudomonas aeruginosa [Jamal et al., 2018]. При этом в последнее время показано, что многие инфекции связаны с образованием смешанных биопленок, в состав которых входит как патогенная, так и резидентная микрофлора. Межвидовые взаимодействия в смешанной биопленке приводят к появлению новых особенностей сообщества [Lopes et al., 2012]. Так, бактерии, входящие в состав смешанных биопленок, характеризуются повышенной устойчивостью к антимикробным препаратам и высоким уровнем вирулентности, наблюдается повышенный уровень обмена генами устойчивости к антибиотикам [Matz, Kjelleberg, 2005; Pastar et al, 2013; Blanchette, Wenke et al, 2018]. В результате синергетических взаимоотношений в смешанных биопленках происходит адаптивный мутагенез бактерий, изменение метаболических путей, снижение продукции факторов антагонизма, а, следовательно, происходит повышение жизнеспособности бактерий в таких сообществах [Flemming et al., 2016].

S. aureus и P. aeruginosa являются одними из наиболее распространенных патогенных микроорганизмов, вызывающих различные внутрибольничные инфекции, включая пневмонию на фоне муковисцидоза и хронические раны [Tipton et al., 2017]. При полимикробных инфекциях, связанных с биопленкой, P. aeruginosa чаще всего является доминирующим микроорганизмом за счет множественных механизмов, которые позволяют бактерии быстро адаптироваться к специфическим условиям организма-хозяина. В частности, P. aeruginosa продуцирует множество молекул, чтобы конкурировать с другими микроорганизмами за нишу и питательные вещества [Baldan et al., 2014]. Тем не менее, несмотря на давно показанный характер антагонистических отношений S. aureus и P. aeruginosa [Hotterbeekx et al., 2016], во многих исследованиях сообщается об их сосуществовании при острых и хронических ранах, связанных с развитием смешанной биопленки [Gj0dsb0l et al., 2006], причем S. aureus обычно располагается на поверхности раны, в то время как P. aeruginosa наблюдается в ее глубоких слоях [Korgaonkar et al., 2013]. Интересно, что в смешанных биопленках P. aeruginosa - S. aureus у пациентов с муковисцидозом S. aureus доминирует у молодых пациентов, а распространенность P. aeruginosa увеличивается с возрастом и вследствие чего ухудшается прогноз заболевания [Hauser et al, 2011].

Во время образования биопленки P. aeruginosa продуцирует три основных

экзополисахарида, а именно альгинат, Pel и Psl, которые образуют внеклеточный матрикс в

биопленке, проявляя как структурные, так и защитные функции [Ryder et al., 2007]. При

преобладающей секреции Pel образуются рыхлые структуры биопленок, в результате чего

S. aureus способен проникать в биопленку [Chew et al., 2014]. При выращивании в

консорциуме с P. aeruginosa S. aureus чаще всего образует так называемые малые формы

8

колоний (SCV), фенотип клеток стафилококка характерный при различных заболеваниях, в том числе при муковисцидозе [Fugere et a/., 2014]. Примечательно, что при переходе к фенотипу SCV увеличивается выживаемость S. aureus в неблагоприятных условиях [Biswas et a/., 2009; Atalla et a/., 2011]. При этом диагностика SCV в клинических условиях весьма затруднена в связи с небольшими размерами колоний и высокими требованиями для диагностических сред.

Исследование молекулярных механизмов образования биопленок позволило разработать несколько подходов для подавления процесса биообрастания. В период созревания биопленки у бактерий в ответ на повышение плотности культуры активизируется межклеточное взаимодействие, называемое чувством кворума. Бактерии способны определять присутствие других микроорганизмов поблизости благодаря выделению небольших молекул, секретируемых ими же. После открытия системы чувства кворума, было найдено множество различных ингибиторов данной системы. Выделяют два класса соединений, наиболее активно подавляющих межклеточное общение: РНКШ-ингибирующие белки и фураноны. На данный момент, существует множество химически-синтезированных производных фуранона, которые демонстрируют высокую антибактериальную активность и способность подавлять образование биопленки. При этом действие этих соединений весьма видоспецифично, что связано с различием в структуре сигнальных молекул грамположительных и грамотрицательных молекул.

Другим способом борьбы с биопленками является использование ферментативной деструкции матрикса биопленки. Многочисленные ферменты, такие как гликозидгидролазы, протеазы и ДНКазы, разрушают различные компоненты биопленок, приводя к откреплению клеток и повышая клеточную восприимчивость к противомикробным препаратам [Kaplan, 2010]. В частности, было показано, что гликозидгидролаза дисперсин B, продуцируемая Aggregatibacter actinomycetemcomitans, повышает чувствительность клеток S. epidermidis в биопленке к действию антимикробных препаратов [Izano et a/., 2008]. Другая гликозидгидролаза, альгинат лиаза, успешно усиливала активность аминогликозидов в отношении биопленок P. aeruginosa как in vitro, так и in vivo [Alipour et a/., 2009]. ДНКаза (NucB) из Bacillus /icheniformis индуцировала быстрое рассеивание биопленки, образованной B. subti/is, E.co/i и M. /uteus [Nijland et a/., 2010].

Применение этих альтернативных антибактериальных соединений в комплексе с системными антибиотиками привело к значительным успехам в уничтожении бактериальных биопленок [Algburi et a/., 2017]. Однако, не взирая на достигнутые успехи по борьбе с инфекциями, вызванными образованием биопленок, все они нацелены на

9

терапию мономикробных сообществ. При этом наблюдается низкая эффективность эрадикации смешанных биопленок, в особенности состоящих одновременно из грамположительных и грамотрицательных микроорганизмов. Поэтому на сегодняшний день разработка новых подходов для терапии полимикробных сообществ остается актуальнейшей задачей медицинской микробиологии.

Цели и задачи исследования

Целью работы явилась разработка подхода к повышению эффективности терапии смешанных биопленок на примере сообщества S. aureus - P. aeruginosa.

В работе решались следующие задачи:

1) Идентифицировать новые производные 2(5Н)-фуранона, подавляющие образование биопленок грамположительными и грамотрицательными бактериями, и оценить степень повышения эффективности антибиотиков в отношении бактерий в составе биопленки в присутствии этих соединений.

2) Установить возможность использования внеклеточной леваназы B. subtilis для разрушения биопленок P. aeruginosa и повышения эффективности антибиотиков в отношении клеток псевдомонады в составе биопленки.

3) Получить модель смешанной биопленки S. aureus - P. aeruginosa и оценить эффективность различных групп антибиотиков в отношении бактерий в составе смешанного сообщества.

4) Показать изменение эффективности антибиотиков в отношении микроорганизмов в составе биопленок после интродукции бактерий другого вида в зрелую биопленку на модели смешанного сообщества S. aureus - P. aeruginosa.

Научная новизна полученных результатов

В рамках работы впервые идентифицировано пять новых производных 2(5H)-фуранона - Ф6, Ф8, Ф35, Ф83, Ф105, которые специфично подавляют образование биопленок клетками стафилококка, при этом не оказывают действия на грамотрицательные бактерии. Показано, что внесение всех указанных соединений в среду культивирования приводит к повышению эффективности хлорамфеникола против клеток S. aureus в составе биопленки. С помощью рекомбинантного штамма S. aureus, несущего репортерную конструкцию icaA-GFP выявлено, что в присутствии соединений Ф83 и Ф105 происходит снижение уровня транскрипции генов ica-оперона, кодирующих адгезины и компоненты матрикса биопленки. Соединение Ф105 характеризуется отсутствием генотоксичности и наибольшим терапевтическим индексом в отношении биопленок золотистого

10

стафилококка: в присутствии Ф105 полная гибель клеток этого микроорганизма наблюдается при 1-4-кратных МБК ципрофлоксацина, амикацина, гентамицина и ванкомицина, тогда как в отсутствии Ф105 антибиотики неэффективны в отношении клеток в составе биопленки.

В работе впервые клонирован ген и очищена рекомбинантная внеклеточная леваназа SacC из B. subtilis, показана ее способность разрушать биопленки P. aeruginosa и снижать в 4 раза МБК ципрофлоксацина при эрадикации клеток в составе биопленки.

Впервые показано, что в составе смешанной биопленки S. aureus - P. aeruginosa золотистый стафилококк способен внедряться в толщу биопленки псевдомонады и образовывать в ней клеточные конгломераты в виде микроколоний. В условиях антимикробной терапии, направленной на эрадикацию стафилококковых инфекций в составе смешанной биопленки, S. aureus меняет локализацию из верхних слоев биопленки в ее средние и нижние слои, образуя клеточные конгломераты, за счет чего повышается его устойчивость к антибиотикам.

Впервые установлено, что в смешанной биопленке повышается чувствительность S. aureus и P. aeruginosa к действию антимикробных препаратов широкого спектра действия - ципрофлоксацину и аминогликозидам; при этом бактерии не переходят в персистирующие формы (малые формы колоний).

В работе впервые на модели смешанной культуры S. aureus - P. aeruginosa показано, что при внесении к сформировавшейся биопленке бактерий другого вида наблюдается образование смешанного сообщества, которое характеризуется в разы более высокой чувствительностью к антибиотикам по сравнению с монокультурами.

Методология и методы исследования

Для решения задач исследования применяли комплекс микробиологических и молекулярно-биологических методов исследования, включая различные биоинформатические методики. Использованы современные приемы создания генетических конструкций, трансформации штаммов бактерий, методы выделения и очистки белков. Для исследования структуры бактериальных биопленок применяли различные методы микроскопирования, такие как световая микроскопия, конфокальная лазерная сканирующая микроскопия, атомно-силовая микроскопия.

Достоверность результатов

Достоверность подтверждена большим количеством биологических повторов экспериментов, их верификацией при разнообразном тестировании с привлечением целого

11

арсенала современных методов молекулярной биологии и микробиологии, характеризующихся высокой специфичностью и воспроизводимостью и выполненных на современном оборудовании. Результаты экспериментов статистически достоверны. Выносимые на защиту положения диссертации опубликованы в рецензируемых ведущих отечественных и зарубежных журналах, доложены на конференциях.

Теоретическая и практическая значимость работы

Бактериальные биопленки являются одной из основных причин отторжения имплантатов, постоянной реинфекции организма и развития хронических инфекций. Идентифицированное в работе соединение Ф105 представляется перспективным соединением для поверхностного применения в комбинировании с традиционными антимикробными препаратами для лечения инфекций, ассоциированных с образованием биопленок золотистого стафилококка. Применение внеклеточной леваназы SacC из B. subtilis может быть использовано для эрадикации биопленок P. aeruginosa. Так как смешанные биопленки золотистого стафилококка и псевдомонады часто являются причиной летальных исходов у больных с муковисцидозом, выявленное в работе повышение чувствительности S. aureus и P. aeruginosa к действию антибиотиков широкого спектра действия является основой для разработки рекомендаций при выборе антимикробных препаратов. Показанная в работе возможность повышения эффективности антибактериальной терапии бактерий в составе биопленки путем интродукции бактерий другого вида к сформировавшейся биопленке является основой для создания альтернативных принципов эрадикации микробных биопленок.

Таким образом, полученные в работе результаты могут быть рекомендованы при разработке новых подходов для терапии инфекций, ассоциированных с образованием бактериальных биопленок, и соответствует п. 20.в Стратегии научно-технического развития Российской Федерации (переход к персонализированной медицине, высокотехнологичному здравоохранению и технологиям здоровьесбережения, в том числе за счет рационального применения лекарственных препаратов (прежде всего антибактериальных), а также п.5 Стратегии предупреждения распространения антимикробной резистентности.

Основные положения и выводы диссертационного исследования представляют также фундаментальный интерес и могут быть использованы при разработке курсов «Общая микробиология», «Медицинская микробиология».

Основные положения, выносимые на защиту

• Новое производное 2(5Н)-фуранона с условным названием Ф105 подавляет образование биопленок S. aureus и многократно снижает концентрацию антибиотиков, необходимую для достижения полной гибели клеток стафилококка в составе биопленки.

• Внеклеточная леваназа SacC из B. subtilis разрушает матрикс биопленки P.aeruginosa и в концентрации 1 мг/мл снижает в 4 раза МБК ципрофлоксацина при эрадикации клеток псевдомонады в составе биопленки.

• S. aureus образует микроколонии в нижних слоях биопленки P. aeruginosa, и становится невосприимчив к ванкомицину, ампициллину, цефтриаксону и тетрациклину за счет протекции со стороны матрикса биопленки P. aeruginosa.

• Эффективность антибиотиков широкого спектра действия в отношении бактерий в составе смешанных биопленок до 8 раз выше по сравнению с монокультурами, что должно учитываться при подборе лекарственных препаратов для лечения смешанных инфекций.

Апробация работы и публикации

Материалы диссертационной работы представлены на 12 международных и российских конференциях, таких как «Современные проблемы биофизики сложных систем. Информационно-образовательные процессы» (Воронеж, 2013), Всероссийская школа-конференция студентов, аспирантов и молодых ученых «Материалы и технологии XXI века» (Казань, 2014), Международная конференция студентов, аспирантов и молодых учёных «Ломоносов» (Москва, 2014, 2018), VI Ежегодном Всероссийском Конгрессе по инфекционным болезням (Москва, 2014), I Международная школа-конференция студентов, аспирантов и молодых ученых «Биомедицина, материалы и технологии XXI века» (Казань, 2015), Международная Пущинская школа-конференция молодых ученых «Биология наука XXI века» (Пущино, 2015, 2016), Международная конференция Biofilms7 (Порту, 2016), вторая международная конференция по устойчивости к антибиотикам в Капарике (Лиссабон, 2017), V Международная конференция «П0СТГЕН0М'2018» (Казань, 2018), III Международная школа-конференция студентов, аспирантов и молодых ученых «Материалы и технологии XXI века» (Казань, 2018).

Место выполнения работы и личный вклад автора

Работа выполнена в Институте фундаментальной медицины и биологии Казанского (Приволжского) федерального университета. Автором диссертации совместно с научным руководителем разработаны главные направления научного исследования,

13

сформулирована цель, поставлены задачи исследовательской работы. Диссертантом лично выполнена основная часть экспериментальных исследований, проведен анализ полученных результатов и сформулированы выводы. Обсуждение и подготовка статей к публикации (написание и редактирование) проводились совместно с соавторами.

Синтез производных 2(5Н)-фуранона проводился сотрудниками НИЛ «Биофункциональная химия» под руководством Курбангалиевой А. Р. (кафедра органической химии, Химический институт им. А.М.Бутлерова, Казанский федеральный университет).

