Цитогенетические основы гибридной стерильности грызунов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.08, доктор биологических наук Сафронова, Лариса Дмитриевна

• Сафронова, Лариса Дмитриевна
• доктор биологических наук
• 2004

Оглавление диссертации доктор биологических наук Сафронова, Лариса Дмитриевна

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР.#

1. Межвидовая и внутривидовая гибридная стерильность самцов как одна из форм нарушения фертильности

1.1. Стерильность самцов-гибридов между различными видами отрядов грызунов.

1.1.1. Гибридная стерильность у мышей.

1.1.2. Гибридная стерильность у грызунов других родов.

1.1.3. Вероятные причины стерильности гибридных самцов.25"

1.1.4. Генетический контроль изолирующих механизмов.

1.2. Стерильность, обусловленная ^комплексом домовой мыши. 2.

1.2.1. Молекулярная структура комплекса.зо

1.2.2. Проблемы эволюции структур икомплекса.

1.2.3. Взаимосвязь эффекта Т1Ю и стерильности.

1.2.4. Обнаружение специфических генов стерильности .4/

1.3. Специфические гены гибридной стерильности (Нв^

2. Цитология и генетика сперматогенеза.

2.1. Цитологический механизм гаметогенеза .^

2.2. Генетические механизмы сперматогенеза.

3. Поведение половых хромосом в течение мейоза.

3.1. Мейоз у самки.

3.2. Мейоз у самца.

3.3.1. Последствия Х-хромосомной инактивации для зародышевых клеток.

3.3. . Вероятные функции Л£5С1.

4. Цитогенетические механизмы возникновения мужской стерильности.

4.1.' Роль МБС1 в гаметогенезе самцов и недостаточность репарации двуцепочечных разрывов.

4.2. Ассоциации полового бивалента с аутосомами.

4.3. ЭМ анализ синаптонемных комплексов гибридов.92.

ГЛАВА 11 МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ.^

1. Материал.

1.1. Мыши лабораторные.

1.1.1. Лабораторные мыши - носители t-гаплотипов: t6, tl2, t wl2, t wl8, t w73, twPa-1, tw5 (tx/ty), полученные на основе коллекции.

1.1.2. Гетерозиготы t6/twl8, tl2/twl8, twPa-l/twl8, tw73/twl8, t w5/twPa-1.

1.1.3. Гетерозиготы по Робертсоновской транслокации Rel(8,17)/t, несущие различные t-гапло-типы (tó, tl2, twl2, twl8, tw73, twPa-1, tw5)

1.1.4. Мыши-носители реципрокной транслокации T(16,17)43H).

1.1.5. Мыши, гомозиготные по Робертсоновсой транслокации Re ЕМ)

1.2. Лабораторные грызуны других родов. //

1.2.1. Хомяки рода Phodopus - Ph.sungorus и Ph.camp-belli.

1.2.2. Крысы Rattus norvegicus линии Wistar и беспородные.

1.3. Дикоживущие мыши р.р. Mus и Apodemus различных видов. НЗ

1.3.1. Mus domesticus (Куба, Перу), Mus musculus (Сев.Кавказ), Mus musculus wagneri (Прикаспий), Mus musculus tataricus (Азербайджан), Mus abbotti (Армения), Mus specilegus(Молдова).

1.3.2. Apodemus flavicollis (Киевская область), Apode-mus.agrarius (Восточная Украина).

1.4 Гибриды лабораторных и диких мышей.

1.4.1 Гибриды F1 Mus musculus tataricus х T/t w73.

1.4.2 Гибриды F1 Mus musculus tataricus x M.domesticus (Куба).

1.4.3. Гибриды Flu F2 Mus Vagneri x Mus musculus.

1.5. Гибридные грызуны других родов: полевки, хомяки, крысы.

1.5.1 Полевки -гибридырода Microtus.

1.5.2. Полевки - гибрид возвратного скрещивания [F1 Terrícola majori х T.daghestanicus) х T.daghesta-nicus].

1.5.3. Хомяки (рода Ркос1ори$); гибриды от прямого, реципрокного и возвратного скрещивания видов РК яищогиз и Рк сатрЬеШ.

1.5.4. Крысы ЯаМия гаНш (2п= 42) х ЯаМш АачуресЫь (2п=38).

2. Методы. /

2.1 Генетические методы исследования.

2.1.1. Определение плодовитости самцов 2.1.2 Определение нарушения соотношения передачи потомству гетерозиготных самцов мышей.

2.2. Цитогенетический анализ.

2.2.1. Световая микроскопия (митотические хромосомы, мейотические хромосомы в первой профазе мейоза - диакинезе).

2.2.2 Электронно-микроскопический анализ препаратов распластанных сперматоцитов.

2.3. Молекулярный анализ.

2.3.1. Блот-гибридизация.

2.3.2. Полимеразная цепная реакция (ПЦР).

2.4. Статистический анализ. . . гз/

Глава III РЕЗУЛЬТАТЫ

3.1. Экспериментальные данные на основе стоков мышей, несущих различные 1-гаплотипы (коллекция 1> ком-плексных мышей).

3.1.1 Выявление животных-носителей г-гаплотипов в выборках мышей из природных популяций с помощью генетического анализа.

3.1.2 База данных на основе коллекции комплексных мышей.

3.1.3. Молекулярно-генетический анализ ДНК мышей, несущих ^комплекс, и других грызунов.

3.1.4. . Оценка комплементации по жизнеспособности и плодовитость и самцов мышей, несущих различные игаплотипы - компаунды гх/1у.

3.2. Поведение мейотических хромосом у самцов мышей, несущих Ъ-гаплотипы.

3.2.1. Цитогенетическое исследование поведения мейотических хромосом у компаундов Ыьу.

3.2.2. Свето-микроскопический анализ синаптонем-ных комплексов у гетерозиготных самцов ЯЫА

3.2.3 Поведение мейотических хромосом у мышей, несущих и комплекс, гетерозиготных по транслокациям КЫ и Т(16,17).*

3.2.4. Анализ взаиморасположения Rb-тривалента (ТК), 17- хромосомы, несущей t-гаплотип, uX-Y-бивалентов в связи с плодовитостью и генотипом мышей - гетерозиготных носителей различных гаплотипов и транслокаций Rbl и Т(16,17) 43 Н.

3.2.5. Нарушение соотношения передачи(Т1Ю) t-ком-плекс (потомству структурных гетерозигот, несущих различные t-гаплотипы и Робертсо-новскую транслокацию Rb (8,17) 1 Iem. №

3.3. Генетический анализ плодовитости и ЭМ исследования влияния повышенного радиационного фона в 30-километровой зоне ЧАЭС на самцов мышей, несущих летальные /-гаплотипы.f

3.4. Анализ цитогенетических особенностей, сопровождающих эффект гибридной стерильности у самцов различных видов грызунов.

3.4.1. Световая микроскопия и ЭМ анализ СК спер-матоцитов гибридов, полученных в результате скрещиваний различных видов диких и лабораторных мышей.

3.4.2. Световой и ЭМ анализ СК сперматоцитов гибридных форм полевок рода Microtus.2.

3.4.3. Световой и ЭМ анализ СК сперматоцитов гибридных форм полевок рода Terrícola.2/

3.4.4. ЭМ анализ СК сперматоцитов гибридов крыс первого поколения F1 при гибридизации Rattus flavipectus (2п =38) из Вьетнама с Rattus rattus (2п = 42) из Эстонии.¿-2-2.

3.5. Гибриды хомячков Phodopus sungorus и Phodopus campbelli.

3.5.1 Параметры развития репродуктивной системы 2

3.5.2. Кариотипы исходных видов и гибридов рода Phodopus.

3.5.3. Нарушения на стадии первого деления мейоза у межвидовых гибридов хомячков Phodopus (sungorus u.campbelli) (СВ анализ).

3.5.4. Мейотические аномалии у межвидовых гибриде F1 Phodopus (sungorus u.campbelli ) прямого и реципрокного скрещивания.2SS

3.5.5. Сравнительный световой и ЭМанализ СК спер-матоцитов хомячков рода Phodopus (Ph. sun-gorus и Ph. campbelli) от прямого, реципрокного и комбинации возвратных скрещиваний.2S

Глава 1Y. ОБСУЖДЕНИЕ

4.1. Аномалии СК у плодовитых гетерозигот Rbl/T.

4.2 .Аномалии СК у стерильных гетерозигот Rbl/T43H.

4.3 Генетические и цитогенетические особенности гетерозигот Rbl/t.

4.4. СК у гетерозиготных самцов Rbl/t.

4.5. Причины стерильности дигетерозигот по разным t-гаплотипам.

4.6. Возможная роль интеркаллярной ДНК в стерильности компаундов.

4.7. Физиологические механизмы стерильности компаундов

4.8. Анализ гибридной стерильности различных таксономических групп грызунов.

4.8.1. Гибриды мышей.

4.8.2 .Гибриды крыс Rattus rattus X Rattus flavipectus

4.8.3. Гибриды трех видов серых полевок группы аг-valis.

4.8.4. Гибриды полевок рода Terrícola.

4.8.5. Гибриды хомячков Phodopus .sungorus и Ph.campbelli

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Цитогенетические основы гибридной стерильности грызунов»

Актуальность проблемы. Среди видовых изолирующих механизмов важное место принадлежит полной или частичной стерильности гибридов. Генетические и цитологические аспекты гибридных нарушений начали изучаться в 30-х годах и обобщены в ряде классических работ (Dobzhansky, 1951; Stebbins, 1950; White, 1954). В настоящее время известно, что плодовитость млекопитающих определяется значительным числом генетических факторов, например, у домовых мышей известно не менее 25 локусов, контролирующих плодовитость (Searle, 1982). Одной из причин стерильности гибридов служат структурные перестройки хромосом, в гетерозиготном состоянии уменьшающие число жизнеспособных гамет.

Поскольку в ранних цитологических исследованиях было обнаружено, что большинство видов растений и животных отличается по кариотипам, то хромосомные перестройки стали рассматривать как первостепенный фактор процесса видообразования, значительно его ускоряющий (Goldschmidt, 1940; White, 1954 и др. работы 50-х годов; Воронцов, 1960). В настоящее время чаще полагают, что хромосомные перестройки лишь сопровождают процесс видообразования и, подобно генным мутациям, проходят длительный период внутрипопуляционного полиморфизма (Орлов, 1974; Futuyma, Mayer, 1980; Орлов, Булатова, 1983; Sites, Moritz, 1987; Coyne, Orr, 1998).

Современные модели хромосомного видообразования учитывают не только снижение приспособленности (fitness) гибридов, гетерозиготных по хромосомным перестройкам, но и уменьшение потока генов в результате подавления рекомбинации (Rieseberg, 2001; Бородин, 2003; Бородин и др., 2004). В связи с этим значительное внимание уделяется мейотическому процессу, разнообразным нарушениям мейоза. Появление новых методов изучения мейоза, цитологических и молекулярных, позволило значительно продвинуться в этой области.

Одним из современных методов изучения раннего мейоза является электронно-микроскопический анализ (ЭМ) синаптонем ного комплекса (CK) (Moses, 1977,Богданов с соавт., 1996). Этот метод обладает большей разрешающей способностью по сравнению со светомикроскопическим и позволяет визуалировать структурные перестройки хромосом, не выявляемые на поздних стадиях мейоза. Необходимо детальное исследование мейотической системы, т.е. точное определение стадий мейоза и нарушение структуры CK, которое возможно только с помощью ЭМ анализа CK ( Moses, 1977).

Однако до настоящего времени цитогенетические механизмы снижения приспособленности гибридов и подавления рекомбинации в мейозе млекопитающих изучены недостаточно. Изучение мейоза гибридов млекопитающих связано с целым рядом трудностей и ограничений. Поэтому для исследования нарушений мейоза желательно использовать также удобный модельный объект. Подобными модельными объектами могут стать виды легко размножающиеся в лабораторных условиях и характеризующиеся значительным полиморфизмом по хромосомным перестройкам.

В частности, этим требованиям отвечают домовые мыши, Mus musculus sensu lato. У западноевропейских домовых мышей, Mus domesticus Pall., и многих лабораторных линий домовых мышей известен полиморфизм по соединениям акроцентрических хромосом (т.е. робертсоновские соединения). В популяциях домовых мышей с различной частотой встречается также ¿-комплекс. Локализованный в проксимальной части 17-й хромосомы домовых мышей ¿-комплекс представляет собой серию хромосомных перестроек (четыре неперекрывающиеся инверсии) (Herrmann et al, 1984).

Известно, что /-комплекс влияет на мужскую фертильность, а именно на сперматогенез. Это выражается в том, что самцы домовых мышей вида Mus musculus с определенными комбинациями ¿-гаплотипов являются стерильными или почти стерильными, тогда как самки остаются фертильными, хотя их плодовитость снижена (Dunn, Bennett, 1967; Bennett, 1959, 1975; Lyon,1986). Изучение генетических особенностей многочисленных гаплотипов (аллелей) t-комплексных домовых мышей и нарушений плодовитости самцов в различных вариантах скрещиваний линий (стоков), несущих различные ¿-гаплотипы, позволили нам использовать коллекцию t-комплексных мышей в качестве удобной модели для изучения разнообразных мейотических нарушений (Демин, Сафронова, 1972, 1980.; Сафронова с соавт., 1988, 1989).

Исследования в указанных направлениях достаточно актуальны и должны иметь целенаправленный характер.

Целью настоящей работы явилось исследование цитогенетических механизмов (основ) стерильности у внутривидовых гибридов, структурных гетерозигот, несущих различные ¿-гаплотипы и межвидовых гибридов-самцов для определения ультраструктурного поведения мейотических хромосом, характеризующего основные особенности синапсиса половых хромосом и аутосом при нарушении фертильности (анализ СК половых хромосом и аутосом и взаимосвязь с изменением плодовитости).

В связи с этим были поставлены следующие задачи: создать экспериментальную модель на основе коллекции /-комплексных домовых мышей Mus musculus гибридных самцов - различных комбинаций гетерозигот - для изучения плодовитости и проведения цитогенетических исследований. Провести скрещивания с различной комбинацией ¿-гаплотипов из коллекции для получения стерильных компаундов, для введения в геном ¿-комплексных мышей коллекции транслокаций Шэ(8,17)1еш и Т(16.17) 43Н для получения стерильных гибридов; провести цитогенетическое исследование поведения мейотических хромосом у мышей-гетерозигот с различными гаплотипами 1Ра-1/Рм18,

Ри>5/№18); для определения особенностей синапсиса половых хромосом и взаимосвязи их с аутосомами при нарушении плодовитости с помощью светового и ЭМ анализа СК; также провести сравнительный анализ структуры и поведения СК половых хромосом и аутосом, связанный с плодовитостью мышей; определить поведение половых хромосом у самцов гибридов диких и лабораторных мышей, межвидовых гибридов различных видов грызунов (полевок, крыс ) с нарушенной плодовитостью.

У самцов хомячков рода Ркойориз, полученных в результате гибридизации видов Рк Бищогш и Рк СатрЬеШ -от прямого и обратного скрещивания и от возвратных скрещиваний) определить типы нарушений синапсиса мейотических хромосом как половых, так и аутосом в зависимости от принадлежности к поколению и направления скрещивания, а также возможную стадию нарушения сперматогенеза.

Исследовать фено- и генетические свойства ¿-гаплотипов коллекции, для создания базу данных в виде реляционных таблиц. Изучить нарушение менделевского соотношения у структурных гетерозигот, несущих различные Л-гаплотипы.

Исследовать роль ¿-комплекса в таксономии у самцов родов Mus и Rattus с использованием молекулярных методов. (блот-гибридизация )

Научная новизна. На базе коллекции /-гаплотипов домовых мышей Mus musculus, принадлежащей лаборатории проблем микровоэволюции ИПЭЭ создана экспериментальная модель для изучения нарушения плодовитости межвидовых изолирующих механизмов или гибридной мужской стерильности.

Представлены генетические свойства коллекции ¿-комплексных мышей. Впервые проведен количественный анализ различных показателей коллекции и прогнозирования биологических процессов в популяционных исследованиях. Создана база данных, включаю -щая результаты экспериментальных наблюдений с 1975 по 1998 гг. Проведена систематизация большого количества информации по гено- и фенотипическим признакам, оформленная в виде реляционных таблиц и предназначенная для обработки полученных данных методами прикладной математической статистики с использованием компьютерных программ.

Впервые с помощью блот-гибридизации обнаружена гомология к ряду ¿-специфических проб ДНК (Tu 66, Tu 119) в геноме видов грызунов Mus musculus и сем. Muridae (род Rattus) из разных географических точек. Показана возможность использования ¿-комплекса в качестве маркера для решения вопросов таксономии рода Mus

Впервые проведен генетический анализ комплементации для выявления ¿-гаплотипов из природных популяций.

С помощью генетического анализа изучена фертильность самцов-компаундов, полученных при скрещивании Разработаны генетические методы получения гибридных стерильных компаундов, несущих различные i-гаплотипы, необходимые для цитогенетических исследований. Применен метод цитогенетического маркирования 17-й хромосомы, несущей t-комплекс, с помощью транслокаций Rb (8,17) Iem, позволяющий идентифицировать 17-ю хромосому в кариотипе домовой мыши Mus musculus.

У стерильных самцов (компаундов), несущих i-гаплотипы домовой мыши Mus musculus, показана высокая частота неслучайной ассоциации между аберрантной аутосомой 17 и XY-бивалентом, и высокая частота унивалентов половых хромосом, приводящая к стерильности в результате блокировки сперматогенеза на стадии пахитены.

Обнаружена аналогичная ассоциация транслокационной конфигурации с XY-бивалентом. у стерильных гетерозигот, несущих различные i-гаплотипы в сочетании с транслокациями Rbl и Т43Н.

