Поведение хромосом в профазе I мейоза у самцов прямокрылообразных насекомых тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.04, кандидат биологических наук Корниенко, Ольга Сергеевна

• Корниенко, Ольга Сергеевна
• кандидат биологических наук
• 2010

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Корниенко, Ольга Сергеевна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. КРАТКИЙ ОБЗОР СОБЫТИЙ ПРОФАЗЫ I МЕЙОЗА.

1.2. СИНАПСИС И РЕКОМБИНАЦИЯ В ПРОФАЗЕ I МЕЙОЗА.

1.2.1. Связь синопсиса и рекомбинации.

1.2.2. Роль терминальных районов в синопсисе гомологичных хромосом

1.2.3. Факторы, влияющие на рекомбинацию.

1.2.4. Синаптонемный комплекс.

1.2.5. Ограничение рекомбинации и синопсиса у гетерогаметного пола

1.3. ВЛИЯНИЕ ГЕТЕРОХРОМАТИНА НА СИНАПСИС И РЕКОМБИНАЦИЮ

ХРОМОСОМ В ПРОФАЗЕ I МЕЙОЗА.

1.3.1. Влияние гетерохроматина на синопсис и сегрегацию хромосом

1.3.2. Влияние гетерохроматина на распределение и число хиазм.

1.3.3. Влияние гетерохроматина на морфологию СК.

1.4. ПОВЕДЕНИЕ ГЕТЕРОМОРФНЫХ ПОЛОВЫХ ХРОМОСОМ НАКАНУНЕ

И В ПРОЦЕССЕ ПРОФАЗЫ I МЕЙОЗА.

1.4.1. Особенности репликации и транскрипции половых хромосом.

1.4.2. Явление «гетеропикпоза» половых хромосом.

1.4.3. Особенности пространственного положения половых хромосом в ядре

1.4.4. Характер синопсиса половых бивалентов и особенности мейопгической оси половыхунивалентов.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Поведение хромосом в профазе I мейоза у самцов прямокрылообразных насекомых»

1.Актуальность проблемы

Мейоз у животных был открыт В. Флеммингом в 1882 г. Длительное изучение этого явления показало, что, несмотря па кажущуюся консервативность, ход мейотических событий может отличаться большим разнообразием. Привлечение разных модельных объектов позволяет составить общее представление о закономерностях мейотических процессов.

Синапсис и рекомбинация - ключевые события профазы I мейоза. Синапсис необходим для встречи и связывания гомологов, что в дальнейшем обеспечивает правильное расхождение хромосом в первом делении мейоза. Рекомбинация и сегрегация хромосом обеспечивают генетическое разнообразие организмов (Жученко, Король, 1985).

У саранчовых, как у мышей, человека и некоторых других видов, для первичного спаривания хромосом необходимы множественные двуцепочечные разрывы ДНК и поиск гомологичных последовательностей в лептотене (Viera et al., 2004b). Продуктивный синапсис начинается с теломерных концов хромосом, чему способствует образование букета», но может инициироваться и в интерстициальных областях (Counce, Meyer, 1973; Hasenkampf, 1984а). К пахитене синапсис заканчивается, о чем свидетельствуют полностью сформированные синаптонемные комплексы. Хромосомные перестройки в гетерозиготе, нарушающие линейную структуру CK, препятствуют распространению интерференции рекомбинационных обменов вдоль бивалентов (Горлов и др., 1991). Неравные оси CK, в случае когда один гомолог длиннее другого, как правило, претерпевают синаптическую подгонку, в противном случае мейоциты млекопитающих подвергаются пахитенному аресту (Riehler, 1986; Коломиец, 1998). У насекомых практически не изучен вопрос о необходимости и способах синаптической подгонки гетероморфных бивалентов.

Выявлены различия в синапсисе и рекомбинации хромосом у гомо- и гетерогаметного полов. Так, у самцов некоторых видов саранчовых (ХО-определение пола) встречается неполный синапсис, и рекомбинация ограничена небольшим районом хромосомы, в то время как у самок формируется полный CK и наблюдается случайное распределение хиазм вдоль бивалентов (Perry, Jones, 1974). Показано, что в областях хромосом, не участвующих в синапсисе, не формируются двуцепочечные разрывы ДНК (Cálvente et al., 2005).

Половые хромосомы у гетерогаметного пола также обнаруживают особенности поведения в профазе I мейоза. В то время как у гомогаметного пола половой бивалент внешне не отличается от аутосомных бивалентов ни по морфологии, ни по синаптическому поведению, половые хромосомы у гетерогаметного пола часто изолированы от аутосом, демонстрируют разнообразные типы синапсиса и видоизмененные формы осевых элементов (Бородин, 1992; Агапова, Высоцкая, 1993). Ось полового унивалента самцов прямокрылообразных насекомых оказывается существенно короче, исходя из митотических размеров Х-хромосомы (Агапова, Высоцкая, 1993; Solan, Counce, 1977). Хотя на примере млекопитающих ранее была показана возможность использования характера синапсиса половых хромосом для оценки эволюционных отношений близкородственных видов (Бородин, 1992), у насекомых до сих пор не изучена взаимосвязь особенностей мейотической оси Х-хромосомы с таксономической принадлежностью организмов. Кроме того, не исследован вопрос о том, формируется ли ось Х-хромосомы изначально с аномалиями или претерпевает морфологические изменения в ходе профазы I мейоза.

В ходе цитогенетических исследований давно было подмечено, что в районах С-гетерохроматина ограничена или полностью исключена рекомбинация. Современные молекулярные данные свидетельствуют о том, что рекомбинационная инертность гетерохроматина связана, вероятно, с плотной белковой упаковкой хроматина (Westphal, Reuter, 2002; Peng, Karpen, 2007). Кроме того, показано, что в первой профазе мейоза гетерохроматин более конденсирован, т.е. имеет меньшую представленность в CK, по сравнению с эухроматиновыми районами (Stack, 1984). В настоящее время существует очень мало данных о том, как ведут себя крупные блоки гетерохроматина, по размерам соизмеримые с плечами хромосом, во время синапсиса и рекомбинации гомологов.

Прямокрылообразные насекомые являются удобной моделью для изучения особенностей мейотического поведения хромосом и их отдельных районов. В случае саранчовых и кузнечиков это связано с относительно небольшим числом хромосом и их крупными размерами. В их кариотипах обнаружены крупные блоки С-гетерохроматина различной локализации. Неплохая общебиологическая изученность этой группы насекомых значительно облегчает и ускоряет проведение исследований сравнительного характера, что позволяет судить об особенностях эволюционных преобразований кариотипов прямокрылых. В то же время, данные об особенностях поведения хромосом в ходе мейотического синапсиса и рекомбинации могут быть использованы при решении спорных вопросов систематики этой группы.

Тараканы также имеют в кариотипах большое количество С-гетерохроматина. В лабораторных популяциях этих насекомых наблюдается полиморфизм по размерам гетерохроматиновых районов, что представляет интерес для изучения поведения в мейозе гетероморфных гомологов, их синаптической подгонки.

2.Цели и задачи исследования

Целью работы являлось выяснение закономерностей поведения хромосом и их отдельных районов во время синапсиса и рекомбинации в профазе I мейоза у прямокрылообразных насекомых.

Для достижения поставленной цели были определены следующие задачи:

1.Сравнить характер формирования оси Х-хромосомы и особенности мейотического синапсиса аутосом в первой профазе мейоза у самцов разных видов саранчовых, сопоставив с таксономической принадлежностью видов.

2.Исследовагь связь между количеством теломерной ДНК и типом синапсиса хромосом у разных видов саранчовых.

3.Проанализировать поведение Х-хромосомы в сперматогенезе у разных видов прямокрылообразных с ХО-системой определения пола.

4.Исследовать влияние на синапсис и рекомбинацию хромосом крупных блоков С-гетерохроматина разной локализации: дистальных у таракана Nauphoeta cinerea и прицентромерных у саранчового Siauroderus scalaris. Распределение обменов у S. scalaris сравнить с таковым у вида Glyptobothrus biguttulus из той же подтрибы. имеющим небольшой блок прицентромерного гетерохроматина.

5.Исследовать структуру синаптонемных комплексов гетероморфных бивалентов, определить временные и пространственные параметры синаптической подгонки разных хромосом у таракана N. cinerea.

З.Научная новизна

Впервые проведен сравнительный анализ формирования оси полового унивалента и мейотического синапсиса хромосом у самцов 41 вида саранчовых из трех подсемейств. Электронно-микроскопический анализ срезов семенников у саранчовых, тараканов и кузнечиков показал, что только у саранчовых половой хроматин занимает отдельный ограниченный мембранами компартмент накануне мейоза в премейотической интерфазе. Впервые обнаружено два разных способа влияния протяженных районов С-гетерохроматина разной локализации на синапсис и рекомбинацию хромосом. Показано, что структурные изменения в крупных блоках С-гетерохроматина, происходящие на стадии лептотены, приводят к подавлению спаривания и рекомбинации хромосом за счет образования аномальных осевых элементов у саранчового S. scalaris, посредством формирования хромоцентра у таракана N. cinerea. Впервые описана синаптическая подгонка у таракана N. cinerea в случае гетерозиготности по блокам гетерохроматина. Показано, что короткие биваленты подвергаются синаптической подгонке раньше длинных хромосом и всегда формируют синаптонемные комплексы с утолщением на конце, синаптонемные комплексы длинных бивалентов в половине случаев выявляются с неспаренным концом. Продемонстрировано, что отсутствие синаптической подгонки синаптонемных комплексов в гетероморфных бивалентах в сперматоцитах таракана N. cinerea не приводит к пахитенному аресту.