Планирование экспериментов по получению репортерной конструкции icaA-GFP для S. aureus, анализу образования малых форм колоний золотистым стафилококком проводились совместно с профессором Фридрихом Гетцем, Университет Тюбингена, Германия.

Атомно-силовая микроскопия и конфокальная лазерная сканирующая микроскопия проводились на базе центра коллективного пользования К(П)ФУ «Аналитическая микроскопия» в сотрудничестве с сотрудниками НИЛ «Бионанотехнологии».

Связь работы с научными программами

Работа выполнена в рамках гранта РНФ 15-14-00046 (2015-2017) «Разработка комплексных ингибиторов бактериальных биопленок на временных и хронических имплантах на основе производных фуранона и иммобилизованных ферментов» и Программы повышения конкурентоспособности Казанского (Приволжского) федерального университета. Работа поддержана грантами РФФИ 16-34-01141 мол_а «Супрамолекулярный контроль структурно-функциональных характеристик протеолитических ферментов: теоретический и практический аспекты»; РФФИ 17-00-00456 КОМФИ «Антибактериальные пептиды лактобацилл в терапии микробных биопленок».

Публикация результатов исследования.

По материалам работы опубликовано 7 статей в рецензируемых журналах, индексируемых в базах РИНЦ, Web of Science и Scopus, 1 в отечественном журнале, индексируемом в базе РИНЦ и рекомендованном ВАК, 1 монография и 1 статья на сервере препринтов BioRxiv.

Объем и структура диссертации

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, заключения, материалов и методов исследования, обсуждения результатов, выводов, приложений и списка цитируемой литературы. Текст изложен на 156 страницах, проиллюстрирован 33 рисунками, включает 13 таблиц, список литературы содержит 318 библиографических источников. Приложение 1 включает данные скрининга производных 2(5Н)-фуранона. Приложение 2 включает список научных трудов автора по теме диссертации.

1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Образование биопленок у бактерий

Биопленки можно охарактеризовать как дифференцированные группы микроорганизмов, организованные в виде клеток, погруженных в единый внеклеточный матрикс [Bjarnsholt et al., 2018]. При этом большинство клеток в многослойных биопленках находятся в межклеточном контакте либо в поверхностно-прикрепленных биопленках, в которых только один слой соприкасается с субстратом, либо в так называемых хлопьях, являющиеся подвижными биопленками, которые образуются в отсутствие какого-либо субстрата. Благодаря межклеточным взаимодействиям, а также свойствам матрикса данная форма существования бактерий принципиально отличается от хорошо изученных планктонных форм. Таким образом, бактерии, находящиеся в составе биопленок, обладают абсолютно новыми свойствами, не характерными для свободноживущих микроорганизмов [Konopka et al.., 2009].

Биопленки являются одним из наиболее распространенных способов жизни бактерий, они участвуют в большинстве биохимических циклов органических элементов в воде, почве и донных отложениях. В сфере биотехнологий биопленки применяются для фильтрации питьевой воды, деградации сточных вод и твердых отходов, а также при биокатализе в производстве сыпучих и тонких химических веществ, а также биотоплива [Halan et al., 2012]. Бактерии, колонизирующие организм человека и животных, также способны образовывать биопленки [De Vos et al., 2015], что может быть связано с постоянным развитием инфекций у животных и людей [Costerton et al., 1987] а также с загрязнением медицинских устройств и имплантатов [Shirtliff, Leid, 2009].

Биопленки представляют собой сложную систему, которая имеет высокую плотность клеток, варьирующую от 108 до 1011 КОЕ/мл [Balzer et al., 2010; Morgan-Sastume et al., 2008]. Как правило, состав биопленки гетерогенен и включает в себя несколько видов бактерий. Дополнительным источником гетерогенности популяций является способность клеток в биопленках подвергаться дифференцировке, которая может быть вызвана условиями окружающей среды и скоординированными жизненными циклами, которые включают специфическую для каждой стадии экспрессию генов и белков, что характерно для роста и развития микроорганизмов в пространственно-неоднородных экосистемах [Singer et al, 2010].

Образование биопленок является сложным динамичным процессом развития сообщества, который происходит в ответ на изменения окружающей среды. При образовании биопленок в бактериях активируется множество регуляторных сетей,

16

происходит изменение экспрессии генов, тем самым опосредуется пространственная и временная реорганизация микроорганизмов [Monds, O'Toole, 2009]. Это клеточное перепрограммирование изменяет экспрессию поверхностных молекул, использование питательных веществ и факторов вирулентности и дает бактериям набор свойств, которые обеспечивают их выживание в неблагоприятных условиях [Klebensberger et al., 2009]. Бактериальная агрегация и последующее созревание биопленки состоит из обратимых и необратимых стадий и включает в себя многочисленные консервативные и видоспецифичные факторы. Выделяют основные этапы образования биопленок: прикрепление клеток к поверхности и перераспределение их массы, усиленное деление клеток для получения крупных клеточных кластеров и образование внеклеточного матрикса, формирование пространственной структуры и конечный этап - дисперсия биопленки, т.е. выброс клеток в окружающую среду [Omar et al., 2017]. Изначально свободноживущие планктонные бактерии адгезируются на поверхности. Процесс прикрепления к поверхности жгутиковых и безжгутиковых бактерий происходит разными путями. Первичным этапом адгезии у форм не имеющих жгутиков является повышенный синтез адгезинов и интегринов [Götz, 2002]. У жгутиковых и грамотрицательных микроорганизмов прикрепление индуцируется за счет связывания с поверхностью пилей IV типа (в некоторых случаях I типа) [O'Toole et al., 2000]. После адгезии этапы развития биопленок не имеют принципиальных различий в зависимости от вида.

После прикрепления к поверхности микроорганизмы образуют конгломераты в несколько слоев, и наступает фаза созревания биопленки, когда могут происходить характерные морфологические изменения, что приводит к развитию микроколоний, имеющих грибовидную форму или форму пилей. В связи с наличием большого количества включений в матриксе биопленок происходит образование конгломератов с различной пространственной структурой (рисунок 1).

Существенными особенностями цикла развития биопленки являются механизмы, участвующие в прикреплении планктонных бактерий к поверхности, что приводит к межклеточной адгезии между бактериальными клетками внутри биопленки. Так как большинство клеток не имеют прямого контакта с поверхностью, существуют также механизмы, определяющие форму зрелой биопленки. Впоследствии из биопленки в окружающую среду высвобождаются планктонные клетки, которые затем могут начать новый цикл развития биопленки (рисунок 2).

Рисунок 2 - Процесс образования биопленки [Агсю1а & а1, 2018]

18

В состав внеклеточного матрикса биопленки входят полисахариды, белки, липиды и внеклеточная ДНК (eDNA), которые препятствуют ее высыханию [Flemming et al., 2010]. Синтез матрикса обеспечивает бактериям в составе биопленок отличную от окружающей среду обитания, внутри которой происходит повышенный обмен генами, накопление питательных веществ. Внеклеточный матрикс оказывает защитную функцию, в следствии чего у клеток в составе биопленки проявляется повышенная устойчивость к действию антимикробных препаратов.

Формирование матрикса является динамичным энергозатратным процессом, который зависит от доступности питательных веществ, синтеза и секреции внеклеточного материала, конкурентных отношений клеток и повреждений другими микроорганизмами из вне. Матрикс обеспечивает пространственную структуру биопленки и является промежуточным звеном при контакте бактерий с окружающей средой.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Тризна Елена Юрьевна, 2019 год

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ ИСТОЧНИКОВ

1) Algburi, A. Control of biofilm formation: antibiotics and beyond [Text] / A. Algburi, N. Comito, D. Kashtanov, L.M. Dicks, M.L. Chikindas, // Appl. Environ. Microbiol. - 2017. - V.83.

- №3. - P.e02508-16.

2) Alipour, M. Importance of DNase and alginate lyase for enhancing free and liposome encapsulated aminoglycoside activity against Pseudomonas aeruginosa [Text] / M. Alipour, Z.E. Suntres, A. Omri // Journal of Antimicrobial Chemotherapy. - 2009. - V.64. - P.317-325.

3) Alkawash, M.A. Alginate lyase enhances antibiotic killing of mucoid Pseudomonas aeruginosa in biofilms [Text] / M.A. Alkawash, J.S. Soothill, N.L. Schiller // Apmis. - 2006. -V.114. - №2. - P. 131-138.

4) Allesen-Holm, M. A characterization of DNA release in Pseudomonas aeruginosa cultures and biofilms [Text] / M. Allesen-Holm, K.B. Barken, L. Yang, M. Klausen, J.S. Webb, S. Kjelleberg, S. Molin, M. Givskov, T. Tolker-Nielsen // Molecular Microbiology. - 2006. -V.59. - №4. - P.1114-1128.

5) Altman, H. In vitro assessment of antimicrobial peptides as potential agents against several oral bacteria [Text] / H. Altman, D. Steinberg, Y. Porat, A. Mor, D. Fridman, M. Friedman, G. Bachrach // Journal of Antimicrobial Chemotherapy. - 2006. - V.58. - №1. - P.198-201.

6) Amato, S.M. The role of metabolism in bacterial persistence [Text] / S.M. Amato, C.H. Fazen, T.C. Henry, W.W. Mok, M.A. Orman, E.L. Sandvik, M.P. Brynildsen // Frontiers in microbiology. - 2014. - V.5. - P.70.

7) Arciola, C.R. Implant infections: adhesion, biofilm formation and immune evasion [Review] / C.R. Arciola, D. Campoccia, L. Montanaro, // Nature Reviews Microbiology. - 2018.

- V.16. - P.397-409.

8) Atalla, H. Staphylococcus aureus small colony variants (SCVs) and their role in disease [Text] / H. Atalla, C. Gyles, B. Mallard // Animal health research reviews. - 2011. - V.12. - №1.

- P.33-45.

9) Atshan, S.S. Comparative proteomic analysis of extracellular proteins expressed by various clonal types of Staphylococcus aureus and during planktonic growth and biofilm development [Text] / S.S. Atshan, M.N. Shamsudin, Z. Sekawi, L.T. Thian Lung, F. Barantalab, Y.K. Liew, M.A. Alreshidi, S.A. Abduljaleel, R.A. Hamat // Front Microbiol. - 2015. - V.6. -P.524.

10) Ayrapetyan, M. Bridging the gap between viable but non-culturable and antibiotic persistent bacteria [Text] / M. Ayrapetyan, T.C. Williams, J.D. Oliver // Trends Microbiol. - 2015.

- V.23. - P.7-13.

11) Baidamshina, D.R. Targeting microbial biofilms using Ficin, a nonspecific plant protease [Text] / D.R. Baidamshina, E.Y. Trizna, M.G. Holyavka, M.I. Bogachev, V.G. Artyukhov, F.S. Akhatova, E.V. Rozhina, R.F. Fakhrullin, A.R. Kayumov // Scientific Reports. - 2017. - V.7. - P. 46068.

12) Baker, P. Exopolysaccharide biosynthetic glycoside hydrolases can be utilized to disrupt and prevent Pseudomonas aeruginosa biofilms [Text] / P. Baker, P.J. Hill, B.D. Snarr, N. Alnabelseya, M.J. Pestrak, M.J. Lee, L.K. Jennings, J. Tam, R.A. Melnyk, M.R. Parsek // Sci. Adv.

- 2016. - V.2. - P.e1501632.

13) Balaban, N. Treatment of Staphylococcus aureus biofilm infection by the quorum-sensing inhibitor RIP [Text] / N. Balaban, O. Cirioni, A. Giacometti, R. Ghiselli, J.B. Braunstein, C. Silvestri, G. Scalise // Antimicrobial agents and chemotherapy. - 2007. - V.51. - №6. - P.2226-2229.

14) Baldan, R. Adaptation of Pseudomonas aeruginosa in Cystic Fibrosis airways influences virulence of Staphylococcus aureus in vitro and murine models of co-infection [Text] / R. Baldan, C. Cigana, F. Testa, I. Bianconi, M. De Simone, D. Pellin, C. Di Serio, A. Bragonzi, D.M. Cirillo // PLoS ONE. - 2014. - V.9(3). - e89614.

15) Baldan, R. Adaptation of Pseudomonas aeruginosa in Cystic Fibrosis Airways Influences Virulence of Staphylococcus aureus In Vitro and Murine Models of Co-Infection [Text] / R. Baldan, C. Cigana, F. Testa, I. Bianconi, M. De Simone, D. Pellin, C. Di Serio, A. Bragonzi, D.M. Cirillo // Plos One. - 2014. - V.9. - №3. - P.e89614.

16) Balzer, M. Accumulation of fecal indicator bacteria in river biofilms [Text] / M. Balzer, N. Witt, H.-C. Flemming, J. Wingender, // Water Sci. Technol. 61, 1105-1111 (2010).

17) Banar, M. Evaluation of mannosidase and trypsin enzymes effects on biofilm production of Pseudomonas aeruginosa isolated from burn wound infections [Text] / M. Banar, M. Emaneini, M. Satarzadeh, N. Abdellahi, R. Beigverdi, W.B. Leeuwen, F. Jabalameli // PLoS ONE. - 2016. -V.11. - P.e0164622.

18) Barber, C.E. A novel regulatory system required for pathogenicity of Xanthomonas campestris is mediated by a small diffusible signal molecule. [Text] / C.E. Barber, J.L. Tang, J.X. Feng // Mol Microbiol. - 1997. - V.24. - P. 555-566.

19) Barken, K.B. Roles of type IV pili, flagellum-mediated motility and extracellular DNA in the formation of mature multicellular structures in Pseudomonas aeruginosa biofilms [Text] / K.B. Barken, S.J. Pamp, L. Yang, M. Gjermansen, J.J. Bertrand, M. Klausen, M. Givskov, C.B. Whitchurch, J.N. Engel, T. Tolker-Nielsen // Environmental Microbiology. - 2008. - V.10. - №9.

- P.2331-2343.

20) Baveja, J.K. Furanones as potential anti-bacterial coatings on biomaterials [Text] / P. Baker, M.D.P. Willcox, E.B.H. Hume, N. Kumar, R. Odell, L.A. Poole-Warren // Biomaterials. -2004. - V.25. - №20. - P.5003-5012.

21) Bayles, K.W. The biological role of death and lysis in biofilm development [Text] / K.W. Bayles // Nat Rev Microbiol. - 2007. - V.5. - P.721-726.

22) Beenken, K.E. Mutation of sarA in Staphylococcus aureus limits biofilm formation [Text] / K.E. Beenken, J.S. Blevins, M.S. Smeltzer // Infect. Immun. - 2003. - V.71. - P.4206-4211.