Исследовано влияние Робертсоновской транслокации Rbl на поведение ¿-комплекса, связанное с преимущественой передачей t-несущей хромосомы у гетерозиготных самцов лабораторных мышей.

Идентифицированы различные типы повреждений как аутосомных, так и половых бивалентов с помощью ЭМ анализа СК у мышей -родителей и их потомков F1 и F2 ,несущих различные t -гаплотипы, под влиянием радиционного фона ЧАЭС.

У гибридов диких и лабораторных мышей, межвидовых гибридов различных видов грызунов (полевки, крысы, хомяки) с помощью ЭМ анализа СК выявлены аномалии поведения XY-половых хромосом, связанные с нарушением плодовитости самцов.

Впервые у гибридных самцов, полученных при гибридизации хомячков Ph.sungorus и Phcampbelli (F1, прямое и реципрокное и возвратные скрещивания), обнаружены разные типы нарушений синапсиса мейотических хромосом (как половых, так и аутосом) при световом и ЭМ анализе СК на стадии раннего мейоза в пахитене.

Практическая значимость работы. Многочисленные факторы загрязнения окружающей среды( химические вещества и радиация) воздействуют на мейоз (фертильность), поэтому репродуктивное здоровье человека является одной из самых актуальных проблем современной медицины. Для оценки таких факторов возникла необходимость создания экспериментальной модели. Наиболее соответствуют этой цели домовые мыши Mus musculus, несущие t-комплекс, локализованный в 17-ой паре хромосомы мыши. Кроме того,в этой области локализована Н-2 система гистосовместимости мыши, аналогичная системе HLA человека.

Поэтому оказалось возможным использование ¿-комплексных мышей в качестве экспериментальной модели, характеризующейся влиянием на сперматогенез (нарушения плодовитости), и исследования ее цитогенетических механизмов. Исходя из этого, полученные на этой модели данные могут существенно помочь для дальнейшего изучения репродуктивного здоровья человека и являются актуальной проблемой современной медицины, а также могут быть полезны в медицинской практике.

Однако до настоящего времени результаты исследований феномена мужской гибридной стерильности не дают окончательного и ясного ответа о цитогенетических механизмах, определяющих данное явление, именно поэтому исследования по указанным направлениям достаточно актуальны и должны иметь систематический целенаправленный характер.

ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

Заключение диссертации по теме «Зоология», Сафронова, Лариса Дмитриевна

выводы

1. Цитогенетический анализ различных компаундов гетерозигот, созданных на основе коллекции /-гаплотипов домовых мышей Mus musculus установил следующее:

1.1 на стадии пахитены происходит блокировка сперматогенеза у стерильных дигетерозигот tx/ty и сопровождается высокой частотой асинапсиса половых хромосом и их неслучайной ассоциацией с коротким, 17-м бивалентом; несущим i-гаплотип, что было подтверждено методом математической статистики (Р < 0,00001);

1.2 наблюдается мейотическая ассоциация транслокационных конфигураций с Х-У- бивалентом у гетерозигот, несущих различные /-гаплотипы в сочетании с транслокациями. В случае двух транслокаций частота ассоциаций более высокая;

1.3 частота ассоциаций Rb - СК транслокационных конфигураций с половым бивалентом у гетерозигот оказалась достоверно выше у стерильных животных по сравнению с фертильными.

2. Впервые создана база данных для линий (стоков) лабораторных мышей, несущих i-гаплотипы, позволившая получить количественные оценки динамики плодовитости, соотношения полов и нарушения менделевского соотношения в результате преимущественной передачи t-хромосомы потомству.

3. Обнаружено нарушение менделевского соотношения передачи t-хромосомы потомству у структурных гетерозигот, несущих различные гаплотипы: Rbl и Г12, f5, У18.

4. С помощью молекулярного анализа (блот-гибридизации) обнаружены гомологичные по /-комплексу Mus musculus последовательности ДНК в геноме ряда видов рода Mus и других представителей семейства Muridae. Продемонстрирована возможность использования ¿-комплекса в качестве маркера для решения вопросов таксономии рода Mus.

5. Выявлена аномалия поведения Х-У половых хромосом (асинапсис) у самцов гибридов диких и лабораторных мышей, межвидовых гибридов разных видов грызунов с нарушенной плодовитостью, которые могут служить причиной появления гамет с несбалансированным набором хромосом.

6. При гибридизации родительских видов Ph. sungorus и Ph. campbelli у полученных гибридов-самцов F1 (прямые и обратные) и от возвратных скрещиваний, обнаружены разные типы нарушения синапсиса как аутосомных, так и половых хромосом.

6.1. У всех гибридов первого поколения хомячков Phodopus sungorus и Ph. campbelli и половины гибридов возвратного скрещивания наблюдалась стерильность, вызванная резким уменьшением числа мейоцитов, вплоть до полного отсутствия сперматид и зрелых сперматозоидов. (СВ анализ). У гибридов F1 от скрещивания: самка Ph. campbelli х самец Ph. sungorus, арест мейоза, по-видимому, происходит на стадии пахитены (ЭМ анализ).

6.2. Значительный вклад в развитие стерильности вносит асинапсис половых хромосом, приводящий к унивалентности и возникновению несбалансированных хромосомных наборов. У стерильных животных обнаружены также другие типы нарушения поведения, как половых хромосом (асинапсис), так и аутосом (интеркаллярный и терминальный асинапсис БЭ, интерлокинг). Разные комбинации скрещиваний от родительских видов показали тенденцию к разной плодовитости, что является следствием разной степени нарушения мейоза.

6.3. Частота различных типов нарушений мейотического синапсиса у стерильных потомков возвратных скрещиваний была ниже по сравнению с гибридами первого поколения.

6.4. Результаты светового и электронно-микроскопического анализа позволяют предположить, что основная причина стерильности гибридов-самцов от скрещивания хомячков РЬ. бш^огш и РЬ. сатрЬеШ - следствие хромосомной дифференциации половых хромосом между видами.

7. Идентифицированы различные типы повреждений как аутосомных (асинаптические конфигурации, микропетли), так и половых бивалентов (асинапсис, кольцевые формы) у мышей-родителей и их потомков первого и второго поколения (П и Е2) под влиянием радиационного фона в зоне ЧАЭС. Отмечено сходство мейотического поведения хромосом под влиянием радиационного фона ЧАЭС и у гибридов, несущих ¿-гаплотипы с нарушенной плодовитостью.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Исследование синаптонемных комплексов позволяет обнаружить структурные перестройки хромосом, которые не выявляются при световой анализе мейотических хромосом в диакинезе. Электронно-микроскопи ческий анализ синаптонемных комплексов позволяет дать точную информацию о повреждениях хромосом в раннем мейозе -т.е. графическое изображение (рисунок) хромосом, отражающий процессом синапсиса. Это делает данный метод очень хорошим индикатором повреждений хромосому (1о1тпш80п е1 а, 1994 ).

С помощью ЭМ анализа СК у перечисленных стерильных ( или с нарушенной плодовитостью) межвидовых и внутривидовых гибридов,)в первом поколени, обнаружены различные аномалии как аутосомных ,и так половых бивалентов. В ряде случае в средней пахитене аутосомы сперматоцитов образуют гетероморфные биваленты, асинаптические участки которых имеют различную протяженность или могут быть терминальными Такие биваленты с протяженными участками асинапсиса («открытые биваленты «) в разных участках хромосомы сочетаются с бивалентным или хромосомным интерлокингом, Наблюдается также уменьшение рамеров ядер, вероятно, связанное с дегенерацией мейоцитов

Обнаружены различные аномалии синапсиса половых хромосом: десинапсис Х-У поповых хромосом, в результате которого образуются X и У униваленты, но между ними отсутствует участок СК ( РА - псевдо аутосомный - район), в некоторых случаях оси половые бивалентов образуют замкнутую конфигурацию в форме кольца.

Также показана неслучайная мейотическая ассоциация между Х-У половыми бивалентами и аберрантными аутосомами несущие 1-гаплотипы у гетерозигот 1хЛ), у структурных гетерозигот, несущих транслокацион ные комбинации структурных нарушений хромосом.(Ш> СК - триваленты, транслокационные конфигурациии или гетероморфные биваленты).

Такая неслучайная мейотическая ассоциация приводит к остановке сперматогенезе на стадии пахитены, сопряженная с реинактивацией X-хромосомы, является причиной стерильности. Такая активация X-хромосомы, которая при нормальном ходе мейоза находится в покоящемся состоянии, приводит к транскрипционной активности генов, локализован ных на Х- хромосоме .

В то же время несомненно влияние влияние 1- комплекса на синапсис хромосом в раннем мейозе. Обнаруженный эффект стерильности этих самцов может быть объяснен взаимодействием собственно ДНК-последовательностей в составе 1;- - комплекса, обладающих, по- видимому, регуляторной функцией, что приводит к такому же результату, как и наличие структурной аутосомной аберрации в гетерозиготе.

Так, у межвидовых гибридов выявлена различная степень синапсиса Х-У половых хромосом при сравнении родительских видов с гибридныхьми особями первого поколения.В течение пахитены у хомячков( РИоё зшз^огш и РЬоё сатрЬеШ) при прямом и реципрокных скрещиваниях обнаружили асинапсис аутоосом хромосом ( терминальный и частичный асинапсис гетероморфных бивалентов, интерлокинг), т.е. различная степень гетеросинапсиса. ). В целом, данные, полученные при световом ЭМ микроскопическом изучении сперматоцитов гибридов хомячков, наряду с результатами гибридологического анализа, свидетельствуют о значительных геномных различиях между Рк.тщогт и Рк.сатрЬеШ и отражают глубину дивергенции этих видов

Кроме того, рассматривается роль гетерохроматина в нарушениях синапсиса мейтических хромосом, в частности, их связь с локализацией и количеством гетерохроматина.Районы интенсивного интерстициального асинапсиса, находящиеся как в околоцентромерном участке метацентрических хромосом,так и в теломерных участках (терминальный асинапсис) по-видимому, определяются расположением блоков гетерохроматина .(прицентромерного и интеркаллярного), что наблюдали также у стерильных гибридов мышей .Иногда такие большие участки асинапсиса представляли как бы "расплетения "боковых эементов, которые сочетались с интерлокингом ,видимому, полиморфизм по гетерохроматину блокирует полный синапсис у некоторых бивалентов на ранних стадиях Однако на поздних стадиях пахитены преобладает завершение таких конфигураций.

Многочисленные данные, полученные на самых разных объектах, позволяют с большей вероятностью предполагать, что различия в поведении половых хромосом, разные типы синаптических нарушений у гибридных самцов в мейозе являются причиной стерильности гибридов первого поколения

Таким образом, согласно выше изложенного можно предположить, что гибридная стерильность в основном обусловлена как генетическими , так и хромосомными факторами, хотя генные нарущения играют, по-видимому, большую роль, чем структурные. Вероятно, структурные повреждения мейотических хромосом являются результатом нарушения генетических локусов или потерей функции генов, что по-видимому, приводит к аресту мейоза в ранней пахитене. С помощью анализа СК исследуют характер поведения мейотических хромосом, определяют на цитологическом уровне причины стерильности различных видов млекопитающих При гибридизации выявляются особенности поведения мейотических хромосом, характерные для первого поколения гибридов -самцов, которые,вероятно, определяют неспособность к оплодотворению. Нарушения синапсиса в течение мейоза могут отражать некоторую несовместимость между гомологами от различных родительских геномов при гибридизации.

Инактивация Х-хромосомы. Широкий спектр цитологических и генетических наблюдений в целом поддерживает унифицированную гипотезу о том, что единственная Х-хромосома у гетерогаметных самцов в норме инактивируется в течение сперматогенеза. Если инактивация X-хромосомы является основным контрольным шагом, то факторы, мешающие

288 ей, будут нарушать биохимический механизм клетки, что может, в свою очередь, вести к мужской стерильности.

Связь между сцепленными с полом и аутосомными генами является главным свойством в организации генома у гетерогаметных видов. Генетические изменения, которые воздействуют на эти взаимоотношения, ведут к редукции фертильности. Исключительная чувствительность зародышевых клеток к изменениям Х-аутосомных взаимоотношений становится селективной силой для их стабилизации. Показано, что как X-аутосомная транслокация , так и проксимальная Х- хромосомная дефиниция приводят к самцовой стерильности. Другие кандидатами на роль причин самцовой стерильности этого типа являются дупликации половых хромосом, которые намного сильнее воздействуют на фертильность самцов, чем самок, по сравнению с аутосомными дупликациями сходного размера. Окончательное определение экстремальной чувствительности самцов генетической конституции зародышевой линии видна у гибридных видов, где, как показано Холдейном в 1922 году, фертильность гетерогаметного пола должна быть наиболее поражаемым свойством потомства при межвидом скрещивании. Гибриды между близкородственными видами могут быть нормальными во всех отношениях, за исключением стерильности самцов.

Касаясь вопроса о роли инактивации Х-хромосомы, можно рассмотреть и вопрос о дозовой компенсации. По версии Мюллера (1947), дозовая компенсация у дрозофилы оценивается иначе. Хотя она часто рассматривалась как двойник или дубликат Х- инактивации, но основной контрольный механизм, постулированный Мюллером, полностью отличался от Х- хромосомной инактивации. Мюллер предполагал, что активность сцепленных с полом генов увеличена у самцов относительно к самкам, для того, чтобы компенсировать факт, что их доза у самцов есть половина той, которая у самок, модификаторов, названных компенсаторами. Согласно Мюллеру, компенсаторы являются сами сцепленными с полом; если они некомпенсированы и их активность не связана с их дозой, предполагая, что они в свою очередь регулированы некоторым образом. Унифицированная гипотеза состоит в том, что основной контроль дозовой компенсации у дрозофилы есть модуляция сцепленной с полом генной активности на хромосомном уровне и является специальной модификацией феномена X-хромосомной инактивации, видимой в течение сперматогенеза и в соматических клетках у самок млекопитающих.

Поведение Х-хромосомы в течение сперматогенеза представляет большой интерес сам по себе, это явление предусматривает модельную систему, весьма важную для исследования проблем контроля и координации процесса мейцоза на хромосомном уровне.

Другая возможная функция мейотической инактивации половых хромосом заключается в подавлении процесса рекомбинации настолько, чтобы предотвратить накопление непарированных хромосомных повреждений (двуцепочечных разрывов).

Двуцепочечные разрывы ДНК сопровождают начало мейотической рекомбинации у дрожжей (Wur, 2001). Эктопическая рекомбинация приводит к перестройкам и анеуплоидии. Нерепарированные двуцепочечные разрывы, вероятно, вызывают либо мейотический арест или зиготическую доминантную летальность.

Хотя приведенная выше гипотеза была предложена для объяснения MSCI( мейотическая инактивация половых хромосм)в процессе сперматогенеза, в то же время она предлагает объяснение механизма частичной и полной стерильности, часто связанной с ошибками мейотического спаривания хромосомы или ее части. Это явление часто наблюдается у гетерозигот по хромосомным перестройкам и у гибридов между близкородственными видами (Gilles, 1989). В большинстве случаев стерильность связана с арестом мейотической профазы, часто в пахитене или непосредственно перед метафазой. Миклош (Miklos, 1974) постулировал, что стерильность в этом случае есть результат ненасыщенности мест спаривания, т.е. мест, которые не смогли найти партнера для спаривания в течение ранней профазы. Эта идея формально объясняет существенное количество данных, но здесь не было механизма, связывающего состояние насыщения мест спаривания со стерильностью. Если рекомбинационные события, инициированные в районах, блокированных от гомологичного спаривания, могут привести к нерепарированным двуцепочечным разрывам, как предполагалось выше, то они могут быть молекулярной основой ненасыщенных мест спаривания по Миклошу. Недавние исследования на дрожжах обнаружили, что двуцепочечные разрывы при рекомбинации горячих точек появляются очень рано в мейотической профазе, или совпадают с инициацией синапсиса (Раётоге е1 а1., 1991), позволяя предполагать, что они играют определенную роль непосредственно в процессе спаривания .Неудача в достижении полного гомологичного спаривания, либо из-за частичного недостатка гомологии, либо из-за топологической конструкции, созданной гетерозиготной перестройкой, могла оставлять один или более двуцепочечных разрывов нерепарированными. Если мейотические Б СЕ не встречаются на достаточном уровне, чтобы репарировать образующиеся двуцепочечные разрывы, то мейотическая точка отсчета для их скринирования будет сокращена. Стерильность, ассоциированная с мейотическим арестом у гибридов и гетерозигот по структурным перестройкам, может, следовательно, быть результатом определения двуцепочечных разрывов посредством мейотического механизма, как"контроля качества".

Перпективной моделью для проведения цитогенетических исследований поведения мейотических хромосом оказались линии мышей, несущие различные варианты перестроек хромосомы 17 - так называемые г-гаплотипы. По результатам анализа показателей фертильности полученных гетерозигот по Г-гаплотипам была отобрана исходная комбинация стерильных компаундов (Р1). Напомним, что /-гаплотипы, определяющие эффект стерильности, являются структурными перестройками, которые представляют собой четыре неперекрывающиеся инверсии в прицентромерном районе 17 хромосомы (Lyon et al.,1979; Hermann et al.,1986) (Рис. 2). Самцы в определенных компаундах являются стерильными, в то же время самки остаются фертильными. На том основании, что t-гаплотипы представляют собой структурные аберрации на 17 хромосоме, было высказано предположение о механизме действия ¿-специфических генов, которые связаны с мейотическим спариванием хромосом (Lyon et al, 1979). При этом сложилось представление о том, что помимо анеуплоидии гамет, возникающней в результате неправильного расхождения в мейозе аберрантных хромосом, существуюет и другой мейотический механизм. Форейтом (Forejt, 1985) было показано, что в случае хромосомных перестроек, аберрантные хромосомы неслучайно ассоциируют в профазе 1 мейоза с половым бивалентом .