4.Практическая значимость

Данное исследование расширило представления о способах и ограничениях мейотического синапсиса гомологичных хромосом. Полученные данные о том, что прерывание синаптонемного комплекса в центромерном районе двуплечей хромосомы повышает уровень рекомбинации в обоих плечах, имеют фундаментальное значение для выяснения механизмов регуляции кроссинговера. Результаты сравнительно-морфологического анализа оси Х-хромосомы и мейотического синапсиса самцов саранчовых семейства Acrididae подтверждают представления ряда ортоптерологов о независимом статусе подсемейства Locustinae, что имеет практическое значение для уточнения систематики саранчовых.

5.Личный вклад автора

Автором самостоятельно была выполнена основная часть работы. Ультратонкие срезы семенников для электронно-микроскопического анализа готовил к.б.н. С.И. Байбородин. В работе частично были использованы негативы и препараты для анализа хромосом, любезно предоставленные к.б.н. O.A. Агаповой, Д.Ч. Степановой, к.б.н.

A.M. Гусаченко и д.б.н., проф. J1.B. Высоцкой. ДНК-пробы для проведения FISH были приготовлены к.б.н. В.А. Трифоновым и аспиранткой А.И. Кулемзиной. Определение видовой принадлежности всех насекомых было сделано д.б.н., проф. М.Г. Сергеевым.

6.Апробация работы и публикации

Основные материалы данной работы были представлены на студенческих конференциях, Международной конференции по ортоптероидным насекомым (Montpellier, 2001), Международном симпозиуме по проблемам мейоза (Санкт-Петербург, 2003), 12-ом и 13-ом съездах Русского Энтомологического Общества (Санкт-Петербург, 2002; Краснодар, 2007), Сибирской зоологической конференции (Новосибирск, 2004), 4-ой Международной конференции по кариосистематике беспозвоночных животных (Санкт-Петербург, 2006), Международной конференции «Хромосома 2009» (Новосибирск, 2009).

Материалы также были представлены на отчетной сессии Института цитологии и генетики в 2005 году. По теме диссертации опубликовано 1 б печатных работ, в том числе три статьи в журналах (Вестник НГУ, Цитология, Евразиатский Энтомологический журнал).

7.Структура диссертации

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов, результатов, обсуждения, выводов, списка цитируемой литературы, содержащего 227 ссылок, приложения, списка публикаций по теме диссертации. Работа изложена па 109 страницах машинописного текста, содержит 31 рисунок (5 по тексту и 26 в Приложении) и 6 таблиц.

Заключение диссертации по теме «Клеточная биология, цитология, гистология», Корниенко, Ольга Сергеевна

ВЫВОДЫ

1. Анализ сперматогенеза у 41 вида саранчовых продемонстрировал существование закономерностей синапсиса аутосом в пределах триб и подсемейств. Не обнаружена зависимость между количеством теломерной ДНК на хромосомах саранчовых и инициацией синапсиса с дистального и проксимального концов.

2. Сравнительно-морфологический анализ осевого элемента Х-хромосомы самцов 41 вида саранчовых показал, что у представителей подсемейства Acridinae и подсемейства Catantopinae ось всегда линейная и короткая, в то время как в подсемействе Locustinae у одних видов ось прерывистая и длинная, у других - не обнаруживается совсем. Отличающееся поведение оси полового унивалента у саранчовых из подсемейства Locustinae подтверждает представления ряда ортоптерологов о независимом статусе этого подсемейства.

3. Установлено, что среди изученных видов прямокрылообразных только у саранчовых ядра во время сперматогониальных и премейотической интерфаз имеют лопастную структуру, причем Х-хромосома всегда занимает отдельный компартмент, окруженный как минимум двумя слоями мембраны.

4. Структурные изменения в крупных блоках С-гетерохроматина, происходящие на стадии лептотены, приводят к подавлению спаривания и рекомбинации хромосом за счет образования аномальных осевых элементов у саранчового S. scalaris, посредством формирования хромоцентра у таракана N. cinerea.

5. Показано, что у таракана N. cinerea теломерный гетерохроматин не влияет на распределение хиазм. У саранчового S. scalaris отсутствие синапсиса в гетерохроматине приводит к исчезновению интерференции через центромерный район и независимому формированию хиазм в обоих плечах, в то время как у саранчового G. biguttulus, принадлежащего той же подтрибе, непрерывный CK обеспечивает хиазменную интерференцию через центромеру.

6. Обнаружена синаптическая подгонка у таракана N. cinerea в случае гетерозиготности по блокам гетерохроматина. Показано, что короткие биваленты подвергаются синаптической подгонке раньше длинных хромосом и всегда формируют CK с утолщением на конце, CK длинных бивалентов в половине случаев выявляются с неспаренным концом. Показано, что отсутствие синаптической подгонки CK в гетероморфных бивалентах в сперматоцитах таракана N. cinerea не приводит к пахитенному аресту.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Подводя итог обзору литературы, можно сформулировать ряд вопросов, требующих дальнейших исследований.

Несмотря на консервативность общей схемы протекания мейоза, наблюдается большое разнообразие в деталях этого процесса у разных организмов. Привлечение дополнительных объектов для исследования мейоза способствует еще большему пониманию этого явления. В данной работе были поставлены задачи не только исследования общих закономерностей протекания мейоза, но и использования некоторых параметров этого процесса для решения спорных вопросов систематики прямокрылых насекомых. Ранее на примере млекопитающих была показана возможность использования характера синапсиса половых хромосом для оценки эволюционных отношений близкородственных видов (Бородин, 1992). Мы поставили задачу применить сравнительно-морфологический подход для оценки родства разных видов саранчовых из трех подсемейств, где в качестве критериев выступают характер оси полового унивалента и синапсис аутосом. Эта задача возникла неслучайно: несмотря на достаточно хорошую изученность саранчовых, на сегодняшний день есть ряд спорных моментов в систематике этой группы. Традиционная систематика опирается только на внешние фенотипические признаки, однако неоднократно была продемонстрирована целесообразность использования также цитогенетических и молекулярных данных для определения родственных связей саранчовых (Высоцкая и др., 1997; Гуляева и др., 2007).

Непонятными остаются до сих пор причины разнообразия мейотического синапсиса аутосом у самцов саранчовых. У некоторых видов саранчовых синапсис гомологов вопреки традиционной схеме может начинаться только с одного конца хромосом и/или затрагивать только часть бивалента (Гусаченко и др., 1994; Высоцкая и др., 1997). Так как теломерные последовательности и теломерные белки играют большую роль в формировании стадии букета и инициации синапсиса хромосом, мы поставили задачу сравнить соотношение количества теломерной ДНК на разных концах мейотических хромосом у самцов саранчовых с разным типом мейотического синапсиса.

На сегодняшний день также практически не изучены причины изменения морфологии мейотической оси половой хромосомы у самцов насекомых с ХО-определением пола. С одной стороны, на характер оси влияет молекулярная организация полового хроматина в мейозе. Показано, что половые хромосомы гетерогаметного пола в отсутствие партнера для синапсиса или участков гомологии для спаривания претерпевают гистоновые модификации: фосфорилирование Н2АХ, гиперметилировапие НЗ, гипоацетилирование Н4 (Wolf, Turner, 1996; Khalil et al., 2004; Namekawa et al., 2006). Транскрипционная инактивация неспаренного полового хроматина необходима, по мнению некоторых исследователей, для предотвращения пагубного воздействия белковых продуктов половых хромосом на сперматогенез (Lifschytz, Lindsley, 1972). С другой стороны, непонятно, изначально ли половая ось формируется видоизмененной или претерпевает изменения на протяжении профазы I мейоза у самцов насекомых. У млекопитающих утолщения и расщепления осей половых хромосом появляются только в пахитене, что связано с транскрипционной инактивацией полового хроматина на этой стадии. У самцов насекомых активность Х-хромосомы заканчивается до начала профазы I мейоза, а в пахитене, по некоторым данным, на распластанных сперматоцитах тоже обнаруживаются подобные морфологические особенности половой оси (Агапова, Высоцкая, 1993). В литературе также описывался уникальный случай компартмен-тализации и пронизанности полового хроматина ядерной мембраной накануне мейоза у самца одного из видов саранчовых (Church, 1979а, 1979b). Если предположить, что образование оси Х-хромосомы начинается с ядерной мембраны, то расщепления оси могут быть следствием большого числа контактов полового хроматина с ламиной и множественных точек инициации формирования оси. Таким образом, была поставлена задача исследовать особенности поведения полового хроматина в премейотической интерфазе у самцов разных видов прямокрылообразных насекомых и сопоставить с характером мейотической оси Х-хромосомы в профазе I мейоза.

Еще одним пробелом в изучении мейоза является поведение крупных блоков гете-рохроматина во время синапсиса и рекомбинации хромосом. Общеизвестно, что гетеро-хроматин является инертной частью хромосом в отношении рекомбинации, плотность ге-терохроматина в первой профазе выше по сравнению с эухроматином, осевой элемент обнаруживает расщепления в районах гетерохроматина (Stack, 1984; Peng, Karpen, 2007; Бородин, Горлов, 1990). У прямокрылых, как известно, ранние рекомбинационные процессы предшествуют синапсису гомологичных хромосом. Интересно исследовать, какое влияние оказывает рекомбинационная инертность блоков гетерохроматина на синапсис гомологов, распределение хиазм вдоль бивалентов, морфологию мейотических осей и интерференцию. Остается также неизученным вопрос синаптической подгонки СК у насекомых в случае полиморфизма по гетерохроматину, затрагивающего протяженные районы хромосом. Исходя из этого, была поставлена задача изучить различные аспекты поведения крупных блоков гетерохроматина разной локализации в профазе I мейоза у самцов некоторых видов прямокрылообразных насекомых.

Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. МАТЕРИАЛЫ

Объект исследования

Личинки последнего возраста и взрослые самцы саранчовых и кузнечиков отловлены в летнее время на территории Новосибирской области, Алтая, Хакасии и Тувы в период с 1997-2007 г.г. Лабораторная культура серого таракана Nauphoeta cinerea была привезена из Хакасского госуниверситета (кафедра зоологии), а лабораторная культура тропического таракана Blaberus sp. - из Томского госуниверситета. Видовая принадлежность всех исследованных видов определена проф., д.б.н. М.Г. Сергеевым (Кафедра общей биологии и экологии НГУ). Также в работе частично использованы готовые препараты распластанных сперматоцитов и негативы с синаптонемными комплексами, предоставленные сотрудниками кафедры цитологии и генетики.

Реактивы

Ацетон

Биотин-11-дУТФ «Медиген» Гидроокись бария «Реахим»

Гимза-краситель «Merck» (сухой, Gimsas Asur-Eosin Methylenblau)

Глицерин «Serva»

Глутаровый альдегид

Декстран-сульфат «Sigma»

Колхицин «Fluka» (сухой)

Красная кровяная соль K3Fe(CN)6

Ледяная уксусная кислота (хч) «Реактив»

Метанол (ч) «Реахим» (перегнанный)

Набор дезоксинуклеозид-5'- трифосфатов (дАТФ, дТТФ, дЦТФ, дГТФ) «Sigma»

Натрий лимоннокислый чда «Реактив»

Нитрат серебра хч «Реахим»

Окись осмия 0s04 «Реахим»

Плавиковая кислота «Реахим»

Соляная кислота «Реахим»

Трис-HCl «Sigma»

Тритон XI00 «Serva»

Уранилацетат

Формальдегид «Sigma»

Формамид «Sigma»

ЭДТА «Sigma»

Epon 812 «Serva»

Epon DDSA «Fluka»

Epon MNA «Fluka»

Epon accelerator DMP30 «Fluka»

DABCO (1,4-диазабисцикло(2,2,2)октан) «Sigma»

DAPI (4,6-диамидино-2-фенилиндол) «Invitrogen»

Ферменты

РНКаза A «Sigma»

Трипсин «БиолоТ» (0,12% стандартный раствор) Taq ДНК-полимераза (производство ИХБиФМ)

Коньюгаты

Авидин-FITC «Vector Lab» Биотинилированный антиавидин «Vector Lab»

Праймеры праймер TR-Dir (5'-GGTTAGGTTAGGTTAGGTTAGG-3') праймер TR-Rev (3'-ТААССТААССТААССТААССТАА-5')

Растворы и буферы

Блокирующий буфер: (1-3 % сухое молоко, 4*SSC+0,05% Тритон Х100)

Основной раствор красителя Гимза: метанол (125 мл), глицерин (125 мл), гимза-краситель

2 г)

Проявитель для окрашивания СК: 0,2 г желатина, 0,1 мл муравьиной кислоты, 10 мл Н20 Рабочий раствор красителя Гимза: 3-6% основной раствор красителя Гимза, буфер Соренса

Раствор Antifade DABCO: (0,233 г 1,4-диазабисцикло-(2,2,2)-октана в 10 мл раствора, содержащего 9 частей глицерина и 1 часть 1 М Трис-HCl рН 8,0)

Смола для заливки: 55 : 45 : 1,7 = раствор А (15,5 мл Epon812 + 25mji Epon DDSA) : раствор В (25мл Ероп 812 + 22,3мл Epon MNA): Epon accelerator DMP30 Фиксаторы для хромосом: этанол : уксусная кислота-3:1; метанол : уксусная кислота=3:1 Фиксатор для белков синаптонемного комплеса: 4% формальдегид, 0,1 М сахароза (рН 8-9)

Фосфатный буфер Соренса: 1/15 М КН2Р04, 1/15 М Na2HP04 lOxPBS: 0,13 М NaCl; 0,27 М КС1; 7 мМNa2HP04; 3 MMNaH2P04, (рН 7,2) 20xSSC: 0,3 М NaCl; 0,03 М цитрат натрия (Na3C6H507x5,5H20) 4xSSC-T: 4xSSC, 0,05 % Тритон Х100

2.2. МЕТОДЫ

2.2.1. Фиксация материала

2.2.1.1. Фиксация семенников для световой микроскопии

Из брюшка самцов извлекали семенники, очищали от жирового тела в 0,9% растворе цитрата натрия. Гонады инкубировали 20-40 мин в 0,01-0,04% колхицине, разведенном в 0,9% растворе цитрата натрия. Затем семенники фиксировали в смеси 96% этанола и ледяной уксусной кислоты в соотношении 3:1 в течение 5 мин, переносили в свежую порцию фиксатора, выдерживали еще 20-40 мин. После этого готовили препараты или отмывали в 70% этаноле для последующего хранения в холодильнике при +4°С.

2.2.1.2. Фиксация семенников для электронной микроскопии

Все фиксаторы разводили на основе однократного буфера PBS (рН 7,2). Семенник извлекали из брюшка самца и помещали в охлажденный 2,5% глутаровый альдегид. Фиксировали семенники 1-2 ч в холодильнике при +4°С. Отмывали семенники 3 раза по 15 мин в буфере lxPBS (рН 7,2). После этого фиксировали в 1% 0s04 с добавлением 100-200 мг красной кровяной соли K3Fe(CN)6 в течение 1 ч. Отмывали семенники 3 раза по 15 мин в буфере lxPBS (рН 7,2). Далее семенники обезвоживали в спиртах дважды в каждом по 30 мин: 30%, 50%, 70%, 96%, абсолютный спирт. В 70% спирт добавляли до 2% уранилацетат для создания дополнительного контрастирования. После этого выдерживали семенники в смесях: абсолютный cnnpTianeTon^l :1 (30 мин) ацетон (1 ч) ацетон:смола=3:1 (1 ч) ацетон:смола=1:1 (1 ч) ацетон:смола=1:3 (1 ч) смола (1 ч)

На заключительном этапе семенники разрывали на отдельные фолликулы, размещали в ячейках в поперечном направлении, заливали новой смолой и оставляли на ночь при комнатной температуре для полимеризации смолы.

2.2.2. Приготовление препаратов

2.2.2.1. Давленые меноциты для анализа кариотипов

Для анализа кариотипов насекомых готовили давленые препараты по стандартной методике. Стекла предварительно выдерживали в хромовой смеси не менее 30 мин, тщательно промывали водопроводной, ополаскивали дистиллированной водой и высушивали. Фиксированные семенные фолликулы помещали в каплю 60% уксусной кислоты на чистом стекле. Проводили мацерацию фолликулов при помощи препаровальной иглы. Накрывали покровным стеклом и оставляли на 3-5 мин. Слегка постукивали по покровному стеклу карандашом для рассредоточения клеточной массы. После этого сильно раздавливали препарат и замораживали в жидком азоте. Покровные стекла скалывали после полной заморозки препаратов. Препараты сушили и окрашивали С-дифференциально по методу Джонса (Jones et al., 1975) с некоторыми модификациями. Для этого препараты предварительно обрабатывали в 0,2 н HCl при комнатной температуре в течение 10-15 мин. Ополаскивали в дистиллированной воде. Щелочную денатурацию проводили в насыщенном растворе Ва(ОН)2 в течение 5-7 мин при 60°С. Отмывали препарат в сильной струе горячей водопроводной воды, ополаскивали дистиллированной водой. Инкубировали в растворе 2*SSC в течение 60-90 мин при 60°С. Окраску проводили сразу или на следующий день в 3% растворе красителя Гимза в течение 10-20 мин, ополаскивали в дистиллированной воде и высушивали. Препараты анализировали при помощи светового микроскопа Jenaval (Zeiss, Германия).

2.2.2.2. Распластанные мейоцнты для анализа синаптонсмных комплексов

Препараты распластанных сперматоцитов для электронно-микроскопического анализа синаптонемных комплексов готовили по методу Дрессера и Мозеса (Dresser, Moses, 1980). Стекла предварительно покрывали пленкой из пластика (0,3%-ный раствор в хлороформе). Свежие семенники инкубировали в 0,9% цитрате натрия 15-20 мин. Помещали по 10-15 фолликулов в каплю свежего 0,9% цитрата натрия. Надрывали кончики фолликулов для выхода клеток. Убирали остатки фолликулов и суспендировали клеточную массу. Наносили по 25-50 мкл клеточной суспензии на поверхность капли 0,3 М сахарозы диаметром 1,5-2 см. Препараты высушивали на открытом воздухе, или помещали на ночь в холодильник (+4°С). На каплю высохшей сахарозы раскапывали фиксатор для стабилизации белков синаптонемного комплекса, через 5 мин смывали дистиллированной водой. Для визуализации синаптонемных комплексов препараты окрашивали азотнокислым серебром. Для этого наносили по капле 50% AgNOj и проявителя, накрывали покровным стеклом и помещали в термостат на 5-15 мин при 60°С. Затем отмывали водой и высушивали.

Для электронно-микроскопического анализа на окрашенных препаратах вырезались нужные участки препаровальной иглой. Стекло помещали в воду и вырезанные кружочки пластика всплывали на водной поверхности. Их переносили на электронно-микроскопические сеточки, сушили и анализировали при помощи электронного микроскопа Jem-lOOSX (Jeol, Япония). В случае плохого отставания пластиковых кружочков от предметного стекла наносили каплю 2% плавиковой кислоты.