23) Beloin, C. Novel approaches to combat bacterial biofilms [Text] / C. Beloin, S. Renard, J. M. Ghigo, D.Lebeaux // Current opinion in pharmacology. - 2014. - V.18. - P.61-68.

24) Billings, N. Material properties of biofilms — a review of methods for understanding permeability and mechanics [Review] / N. Billings, A. Birjiniuk, T.S. Samad, P.S. Doyle, K. Ribbeck // Rep. Prog. Phys. - 2015. - V.78. - P.036601.

25) Birjiniuk, A. Single particle tracking reveals spatial and dynamic organization of the Escherichia coli biofilm matrix [Text] / A. Birjiniuk, N. Billings, E. Nance, J. Hanes, K. Ribbeck, P.S. Doyle // New journal of physics. - 2014. - V.16. - №8. - P.085014.

26) Biswas, L. Small-Colony Variant Selection as a Survival Strategy for Staphylococcus aureus in the Presence of Pseudomonas aeruginosa [Text] / L. Biswas, R. Biswas, M. Schlag, R. Bertram, F. Gotz // Applied and Environmental Microbiology. - 2009. - V.75. - P.6910-6912.

27) Biswas, R. Activity of the maj or staphylococcal autolysin Atl [Text] / R. Biswas, L. Voggu, U.K. Simon, P. Hentschel, G. Thumm, F. Gotz // FEMS Microbiol Lett. - 2006. - V.259. - P.260-268.

28) Bjarnsholt, T. Biofilm formation-What we can learn from recent developments [Review] / T. Bjarnsholt, K. Buhlin, Y.F. Dufrene, M. Gomelsky, A. Moroni, M. Ramstedt, P. Rumbaugh, T. Schulte, L. Sun, B. Akerlund, U. Römling // Journal of internal medicine. - 2018.

- V.284. - P.332-345.

29) Bjarnsholt, T. Biofilm formation-What we can learn from recent developments [Text] / T. Bjarnsholt, K. Buhlin, Y.F. Dufrene, M. Gomelsky, A. Moroni, M. Ramstedt, U. Römling // Journal of internal medicine. - 2018. - P. 12782.

30) Bjarnsholt, T. The role of bacterial biofilms in chronic infections [Text] / T. Bjarnsholt // APMISSupplementum. - 2013. - №136. - P.1-51.

31) Blackledge, M.S. Biologically inspired strategies for combating bacterial biofilms [Text] / M.S. Blackledge, R.J. Worthington, C. Melander // Current Opinion in Pharmacology. - 2013.

- V.13. - P.699-706.

32) Blanchette, K.A. Current therapies in treatment and prevention of fracture wound biofilms: why a multifaceted approach is essential for resolving persistent infections [Review] /

116

K.A. Blanchette, J.C. Wenke // Journal of bone andjoint infection. - 2018. - V.3. - №2. - P. 5067.

33) Bogachev, M.I. Fast and Simple Tool for the Quantification of Biofilm-Embedded Cells Sub-Populations From Fluorescent Microscopic Images [Text] / V.Y. Volkov, O.A. Markelov, E.Y. Trizna, D.R. Baydamshina, V. Melnikov, R.R. Murtazina, P.V. Zelenikhin, I.S. Sharafutdinov, A.R. Kayumov // PlosOne - 2018. - V.13. - P.e0193267.

34) Boon, C. A novel DSF-like signal from Burkholderia cenocepacia interferes with Candida albicans morphological transition [Text] / C. Boon, Y. Deng, L.-H. Wang // ISME. - 2008. - V.2.

- P.27-36.

35) Borgeaud, S. The type VI secretion system of Vibrio cholerae fosters horizontal gene transfer [Text] / S. Borgeaud, L.C. Metzger, T. Scrignari, M. Blokesch // Science. - 2015. - V.347.

- P.63-67.

36) Bose, J.L. Contribution of the Staphylococcus aureus Atl AM and GL murein hydrolase activities in cell division, autolysis, and biofilm formation [Text] / J.L. Bose, M.K. Lehman, P.D. Fey, K.W. Bayles // PLoS ONE. - 2012. - V.7. - P.e42244.

37) Brackman, G. Quorum Sensing Inhibitors as Anti-Biofilm Agents [Text] / G. Brackman, T. Coenye // Current Pharmaceutical Design. - 2015. - V.21. - P.5-11.

38) Bradshaw, D.J. Oral anaerobes cannot survive oxygen stress without interacting with facultative/aerobic species as a microbial community [Text] / D.J. Bradshaw, P.D. Marsh, G.K. Watson, C. Allison // Lett. Appl. Microbiol. - 1997. - V.25. - P.385-387.

39) Brady, A. In vitro activity of tea-tree oil against clinical skin isolates of meticillin-resistant and-sensitive Staphylococcus aureus and coagulase-negative staphylococci growing planktonically and as biofilms [Text] / A. Brady, R. Loughlin, D. Gilpin, P. Kearney, M. Tunney // Journal of medical microbiology. - 2006. - V.55. - №10. - P.1375-1380.

40) Branda, S.S. Biofilms: The matrix revisited [Review] / S.S. Branda, S. Vik, L. Friedman, R. Kolter // Trends Microbiol. - 2005. - V.13. - P.20-26.

41) Brauner, A. Distinguishing between resistance, tolerance and persistence to antibiotic treatment [Text] / A. Brauner, O. Fridman, O. Gefen, N. Balaban // Nat. Rev. Microbiol. - 2016.

- V.14. - P.320-330.

42) Breugelmans, P. Architecture and spatial organization in a triple-species bacterial biofilm synergistically degrading the phenylurea herbicide linuron [Text] / P. Breugelmans, K. B. Barken, T. Tolker-Nielsen, J. Hofkens, W. Dejonghe, D. Springael // FEMSMicrobiol. Ecol. - 2008. -V.64. - P.271-282.

43) Brown, M.R. Resistance of bacterial biofilms: a growth-related effect? [Text] / M.R. Brown, D.G. Allison, P. Gilbert // J. Antimicrob. Chemother. - 1988. - V.22. - P.777-783.

117

44) Brückner, R. (1992) A series of shuttle vectors for Bacillus subtilis and Escherichia coli [Text] / R. Brückner // Gene. - 1992. - V.122. - P.187-192.

45) Burmolle, M. Enhanced biofilm formation and increased resistance to antimicrobial agents and bacterial invasion are caused by synergistic interactions in multispecies biofilms [Text] / M. Burmolle, J.S. Webb, D. Rao, L.H. Hansen, S.J. Sorensen, S. Kjelleberg // Appl. Environ Microbiol. - 2006. - V.72. - P.3916-3923.

46) Burm0lle, M. Interactions in multispecies biofilms: do they actually matter? [Text] / M. Burm0lle, D. Ren, T. Bjarnsholt, S.J. Soerensen // Trends Microbiol. - 2014. - V.2. - P.84-90.

47) Burns, R. G. Enzyme activity in soil: location and possible role in microbial ecology [Text] / R. G. Burns // Soil Biol. Biochem. - 1982. - V.15. - P.423-427.

48) Byrd, M.S. Genetic and biochemical analyses of the Pseudomonas aeruginosa Psl exopolysaccharide reveal overlapping roles for polysaccharide synthesis enzymes in Psl and LPS production [Text] / M.S. Byrd, I. Sadovskaya, E. Vinogradov // Molecular Microbiology. - 2009. - V.73. - №4. - P.622-638.

49) Cannon, R.D. Oral colonization by Candida albicans [Text] / R.D. Cannon, W.L. Chaffin // Crit. Rev. Oral. Biol. Med. - 1999. - V.10. - P.359-383.

50) Ceri, H. The Calgary biofilm device: new technology for rapid determination of antibiotic susceptibilities of bacterial biofilms [Text] / H. Ceri, M.E. Olson, C. Stremick, R.R. Read, D. Morck, A. Buret // J. Clin. Microbiol. - 1999. - V.37. - P.1771-1776.

51) Charlton, T.S. A novel and sensitive method for the quantification of N-3-oxoacyl homoserine lactones using gas chromatography-mass spectrometry: application to a model bacterial biofilm [Text] / T.S. Charlton, R. De Nys, A. Netting, N. Kumar, M. Hentzer, M. Givskov, S. Kjelleberg // Environmental microbiology. - 2000. - V.2. - №5. - P.530-541.

52) Chen, F. Quorum quenching enzymes and their application in degrading signal molecules to block quorum sensing-dependent infection [Text] / F. Chen, Y. Gao, X. Chen, Z. Yu, X. Li // International journal of molecular sciences. - 2013. - V.14. - №9. - P.17477-17500.

53) Chew, S.C. Dynamic Remodeling of Microbial Biofilms by Functionally Distinct Exopolysaccharides [Text] / S.C. Chew, B. Kundukad, T. Seviour, J.R.C. van der Maarel, L. Yang, S.A. Rice, P. Doyle, S. Kjelleberg //Mbio. - 2014. - V.5. - №4. - P.e01536-14.

54) Chiang, W.C. Extracellular DNA shields against aminoglycosides in Pseudomonas aeruginosa biofilms [Text] / W.C. Chiang, M. Nilsson, P.O. Jensen, N. Hoiby, T.E. Nielsen, M. Givskov, T. Tolker-Nielsen // Antimicrob Agents Chemother. - 2013. - V.57. - P. 2352-2361.

55) Christensen, B.B. Metabolic commensalism and competition in a two-species microbial consortium [Text] / B.B. Christensen, J.A. Haagensen, A. Heydorn, S. Molin // Appl. Environ Microbiol. - 2002. - V.68. - P.2495-2502.

56) Co, E.M. Prevalence of methicillin-resistant Staphylococcus aureus in a combat support hospital in Iraq [Text] / E.M. Co, E.F. Keen 3rd, W.K. Aldous // Mil. Med. - 2011. - V.176. -P.89-93.

57) Colvin, K.M. The Pel and Psl polysaccharides provide Pseudomonas aeruginosa structural redundancy within the biofilm matrix [Text] / K.M. Colvin, Y. Irie, C.S. Tart, R. Urbano, J.C. Whitney, C. Ryder, P L. Howell, D.J. Wozniak, MR. Parsek // Environ. Microbiol. - 2012. -V.14. - P.1913-1928.

58) Colvin, K.M. The pel polysaccharide can serve a structural and protective role in the biofilmmatrix of Pseudomonas aeruginosa [Text] / K.M. Colvin, V.D. Gordon, K. Murakami et al. // PLoSPathogens. - 2011. - V.7. - №1. - P.e1001264.

59) Conlon, B.P. Persister cells in biofilm associated infections [Text] / B.P. Conlon, S.E. Rowe, & K. Lewis // Adv. Exp. Med. Biol. - 2015. - V.831. - P.1-9.

60) Conlon, K.M. (2002). icaR encodes a transcriptional repressor involved in environmental regulation of ica operon expression and biofilm formation in Staphylococcus epidermidis [Text] / K.M. Conlon, H. Humphreys, J.P. O'Gara // J. Bacteriol. - 2002. - V.184. - P.4400-4408.

61) Cooksey, K.E. Adhesion of bacteria and diatoms to surfaces in the sea: a review [Review] / K.E. Cooksey, B. Wigglesworth-Cooksey // Aquatic Microbial Ecology. - 1995. - V.9. - №1. -P.87-96.

62) Costerton, J.W. Bacterial biofilms in nature and disease [Review] / J.W. Costerton, K.J. Cheng, G.G. Geesey, T.I. Ladd, J.C. Nickel, M. Dasgupta, T.J. Marrie // Annu. Rev. Microbiol. -1987. - V.41. - P.435-464.

63) Cowan, T. Biofilms and their management: From concept to clinical reality [Review] / T. Cowan // J. Wound Care. - 2011. - V.20. - P.222-226.

64) Craigen, B. The use of commercially available alpha-amylase compounds to inhibit and remove Staphylococcus aureus biofilms [Text] / B. Craigen, A. Dashiff, D.E. Kadouri // The open microbiology journal. - 2011. - V.5. - P.21.

65) Cramton, S.E. Anaerobic conditions induce expression of polysaccharide intercellular adhesinin Staphylococcus aureus and Staphylococcus epidermidis [Text] / S.E. Cramton, M. Ulrich, F. Gotz, G. Doring // Infect. Immun. - 2001. - V.69. - P.4079-4085.

66) Cramton, S.E. The intercellular adhesion (ica) locus is present in Staphylococcus aureus and is required for biofilm formation [Text] / S.E. Cramton, C. Gerke, N.F. Schnell, W.W. Nichols, F. Götz // Infect. Immun. - 1999. - V.67. - P.5427-5433.

67) D'eziel, E. rhlA is required for the production of a novel biosurfactant promoting swarming motility in Pseudomonas aeruginosa: 3-(3-hydroxyalkanoyloxy) alkanoic acids (HAAs), the

precursors of rhamnolipids [Text] / E. D'eziel, F. L'epine, S. Milot, and R. Villemur // Microbiology. - 2003. - V.149. - №8. - P.2005-2013.

68) Damour, O. Cytotoxicity evaluation of antibiotics on cultured human fibroblasts ans keratinocytes [Text] / O. Damour, S.Z. Hua, F. Lasne, M. Villain, P. Rousselle, C. Collombel // Burns - 1992. - V.18. - P.479-485.

69) Darouiche, R.O. Antimicrobial and antibiofilm efficacy of triclosan and DispersinB® combination [Text] / R.O. Darouiche, M.D. Mansouri, P.V. Gawande, S. Madhyastha // Journal of antimicrobial chemotherapy. - 2009. - V.64. - №1. - P.88-93.

70) Darouiche, R.O. Treatment of infections associated with surgical implants [Text] / R.O. Darouiche // New England Journal of Medicine. - 2004. - V.350. - №14. - P. 1422-1429.

71) Das, T. Role of extracellular DNA in initial bacterial adhesion and surface aggregation [Text] / T. Das, P.K. Sharma, H.J. Busscher, H.C. van der Mei, B.P. Krom // Applied and environmental microbiology. - 2010. - V.76. - №10. - P.3405-3408.

72) Davey, M.E. Rhamnolipid surfactant production affects biofilm architecture in Pseudomonas aeruginosa PAO1 [Text] / M.E. Davey, N.C. Caiazza, G.A. O'Toole // Journal of Bacteriology. - 2003. - V.185. - №3. - P.1027-1036.

73) Davies, D.G. Theinvolvement of cell-to-cell signals in the development of a bacterial biofilm [Text] / D.G. Davies, M R. Parsek, J.P. Pearson, B.H. Iglewski, J.W. Costerton, E.P. Greenberg // Science. - 1998. - V.280. - №5361. - P.295-298.