Это явление всегда связано со стерильностью самцов.Существует предположение, что причина состоит в том, что ассоциация аберранотной хромомсомы с X -хромосомой приводит к реактивации последней, которая при нормальном ходе мейоза всегда находится в покоящемся состоянии (Lyfshytz, Lindsley, 1972) . Такая активация приводит к возобновлению транскрипции Х-хромосомы и функционированию генов, локализованных на Х-хромосоме. Эта активность несовместима с нормальным ходом мейоза и служит причиной остановки сперматогенеза на ранних стадиях мейоза ( Hotta,Chandley, 1992, Richler et al.,1989, Richler et al.2000,). В последнее время собран значительный материал по данным цитологических и генетических наблюдений, который поддерживает распространен ную гипотезу об инактивации единственной Х-хромосомы у всех гетерогаметных самцов в процессе нормального сперматогенеза. (См 4.4 )

При этом следует отметить, что у плацентарных явление инактивации Х-хромосомы отмечается только в тканях семенников в процессе сперматогенеза и приводит к молчанию генов, расположенных на X-хромосоме, особенно в пахитеной стадии первой профазы мейоза.

Данное явление можно рассматривать так же, как и инактивацию одной из двух Х-хромосом в соматических тканях самки. Однако у самца инактивация единственной Х-хромосомы, вероятно, вносит определенный вклад в процесс мейоза и отличается тем, что в организме самки для осуществления инактивации Х-хромосомы требуется участие Xist гена, контролирующего этот процесс, тогда как разрушение или отсутствие этого гена у самца не оказывает существенного влияния на прохождение сперматогенеза (McGarrey, 1999). Однако, если рассматривать этот процесс с позиции гипотезы предложенной Груздевым (1999), то механизмы данного явления у самок и самцов несколько отличаются, поскольку у самок ген Xist требуется для постоянной конденсации (инактивации) одной Х-хромосомы, т.е. ее полной гетерохроматиза ции в соматических клетках, а у самцов, видимо, для страховки процесса конденсации хроматина, который происходит в мейозе .

Анализ самцово-специфических мейотических протеинов полового пузырька в течение мейоза самок XY обеспечивает новый взгляд на их функции. Конденсация X и Y хромосом для образования XY или полового тельца является одним из кардинальных свойств, которые отличают самца от самки у млекопитающих и рассматриваются, как морфологическая характеристика мейотической инактивации X-Y половых xpomocom.(MSCI). В последнее время ведется всестороннее изучение полового тельца и, в частности, начаты исследования по идентификации и характеристике ассоцированных с ним протеинов (Smith, Benavente R,1995; Alsheimer ,1997; Kralewski etal.,1997).

Неслучайные мейотические ассоциации между аберрантными аутосомами и XY-бивалентом , обнаруженные у стерильных самцов-мышей, представляют собой широко распространенное явление, изучение которого может быть дополнено нашими данными. Анализируя препараты рапсластанных пахитенных сперматоцитов стерильных самцов, дигетерозитных по i-гагаготипам, мы обнаружили достоверно (согласно статистическому анализу), что СК хромосомы 17, несущей /-гаплотипы, с высокой частотой и неслучайно по сравнению с другими хромосомами ассоциирует с половыми хромосомами. В 73% пахитенных сперматоцитах мышей обнаружена неслучайная ассоциация одной из малых по размерам хромосом (16-17 пар) с XY-половым бивалентом, отсутствующая у фертильных животных.

Этот феномен, выявленный Форейтом с соавт (1979)(на стадии средней пахитены состоит в том, что частота ассоциации Т(14,15) 6Са транслокации с половыми хромосомами коррелирует с количеством сперматозоидов: число сперматозоидов уменьшается, но частота ассоциаций поднимается. Такой же самый феномен был сообщен для ряда транслокаций у нефертильных мужчин и ряд транслокаций, как реципрокных, так и нереципрокных , особенно робертсоновские транслокации, которые чаще склонны к этому ассоциативному поведению (Guichova, 1990).

Такие неслучайные ассоциации аномальных хромосом с половым бивалентом были обнаружены раннее у стерильных и частично фертильных самцов-мышей, несущих следующие структурные нарушения хромосом транслокации Т(14*,15)6 Са/+, Т (10;13) 19;9 H / +; Т (16;17)Н 43 /+; Т(7;19)145 H /+ и другие инверсии In (11, 13LS)29 Rk+ /+;In(l)Rk / In (1)12 /Rk +/ + a также y третичных трисомиков ,TS (1, 13) 7 OH TS (5 ,12) 70H.B последнем случае в ассоциацию вступила трисомичная хромосома, несущая транслокацию, причем частота ассоциаций составляла 80-100% (Forejt,1985). Перечисленные выше 15 вариантов перестроек хромосом вызывают ассоциацию аберрантных хромосом с Х-хромосомой в профазе 1 мейоза.,что сочетается с мужской стерильностью (Forejt, 1984).

Неслучайные ассоциации аберрантных хромосом с половым бивалентом обнаружены у стерильных мужчин, гетерозиготных по робертсоновским транслокациям (Luciiani J/M/ et al., 1984, Rosenmann et al., 1985). Так, например, y Розенман с соавт. (Rosenmann et al., 1985) показано, что y этих пациентов из 158 диплотенных сперматоцитов, исследованных под световым микроскопом в 101 сперматоцитах (64%) обнаружены ассоциации. А при электронной микроскопии исследовано 52 пахитенных спрематоцитов, из них почти 40% имели ассоциацию СК робертсоновского тривалента с половым бивалентом.

Полученные нами данные подтверждают гипотезу Форейта (Роге^, 1979) о роли ассоциации между половыми хромосомами и хромосомами, несущими структурные нарушения. Такая ассоциация определяется реактивацией Х- хромосомы, что ведет к транскрипции трех энзимов, локализованных на Х-хромосоме, и, возможно связана с арестом сперматогенеза (НоИа, СИапсИеу, 1982).

Возможно, что Х-гетерохроматин-эухроматиновая протяженность также обеспечивет распространения стерильности на Х-точки (разрывы, транслокации) (ЫпсЫеу, ТоЬиуази,1980). Вероятно, Х-хромосома является инактивированной в ранннем сперматогенезе, хотя отмечено влияние цис-активируемого гетерохроматинового регуляторного локуса.

Наличие Х-хромосомной перестройки предполагает, что причина стерильности заключается в интерференции хромосомной инактивации (Ы^Ь^, Ышёеу, 1972). Вместе с тем, эти результаты подразумевают, что ошибки Х-У конъюгации оказываются непосредственно ответственными за нерасхождение, мейотический дрейф и, наконец, за одну из форм хромосомной стерильности.

В то же время никаких нарушений в структуре СК 17 пары хромосом, несущих в прицентромерном районе ¿-комплекс, не было обнаружено. Это согласуется с молекулярными размерами структурных нарушений хромосом (аббераций) ¿-мутаций, лежащих за пределами разрешающей способности анализа хромосом по их СК. Таким образом, мы приходим к заключению о том, что ассоциация хромосомы 17, несущей ¿-мутации с половыми хромосомами в профазе 1 мейоза служит косвенным доказательством того, что мутации в ¿-комплексе являются структурными микроабберациями. Это позволяет считать правомерным заключение о том, что в случаях, когда у стерильных самцов мы обнаруживаем в мейозе неслучайную ассоциацию XY-бивалента с какой -то парой аутосом, можно предполагать, что данная пара хромосом гетерозиготна по структурной перестройке хромосом.

Лайон с соат. (1979), изучая тонкую структуру /-комплекса, предположила, что /-гаплотипы состоят из хроматина (в проксимальной части хромосомы 17 с измененными умеренными повторами участка ДНК. На этом основании можно допустить, что в основе механизма действия t-гаплотипов на плодовитость мышей лежит нарушение мейотического синапсиса хромосом при разных комбинациях компаундов. Именно на основании этих исследований было высказано предположение о механизме действия /-гаплотипов, связанном с мейотическим спариванием хромосом ( Lyon et al., 1979, Hermann et al.,1986, Tress,Erickson, 1973, Erickson, 1978).

Правило Холдейна (Haidane, 1922) применимо для хромосомной стерильности у всех изученных видов млекопитающих, включая человека. Самцы-гетерозиготы, несущие различные хромосомные перестройки, проявляют одни и те же мейотические фенотипы: частичный асинапсис, ассоциация перестроенных аутосом с X -хромосомой. Таким образом, Xхромосомная инактивация у самцов в мейозе может быть контрольным событием, приводящим к мейотическому аресту у стерильных гибридов. Хромосомная и генетическая гибридная стерильность могут быть родственно взаимосвязаны , потому что характерные черты хромосомной стерильности, такие, как Х-хромосомная ассоциация с аберрантной хромомомой, оказываются у межвидовых гибридов с генетической стерильностью, а также у внутривидовых гибридов или близкородственных форм мышей.

Гибриды Fl между различными мышиными видами часто стерильны.согласно правилу Холдейна: если в гибридном потомстве один пол отсутствует, является редким или стерильным, то этот пол гетерогаметен. Таким образом, для млекопитающих стерильность ограничивается гибридными самцами. Понимание гибридной стерильности может дать нам новый взгляд на процесс эволюции, обособления новых видов.

Генетические и молекулярные механизмы правила Холдейна остаются пока еще не ясными. Возможно, его природа могла бы быть проанализирована при хромосомной стерильности, которая также подчиняется правилу Холдейна, потому что она ограничены гетерозиготностью по хромосомным перестройкам полом самца.

Хотя генетическая и хромосомная стерильности, подчиняющиеся правилу Холдейна, варьируют, они проявляют самцово-специфический мейотичский фенотип Х-хромосомной ассоциации с частично асинаптируемыми аутосомами. Экспериментальные данные, собранные Форейтом (Forejt, 1996), указывают на целостность полового пузырька, содержащего X и Ухромосомы в пахитенных клетках самца, и мейотическую Х-хромосомную инактивации, как возможные части самцово-специфического мейотического механизма выживания.

Стерильные гибриды характеризуются пахитенным арестом или сперматогенетическим арестом на стадии пахитены первичных сперматоцитов. Однако, часть клеток не подвергаются пахитенному аресту (блокировке) и дифференцируются до клеток сперматидной стадии В диакинезе и метафазе 1 эти клетки показывают высокую частоту X-Y хромосомной диссоциации и аутосомную унивалентность. В этих исключительных случаях выживших клеток демонстрируются аномалии синапсиса, видимые как отсутствие синапсиса или рекомбинации в псевдоаутосомном районе X и Y-хромосомы (Matsuda et al, 1991, Hale et al, 1993). В сложных химерах между фертильными СЗН и стерильными Mus musculus musculus X Mus musculus domesticus , F1 гибридными самцами клетки Сертоли от фертильных родителей не могли спасти от сперматогенных ошибок стерильные зародышевые клетки. Паракринный эффект клеток Сертоли только перемещает время смерти клетки по направлению к поздней стадии созревания пахитены. Это наблюдение четко определяет, что гибридная стерильность вызвана обособленным терминальным специфическим дефектом клетки.

Хромосомную стерильность можно охарактеризовать, как самцо-специфические повреждения, связанные с гетерозиготностью по хромосомным перестройкам. Подобная ситуация часто сопровождается интенсивным изменением кариотипа (Power et al, 1992). Хромосомная стерильность осуществляется по всем законам стерильности Холдейна, потому,, что она воздействует только на самцов-гетерозигот, оставляя самок-гетерозигот фертильными и гомозиготы обоих полов фертильными. Все X-хромосомные транслокации у дрозофилы, мыши и человека приводят к стерильности самцов; многие аутосомные реципрокные и робертсоновские транслокации, а также перекрывающиеся инверсии у различных видов млекопитающих вызывают сперматогенный арест.

Молекулярные механизмы хромосомной стерильности неясны, но один ключ подходит для понимания аномальной Х-хромосомной ассоциации, наблюдаемой у стерильных самцов в мейозе, несущих структурные перестройки. В течение нормальной пахитены самцов половые хромосомы ассоциировали с ядерной структурой, известной как половой пузырек. Аутосомальный хроматин никогда не соприкасается с половым пузырьком нормальной пахитенной клетки, но этот барьер теряется в различных типах стерильности по Холдейну (Haldane, 1922). Неспаренные асинаптические районы перестроенной аутосомы показывают ярко выраженную тенденцию, направленную на аномальную ассоциацию и даже гетеросинапсис между перестроенными аутосомами и Х-хромосомой. Это подтверждается в широком спектре хромосомных перестроек у стерильных самцов, таких, как перекрывающиеся инверсии, третичные трисомики или Робертсоновские транслокации (Forejt, 1985). Универсальность этого феномена у млекопитающих был документирована, обнаруживая аналогию с X-аутосомной ассоциацией у стерильных мужчин (Chandley, 1986; Johannisson et al.,1993) хромосомальных стерильных быков и лошади (Power, Gustavssoh et al., 1992 ). Проникновение в половые пузырьки аутосомного гетерохроматина связано с гетерохроматизированием аутосомных пар хромосом и деконденсацией X-Y хромосом (Richler et al.,1989, 2001), что могло определить прекращение Х-инактивации. Однако, экспрессия гена Xist в спермато генных клетках стерильных самцов очевидно не была эффективной. (Kay et al., 1993), и сообщения о дерепрессии Х- сцепленных генов в сперматогенных клетках стерильных самцов еще должны быть подтверждена.

Локальный асинапсис гомологичных аутосом и последующие X-хромосомные ассоциации и гетеросинапсис являются, по-видимому, более общим мейотическим феноменом, потому что они наблюдались также у стерильных межвидовых гибридов и у стерильных гомозигот по рецессивным нуль мутациям Pms2 ДНК mismatch- repair gen (Baker et al,1995).

Открытие Х-хромосомной и аутосомной ассоциации приводит к гипотезе, объясняющей хромосомную самцовую стерильность, как следствие интерференции с Х- хромосомой. Генетическая интерференция связана с частотой рекомбинации генов, близко расположенных друг от друга.

Инактивация Х- хромосомы у самцов в пахитенных сперматоцитах. Альтернативная идея была основана на факте, что самцово-стерильная транслокация оказывали влияние на гаметогенез самок. Предполагается, что асинапсис сам по себе имеет стерилизующий эффект и Х-хромосомная инактивация в аномальных половых пузырьках не имеет функционального эффекта (Mittwoch et al., 1990). Последний аргумент был изменен в элегантном эксперименте Иоганиса и Винкинга (Jogannisson, Winking, 1994), которые показали образование длинной цепи или кольца Робертсоновской транслокации с моноплечовой гомологией. Для обоих фенотипов отчетливо наблюдался асинапсис, но только самцы с цепью показывали Х- аутосомную ассоциацию в аномальном половом пузырьке и были стерильными.

Хромосомная стерильность и X -хромосомная инактивация.Итерферетщя с нормальной инактивацией Х-хромосомы у самцов в мейозе была рассмотрена в качестве возможной причины стерильности носителей Х-хромосомной транслокации у дрозофилы и млекопитающих (Lifshyts, Lindsley, 1972). Инактивация Х-хромосомы у самцов в мейозе еще не определена на молекулярном уровне, но, как оказывается, представляет более старый эпигенетический механизм, чем X-хромосомная инактивация соматических клеток самок млекопитающих. Она, возможно, направляется с помощью различных молекулярных механизмов. Это очевидно на сперматогенезе дрозофилы, где рассматривается метилирование DNA Xist гена. Недавно показанная транскрипция Xist гена может быть необязательна для инактивации X-хромосом в соматических клетках самок млекопитающих (Penny, 1995), но для инактивации Х- хромосомы у самок дрозофилы требуется участие Xist гена, контролирующего этот процесс. В то же время он отсутствует в клетках самцов за исключением семенников. Транскрипты Xist были определены с помошью РТ- ПЦР в сперматогенных клетках или перед стадиий пахитены, но не влияли на прохождение сперматогенеза (McGarrey,1999). Однако, уровень экспрессии Xist в семенниках в 100 раз ниже, чем в соматических клетках самок (Kay et al,1993 ), что вызывает вопрос о функциональном значении самцового мейоза. Имеется, однако, точное, основанное на экспресси индивидуальных генов, доказательство того, что Х-хромосома действительно инактивируется в течение мейоза самцов. Оказывается, что транскрипционная активность некоторых Х-сцепленных генов может быть установлена в гаплоидных сперматидах после мейоза (Saldo, 1992).

X и Y хромосомы мышей реплицируют их ДНК в поздней S-фазе в позднем митотическом цикле сперматогониев перед самим мейозом. Их хроматин является более конденсированным, чем у аутосом и их транскрипционная активность, определяемая с помощью инкорпорацию Н

3 тимидина, отсутствует. Как упоминалось выше, в первичных пахитенных сперматоцитах, X и У хромосомы локализованы в половом пузырьке.

Различия в Х-хромосомной транскрипционной активности является наиболее очевидным эпигенетическим различием между самцами (функционально Х- нулесомик) и самками (функционально Х- дисомик) в гаметогенезе. Активность статуса особенного Х-хромосомного гена могла бы объяснить различия, созданные отцовскими и материнскими аллелями аутосомных мпринтин говых генов. Выраженность сперматогенетического ареста, вызванная особенностями самцово-стерильными перестройками в этом случае зависит от генетических модификаторов.

Предполагают, что Х-хромосомная инактивация в мейозе самцов или Х-У синапсис и рекомбинация в РА районе имеет место как составляющие постоянного мейотического механизма, действующего на гибридную и хромосомную стерильность. Однако, перед тем, как эти идеи могут быть проверены на молекулярном уровне, необходимо ответить на некоторые основные вопросы, такие как: сравнима ли функционально мейотическая X-хромосомная инактивация с соматической Х-хромосомной инактивацией; инактивируют ли тест-пецифические Х-сцепленные гены на транскрипционном уровне или изменяется конформация ДНК и изменяется процесс транскрипции -транскприпционная активность? Когда начинается инактивация и метилирование ДНК, в течение дифференцирования сперматогоний или с началом мейоза? Реплицирует ли ДНК во время X-хромосомных изменений у терильных самцов? Имеет ли отношение генетическая инактивация мейотической Х-хромосомы к Х-У синапсису в РА районе? Какая транскрипционная регуляция У-сцепленных генов внутри или вне РА-района в течение сперматогенеза? Какова роль Xist в экспрессии нормальной спермы?