2.2.2.3. Клеточная суспензия для проведения FISH

Для получения клеточной суспензии использовали фиксированные в спиртоуксусном растворе семенники. В капле 70% спирта отрывали кончики фолликулов и помещали в каплю 60% уксусной кислоты. С помощью препаровальной иглы мацерировали фрагменты фолликулов около минуты. Полученную массу переносили в пробирку для центрифугирования, содержащую 1 мл 60% уксусной кислоты и выдержали 40-60 мин. После этого пипетировали и центрифугировали суспензию 3 мин на скорости 3000 об/мин. Осторожно отбирали жидкость пипеткой и добавляли 0,5 мл метанолуксусного спирта (3:1). После этого опять пипетировали и центрифугировали в таком же режиме. Таким образом, делали 2-3 смены метанолуксусного фиксатора. В конце концов, добавляли 150-200 мкл метанолуксусного фиксатора, суспензию клеток хранили при -20°С.

Для приготовления препаратов использовали стекла (76x26x1 мм) фирмы Menzel GmbH + Со KG. Перед приготовлением препаратов стекла выдерживали в хромовой смеси не менее 30 мин, тщательно промывали водопроводной и ополаскивали дистиллированной водой. На влажное охлажденное стекло наносили 15-20 мкл охлажденной суспензии клеток и высушивали на воздухе. Качество полученных препаратов анализировали с помощью микроскопа в фазово-контрастном режиме. Для улучшения распластывания хромосом стекла после нанесения суспензии выдерживали в горячей влажной камере (60°С). В момент высыхания капали 20 мкл метанолуксусного фиксатора. Полученные препараты досушивали на воздухе и инкубировали в термостате на 60°С в течение часа.

2.2.2.4. Тонкие и ультратонкие срезы семенников для электронно-микроскопического анализа

Срезы для электронно-микроскопического анализа были получены к.б.н. С.И. Байбородиным. Блоки с фолликулами были обточены вручную для максимального снятия лишней смолы. Предварительно проводили поиск районов с нужными мейотическими стадиями на полутонких срезах (0,5-1 мкм), подкрашенных 0,1 % метиленовым синим с добавлением 1 % тетраборнокислого Na. Анализ проводили под световым микроскопом. Ультратонкие срезы толщиной 60-70 нм получали на ультратоме "Ultracut" (Reichert — Jung, Австрия). Срезы наносили на медные электронно-микроскопические сеточки, контрастировали цитратом свинца. Анализ ультратонких срезов проводили на электронном микроскопе Jem-lOOSX (Jeol, Япония).

2.2.3. Флуоресцентная гибридизация in situ

2.2.3.1 Приготовление теломерных проб для гибридизации

Проба к (TTAGG)n теломерному повтору была приготовлена с помощью ПЦР. Два праймера (GGTTA)4GG, (ТААСС)4ТАА использовались в качестве матрицы. 50 мкл смеси для ПЦР содержало 50 мМ KCl, 10 мМ Трис-HCl (рН=8), 2 мМ MgCb, 0,2 мМ каждого из четырех дНТФ, 2 мМ каждого праймера и 1 единица Taq полимеразы. Амплификацию проводили на приборе "Biometra" в следующем режиме: первые два цикла: 95°С — 1 мин, 30°С - 1 мин, 72°С - 1 мин, последующие 18 циклов: 94°С - 30 с, 50°С - 1 мин, 72°С - 1 мин. Продукты ПЦР анализировали методом электрофореза в 1% агарозном геле. Для получения проб подходящих размеров озвучивали продукты ПЦР.

2.2.3.2. Мечение теломерных последовательностей

50мкл ПЦР-смеси состояло из 67 мМ Трис-HCl (рН=8), 16,6 мМ (NH4)2S04, 0,01 % Tween-20, 3 мМ MgCl2, по 0,25 мМ d (А, С, G), 0,08 мМ dTTP, 0,04 мМ BiodUTP, по 2 мМ каждого праймера, 3 мкл теломерной ДНК-пробы, 0,5 ед. Taq полимеразы. Программа амплификации имела следующий температурно-временной режим:

1 цикл: 96°С - 3 мин, 39°С - 1 мин, 72°С - 0,2 мин, 2-20 циклы: 94°С - 0,5 мин, 39°С - 0,7 мин, 72°С - 0,2 мин. Полученный ПЦР-продукт фрагментировали ультразвуком в течение

2 мин на приборе "Bandelin Sonopuls" - HD 2070.

2.2.3.3. Гибридизация

Для гибридизации с рибосомной ДНК-пробой стекла предварительно обрабатывали панкреатической РНКазой А (100 мкг/мл) в растворе 2*SSC при 37°С в течение 40 мин. Для удаления подложки препараты обрабатывали 0,12 % трипсином 1-2 мин, ополаскивали в 2*SSC, выдерживали по 5 мин в 2*SSC и 1*PBS. Фиксировали стекла 1% раствором формальдегида в 1*PBS с добавлением 50 мМ MgCb в течение 10 мин. Препараты отмывали в 2*SSC 5 мин, ополаскивали дистиллированной водой и сушили.

Денатурацию ДНК-проб проводили в гибридизационной смеси (50% формамид, 2xSSC) в амплификаторе "Biometra" 5 мин при 72°С и помещали в лед. Денатурацию ДНК хромосом на препаратах осуществляли в денатурирующем растворе, состоящем из 70 % формамида и 2*SSC, 2 мин при 72°С. После этого препараты проводили через серию ледяных спиртов (-20°С) с повышением концентрации 70%, 80% и 96% и высушивали. На препараты наносили по 20 мкл гибридизационной смеси, покрывали покровным стеклом и обмазывали резиновым клеем. Стекла держали ночь при 42°С в увлажненной камере.

2.2.3.4. Детекция меченого ДНК-зонда

По окончании гибридизации покровные стекла снимали в 2*SSC. Отмывали при 42°С по 4 мин: 3 раза в 50% формамиде, затем в 2XSSC и два раза в 0,2*SSC. Наносили по 25 мкл блокирующего буфера (3 г сухого обезжиренного молока, 4XSSC-T) и выдерживали 15 мин при 37°С во влажной камере. Для детекции биотинилированных зондов использовали авидин-DCS, меченый флуоресцеинизотиоционатом (авидин-FITC), который предварительно растворяли в блокирующем буфере в соотношении 1:400 и центрифугировали 7 мин при 13000 об/мин. На стекла наносили по 25 мкл авидин-FITC, помещали во влажную камеру на 30 мин при 42°С. Отмывали 3 раза по 4 мин в 4><SSC-T при 46°С. Для усиления сигнала препараты инкубировали с биотинилированными антителами к авидину (антиавидином), разведенным в блокирующем растворе в соотношении 1:200 и отцентрифугированным 7 мин при 13000 об/мин. Для этого наносили по 25 мкл антиавидина и помещали во влажную камеру на 30 мин при 42°С. Отмывали 3 раза по 4 мин в 4><SSC-T при 42°С. Затем снова наносили слой авидин-FITC и инкубировали в том же режиме. Отмывали при 42°С в 4XSSC T по 4 мин, затем в 2*SSC и 2 раза в 0,2XSSC. Препараты ополаскивали в спирте 96% и сушили при помощи груши. Затем наносили по 10 мкл DAPI (0,08 мкг/мл) с антифейдом (Antifade DABCO).

Препараты анализировали с помощью флуоресцентного микроскопа Axio Imager. AI (Carl Zeiss). Сигнал регистрировали с помощью CCD-камеры и программного обеспечения "ISIS4" фирмы METASYSTEMS GmbH (Германия).

Глава 3. РЕЗУЛЬТАТЫ

3.1. СРАВНИТЕЛЬНО-МОРФОЛОГИЧЕСКИЙ АНАЛИЗ ФОРМИРОВАНИЯ ОСИ Х-ХРОМОСОМЫ И МЕЙОТИЧЕСКОГО СИНАПСИСА АУТОСОМ У САМЦОВ РАЗНЫХ ВИДОВ САРАНЧОВЫХ

Надсемейство саранчовых Аспс1о1с1еа насчитывает около 8500 видов, примерно 10% из которых обитает на территории России и в сопредельных районах. Большое разнообразие, межконтинентальные различия в видовом составе затрудняют создание единой и безупречной таксономической системы. Кроме того, отдельные исследователи расходятся в оценке вклада разных анатомо-морфологических признаков в классификацию этих насекомых. Традиционная систематика опирается только на фенотипические признаки, однако неоднократно была продемонстрирована целесообразность использования также цитогенетических и молекулярных данных для определения родственных связей саранчовых. На сегодняшний день спорными и трудно решаемыми вопросами систематики являются критерии выделения крупных таксонов.

В данной работе предпринята попытка использовать особенности мейотического поведения хромосом для уточнения родственных связей саранчовых. Проанализирована морфология и стабильность выявления оси Х-хромосомы, а также характер синансиса гомологичных хромосом в профазе I мейоза у самцов 34 видов саранчовых из трех подсемейств (подсемейства АспсНпае — 18, подсемейства Са1ап1ортае — 4, подсемейства ЬосиБЙпае - 12). Применялись стандартные методики приготовления распластанных и давленых мейоцитов. Анализ проводился на электронно- и светомикроскопическом уровне.

3.1.1. Анализ осевого элемента Х-хромосомы самцов саранчовых

Половая хромосома самцов у изученных видов — акроцентрическая, третья-четвертая по размеру в кариотипе, не отличается в митозе по картине С-дифференциального окрашивания от аутосом, однако характер образования ее оси в ходе мейоза может отличаться у разных видов. В таблице 1 представлены результаты анализа оси Х-хромосомы у самцов 41 видов саранчовых семейства АспсМае (ХО-определение пола), где данные по 7 видам взяты из литературы. Анализ распластанных сперматоцитов

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Корниенко, Ольга Сергеевна, 2010 год

1. Агапова O.A., Высоцкая JI.B. Синаптонемные комплексы и гетерохроматип у таракана//Генетика. 1993. Т. 35. С. 10-16.