74) de Nys, R. New halogenated furanones from the marine red alga Delisea pulchra (cf. fimbriata) [Text] / R. de Nys, A.D. Wright, G.M. König, O. Sticher // Tetrahedron. - 1993. -V.49. - P. 11213-11220.

75) De Vos, W.M. Microbial biofilms and the human intestinal microbiome [Review] / W.M. De Vos // NPJBiofilms Microbiomes. - 2015. - V.1. - P.15005.

76) Deep, A. Quorum sensing and bacterial pathogenicity: from molecules to disease [Text] / A. Deep, U. Chaudhary, V. Gupta // Journal of Laboratory Physicians. - 2011. - V.3. - №1. -P.4-11.

77) Defoirdt, T. R. Quorum sensing-disrupting brominated furanones protect the gnotobiotic brine shrimp Artemia franciscana from pathogenic Vibrio harveyi, Vibrio campbellii, and Vibrio parahaemolyticus isolates [Text] / T. Defoirdt, Crab, T.K. Wood, P. Sorgeloos, W. Verstraete, P. Bossier // Applied and environmental microbiology. - 2006. - V.72. - №9. - P.6419-6423.

78) Diep, B.A. Complete genome sequence of USA300, an epidemic clone of community-acquired meticillin-resistant Staphylococcus aureus [Text] / B.A. Diep, S.R. Gill, R.F. Chang, T.H. Phan, J.H. Chen, M.G. Davidson, F. Lin, J. Lin, H.A. Carleton, E.F. Mongodin, G.F. Sensabaugh, F. Perdreau-Remington // Lancet. - 2006. - V.367. - P.731-739.

120

79) Dobor, J. Biofilm controlled sorption of selected acidic drugs on river sediments characterized by different organic carbon content [Text] / J. Dobor, M. Varga, G. Zaray // Chemosphere. - 2012. - V.87. - P.105-110 (2012).

80) Donlan, R.M. Biofilms: survival mechanisms of clinically relevant microorganisms [Text] / R.M. Donlan, J.W. Costerton // Clin. Microbiol. Rev. - 2002. - V.15(2). - P.167-193.

81) Dosler, S. In vitro pharmacokinetics of antimicrobial cationic peptides alone and in combination with antibiotics against methicillin resistant Staphylococcus aureus biofilms [Text] / S. Dosler, E. Mataraci // Peptides. - 2013. - V.49. - P.53-58.

82) Dosler, S. Inhibition and destruction of Pseudomonas aeruginosa biofilms by antibiotics and antimicrobial peptides [Text] / S. Dosler, E. Karaaslan // Peptides. - 2014. - V.62. - P.32-37.

83) Dusan, F. Essential oils—their antimicrobial activity against Escherichia coli and effect on intestinal cell viability [Text] / F. Dusan, S. Marian, D. Katarina, B. Dobroslava // Toxicology in vitro. - 2006. - V.20. - №8. - P.1435-1445.

84) Eckhart, L. DNase1L2 suppresses biofilm formation by Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus aureus [Text] / L. Eckhart, H. Fischer, K.B. Barken, T. Tolker-Nielsen, E. Tschachler / British Journal of Dermatology. - 2007. - V.156. - №6. - P.1342-1345.

85) Elias, S. Multi-species biofilms: living with friendly neighbors [Text] / S. Elias, E. Banin // FEMSMicrobiol. Rev. - 2012. - V.36(5). - P.990-1004.

86) Ertesvag, H. Biosynthesis and applications of alginates [Text] / H. Ertesvag, S. Valla // Polymer Degradation and Stability. - 1998. - V.59. - №1-3. - P.85-91.

87) Estephane, J. N-Acyl-3-amino-5H-furanone derivatives as new inhibitors of LuxR-dependent quorum sensing: Synthesis, biological evaluation and binding mode study [Text] / J. Estephane, J. Dauvergne, L. Soulere, S. Reverchon, Y. Queneau, A. Doutheu // Bioorg. Med. Chem. Lett. - 2008. - V.18. - P.4321-4324.

88) Estrela, A.B. Combining biofilm-controlling compounds and antibiotics as a promising new way to control biofilm infections [Review] / A.B. Estrela, W.R. Abraham // Pharmaceuticals. - 2010. - V.3. - №5. - P.1374-1393.

89) Fabian, D. Essential oils-their antimicrobial activity against Escherichia coli and effect on intestinal cell viability [Text] / D. Fabian, M. Sabol, K. Domaracka, D. Bujnakova // Toxicol In Vitro. - 2006. - V.20. - P.1435-1445.

90) Filoche, S.K. Biofilm growth of Lactobacillus species is promoted by Actinomyces species and Streptococcus mutans [Text] / S.K. Filoche, S.A. Anderson, C.H. Sissons // Oral. Microbiol. Immunol. - 2004. - V.1. - P.322-326.

91) Finkel, S.E. DNA as a nutrient: novel role for bacterial competence gene homologs [Text] / S.E. Finkel, R. Kolter // Journal of Bacteriology. - 2001. - V.183. - №21. - P.6288-6293.

121

92) Fleming, D. Approaches to dispersing medical biofilms [Text] / D. Fleming, K.P. Rumbaugh //Microorganisms. - 2017. - V.5. - №2. - P.5020015

93) Flemming, H.C. Biofilms: an emergent form of bacterial life [Review] / H.C. Flemming, J. Wingender, U. Szewzyk, P. Steinberg, S.A. Rice, S. Kjelleberg, // Nature Reviews Microbiology.

- 2016. - V.14. - №9. - P.563-575.

94) Flemming, H.-C. in Encyclopedia of Environmental Microbiology [Text] / H.-C. Flemming, A. Leis // Wiley-Interscience (ed. G. Bitton,). - 2002. - V.5. - P.2958-2967.

95) Flemming, H.C. The biofilm matrix [Review] / H.C. Flemming // J. Nat. Rev. Microbiol.

- 2010. - V.8. - P.623-633.

96) Flemming, H.-C. The perfect slime [Review] / H.-C. Flemming // Colloids Surf. B. Biointerfaces. - 2011. - V.86. - P.251-259.

97) Foster, T.J. Adhesion, invasion and evasion: the many functions of the surface proteins of Staphylococcus aureus [Text] / T.J. Foster, J.A. Geoghegan, V.K. Ganesh, M. Hook // Nat Rev Microbiol. - 2014. - V.2. - P.49-62.

98) Foulston, L. The extracellular matrix of Staphylococcus aureus biofilms comprises cytoplasmic proteins that associate with the cell surface in response to decreasing pH [Text] / L. Foulston, A.K. Elsholz, A.S. Defrancesco, R. Losick //MBio. - 2014. - V.5. - P.e01667-14.

99) Francolini, I. Usnic acid, a natural antimicrobial agent able to inhibit bacterial biofilm formation on polymer surfaces [Text] // I. Francolini, P. Norris, A. Piozzi, G. Donelli, P. Stoodley // Antimicrobial agents and chemotherapy. - 2004. - V.48. - №11. - P.4360-4365.

100) Franklin, M.J. Biosynthesis of the Pseudomonas aeruginosa extracellular polysaccharides, alginate, Pel, and Psl [Text] / M.J. Franklin, D.E. Nivens, J.T. Weadge, P. Lynne Howell // Frontiers in Microbiology. - 2011. - V.167. - №2. - P.1-16.

101) Friedman, L. Genes involved in matrix formation in Pseudomonas aeruginosa PA14 biofilms [Text] / L. Friedman, R. Kolter // Molecular Microbiology. - 2004. - V.51. - №3. -P.675-690.

102) Fugere, A. Interspecific Small Molecule Interactions between Clinical Isolates of Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus aureus from Adult Cystic Fibrosis Patients [Text] / A. Fugere, D.L. Seguin, G. Mitchell, E. Deziel, V. Dekimpe, A.M. Cantin, E. Frost, F. Malouin // Plos One. - 2014. - V.9. - №1. - P. e86705.

103) Fux, C.A. Survival strategies of infectious biofilms [Text] / C.A. Fux, J.W. Costerton, P.S. Stewart, P. Stoodley // Trends Microbiol. - 2005. - V.13. - P.34-40.

104) Garipov, M.R. Fluconazole-Pyridoxine Bis-Triazolium Compounds with Potent Activity against Pathogenic Bacteria and Fungi Including Their Biofilm-Embedded Forms [Text] / M.R. Garipov, R.S. Pavelyev, S.A. Lisovskaya, E.V. Nikitina, A.R. Kayumov, A.E. Sabirova, O.V.

122

Bondar, A.G. Malanyeva, A.M. Aimaletdinov, A.G. Iksanova, K.V. Balakin, Y.G. Shtyrlin // Journal of Chemistry. - 2017. - P. 4761650.

105) Geoghegan, J.A. Role of surface protein SasG in biofilm formation by Staphylococcus aureus [Text] / J.A. Geoghegan, R.M. Corrigan, D.T. Gruszka, P. Speziale, J.P. O'Gara, J.R. Potts // J. Bacteriol. - 2010. - V.192. - P.5663-5673.

106) Geoghegan, J.A. Subdomains N2N3 of fibronectin binding protein amediate Staphylococcus aureus biofilm formation and adherence to fibrinogen using distinct mechanisms [Text] / J.A. Geoghegan, I.R. Monk, J.P. O'Gara, T.J. Foster // J. Bacteriol. - 2013. - V.195. -P.2675-2683.

107) Ghafoor, A. Role of exopolysaccharides in Pseudomonas aeruginosa biofilm formation and architecture [Text] / A. Ghafoor, I.D. Hay, B.H.A. Rehm // Applied and Environmental Microbiology. - 2011. - V.77. -№15. - P.5238-5246.

108) Gilbert, K.B. Global position analysis of the Pseudomonas aeruginosa quorum-sensing transcription factor LasR [Text] / K.B. Gilbert, T.H. Kim, R. Gupta, E.P. Greenberg, M. Schuster // Molecular Microbiology. - 2009. - V.73. - №6. - P.1072-1085.

109) Gj0dsb0l, K. Multiple bacterial species reside in chronic wounds: a longitudinal study [Text] / K. Gj0dsb0l, J.J. Christensen, T. Karlsmark, B. J0rgensen, B.M. Klein, K.A. Krogfelt // International woundjournal. - 2006. - V.3. - №3. - P.225-231.

110) Gloag, E.S. Self-organization of bacterial biofilms is facilitated by extracellular DNA [Text] / E.S. Gloag, L. Turnbull, A. Huang, P. Vallotton, H. Wang, L.M. Nolan, L.G. Monahan // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. - 2013. - V.110.

- №28. - P.11541-11546.

111) Gloag, E.S. Self-organization of bacterial biofilms is facilitated by extracellular DNA [Text] / E.S. Gloag, L. Turnbull, A. Huang, P. Vallotton, H. Wang, L.M. Nolan // Proc Natl Acad Sci USA. - 2013. - V.110. - P.11541-11546.

112) Götz, F. Colonization of medical devices by coagulase-negative staphylococci [Review] / F. Götz, G. Peters // Infections Associated with Indwelling Medical Devices, Third Edition. American Society of Microbiology. - 2000. - P.55-88.

113) Götz, F. Staphylococcus and biofilms [Review] / F. Götz // Mol. Microbiol. - 2002. - V.43

- P.1367-78.

114) Govan, J.R.W. Microbial pathogenesis in cystic fibrosis: Mucoid Pseudomonas aeruginosa and Burkholderia cepacia [Text] / J.R.W. Govan, V. Deretic //Microbiol. Rev. - 1996.

- V.60. - P.539-574.

115) Halan, B. Biofilms as living catalysts in continuous chemical syntheses [Text] / B. Halan, K. Bühler, A. Schmid // TrendsBiotechnol. - 2012. - V.30. - P.453-465.

123

116) Hammer, K.A. Antimicrobial activity of essential oils and other plant extracts [Text] / K.A. Hammer, C.F. Carson, T.V. Riley // Journal of applied microbiology. - 1999. - V.86. - №6. - P.985-990.

117) Hammond, A.A. An in vitro biofilm model to examine the effect of antibiotic ointments on biofilms produced by burn wound bacterial isolates [Text] / A.A. Hammond, K.G. Miller, C.J. Kruczek, J. Dertien, J A. Colmer-Hamood, J.A. Griswold // Burns. - 2011. - V.37. - P.312-321.

118) Hansen, S.K. Characterization of a Pseudomonas putida rough variant evolved in a mixedspecies biofilm with Acinetobacter sp. strain C6 [Text] / S.K. Hansen, J.A.J. Haagensen, M. Gjermansen, T.M. Jorgensen, T. Tolker-Nielsen, S. Molin // J. Bacteriol. - 2007. - V.189. -P.4932-4943.

119) Hansen, S.K. Characterization of a Pseudomonas putida rough variant evolved in a mixedspecies biofilm with Acinetobacter sp. strain C6 [Text] / S.K. Hansen, J.A.J. Haagensen, M. Gjermansen, T.M. Jorgensen, T. Tolker-Nielsen, S. Molin // J. Bacteriol. - 2007. - V.189. -P.4932-4943.

120) Harjai, K. Garlic blocks quorum sensing and attenuates the virulence of Pseudomonas aeruginosa [Text] / K. Harjai, R. Kumar, S. Singh // FEMSImmunol. Med. Microbiol. - 2010. -V.58. - P. 161-168.

121) Harrison, J. Multimetal resistance and tolerance in microbial biofilms [Text] / J. Harrison, H. Ceri, R.J. Turner // Nat. Rev. Microbiol. - 2007. - V.5. - P.928-939.

122) Hauser, A.R. Clinical Significance of Microbial Infection and Adaptation in Cystic Fibrosis [Text] / A.R. Hauser, M. Jain, M. Bar-Meir, S.A. McColley // Clinical Microbiology Reviews. - 2011. - V.24. - P.29-70.

123) Heilmann, C. Characterization of Tn917 insertion mutants of Staphylococcus epidermidis affected in biofilm formation [Text] / C. Heilmann, C. Gerke, F. Perdreau-Remington, F. Götz // Infect. Immun. - 1996. - V.64. - P.277-282.

124) Helaine, S. Bacterial persisters: formation, eradication, and experimental systems [Text] / S. Helaine, E. Kugelberg // Trends Microbiol. - 2014. - V.22. - P.417-424.

125) Hengge, R. Principles of c-di-GMP signalling in bacteria [Text] / R. Hengge // Nature Reviews Microbiology. - 2009. - V.7. - №4. - P.263-273.