Клонирование НяГ генов и их молекулярный анализ скоро позволит ответить на вопрос об их функции в дифференциации зародышевых клеток млекопитающих, а также и прояснит молекулярные механизмы образования видов.

Специфическое функционирование генов в процессе мейоза направлено на дифференциацию гамет и имеет свои особенности у разных организмов (формирование специальных структур, амплификация рибосомных генов, инактивация отдельных генов половых хромосом). Иммунноцитохимически показано, что у самцов мышей, гетерозиготных по транслокации Серля происходит перераспределение белков ХУ40 и ХУ77, формирующих в норме половое тельце и связанных с осями половых бивалентов. ХУ40 перемещается по оси тетравалента, а белок Мг 70000 формирует полумесяц на периферии ядра (Кгакуэку е1 а1., 1997,1998)

Возможные механизмы стерильности, эффекты ощибки синапсиса.

Механизм частичной или полной стерильности, часто связанный с ошибками мейотического синапсиса в хромосомах или части хромосомы, по-видимому, является общим у гетерозигот при хромосомных перестройках и у гибридов между близко родственными видами. В большинстве случаев, стерильность связана с мейотическим арестом в профазе 1, часто в пахитене, или перед метафазой.

Вопрос может поставлен так: мейоз останавливается, потому что хромосомы неправильно конъюгируют или хромосомы неправильно синаптируют, потому что мейоз останавливается (М1к1оз е1 а1., 1974,МаЬаёеуа1аЬ, 1993). Махадевиах с соавт.(МаЬаёеуа1аЬ е1 а1,1993) не считают, ассоциации единственной причиной нарушения сперматогенеза, подчеркивая необходимость учитывать влияние факторов внешней среды и генетического фона. Есть несколько гипотез, которые обьяняют нарушение сперматогенеза на ранних этапах мейоза у самцов- носителей -хромосомных перестроек. Чандли (СЬапсИеу, 1986 предлагает гипотезу, согласно которой ошибки синапсиса в раннем мейозе вызывают повреждение сперматогенеза. Однако Миклош, Бурджоне и Баркер считают, что в участках негомологичного спаривания развивается сложный процесс, проводящий к дегенерации ядер. Гипотеза Лифшица и Линсдея ([^сИ^, ЫпсЫеу, 1972), которая была экспериментально подтверждена Форейтом (Боге]!, 1996) и другими авторами, все-таки не дает объяснения молекулярного механизма такой ассоциации.

Вероятно, в регуляцию процессов конъюгации половых хромосом вовлечены не только структурные Х-У специфичные гены, но, опосредованно, и ряд расположенных на аутосомах последовательностей ДНК и генов, обладающих в основном регуляторными функциями. К подобным могут быть отнесены избирательно экспрессирующиеся на различных стадиях мейоза в сперматогенезе гены района ¿-комплекса хромосомы 17 домовой мыши. Их скорее регуляторная, нежели структурная роль косвенно доказывается сложностью картины изменения фертильности самцов в. зависимости от цис-транс положения групп генов района ¿-комплекса при объединении различных частичных гаплотипов в компаунде или при введении Робертсоновской транслокации в транс-положение к ¿-гаплотипу.

На регуляторную роль ¿-специфических последова тельностей в процессах сперматогенеза и в первую очередь в синапсисе Х-У хромосом указывает и цитогенетическое обнаружение феномена ассоциации X-хромосомы и аутосомы 17 у стерильных самцов 1х Лу . Возможно, что у данных особей имеется и отсутствие конъюгации в псевдоаутосомальном районе Х-У. Однако, как было отмечено выше, самцы мышей подобного генотипа в отношении структурных перестроек (серии инверсий) представляют собой скоре гомо-, чем гетерозиготы .

Таким образом, обнаруживаемый эффект стерильности этих самцов может быть объяснен взаимодействием собственно ДНК-последова тельностей в составе района ¿-комплекса, обладающих, по-видимому, регуляторной функцией, что приводит к такому же результату, как и наличие крупной структурной аутосомной аберрации в етерозиготной форме.

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Сафронова, Лариса Дмитриевна, 2004 год

1. Аксенова Т.Г. Особенности строения сперматозоидов и их значение в систематике серых полевок. (Rodentia, Microtus). В сб. Функциональная морфологгия и систематика млекопитающих. 1978. Ленинград. АН СССР. Зоологический институт. С.91-101.

2. Аффи А. Эйзен. Статистический анализ, подходы к использованию ЭВМ. !982. Изд. Мир. Москва.

3. Ахвердян. М.Р. Цитогенетическое и систематическое исследование близких видов видов двойников полевок фауны Закавказья . 1989 . Автореф. диссер. канд. биол. наук. Москва. ИБР. С.22.

4. Ахвердян М.Р., Ляпунова Е.А., Воронцов Н.Н. Кариология и систематика кустарниковых полевок Кавказа и Закавказья (Terrícola, Arvicolinae, Rodentia // Зоологический журнал. 1992.Т.71.вып.З.С.96-109.).

5. Баранов В.С. Дыбан А.В. Анализ нарушения сперматогенеза и эмбриогенеза млекопитающих у самцов -мышей, гетерозиготных по транслокациям. Генетика. 1986.Т.4. №2.С.70-83.

6. Баскевич М.И. О кариотипической дифференциации кавказских популяций обыкновенной полевки (Rodentia, Cricetidae, Microtus). Зоологический ж-л. 1996. Т.75. Вып.2. С.297-308

7. Богданов Ю.Ф,., Коломиец О.Л. Кариотипирование на основе синаптонемных комплексов и применение этого методо в цитогенетике. Генетика. 1985. Т. 21. №5. С.793-802.

8. Богданов Ю.Ф. Изменчивость и эволюция мейоза Генетика. 2003. Т. 39. №4.С.453-471.

9. Богданов Ю.Ф. Молекулярная концепция мейоза выдерживает испытание. Итоги Четвертой Европейской конференции по мейозу. Генетика.2000. Т.36. №4.С.585-590.

10. Богданов Ю.Ф.Европейский симпозиум по мейозу и рекомбинации.Генетика. 1998. Т.34.№ 12.С. 1726-1728.

11. Богданов Ю.Ф.Ультраструктура хромосом в мейозе и синаптонемный комплекс. Цитология и генетика мейоза. Ред: Хвостовой В.В,.Богданова Ю.Ф. М. Наука. 1975.С.58-95.

12. Н.Борбиев Т.Э., Коломиец О.Л., Борисов Ю.М., Сафронова Л,Д., Богданов Ю.Ф. Синаптонемные комплексы А- и В- хромосомсперматоцитов Восточно-Азиатской мыши Apodemus peninsulae II Цитология, 1990, Т.32 , N2, С. 193-198.

13. Боре ль /1992. Статистика.

14. Бородин П.М. Закономерности синапсиса половых хромосом в профазе мейоза млекопитающих. Автореф дис. докт. биол наук. Новосибирск. 1992.

15. Бородин П.М., Горлов И.П. Цитогенетические последствия гибридизации между дикими и лабораторными мышами.// Генетика. 1986, Т.22, вып. 5, С.855-860.

16. Бородин П.М., Горлов И.П. Цитогенетические эффекты гибридизации между дикими и лабораторными мышами. // Грызуны: Тез. Докл. 4 Всесоюзного совещания, JL, 1983, С.109-110

17. Бородин П.М., Саблина О. В, Закиян С. М. Нестерова , Мейер ИН. Морфология и поведение в мейозе половых хромосом у четырех видов полевок рода Microtus. //Генетика. 1991.Т.87.С. 1059-1065.

18. Булатова Н.Ш., Котенкова Е.В., Лялюхина С.И. Фертильность гибридов и Цитогенетический эффект гибридного дисгенеза в скрещиваниях курганчиковой, домовой и лабораторных мышей. Доклады АН СССР.1986. №4.С.1018-1029.

19. Булатова Н.Ш., Наджафова Р.С.Б Котенкова Е.В. Отсутствие изолирующего эффекта транспозиции ЯОР при межвидовой гибридизации мышей. ДАН. 1996. Т.351. №3. С.419-422. Докл.АН 1996. Т.351.№ С. 419-421

20. Воронцов H.H., Раджабли С.И., Ляпунова Е.А. Кариологические различия различия аллопатрических форм подвидов хомячков и гетероморфизм половых хромосом самок //ДАН СССР. 1967.Т. 172. С.703-705.

21. Горлов И.П. Цитогенетический анализ спаривания хромосом и рекомбинации у мышей, гетерозиготных по реципрокной транслокации Т(14;16)6СА. Генетика, 1990. Т.26. С.1178-1186.

22. Горлов И.П., Бородин П.М. Влияние эмоционального стресса на частоту мейотич еских нарушений у самцов мышей. Генетика, 1986, Т.22, №6, С. 1019-1024.

23. Графодатский A.C., Лушникова Т.П., Раджабли С.И. Особенности распределения повторяющихся последоват ельностей ДНК в половых хромосомах четырех видов грызунов. Цитология, 1985. Т.27. С.1308-1310.

24. Графодатский A.C., Лушникова Т.П., Раджабли С.И. Особенности распределения повторяющихся последоват ель ностей ДНК в половых хромосомах четырех видов грызунов. Цитология, 1985. Т.27. С.1308-1310.

25. Графодатский A.C., Раджабли С.И.Хромосомы сельскохозяйственных и лабораторных животных. //Атлас, Новосибирск, "Наука", 1988, С. 108-109.

26. Графодатский A.C., Раджабли С.И.Хромосомы сельскохозяйственных и лаборат орных животных.//Атлас, Новосибирск, "Наука", 1988, С.108-109.

27. Гришаева Т.М., Богданов Ю.Ф. Синаптонемные комплексы у особей дрозофилы с измененной формулой половых хромосом ДАН, 1984, Т.279, С.750-752.

28. Демин Ю.С Сафронова JI .Д., Шустрова И.В. Орлов В.А. Описание коллекции í-аллелей домовой мыши (Mus musculus) // Успехи сов. генетики, 1989, вып. 16, С.90-95.

29. Демин Ю.С., Сафронова Л.Д, Паневина Н.Д. Цитогенетика робертсоновских транслокаций у млекопитающих // ДАН СССР, 1983, Т.272, №1, С.204-207.

30. Демин Ю.С., Сафронова Л.Д. Анализ постсегрегационного действия генов в гаметах мышей // ДАН ССС, 1972, Т.207, N6, С. 1461-1463.

31. Демин Ю.С., Сафронова Л.Д. Генетика локуса Т домовой мыши (Mus muscuius) II Успехи современной генетики, 1980, вып. 9, С 97-142.

32. Демин Ю.С., Сафронова Л.Д. Презиготический отбор // Успехи современной генетики, 1985, вып. 13. С.202-245.

33. Демин Ю.С., Сафронова Л.Д. Факторы, влияющие на комплементацию у компаундов по летальным гаплотипам локуса Т домовой мыши // ДАН СССР. 1982, Т267, N3, С. 753-755.

34. Демин Ю.С., Сафронова Л.Д. Хромосомный полиморфизм и презиготический отбор // XIУ Международный генетический конгресс (материалы), 1978,Т., С.35-39.

35. Демин Ю.С., Сафронова Л.Д. Цитогенетическое влияния женского генотипа на интенсивность презиготического отбора у мышей-носителей гаплотипов t6 и ti 2 в локусе Т // Генетика, 1981, T17,N 4, С 637-644.

36. Демин Ю.С., Сафронова Л.Д. Цитогенетическое изучение презиготического отбора у мышей-гетерозигот по гаплотипам локуса Т // ДАН СССР. 1980. Т 245. С.1469-1471.

37. Демин Ю.С., Сафронова Л.Д. Эффект женского генотипа на неменделевское расщепление в потомстве самцов-носителей t-гаплотипов у домовой мыши // ДАН СССР. 1980. Т 243, N5, С1306-1308.

38. Демин Ю.С., Сафронова Л.Д., Баскевич М. Отклонения от менделевского наследования (1:1) у мышей как результатдействия в гаметогенезе аллелей локуса Т // Генетика, 1976, Т.22, N7, С.64-67

39. Демин Ю.С., Сафронова Л.Д., Баскевич М.И. Анализ отклонения от менделевского расщепления (явление segregation distortion) на примере i-аллелей у мышей // Генетика. 1975. Т.П. С.59-65.

40. Демин Ю.С., Сафронова Л.Д., Баскевич М.И. Генетика гамет млекопитающих: анализ постсегрегационного эффекта в гаметах мышей // Генетика, 1973, Т9, N1, С.85-91.

41. Демин Ю.С., Сафронова Л.Д., Лапкин Ю.А. Модифицирующее влияние генотипа самок на частоту передачи i-гаплотипов потомству от самцов компаундов Т-6 у мышей // Цитология и генетика, 1978, Т12, N1, С.36-39.

42. Коломиец О.Л., Ляпунова Е.А., Мазурова Т.Ф., Янина И.Ю. Богданов Ю.Ф. Участие гетерохроматина в формировании цепочек синаптонемных комплексов у животных, гетерозиготных по робертсоновским транслокациям.\\ Генетика, 1986,Т.22,№6,С.273-283 .

43. Коломиец О.Л., Мазурова Т.Ф., Богданов Ю.Ф. и др. Исследования синаптонемных комплексов хромосом мышей после длительного введения неоаквасепта. Генетика, 1993, Т.29, №12, С.1982-1991.

44. Кудрявцев И.В., Кудрявцев П.И., Лимонов В.И. Место и время оплодотворения ооцитов в половых путях с.х. животных. // С.х. биология. Сер. биол. животных, 1992, №6, с.21-26

45. Кудрявцев И.В., Сафронова Л.Д., Кудрявцев П.И. Генетический контроль сперматогенеза и детерминация пола у млекопитающих // Онтогенез. 2003. Т.34. N6. С.405-416.

46. Курило Л.Ф. Генетический контроль за половой дифференцировкой и некоторыми этапами репродукции человека // Кн.: Многоликость современной генетики человека. Москва, Уфа, 2000, С. 51-60.

47. Лавренченко Л.Ф., Булатова Н.Ш.Таксономические аспекты гибридиза ции некоторых форм домовых мышей. // Эволюционные и генетические исследования млекопитающих: Тез. Докл. Всесоюзн. Совещания. Ч.П. Владивосток, 1990, С. 42-43 Л.Ф.

48. Лавренченко Л.Ф., Котенкова Е.В., Булатова Н.Ш. Экспериментальная гибридизация домовых мышей . В кн.« Домовая мышь», Наука, Москва, 1994, С.93- 115.

49. Ляпунова Е.А., Баклушинская И.В., Коломиец О.Л., Мазурова Т.Ф. Анализ плодовитости гибридов разнохромосомных форм слепушонок надвида Ellobius tancrei, отличающихся по одной паре робертсоновских транслокаций. Докл. АН СССР. 1990. Т.310. №3. С.721-723.

50. Малыгин В.М Левенкова Е.С., ,Ахвердян М.Р.,Сафронова Л.Д. Сравнение синаптонемных комплексов самцов-гибридов кавказских кустарниковых полевок рода Terrícola (Rodentia,М1сгойпае).//Зоология. 2000,Т.79. N 3 С 348-356

51. Малыгин В.М Сафронова Л.Д Левенкова Е.С. Генетические и хромосомные механизмы с проявлением гибридной стерильности у грызуновю В кн: Систематика и филогения у зайцеобразных. М.2000.С.195-109.

52. Малыгин В.М. Обыкновенная полевка. Наука.1983

53. Малыгин В.М., Саблина С.В. В кн Обыкновенная полевка: виды-двойники.М.Наука. 1994. С.7-26.

54. Малыгин В.М., Сафронова Л.Д., Левенкова Е.С. Генетические и хромосомные механизмы проявления гибридной стерильности у грызунов. Сб. Систематика и филогения грызунов и зайцеобразных. Москва, 2000, С105-108.

55. Мамбетов А.Х.,1986 Использование методов гибридизации в систематике рода Pitymys. Грызуны Тезисы докладов У11 Всесоюзного совещанияТ1, Свердловск.Уральское отд. АНСССР, С.82

56. Мейер М.Н. Систематика и внутривидовая изменчивость серых полевок Дальнего Востока (rodentia, Cricetidae). (Rodentia, Microtus). В сб. Систематика и морфология млекопитающих. 1978. Ленингирад. АН СССР. Зоологический институт. С.3-62.

57. Мейер М.Н. Систематика и внутривидовая изменчивость серых полевок Дальнего Востока (rodentia, Cricetidae). (Rodentia, Microtus). В сб. Систематика и морфология млекопитающих. 1978. Ленинград. АН СССР. Зоологический институт. С.3-62.

58. Мейер М.Н. Закаспийская (Microtus transcaspicus Satunin, 1905) и киргизская (Microtus Kirgisorum Ognev, 1950) полевки Средней Азии и Казахстана, в: Труды Зоологического института. АН СССР Т.99. Ленинград. 1980. С.3-61.

59. Мейер М.Н. Закаспийская (Microtus transcaspicus Satunin, 1905) и киргизская (Microtus Kirgisorum Ognev, 1950) полевки Средней

60. Азии и Казахстана. Труды Зоологического института. АН СССР Т.99. Ленинград. 1980. С.3-61.

61. Мейер М.Н., Голенищев Ф.Н., Раджабли С.И., Саблина O.JI. Серые полевки фауны России и сопредельных территорий. Труды зоологического ин-та. Т.232. Санкт-Петербург. РАН. 1996.