2. Бей-Биенко Г.Я., Мищенко Л.Л. Саранчовые фауны СССР и сопредельных стран. Определитель по фауне СССР, издаваемый ЗИН, №38, ч. I, II. М.-Л.: Изд-во: АН СССР. 1951.668 с.

3. Богданов Ю.Ф., Коломиец О.Л. Кариотипирование на основе CK и применение этого метода в цитогенетике // Генетика. 1985. Т.21. С. 793-801.

4. Богданов Ю.Ф., Коломиец О.Л. Синаптонемный комплекс — индикатор динамики мейоза и изменчивости хромосом. Москва: Т-во научных изданий КМК. 2007. 358 с.

5. Боровков A.A. Математическая статистика. Оценка параметров, проверка гипотез. М.: Наука. 1994. 472 с.

6. Бородин П.М. Закономерности синапсиса хромосом в профазе мейоза млекопитающих. Дис. . докт. биол. н. Новосибирск: ИЦиГ. 1992. 45 с.

7. Бородин П.М. Домовая землеройка на пути к видообразованию // Природа. 2002. № 9. С. 3-12.

8. Бородин П.М. Частота и распределение рекомбинации в хромосомах млекопитающих // Хромосомы и эволюция. Симпозиум памяти Г.А. Левитского. Санкт-Петербург. 2008. С. 20-21.

9. Бородин П.М., Горлов И.П. Электронно-микроскопическое исследование особенностей синапсиса половых хромосом у американской норки // Известия СО АН СССР. Сер.биол. наук. 1990. Вып. 1. С. 10-13.

10. Бородин П.М., Д'Андрейа П.С., Баррейро Гомес С.К.Б. Естественная история зверя пунаре в 8 Vz главах // Природа. 2005. № 1. С. 32-39.

11. Васильева Л.А. Статистические методы в биологии. Новосибирск: НГУ. 2004.128 с.

12. Вильсон Э. Клетка и ее роль в развитии и наследственности. Москва: Наука. 1940. Т. 2. 1062 с.

13. Высоцкая Л.В. Поведение С-гетерохроматиновых районов хромосом в первой профазе мейоза у саранчового Stauroderus scalaris II Цитология. 1979. Т. 21. №11. С. 1279-1282.

14. Высоцкая Л.В. Цитогенетическое исследование видов семейства Acrididae (Orthoptera): дис. канд. биол. наук. Новосибирск: ИЦиГ. 1983.174 с.

15. Высоцкая Л.В. Неслучайное изменение хиазм в присутствии B-хромосом у Bryodema holderen (Orthoptera, Oedipodinae) // Генетика. 1986. Т. 12(9). С. 2272-2275.

16. Высоцкая JI.B. Закономерности эволюционных преобразований кариотипов саранчовых. Дис. . докт. биол. н. Новосибирск: ИЦиГ, 1993. 48 с.

17. Высоцкая JI.B., Бугров А.Г. Распределение С-гетерохроматина в профазе I мейоза у саранчовых // Цитология. 1985. Т. 27. № 10. С. 1118-1122.

18. Высоцкая Л.В., Степанова Д.Ч. Использование распределения хиазм в бивалентах на стадии поздней профазы мейоза для оценки филогенетических отношений саранчовых трибы Bryodemini (Orthoptera, Acrididae) // Зоол. журн. 1996. Т. 75. В. 8. С. 1159-1166.

19. Высоцкая JI.B., Агапова O.A., Гусаченко A.M. Особенности образования синаптонемных комплексов и распределения хиазм у двух видов саранчовых // Генетика. 1990. Т. 26. №11. С. 1953-1959.

20. Высоцкая JI.B., Агапова O.A., Олимова Д.Ч. Распределение хиазм и синапсис хромосом у видов саранчовых подсемейства Oedipodinae // Генетика. 1995. Т. 31(4). С. 471-476.

21. Высоцкая JI.B., Агапова O.A., Бугров А.Г., Гусаченко A.M., Низовцев Е.М., Степанова Д.Ч. Эволюционное разнообразие и рекомбинационные параметры кариотипов настоящих саранчовых // Сибирский экологический журнал. 1997. Т. 3. С. 335-340.

22. Горлов И.П. Цитогенетическое исследование синапсиса и кроссинговера у самцов мышей, гетерозиготных по реципрокной транслокации Т (14;15)6Са // Генетика. 1990. Т. 26. С. 1178-1186.

23. Горлов И.П. Анализ рекомбинации у эукариот: общие закономерности. Дис. . докт. биол. н. Новосибирск: ИЦИГ, 1993. 271 с.

24. Горлов И.П., Ладыгина Т.Ю., Серов O.JL, Бородин П.М. Хромосомный контроль распределения хиазм у домовой мыши. Анализ распределения хиазм у гомо- и гетерозигот по инверсии в 1-й хромосоме // Генетика. 1991. Т. 27. № 5. С. 820-827.

25. Гребенникова З.К., Голубовская И.Н. Блокада синапса хромосом и мейоза у мей-мутанта кукурузы PRA 1 // Цитология. 1991. Т. 33. С. 20-26.

26. Гусаченко A.M. Цитогенетический анализ саранчовых трибы Gomphocerini. Дис. . канд. биол. н. Новосибирск: ИЦиГ. 1995. 116 с.

27. Гусаченко A.M., Агапова O.A., Высоцкая Jl.В. Рекомбинационные параметры некоторых 23-хромосомных видов саранчовых // Генетика. 1994. Т. 30. С. 801-805.

28. Гуляева О.Н., Высоцкая Л.В., Сергеев М.Г. Таксономические и филогенетические отношения саранчовых (Orthoptera, Acrididae) Голарктики: новый взгляд на старые проблемы // Евразиатский энтомол. журнал. 2005. Т. 4. № 2. С. 87-94.

29. Жученко A.A., Король А.Б. Рекомбинация в эволюции и селекции. Москва: Наука. 1985.400 с.

30. Коломиец О.Л. Синаптонемальный комплекс как индикатор хромосомной изменчивости. Автореф. дис. . докт. биол. наук. М.: ЙОГ, 1998. 60 с.

31. Левенкова Е.С., Малыгин В.М., Сафронова Л.Д. Морфометрия синаптонемных комплексов восточноевропейской полевки Microtus rossiaemeridionalis (Rodentia, Mammalia) // Доклады АН. 1998. Т. 360. С. 284-288.

32. Омельянчук В.Л., Волкова Е. Природа радиационно-индуцированных обменов между гомологами в гиперплоидном мужском пронуклеусе дрозофилы // Генетика. 1994. Т 30. № 7. С 934-937.

33. Прокофьева-Бельговская A.A. Гетерохроматические районы хромосом. М.: Наука. 1986. 430 с.

34. Стегний В.Н. Архитектоника генома, системные мутации и эволюция. Новосибирск: Изд-во НГУ. 1993. 111 с.

35. Чубыкин В.Л. Структура хромоцентра в ооцитах, инициация спаривания гомологов и регуляция формирования кроссоверных обменов у дрозофилы // Цитология. 1995. Т. 37. С. 481-490.

36. Barton A.B., Pckosz M.R., Kurvathi R.S., Kaback D.B. Meiotic recombination at the ends of chromosomes in Saccharomyces cerevisiae II Genetics. 2008. V. 179. P. 1221—1235.

37. Bensasson D., Petrov D.A., Zhang D.-X., Hartl D.L., Hewitt G.M. Genome gigantism: DNA loss is slow in mountain grasshoppers // Mol. Biol. Evol. 2001. V. 18. P. 246-253.

38. Bhagirath T. C-band fusion and behaviour of the involved chromosomes during meiotic prophase I of the male domestic pig // Hereditas. 1990. V. 112. P. 265-270.

39. Bidau C., J. The complex robertsonian system of Dichroplus pratensis (Melanoplinae, Acrididae). II Effects of the fusion polymorphisms on chiasma frequency and distribution // Heredity. 1990. V. 64. P. 145-159.

40. Bogdanov Y.F., Dadashev S.Y., Grishaeva T.M. In silico search for functionally similar proteins involved in meiosis and recombination in evolutionarily distant organisms // In Silico Biol. 2003. V. 3. P. 173-185.

41. Bojko M. Human meiosis. III. Chromosome pairing and formation of the synaptonemal complex in oocytes // Carsberg. Res. Commun. 1983. V. 48. P. 457-483.

42. Borner G.V., Kleckner N., Hunter N. Crossover/noncrossover differentiation, synaptonemal complex formation and regulatory surveillance at the leptotene/zygotene transition of meiosis // Cell. 2004. V. 117. P. 29-45.

43. Borodin P.M. A case of spontaneous trisomy in the spermatocytes of Microtus arvalis II Mutat. Res. 1991. V. 262. P. 37-40.

44. Borodin P.M., Gorlov I.P., Agulnik A.I., Agulnik S.I., Ruvinsky A.O. Chromosome pairing and recombination in the mice heterozygous for different translocations in chromosomes 16 and 17 // Chromosoma. 1991. V. 101. P. 252-258.

45. Borodin P.M., Karamysheva T.V., Belonogova N.M., Torgasheva A.A., Rubtsov N.B., Searle J.B. Recombination map of the common shrew, Sorex araneus (Eulipotyphla, Mammalia) // Genetics. 2008. V. 178.P. 621-632.

46. Bowman J.G., Rajhathy T. Fusion of chromocenters in premeiotic interphase of Secale cereale and its possible relationship to chromosome pairing // Canad. J. Genet. Cyt. 1977. V. 19. P. 313-321.

47. Bressa M.J., Larramendy M.L., Papeschi A.G. Heterochromatin characterization in five species of Heteroptera // Genetica. 2005. V. 124. P. 307-317.