126) Hense, B.A. Does efficiency sensing unify diffusion and quorum sensing? [Text] / B.A. Hense, C. Kuttler, J. Müller, M. Rothballer, A. Hartmann, J.U. Kreft // Nat. Rev. Microbiol. -2007. - V.5. - P.230-239.

127) Hentzer, M. Inhibition of quorum sensing in Pseudomonas aeruginosa biofilm bacteria by a halogenated furanone compound [Text] / M. Hentzer, K. Riedel, T.B. Rasmussen, A. Heydorn,

J.B. Andersen, M.R. Parsek, S.A. Rice, L. Eberl, S. Molin, N. H0iby, S. Kjelleberg, M. Givskov //Microbiology. - 2002. - V.148. - P.87-102.

128) Herbert, S. Molecular basis of resistance to muramidase and cationic antimicrobial peptide activity of lysozyme in staphylococci [Text] / S. Herbert, A. Bera, C. Nerz, D. Kraus, A. Peschel, C. Goerke, M. Meehl, A. Cheung, F. Götz // PLoSPathog. - 2007. - V.3. - №7. - P.e102.

129) Herigstad, B. How to optimize the drop plate method for enumerating bacteria [Text] / B. Herigstad, M. Hamilton, J. Heersink // J. Microbiol. Methods. - 2001. - V.44(2). - P. 121-129.

130) Herrmann, G. Colistin-tobramycin combinations are superior to monotherapy concerning the killing of biofilm Pseudomonas aeruginosa [Text] // G. Herrmann, L. Yang, H. Wu, Z. Song, H. Wang, N. H0iby, M. Ulrich, S. Molin, J. Riethmüller, G. Döring // The Journal of infectious diseases. - 2010. - V.202. - №10. - P.1585-1592.

131) Hickman, J.W. A chemosensory system that regulates biofilm formation through modulation of cyclic diguanylate levels [Text] / J.W. Hickman, D.F. Tifrea, C.S. Harwood // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. - 2005. - V.102. - №40. - P.14422-14427.

132) Hirt, H. The Antimicrobial Peptide GL13K is Effective in Reducing Biofilm of Pseudomonas aeruginosa [Text] / H. Hirt, S.U. Gorr // Antimicrobial agents and chemotherapy. -2013. - P.AAC-00311.

133) Hjelmgaard, T. Synthesis of furanonebased natural product analogues with quorum sensing antagonist activity [Text] / T. Hjelmgaard, T. Persson, T.B. Rasmussen, M. Givskov, J. Nielsen // Bioorg. Med. Chem. - 2003. - V.11. - P.3261-3271.

134) Hobley, L. Giving structure to the biofilm matrix: an overview of individual strategies and emerging common themes [Review] / L. Hobley, C. Harkins, C.E. MacPhee, N.R. Stanley-Wall, // FEMSMicrobiol. Rev. - 2015. - V.39. - P.649-669.

135) Hodille, E. The Role of Antibiotics in Modulating Virulence in Staphylococcus aureus [Text] / W. Rose, B.A. Diep, S. Goutelle, G. Lina, O. Dumitrescu // Clinical Microbiology Reviews. - 2017. - V.30. - №4. - P.887-917.

136) Hoffman, L.R. Selection for Staphylococcus aureus small-colony variants due to growth in the presence of Pseudomonas aeruginosa [Text] / L.R. Hoffman, E. Deziel, D.A. D'Argenio, F. Lepine, J. Emerson, S. McNamara, R.L. Gibson, B.W. Ramsey, S.I. Miller // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. - 2006. - V.103. - P.19890-19895.

137) H0iby, N. Antibiotic resistance of bacterial biofilms [Text] / N. H0iby, T. Bjarnsholt, M. Givskov, S. Molin, O. Ciofu, // Int. J. Antimicrob. Agents. - 2010. - V.35. - P.322-332.

138) Hoibya, N. Antibiotic resistance of bacterial biofilms [Text] / N. Hoibya // Int. J. of Antimic. Agents. - 2010. - V.35. - P.322-332.

139) Hotterbeekx, A. The endotracheal tube microbiome associated with Pseudomonas aeruginosa or Staphylococcus epidermidis [Text] / A. Hotterbeekx, B.B. Xavier, K. Bielen, C. Lammens, P. Moons, T. Schepens, M. Ieven, P.G. Jorens, H. Goossens, S. Kumar-Singh, S. Malhotra-Kumar // Scientific Reports. - 2016. - V.6. - P.36507.

140) Houry, A. (2012). Bacterial swimmers that infiltrate and take over the biofilm matrix [Text] / A. Houry, M. Gohar, J. Deschamps, E. Tischenko, S. Aymerich, A. Gruss, R. Briandet // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2012. - V.109. - №32. - P.13088-13093.

141) Houston, P. Essential role for the major autolysin in the fibronectin-binding proteinmediated Staphylococcus aureus biofilm phenotype [Text] / P. Houston, S.E. Rowe, C. Pozzi, E.M. Waters, J.P. O'Gara // Infect Immun. - 2011. - V.79. - P.1153-1165.

142) Hume, E.B.H. The control of Staphylococcus epidermidis biofilm formation and in vivo infection rates by covalently bound furanones [Text] / E.B.H. Hume, J. Baveja, B. Muir, T.L. Schubert, N. Kumar, S. Kjelleberg, K. Schindhelm // Biomaterials. - 2004. - V.25. - №20. -P.5023-5030.

143) Hwang, I.S. Synergistic effects between silver nanoparticles and antibiotics and the mechanisms involved [Text] / I.S. Hwang, J.H. Hwang, H. Choi, K.J. Kim, D.G. Lee // Journal of medical microbiology. - 2012. - V.61. - №12. - P.1719-1726.

144) Irie, Y. Pseudomonas aeruginosa biofilm matrix polysaccharide Psl is regulated transcriptionally by RpoS and post-transcriptionally by RsmA [Text] / Y. Irie, M. Starkey, A.N. Edwards, D.J. Wozniak, T. Romeo, M.R. Parsek // Molecular Microbiology. - 2010. - V.78. -№1. - P.158-172.

145) Izano, E.A. Detachment and killing of Aggregatibacter actinomycetemcomitans biofilms by dispersin B and SDS [Text] / E.A. Izano, H. Wang, C. Ragunath, N. Ramasubbu, J.B. Kaplan // Journal of dental research. - 2007. - V.86. - №7. - P.618-622.

146) Izano, E.A. Differential roles of poly-N-acetylglucosamine surface polysaccharide and extracellular DNA in Staphylococcus aureus and Staphylococcus epidermidis biofilms [Text] /

E.A. Izano, M.A. Amarante, W.B. Kher, J.B. Kaplan // Applied and Environmental Microbiology. - 2008. - V.74. - P.470-476.

147) Jamal, M. Bacterial biofilm and associated infections [Review] / W. Ahmad, S. Andleeb,

F. Jalil, M. Imran, M.A. Nawaz, H. Tahir, A. Muhammad, R. Muhammad, M.A. Kamil // Journal of the Chinese Medical Association. - 2018. - V.81. - №1. - P.7-11.

148) Janssens, J.C. Brominated furanones inhibit biofilm formation by Salmonella enterica serovar typhimurium [Text] / J.C. Janssens, H. Steenackers, S. Robijns, E. Gellens, J. Levin, H. Zhao, J. Vanderleyden // Applied and Environmental Microbiology. - 2008. - V.74. - №21. -P.6639-6648.

149) Jiang, H. Plasma-enhanced deposition of silver nanoparticles onto polymer and metal surfaces for the generation of antimicrobial characteristics [Text] / H. Jiang, S. Manolache, A. C. L. Wong, F. S. Denes // J. Appl. Polym. Sci. - 2004. - V. 93. - P. 1411-1422.

150) Jimenez, P.N. The multiple signaling systems regulating virulence in Pseudomonas aeruginosa [Text] / P.N. Jimenez, G. Koch, J.A. Thompson, K.B. Xavier, R.H. Cool, W.J. Quax // Microbiology and Molecular Biology Reviews. - 2012. - V.76. - №1. - P.46-65.

151) Joo, H.S. Molecular basisof in vivo biofilm formation by bacterial pathogens [Text] / H.S. Joo, M. Otto // Chem. Biol. - 2012. - V.19. - P.1503-1513.

152) Jorge, P. New trends in peptide-based anti-biofilm strategies: a review of recent achievements and bioinformatic approaches [Review] / P. Jorge, A. Lourenço, M.O. Pereira, // Biofouling. - 2012. - V.28. - №10. - P.1033-1061.

153) Kalia, V.C. Quorum sensing inhibitors as antipathogens: biotechnological applications [Text] / V.C. Kalia, S.K. Patel, Y.C. Kang, J.K. Lee // Biotechnology advances. - 2018. - V.37. -P.68-90.

154) Kalpana, B.J. Antibiofilm activity of a-amylase from Bacillus subtilis S8-18 against biofilm forming human bacterial pathogens [Text] / B.J. Kalpana, S. Aarthy, S.K. Pandian // Applied biochemistry and biotechnology. - 2012. - V.167. - №6. - P. 1778-1794.

155) Kaplan, J.B. Biofilm Dispersal: Mechanisms, Clinical Implications, and Potential Therapeutic Uses [Review] / J.B. Kaplan // Journal of Dental Research. - 2010. - V.89. - P.205-218.

156) Kaplan, J.B. Recombinant human DNase I decreases biofilm and increases antimicrobial susceptibility in staphylococci [Text] / J.B. Kaplan, K. LoVetri, S.T. Cardona, S. Madhyastha, I. Sadovskaya, S. Jabbouri, E.A. Izano, // The Journal of antibiotics. - 2012. - V.65. - №2. - P.73.

157) Kara, D. Differences between single- and dual-species biofilms of Streptococcus mutans and Veillonella parvula in growth, acidogenicity and susceptibility to chlorhexidine [Text] / D. Kara, S.B. Luppens, J.M. Cate // Eur. J. Oral. Sci. - 2006. - V. 114. - P.58-63.

158) Karatan, E. Signals, regulatory networks, and materials that build and break bacterial biofilms [Text] / E. Karatan, P. Watnick // Microbiology and Molecular Biology Reviews. - 2009. - V.73. - №2. - P.310-347.

159) Karimi, A. Interplay of physical mechanisms and biofilm processes: review of microfluidic methods [Review] / A. Karimi, D. Karig, A. Kumar, A.M. Ardekani / Lab Chip. -2015. - V.15. - P.23-42.

160) Keen, E.F. Incidence and bacteriology of burn infections at a military burn center [Text] / E.F. Keen 3rd, B.J. Robinson, D.R. Hospenthal, W.K. Aldous, S.E. Wolf, K.K. Chung, C.K. Murray // Burns. - 2010. - V.36. - P.461-468.

161) Keller, L. Communication in bacteria: an ecological and evolutionary perspective [Text] / L. Keller, M.G. Surette // Nat. Rev. Microbiol. - 2006. - V.4. - P.249-258.

162) Khan, W. Aminoglycoside resistance of Pseudomonas aeruginosa biofilms modulated by extracellular polysaccharide [Text] / W. Khan, S.P. Bernier, S.L. Kuchma, J.H. Hammond, F. Hasan, G.A. O'Toole // Int. Microbiol. - 2010. - V.13. - P.207-212.

163) Kikuchi, T. Curli fibers are required for development of biofilm architecture in Escherichia coli K-12 and enhance bacterial adherence to human uroepithelial cells [Text] / T. Kikuchi, Y. Mizunoe, A. Takade, S. Naito, S. Yoshida // Microbiol. Immunol. - 2005. - V.49. -P.875-884.

164) Kim, C. Furanone derivatives as quorum-sensing antagonists of Pseudomonas aeruginosa [Text] / J. Kim, H.Y. Park, H.J. Park, J.H. Lee, C.K. Kim, J. Yoon // Appl. Microbiol. Biotechnol.

- 2008. - V.80. - P.37-47.

165) Kim, H.S. 6-Gingerol reduces Pseudomonas aeruginosa biofilm formation and virulence via quorum sensing inhibition [Text] / H.S. Kim, S.H. Lee, Y. Byun, H.D. Park // Scientific reports.

- 2015. - V.5. - P.8656.

166) Kinnari, T.J. The role of biofilm in chronic laryngitis and in head and neck cancer [Text] / T.J. Kinnari // Curr Opin Otolaryngol Head Neck Surg. - 2015. - V.23. -P.448-53.

167) Kirketerp-Muller, K. Distribution, organization, and ecology of bacteria in chronic wounds [Text] / K. Kirketerp-Muller, P. Jensen, M. Fazli, K.G. Madsen, J. Pedersen, C. Moser, T. Tolker-Nielsen, N. H0iby, M. Givskov, T. Bjarnsholt // J. Clin. Microbiol. - 2008. - V.46. -P.2717-2722.

168) Kitty, H. Development of Fimbrolides, Halogenated Furanones and their Derivatives as Antimicrobial Agents [Text] / H. Kitty, K. Samuel, C. Daniel, C. Renxun, W. Mark, K. Naresh // Antibacterial Surfaces. Editors Elena Ivanova, Russell Crawford - 2015. - P.149-170.

169) Klebensberger, J. SiaA and SiaD are essential for inducing autoaggregation as a specific response to detergent stress in Pseudomonas aeruginosa [Text] / J. Klebensberger, A. Birkenmaier, R. Geffers, S. Kjelleberg, B. Philipp // Environmental microbiology. - 2009. - V.11.

- №12. - P.3073-3086.

170) Kokai-Kun, J.F. (2009). Lysostaphin eradicates established Staphylococcus aureus biofilms in jugular vein catheterized mice [Text] / J.F. Kokai-Kun, T. Chanturiya, J.J. Mond // Journal of Antimicrobial Chemotherapy. - 2009. - V.64. - №1. - P.94-100.

171) Kokare, C.R. Biofilm: importance and applications [Text] / C.R. Kokare, S. Chakraborty, A.N. Khopade, K.R. Mahadik // Indian J Biotechnol. - 2009. - V.8. - P.159e68.

172) Kolpen, M. Increased bactericidal activity of colistin on Pseudomonas aeruginosa biofilms in anaerobic conditions [Text] / M. Kolpen, C.F. Appeldorff, S. Brandt, N. Mousavi,

128

K.N. Kragh, S. Aydogan, H.A. Uppal, T. Bjarnsholt, O. Ciofu, N. Hoiby, P.O. Jensen // Pathog Dis. - 2016. - V.74. - P.ftv086.

173) Konopka, A. What is microbial community ecology? [Review] / A. Konopka // The ISME journal. - 2009. - V.3. - №11. - P. 1223-1230.