62. Орлов В.Н. Становление изолирующих механизмов у полевок рода Clethrionomys сб.Проблемы эволюции. Том1. Наука Сибирское отд./Новосибирск.

63. Петросян В.Г., Сафронова Л.Д., Шустрова И.В., Иванова Т.И., Орлов В.Н.Анализ вариабельности фенотипических признаков t -гаплотипов на основе многолетних данных коллекций мышей. // 111 съезд ВОГиС. Т.1.С. 56.

64. Погосянц Е.Е. О некоторых особенностях мейоза у млекопитающих.// Сб. Цитология и генетика мейоза. М.Наука,1975,С.42-56.

65. Погосянц Е.Е. О некоторых особенностях мейоза у млекопитающих.Цитология. 1971. Т.13. N4. С.447-453 .

66. Погосянц Е.Е., Сокова О.И., Янович Л.И. Нормальный кариотип джунгарского хомячка Phodopus sungorus campbelli. Цитология. 1970. Т.12. №10. С.1297-1306.

67. Прокофьева-Бельговская А.А. Гетерохроматические районы хромосом. М.: Наука. 1986. 530 С

68. Райцина С.С. Сперматогенез и структурные основы его регуляция. М.: Наука. 1983, С206

69. Рогачева М.Б. Цитогенетический анализ межрасовых гибридов Suncus murinus (Insectívora, Soricidae) . Автореф . диссерт. канд . биол. наук. Новосибирск, 1997. С 25 .

70. Calvin H.J.,.Casper G.W.,Wallace E.W. Evidence that selection on the sperm in associaeted with a cysteine rich structure protein of the mitochondrial capsula. Gamete Res. 1981. V.l. P. 139-149

71. Сафронова Л .Д., Шустрова И.В. Митрофанов В.Г. Генетический анализ влияния радиации на мышей, несущих Г-гаплотипы. Сообщение 1. ДСП. 1988.

72. Сафронова Л .Д., Шустрова И.В. Цитогенетический анализ изменений синаптонемного комплекса под воздействием повышенного радиационного фона на мышей, несущих летальные í-гаплотипы. ДСП. 1990.

73. Сафронова Л.Д, Малыгин В.М., Левенкова Е.С., Орлов В.Н. Цитогенетические последствия гибридизации хомячков Phodopus sungorus и Ph. campbelli // Докл. АН СССР, 1994, Т.29, N5, С.869-872.

74. Сафронова Л.Д, Орлов В.Н. Поведение хромосом в пахитене у самцов мышей, гетерозиготных по различным транслокациям (Rb 8,17) Т ( 16,17) 43Н // Генетика, 1993, Т29, N16,01014-1025.

75. Сафронова Л.Д. Электронно-микроскопический анализ синаптонемных комплексов у самцов-гибридов // Онтогенез, 1999, Т 30, №4, С 255-266.

76. Сафронова Л.Д., Васильева Н.Ю. Мейотические аномалии у межвидовых гибридов хомячков Ph. sungorus (Pallas, 1773) и Ph. campbelli (Thomas, 1905) // Генетика, 1996, Т.32, №4, С. 186-194.

77. Сафронова Л.Д., Коломиец О.Л., Богданов Ю.Ф., Сафронов В.А., Мазурова Т.Ф. Ассоциация между синаптонемными комплексами половых и аутосомных бивалентов у самцов tx/ty мышей как возможная причина их стерильности // Генетика, 1988, Т.24, N7, С.1187-1198.

78. Сафронова Л.Д., Кудрявцев И.В. Нарушение соотношения передачи, стерильность и контроль функции сперматозоидов t-комплекса // Генетика, 2001, Т 37, N 9, С.1198- 1206

79. Сафронова Л.Д., Кудрявцев И.В. Стерильность самцов, обусловленная функциональными особенностями сперматозоидов мышей, несущих ¿-комплекс // Онтогенез, 2002, Т 30, (в печати).

80. Сафронова Л.Д., Левенкова Е.С., Мейер М.Н. Электронная микроскопия мейоза экспериментальных гибридов крыс Rattus rattus и Rattus flavipectus II 2000. Сб. Систематика и филогения грызунов и зайцеобразных. Москва, Cl49-151.

81. Сафронова Л.Д., Мазин С.М. Таксономические аспекты полиморфизма по Т-комплексу у домовых мышей. Тез.докл. 4 Съезд ВТО; 1986, Т.1;С,79.

82. Сафронова Л.Д., Шустрова И.В. Генетическая и молекулярная характеристика нового природного гаплотипа twMP домовой мыши (Mus domesticus) из Перу // Генетика. 2003. Т.39. N11. С.1170-1173.

83. Сафронова Л.Д., Шустрова И.В. Митрофанов В.Г. Генетический анализ влияния радиации на мышей, несущих /-гаплотипы. Сообщение 2. ДСП. 1990.

84. Сафронова Л.Д., Шустрова И.В. Орлов В.А., Митрофанов В.Г. Генетический анализ комплементации летальных /-гаплотипов мышей // Генетика, 1989, Т25, N 9, С 1619-1625.

85. Сафронова Л.Д., Шустрова И.В. Орлов В.А., Митрофанов В.Г. Генетический анализ фертильности самцов-мышей, несущих различные í-гаплотипы // Генетика, 1989, Т25, N10, С.1836-1842.

86. Сафронова Л.Д., Шустрова И.В. Электронно-микроскопический (ЭМ) анализ синаптонемных комплексов сперматоцитовгибридов диких и лабораторных мышей, несущих t -гаплотипы.// 111 съезд ВОГиС. Т. 2. С. 299.

87. Сафронова Л.Д., Шустрова И.В., Митрофанов В.Г. Влияние повышенного радиационного фона на мышей, несущих летальные í-гаплотипы // Генетика, 1998, Т.34, N5, С.682-687.

88. Сафронова Л.Д., Шустрова И.В., Митрофанов В.Г. Нарушение соотношения передачи у самцов мышей, несущих транслокацию Rb (8.17) 1 em в сочетании с í-гаплотипами // Генетика, 1993. T.29.N 12, С. 1992-1999.

89. Сафронова Л.Д., Шустрова И.В., Рысков А.П. Структурная организация и эволюция ¿-комплекса рода Mus // Генетика, 2000, Т36, N 11, С.1454-1463.

90. Сафронова Л.Д, Черепанова Е.В., Васильева Н.Ю. Особенности первого деления у гибридов хомячков Ph. sungorus и Ph. campbelli гибридов от возвратных скрещиваний // Генетика, 1999, Т.35, № 2, С 229-234.

91. Соколов В.Е., Васильева Н.Ю. Гибридизационный анализ подтверждает видовую самостоятельность Phodopus sungorus (Pallas, 1773) и Phodopus campbelli (Thomas, 1905). Докл. РАН. 1993. Т.332. N1. С. 120-123.

92. Соколов В.Е., Черепанова Е.В, Сафронова Л.Д, Васильева Н.Ю, Орлов В.Н. Нарушение мейоза у межвидовых гибридов хомяков Phodopus sungorus и Ph. campbelli II Зоология, 1998, T.11, №3, C.355-363.

93. Шустрова И.В., Сафронова Л.Д., Митрофанов В.Г. Характеристика новых частичных гаплотипов гаплотипов ¿M1, ¿M2,. ¿M3, М4 //Генетика, 1991, Т.27, N10, С .1010-1012.

94. Шустрова И.В., Токарская О.Н., Сафронова Л.Д., Рысков А.П. Генетический и молекулярный анализ новых рекомбинантных t-гаплотипов ¿M8 и ¿M9 // Генетика, 1995, Т31, N3, С 361-367.

95. Шустрова ИВ, Токарская ОН, Чекунова АИ, Сафронова ЛД, Рысков АП. Полиморфизм специфичных ДНК элементов проксимальной части хромосомы 17 у мышей рода Mus // Ге

96. Andr J. Contribution a la connaissance de chromosome. Etude de ses modification ultrastructurale la spermatogenese. J.Ultrastructurct. Res. 1962. V.3.15-1855.

97. Artzt K, Abe K., Uthara H., Bennett D. Intra H-2 recombination in t-haplotypes shows a hot spot and close linkage of l-tw5 to H-2k // Immunogenetics. 1988

98. Artzt K.,Bennett D, Analogies between embryonic (T/t) antigens and aduilt major histocompatibility (H-2) antigens. Nature, 1975 ,256,5518,545-547

99. Ashley T. G-band position effects on meiotic synapsis and crossing over. //Genetics, 1988, V.l 18, P.307-317.

100. Ashley Т., Caceiro N.L.A. Correlation between meiotic behavior and breakpoints with respect to G-bands in two X-4 mouse translocation T(X:4)7R1 and T(X:4)8R1.// Cytogenet. Cell Genet. 1990, V.53, P.178-184

101. Ashley Т., Jaarola M., Fredga K. Absens of synapsis during pachynema of the normal sized sex chromosomes of Microtus arvalls // Heredltas. 1989. V.3. P. 295-304.

102. Avner P., Bishop C., Amar L., Cambrou J., Hatat D., Arnaud D., Mattei M.G. Mapping the mouse X chromosome: possible symmetry in the location of a family of sequences on the mouse X and Y chromosomes. Development. 1987. V. 101 (Suppl) P. 107-116.

103. Ayoub N., Richler C., Wahram J. Xist RNA is associated with the transcriptionally inactive XY body in mammalian male meiosis // Chromosoma. 1997. V. 106, N1, P. 1-10.

104. Baarends W.M., Grootegoat J.A. Chromatin dynamics in the male meiotic prophase. Cytogenet. Genome Res.2003. V.l03. p.225-234.

105. Baudat F., Manova K., Yuer J., Jasin M., Keenney S. Chromosome synapsis defects and sexually dimorphic meiotic progression in mice lacking Spol 1 // Molecular Cell. 2000. № 6, P. 989-998.

106. Baverstock P.R., Gelder M., Jahnake A. Chromosome evolution in Australian Rattus G-banding and hybrid meiosis.//Genetics. 1983. V.60. P.93-103.

107. Baverstock P.R., Watts C., Hugarth J., Robinson.,/ Chromosome evolution in Australian rodents 11 the Rattus group. / Chromosoma , 1977, V.61, 95-125.

108. Bennett D, Dunn L.C. Studies of effects of t-alleles in the house mouse on spermatozoa.IIQuasisterility caused by different combination of alleles. J. Reprod. Fertil. 1969. V.20. N2. P.239-246.

109. Bennett D, Dunn L.C. Transmissions ratio distorting genes on chromosome X and their interactions. In: : Proc Sympos. Immunogenetics of H-2. System. Basel, Kager, 1971, p.90-100.

110. Bennett D, Dunn L.C., Artzt K., Genetic change in mutation at the locus T/t in the mouse . Genetics, 1976, V.83, N2, p.361-372

111. Bennett D, Dunn L.C., Effects on embryonic defelopment of agroup of genetically similar lethal alleles derived from different populations of wild house mice. J. Morphol. 1958.V103,P.135 152.

112. Bennett D. The T- locus of the mouse./Cell. 1975.V.6. P.441-454

113. Bennett D., Dunn L.C. Studies of effects of t-alleles in the house mouse on spermatozoa. I. Male sterility effects. Reprod. Fertil. 1967.V .13 .N3.P.421-426.

114. Bennett D., Dunn L.C. Further studies of mutation (Low) which distorts transmission ratio in the house mouse. Genetics. 1971, V.67,V4.P.543-558

115. Bennett D., Dunn L.C. Studies of effects of t-alleles in the house mouse of spermatozoa. 1. Male sterility effects. J.Reprod.Fertil. 1967. V13 .P.421 -428.

116. Bennett D.,Boyse E.A.,01d L.J. Cell surface immunogenetics in study of morphogenesis. 1972 In: Proc.lll Lepetit Colloquim // Cell interactions. / ed. Silverstri L.G. // Amsterdam. North-Holland P.249.

117. Bennett, D., Dunn L.C, Badenhausen S. A second group of similar lethals in populations of wild house mice. Genetics, 1959,V. 44. P.795-802.

118. Bianchi N.O., Bianchi M.S., Tolvanen R., de la Chapelle A., The sex determining region Y gene (Sry) in Akodon ( Cricetidae) species with XY females.// 11th International chromosome conference, 1992, Edinburgh,p.55.

119. Biddle F.G., Eales B.A., Dean W.L. Haldene's rule and heterogametic female and male sterility in the mouse.// Genome, 1994, V.37, P.198-202.

120. Bishop D.K., Park D., Xu L., Kleckner N. A meiosis-specific yeast homolog of E.coli recA required for recombination, synaptonemalcomplex formation, and cell cycle progresson. Cell. 1992. V.69. P.439-456.

121. Bishop, C.E. Mouse Y-chromosome. // Mammalian Genome. 1996. V.№6, P.331-333.

122. Borodin P.M., Gorlov I.P., Agulnic A.I., Agulnic S.I., Ruvinsky A.O. Chromosomt pairing and rekombination in mice heterozygous for diferent translokations in chromosomes 16 and 17.// Chromosoma. 1991. V.101 P.252-258

123. Borodin P.M., Rogatcheva M.B., Zhelezova A.I., Oda S. Chromosome pairing in inter-racial hybrids of the mouse musk shrew ( Suncus murinus, Insectívora, Soricidae). //Genome, 1998 N41, P.79-90, 1998

124. Braden A. T-locus in mice: segregation distortion and sterility in the male. In: The Genetics of the Spermatozoon, Edinburgh-N.Y. 1972. P.289-305.

125. Braden A., Glueckschen S. Influence of time of mating on the segregation ratio of alleles at the T-locus in the house mouse.// J.Exp.Zool. 1958. V.138. №3. P.431-482

126. Bruer A.N., Scott J.S., Henderson L.M Cytogenetic and reproduction of sheep with multiple centric fusion Robertsonian translocation. J. Reprod. Fert ,1979, V.57. P. 363- 375.

127. Bruer A.N., Scott J.S., Henderson L.M. Aneuploid spermatocytes frequency in domestic sheep heterozygous for three Robertsonian translocations. J. Reprod. Fértil. 1981. V.63. P.61-66.

128. Bryson V. Spermatogenesis and fertility in Mus musculus as affected by factors at the T locus. // J.Morphol. 1944. V.74. №1. P. 131187.

129. Buermeyer A.B., Deschenes S.M., Baker S.M., et. al. Mammalian Mismatch repair // Annu. Rev. Genet., 1999, V.33, P.533-564.

130. Bullard D.C., Schimenti J. Molecular cloning and genetic mapping of the t-complex responder candidate gene family. Genetics. 1990. V.121. P.957-966.

131. Bullard D.C., Schimenti J. Molecular structure of Tcp-10 genes from the t-comlpex responder locus. Mammal. Genome. 1991. V.l. P.228-234.

132. Bullard D.C., Ticknor C., Schimenti J. Functional analysis of t-complex responder locus transgene in mice. Mammal. Genome. 1992. V.3.P.579-587.

133. Burgoyne P.S. The role of the mammalian Y chromosome in spermatogenesis// Development, 1997, V. 101, Supplement, P. 133-141.

134. Burgoyne T.S., Baker T.G. Meiotic pairing and gametogenic failure. In: C.W. Evans and H.G. Dickinson, eds. Controlling events in meiosis.//Company of Biologists, Cambridge, 1983.P. 349-362

135. Capanna E., Civitelli M.V., Cristaldi M. Chromosomal rearrangement, reproductive isolation and speciation in mammals. The case of Mus musculus. Boll. Zool. 1977. V.44, P.213-246.

136. Capel B., Swain A., Nicolis S., Hacker A., Walter M., Koopman P., Goodfellow P., Lovell-Badge R, Circular transcripts of the testis-determining gene Sry in adult mouse testis // Cell. 1993, V.73, P. 10191030.

137. Capel B. Swexin the 90s:SRY and the Switch to the male pathway. Ann. Rev. Physiol. 1998.V.60. p.497-523.

138. Capkova J, Gregorova S, Forejt J. Recessive lethal t- haplotypes increase the frequency of the partial trisomy of chromosome 17 ( including the T/t complex) among offspring of T(16,17) 43H female mice. Folia Biologica., 1986. V,32, P.26-35

139. Carpenter A.T.C., Baker B. On the control of the distribution of meiotic exchange in drosophila melanogaster. Genetics. 1982. V.101. P.81-89.

140. Carpenter, A.T.C. 1987. Gene conversion, recombination nodules, and the initiation of meiotic synapsis. // Bio Essaus, 6, 232-236.

141. Cattanach B.M., Mosely H. Non-disjunction and reduced fertility caudes by the tobacco mouse matacentric chromosomes. Cytogenet Cell Genet. 1973 . V.12. N4. P264.

142. Capanna E., Gropp F., Winking H., Noack G. Civitellii V.F. Robertsonian metacentrics in the Mouse. Chromosoma, 1976. V. 58.N4. P.341-353 .

143. Cebra-Thomas J.A., Decker C., Snyder L.C., Pilder S.N., Silver L.M. Allele- and haploid-specific product generated by alternative spicing from a mouse t -complex responder locus candidate. Nature. 1991, V.349, P.239-241.

144. Chambers S.R. Hunter N., Khazendhari K., Abdullah M.FF, Borts R. Roles of mismatch repair proteins during meiotic recombination // 4th European Meiosis meeting, Obertraun, Upper Austria, September 18-22. 1999. P.22.

145. Chandley A.C. A pachytene analysis of two male fertility paracentric inversions in chromosome 1 of the mouse and in the male sterile double heterozygote. Chromosome. 1982. V85.N1.P.127.

146. Chandley A.C. Effective pairing and recombination. //Hum. Genet, 1986, V.72, P.50-57.

147. Chandley A.C., Cooke H.J. Human male fertility -Y-linked genes and spermatogenesis. Hum Mol Genet, 1994, V.3, P.1449-1452

148. Chandley A.C., McBeath S. DNase I hypersensitivity characterizes the XY pairing region at meiosis in man. Chromosomes Today. 1987. V.9. P. 196-207.