48. Burgoyne P.S. Genetic homology and crossing over in the X and Y chromosomes of mammals // Hum. Genet. 1982. V. 61. P. 85-90.

49. Burgoyne P.S., Mahadevaiah S.K., Turner J.M.A. The consequences of asynapsis for mammalian meiosis// Nat. Rev. Genet. 2009. P. 1-10. doi:10.1038/nrg2505.

50. Calvente, A., Viera, A., Page, J., Parra, M.T., Gomez, R., Suja, J.A., Rufas, J.S., Santos, J.L. DNA double-strand breaks and homology search: inferences from a species with incomplete pairing and synapsis //J. Cell Sci. 2005. V. 118. P. 2957-2963.

51. Cano M.I., Santos J.L. Chiasma frequences and distribution in gomphocerine grasshoppers: a comparative study between sexes // Heredity. 1990. V. 64. P. 17-23.

52. Carlton P.M., Cande W.Z. Telomeres act autonomously in maize to organize the meiotic bouquet from a semipolarized chromosome orientation // J. Cell Biol. 2002. V. 157(2). P. 231-242.

53. Carpenter A.T.C. Synaptonemal complex and recombination nodules in wild-type Drosophila melanogcister females // Genetics. 1979. V. 92. P. 511-541.

54. Chauhan K.P.S., Abel W.O. Evidence for association of homologous chromosomes during premeiotic stages in Impatiens and Salvia II Chromosoma. 1968. V.25. P. 297-302.

55. Church K. The effect of supernumerary heterochromatic chromosome segments on nonhomologous chromosome associations in grasshopper Camula pellucida II Heredity. 1974. V. 33. P. 151-158.

56. Church K. Arrangement of chromosome ends and axial core formation during early meiotic prophase in the male grasshopper Brachystola magna by 3D, E.M. Reconstruction // Chromosoma. 1976. 58(4). P. 365-376.

57. Church K. Chromosome ends and the nuclear envelope of premeiotic interphase in the male grasshopper Brachystola magna by 3D, E.M. Reconstruction // Chromosoma. 1977. V. 64. P. 143-154.

58. Church K. The grasshopper X chromosome. I. States of condensation and the nuclear envelope at Gl, S and G2 of premeiotic interphase and at early meiotic prophase // Chromosoma. 1979a. V. 71. P. 347-358.

59. Church K. The grasshopper X chromosome. II. Negative heteropycnosis, transcription activities and compartmentation during spermatogonial stages // Chromosoma. 1979b. V. 71. P. 359-370.

60. Cohen P.E., Pollack S.E., Pollard J.W. Genetic analysis of chromosome pairing, recombination, and cell cycle control during first meiotic prophase in Mammals // Endocr. Rev. 2006. V. 27. P. 398-426.

61. Colas I., Shaw P., Prieto P., Wanous M., Spielmeyer W., Mago R., Moore G. Effective chromosome pairing requires chromatin remodeling at the onset of meiosis // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2008. V. 16(16). P. 6075-6080.

62. Colombo P.C., Jones G.H. Chiasma interference is blind to centromeres // Heredity. 1997. V. 79. P. 214-227.

63. Conrad M.N., Dominguez A.M., Dresser M.E. Ndjlp, a meiotic telomere protein required for normal chromosome synapsis and segregation in yeast // Science. 1997. V. 276. P. 1252— 1255.

64. Cooper J.P., Watanabe Y., Nurse P. Fission yeast Tazl protein is required for meiotic telomere clustering and recombination // Nature. 1998. V. 392. P. 828-831.

65. Corredor E., Lukaszewski A.J., Pachon P., Allen D.C., Naranjo T. Terminal regions of wheat chromosomes select their pairing partners in meiosis // Genetics. 2007. V. 177(2). P. 699-706.

66. Counce S.J., Meyer G.F. Differentiation of the synaptonemal complex and the kinetochore in Locusta spermatocytes studied by whole mount electron microscopy // Chromosoma. 1973. V. 44. P. 231-253.

67. Cour L.F., Wells B. Chromocentres and the synaptonemal complex // J. Cell Sci. 1970. V. 6. P. 655-667.

68. Croft J.A., Jones J.H. Surface spreading of synaptonemal complexes in locusts. II. Pachytene observation // Chromosoma. 1986. V. 93. P. 483-488.

69. Dawe R.K., Sedat J.W., Agard D.A., Cande W.Z. Meiotic chromosome pairing in maize is associated with a novel chromatin organization // Cell. 1994. V. 76. P. 901-912.

70. Dernburg A.F., Sedat J.W., Hawley R.S. Direct evidence of a role for heterochromatin in meiotic chromosome segregation // Cell. 1996. V. 86. P. 135-146.

71. Dernburg A.F., McDonald K., Moulder G., Barstead G., Dresser M., Villeneuve A.M. Meiotic recombination in C.elegans initiates by a conserved mechanism and is dispensable for homologous chromosome synapsis I I Cell. 1998. V. 94. P. 387-398.

72. Desai R.N. Chiasmate type of meiosis in the roach Nauphoeta cinerea (Oliver) (Fam:Blattidae) // Experientia. 1970. V. 26. P. 298-299.

73. Diez M., Santos J.L. Synapsis in a paracentric inversion heterozygote of Chorthippus jacobsi (grasshopper) // Heredity. 1993. V. 70. P. 231-236.

74. Ding X., Xu R., Yu J., Xu T., Zhuang Y., Han M. SUN1 is required for telomere attachment to nuclear envelope and gametogenesis in mice // Dev. Cell. 2007. V. 12(6). P. 863-872.

75. Dresser M.E., Moses M.J. Synaptonemal complex karyotyping in spermatocytes of the Chinese hamster (Cricetus griseus). IV. Light and electron microscopy of synapsis and nuclear development by silver staining // Chromosoma. 1980. V. 23. P. 1-22.

76. Fletcher H.L. Localised chiasmata due to partial pairing: a 3D reconstruction of synaptonemal complexes in male Stetophyma grossum II Chromosoma. 1977. V. 65. P. 247-269.

77. Fletcher H.L., Hewitt G.M. A comparison of chiasma frequency and distribution between sexes in three species of grasshoppers // Chromosoma. 1980. V. 77. P. 129-144.

78. Friedlander M., Hauschteck-Jungen E. Facultative heterochromatin in Locusta migratoria spermatogenesis: correlation between electron opacity and heteropycnosis // J. Cell Sci. 1986. V. 81. P. 299-306.

79. Fuchs J., Brandes A., Schubert I. Telomere sequence localization and karyotype evolution in higher plants II Plant Syst. Evol. 1995. V. 196. P. 227-241.

80. Fullerton S.M., Carvalho B.A., Clark A.G. Local rates of recombination are positively correlated with GC content in the human genome // Mol. Biol. Evol. 2001. V. 18(6). P. 1139-42.

81. Gassner G. Synaptonemal complexes in the achyasmatic spermatogenesis of Bolbe nigra Giglio-Tos (Mantoidea) // Chromosoma. 1969. V. 26. P. 22-34.

82. Gerton J.L., Hawley R.S. Homologous chromosome interactions in meiosis: diversity amidst conservation//Nat. Rev. Genet. 2005. V. 6. P. 477-487.

83. Gregory T.R. // Animal genome database. 2009. URL: http://www.genomesize.com.

84. Greenbaum I.F., Hale D.W., Fuxa K.P. The mechanism of autosomal synapsis and the substaging of zygonema and pachynema from deer mouse spermatocytes // Chromosoma. 1986. V. 93. P. 203-212.

85. Grishchuk A.L., Kohli J. Five RecA-like proteins of Schizosaccharomyces pombe are involved in meiotic recombination // Genetics. 2003. V. 165. P. 1031-1048.

86. Harper L., Golubovskaya I., Cande W.Z. A bouquet of chromosomes // J. Cell Sci. 2004. V. 117. P. 4025-4032.

87. Hasenkampf C.A. Synaptonemal complex formation in pollen mother cells of Tradescantia II Chromosoma. 1984a. V. 90. P. 275-284.

88. Hasenkampf C.A. Longitudinal axis thickenings in whole-mount spreads of synaptonemal complexes from Tradescantia II Chromosoma. 1984b. V. 90. P. 285-288.

89. Henderson S.A. Differential ribonucleic acid synthesis of X and autosomes during meiosis // Nature. 1963. V. 200. P. 1235.

90. Henderson S.A. RNA synthesis during male meiosis and spermiogenesis // Chromosoma. 1964. V. 15(4). P. 345-366.

91. Henderson S.A. Four effects of elevated temperature on chiasma fermation in the locust Schistocerca gregaria II Heredity. 1988. V. 60. P. 387-401.

92. Hey J. What's so hot about recombination hotspots? // PLoS Biol. 2004. V. 2(6):el90. doi: 10.1371/journal.pbio.0020190.

93. Hsu T.C., Cooper J.E.K., Mace M.L., Brinkley B.R. Arrangement of centromeres in mouse cells II 1971. Chromosoma. V. 34. P. 73-87.

94. Huxley J.S. Sexual difference of linkage in Gammarus chevreiixi II J. Genetics. 1928. V. 20. P. 145-156.

95. Jang J.K., Sherizen D.E., Bhagat R., Manheim E.A., McKim K.S. Relationship of DNA double-strand breaks to synapsis in Drosophila II J. Cell Sci. 2003. V. 116. P. 3069-3077.

96. Jensen-Seaman M.I., Furey T.S., Payseur B.A., Lu Y., Roskin K.M., Chen C., Thomas M.A., Haussler D., Jacob H.J. Comparative recombination rates in the rat, mouse, and human genomes II Genome Res. 2004. V. 14. P. 528-538.

97. Johannisson R., Winking H. Pachytene chromosomes in trisomy 19 male mice with Robertsonian translocations // Chromosome Res. 1998. V. 6. P. 285-294.

