Структурные и динамические аспекты функционирования ДНК-N-гликозилаз в процессе эксцизионной репарации оснований ДНК тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, доктор биологических наук Жарков, Дмитрий Олегович

• Жарков, Дмитрий Олегович
• доктор биологических наук
• 2008

Оглавление диссертации доктор биологических наук Жарков, Дмитрий Олегович

1. Введение.

2. Литературный обзор.

2.1. Повреждение ДНК и его биологические последствия.

2.1.1. Продукты окислительного повреждения ДНК.

2.1.1.1 8-Оксогуанин.

2.1.1.2 Формамидопиримидины и окисленные производные аденина.

2.1.1.3 Окисленные пиримидиновые основания.

2.1.2. Урацил и другие продукты дезаминирования оснований ДНК.

2.1.3. Продукты электрофильного присоединения.

2.1.4. Апурин-апиримидиновые сайты.

2.1.5. Фотопродукты.

2.2. Общий механизм эксцизионной репарации оснований.

2.3. ДНК-гликозилазы.

2.3.1. Суперсемейство урацил-ДНК-гликозилазы.

2.3.1.1 У раци л-ДНК-гликози л аза (Ung, UNG).

2.3.1.2 Thmhh(T:G)- и урацил(и:0>ДНК-гликозилазы (Mug, TDG).

2.3.1.3 оцДНК-специфическая урацил-ДНК-гликозилаза (SMUG1).

2.3.1.4 Урацил-ДНК-гликозилаза типа 4.

2.3.1.5 Урацил-ДНК-гликозилаза типа 5.

2.3.2. Суперсемейство Fpg/Nei.

2.3.2.1 Формамидопиримидин-ДНК-гликозилаза (Fpg или MutM).

2.3.2.2 Эндонуклеаза VIII (Nei).

2.3.2.3 Белки NEIL1, NEIL2 и NEIL3.

2.3.3. Суперсемейство эндонуклеазы III.

2.3.3.1 Эндонуклеаза III (Nth, NTHL1).

2.3.3.2 Аденин-ДНК-гликозилаза гетеродуплексов (MutY, MUTYH).

2.3.3.3 ДНК-гликозилазы пиримидиновых димеров из Micrococcus luteus.

2.3.3.4 Архейная тимин(Т:0)-ДНК-гликозилаза (MIG).

2.3.3.5 8-оксогуанин-ДНК-гликозилаза эукариот (OGG1).

2.3.3.6 3-метиладенин-ДНК-гликозилазы MpglI/MaglII.

2.3.3.7 Архейные 8-оксогуанин-ДНК-гликозилазы (OGGII, AGOG).

2.3.3.8 3 -метиладенин-ДНК-гликозилаза II (AlkA).

2.3.3.9 Метил-СрО-специфическая эндонуклеаза (MBD4).

2.3.3.10 Специализированные ДНК-гликозилазы растений.

2.3.3.11 3-метиладенин-ДНК-гликозилаза I (Tag).

2.3.3.12 Эндонуклеаза V бактериофага Т4 (DenV).

2.3.4. Другие ДНК-гликозилазы.

2.3.4.1 Метилпурин-ДНК-гликозилаза высших эукариот (MPG).

2.4. Каталитический механизм ДНК-гликозилаз.

2.5. Пространственная структура ДНК-гликозилаз.

2.5.1. У ради л-ДНК-гликозилазы.

2.5.1.1 UngHUNG.

2.5.1.2 Mug и TDG.

2.5.1.3 SMUG1.

2.5.1.4 Урацил-ДНК-гликозилазы типа 4.

2.5.2. Суперсемейство Fpg/Nei.

2.5.3. Суперсемейство Nth.

2.5.3.1 Nth.

2.5.3.2 MutY.

2.5.3.3 MIG.

2.5.3.4 Magill.

2.5.3.5 AGOG.

2.5.3.6 OGG1.

2.5.3.7 AlkA.

2.5.3.8 MBD4.

2.5.3.9 Tag.

2.5.3.10 DenV.

2.5.4. Другие ДНК-гликозилазы.

2.5.4.1 MPG.

2.6. Некоторые биологические функции ДНК-гликозилаз.

2.6.1. GO-система.

2.6.2. ДНК-гликозилазы и онкологические заболевания.

2.6.2.1 MUTYH и семейный аденоматозный полипоз.

2.6.2.2 OGG1 и онкологические заболевания.

2.7. Внутриклеточная локализация ферментов ЭРО.

3. Материалы и методы.ЮЗ

3.1. Материалы.ЮЗ

3.1.1. Общие материалы.

3.1.2. Стандартные буферы и смеси.

3.1.3. Хроматографические сорбенты и колонки.

3.1.4. Белки и ферменты.

3.1.5. ДНК и плазмиды.

3.1.6. Олигодезоксирибонуклеотиды.

3.1.7. Бактериальные штаммы и линии эукариотических клеток.

3.1.8. Антитела.

3.2. Клонирование и выделение рекомбинантных белков.

3.2.1. Nei Е. coli.:.Ill

3.2.2. Fpg Е. coli.:.

3.2.3. DenV бактериофага T4.

3.2.4. OGG1 мыши.

3.2.5. OGG1 человека.

3.2.6. NEIL1 мыши.

3.2.7. NEIL2 мыши.

3.2.8. NEIL3 мыши.

3.2.9. NTHL1 мыши.

3.2.10. ДНК-полимераза (3 человека.

3.2.11. Определение общей концентрации белка.

3.2.12. Оценка конформации белка методом кругового дихроизма.

3.3. Сайт-направленный мутагенез.

3.4. Приготовление ковалентных ДНК-белковых комплексов для кристаллизации.

3.4.1. Комплексы Nei-ДНК.

3.4.2. Комплекс Fpg«ДНК.

3.5. Кристаллизация и получение рентгенограмм ДНК-гликозилаз и их комплексов

3.5.1. Комплексы Nei^HK.

3.5.2. Nei дикого типа и мутантные формы Nei в свободном состоянии.

3.5.3. Комплекс Fpg-ДНК.

3.5.4. Комплекс DenV*ДНК.'.

3.6. Определение структур ДНК-гликозилаз и их комплексов.

3.6.1. Комплексы Nei^HK.

3.6.2. Nei дикого типа и мутантные формы в свободном состоянии.

3.6.3. Комплекс Fpg-ДНК.

3.6.4. Комплекс DenV-ДНК.

3.6.5. Анализ и иллюстрация пространственных структур.

3.7. Компьютерное моделирование ДНК-гликозилаз и их комплексов.

3.7.1. Определение взаимодействий в активном центре Fpg.

3.7.2. Определение остатков, образующих активный центр Nei.

3.7.3. Молекулярный докинг.

3.7.4. Структурно-биоинформатический анализ.

3.8. Определение активности и кинетических параметров ДНК-гликозилаз.

3.8.1. Определение концентрации активной формы ДНК-гликозилаз.

3.8.2. Fpg.

3.8.3. Nei.

3.8.4. OGG1.

3.8.5. NEIL1 и NTHL1.

3.9. Исследование предстационарной кинетики методом остановленной струи.

3.10. Ковалентная пришивка гликозилаз к ДНК.

3.11. Анализ связывания ДНК-гликозилаз с ДНК.

3.11.1. Метод задержки в геле.

3.11.2. Протеазный футпринтинг.

3.12. Изотермальная микрокалориметрия.

3.13. Получение антител.

3.13.1. Поликлональные антитела.

3.13.2. Моноклональные антитела.

3.14. Получение фотоактивных и флуоресцентных конъюгатов белков и антител.

3.15. Культура эукариотических клеток.

3.16. РНК-интерференция.

3.17. Приготовление клеточных лизатов.

3.18. Иммунопреципитация и иммуноблоттинг.

3.19. Микроскопические методы.

3.20. Взаимодействие ферментов репарации с тубулином.