149. Chandley A.C., Speed R.M., McBeath S., Hargreave T.E. A human 9; reciprocal translocation associated with male infertility analyzed at prophase and methaphase i of meiosis. Cytogenet. Cell Genet. 1986. V.41.P 145-159

150. Chandley et al., 1974 Cytogenet.Cell Genet,13,330-34.

151. Chandley A.C., Kun M., Inglis J., Cooke H., Hargreave T.B.,

152. Committee for Standartizzed karyotype of Rattus norvegicus Standart raryotype of the norway rat, Rattus norvegicus, // Cytogenet. Cell Genet. 1973, V.12, P. 199-205

153. Crouse G.F. Mismatch repair system in Saccharomyces cerevisiae // In DNA repair in prokaryotes and lower eukaryotes. Ed J. A. Nickoloff, Human Press, Totowa, NF.1998. P. 411-448.

154. Dai K. Synaptonemal complex analysis of domestic sheep (Ovis aries) with Robertsonian translocations. I. Pachytene karyotype substaging of normal sheep. //Genome 1994.37(4), 672-678

155. Dai K. Synaptonemal complex analysis of domestic sheep (Ovis aries) with Robertsonian translocations. II. Trivalent and pairing abnormalities in Massey I and Massey II heterozygotes. Genome. 1994.V.37.N4. P.679-689 .

156. Dai K., Gillies C.B. Synaptonemal complex analysis of domestic sheep (Ovis aries) with Robertsonial translocations. III. Deficient pairing and NOR role in Massey III heterozygotes. Genome, 1994, V.37, No.5. P.802-808.

157. Dai K., Gillies C.B., Dollin A.E. and Hilmi M. Synaptonemal complex analysis of hybrid and purebred water buffaloes (Bubalus bubalis). Hereditas, 1994, V. 121, P. 171-184.

158. Davidson D., Graham L., Speed R.M. YRRM- A gene family human Y chromosome which constitutes a candidate for AZF, a factor important in spermatogenetic control // Cytogenet. Cell Genet. 1994, V.67, P.392

159. Davisson M.T., Poorman P.A., Roderic T.H., Moses M.J. A pericentric inversion in the mouse.// Cytogenet Cell Genet, 1981, V.30, N2.P.70-76.

160. De Boer P., De Jong J.H. Chromosome pairing and fertility in mice. In: Fertility and chromosome pairing: recent studies in plants and animals.// Edited by Gillis C.B. CRC Press, Boca Raton, Fla. 19 . P.37-76.

161. De Boer P., Searl A.G., van der Hoeven F.A., de Rooij D.G., Beechey C.V. Male pachytene pairing in single and double translocation heterozygotes and spermatogenic impairment in the mouse. //Chromosoma (Berl.) 1986. V.93. No.4. P.326-336.

162. De Rooij D.J. Stem cells in the testis. Int. J. Exp. Pathol. 1998. V.79. P.67-80.

163. De Rooij D.J., Spermatogenesis in mice heterozygous for a male sterile translocation ( T31H, T32H, T04H or N43H) Cytogenet. Cell Genet. 1980. V.27.P.210-211.

164. De Vries S.S., Baart E.B., Dekker M., de Rooij D.G., Peter de Boer H te Heile. Mouse MutS-like protein Msh5 is required for proper chromosome synapsis in male and female meiosis // Genes and Development. 1999. V.13,№ 5, P.523-5314.

165. Demin Yu.S. Safronova L.D. The genetical study on the T-locus mice {Mus musculus L.): the complementation and the maternal effect // Zwierbeta Laboratoryjne, 1980, V17, N2, P.135-138.

166. Dollin A.E., Murrey J.D., Jilles C.B. Synaptonemal complex analysis in of hybrid cattle. III. Meiotic pairing mechanisms in F1 Brahman x Hereford hybrids.// Genome. 1991. V. 34. P.228-235.

167. Dollin A.E., Murrey J.D., Jilles C.B. Synaptonemal complex analysis in of hybrid cattle.II. Bos indicusX Bos taurus F1 and back-cross hybrids. //Genome. 1991. V.34. P.220-227

168. Dresser ME., Moses MJ. Synaptonemal complex karyotyping in spermatocytes of the Chinese hamster (Cricetulus griseus).IV. Light and electron microscopy of synapsis and nucleolar development by silver staining //Chnomosoma 1980. V.76. № 1. P.l-22.

169. Dunn L.C., Gluecksohn Walesch S. Genetic analysis of sevsen newly discovered mutant allels at locus T in the house mouse. // Genetics. 1953. V.38. №3. P.261-271.

170. Dunn L.C., Bennett D., Beasley A.B. Mutation and recombination in the vicinity of a complex gene. Genetics. 1962 V.47. P.285- 303.

171. Dunn L.C., Gluecksohn.- Walesch S., Repeated mutation in one area of mouse chromosome. Proc. Nat. Acad.Sci.USA.1950. V.36. №4.P.233-237.

172. Dunn L.C., Variations in the transmission ratio of alleles through egg and sperm in Mus musculus. Amer. Nat., 1960,94,N879,P.385-393.

173. Eadie M., Gilles C.B. Synaptenemal complex analyses of the effects of karyotype changes in hybrids of australian Rattus SPP. Abstracts Edinburgh, 1992, p.63.

174. Eicher E.M. Primary sex determining genes in mice. In: Amann R.P., Seidel G.E. (eds). Prospects for sexing mammalian sperm. Colorado Assoc. Univ. Press. Boulder. 1982. P. 121-138.

175. Eicher E.M. Translocation tricosmic mise: production by female but not male translocation carriers. //Science. 1973. V.180. N4081, P. 81.

176. Eicher E.M., Washburn LL. Assignments of genes to regions of mouse chromosomes. Proc. Natl. Acad. Sci., 1978. V.75. P.946-950.

177. Elliot D. J., Cooke H. J. The molecular genetics of male infertility // Bio Essays. 1997. V. 19, № 9, P. 801-809.

178. Elliot, D.J. et al. An RMB homologous maps to the mouse Y-chromosome and is expressed in germ-cells // Hum. Mol. Genet. 1996. № 5, P. 869-874.

179. Elliot, D.J., Millar M.R., Ochenne K., Ross A. et al. Expression of RBM in the nuclei of human germ cells is dependent on a critical region of the Y chromosome long arm. // Proc. Nat. Acad. Sci. 1997, V. 94, P.3848-3853.

180. Ellis N., Goodfellow P.N. The mammalian pseudoautosomal region. Trends. Genet. 1989. V.5. P.406-410.192. encoded protein Tctex-1 is a light chain of brain cytoplasmic dynein // J. Biol. Chem. 1996. V.271. P. 32281-32287.

181. Epstein C.J. Mammalian oocytes: X chromosome activity. Science. 1969. V.163. P.1078-1079.

182. Erickson R.P. Haploid gene expression varsus meiotic driven the relevance of intercellular bridges during spermatogenesis. Nature. 1973.V.243. N128.P.210-212

183. Erickson R.P. t-allels and the possibility of post-meiotic gene expression during mammalian spermatogenesis. Fed.Proc.USA. 1978.V.37.P.2507-2521.

184. Erickson R.P., Hammerberg C., Sanchez E. T- mutant and alterations in early development ( proc. Intern.Sympos.on Current Research. Trend. In Prenatal.Graniofacal Development td.Pratt RAmssterdam: Elsevier, 1980. P.103-118.

185. Erickson R.P.,Lewis S.E., Stusser K.S. Deletion mapping of the t-complex of chromosome 17 of the house. Nature. 1978. V.274, N 5667, P. 163- 164.

186. Evans E.P., Breckon G., Ford C.E. An air-drying method for meiotic preparations from mammalian testes //Cytogenetics. 1964. V.3. P. 289-294.

187. Ewulonu K.U., Buratynsky T.J., Schimenti J.C., Functional and molecular characterization of the transcriptional regulatory region of

188. Tcp-lOb, a testes-expressed gene from the t-complex responder locus. Development 1993, V.l 17, P.89-95

189. Figueroa F., Golubic M., Nizetic D., Klein J. Evolution of mouse major histocompatibility complex genes borne by t chromosomes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1985. Vol.82. P.2819-2823

190. Figueroa F., Kasahara M., Tichy H., Neufeld E., Ritte U., Klein J. Polymorphism of unique noncoding DNA sequences in wild and laboratory mice//Genetics. 1987. Vol.117. P.101-198.

191. Fisher Lindahl K. His and hers recombinational hotspots. Trends Genet. 1991. V.7. P.723-280.

192. Fletcher J.M. A simple method for light microscopic analysis of meiotic prophase chromosome by silver staining. Chromosoma. 1979. V.72. No.2. P.241-248.

193. Ford C.E. Gross genome unbalance in mouse spermatozoa: does it influence the capacity to fertilize? In : The Genetics of the Spermatozoon; // Proc. Int. Symp., Edinburgh, Aug. 16-20, 1971; eds.

194. Forejt J, Goetz P. Synaptonemal complexes of mouse and human pachytene chromosomes visualized by silver staining in air-dried preparations. Chromosome. 1979. V.73. N3. P.25 5-261.

195. Forejt J. Chromosomal and genetic sterility in mice and men. // Exp. Clin Immunogenet. 1985, V2. P. 106-119.

196. Forejt J. Meiotic studies of translocations causing male sterility in the mouse . 11. Double heterozygotes for Robertsonian translocations. // Cytogenet. Cell Genet, 1979. V.23, P. 163-170.

197. Forejt J. X-inactivation and its role in male sterility.// Chromosomes today, 1984 N8,P.17.

198. Forejt J., Gregorova S., Goetz P. XY pair associates with the synaptonemal complex of autosomal male-sterile translocations in pachytene spermatocytes of the mouse (Mus musculus). // Chromosoma. 1978. V. 66. P23.

199. Forejt J., Capkova J., Gregorova S. T(16,17) 43H translocation as a tool in analysis of proximal part of chromosome 17 (including T-t gene complex) of the mouse. // Genet. Res. 1980. V. 35. P. 165177.

200. Forejt J., Ivanyi P. Genetic studies on male sterility of hybrids between laboratory and wild mice ( Mus musculus L.) // Genet. Res. 1974. V.24,N. 2, P. 189-206

201. Fox H.S., Silver L.M., Martin G.R. An alpha globin pseudogene is located within the mouse t-complex //Immuno-genetics. 1984. Vol.19. P.125-130.

202. Fraser L.R. The modulation of of mammalian sperm function by fertilization promoting peptide.(FPP). Andrologia 1998. V30.N4-5. P.241-247.

203. Fraser LR, Dudley K. New insights into the t-complex and control of sperm function. // Bioessays. 1999 .V21. N4.P304-312.

204. Fraser LR, Hosseini R, Hanyalogou A, Talmor A, Dudley RK. TCP-11, the product of a mouse t-complex gene, plays a role in stimulation of capacitation and inhibition of the spontaneous acrosome reaction. Mol. Reprod. Dev. 1997. V48.N3.P.375-382.

205. Fredga K., Gropp A., Winking H., Frank F. Fertile XX- and XY-type females in the wood lemming Myopus schisticolor.// Nature, 1976, V.261, N5557, P.225-227.

206. Frishauf A.M.The T/t complex of the mouse. Trends in Genetics. 1985. V.l. P.100-103.

207. Game J.C., Sitney K.C., Cook V.E., Mortimer R.K. Use of a ring chromosome and pulse-field gels to study interhomolog recombination, double-strand DNA breaks and sister-chromatid exchange in yeast. Genetics. 1989. V.123. P.137-141.

208. Garagna S., Broccoli D., Redi C.A., Searle J.B., Cook H.J., Capanna E. Robertsonian metacentrics of the house mouse lose telomeric sequences but some minor satellite sequences DNA in the pericentromeric area.// Chromosoma 1995. 103: 685-692.

209. Gartler S.M., Andina R., Gant N. Ontogeny of X-chromosome inactivation in the female germ line. Exp. Cell. Res. 1975. V.91. P.454-457.

210. Gartler S.M., Rivest M. Evidence for X-linkage of steroid sulfatase in the mouse: Steroid sulfatase levels in oocytes of XX and XO mice. Genetics. 1983. V.103. P.137-141.

211. Gartler S.M., Rivest M., Cole R.E. Cytological evidence for an inactive X chromosome in murine oogonia. Cytogenet. Cell Genet. 1980. V.28. P.203-207.

212. Gatti M. Sister chromatid exchanges in drosophila. In: Wolff S. (ed). Sister chromatid exchange. Wiley. New-York. 1982.P.267-296.

213. Gilles, C.B., Dollin, A.E. and Day, K. 1990. Chromosomal and genetic factors influencing synaptonemal complex formation.// Chromosomes Today, 10, 297-310.

214. Gillies C.B. Fertility and chromosome pairing: Recent studies in plants and animals. CRC Press, Boca Raton, florida. 1989

215. Glaser B., Yen P., Schempp W. Fibre-fluorescence in situ hybridization unravels apparently seven DAZ genes or pseudogenes clustered with in a Y-chromosome region frequently deleted in azoospermic males // Chromosome Research, 1998, № 6, P. 481-486.

216. Gluecksohn Waelsch S., Erickson R.P. Cellular membranes: a possible link between H-2 and T-locus effects // In: Proc. Symp. Immunogenetics of H-2 System. / Basel: Kager ,1971. P. 120-122.

217. Gluecksohn Waelsch S., Erickson R.P. The T-locus of the mouse: implications for mechanisms of development. Current Topics in Dev. Biology 1970. V.5. P.281-316.

218. Gluecksohn-Waelsch S., Models for mechanisms of segregation distortion. In: The genetics of the spermatozoon. Proc. Int. Symp. Edinburgh. P.306-309.1972

219. Goedecke W., Eijpe M., Offenberg H.H., van Aalderen M., Heyting C. RaD50, MRE11 and Ku70 in mouse meiosis // 4th European Meiosis meeting, Obertraun, Upper Austria, September 18-22. 1999. P.21.

220. Goetz P., Chandley A.C., Speed R.M. Morphological and temporal sequence of meiotic prophase development at puberty in the male mouse. J. Cell Sci. 1984. V.65. P.249-263.

221. Grao P., Coll M.D., Ponsa M., Egozcue J. Trivalent behavior during prophase I in male mice heterozygous for three Robertsonian translocations: an electron-microscopic study. //Cytogenet. Cell Genet. 1989. V.52. P.105-110.

222. Graves J A. The origin and function of the mammalian Y chromosome and Y-borne genes an evolving understanding. // Bioessays. 1995. V.17,№4,P. 311-320.

223. Graves J.A. Evolution of X chromosome inactivation in mammals. In: International Symposium on X-chromosomal studies of X Inactivation in

224. Green CM, Code SM, Watson PF, Fraser LR. Fertilization promoting peptide, a tripeptide similar to thyrotrophin-releasing hormone, stimulates the capacitation and fertilizing ability of human spermatozoa in vitro. Hum Reprod. 1996. VI1. P.830-836.

225. Gropp A., Winking H. Robertsonian translocatons: cytology meiosis, segregation patterns and biological consequences of heterozygosity. In: Biology of the house mouse. Ed. Berry R.I.L. Acad. Press. 1981. P.141.

226. Gropp D., Winking H. Robertsonian translocations: cytology, meiosis segregation patterns and biological consequencesof heterosygosity.//Symp Zool Soc London 1981.V.47. P. 141-181.

227. Gropp D., Winking H., Zoch L., Millor H., , Robertsonian chromosomal variation and indefication of metacentric chromosomes in feral mice. Chromosome. 1972. V.39.P.265-288.

228. Guenet J.L., Nagamine C.M. Hst-3: an X-linked hybrid sterility gene. Genet Res, 1990, V.56, P. 163-165.

229. Guerette S.T.,Wilson S.,Gradia. S., Fishel R., Interactions of human hMSH2 with hMSH3 with hMSH2 with hMSH6: Examination of mutations found in hereditary nonpolyposis colorectal cancer // Mol.Cell Biol. 1999. V.18, P.6616-6623.

230. Gummere G.R., Mc Cormick P.J. Bennett D. The influence of background and the homologous chromosome 17 on t- haplotype transmission ratio distortion in mice. Genetics. 1986. V. 114. P.235-245.

231. Gustavsson J. Distribution and effects of the 1/ j29 Robertsonian translocation in cattle / J. Dairy Sci. 1979. V 62, 35 .

232. Gustavsson J., Switonski M., Jannuzzi L., Larsson K., Ploen L. Synaptonemal complex analysis of spermatocytes in hybrids of silver fox and blue fox. J. of Heredity. 1988. V.79. P.338-343

233. Hale D.W. Is X-Y recombination necessary for spermatocyte survival during mammalian spermatogenesis?// Cytogenet Cell Genet, 1994. V.65, P.278-282.

234. Hale D.W., Hedin M.C., Smith S.A., Sudman P.D., Greenbaum I.F. The effect of heterochromatin on synapsis of the sex chromosomes of Peromyscus. // Cytogenet. Cell Genet., 1991. V.56, V.48-56.

235. Hale D.W., Hunt P.A., Tucker P.K., Eicher E.M. Synapsis and obligate recombination between sex chromosomes of male laboratory mice earring the Y* rearrangement. //Cytogenet. Cell Genet., 1991, V.57, P.231-239.

236. Hale D.W., Washburn L.L., Eicher E.M. Meiotic abnormalities in hybrid mice of the C57B/6J x Mus spretus cross suggest a cytogenetic basis for HaldeneAs rule of hybrid sterility .//Cytogenet. //Cell. Genet., 1993, V.63, P.224-234.