174) Korgaonkar, A. Community surveillance enhances Pseudomonas aeruginosa virulence during polymicrobial infection [Text] / A. Korgaonkar, U. Trivedi, K.P. Rumbaugh, M. Whiteley // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. - 2013. -V.110. - P.1059-1064.

175) Kragh, K.N. Role of multicellular aggregates in biofilm formation [Text] / K.N. Kragh, J.B. Hutchison, G. Melaugh, C. Rodesney, A.E. Roberts, Y. Irie, T. Bjarnsholt // mBio. - 2016. -V.7. - P.e00237-16.

176) Król, J.E. (2013). Invasion of E. coli biofilms by antibiotic resistance plasmids [Text] / J.E. Król, A.J. Wojtowicz, L.M. Rogers, H. Heuer, K. Smalla, S.M. Krone, E.M. Top // Plasmid.

- 2013. - V.70. - №1. - P. 110-119.

177) Kuboniwa, M. Streptococcus gordonii utilizes several distinct gene functions to recruit Porphyromonas gingivalis into a mixed community [Text] / M. Kuboniwa, G.D. Tribble, C.E. James //Mol. Microbiol. - 2006. - V.60. - P.121-139.

178) Kuehl, R. Furanone at Subinhibitory Concentrations Enhances Staphylococcal Biofilm Formation by luxS Repression [Text] / R. Kuehl, S. Al-Bataineh, O. Gordon, R. Luginbuehl, M. Otto, M. Textor, R. Landmann // Antimicrobial Agents and Chemotherapy. - 2009. - V.53. -P.4159-4166.

179) Lamppa, J.W. Alginate lyase exhibits catalysis-independent biofilm dispersion and antibiotic synergy [Text] / J.W. Lamppa, K.E. Griswold // Antimicrob. Agents Chemother. - 2013.

- V.57. - P.137-145.

180) Leclercq, R. EUCAST expert rules in antimicrobial susceptibility testing [Text] / R. Leclercq, R. Cantón, D.F. Brown, C.G. Giske, P. Heisig, A.P. MacGowan, C.J. Soussy // Clinical Microbiology and Infection. - 2013. - V.19. - №2. - P.141-160.

181) Lee, V.T. A cyclic-di-GMP receptor required for bacterial exopolysaccharide production [Text] / V.T. Lee, J.M. Matewish, J.L. Kessler, M. Hyodo, Y. Hayakawa, S. Lory // Molecular Microbiology. - 2007. - V.65. - №6. - P. 1474-1484.

182) Leid, J.G. The exopolysaccharide alginate protects Pseudomonas aeruginosa biofilm bacteria from IFN gamma-mediated macrophage killing [Text] / J.G. Leid // J. Immunol. - 2005.

- V.175. - P.7512-7518.

183) Lewis, K. Riddle of biofilm resistance [Text] / K. Lewis // Antimicrob. Agents Chemother.

- 2001. - V.45. - P.999-1007.

184) Li, L. The importance of the viable-butnonculturable state in human bacterial pathogens [Text] / L. Li, N. Mendis, H. Trigui, J.D. Oliver, S.P. Faucher // Front. Microbiol. - 2014. - V.5. - P.258.

185) Li, L.N. Targeted Antimicrobial Therapy Against Streptococcus mutans Establishes Protective Non-cariogenic Oral Biofilms and Reduces Subsequent Infection [Text] / L.N. Li, L.H. Guo, R. Lux, R. Eckert, D. Yarbrough, J. He, W.Y. Shi, // International journal of oral science. -2010. - V.2. - №2. - P. 66.

186) Li, Y.H. Novel two-component regulatory system involed in biofilm formation and acid resistance in Streptococcus mutans [Text] / Y.H. Li, P.C.Y. Lau, N. Tang, G. Svensater, R.P. Ellen, D.G. Cvitkovitch // J. Bacteriol. - 2002. - V.184. - P.6333-6342.

187) Lock, M.A. River epilithon: toward a structural-functional model [Text] / M.A. Lock, R.R. Wallace, J.W. Costerton, R.M. Ventullo, S.E. Charlton // Oikos. - 1984. - V.42. - P.10-22.

188) Lonn-Stensrud, J. Furanones, potential agents for preventing Staphylococcus epidermidis biofilm infections? [Text] / J. Lonn-Stensrud, M.A. Landin, T. Benneche, F.C. Petersen, A.A. Scheie // Journal of Antimicrobial Chemotherapy. - 2009. - V.63. - P.309-316.

189) Lopes, S.P. Antibiotic resistance of mixed biofilms in cystic fibrosis: impact of emerging microorganisms on treatment of infection [Text] / S.P. Lopes, H. Ceri, N.F. Azevedo, M.O. Pereira // Int. J. Antimicrob. Agents. - 2012. - V.40. - P.260-263.

190) López, D. Cannibalism enhances biofilm development in Bacillus subtilis [Text] / D. López, H. Vlamakis, R. Kolter // Mol. Microbiol. - 2009. - V.74. - V.609-618.

191) Low, C.S. Regulation of external polymer production in benthic microbial communities. Microbial Mats: physiological ecology of benthic microbial communities [Text] / C.S. Low, D.C. White // American Society for Microbiology. - 1989. - P.228-238.

192) Ma, L. Synthesis of multiple Pseudomonas aeruginosa biofilm matrix exopolysaccharides is posttranscriptionally regulated [Text] / L. Ma, J. Wang, S. Wang // Environmental Microbiology. - 2012. - V. 14. - №8. - P.1995-2005.

193) Ma, L. Assembly and development of the Pseudomonas aeruginosa biofilmmatrix [Text] / L. Ma, M. Conover, H. Lu, M R. Parsek, K. Bayles, D.J. Wozniak // PLoSPathogens. - 2009. -V.5. - №3. - P.e1000354.

194) Ma, L. Effects of 14-alpha-lipoyl and rographolide on quorum sensing in Pseudomonas aeruginosa [Text] / L. Ma, X. Liu, H. Liang, Z. Che, C. Chen, H. Dai, K. Yu, M. Liu, L. Ma, C.H. Yang, F. Song, Y. Wang, L. Zhang // Antimicrob Agents Chemother. - 2012. - V.56. - P.6088-6094.

195) Madsen, J.S. The interconnection between biofilm formation and horizontal gene transfer [Text] / J.S. Madsen, M. Burm0lle, H.L. Hansen, S.J. S0rensen // FEMSImmunol. Med. Microbiol.

- 2012. - V.65. - P.183-195.

196) Mah, T.-F. Biofilm-specific antibiotic resistance [Text] / T.-F. Mah // Future Microbiol. -2012. - V.7. - P.1061-1072.

197) Mah, T.F. Mechanisms of biofilm resistance to antimicrobial agents [Text] / T.F. Mah, G.A. O'Toole // Trends in Microbiology. - 2001. - V.9. - P.34-39.

198) Manefield, M. Evidence that halogenated furanones from Deliseapulchra inhibit acylated homoserine lactone (AHL)- mediated gene expression by displacing the AHL signal from its receptor protein [Text] / M. Manefield, R. de Nys, N. Kumar, R. Read, M. Givskov, P. Steinberg //Microbiology. - 1999. - V. 145. - P.283-291.

199) Mann, E.E. Pseudomonas biofilm matrix composition and niche biology [Text] / E.E. Mann, D.J. Wozniak // FEMS Microbiology Reviews. - 2012. - V.36. - №4. - P.893-916.

200) Marano, R. J. Secreted biofilm factors adversely affect cellular wound healing responses in vitro [Text] / R.J.Marano, H.J. Wallace, D. Wijeratne, M.W. Fear, H.S.Wong, R. O'Handley // Sci. rep. - 2015. - V.5. - P. 13296.

201) Martinez-Gutierrez, F. Anti-biofilm activity of silver nanoparticles against different microorganisms [Text] / F. Martinez-Gutierrez, L. Boegli, A. Agostinho, E.M. Sánchez, H. Bach, F. Ruiz, G. James // Biofouling. - 2013. - V.29. - №6. - P.651-660.

202) Mataraci, E. In vitro activities of antibiotics and antimicrobial cationic peptides alone and in combination against methicillin resistance Staphylococcus aureus biofilms [Text] / E. Mataraci, S. Dosler // Antimicrobial agents and chemotherapy. - 2012. - P.AAC-01180.

203) Mattick, J.S. Type IV pili and twitching motility [Review] / J.S. Mattick // Annual Review of Microbiology. - 2002. - V.56. - P.289-314.

204) Matz, C. Off the hook-how bacteria survive protozoan grazing [Text] / C. Matz, S. Kjelleberg // Trends Microbiol. - 2005. - V.13. - P.302-307.

205) Mazmanian, S.K. Sortase-catalysed anchoring of surface proteins to the cell wall of Staphylococcus aureus [Text] / S.K. Mazmanian, H. Ton-That, O. Schneewind //Mol. Microbiol.

- 2001. - V.40. - P.1049-1057.

206) Mazmanian, S.K. Staphylococcus aureus sortase mutants defective in the display of surface proteins and in the pathogenesis of animal infections [Text] / S.K. Mazmanian, G. Liu, E.R. Jensen, E. Lenoy, O. Schneewind // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. - 2000. - V.97. - P.5510-5515.

207) McCarthy, H. Methicillin resistance and the biofilm phenotype in Staphylococcus aureus [Review] / H. McCarthy, J.K. Rudkin, N.S. Black, L. Gallagher, E. O'Neill, J.P. O'Gara // Frontiers in cellular and infection microbiology. - 2015. - V.5. - P.1-9.

208) McConoughey, S.J. Biofilms in periprosthetic orthopedic infections [Text] / S.J. McConoughey, R. Howlin, J.F. Granger, M.M. Manring, J.H. Calhoun, M. Shirtliff // Fut Microbiol. - 2014. - V.9. - P.987-1007.

209) McNab, R. LuxS-based signaling in Streptococcus gordonii: autoinducer 2 controls carbohydrate metabolism and biofilm formation with Porphyromonas gingivalis [Text] / R. McNab, S.K. Ford, A. El-Sabaeny, B. Barbieri, G.S. Cook, R.J. Lamont // J. Bacteriol. - 2003. -V.185. - P.274-284.

210) Melo, M. N. Antimicrobial peptides: linking partition, activity and high membrane-bound concentrations [Text] / M.N. Melo, R. Ferre, M.A. Castanho // Nature Reviews Microbiology. -2009. - V.7. - №3. - P.245.

211) Merighi, M. The second messenger bis-(3'-5 ')-cyclic-GMP and its PilZ domaincontaining receptorAlg44 are required for alginate biosynthesis in Pseudomonas aeruginosa [Text] / M. Merighi, V.T. Lee, M. Hyodo, Y. Hayakawa, S. Lory // Molecular Microbiology. - 2007. - V.65.

- №4. - P.876-895.

212) Métevier, R. Interaction of erythromycin ethylsuccinate and acetaminophen with protein fraction of extracellular polymeric substances (EPS) from various bacterial aggregates [Text] / R. Métevier, I. Bourven, J. Labanowski, G. Guibaud // Environ. Sci. Pollut. Res. Int. - 2013. - V.20.

- P.7275-7285.

213) Monds, R.D. The developmental model of microbial biofilms: ten years of a paradigm up for review [Review] / R.D. Monds, G.A. O'Toole // Trends Microbiol. - 2009. - V.17. - P.73-87.

214) Monzón, M. Biofilm testing of Staphylococcus epidermidis clinical isolates: low performance of vancomycin in relation to other antibiotics [Text] / M. Monzón, C. Oteiza, J. Leiva, M. Lamata, B. Amorena // Diagn. Microbiol. Infect. Dis. - 2002. - V.44. - P.319-324.

215) Moormeier, D.E. Staphylococcus aureus biofilm: a complex developmental organism [Review] / D.E. Moormeier, K.W. Bayles // Molecular microbiology. - 2017. - V.104. - №3. -P.365-376.

216) Morgan-Sastume, F. Characterization of the loosely attached fraction of activated sludge bacteria [Text] / F. Morgan-Sastume, P. Larsen, J.L. Nielsen, P.H. Nielsen, // Water Res. - 2008.

- V.42. - P. 843-854.

217) Mortelmans, K. The Ames Salmonella/microsome mutagenicity assay [Text] / K. Mortelmans, E. Zeiger // Mutation Research Fundamental and Molecular Mechanisms of Mutagenesis. - 2000. - V.455. - №1. - P.29-60.

132

218) Mulcahy, H. Pseudomonas aeruginosa produces an extracellular deoxyribonuclease that is required for utilization of DNA as a nutrient source [Text] / H. Mulcahy, L. Charron-Mazenod, S. Lewenza // Environmental Microbiology. - 2010. - V.12. - №6. - P.1621-1629.

219) Mulcahy, H. Pseudomonas aeruginosa produces an extracellular deoxyribonuclease that is required for utilization of DNA as a nutrient source [Text] / H. Mulcahy, L. Charron-Mazenod, S. Lewenza // Environ. Microbiol. - 2010. - V.12. - P.1621-1629.

220) Nazzaro, F. Effect of essential oils on pathogenic bacteria [Text] / F. Nazzaro, F. Fratianni, L. De Martino, R. Coppola, V. De Feo // Pharmaceuticals. - 2013. - V.6. - №12. - P.1451-1474.

221) Nealson, K.H. Autoinduction of bacterial luciferase [Text] / K.H. Nealson // Arch. Microbiol. - 1977. - V.112. - P.73-79.

222) Nedelcu, A.M. On the paradigm of altruistic suicide in the unicellular world [Text] / A.M. Nedelcu, W.W. Driscoll, P.M. Durand, M.D. Herron, A. Rashidi // Evolution Int J Org Evolution. - 2011. - V.65. P.3-20.

223) Neu, T.R. Advanced techniques for in situ analysis of the biofilm matrix (structure, composition, dynamics) by means of laser scanning microscopy [Text] / T.R. Neu, J.R. Lawrence, // Methods Mol. Biol. - 2015. - V.1147. - P.43-64.

224) Nielsen, K.M. Natural transformation of Acinetobacter sp. strain BD413 with cell lysates of Acinetobacter sp., Pseudomonas fluorescens, and Burkholderia cepacia in soil microcosms [Text] / K.M. Nielsen, K. Smalla, J.D. van Elsas // Appl. Environ. Microbiol. - 2000. - V.66. -P.206-212.

225) Nijland, R. Dispersal of Biofilms by Secreted, Matrix Degrading, Bacterial DNase [Review] / R. Nijland, M.J. Hall, J.G. Burgess // Plos One. - 2010. - V.5. - №12. - P.e15668.