4. Результаты и их обсуждение.

4.1. Пространственная структура некоторых ДНК-гликозилаз.

4.1.1. Пространственная структура комплекса Nei^HK.

4.1.2. Пространственная структура комплекса Fpg\D(HK.

4.1.3. Пространственная структура белка Nei в свободном состоянии.

4.1.4. Пространственная структура комплексов мутантных форм Nei^HK.

4.1.5. Пространственная структура комплекса БепУ'ДНК.

4.2. Вычислительные подходы к идентификации критически важных аминокислотных остатков в ДНК-гликозилазах.

4.2.1. Структурно-биоинформатический подход.

4.2.1.1 Суть метода.

4.2.1.2 Суперсемейство Fpg/Nei.

4.2.2. Методы компьютерного моделирования.

4.2.2.1 Nei.

4.2.2.2 Fpg.

4.3. Механизмы и субстратная специфичность некоторых ДНК-гликозилаз.

4.3.1. Мутационный анализ субстратной специфичности фермента Fpg.

4.3.2. Термодинамические параметры связывания белка Fpg с поврежденной ДНК

4.3.3. Мутационный анализ субстратной специфичности фермента Nei.

4.3.4. Специфичность узнавания субстратов ферментом OGG1.

4.3.5. Влияние ионов Ме2+ на активность фермента OGG1.

4.3.6. Белки NEIL млекопитающих и их возможная биологическая роль.

4.3.7. Взаимодействие ДНК-гликозилаз с кластерными повреждениями ДНК.

4.4. Конформационная динамика ДНК-гликозилаз.

4.4.1. Динамика конформационных изменений белка Fpg при взаимодействии с ДНК

4.4.2. Динамика конформационных изменений белка при взаимодействии с ДНК

4.5. Динамические аспекты внутриклеточной локализации ферментов репарации.

4.5.1. Релокализация белка 0001 в клетках в условиях окислительного стресса.

4.5.2. Ассоциация цитоплазматической фракции белка 0001 с микротрубочками

4.5.3. Ассоциация цитоплазматической фракции белков ЫЕ1Ь2 и РОЬр с микротрубочками.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Структурные и динамические аспекты функционирования ДНК-N-гликозилаз в процессе эксцизионной репарации оснований ДНК»

Ежедневно в молекулах ДНК каждой клетки человеческого тела около 100000 звеньев повреждаются за счет разнообразных эндогенных процессов и экзогенных генотоксичных воздействий. Повреждение ДНК может приводить к появлению мутаций, провоцировать гибель клетки или служить толчком к ее злокачественному перерождению. Для предотвращения таких последствий в клетке существует несколько взаимодополняющих ферментативных систем, которые поддерживают процессы, носящие общее название «репарация ДНК». Главная цель всех этих систем — восстановление последовательности ДНК, существовавшей до ее повреждения, или, если это невозможно, сведение изменений к минимуму.

Системы репарации отличаются друг от друга используемыми субстратами, ферментами и механизмами устранения поврежденных звеньев. На текущий момент выделяют 6 главных систем репарации. В ходе нескольких не связанных друг с другом процессов, объединяемых под общим названием реактивации, поврежденные основания ДНК непосредственно превращаются в нормальные без расщепления ДНК и последующего ее синтеза; например, образующиеся под действием ультрафиолетового излучения циклобутановые пиримидиновые димеры превращаются в два исходных пиримидиновых основания прокариотическим ферментом фотолиазой при облучении светом видимого спектра, а Ш-алкилпурины превращаются в канонические пурины при окислении алкильной группы диоксигеназой А1кВ. Все остальные системы репарации действуют с деградацией и повторным синтезом поврежденной части ДНК. В случае сильного повреждения ДНК — образования двуцепочечных разрывов, обширных однонитевых брешей, сшивок между цепочками — функционирует система рекомбинационной репарации, при которой поврежденная ДНК исправляется за счет рекомбинации с полноценной копией генетического материала, если та присутствует в клетке. Двуцепочечные разрывы также могут лигироваться в процессе воссоединения негомологичных концов, что, однако, ведет к потере части генетического материала. Неканонические пары оснований и короткие гетеродуплексы в ДНК узнаются системой репарации гетеродуплексов, которая удаляет фрагмент ДНК длиной до нескольких сотен дезоксирибонуклеотидов, включающий неканонический элемент, и застраивает образовавшуюся брешь. Для эксцизионной репарации нуклеотидов, субстратами которой являются объемные аддукты в ДНК, также характерно вырезание участка ДНК с последующим синтезом, но сам участок ограничен несколькими десятками дезоксирибонуклеотидов.

Считается, что нарушение механизмов репарации ДНК в целом приводит к различным патологическим процессам, в число которых входят канцерогенез, дефекты развития и старение. На сегодняшний день известен ряд наследственных заболеваний, причиной которых служат нарушение репарации ДНК. Дефекты системы эксцизионной репарации нуклеотидов приводят к возникновению пигментной ксеродермы, синдрома Кокейна и трихотиодистрофии. Наследственный неполипозный рак толстой кишки может вызываться мутациями некоторых генов системы репарации гетеродуплексов. Многие синдромы предрасположенности к онкологическим заболеваниям — ретинобластома, семейный аденоматозный полипоз и т. п. — связаны с нарушениями систем ответа на повреждение ДНК.

Наиболее распространенные типы повреждения ДНК — одноцепочечные разрывы, апурин-апиримидиновые сайты и поврежденные основания — репарируются с помощью эксцизионной репарации оснований. При повреждении оснований ДНК этот процесс инициируется ферментами ДНК-гликозилазами, которые гидролизуют iV-гликозидную связь между поврежденным основанием и дезоксирибозным фрагментом. У всех живых организмов имеется несколько ДНК-гликозилаз с разной субстратной специфичностью; так, из клеток человека и Escherichia coli на момент начала данной работы было известно по 8 ДНК-гликозилаз. Некоторые из них обладают весьма узкой субстратной специфичностью, удаляя из ДНК поврежденные основания только одного вида (например, урацил), другие же могут выщеплять разнообразные поврежденные основания, относящиеся в целом к одному классу (например, окисленные пиримидины). Исходя из последовательностей и пространственных структур, ДНК-гликозилазы можно разделить на несколько семейств, совершенно не родственных друг другу. Тем не менее, некоторые ДНК-гликозилазы, относящиеся к разным семействам, могут использовать в качестве субстрата ДНК, содержащую одно и то же поврежденное основание. Таким образом, они являют собой пример конвергентной эволюции белков, когда разные по происхождению ферменты выполняют одну и ту же функцию в клетке.

До сих пор не решен вопрос, каким образом ДНК-гликозилазы осуществляют дискриминацию субстратных и несубстратных азотистых оснований. Многие поврежденные азотистые основания отличаются от канонических оснований ДНК всего одним или несколькими атомами, поэтому фермент должен с исключительной точностью выбирать выщепляемое основание на фоне огромного избытка неповрежденных звеньев ДНК. С другой стороны, многие поврежденные азотистые основания могут быть очень похожими на основания, выщепляемые какой-либо ДНК-гликозилазой, но не использоваться ей в качестве субстрата. Ясно, что связывание субстратного основания в активном центре фермента должно предваряться его селекцией среди других оснований, которые в принципе могут, но не должны служить субстратами. Изучение механизмов такой селекции субстратов на сегодняшний день чрезвычайно актуально не только для углубления знаний собственно о репарации ДНК, но и для понимания механизма действия ферментов вообще и создания белковых катализаторов с заданными свойствами.

Для исследования ДНК-гликозилаз на сегодняшний день применяются самые передовые подходы физико-химической биологии. Строение ряда ДНК-гликозилаз установлено методами рентгеноструктурного анализа и ядерного магнитного резонанса. Создан большой набор модифицированных звеньев ДНК, позволяющий анализировать закономерности узнавания поврежденных оснований. Современные молекулярно-биологические методы позволяют получать формы белков с измененной структурой и анализировать их свойства. Однако, несмотря на это, остается большой редкостью комбинированный подход к изучению ДНК-гликозилаз, который сочетал бы различные взаимодополняющие структурные и биохимические методы в систематическом исследовании механизмов узнавания этими ферментами поврежденных оснований.