98. John B. Myth an mechanisms of meiosis // Chromosoma. 1976. V. 54. P. 295-325.

99. John B., King M. Meiotic effects of supernumerary heterochromatin in Heteropternis obscurella II Chromosoma. 1982. V. 85. P. 39—65.

100. Jones G.H. Light and electron microscope studies of chromosome pairing in relation to chiasma localisation in Stethophyma grossum (Orthoptera: Acrididae) // Chromosoma. 1973. V. 42. P. 145-162.

101. Jones G.H., Stamford W.K., Perry R.E. Male and female meiosis in grasshoppers. II. Chorthippus brunneus II Chromosoma. 1975. V. 51. P. 381-390.

102. Jones G.H., Wallace B.M.N. Meiotic chromosome pairing in Stetophyma grossum spermatocytes studied by a surface-spreading and silver-staining technique // Chromosoma. 1980. V. 78. P. 187-201.

103. Jones G.H., Franklin F.C.H. Meiotic crossing-over: obligation and interference // Cell. 2006. V. 28. P. 246-248.

104. Joyce E.F., McKim K.S. When specialized sites are important for synapsis and the distribution of crossovers // BioEssays. 2007. V. 29. P. 217-226.

105. Keeney S., Giroux C.N., Kleckner N. Meiosis-specific DNA double-strand breaks are catalysed by Spoil, a member of widely conserved protein family // Cell. 1997. V. 88. P. 375-384.

106. Kezer G., Sessions S.K., Leon P. The meiotic structure and behavior of the strongly heteromorphic X/Y sex chromosomes of neo tropical Plethodontid salamanders of the genus Oedipina II Cromosoma. 1989. V. 98. P. 433-442.

107. Khalil A.M., Boyar F.Z., Driscoll D.J. Dynamic histone modifications mark sex chromosome inactivation and reactivation during mammalian spermatogenesis // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. V. 101. P. 16583-16587. j

108. Kleckner N. Meiosis: how could it work? // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V. 93. P. 8167-8174.

109. Kleckner N., Storlazzi A., Zickler D. Coordinate variation in meiotic pachytene SC length and total crossover/chiasma frequency under conditions of constant DNA length // Trends Genet. 2003. V.19. № II. P. 623-628.

110. Kojima K.K., Kubo Y., Fujiwara H. Complex and tandem repeat structure of subtelomeric regions in the taiwan cricket, Teleogryllus taiwanemma II J. Mol. Evol. 2002. V. 54. P. 474-485.

111. Maguire M.P. Role of hcterochromatin in homologous chromosome pairing: evalution of evidence// Science. 1972. V. 176(34). P. 543-44.

112. Mahadevaiah S.K., Turner J.M., Baudat F., Rogakou E.P., de Boer P., Bianco-Rodriguez J., Jasin M., Keeney S., Bonner W.M., Burgoyne P.S. Recombinational DNA double strand breaks in mice precede synapsis // Nat. Genet. 2001. V. 21. P. 271-276.

113. Martini E., Diaz R.L., Hunter N., Keeney S. Crossover homeostasis in yeast meiosis // Cell. 2006. V. 126. P. 285-295.

114. McKee B.D. Homologous pairing and chromosome dynamics in meiosis and mitosis // Biochim. Biophys. Acta. 2004. V. 1677 (1-3). P. 165-180.

115. McKee B.D. Homologous pairing and segregation in Drosophila meiosis // Benavente R., Volff J.-N. (eds): Meiosis. Genome Dyn. Basel, Karger, 2009. V. 5. P. 56-68.

116. McKim K.S., Peters K., Rose A.M. Two types of sites for meiotic chromosome pairing in Caenorhabditis elegans II Genetics. 1993. V. 134. P. 749-768.

117. McKim K.S., Green-Marroquin B.L., Sekclsky J.J., Chin G., Steinberg C., Khodosh R. Meiotic synapsis in the absence of recombination // Nature. 1998. V. 6. P. 876-878.

118. Miklos G.L.G., Nankivell R.N. Telomeric satellite DNA functions in regulating recombination// Chromosoma. 1976. V. 56. P. 143-167.

119. Moens P.B. Premeiotic DNA synthesis and the time of chromosome pairing in Locusta migratoria II Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1970. V. 66. P. 94-98.

120. Moens P.B. Quantitative electron microscopy of chromosome organization at meiotic prophase // Cold Spring Harbor Sympos. Quant. Biol. 1973. V. 38. P. 99-107.

121. Moens P.B. Chromosome core attachment to the meiotic nuclear envelope regulates synapsis in Chloealtis (Orthoptera) // Genome. 1989. V. 32. P. 601-610.

122. Molina J., Martínez-Flores I., Templado C., Garcia M., Egozcue J. The synaptic process in Locusta migratoria spermatocytes by synaptonemal complex analysis // Histol. Histopathol. 1998. V. 13. P. 949-954.

123. Monesi V.M. Differential rate of ribonucleic acid synthesis in the autosomes and sex chromosomes during male meiosis in the mouse // Chromosoma. 1965. V. 17. P. 11-21.

124. Moses M.J., Slatton G.H., Gambling T.M., Starmer C.F. Synaptonemal complex: karyotyping in spermatocytes of Chinese hamster (Cricetus griseus). III. Quantative evaluation // Chromosoma. 1977. V. 60. P. 345-375.

125. Moses M.J., Poorman P.A. Synaptonemal complex analysis of mouse chromosome rearrangements. II. Synaptic adjustment in tandem duplication // Chromosoma. 1981. V. 81. P. 519-535.

126. Namekawa S.H., Park P.J., Zhang L.-F., Shima J.E., McCarrey J.R., Griswold M.D., Lee J.T. Postmeiotic sex chromatin in the male germline of mice // Curr. Biol. 2006. V. 16. P. 660-667.

127. Navas-Castillo J., Cabrero J., Camacho J.P.M. Chiasma redistribution in presence of supernumerary chromosome segments in grasshoppers: dependence on the size of the extra segments // Heredity. 1987. V. 58. P. 409-412.

128. Nokkala S., Kuznetsova V.G., Maryanska-Nadachowska A., Nokkala C. Holocentric chromosomes in meiosis. I. Restriction of the number of chiasmata in bivalents // Chromosome Res. 2004. V. 12. P. 733-739.

129. Ohno S., Kaplan V.D., Kinosita R. On the end-to-end association of the X and Y chromosomes oí Mus musculus II Exp. Cell Res. 1959. V. 18(2). P. 282-290.

130. Oliver-Bonet M., Ko E., Martin R.H. Male infertility in reciprocal translocation carriers: the sex body affair // Cytogenet. Genome Res. 2005. V. 111(3-4). P. 343-346.

131. Page S.L., Hawley R.S. The genetics and molecular biology of the synaptonemal complex //Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 2004. V.20. P. 525-558.

132. Page J., de la Fuente R., Gómez R., Cálvente A., Viera A., Parra M.T., Santos J.L., Berrios S., Fernández-Donoso R., Suja J.A., Rufas J.S. Sex chromosomes, synapsis, and cohesins: a complex affair // Chromosoma. 2006. V. 115. P. 250-259.

133. Peng J.C., Karpen G.H. H3K9 methylation and RNA interference regulate nucleolar organization and repeated DNA stability // Nat. Cell Biol. 2007. V. 9(1). P. 25-35.

134. Perry P.E., Jones G.H. Male and female meiosis in grasshoppers. I. Stetophyma grossum II Chromosoma. 1974. V. 47. P. 227-236.

135. Plug A.W., Peters A.H., Keegan K.S. et al. Changes in protein composition of meiotic nodules during mammalian meiosis // J. Cell Sci. 1998. V. 111. P. 413-423.

136. Raman R., Nanda I. Mammalian sex chromosomes. I. Cytological changes in the chiasmatic sex chromosomes of the male musk shrew, Suncus murinus II Chromosoma. 1986. V. 93. P. 367-374.

137. Rasmussen S.W. Ultrastructural studies of spermatogenesis in Drosophila melanogaster Meigen //Z. Zellforsch. Microsk. Anat. 1973. V. 140. P. 125-144.

138. Rasmussen S.W. The meiotic prophase in Bombyx morí females analysed by three dimensional reconstructions of synaptonemal complexes // Chromosoma. 1976. V. 54. P. 245-293.

139. Rasmussen S.W. The transformation of the synaptonemal complex into the "elimination chromatin" in Bombyx morí oocytes // Chromosoma. 1977. V. 19. P. 205-221.

140. Regó A., Maree F. Telomeric and interstitial telomeric sequences in holokinetic chromosomes of Lepidoptera: Telomeric DNA mediates association between postpachytene bivalents in achiasmatic meiosis of females // Chromosome Res. 2003. V. 11. P. 681-694.

141. Redon C., Pilch D., Rogakou E., Sedelnikova O., Newrock K., Bonner W.M. Histone H2A variants H2X and H2Z // Curr. Opin. Genet. Dev. 2002. V. 12. P. 162-169.

142. Revenkova E., Jessberger R. Shaping meiotic prophase chromosomes: cohesins and synaptonemal complex proteins // Chromosoma. 2006. V. 115(3). R 325-240.

143. Rufas J.S., Santos J.L., Diez M., Suja J.A. Meiotic chromosome structure: relationship between the synaptonemal complex and the chromatid cores // Genome. 1992. V. 35. P. 1054-1061.

144. Saez F.A. Gradient of the heterochromatinization in the evolution of the sexual system "neo-X-neo-Y" // Portug. Acta. Biol. 1963. V. 7. P. 111-138.

145. Sage B.T., Csink A.K. Heterochromatic self-association, a determinant of nuclear organization, does not require sequence homology in Drosophila II Genetics. 2003. V. 165. P. 1183-1193.