226) Nobandegani, N.M. Antimicrobial susceptibility of microorganisms isolated from sputum culture of patients with cystic fibrosis: Methicillin-resistant Staphylococcus aureus as a serious concern [Text] / N.M. Nobandegani, S. Mahmoudi, B. Pourakbari, R.H. Sadeghi, M.N. Sani, F. Farahmand, S. Mamishi // Microbial pathogenesis. - 2016. - V.100. - P.201-204.

227) O'Gara, J.P. ica and beyond: biofilm mechanisms and regulation in Staphylococcus epidermidis and Staphylococcus aureus [Text] / J.P. O'Gara // FEMS Microbiol. Lett. - 2007. -V.270. - P.179-188.

228) O'Loughlin, C.T. A quorum-sensing inhibitor blocks Pseudomonas aeruginosa virulence and biofilm formation [Text] / C.T. O'Loughlin, L.C. Miller, A. Siryaporn, K. Drescher, M.F. Semmelhack, B.L. Bassler // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2013. -P.201316981.

229) O'Neill, E. Association between methicillin susceptibility and biofilm regulation in Staphylococcus aureus isolates from device-related infections [Text] / E. O'Neill, C. Pozzi, P.

133

Houston, D. Smyth, H. Humphreys, D A. Robinson // J. Clin. Microbiol. - 2007. - V.45. P.1379-1388.

230) O'Toole, G. Biofilm formation as microbial development [Text] / G. O'Toole, H.B. Kaplan, R. Kolter // Annl. Rev. Microbiol. - 2000. - V.54. - P.4979.

231) Ogawa, A. Inhibition of Streptococcus mutans biofilm formation by Streptococcus salivarius FruA [Text] / A. Ogawa, S.Furukawa, S. Fujita, J. Mitobe, T. Kawarai, N. Narisawa, T. Sekizuka, M. Kuroda, K. Ochiai, H. Ogihara, S. Kosono, S. Yoneda, H. Watanabe, Yasushi Morinaga, H. Uematsu, H. Senpuku //Applied and environmental microbiology. - 2011. - T.77. -№.5. - C.1572-1580.

232) Olsen, I. Biofilm-specific antibiotic tolerance and resistance [Review] / I. Olsen // Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. - 2015. - V.34. - P.877-886.

233) Omar, A. Microbial biofilms and chronic wounds [Text] / A. Omar, J. Wright, G. Schultz, R. Burrell, P. Nadworny // Microorganisms. - 2017. - V.5. - №1. - P. 5010009.

234) O'Toole, G.A. Microtiter Dish Biofilm Formation Assay [Text] / G.A. O'Toole // Jove-Journal of Visualized Experiments. - 2011. - V.47. - P. e2437

235) Oubekka, S.D. Correlative time-resolved fluorescence microscopy to assess antibiotic diffusionreaction in biofilms [Text] / S.D. Oubekka, R. Briandet, M.-P. Fontaine-Aupart, K. Steenkeste // Antimicrob. Agents Chemother. - 2012. - V.56. - P.3349-3358.

236) Parkins, M.D. Pseudomonas aeruginosa GacA, a factor in multihost virulence, is also essential for biofilm formation [Text] / M.D. Parkins, H. Ceri, D.G. Storey // Molecular Microbiology. - 2001. - V.40. - №5. - P.1215-1226.

237) Parsek, M.R. Sociomicrobiology: the connections between quorum sensing and biofilms [Text] / M.R. Parsek, E.P. Greenberg // Trends in Microbiology. - 2005. - V.13. - №1. - P.27-33.

238) Pastar, I. Interactions of methicillin resistant Staphylococcus aureus USA300 and Pseudomonas aeruginosa in polymicrobial wound infection [Text] / I. Pastar, A.G. Nusbaum, J. Gil, S B. Patel, J. Chen, J. Valdes, S C. Davis // PloSone. - 2013. -V.8. - №2. - P.e56846.

239) Periasamy, S. Aggregatibacter actinomycetemcomitans builds mutualistic biofilm communities with Fusobacterium nucleatum and Veillonella species in saliva [Text] / S. Periasamy, P.E. Kolenbrander // Infect Immun. - 2009. - V.77(9). - P.3542-3551.

240) Persat, A. The mechanical world of bacteria [Review] / A. Persat, C.D. Nadell, M.K. Kim, F. Ingremeau, A. Siryaporn, K. Drescher, H.A. Stone // Cell. - 2005. - V.161. - №5. - P.988-997.

241) Pinchuk, G.E. Utilization of DNA as a sole source of phosphorus, carbon, and energy by Shewanella spp.: ecological and physiological implications for dissimilatory metal reduction [Text] / G.E. Pinchuk, C. Ammons, D.E. Culley, S.M.W. Li, J.S. McLean, MF. Romine, A.S. Beliaev // Applied and environmental microbiology. - 2008. - V.74. - №4. - P. 1198-1208.

134

242) Pozzi, C. Methicillin resistance alters the biofilm phenotype and attenuates virulence in Staphylococcus aureus device-associated infections [Text] / C. Pozzi, E.M. Waters, J.K. Rudkin, C.R. Schaeffer, A.J. Lohan, P. Tong // PLoSPathog. - 2012. - V.8. - P.e1002626.

243) Ramage, G. Inhibition of Candida albicans biofilm formation by farnesol, a quorum-sensing molecule [Text] / G. Ramage, S.P. Saville, B.L. Wickes, J.L. Lopez-Ribot // Appl. Environ Microbiol. - 2002. - V.68. - P.5459-5463.

244) Ramasamy, P. Effects of shear stress on the secretion of extracellular polymeric substances in biofilms [Text] / P. Ramasamy, Zhang, X. // Water Science and Technology. - 2005. - V.52. - №7. - P.217-223.

245) Redfield, R. Is quorum sensing a side effect of diffusion sensing? [Text] / R. Redfield // Trends Microbiol. - 2002. - V.10. - P.365-370.

246) Ren, D. Differential Gene Expression To Investigate the Effect of (5Z)-4-Bromo-5-(Bromomethylene)-3-Butyl-2(5H)-Furanone on Bacillus subtilis [Text] / D. Ren, L. A. Bedzyk, P. Setlow, D. F. England, S. Kjelleberg, S. M. Thomas, R.W. Ye, T.K. Wood // Applied and environmental microbiology. - 2004. - V.70(8). - P.4941-4949.

247) Ren, D. Inhibition of biofilm formation and swarming of Escherichia coli by (5Z)-4-bromo-5-(bromomethylene)-3-butyl-2(5H)-furanone [Text] / D. Ren, J. J. Sims, T. K. Wood // Environ. Microbiol. - 2001. - V.3. - P. 731-736.

248) Rendueles, O. Multi-species biofilms: how to avoid unfriendly neighbors [Text] / O. Rendueles, J.M. Ghigo // FemsMicrobiology Reviews. - 2012. - V.36. - P.972-989.

249) Ribeiro, M. Infection of orthopedic implants with emphasis on bacterial adhesion process and techniques used in studying bacterial-material interactions [Text] / M. Ribeiro, F.J. Monteiro, M P. Ferraz // Biomatter. - 2012. - V.2. - P. 176-194.

250) Rickard, A.H. Autoinducer 2: a concentration-dependent signal for mutualistic bacterial biofilm growth [Text] / A.H. Rickard, R.J. Jr Palmer, D.S. Blehert // Mol. Microbiol. - 2006. -V.60. - P.1446-1456.

251) Rickard, A.H. Autoinducer-2 is produced in saliva-fed flow conditions relevant to natural oral biofilms [Text] / A.H. Rickard, S.R. Campagna, P.E. Kolenbrander // J. Appl. Microbiol. -2008. - V.105. - P.2096-2103.

252) Riedel, K. N-acylhomoserine-lactone-mediated communication between Pseudomonas aeruginosa and Burkholderia cepacia in mixed biofilms [Text] / K. Riedel, M. Hentzer, O. Geisenberger // Microbiology. - 2001. - V.147. - P.3249-3262.

253) Rader, H.L. Studying bacterial multispecies biofilms: where to start? [Text] / H.L. R0der, S0rensen, S.J., Burm0lle, M. // Trends in microbiology. - 2016. - V.24. - №6. - P.503-513.

254) Rodrigue, A. Two-component systems in Pseudomonas aeruginosa: why so many? [Text] / A. Rodrigue, Y. Quentin, A. Lazdunski, V. M'ejean, and M. Foglino // Trends in Microbiology.

- 2000. - V.8. - №11. - P.498-504.

255) Rohde, H. Induction of Staphylococcus epidermidis biofilm formation via proteolytic processing of the accumulation-associated protein by staphylococcal and host proteases [Text] / H. Rohde, C. Burdelski, K. Bartscht, M. Hussain, F. Buck, M.A. Horstkotte // Mol. Microbiol. -2005. - V.55. - P.1883-1895.

256) Rohde, H. Mack Correlation of biofilm expression types of Staphylococcus epidermidis with polysaccharide intercellular adhesin synthesis: evidence for involvement of icaADBC genotype-independent factors [Text] / H. Rohde, J.K. Knobloch, M.A. Horstkotte, D. // Med Microbiol Immunol (Berl). - 2001. - V.190. - P.105-112.

257) Rosato, A. Antibacterial effect of some essential oils administered alone or in combination with Norfloxacin [Text] / A. Rosato, C. Vitali, N. De Laurentis, D. Armenise, M.A. Milillo // Phytomedicine. - 2007. - V.14. - №11. - P.727-732.

258) Rossi, L. M. Research advances in the development of peptide antibiotics [Text] / L.M. Rossi, P. Rangasamy, J. Zhang, X. Q. Qiu, G.Y. Wu // Journal of pharmaceutical sciences. - 2008.

- V.97. - №3. - P. 1060-1070.

259) Ruer, S. Assembly of fimbrial structures in Pseudomonas aeruginosa: functionality and specificity of chaperone-usher machineries [Text] / S. Ruer, S. Stender, A. Filloux, S. De Bentzmann // Journal of Bacteriology. - 2007. - V.189. - №9. - P.3547-3555.

260) Ryan, R.P. Interspecies signalling via the Stenotrophomonas maltophilia diffusible signal factor influences biofilm formation and polymyxin tolerance in Pseudomonas aeruginosa [Text] / R.P. Ryan, Y. Fouhy, B.F. Garcia //Mol. Microbiol. - 2008. - V.68. - P.75-86.

261) Ryder, C. Role of polysaccharides in Pseudomonas aeruginosa biofilm development [Text] / C. Ryder, M. Byrd, D.J. Wozniak // Current Opinion in Microbiology. - 2007. - V.10. -P.644-648.

262) Ryder, C. Role of polysaccharides in Pseudomonas aeruginosa biofilm development [Text] / C. Ryder, M. Byrd, D. J. Wozniak // Current Opinion in Microbiology. - 2007. - V.10. -№6. - P.644-648.

263) Saising, J. Activity of gallidermin on Staphylococcus aureus and Staphylococcus epidermidis biofilms [Text] / J. Saising, L. Dube, A.K. Ziebandt, S.P. Voravuthikunchai, M. Nega, F. Götz // Antimicrob Agents Chemother. - 2012. - V.56. - №11. - P.5804-5810.

264) Sakuragi, Y. Quorum-sensing regulation of the biofilm matrix genes (pel) of Pseudomonas aeruginosa [Text] / Y. Sakuragi, R. Kolter // Journal of Bacteriology. - 2007. -V.189. - №14. - P.5383-5386.

265) Sanchez-Vizuete, P. Pathogens protection against the action of disinfectants in multispecies biofilms [Text] / P. Sanchez-Vizuete, B. Orgaz, S. Aymerich, D. Le Coq, R. Briandet // Front Microbiol. - 2015. - V.6. - P.705.

266) Sapozhnikov, S.V. New quaternary ammonium pyridoxine derivatives: synthesis and antibacterial activity [Text] / S.V. Sapozhnikov, N.V. Shtyrlin, A.R. Kayumov, A.E. Zamaldinova,

A.G. Iksanova, E.V. Nikitina, E S. Krylova, D.Y. Grishaev, K.V. Balakin, Y.G. Shtyrlin // Medicinal Chemistry Research. - 2017. - V.26. - P.3188-3202.

267) Savage, V.J. Staphylococcus aureus biofilms promote horizontal transfer of antibiotic resistance [Text] / V.J. Savage, I. Chopra, A.J. O'Neill // Antimicrob. Agents Chemother. - 2013.

- V.57. - P.1968-1970.

268) Sbordone, L. Oral microbial biofilms and plaque-related diseases: microbial communities and their role in the shift from oral health to disease [Text] / L. Sbordone, C. Bortolaia // Clin. Oral. Investig. - 2003. - V.7. - P.181-188.

269) Schmitt, J. Changes of biofilm properties in response to sorbed substances — an FTIR-ATR-study [Text] / J. Schmitt, D. Nivens, D C. White, H.-C. Flemming // Water Sci. Technol. -1995. - V.32. - P.149-155.

270) Serra, D.O. Cellulose as an architectural element in spatially structured Escherichia coli biofilms [Text] / D.O. Serra, A.M. Richter, G. Klauck, F.Mika, R. Hengge // J. Bacteriol. - 2013.

- V.195. - P.5540-5554.

271) Seviour, T. Functional amyloids keep quorum sensing molecules in check [Text] / T. Seviour, S.H. Hansen, L. Yang, Y.H. Yau, V.B. Wang, M R. Stenvang, D.E. Otzen, // J. Biol. Chem. - 2015. - V.290. - P.6457-6469.

272) Shirtliff, M. The Role of Biofilms in Device-Related Infections [Review] / M. Shirtliff, J. Leid // Springer. - 2009.

273) Shrout, J.D. The impact of quorum sensing and swarming motility on Pseudomonas aeruginosa biofilm formation is nutritionally conditional [Text] / J.D. Shrout, D.L. Chopp, C.L. Just, M. Hentzer, M. Givskov, M.R. Parsek // Molecular Microbiology. - 2006. - V.62. - №5. -P.1264-1277.

274) Shukla, S.K. Dispersal of Bap-mediated Staphylococcus aureus biofilm by proteinase K [Text] / S.K. Shukla, T.S. Rao // The Journal of antibiotics. - 2013. - V.66. - №2. - P.55.

275) Singer, S.W. Posttranslational modification and sequence variation of redox-active proteins correlate with biofilm life cycle in natural microbial communities [Text] / S.W. Singer,

B.K. Erickson, N.C. VerBerkmoes, M. Hwang, M B. Shah, R.L. Hettich, M P. Thelen // ISME J.

- 2010. - V.4. - P.1348-1409.

276) Singh, P.K. A component of innate immunity prevents bacterial biofilm development [Text] / P.K. Singh, MR. Parsek, E.P. Greenberg, M.J. Welsh // Nature. - 2002. - V.417. -№6888. - P. 552.