Основной целью данной работы являлось установление закономерностей и механизмов узнавания и расщепления ДНК-гликозилазами поврежденной ДНК в процессе эксцизионной репарации оснований.

Для достижения поставленной цели представлялось необходимым решить следующие задачи:

• Определить структуры ДНК-гликозилаз, ранее не охарактеризованные в литературе, в комплексе с ДНК и в свободном состоянии;

• Дополнить структурные данные компьютерными моделями динамического поведения фермент-субстратных комплексов и проанализировать консервативность физико-химических свойств аминокислотных остатков в ключевых участках пространственной структуры ДНК-гликозилаз;

• Исследовать активность ДНК-гликозилаз по отношению к разным видам поврежденной ДНК, термодинамические и кинетические параметры взаимодействия этих ферментов с ДНК;

• Проследить изменение конформации ДНК-гликозилаз в ходе катализа и установить природу конформационных переходов;

• Исследовать влияние замен различных аминокислотных остатков на активность и субстратную специфичность ДНК-гликозилаз;

• Изучить динамику перераспределения ДНК-гликозилаз в эукариотической клетке в ответ на генотоксический стресс.

2. Литературный обзор

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Жарков, Дмитрий Олегович

6. Выводы

1. Проведены структурно-функциональные исследования эндонуклеазы VIII (Nei) из Е. coli:

• Методом рентгеноструктурного анализа (РСА) определены пространственные структуры фермента дикого типа и его мутантных форм с заменами критически важных аминокислотных остатков Glu2 и Arg252 в свободном состоянии и в ковалентном комплексе с ДНК, имитирующем интермедиат реакции, катализируемой этой эндонуклеазой.

• Показано, что при связывании поврежденной ДНК некоторые консервативные мотивы фермента изменяют конформацию и подвижность, а отдельные домены белка изменяют пространственную ориентацию, что приводит к сборке активного центра фермента.

• Установлено, что аминокислотные остатки Lys52, Asnl68 и Arg252 фиксируют остов ДНК в активном центре фермента, остатки Gln69, Leu70 и Туг71 обеспечивают выворачивание поврежденного звена в активный центр, остатки Prol и Glu2 участвуют в нуклеофильной атаке и протонировании дезоксирибозного цикла в ходе катализа, остатки Arg 173 и Gln261 обеспечивают корректное позиционирование цинкового пальца, а остаток Arg212 образует связи с поврежденным основанием.

• Показано, что активный центр Nei обладает достаточной пластичностью для частичной компенсации структурных изменений, образующихся при замене критически важных аминокислотных остатков.

• Методом «остановленной струи» с регистрацией флуоресценции остатков триптофана установлено, что каталитический акт с участием Nei включает как минимум пять стадий, сопровождающихся конформационными изменениями фермента. Три из них обратимы и отражают связывание ДНК и взаимную подгонку структур фермента и ДНК до каталитически компетентной конформации, одна необратимая стадия соответствует образованию и разрыву ковалентных связей в ходе реакции, и последняя, обратимая стадия связана с высвобождением продукта реакции.

2. Проведены структурно-функциональные исследования форМамидопиримидин-ДНК-гликозилазы (Fpg) из Е. coli:

• Методом РСА определена пространственная структура фермента в ковалентном комплексе с ДНК, имитирующем интермедиат реакции.

• Методом молекулярной динамики проведено компьютерное моделирование взаимодействий неповрежденных и поврежденных азотистых оснований (гуанин, 8-оксогуанин, 8-оксоаденин, 4,6-диаминопиримидин-5-илформамид, 2,4-диамино-6-оксо-1,6-дигидропиримидин-5-илформамид) в активном центре фермента, определены взаимодействия, важные для субстратной специфичности фермента.

• Установлено, что аминокислотные остатки Lys56, Asnl68 и Arg258 фиксируют остов ДНК в активном центре фермента, остатки Met73, Argl08 и PhellO обеспечивают выворачивание поврежденного звена в активный центр, остатки Prol и Glu2 участвуют в нуклеофильной атаке и протонировании дезоксирибозного цикла в ходе катализа, остатки His89, Arg 108 и Arg 109 обеспечивают изгиб ДНК, а остаток Lys217 образует связи с поврежденным основанием.

• Показано, что связывание ферментом Fpg поврежденной ДНК при низких температурах определяется энтропийным компонентом и сопровождается значительной дегидратацией поверхности взаимодействия, а при приближении к физиологическим температурам возрастает вклад энтальпийного компонента.

• Методом «остановленной струи» с регистрацией флуоресценции остатков триптофана и 2-аминопуриновой метки в ДНК установлено, что каталитический акт с участием Fpg включает как минимум семь стадий, сопровождающихся конформационными изменениями фермента. Пять из них обратимы и отражают связывание ДНК и взаимную подгонку структур фермента и ДНК до каталитически компетентной конформации, одна необратимая стадия соответствует образованию и разрыву ковалентных связей в ходе реакции, и последняя, обратимая стадия связана с высвобождением продукта реакции. Сравнение структуры фермента и данных предстационарной кинетики с различными субстратами и мутантными формами фермента позволило отнести эти стадии к неспецифичному связыванию ДНК, внедрению в ДНК интеркалирующего остатка PhellO, выворачиванию поврежденного звена ДНК в активный центр фермента, внедрению в ДНК интеркалирующих остатков Met73 и Arg 108 и изомеризации активного центра фермента.

3. Открыты ДНК-гликозилазы высших эукариот, гомологичные белкам Fpg и Nei -NEIL1, NEIL2, NEIL3. Определен механизм действия фермента NEIL1, показана его роль в предохранении клеток млекопитающих от повреждения ДНК, вызываемого ионизирующей радиацией. Проведен сравнительный анализ последовательностей и пространственных структур Fpg, Nei и их известных гомологов. По результатам анализа выделена группа Fpg/Nei как отдельное структурное суперсемейство ДНК-гликозилаз, отличное от известных суперсемейств эндонуклеазы III (Nth) и урацил-ДНК-гликозилазы, определены консервативные мотивы, ответственные за активность и субстратную специфичность этих ферментов.

4. Проведено исследование субстратной специфичности Fpg и Nei из Е. coli, NEIL1 и 8-оксогуанин-ДНК-гликозилазы млекопитающих (OGG1).

• Показано, что в узнавании и превращении различных субстратов одним и тем же ферментом могут участвовать разные структурные элементы.

• Выделен мотив «головки считывания», важный для непрямого узнавания поврежденных оснований ДНК ферментами Fpg и Nei по вносимой ими в структуру ДНК нестабильности.

• Установлены и объяснены в рамках определенных структур ДНК-ферментных комплексов закономерности взаимодействия ферментов Fpg, OGG1 и NEIL1 с субстратами, содержащими кластерные повреждения.

5. Методом PC А установлена пространственная структура принадлежащего к суперсемейству Nth фермента эндонуклеазы V бактериофага Т4 в ковалентном комплексе с ДНК, имитирующем интермедиат реакции. На основании сравнения всех установленных структур ковалентных комплексов ДНК-гликозилаз и ДНК предложен механизм реакции Р-элиминации, катализируемой бифункциональными ДНК-гликозилазами суперсемейств Nth и Fpg/Nei.

6. Обнаружено ингибирование фермента OGG1 ионами Cd , которое может объяснять синергизм токсичности кадмия и окислительного стресса в клетках млекопитающих. Описано два пути ингибирования, один из которых связан с необратимой инактивацией фермента, а другой — с обратимым связыванием иона Cd2+ с ферментом или фермент-субстратным комплексом.