146. Sahara K., Maree F., Traut W. TTAGG telomeric repeats in chromosomes of some insects and other arthropods // Chromosome Res. 1999. V. 7. P. 449-460.

147. Santos J.L., del Cerro A.L., Diez M. Spreading synaptonemal complexes from grasshopper Chorthippus jacobsi: pachytene and zygotene observations // Hereditas. 1993a. V. 118. P. 235-241.

148. Santos J.L., del Cerro A., Fernández A., Diez M. The relationship between synapsis distribution in grasshopper bivalents heterozygous for supernumerary segments // Heredity. 1993b. V. 70. P. 135-141.

149. Scherthan H., Weich S., Schwegler H., Heyting C., Hârle M., Cremer T. Centromere and telomere movements during early meiotic prophase of mouse and man are associated with the onset of chromosome pairing //J. Cell Biol. 1996. V. 134(5). P. 1109-1125.

150. Schmekel K., Daneholt B. Evidence for close contact between recombination nodules and the central element of the synaptonemal complex // Chromosome Res. 1998. V. 6. P. 155-159.

151. Schmid M., Steinlein S., Feichtinger W. Cromosome banding in Amphibia. XVII. First demonstratee in amphibians: Eleutherodactylus maussi (Anura, Leptodactylidae) // Chromosoma. 1992. V. 101. P. 284-292.

152. Sharma T., Bardhan A., Badahur M. Reduced meiotic fitness in hybrids with heterozygosity for heterochromatin in the speciating Mus terricolor complex // J. Biosci. 2003. V. 28. P. 189-198.

153. Sharp P. Sex chromosome pairing during male meiosis in Marsupials // Chromosoma. 1982. V. 86. P. 27-47.

154. Sharp P.J. Synaptic adjustment of a C-band heterozygosity // Cytogenct. Cell Genet. 1986. V. 41. P. 56-57.

155. Shinohara A., Ogawa H., Ogawa T. Rad51 protein involved in repair and recombination in S. cerevisiae is a RecA-like protein // Cell. 1992. V. 69(3). P. 457-470.

156. Shinohara A., Shinohara M. Roles of Rec A homologues Rad 51 and Dmcl during meiotic recombination// Cytogenet. Genome Res. 2004. V. 107. P. 201-207.

157. Solari A.J., Counce S.J. Synaptonemal complex karyotyping in Melanoplus differentiate II J. Cell. Sci. 1977. V. 26. P. 229-250.

158. Solari A.J., Rahn M.I. Assymmetry and resolution of SC in the XY pair of Chinchilla laniger 11 Genetica. 1985. V. 67. P. 63-71.

159. Southern D.I. Persistent heterochromatic association in Metrioptera brachyptera. I. Variation in the frequency of multiple formation, chiasma production and chromosome morphology II Chromosoma. 1968. V. 25. P. 303-318.

160. Speed R.M. The possible role of meiotic pairing anomalies in the atresia of human fetal oocytes // Hum. Genet. 1988. V. 78(3). P. 260-266.

161. Stahl F.W., Foss H.M., Young L.S., Borts R.H., Abdullah M.F., Copenhaver G.P. Does crossover interference count in Saccharomyces cerevisiae? // Genetics. 2004. V. 168. P. 35-48.

162. Stack S.M. Heterochromatin, the synaptonemal complex and crossing over // J. Cell Sci. 1984. V. 71. P. 159-176.

163. Straub T., Dahlsveen I.K., Becker P.B. Dosage compensation in flies: mechanism, models, mystery//FEBS Lett. 2005. V. 579(15). P. 3258-3263.

164. Sudman P.D., Greenbaum I.F., Hale D.W., Smith S.A. Synaptic adjustment in Peromyscus beatae (Rodentia: Cricetidae) heterozygous for interstitial heterochromatin // Cytogenet. Cell Genet. 1989. V. 50. P. 1-5.

165. Switonski M., Gustavsson 1. Centric-fusion translocation and whole-arm heterochromatin in the karyotype of the blue fox (Alopex lagopus L.): synaptonemal complex analysis // Cytogenet. Cell Genet. 1991. V. 57. P. 1—8.

166. Sym M, Roeder G.S. Crossover interference is abolished in the absence of a synaptonemal complex protein // Cell. 1994. V. 79. P. 283-292.

167. Tease C., Hartshorne G.M., Hultén M.A. Patterns of meiotic recombination in human fetal oocytes //Am. J. Hum. Genet. 2002. V. 70. P. 1469-1479.

168. Thomas J.B., Kaltsikes P.J. A possible effect of heterochromatin on chromosome pairing // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1974. V. 71(7). P. 2787-2790.

169. Thomas S., McKee B.D. Meiotic pairing and disjunction of mini-X chromosomes in Drosophila is mediated by 240-bp rDNA repeats and the homolog conjunction proteins SNM and MNM // Genetics. 2007. V. 177. P. 785-799.

170. Tomita K., Cooper J.P. The meiotic chromosomal bouquet: SUN collects flowers // Cell. 2006. V. 125. P. 19-21.

171. Toscani M.A., Pigozzi M.I., Bressa M.J., Papeschi A.G. Synapsis with and without recombination in the male meiosis of the leaf-footed bug Holhymenia rubiginosa (Coreidae, Heteroptera) // Genetica. 2008. V. 132(2). P. 173-178.

172. Turner J.M.A., Mahadevaiah S.K., Ellis P.J.I., Mitchell M.J., Burgoyne P.S. Pachytene asynapsis drives meiotic sex chromosome inactivation and leads to substantial postmeiotic repression in spermatids // Dev. Cell. 2006. V. 10. P. 521-529.

173. Turner J.M.A. Meiotic sex chromosome inactivation // Development. 2007. V. 134. P. 1823-1831.

174. Utakoji T. Chronology of meiotic acid synthesis in meiosis of the male hamster // Exp.Cell Res. 1966. V. 42. P. 585-596.

175. Uvarov B.P. Grasshoppers and locusts. A handbook of General Acridology. Vol. I. Anti-Locust Research Centre. University Press, Cambridge. 1966.

176. Vazquez J., Belmont A.S., Sedat J.W. The dinamics of homologous chromosome pairing during male Drosophila meiosis // Curr. Biol. 2002. V. 12. P. 1473-1483.

177. Vicoso B., Charlesworth B. Evolution on the X chromosome: unusual patterns and processes // Nat. Rev. Genet. 2006. V. 7. P. 645-653.

178. Viera, A., Parra M.T., Rufas J.S., Suja JA. Size heterogeneity of telomeric DNA in mouse meiotic chromosomes // Cytogenet. Genome Res. 2002. V. 98. P. 221-221.

179. Viera A., Parra M.T., Page J., Santos J.L., Rufas J.S., Suja J.A. Dynamic relocation of telomere complexes in mouse meiotic chromosomes // Chromosome Res. 2003. V. 11. P. 797-807.

180. Viera A., Cálvente A., Page J., Parra M.T., Gomez R., Suja J.A., Rufas J.S., Santos J.L. X and B chromosomes display similar meiotic characteristics in male grasshoppers // Cytogenet. Genome Res. 2004a. V. 106. P. 302-308.

181. Voet T., Liebe B., Labaere C., Marynen P., Scherthan H. Telomere-independent homologue pairing and checkpoint escape of accessory ring chromosomes in male mouse meiosis // J. Cell Biol. 2003. V. 162. P. 795-808.

182. Wallace B.M.N., Jones, G.H. Incomplete chromosome pairing and its relation to chiasma localisation in Stetophyma grossum spermatocytes // Heredity. 1978. V. 40. P. 385-396.

183. Wang Q., Du X., Cai Z., Greene M.I. Characterization of the structures involved in localization of the SUN proteins to the nuclear envelope and the centrosome // DNA Cell Biol. 2006. V. 25(10). P. 554-562.

184. Westphal T., Reuter G. Recombinogenic effects of suppressors of position-effect variegation in Drosophila II Genetics. 2002. V. 160(2). P. 609-621.

185. White M. J. D. Cytogenetics of Orthopteroid insects // Adv. Genet. 1951. V. 4. P. 267-330.

186. White M. J. D. An extreme form of chiasma localization in a species of Bryodema (Orthoptera, Acrididae) // Evolution. 1954. V. 8(4). P. 350-358.

187. White M. J. D. Animal cytology and evolution. 3-rd edition. London: Cambridge Univ. Press. 1973. P. 1-961.

188. White M. J. D. An XY sex chromosome mechanism in a Mantid with achiasmatic meiosis // Chromosoma. 1975. V. 51. P. 93-97.

189. White M. J. D., Cheney J. Cytogenetics of the Cultrata group of Morabine grasshoppers. IA group of species with XY and X1X2Y sex chromosome mechanisms // Aust. J. Zool. 1966. V. 14. P. 821-834.

190. White M. J. D., Mesa A., Mesa R. Neo-XY sex chromosome mechanisms in two species of Tettigonioidea (Orthoptera) // Cytologic 1967. V. 32. P. 190-199.

191. Wolf K.W., Turner B.M. The pattern of histone H4 acetylation on the X chromosome during spermatogenesis of the desert locust Schistocerca gregaria II Genome. 1996. V.39. P. 854-865.

192. Zarchi Y., Hillel J., Simchen G. Supernumerary chromosomes and chiasma distribution in Tritium speltoides II Heredity. 1974. V.33. P. 173-180.

193. Zickler D., Kleckner N. The leptotene-zygotene transition of meiosis //Annu. Rev. Genet. 1998. V. 32. P. 619-97.

194. Yunis J.J., Yasminesh W.G. Heterochromatin, satellite DNA, and cell function // Science. 1971. V. 174. P. 1200-1209.