237. Hammer M., Schimenti J., Silver L.M. Evolution of mouse chromosome 17 and origin of inversions associated with t-haplotypes. Proc.Natl.Acad.Sci USA. 1989. Vol.86. P.3261-3265

238. Hammer M.F. Molecular and chromosomal studies on the origin of t-haplotypes in mice // The Amer. Nat. 1991. Vol.137. P.359-365.

239. Hammerberg C. Klein J. Linkage relationship of markers on 17 chromosome of the house mouse. Genet. Res.l975.V.26. N2.P.293-211.

240. Hammerberg C/ The effects of the t-complex upon male reproduction are due to complex interaction between its several regions. Genet. Res. 1932. V.39.N.3.P.219-227.

241. Hamvas R. M., Trahctulec Z., Forejt J., Williams R.W., Artzt K., Fisher-Lindahl K., and Silver L.M. 1996. Mouse chromosome 17.// Mam. Genome. V.6. Suppl. P.281-299.

242. Handel M.A., Pyle A., Eaker S., Gobb J.,Sharan S. Critical regulatory transition in male meiosisrzygonema-pachytena and metaphase- anaphase. Germ cells. Abstracts of papper. Oct-9- 13 ,2002. P. 89.Cold spring Harbor Laboratory, New York

243. Harrison A., Olds-Clarke P., King S.M. Identification of the t-complex encoded cytoplasmic dynein light chain Tctex in inner armsupports the involvement of flagella dynein in meiotic drive . J. Cell Diol. 1997. V140. P.l 137-47.

244. Henegariu O., Kohler M.R., Kirsch S., Pfeiffer R.F. Sub J. Vogt P. Molecular mapping of a human spermatogenesis gene AZF in YU11/22-23 //11th International chromosome conference, 1992, Edinburgh, P. 56.

245. Herrmann B., Barlow D.P., Lehrach H. A large inverted duplication allows homologous recombination between chromosomes heterozygous for the proximal t complex inversion // Cell. 1987. Vol.48. P.813-825.

246. Herrmann B., Bucan M., Mains P., Frishauf A.M., Sil er L.M., Lehrach H. Genetic analysis of the proximal part of the mouse t complex: evidence for a second inversion within t haplotypes // Cell. 1986. Vol.44. P.469-476.

247. Herrmann B.G., Koschorz B., Wertz K., McLaughlin K.J., Kispert A. A protein kinase encoded by the t complex responder gene causes non-mendelian inheritance. Nature 1999 . V.ll. No 402(6758). P.141-146.

248. Heyting C. Synaptonemal complexes: structure and function. // Curr. Opin. Cell Biol. 1996. V. 29. P.389-396.

249. Himmelbauer H., Silver L.M. High-resolution comparative mapping of mouse chromosome 17 // Genomics. 1993. Vol.17. P.l 10-120

250. Horiuchi Y., Agulnik A., Figueroa F., Tichy H., Kiein J. Polymorphism distinguishing different mouse t haplotypes. Genet. Res. 1992.V.60. P.43-52.

251. Hosseini R., Hanyalogou A., Talmor A., Dudley R.K. TCP-11, the product of a mouse t-complex gene, plays a role in stimulation of capacitation and inhibition of the spontaneous acrosome reaction. // Mol. Reprod. Dev. 1997. V.48. N3. P.375-382.

252. Hotta Y., Chandley A.C. activities of X-linked enzimes in spermatocytes of mice rendered sterile by chromosomal alterations. Gamete Research. 1982. V.6. P.65-72.

253. Hotta Y., Chandley A.C., Stern H., Searl A.G., Beechey C.V. A disruption of pachytene DNA metabolism in male mice with chromosomally-derived sterility. Chromosoma. 1979. V.73. P.287-300.

254. Hurst L.D. Model for the mechanism of transmission ratio distortion and for t-associated hybrid sterility // Proc.R.Soc.1993, London./V.253 P.83-91.

255. Huw LY, Goldsborough AS, Willison K, Artzt K. Tctex2: a sperm tail surface protein mapping to the t-complex in the promoter of Tctex-1.//Development. 1995. V.121.P. 561-568.

256. Imai H.E., Wada M.Y., Moriwaki K. The sex chromosome association (Sxa) gene is located on the x-chromosome in mice.//

257. Japn.J.Genet. 1990 V.65.P.65-69.Inaba K, Kagami O, Ogawa K Tctex2-related outer arm dynein light chain is phosphorylated at activation of sperm motility. Biochem Biophys Res Commun 1999. V.5 No256. P.177-183

258. Iwasa M., Obara Y.,. Presence of X-Y-synapsis in the Japanese grass vole, Microtus montebelli (Rodentia, Microtinae)//Chromosome Inf. Serv. 1995 V. 599. P. 21-23.

259. Jacob P.A. Correlation between euploid structure chromosome rearrengements and mental subbnormallitytu iiin human.// Nature, 1974, V.24. No.9. P. 164-165.

260. Jemenez R, Burgos M. Mammalian sex determination is controlled by the Y-linked gene SRY.// Bioessays. 1998. V. 20, №9, P. 696-699.

261. Johannison R., Lohrs U., Passarge E. Pachitene analysis in males heterozygous for a familial translocation (9;12;13)(q22,q22,q32) ascertained through a child with partial trisomy 9. // Cytogenet. Cell. Genet., 1988, V.77, P. 160-166.

262. Johannisson R., Schwinger E., Wolff H.H., vom Ende V., Lohrs. The effect of 13; 14 Robertsonian translocations on germ-cell differentiation in infertile males. // Cytogenet. Cell Genet .1993. V. 63. N3. P.151-155.

263. Johannisson R., Winking H. Synaptonemal complexes of chains and rings in mice heterozygous for multiple Robertsonian translocations. // Chromosome Res. 1994, V.2. N2. P. 137-145.

264. John B. Meiosis. Cambridge University Press. Cambridge. 1990.

265. Johnson , P.I. Male sterility in mice homozygous for tw2 allele. J. Biol. Sci., 1968,21,947-951.

266. Johnston P.G. X chromosome activity in female germ cells of mice heterozygous for Searl's translocation T(X ; 16)16H. Genet. Res. 1981. V.37. P.317-322.

267. Joseph A.M., Chandley A.C. The morphological sequence of XY pairing in the Norway rat Rattus norvegicus. Chromosoma, 1984, V.89, P.381-386.

268. Kagami O., Gotoh M, Makino Y., Mohri H., Kamiya R., Ogawa K. A dynein light chain of sea urchin sperm flagella is a homolog of mouse Tctexl, which is encoded by a gene of the t complex sterility locus. Gene.l998.V.211.N2. P.383-386.

269. Kasahara M., Passmore H.C., Klein J. A testis-specific gene Tpx-1 maps between Pgk-2 and Mep-1 on mouse chromosome 17. Immunogenetics. 1989. V.29. P.61-63.

270. Kay G.F., Ash worth A., Penny G.D., Dunlop M. et al. A candidate spermatogenesis gene on the mouse Y-chromosome is homologous to ubiquitin-activating ensyme-El //Nature. 1991. V. 354, P. 486-489.

271. Kenan, D.J., Query, C.C., Keene, J.D. RNA recognition: towards identifying determinants of specificity // Trends Biochem. Sci. 1991. № 16, P. 214-220.

272. Kierszenbaum A.L.,Tres L.L.Transcription sites in spread meiotic prophase chromosome from mouse spermatocytes. J. Cell Biol. 1974. V.63. P. 923-935.

273. King S.M. The dynein microtubule motor. Review // Biochemica et Biophysica. Acta. 2000. 1496. P.60-75.

274. King S.M., Dillman J.F., III, Benashski S.E. et al. The mouse t-complex

275. Kinzler K.W., Vogelstain B. Lessons from heredity colorectal cancer//Cell, 1996, V.87, P. 159-170.

276. Kispert A, Stoger RJ, Caparros M, Herrmann BG.The mouse Rsk3 gene maps to the Leh66 elements carrying the t-complex responder Tcr. Mamm Genome. 1999 .V10. N8. P.794-802.

277. Klein J., Sipos P., Figueroa F. Polymorphism of t-complex genes in European wild mice // Genet. Res. 1984. V.44. P.39-46

278. Klein J. Polymorphism distinguishing different mouse t haplotypes // Genet.Res. 1992. Vol.60. P.43-52.

279. Klein J. Population genetics of murine chromosome 17 // Isr.J. Med. Sci. 1979. V.15. P.859-866

280. Klein J. Natural history of the major histocompatibility complex / Wiley- Interscience, N.Y.I986.

281. Kneitz B., Cohen p., Avdievoch E., Zhu L., Kane M.E, et. al .MutS homolog 4 localization to meiotic chromosomes is required for chromosome paring during meiosis in male and female mice // Genes Development. 2000. V.14, P. 1085-1097

282. Knibiehler B, Mirre C., Hartung M., Jean P., Stahl A. Sex vesicle -associated nucleoar organizers in mouse spermatocytes: localization, structure, and function. // Cytogenet, Cell Genet, 1981. V.31, P.47-57.

283. Kofman -Alfaro S., Chandley A.C. Meiosis in the male mouse. An autoradiographic investigation.// Chromosoma (Berlin). 1970. V.31. P.404-420

284. Kolonder R.D., Marsischky G.T., Eucaryotic DNA mismatch repair. //Curr.Opin.Genet.Dev., 1999. V.9, P.89-96.

285. Koopman P. Sry and Sox9: mammalian testis-determining genes. // Cell Mol Life Sci ,1999, V 55, N6-7: 839-856.

286. Kratzer P.G., Chapman V.M. X chromosome reactivation in oocytes of Mus caroli. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1981. V.78. P.3093-3097.

287. Lader E., O'Neill M.J., Artzt, Ha H., Bennett D. Tctex-1: a candidate gene family for a mouse t complex sterility locus. // Cell. 1989; 58:969-979.

288. Lamb D J. Genes involved in testicular development and function. // World J Urol 1995; 13(5): 277-284.

289. Lifshytz E., Lindsley D.L. The role of X-chromosome inactivation during spermatogenesis.// Proc. Natl Acad. Sci., USA, 1972, V.69, P. 182-186.

290. Loidl, J. The initiation of meiotic chromosome pairing: the cytological view.// Genome, 1990.V . 33/ P. 759-778.

291. Long S.E. Cytogenetic examination of preimplantation blastocysts of owes mated to rams heterozygous for Massey(tl) translocation. Cytogenet Cell Genet. 1977. V.18. No.2. P.82-89.

292. Luciani J.M., Guichaoua M.R., Cau P., Devictor B., Salagnon N. Differential elongation of autosomal pachytene bivalents related to their DNA content in human spermatocytes.// Chromosoma (Berl) 1988. V.97. P. 19-25.

293. Luciani J.M., Guichaoua M.R., Delafontaine D., North M.O., Gabriel-Robez O., Rumpler Y. Pachytene analysis in 17;21 reciprocal translocation carrier: role of the acrocentric chromosomes in male sterility.// Hum Genet, 1987, V.77, P.246-250.

294. Lyon M.F, Meredith Reinvestigation of nature of t-alleles in the mouse. 1. Genetics analysis of a series of mutants derived from a lethal allele. Heredity 1964a,V.19.P.232-240

295. Lyon M.F, Meredith Reinvestigation of nature of t-alleles in the mouse. 2. Genetics analysis an unusual allele and its derivatives. Heredity ,1964b, V.19.P.312- 325.

296. Lyon M.F. Male sterility of the mouse t-complex is due to homozygosity of the distorter genes // Cell. 1986. V.44. P.357-363.

297. Lyon M.F. Search for differencies among t-haplotypes in distorter and responder gene. / Gen. Res. 1990.V.55.P.71-78

298. Lyon M.F., Cattanah D.V., Charlton H.M. Genes affecting sex determination in mammals. In: Mechanisms of sex differentiation in animals and man. 1981. (ed.C.R.Austin, R.G.Edwards). N.Y. P.329-386.

299. Lyon M.F., Mason J. Information on the nature of t-haplotypes from the interaction of mutant haplotype in male fertility segregation ratio // Genet. Res. 1977. V.29. N3. P.2 55-266.

300. Lyon M.F., Zenton J., Burteshaw M.D., Willison K. Extent of the mouse t-complex and its inversions show by in situ hybridization // Immunogenetics. 1988.V.27.P.375-382.

301. Lyon MF. Transmission ratio distortion in mouse t-haplotype is due to multyple distorting genes acting on a responder locus // Cell. 1984. V.37.P. 621-628.

302. Lyon MF.An additional type of male sterility and inherited urinary obstruction in mice on a responder locus with the t-haplotype th7. Genet Res 1996 . V.67, N3 P.249-256.

303. Lyon MF.Deletion of mouse t-complex an effect like that of the t-form of the distorter Genet .Res.1992. V.59. P.27-33.

304. Ma K., Inglis J.D.,Sharkey A. et al. A Y-chromosome gene family with RNA-binding protein homology: candidates for the azoospermia factor AZF controlling human spermatogenesis // Cell. 1993. V. 75, P. 1287-1295

305. Maguire, M.P.1983. Homologous chromosome pairing remains an unsolved problem: a test of a popular hypothesis utilizing maize meiosis.// Genetocs, 104, 173-179.

306. Mahadevaiah S., Mittwoch U., Moses M.J. Pachytene chromosomes in male and male mice heterozygous for the Is (7,1) 40H insertion. // Chromosoma, 1984. V.90, P. 163-169,

307. Mahadevaiah S., Setterfield L.A., Mittwoch U. . Pachytene pairing and spem count in mice with single Robertsonian translocations and monobrachial compounds. Cytogenet. Cell Genet. 1990. V53. P25-31.

308. Malygin V., Safronova L., Levenkova E., Akhverdyan M.,. Bechaviour of the sex chromosome in the males of genus Microtus sensu lato. Abstr. Euro-Americanm mammal congress. Santiago de Compostela. 19-24 July 1998. Spain. P. 56.

309. Martino C., Florid A., Marcante M.L.,Malorni w., Scorza Barcelone p.,Belloce m., Silvestrin B. Morphological histochemical and biochemical studies on germ cell mitochondria of normal rats. Cell Tissue Res. 1979.

310. Matsuda Y., Imai H.T., Moriwaki K., Kondo K., Bonhomme F. X-Y chromosome dissociation in wild derived Mus musculus subspecies, laboratory mice, and their F. hybrids.// Cytogenet. Cell Genet. 1982. V. 34, N.3, P. 241-252.

311. Matsuda Y., Moens P.B., Chapman V.M. Deficiency of X and Y chromosomal pairing at meiotic prophase in spermatocytes of sterile interspecific hybrids between laboratory mice (Mus domesticus) and Mus spretus.//Chromosoma, 1992, V.101, P.483-493

312. Matsuda Y.,Hirobe T., Chapman V.M.Genetic basis of X-Y chromosome dissosiation and male sterility in interspecific hybrid.//Proc.Natl.Acad.Sci. USA.1991.V.88.P.4850-4854

313. Mazarakis N., Nelki D., Lyon M.F et al. Isolation and characterization of a testis-expressed developmentally regulated gene from the distal inversion of the mouse t-complex // Development.1991.V. 111. P. 561-571.

314. McCarrey J.R., Thomas K. Human testis-specific PGK gene lacks introns and pocesses characteristics of processed gene. Nature. 1987. V.326. P.501-505.

315. Mekada K., Harada M., Lin K.L., Koyasu K., Borodin P.M., Oda S.I.,. Pattern of X-Y chromosome pairing in the Taiwan vole, Microtus kikuchii //Genome. 2001 V. 44. P. 27-31.

316. Miklos G.L.G., Yamamoto M.T., Davies J., Pirrotta V. Microcloning reveals a high frequency of repetitive sequences characteristic of chromosome 4 and the P-heterochromatin of Drosophila melanogaster. Proc. Natl. Acad. Sci. 1988. V.85. P.2051-2055.

317. Miklosh G.L.G., Sex chromosome pairing and male fertility. //Cytogenet Cell Genet, 1974, V.4, N6, P.558 V.13. N6, P.558- 577.

318. Mitchell M.J., Agulnik A.L., Bishop C.E. Genes on the mouse Y chromosome. // Cytogenet Cell Genet. 1994. V. 67, P.397.

319. Mittwoch U., Mahadevaiah S., Unpaired chromosomes at meiosis: cause or effect of gametogenic insufficiency ?// Cytogenet. Cell Genet,1992, V. 59, P. 274-279.

320. Moens P.M .Molecular perspectives of chromosome pairing at meiosis. BioEssays. 1994.V.56.P. 101-106.

321. Moens P.M.,Bernelor- moens C.,Spyropulus B. Chromosome core attachment to the nuclear envelops regulate synapsis in Chloeatis (Ortóptera)/ Genome. 1989. V.3 2.P.601-610.

322. Monesi V. Differential rate of ribonucleic and syntesis in the autosome and sex chromosomes during male meiosis in the mouse. Chromosome. 1965. V. 17. P. 11 -21.

323. Monk M., McLaren A. X-chromosome activity in foetal germ cells of the mouse. J. Embriol. Exp. Morphol.1981. V.63. P.75-84.

324. Moses MJ. Synaptonemal complex karyotyping in spermatocytes of the Chinese hamster (Cricetulus griseus).LMorphology of the autosomal complement in spread preparations. /Chromosoma, 1977, V.60 ,№2, P.99-125

325. Moses M.J. Microspreading and synaptonemal complex in cytogenetic studies. Chromosoma today, 1977.V6, P.71.

326. Moses M.J., Karatsis P.A., Hamilton A.E. synaptonemal complex analysis of heteromorphic trivalents in Lemur Hybrids.// Chromosoma. 1979. V.70. P.141-160.

327. Moses M.J., Poorman P.A., Roderick T.H., Davisson M.T. Synaptonemal complex analysis of mouse chromosome rearrangements. IV. Synapsis and synaptic ajustment in two paracentric inversions. // Chromosoma. 1982. V.84. P.457-474.