7. -Установлено, что цитоплазматическая фракция фермента OGG1 при мягком окислительном стрессе, вызванном голоданием, перераспределяется и преимущественно накапливается в клеточном ядре. Показано, что цитоплазматическая фракция OGG1, ДНК-гликозилазы NEIL2 и ДНК-полимеразы Р ассоциирована с микротрубочками.

5. Заключение

Настоящая работа представляет собой первое систематическое исследование, в результате которого был разработан комплексный подход к анализу активности и субстратной специфичности ключевых ферментов репарации — ДНК-гликозилаз, в целом применимый к любым ферментам. Подход объединяет исследование ферментов с помощью метода рентгеноструктурного анализа (РСА), компьютерное моделирование и сравнение физико-химических свойств аминокислотных остатков в группах белковых последовательностей для формирования представлений о возможных функциях отдельных аминокислотных остатков в данных белках, и сайт-направленный мутагенез, изучение термодинамики и кинетики взаимодействия ферментов с субстратами разной степени специфичности в стационарном и предстационарном режиме для экспериментальной проверки выдвинутых предположений. Использование такого подхода позволило изучить функции нескольких ДНК-гликозилаз бактериальной и эукариотической природы на уровнях от субмолекулярного до клеточного.

Методы структурного анализа высокого разрешения (РСА, ЯМР) в наши дни активно применяются не просто для установления структур белков, но и для исследования механизмов их функционирования, для чего необходимо определение структур белка в разных функциональных состояниях (например, комплексов фермента с разными типами субстратов, продуктов и ингибиторов) и определение структур близко родственных белков. В настоящей работе была впервые определена структура эндонуклеазы VIII из Е. coli (Nei) как в свободном виде, так и в комплексе с ДНК, структура формамидопиримидин-ДНК-гликозилазы из Е. coli (Fpg) в комплексе с ДНК и структура эндонуклеазы V бактериофага Т4 (DenV) в ковалентном комплексе с ДНК. Таким образом была закончена структурная характеризация представителей всех главных семейств ДНК-гликозилаз. Наилучшим образом со структурной точки зрения был охарактеризован белок Nei, что позволило выявить конформационные изменения, происходящие при связывании им ДНК. Было также выявлено важное свойство — пластичность его активного центра, частично компенсирующая замены критических аминокислотных остатков. В целом структуры Fpg и Nei обнаруживают новый тип укладки ДНК-связывающих белков, в котором решающая роль в связывании ДНК принадлежит немногочисленным гибким петлям, фиксированным на более жестких элементах структуры (ß-сэндвич, мотив «спираль—два поворота—спираль», цинковый палец), которые разнесены по двум доменам белка и могут собираться вместе при связывании субстрата. Это делает структурную организацию Fpg и Nei потенциально полезной для инженерии ДНК-зависимьгх ферментов с новыми субстратными специфичностями.

Комбинация структурных, вычислительных и биохимических методов позволила в настоящей работе предложить механизм узнавания поврежденных оснований ферментами Fpg и Nei, который, вполне вероятно, может функционировать также в других ДНК-гликозилазах и в ферментах других классов. Согласно этому механизму, узнавание поврежденного звена начинается с того, что фермент вносит искажение в конформацию ДНК; в структуре Fpg обнаружен «седловой мотив», который идеально подходит для этой роли. По-видимому, неповрежденная ДНК достаточно устойчива к такой деформации, а поврежденная менее стабильна и может изламываться в точке повреждения. Затем следуют несколько последовательных шагов, сопровождающихся конформационными изменениями фермент-субстратного комплекса, в ходе которых аминокислотные остатки фермента внедряются в ДНК, а поврежденное звено выворачивается в активный центр фермента. На каждой из этих стадий в принципе возможна дискриминация ферментом поврежденных и неповрежденных оснований с тем, чтобы максимально облегчить попадание в активный центр поврежденных оснований и максимально затруднить это для неповрежденных. Наконец, окончательное узнавание ферментом поврежденного основания в ДНК происходит при образовании в активном центре наборов контактов, причем, по-видимому, ДНК-гликозилазы с достаточно широкой субстратной специфичностью могут образовывать несколько разных наборов контактов, обеспечивающих эффективное вьпцепление разных оснований. Подобные многоступенчатые механизмы могут в принципе использоваться для предотвращения процессинга неправильных субстратов в случае, когда цена ошибки достаточно высока (например, сходные механизм селекции субстрата действуют у сериновых протеаз и ДНК-полимераз).

В ходе работы открыта новая группа эукариотических ферментов, гомологичных Fpg и Nei. Активности этих ферментов (NEIL1-NEIL3) могут расширять спектр субстратов, репарируемых в клетках млекопитающих по механизму эксцизионной репарации оснований (ЭРО). Например, фермент NEIL1 удаляет из ДНК некоторые стереоизомеры тимингликоля, которые не выщепляются другими ферментами репарации окисленных пиримидинов. Кроме того, он может принимать участие в репарации поврежденных оснований, соседствующих с разрывами в составе кластерных повреждений ДНК. Эти активности важны для снижения повреждающего действия ионизирующего излучения; вполне вероятно, что и другие ферменты NEIL обладают уникальными свойствами, обеспечивающими им место в процессе ЭРО.

Проведены исследования одной из важнейших ДНК-гликозилаз млекопитающих, 8-оксогуанин-ДНК-гликозилазы (СЮ01). Помимо изучения механизмов узнавания ею субстратов, в том числе кластерных повреждений, в настоящей работе показано, что ее инактивация может вносить вклад в генотоксичное действие ионов С<12+. Еще более интересным оказалось то, что цитоплазматическая фракция 0001 по крайней мере частично связана с микротрубочками и может быстро перемещаться в ядро при генотоксическом стрессе. Помимо 0001, была показана ассоциация с микротрубочками ДНК-гликозилазы ЫЕ1Ы и ключевого фермента ЭРО — ДНК-полимеразы р. Возможно, что именно с участием микротрубочек может при необходимости происходить динамическое перераспределение и быстрая мобилизация цитоплазматических резервов ферментов репарации.

Проведенная экспериментальная работа позволила достаточно подробно ответить на вопросы, стимулировавшие постановку цели и определившие список задач исследования. В работе получены данные, не имеющие аналогий в мировой литературе. Список публикаций, в которых представлены результаты работы, приведен в Приложении 3. Однако достигнутые цели позволили сформулировать несколько новых перспективных направлений исследований. В частности, как показали результаты опытов с ферментом Fpg, очень перспективно исследование структурной динамики ДНК-гликозилаз при направленном введении флуоресцентных меток в разные части фермента или субстрата, в особенности в сочетании с компьютерным моделированием разных этапов процесса узнавания субстрата. Весьма интересным является вопрос о влиянии разнообразных факторов — внутриклеточных условий, других ферментов ЭРО, встречающихся в природе полиморфизмов — на субстратную специфичность ДНК-гликозилаз. Очень слабо исследован на текущий момент процесс поиска поврежденных звеньев ДНК-гликозилазами, и их взаимодействия с неповрежденной ДНК нуждаются в углубленном изучении. Наконец, практически не изучены взаимодействия ДНК-гликозилаз с компонентами клетки, не относящимися к системе ЭРО. О возможности неожиданных находок в этой области, помимо наших результатов, говорит хотя бы тот факт, что при протеомном изучении взаимодействий ДНК-гликозилаз было обнаружено связывание 0001 с белками процессинга мРНК — комплексами кэппинга и полиаденилирования. Можно с уверенностью утверждать, что изучение различных аспектов функционирования ДНК-гликозилаз будет в ближайшие годы чрезвычайно актуально.

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Жарков, Дмитрий Олегович, 2008 год

1. Liébecq С., ed. Biochemical Nomenclature and Related Documents. 1992, Portland Press: London. 347 pp.

2. Андреев А.Ю., Кушнарева Ю.Е., Старков A.A. (2005) Метаболизм активных форм кислорода в митохондриях. Биохимия, 70, с. 246-264.