277) Singh, R. Role of persisters and small-colony variants in antibiotic resistance of planktonic and biofilm-associated Staphylococcus aureus: an in vitro study [Text] / R. Singh, P. Ray, A. Das, M. Sharma // J. Med. Microbiol. - 2009. - V. 58. - P.1067-1073.

278) Singh, V. Enzymatic degradation of bacterial biofilms using Aspergillus clavatus MTCC 1323 [Text] / V. Singh, N. Verma, , B. Banerjee, K. Vibha, S. Haque, C.K.M. Tripathi // Microbiology. - 2015. - V.84. - №1. - P.59-64.

279) Smucker, R.A. Microbial Enzymes in Aquatic Environments (ed R.J. Chróst) [Text] / R.A. Smucker, C.K. Kim // Springer-Verlag. - 1991. - P.249-269.

280) Smyth, A.R. Garlic as an inhibitor of Pseudomonas aeruginosa quorum sensing in cystic fibrosis--a pilot randomized controlled trial [Text] / A.R. Smyth, P.M. Cifelli, C.A. Ortori, K. Righetti, S. Lewis, P. Erskine, E.D. Holland, M. Givskov, P. Williams, M. Cámara, D.A. Barrett,

A. Knox // Pediatr. Pulmonol. - 2010. - V.45. - P.356-362.

281) Speziale, P. Protein-based biofilm matrices in Staphylococci [Text] / P. Speziale, G. Pietrocola, T.J. Foster, J.A. Geoghegan // Front Cell Infect Microbiol. - 2014. - V.4. - P.171.

282) Steinberg, N. The matrix reloaded: Probing the extracellular matrix synchronizes bacterial communities [Text] / N. Steinberg, I. Kolodkin-Gal // J. Bacteriol. - 2015. - V.197. - P.2092-2103.

283) Sutherland, I.W. The biofilm matrix—an immobilized but dynamic microbial environment [Text] / I.W. Sutherland // Trends in Microbiology. -2001. - V.9. - №5. - P.222-227.

284) Swartjes, J.J.T.M. A functional DNase i coating to prevent adhesion of bacteria and the formation of biofilm [Text] / J.J.T.M. Swartjes, T. Das, S. Sharifi, G. Subbiahdoss, P.K. Sharma,

B.P. Krom, H.J. Busscher, H.C. van der Mei // Advanced Functional Materials. - 2013. - V.23. -№22. - P.2843-2849.

285) Tan, C.H. Community quorum sensing signalling and quenching: microbial granular biofilm assembly [Text] / C.H. Tan, K S. Koh, C. Xie, J. Zhang, X.H. Tan, G.P. Lee, S. Kjelleberg // npjBiofilms andMicrobiomes. - 2015. - V.1. - P. 15006.

286) Tankersley, A. Early effects of Staphylococcus aureus biofilm secreted products on inflammatory responses of human epithelial keratinocytes [Text] / A. Tankersley, M.B. Frank, M. Bebak, R. Brennan // J. Inflamm. (Lond). - 2014. - V. 11. - P.17.

287) Tetz, G.V. Effect of DNase and antibiotics on biofilm characteristics [Text] / G.V. Tetz, N.K. Artemenko, V.V. Tetz // Antimicrobial agents and chemotherapy. - 2009. - V.53. - №3. -P.1204-1209.

288) Thomas, V.C. Suicide and fratricide in bacterial biofilms [Text] / V.C. Thomas, L.E. Hancock // Int JArtif Organs. - 2009. - V.32. - P.537-544.

289) Thuptimdang, P. Effect of silver nanoparticles on Pseudomonas putida biofilms at different stages of maturity [Text] / P. Thuptimdang, T. Limpiyakorn, J. McEvoy, B.M. Prüß, E. Khan // J. Hazard. Mater. - 2015. - V.290. - P.127-133.

290) Tielen, P. Interaction between extracellular lipase LipA and the polysaccharide alginate of Pseudomonas aeruginosa [Text] / P. Tielen, H. Kuhn, F. Rosenau, K.E. Jaeger, H.C. Flemming, J. Wingender // BMC Microbiol. - 2013. - V.159. - P.221-228.

291) Tipton, C.D. Temporal dynamics of relative abundances and bacterial succession in chronic wound communities / C.D. Tipton, M.E. Mathew, R.A. Wolcott, R.D. Wolcott, T. Kingston, C.D. Phillips // Wound Repair Regulation. - 2017. - V.25. - P.673-679.

292) Tiwari, S.K. Improved antimicrobial activities of synthetic-hybrid bacteriocins designed from enterocin E50-52 and pediocin PA-1 [Text] // S. K. Tiwari, K S. Noll, V.L. Cavera, M L. Chikindas // Appl. Environ. Microbiol. - 2015. - V.81. - №5. - P.1661-1667.

293) Toyofuku, M. Identification of proteins associated with the Pseudomonas aeruginosa biofilom extracellular matrix [Text] / M. Toyofuku, B. Roschitzki, K. Riedel, L. Eberl // J. Proteome Res.-2012. - V.11. - P.4906-4915.

294) Van Gestel, J. From cell differentiation to cell collectives: Bacillus subtilis uses division of labor to migrate [Text] / J. Van Gestel, H. Vlamakis, R. Kolter // PLoSBiol. - 2015. - V.13. -P.e1002141.

295) van Meervenne, E. (2014). Biofilm models for the food industry: hot spots for plasmid transfer? [Text] / E. van Meervenne, R. De Weirdt, E. Van Coillie, F. Devlieghere, L. Herman, N. Boon // Pathogens and disease. - 2014. - V.70. - №3. - P.332-338.

296) Vasseur, P. The pel genes of the Pseudomonas aeruginosa PAK strain are involved at early and late stages of biofilm formation [Text] /P. Vasseur, I. Vallet-Gely, C. Soscia, S. Genin, A. Filloux //Microbiology. - 2005. - V.151. - №3. - P.985-997.

297) Voggu, L. Microevolution of cytochrome bd oxidase in staphylococci and its implication in resistance to respiratory toxins released by Pseudomonas [Text] / L. Voggu, S. Schlag, R. Biswas, R. Rosenstein, C. Rausch & F. Götz // JBacteriol. - 2006. - V.188. - P.8079-8086.

298) von Ohle, C. (2010). Real-time microsensor measurement of local metabolic activities in ex vivo dental biofilms exposed to sucrose and treated with chlorhexidine [Text] / C. von Ohle, A. Gieseke, L. Nistico, E.M. Decker, P. Stoodley // Applied and environmental microbiology. - 2010. - V.76. - №7. - P.2326-2334.

299) Vuong, C. Polysaccharide intercellular adhesin (PIA) protects Staphylococcus epidermidis against major components of the human innate immune system [Text] / J.M. Voyich, E.R. Fischer,

139

K.R. Braughton, A.R. Whitney, F.R. DeLeo, M. Otto // Cell Microbiol. - 2004. - V.6. - P.269-275.

300) Wang, B.-Y. Proteases of an early colonizer can hinder Streptococcus mutans colonization in vitro [Text] / B.-Y. Wang, A. Deutch, J. Hong, H.K. Kuramitsu // J. Dent. Res. - 2011. - V.90.

- P.501- 505.

301) Wang, G. Apd3: The antimicrobial peptide database as a tool for research and education [Text] / G. Wang, X. Li, Z. Wang // Nucleic Acids Res. - 2016. - V.44. - P.D1087-D1093

302) Warnke, P.H. Antibacterial essential oils in malodorous cancer patients: clinical observations in 30 patients [Text] / P.H. Warnke, E. Sherry, P.A. Russo, Y. Acil, J. Wiltfang, S. Sivananthan, I.N. Springer // Phytomedicine. - 2006. - V.13. - №7. - P.463-467.

303) Whitchurch, C.B. Extracellular DNA required for bacterial biofilm formation [Text] / C.B. Whitchurch, T. Tolker-Nielsen, P.C. Ragas, J.S. Mattick // Science. - 2002. - V.295. -№5559. - P.1487.

304) Whitchurch, C.B. Extracellular DNA required for bacterial biofilm formation [Text] / C.B. Whitchurch, T. Tolker-Nielsen, P.C. Ragas, J.S. Mattick // Science. - 2002. - V.295. -№5559. - P.1487-1487.

305) White, A.R. The British Society for Antimicrobial Chemotherapy Resistance Surveillance Project: a successful collaborative model [Text] / A.R. White; BSAC Working Parties on Resistance Surveillance // J. Antimicrob. Chemother. - 2008. - V.62, Suppl. 2 - ii3—ii 14.

306) Whitfield, G.B. Enzymatic modifications of exopolysaccharides enhance bacterial persistence [Text] / G.B. Whitfield, L S. Marmont, P L. Howell // Front. Microbiol. - 2015. - V.6.

- P.471.

307) Wilking, J.N. Liquid transport facilitated by channels in Bacillus subtilis biofilms [Text] / J.N. Wilking, V. Zaburdaev, M. De Volder, R. Losick, M.P. Brenner, D.A. Weitz // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2013. - V.110. - №3. - P.848-852.

308) Wilton, M. Extracellular DNA Acidifies Biofilms and Induces Aminoglycoside Resistance in Pseudomonas aeruginosa [Text] / G. Wang, L. Charron-Mazenod, R. Moore, S. Lewenza // Antimicrobial Agents and Chemotherapy. - 2016. - V.60. - №1. - P.544-553.

309) Wimley, W.C. Antimicrobial peptides: successes, challenges and unanswered questions [Text] / W.C. Wimley, K. Hristova // The Journal of membrane biology. - 2011. - V.239. - P.27-34.

310) Writer, J.H. Biodegradation and attenuation of steroidal hormones and alkylphenols by stream biofilms and sediments [Text] / J.H. Writer, L.B. Barber, J.N. Ryan, P.M. Bradley // Environ. Sci. Technol. - 2011. - V.45. - P.4370-4376.

311) Wu, H. Pseudomonas aeruginosa mutations in lasI and rhlI quorum sensing systems result in milder chronic lung infection [Text] / H. Wu, Z. Song, M. Givskov, G. Doring, D. Worlitzsch, K. Mathee, J. Rygaard, N. H0iby //Microbiology. - 2001. - V.147. - P.1105-1113.

312) Wu, J.A. Lysostaphin disrupts Staphylococcus aureus and Staphylococcus epidermidis biofilms on artificial surfaces [Text] / J.A. Wu, C. Kusuma, J.J. Mond, J.F. Kokai-Kun // Antimicrobial agents and chemotherapy. - 2003. - V.47. - №11. - P.3407-3414.

313) Xu, W. Design of embedded-hybrid antimicrobial peptides with enhanced cell selectivity and anti-biofilm activity [Text] / W. Xu, X. Zhu, T. Tan, W. Li, A. Shan, // PLoS One. - 2014. -V.9. - №6. - P. e98935.

314) Yang, L. Effects of iron on DNA release and biofilm development by Pseudomonas aeruginosa [Text] / L. Yang, K.B. Barken, M.E. Skindersoe, A.B. Christensen, M. Givskov, T. Tolker-Nielsen // Microbiology. - 2007. - V.153. - №5. - P.1318-1328.

315) Yap, P.S.X. Essential oils, a new horizon in combating bacterial antibiotic resistance [Text] / P.S.X. Yap, B.C. Yiap, H.C. Ping, S.H.E. Lim // The open microbiology journal. - 2014. - V.8. - P.6.

316) Yujie, L. The Effect of Brominated Furanones on The Formation of Staphylococcus aureus Biofilm on PVC [Text] / L. Yujie, X. Geng, Y.C. Huang, Y. Li, K.Y. Yang, L.H. Ye, X.B. Chen, G.Q. Zhao, C. Yin // Cell Biochemistry and Biophysics. - 2013. - V.67. - P.1501-1505.

317) Zhang, W. Extracellular matrix-associated proteins form an integral and dynamic system during Pseudomonas aeruginosa biofilm development [Text] / W. Zhang, J. Sun, W. Ding, J. Lin, R. Tian, L. Lu, P.Y. Qian // Front. Cell. Infect. Microbiol. - 2015. - V.5. - P.40.

318) Zrelli, K. Bacterial biofilm mechanical properties persist upon antibiotic treatment and survive cell death [Text] / K. Zrelli, O. Galy, P. Latour-Lambert, L. Kirwan, J.M. Ghigo, C. Beloin, N. Henry, // New Journal of Physics. - 2013. - V.15. - №12. - P. 125026.

Приложение 1 Скрининг производных 2(5Н)-фуранона

Для проведения скрининга клетки бактерий инкубировали в БМ-бульоне без качания в 96-луночных планшетах в присутствии фуранонов. Концентрация всех исследуемых соединений составляла 10 мкг/мл. После 48 часов инкубации удаляли культуральную жидкость, после промывки окрашивали раствором генцианового фиолетового, снова промывали и связанный краситель элюировали этиловым спиртом и измеряли оптическую плотность раствора при длине волны 570 нм на планшетном спектрофотометре Tecan Infinite Pro. В контрольные лунки вносили ДМСО. Все эксперименты проводили в 3 независимых повторах. Результаты скрининга представлены в таблицах 1, 2.

Таблица 1 - Рост и образование биопленок клетками S. aureus и S. epidermidis в присутствии фуранонов

Staphylococcus aureus Staphylococcus epidermidis

Соединение Остаточный рост, Биопленки, Остаточный рост, Биопленки,

% от контроля % от контроля % от контроля % от контроля

Контроль 100 100 100 100

Ф1 17±1.5 46±5.3 62±10.4 50±3.5

Ф2 51±6.9 145±14.5 0±2.0 1±1.3

Ф3 42±9.1 157±15.7 0±1.1 4±1.8

Ф4 82±10.4 302±20.6 9±3.2 14±3.1

Ф5 45±5.5 140±13.9 0±1.0 2±0.9

Ф6 29±1.3 36±3.0 0±1.5 1±1.9

Ф7 45±3.6 77±6.5 0±0.6 1±0.4

Ф8 53±13.0 44±5.1 68±5.7 36±5.7

Ф9 71±7.3 253±15.8 35±2.7 22±2.7

Ф10 89±8.9 270±7.4 77±8.2 51±1.5

Ф11 81±6.3 268±21.5 68±5.3 36±3.9

Ф12 3±2.0 40±3.7 2±0.7 14±1.2

Ф13 2±1.5 50±5.1 52±3.4 35±2.2

Ф14 56±5.9 198±16.3 24±2.1 18±1.9

Соединение Staphylococcus aureus Staphylococcus epidermidis