328. Navarro J., Vidal. S., Templado C., et al., A new synaptic anomaly: irregular SCs. Human Genet. 1986. V.72.P.272-274.

329. Olds P.J. Effect of the T-locus in the house mouse // J.Exp.Zool. 1977. V.177.N4. P.417-434.

330. Olds-Clarke P, Johnson L.R. T haplotypes in the mouse compromise sperm flagellar function. // Dev. Biol. 1993. V.155. P. 14-25

331. Olds-Clarke P., Sperm from tw32/+ mice: capacitation is normal, but hyperactivation is premature and non-hyperactivated sperm are slow // Dev Biol. 1989. V131.P. 475-482.

332. Olson G.E., Wintrey V.P. Mitochondria- cytoskeletal interactions in the sperm midpiece. J. Struct. Biol., 1990, V.103.,P 13-22

333. Patel-King R.S., Benashski S.E., Harrison A., King S.M. A Chlamydomonas homologue of the putative murine t-complex distorter Tctex-2 is an outer arm dynein light chain.// J. Cell. Biol. 1997. V.170. P.183-194.

334. Patel-King R.S., Benashski S.E., Harrison A., King S.M. A Chlamydomonas homologue of the putative murine t-complex distorter Tctex-2 is an outer arm dynein light chain.// J. Cell. Biol. 1997. V.170. P.183-194.

335. Pazour G.J., Koutoulis A., Benashski S.E. LC2, the Chlamydomonas homologue of the t complex-encoded protein Tctex2, is essential for outer dynein arm assembly // Mol. Biol. Cell. 1999. V.10. P. 3507-20

336. Peters A.H.,0 Carroli D.,Schertha H., Mechtler K. et al Loss of Suv39h histone methyltransferases impairs mammalian heterohromatin and genome stability/ //Cell, 2001, vol.107, 2, p.323-337,

337. Pilder S.H., Hammer M.F., Silver L.M. The proximal inversion of t-haplotypes is not derived due to introgression chromosome 17 of Mus spretus // Genet. Res. 1992 Vol.60. P.456-463.

338. Pilder S.H., Hammer M.F., Silver L.M. A novel mouse chromosome 17 hybrid sterility locus: implication for the origin oft haplotypes. Genetics. 1991 .V. 129.P.237-246.

339. Pilder S.H., Olds- Clarke P., Orth J.M., Lester F.W., Dugan L. Hst7: A male sterility mutation perturbing sperm mobility, flagellar assembly and mitochondrial sheath differentiation. // J. Androl. 1997. V.18.N6. P.663-671.

340. Pilder SH, Olds-Clarke P, Phillips D.M., and Silver L.M. Hybrid sterility-6: A mouse t complex locus controlling sperm flagellar assembly and movement. // Dev. Biol. 1993.V. 159.P 631-642.

341. Plug A.W., Peters A., Keegan. K.S., Hoekstra M.P. de Boer P., Ashley T. Changes in protein composition of meiotic nodeles during mammalian meiosis//J. Cell Sci. 1998. V. Ill, P. 413-423.

342. Poorman P.A., Moses M.J., Russel L.B., Cacheiro N.L.A. Synaptonemal complex analysis of mouse chromosomal rearrangements. I. Cytogenetic observations on a tandem duplication. //Chromosoma. 1981. V.81. P.507-518.

343. Quack B., Speed R.M., Luciani J.M., Noel B, Guichaoua M., Chandley A.C. Meiotic analysis of two human reciprocal X-autosome translocations.// Cytogenet Cell Genet, 1988, V.48, P.43-47.

344. RA.Beatty and S. Gluecksohn-Waelsch. Edinburgh New-Jork, 1972, P.359-369 .

345. Rappold G. A., Trowsdale J., Lichter P. Assingment of the human homologue of the mouse t-complex gene TCTE 3 to human chromosome 6q27./ Genomics 1992, V.13, P.1337-1339.

346. Rasmussen, S.W., Holm P.B. Mechanics of meiosis. //Hereditas, 1980. V.93. P. 187-216.

347. Ratomponirina C., Viegas- Pequiguot E., Dutrillaux B. et al. Synaptonemal complex in Gerbillidae: probable role of intercalated heterochromatin in gonosome-autosome translocation. // Cytogenet. Cell Genet. 1988. V.43. N3-4. P. 161-167.

348. Ratomponirina C., Viegas-Pequignot E., Petter F., Dutrillaux B., Rumpler Y. Synaptonemal complex study in some species of Gerbillidae without heterochromatin interposition. //Cytogenet. Cell Genet. 1989. V.52. P. 23-27.

349. Ratomponirina C.,Viegas-Pequignot E., Dutrillaux B., Petter F. Rumpler Y. Synaptonemal complexes in some Gerbillidae: probable role of intercalted heterochromatin in gonosome-autosome translocations.// Cytogenet. Cell Genet. 1986. V.43. P. 161-167.

350. Redi C. A., Cappana E. Robertsonian heterozygotes in the house mouse and the fate of there germ cells. In «Cytogenetics of Mammalian autosomal reavrangements» (Ed Daniel A.) 1986 . P. 315-359.

351. Redkar A. A., Olds-Clarke P, Dugan L.M., Pilder S.H. Highresolution mapping of sperm function defects in the t complex fourth inversion // Mamm Genome 1999.V.9.N10.P.825-830.

352. Reed H.M., Greenbaum J.F., Sites J.W. Cytogenic analysis of the chromosome intermediates from a hybrid zone between two chromosome races of the Sceropolus grammicus complex. // Evolution, V.49, P.37-47.

353. Reed H.M., Greenbaum J.F., Sites J.W. Dynamics of novel chromosome polymorphism within a hybrid zone between two chromosome races of the Sceropolus grammicus complex. // Evolution, 1995, V.49.,P.48-60.

354. Reijo R. et al. Mouse autosomal homolog of DAZ, a candidate malesterility gene in humans, is expressed in male germ-cells before and after puberty. Genomics. 1996. V.35. P.346-352.

355. Reik W., Walter J. Genomic imprinting: parental influence on the genome. // Nature Rew. Genet. 2001. V.2, pp. 21-33.

356. Rejio, R., Lee T.-Y.,Salo P. et al. Diverse spermatogenec defects in humans caused by Y-chromosome deletions encompassing a novel RNA -binding protein gene//Nature Genet. 1996. V. 14, P.292-299.

357. Richler C., Uiel E., Rosenmann A., Warhman J. Chromosomally derieved sterile mice have a fertile active X-Y chromatin conformation but no XY body. // Chromosome. 1989. V 97.P. 465- 474.

358. Richler C., Zenvirh D., Barzilai A., Wahrman J., Simchen G. Double-strand breaks with 3' overhangs a uniwersal meiotic phenomenon? 14th ICC. 2001. Wurzburg, Germany, 120

359. Ried K., Weiss B., Mertz A., et al., Characterisation of yeast artificial chromosome contig spanning the pseudoautosomal region // Cytogenet. Cell Genet. 1994, V. 67, P.399.

360. Rodionova M.I., Nikitin.S.V. Borodin P.M. Synaptonemal complex ana lysis of interspecific hybrids of Poecilia (Teleostei, Poecili-dae) .Brazil Journal of Jenetics,1996,V.19,N2,231-235.

361. Rodriges T. A., Burgoyne P.S. Spermatogenic failure in male mice with four sex chromosomes // Chromosoma, Abstract. 2001. V. 110. Is. 2 P. 124-129.

362. Roehme D., Fox H., Herrmann B., Frishauf A.M., Edstrom J.E., Mains P., Silver L.M., Lehrach H. Molecular clones of the mouset complex derived from microdissected. clones derived methaphase chromosome // Cell. 1984. Vol.36. P.783-788.

363. Romanienko P.J., Camerini R.D. The mouse Spoil gene is required for meiotic chromosome synapsis // Molecular Cell. 2000, V. 6, P. 975-987.

364. Rosenmann A., Wahrman J.,Richler C.,Madgar J.,Weissenbeg R.,Chahi R. Under what curcumstances is the human XY bivalent tangled. A note on chromosomally derived sterility.// Cytogenet Cell Genet. 1987, V. 45.P.58-61.

365. Rosenmann A., Wahrman J., Richler C., Voss R., Persitz A., Goldman B. Meiotic association between the XY chromosomes and unpaired autosomal elements as a cause of human male sterility.// Cytogenet. Cell. Genet., 1985, V.39. P. 19-29.

366. Rumpler Y., Gabriel-Robez O., Volobouev W.Yu., Rasamimanana P., de Perdigo A. Male sterility and double heterozygosity for chromosomal inversion. //Cytogenet. Cell Genet. 1995. V.69 (1-2). P.66-70.

367. S.K. Mahadevaiah., Ratigan A.,Ojarkre O. A.,Mitchell M.,Burgoyne P.S. Uncovering checkpoint in mouse spermatogenesis. Germ cells. Abstracts of papper. Oct-9- 13 ,2002. . P. 6.Cold spring Harbor Laboratory, New York.

368. Safronova L.D., Riabov I.N. The electron-microscopic analysis of synaptonemal complexes of mice meiocytes exposed in Chernobyl Atomic Station region. Mutation Research. 1997. V.379.N1.P.108

369. Saxena R. Brown L.G., Hawkins T. et al, The DAZ gen clusster on the human Y Chromosome arose from an autosomal gene that was transposed, repeatedly amplified and pruned // Nature Genetics, V. 14, P.292-298.

370. Schafer A.J. Sex determination and its pathology in man // Advances Genetics, 1995, V. 33, P.282-290.

371. Schimenti J., Cebra-Thomas J.A., Decker C.L., Islam S.D., Pilder S.H., Silver L.M. A candidate gene for the mouse t-complex responder (Tcr) locus responsible for haploid effects on sperm function // Cell. 1988.V. 55. P. 71-78

372. Schimenti J.C. ORFless, intronless, and mutant transcription units in the mouse t complex responder (Tcr) locus. Mamm Genome 1999. V. 10.N1 .P.969-976.

373. Searle A. Numerical variants and structural rearrangements. In: Lyon M.F., Searle F.G. (eds): Genetic Variants and Strains in Laboratory Mouse, P.582-616. Oxford University Press, Oxford, 1989.

374. Searle A.G. 1982. The genetics of sterility in the mouse. // Genetic control of gamete production and function, p.93-113.

375. Searle F.G. (eds.) Genetic Variants and Strains in Laboratory Mouse.

376. Oxford University Press, Oxford,1989. P.582-616.

377. Searle J.B. Hybrid zone and the evolutionary process. Harrison R. Ed., N.-Y. 1993. P.309-315.

378. Setterfield L.A., Mahadevajah S., Mittwoch U. Chromosome pairing and germ cell loss in male and female mice earring a reciprocal translocation.// J.Reprod.Fertil. 1988. V.82, P.369-379.

379. Setterfield L.A., Mahadevajah S., Mittwoch U. Pachytene pairing in relation to sperm and oocytes numbers in male-fertile reciprocal translocation in the mouse. // Cytogenet Cell Genet, 1988, V.49, P.293-299.

380. Shalgi R., Phillips D.M. Mechanics of sperm entry in cyclic hamster J. Ultrastruct. Res. 1980. Vol. 71, N 2. P. 154-161

381. Shustrova I.V., Tokarskaya O.N., Safronova L.D., Ryskov A.P The polymorphism of t-complex DNA elements within different mouse species. 1995. Molecular General Genetics

382. Silver L., Remis D. Five of the nine genetically defined regions of mouse t-haplotypes are involved in transission ratio distortion // Genetic Res. 1987. V.49. P.51-52.

383. Silver L.M, The pecuilarjurney of a selfish chromosome: Mouse t haplotypes and meiotic drive. Trends Genet. 1993, 9,250-254.

384. Silver L.M. Molecular probes define different regions of the mouse t complex // Cell.1985. Vol.40. P.63-69

385. Solary A.J.,Ashlley T. Ultrastructure and behaviour of the achismatic telollsynaptic XY pair of the Sand rat ( Psammomys obesus). Chromosomal977, V.62, P.319-336.

386. Speed R.M., Chandley A.C. Prophase of meiosis in human spermatocytes analysed by EM microspreading in infertile men and their controls and comparisons with human oocytes. //Hum. Genet., 1990, V.84:547-554.

387. Sun H., Treco D., Schultes N.P., szostak J.W. Double-strand breaks at an initiation site for meiotic gene conversion. Nature. 1989. v.338. P.87-90.

388. Sunchez E.R., Erickson R. P. Wild Robertsonian translocation in mice chromosome 17, Rb ( 16,17 ) 7 Bnr show novel interection with t-alleles. Heredity. 1988. V.77. P. 290-294.

389. Symp., Edinburgh, Aug. 16-20, 1971; eds. R.A.Beatty and S. Gluecksohn-Waelsch. Edinburgh New-Jork, 1972, P.359-369 .

390. Tiepolo L., Zuffardi D. Localization of factor controlling spermatogenesis in the nonfluoressent portion of the human Y-chromosome // Hum. Mol. Genet. 1976. V. 34, P. 119-224.

391. Tres L.L.,.Erickson R.P. Electron microscopy of t-allele synaptonemal complexes discloses no inversions. // Nature. 1982, V.299. P.572.

392. Tristan A. Rodriguez, Paul S. Burgoyne . Spermatogenic failure in male mice with four sex chromosomes // Chromosoma, 2001, VI10, N2, pp 124-129.

393. Tucker P.K., Bickham J.W. Sex chromosome-autosome translocations in the leaf-nosed bats, family Phyllostomidae. // Cytogenet. Cell Genet. 1986. V.43. P.28-37.

394. Tumennasan Kh., Tuya Ts., Hotta Y., Takase H., Speed R.M., Chandley A.C. fertility investigation in the F1 hybrid and backcross progeny of cattle (Bos taurus) and yak (B.grunniens) in Mongolia. // Cytogenet. Cell Genet, 1997. V.78, P.69-73.

395. Turner J.M., Madaveaiah S.K., Benavente R.et al. Analysis of male meiotic sex body proteins during XY female meiosis provides new insights into their functions // Chromosome, 2000, V 109, N6, p426-432.

396. Villagomez D.A.F., Gustavsson I., Jonsson L., Ploen L. Reciprocal chromosome translocation, rep(7;17)(q26;ql 1)., in a boar giving reduced litter size and increased rate of piglets dying in early life Hereditas 1984,V. 122:257-267.

397. Wahrman J., Richler C. Now recombination factors throw (fluorescent) ligt on the dark male sex body and Y?// 14th ICC. 2001. Wurzburg, Germany, 119.

398. Wahrman J., Richler C., Neufeld E., Friedmann A. The origin of multiple sex chromosomes in the gerbil Gerbillus gerbillus (Rodentia: Gerbillinae). //Cytogenet. Cell Genet., 1983, V.35, P.161-180.

399. Wallace B.M., Searl J.B., Everett C.A. Male meiosis and gametogenesis in wild house mice from a chromosomal hybrid zone; a comparison between "simple" Robertson heterozygotes and homozygotes.// Cytogenet. Cell Genet., 1992, V.61,P.211-220.

400. Washburn L., Eicher E., Normal testis determination in the mousedepends on genetic interaction of locus on chromosome 17 and the Y-chromosome // Genetics, 1989, V.123, №11, P. 173-179.

401. Washburn l.,Lee B., Eicher E. Inheriitance of T-associatioed sex reversal in mice. Genet. Res. 1990. V56.pp.l83-189.

402. Washburn, L., Eicher E„ sex reversal in XY mice caused by dominent mutation mutation on chromosome 17. Nature,1983, V.303, P.338 -340.

403. Watson C. Met al Idetification of more (microrchidia) a mutation that results in arrest of spermatogenesis at an early meiotic stage in the mouse // Proc.Nat. Acad. Sci. 1998, V95, P. 14361-14366

404. Watson C., Zinn AR., Inoue N., et al. Identification of more (mitochondria), a mutation that results in arrest of sspermatogenesis at an early meiotic stage in the mouse // Proc. Nat. Acad. Sci., USA,V. 95, P.14361-14366.

405. Weber L., Byers B. A RAD 9-dependent checkpoint blocks meiosis of ede 13 yeast cells. Genetics. 1992. V.131. P.55-63.

406. Weighardt F., Biamonti G., Riva S. The roles of heterogeneous nuclear ribonucleoproteins (hnRNPs) in RNA metabolism. // BioEssays. 1996, V. 18, P.747 756

407. West J.D., Frels W.I., Papaioannou V.E., Karr J.P., Chapman V.M. Development of interspecific hybrids of Mus // J. Embryol. Exp. Morph. 1977 V.41, P. 233-243

408. Winking H. Cytogenetic and histological observations in sterile males with Robertsonian translokations.// Cytogenet. Cell Genet. 1980, V. 27, P. 213.

409. Winking H., Dulic B., Bulfold G. Robertsonian caryotype variation in the Europeum house mouse M. musculus. Servey of preseut knowledge and observations. //Zeitschrift fur Saugetierkunde, 1988, #53. P. 148-161

410. Winking H., Johannisson R. Pattern of pachytene pairing in mouse hybrids with chain and ring multivalents.// Clin. Genetical, 1980, # (N, V)17, P. 94

411. Winking H., Nielsen K., Gropp A. Variable positions of NORs in Mus musculus.// Cytogenet. Cell Genet, 1980, V. 26, P. 158-164

412. Wu C.I.,Ralopoli M.F. Genetics of postmating reproductive isolation in animals. Annu Rev. Genet, 1994,V27,P.283-308.

413. Yanagimachi R. Mammalian fertilization // The physiology of reproductionin vitro /N.Y.L.Plenum Press. 1981.P.82-184

414. Yosida N.H. Cytogenetics of BlacK Rat. Karyotype evolution and species differentiation. University of Tokyo. 1980.

415. Yosida N.H. Cytogenetics of the Black rat. Karyotype, evolution and species differentiation in Rattus species. Chromosoma, 1973 . V .40; 285-297.