3. Nathan С., Shiloh M.U. (2000) Reactive oxygen and nitrogen intermediates in the relationship between mammalian hosts and microbial pathogens. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 97, p. 8841-8848.

4. Schrader C.E., Linehan E.K., Mochegova S.N., Woodland R.T., Stavnezer J. (2005) Inducible DNA breaks in Ig S regions are dependent on AID and UNG. J. Exp. Med., 202, p. 561-568.

5. Radi R. (1998) Peroxynitrite reactions and diffusion in biology. Chem. Res. Toxicol., 11, p. 720-721.

6. Kasai H., Hayami H., Yamaizumi Z., Saito H., Nishimura S. (1984) Detection and identification of mutagens and carcinogens as their adducts with guanosine derivatives. Nucleic Acids Res., 12, p. 2127-2136.

7. Cadet J., Douki Т., Gasparutto D., Ravanat J.-L. (2003) Oxidative damage to DNA: Formation, measurement and biochemical features. Mutat. Res., 531, p. 5-23.

8. Floyd R.A., Watson J.J., Wong P.K., Altmiller D.H., Rickard R.C. (1986) Hydroxyl free radical adduct of deoxyguanosine: Sensitive detection and mechanisms of formatioa Free Radie. Res. Commun., 1, p. 163-172.

9. Dizdaroglu M. (1985) Formation of an 8-hydroxyguanine moiety in deoxyribonucleic acid on y-irradiation in aqueous solution. Biochemistry, 24, p. 4476-4481.

10. Olinski R., Gackowski D., Rozalski R., Foksinski M., Bialkowski K. (2003) Oxidative DNA damage in cancer patients: A cause or a consequence of the disease development? Mutat. Res., 531, p. 177-190.

11. Suzuki J., Inoue Y., Suzuki S. (1995) Changes in the urinary excretion level of 8-hydroxyguanine by exposure to reactive oxygen-generating substances. Free Radie. Biol. Med., 18, p. 431-436.

12. ESCODD (European Standards Committee on Oxidative DNA Damage), Gedik C.M., Collins A. (2005) Establishing the background level of base oxidation in human lymphocyte DNA: Results of an interlaboratory validation study. FASEB J., 19, p. 82-84.

13. Floyd R.A. (1990) Role of oxygen free radicals in carcinogenesis and brain ischemia FASEB J., 4, p. 2587-2597.

14. Lu Т., Pan Y., Kao S.-Y., Li C., Kohane I., Chan J., Yankner B.A. (2004) Gene regulation and DNA damage in the ageing human brain. Nature, 429, p. 883-891.

15. Bodepudi V., Shibutani S., Johnson F. (1992) Synthesis of 2'-deoxy-7,8-dihydro-8-oxoguanosine and 2'-deoxy-7,8-dihydro-8-oxoadenosine and their incorporation into oligomeric DNA Chem. Res. Toxicol., 5, p. 608-617.

16. Johnson F., Dormán G., Rieger R.A., Marumoto R., Iden C.R., Bonala R.(1998) Synthesis of enzymatically noncleavable carbocyclic nucleosides for DÑA-iV-glycosylase studies. Chem. Res. Toxicol., 11, p. 193-202.

17. Aida M., Nishimura S. (1987) An ab initio molecular orbital study on the characteristics of 8-hydroxyguanine. Mutat. Res., 192, p. 83-89.

18. Cho B.P., Kadlubar F.F., Culp S.J., Evans F.E. (1990) i5N nuclear magnetic resonance studies on the tautomerism of 8-hydroxy-2'-deoxyguanosine, 8-hydroxyguanosine, and other C8-substituted guanine nucleosides. Chem. Res. Toxicol., 3, p. 445-452.

19. Oda Y., Uesugi S., Ikehara M., Nishimura S., Kawase Y., Ishikawa H., Inoue H., Ohtsuka E. (1991) NMR studies of a DNA containing 8-hydroxydeoxyguanosine. Nucleic Acids Res., 19, p. 1407-1412.

20. Lipscomb L.A., Peek M.E., Morningstar M.L., Verghis S.M., Miller E.M., Rich A., Essigmann J.M., Williams L.D. (1995) X-ray structure of a DNA decamer containing 7,8-dihydro-8-oxoguanine. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 92, p. 719-723.

21. Gannett P.M., Sura T.P. (1993) Base pairing of 8-oxoguanosine and 8-oxo-2'-deoxyguanosine with 2'-deoxyadenosine, 2'-deoxycytosine, 2'-deoxyguanosine, and thymidine. Chem. Res. Toxicol., 6, p. 690-700.

22. Thiviyanathan V., Somasunderam A., Hazra T.K., Mitra S., Gorenstein D.G. (2003) Solution structure of a DNA duplex containing 8-hydroxy-2'-deoxyguanosine opposite deoxyguanosine. J. Mol. Biol., 325, p. 433-442.

23. Plum G.E., Grollman A.P., Johnson F., Breslauer K.J. (1995) Influence of the oxidatively damaged adduct 8-oxodeoxyguanosine on the conformation, energetics, and thermodynamic stability of a DNA duplex. Biochemistry, 34, p. 16148-16160.

24. Miller J.H., Fan-Chiang C.-C.P., Straatsma T.P., Kennedy M.A. (2003) 8-Oxoguanine enhances bending of DNA that favors binding to glycosylases. J. Am. Chem. Soc., 125, p. 6331-6336.

25. Barone F., Lankas F., Spackova N., Sponer J., Karran P., Bignami M., Mazzei F. (2005) Structural and dynamic effects of single 7-hydro-8-oxoguanine bases located in a frameshift target DNA sequence. Biophys. Chem., 118, p. 31 -41.

26. Pinak M. (2003) Electrostatic energy analysis of 8-oxoguanine DNA lesion—molecular dynamics study. Comput. Biol. Chem., 27, p. 431-441.

27. Kamiya H. (2003) Mutagenic potentials of damaged nucleic acids produced by reactive oxygen/nitrogen species: Approaches using synthetic oligonucleotides and nucleotides. Nucleic Acids Res., 31, p. 517-531.

28. Shibutani S. (1993) Quantitation of base substitutions and deletions induced by chemical mutagens during DNA synthesis in vitro. Chem. Res. Toxicol, 6, p. 625-629.

29. Lowe L.G., Guengerich F.P. (1996) Steady-state and pre-steady-state kinetic analysis of dNTP insertion opposite 8-oxo-7,8-dihydroguanine by Escherichia coli polymerases I exo~ and II exo". Biochemistry, 35, p. 9840-9849.

30. Hatahet Z., Zhou M., Reha-Krantz L.J., Morrical S.W., Wallace S.S. (1998) In search of a mutational hotspot Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 95, p. 8556-8561.

31. Prakash S., Johnson R.E., Prakash L. (2005) Eukaryotic translesion synthesis DNA polymerases: Specificity of structure and function. Amu. Rev. Biochem., 74, p. 317-353.

32. Maga G., Villani G., Crespan E., Wimmer U., Ferrari E., Bertocci B., Hiibscher U. (2007) 8-oxo-guanine bypass by human DNA polymerases in the presence of auxiliary proteins. Nature, 447, p. 606-608.

33. Miller H., Grollman A.P. (1997) Kinetics of DNA polymerase I (Klenow fragment exo~) activity on damaged DNA templates: Effect of proximal and distal template damage on DNA synthesis. Biochemistry, 36, p. 15336-15342.

34. Kamiya H., Miura K., Ishikawa H., Inoue H., Nishimura S., Ohtsuka E. (1992) c-Ha-ray containing 8-hydroxyguanine at codon 12 induces point mutations at the modified and adjacent positions. Cancer Res., 52, p. 3483-3485.

35. Chen Y.-H., Bogenhagen D.F. (1993) Effects of DNA lesions on transcription elongation by T7 RNA polymerase. J. Biol. Chem., 268, p. 5849-5855.

36. Viswanathan A., Doetsch P.W. (1998) Effects of nonbulky DNA base damages on Escherichia coli RNA polymerase-mediated elongation and promoter clearance. J. Biol. Chem., 273, p. 21276-21281.

37. Larsen E., Kwon K., Coin F., Egly J.-M., Klungland A. (2004) Transcription activities at 8-oxoG lesions in DNA. DNA Repair, 3, p. 1457-1468.

38. Turk P.W., Laayoun A., Smith S.S., Weitzman S.A. (1995) DNA adduct 8-hydroxyl-2'-deoxyguanosine (8-hydroxyguanine) affects function of human DNA methyltransferase. Carcinogenesis, 16, p. 1253-1255.

39. Ghosh R., Mitchell D.L. (1999) Effect of oxidative DNA damage in promoter elements on transcription factor binding. Nucleic Acids Res., 27, p. 3213-318.

40. Kawanishi S., Oikawa S. (2004) Mechanism of telomere shortening by oxidative stress. Ann. N. Y. Acad. Sei., 1019, p. 278-284.

41. Opresko P.L., Fan J., Danzy S., Wilson D.M., III, Bohr V.A. (2005) Oxidative damage in telomeric DNA disrupts recognition by TRF1 and TRF2. Nucleic Acids Res., 33, p. 12301239.

42. Machwe A., Ganunis R., Bohr V.A., Orren D.K. (2000) Selective blockage of the 3'->5' exonuclease activity of WRN protein by certain oxidative modifications and bulky lesions in DNA. Nucleic Acids Res., 28, p. 2762-2770.

43. Ara J., Ali R. (1992) Reactive oxygen species modified DNA fragments of varying size are the preferred antigen for human anti-DNA autoantibodies. Immunol. Lett., 34, p. 195200.

44. Taddei F., Hayakawa H., Bouton M., Cirinesi A., Matic I., Sekiguchi M., Radman M. (1997) Counteraction by MutT protein of transcriptional errors caused by oxidative damage. Science, 278, p. 128-130.

45. Hayakawa H., Kuwano M., Sekiguchi M. (2001) Specific binding of 8-oxoguanine-containing RNA to polynucleotide phosphorylase protein. Biochemistry, 40, p. 99779982.

46. Yoon S.-H., Hyun J.-W., Choi J., Choi E.-Y., Kim H.-J., Lee S.-J., Chung M.-H. (2005) In vitro evidence for the recognition of 8-oxoGTP by Ras, a small GTP-binding proteia Biochem. Biophys. Res. Commun., 327, p. 342-348.

47. Gedik C.M., Boyle S.P., Wood S.G., Vaughan N.J., Collins A.R. (2002) Oxidative stress in humans: Validation of biomarkers of DNA damage. Carcinogenesis, 23, p. 1441-1446.

48. Loft S., Vistisen K., Ewertz M., Tjonneland A., Overvad K., Poulsen H.E. (1992) Oxidative DNA damage estimated by 8-hydroxydeoxyguanosine excretion in humans: Influence of smoking, gender and body mass index. Carcinogenesis, 13, p. 2241-2247.

49. Loft S., Svoboda P., Kasai H., Tjonneland A., Vogel U., Meiler P., Overvad K., Raaschou-Nielsen O. (2006) Prospective study of 8-oxo-7,8-dihydro-2'-deoxyguanosine excretion and the risk of lung cancer. Carcinogenesis, 27, p. 1245-1250.

50. Tretyakova N.Y., Wishnok J.S., Tannenbaum S.R. (2000) Peroxynitrite-induced secondary oxidative lesions at guanine nucleobases: Chemical stability and recognition by the Fpg DNA repair enzyme. Chem. Res. Toxicol, 13, p. 658-664.

51. Niles J.C., Wishnok J.S., Tannenbaum S.R. (2006) Peroxynitrite-induced oxidation and nitration products of guanine and 8-oxoguanine: Structures and mechanisms of product formatioa Nitric Oxide, 14, p. 109-121.

52. Cysewski P., Olinski R. (1999) Theoretical description of the coding potential of diamino-5-formamidopyrimidines. Z. Naturforsch., C54, p. 239-245.

53. Ober M., Müller H., Pieck C., Gierlich J., Carell T. (2005) Base pairing and replicative processing of the formamidopyrimidine-dG DNA lesion. J. Am. Chem. Soc., 127, p. 18143-18149.

54. Patro J.N., Haraguchi K., Delaney M.O., Greenberg M.M. (2004) Probing the configurations of formamidopyrimidine lesions Fapy*dA and Fapy*dG in DNA using endonuclease IV. Biochemistry, 43, p. 13397-13403.

55. Guschlbauer W., Duplaa A.-M., Guy A., Teoule R., Fazakerley G.V. (1991) Structure and in vitro replication of DNA templates containing 7,8-dihydro-8-oxoadenine. Nucleic Acids Res., 19, p. 1753-1758.

56. Robinson H., Gao Y.-G., Bauer C., Roberts C., Switzer C., Wang A.H.-J. (1998) 2'-Deoxyisoguanosine adopts more than one tautomer to form base pairs with thymidine observed by high-resolution crystal structure analysis. Biochemistry, 37, p. 10897-10905.

57. Wiederholt C.J., Greenberg M.M. (2002) FapydG instructs Klenow exo~ to misincorporate deoxyadenosine. J. Am. Chem. Soc., 124, p. 7278-7279.

58. Delaney M.O., Wiederholt C.J., Greenberg M.M. (2002) FapydA induces nucleotide misincorporation translesionally by a DNA polymerase. Angew. Chem. Int. Ed., 41, p. 771-773.

59. Kamiya H., Ueda T., Ohgi T., Matsukage A., Kasai H. (1995) Misincorporation of dAMP opposite 2-hydroxyadenine, an oxidative form of adenine. Nucleic Acids Res., 23, p. 761766.

60. Barone F., McCulloch S.D., Macpherson P., Maga G., Yamada M., Nohmi T., Minoprio A., Mazzei F., Kunkel T.A., Karran P., Bignami M. (2007) Replication of 2-hydroxyadenine-containing DNA and recognition by human MutSa. DNA Repair, 6, p. 355-366.

61. Imoto S., Patro J.N., Jiang Y.L., Oka N., Greenberg M.M. (2006) Synthesis, DNA polymerase incorporation, and enzymatic phosphate hydrolysis of formamidopyrimidine nucleoside triphosphates. J. Am. Chem. Soc., 128, p. 14606-14611.

62. Kuraoka I., Suzuki K., Ito S., Hayashida M., Kwei J.S.M., Ikegami T., Handa H., Nakabeppu Y., Tanaka K. (2007) RNA polymerase II bypasses 8-oxoguanine in the presence of transcription elongation factor TFIIS. DNA Repair, 6, p. 841-851.

63. Kuriavyi V.V., Bruskov V.l. (1987) Effect of 8-Br-ATP and 8-Oxy-ATP on RNA synthesis by RNA polymerase from Escherichia coli., Biokhimiia, 52, p. 138-141.

64. Kamiya H., Suzuki A., Kawai K., Kasai H., Harashima H. (2007) Effects of 8-hydroxy-GTP and 2-hydroxy-ATP on in vitro transcription. Free Radic. Biol. Med.,A3, p. 837843.

65. Kung H.C., Bolton P.H. (1997) Structure of a duplex DNA containing a thymine glycol residue in solutioa J. Biol Chem., 272, p. 9227-9236.

66. Mellac S., Fazakerley G.V., Sowers L.C. (1993) Structures of base pairs with 5-(hydroxymethyl)-2'-deoxyuridine in DNA determined by NMR spectroscopy. Biochemistry, 32, p. 7779-7786.

67. Thiviyanathan V., Somasunderam A., Volk D.E., Gorenstein D.G. (2005) 5-Hydroxyuracil can form stable base pairs with all four bases in a DNA duplex. Chem. Commun., p. 400-402.

68. Evans J., Maccabee M., Hatahet Z., Courcelle J., Bockrath R., Ide H., Wallace S. (1993) Thymine ring saturation and fragmentation products: Lesion bypass, misinsertion and implications for mutagenesis. Mutat. Res., 299, p. 147-156.

69. Aller P., Rould M.A., Hogg M., Wallace S.S., Doublie S. (2007) A structural rationale for stalling of a replicative DNA polymerase at the most common oxidative thymine lesion, thymine glycol. Proc. Natl Acad. Sei. U.S.A., 104, p. 814-818.

70. Johnson R.E., Yu S.-L., Prakash S., Prakash L. (2003) Yeast DNA polymerase zeta (Q is essential for error-free replication past thymine glycol. Genes Dev., 17, p. 77-87.

71. Kusumoto R., Masutani C., Iwai S., Hanaoka F. (2002) Translesion synthesis by human DNA polymerase r) across thymine glycol lesions. Biochemistry, 41, p. 6090-6099.

72. Ide H., Melamede R.J., Wallace S.S. (1987) Synthesis of dihydrothymidine and thymidine glycol 5'-triphosphates and their ability to serve as substrates for Escherichia coli DNA polymerase I. Biochemistry, 26, p. 964-969.

73. Käthe S.D., Shen G.-P., Wallace S.S. (2004) Single-stranded breaks in DNA but not oxidative DNA base damages block transcriptional elongation by RNA polymerase II in HeLa cell nuclear extracts. J. Biol. Chem., 279, p. 18511-18520.

74. Purmal A.A., Kow Y.W., Wallace S.S. (1994) Major oxidative products of cytosine, 5-hydroxycytosine and 5-hydroxyuracil, exhibit sequence context-dependent mispairing in vitro. Nucleic Acids Res., 22, p. 72-78.

75. Vaisman A., Woodgate R. (2001) Unique misinsertion specificity of poll may decrease the mutagenic potential of deaminated cytosines. EMBO J., 20, p. 6520-6529.

76. Ide H., Petrullo L.A., Hatahet Z., Wallace S.S. (1991) Processing of DNA base damage by DNA polymerases: Dihydrothymine and |3-ureidoisobutyric acid as models for instructive and noninstructive lesions. J. Biol. Chem., 266, p. 1469-1477.

77. Kumar S., Lamarche B.J., Tsai M.-D. (2007) Use of damaged DNA and dNTP substrates by the error-prone DNA polymerase X from african swine fever virus. Biochemistry, 46, p. 3814-3825.

78. Viswanathan A., Liu J., Doetsch P.W, (1999) E. coli RNA polymerase bypass of DNA base damage: Mutagenesis at the level of transcription. Ann. N. Y. Acad. Sci, 870, p. 386388.

79. Roy-Burman P., Roy-Burman S., Visser D.W. (1965) Incorporation of 5,6-dihydrouridine triphosphate into ribonucleic acid by DNA-dependent RNA polymerase. Biochem. Biophys. Res. Commun., 20, p. 291-297.

80. Zhang Q.-M., Sugiyama H., Miyabe I., Matsuda S., Saito I., Yonei S. (1997) Replication of DNA templates containing 5-formyluracil, a major oxidative lesion of thymine in DNA. Nucleic Acids Res., 25, p. 3969-3973.

81. Levy D.D., Teebor G.W. (1991) Site directed substitution of 5-hydroxymethyluracil for thymine in replicating <j)X-174a/w5 DNA via synthesis of 5-hydroxymethyl-2'-deoxyuridine-5'-triphosphate. Nucleic Acids Res., 19, p. 3337-3343.

82. Boorstein R.J., Teebor G.W. (1988) Mutagenicity of 5-hydroxymethyl-2'-deoxyuridine to Chinese hamster cells. Cancer Res., 48, p. 5466-5470.

83. Guerniou V., Gasparutto D., Douki Т., Cadet J., Sauvaigo S. (2005) Enhancement of the in vitro transcription by T7 RNA polymerase of short DNA templates containing oxidative thymine lesions. C. R. Biol., 328, p. 794-801.

84. Василенко H.JI., Невинский Г.A. (2003) Пути накопления и репарации остатков дезоксиуридина. в ДНК клеток низших и высших организмов. Биохимия, 68, с. 165183.

85. Shapiro Д., Klein R.S. (1966) The deamination of cytidine and cytosine by acidic buffer solutions. Mutagenic implications. Biochemistry, 5, p. 2358-2362.

86. Lindahl Т., Nyberg B. (1974) Heat-induced deamination of cytosine residues in deoxyribonucleic acid. Biochemistry, 13, p. 3405-3410.

87. Frederico L.A., Kunkel T.A., Shaw B.R. (1990) A sensitive genetic assay for the detection of cytosine deamination: Determination of rate constants and the activation energy. Biochemistry, 29, p. 2532-2537.

88. Lindahl T. (1993) Instability and decay of the primary structure of DNA Nature, 362, p. 709-715.

89. Schuster H. (1960) The reaction of nitrous acid with deoxyribonucleic acid. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2, p. 320-323.

90. Hayatsu H. (1976) Bisulfite modification of nucleic acids and their constituents. Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol., 16, p. 75-124.

91. Bhagwat A.S. (2004) DNA-cytosine deaminases: From antibody maturation to antiviral defense. DNA Repair, 3, p. 85-89.

92. Shlomai J., Kornberg A. (1978) Deoxyuridine triphosphatase of Escherichia coli: Purification, properties, and use as a reagent to reduce uracil incorporation into DNA. J. Biol. Chem., 253, p. 3305-3312.

93. Wist E., Unhjem O., Krokan H. (1978) Accumulation of small fragments of DNA in isolated HeLa cell nuclei due to transient incorporation of dUMP. Biochim. Biophys. Acta, 520, p. 253-270.

94. Туе B.-K., Chien J., Lehman I.R., Duncan B.K., Warner H.R. (1978) Uracil incorporation: A source of pulse-labeled DNA fragments in the replication of the Escherichia coli chromosome. Proc. Natl Acad. Sei. U.S.A., 75, p. 233-237.

95. Myers C.E., Young R.C., Chabner B.A. (1975) Biochemical determinants of 5-fluorouracil response in vivo: The role of deoxyuridylate pool expansion J. Clin. Invest., 56, p. 1231-1238.

96. Ames B.N. (1999) Micronutrient deficiencies: A major cause of DNA damage. Ann. N. Y. Acad. Sei., 889, p. 87-106.

97. Duncan B.K., Miller J.H. (1980) Mutagenic deamination of cytosine residues in DNA. Nature, 287, p. 560-561.

98. Ванюшин Б.Ф. (2005) Метилирование ДНК ферментами как эпигенетический контроль генетических функций клетки. Биохимия, 70, с. 488-499.

99. Pfeifer G.P. (2006) Mutagenesis at methylated CpG sequences. Curr. Top. Microbiol. Immunol., 301, p. 259-281.

100. Shen J.-C., Rideout W.M., III, Jones P.A. (1992) High frequency mutagenesis by a DNA methyltransferase. Cell, 71, p. 1073-1080.

101. Karran P., Lindahl T. (1980) Hypoxanthine in deoxyribonucleic acid: Generation by heat-induced hydrolysis of adenine residues and release in free form by a deoxyribonucleic acid glycosylase from calf thymus. Biochemistry, 19, p. 6005-6011.

102. Ohtsuka E., Matsuki S., Ikehara M., Takahashi Y., Matsubara K. (1985) An alternative approach to deoxyoligonucleotides as hybridization probes by insertion of deoxyinosine at ambiguous codon positions. J. Biol. Chem., 260, p. 2605-2608.

103. Hill-Perkins M., Jones M.D., Karran P. (1986) Site-specific mutagenesis in vivo by single methylated or deaminated purine bases. Mutat. Res., 162, p. 153-163.

104. Wuenschell G.E., O'Connor T.R., Termini J. (2003) Stability, miscoding potential, and repair of 2'-deoxyxanthosine in DNA: Implications for nitric oxide-induced mutagenesis. Biochemistry, 42, p. 3608-3616.

105. Singer B., Kusmierek J.T. (1982) Chemical mutagenesis. Annu. Rev. Biochem., 51, p. 655-691.

106. Lawley P.D., Phillips D.H. (1996) DNA adducts from chemotherapeutic agents. Mutat. Res., 355, p. 13-40.

107. Gros L., Ishchenko A. A., Saparbaev M. (2003) Enzymology of repair of etheno-adducts. Mutat. Res., 531, p. 219-229.

108. Friedberg E.C., Walker G.C., Siede W., Wood R.D., Schultz R.A., Ellenberger T., DNA Repair and Mutagenesis. 2006, ASM Press: Washington, D.C. 1118 pp.

109. Rydberg B., Lindahl T. (1982) Nonenzymatic methylation of DNA by the intracellular methyl group donor S-adenosyl-L-methionine is a potentially mutagenic reaction. EMBO J., 1, p. 211-216.

110. Marnett L.J. (2000) Oxyradicals and DNA damage. Carcinogenesis, 21, p. 361-370.

111. Lawley P.D., Brookes P. (1963) Further studies on the alkylation of nucleic acids and their constituent nucleotides. Biochem. J., 89, p. 127-138.

112. Doublie S., Tabor S., Long A.M., Richardson C.C., Ellenberger T. (1998) Crystal structure of a bacteriophage T7 DNA replication complex at 2.2 A resolution Nature, 391, p. 1998-01-15.

113. Fronza G., Gold B. (2004) The biological effects of N3-methyladenine. J. Cell. Biochem., 91, p. 250-257.

114. Boiteux S., Belleney J., Roques B.P., Laval J. (1984) Two rotameric forms of open ring 7-methylguanine are present in alkylated polynucleotides. Nucleic Acids Res., 12, p. 5429-5439.

115. Boiteux S., Laval J. (1983) Imidazole open ring 7-methylguanine: An inhibitor of DNA synthesis. Biochem. Biophys. Res. Commun., 110, p. 552-558.

116. Asagoshi K., Terato H., Ohyama Y., Ide H. (2002) Effects of a guanine-derived formamidopyrimidine lesion on DNA replication: Translesion DNA synthesis, nucleotide insertion, and extension kinetics. J. Biol. Chem., 277, p. 14589-14597.

117. Greer S., Zamenhof S. (1962) Studies on depurination of DNA by heat J. Mol. Biol., 4, p. 123-141.

118. Lindahl T., Nyberg B. (1972) Rate of depurination of native deoxyribonucleic acid. Biochemistry, ll,p.3610-3618.

119. Zoltewicz J.A., Clark D.F., Sharpless T.W., Grahe G. (1970) Kinetics and mechanism of . the acid-catalyzed hydrolysis of some purine nucleosides. J. Am. Chem. Soc., 92, p. 17411750.

120. Garrett E.R., Mehta P.J. (1972) Solvolysis of adenine nucleosides. I. Effects of sugars and adenine substituents on acid solvolyses. J. Am. Chem. Soc., 94, p. 8532-8541.

121. Shapiro R., Danzig M. (1972) Acidic hydrolysis of deoxycytidine and deoxyuridine derivatives: General mechanism of deoxyribonucleoside hydrolysis. Biochemistry, 11, p. 23-29.

122. O'Brien P.J., Ellenberger T. (2004) Dissecting the broad substrate specificity of human 3-methyladenine-DNA glycosylase. J. Biol. Chem., 279, p. 9750-9757.

123. Guillet M., Boiteux S. (2003) Origin of endogenous DNA abasic sites in Saccharomyces cerevisiae. Mol. Cell. Biol., 23, p. 8386-8394.

124. Atamna H., Cheung I., Ames B.N. (2000) A method for detecting abasic sites in living cells: Age-dependent changes in base excision repair. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 97, p. 686-691.

125. Lindahl T., Andersson A. (1972) Rate of chain breakage at apurinic sites in double-stranded deoxyribonucleic acid Biochemistry, 11, p. 3618-3623.

126. Takeshita M., Chang C.-N., Johnson F., Will S., Grollman A.P. (1987) Oligodeoxynucleotides containing synthetic abasic sites: Model substrates for DNA polymerases and apurinic/apyrimidinic endonucleases. J. Biol. Chem., 262, p. 1017110179.

127. Shearman C.W., Loeb L.A. (1977) Depurination decreases fidelity of DNA synthesis in vitro. Nature, 270, p. 537-538.

128. Goodman M.F., Cai H., Bloom L.B., Eritja R. (1994) Nucleotide insertion and primer extension at abasic template sites in different sequence contexts. Ann. N. Y. Acad. Sci., 726, p. 132-142.

129. Taylor J.-S. (2002) New structural and mechanistic insight into the A-rule and the instructional and non-instructional behavior of DNA photoproducts and other lesions. Mutat. Res., 510, p. 55-70.

130. Cuniasse P., Fazakerley G.V., Guschlbauer W., Kaplan B.E., Sowers L.C. (1990) The abasic site as a challenge to DNA polymerase. A nuclear magnetic resonance study of G, C and T opposite a model abasic site. J. Mol. Biol, 213, p. 303-314.

131. Gestl E.E., Eckert K.A. (2005) Loss of DNA minor groove interactions by exonuclease-deficient Klenow polymerase inhibits 06-methylguanine and abasic site translesion synthesis. Biochemistry, 44, p. 7059-7068.

132. Hogg M., Wallace S.S., Doublie S. (2004) Crystallographic snapshots of a replicative DNA polymerase encountering an abasic site. EMBOJ., 23, p. 1483-1493.

133. Fleck O., Schar P. (2004) Translesion DNA synthesis: Little fingers teach tolerance. Curr. Biol., 14, p. R389-R391.

134. Haracska L., Unk I., Johnson R.E., Johansson E., Burgers P.M.J., Prakash S., Prakash L. (2001) Roles of yeast DNA polymerases 5 and C, and of Revl in the bypass of abasic sites. Genes Dev., 15, p. 945-954.

135. Tomer G., Reuven N.B., Livneh Z. (1998) The p subunit sliding DNA clamp is responsible for unassisted mutagenic translesion replication by DNA polymerase III holoenzyme. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 95, p. 14106-14111.

136. Daube S.S., Tomer G., Livneh Z. (2000) Translesion replication by DNA polymerase 5 depends on processivity accessory proteins and differs in specificity from DNA polymerase p. Biochemistry, 39, p. 348-355.

137. Cai H., Bloom L.B., Eritja R., Goodman M.F. (1993) Kinetics of deoxyribonucleotide insertion and extension at abasic template lesions in different sequence contexts using HIV-1 reverse transcriptase. J. Biol. Chem., 268, p. 23567-23572.

138. Ling H., Boudsocq F., Woodgate R., Yang W. (2004) Snapshots of replication through an abasic lesion: Structural basis for base substitutions and frameshifts. Mol. Cell, 13, p. 751-762.

139. McCulloch S.D., Kunkel T.A. (2006) Multiple solutions to inefficient lesion bypass by T7 DNA polymerase. DNA Repair, 5, p. 1373-1383.

140. Avkin S., Adar S., Blander G., Livneh Z. (2002) Quantitative measurement of translesion replication in human cells: Evidence for bypass of abasic sites by a replicative DNA polymerase. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 99, p. 3764-3769.

141. Auerbach P., Bennett R.A.O., Bailey E.A., Krokan H.E., Demple B. (2005) Mutagenic specificity of endogenously generated abasic sites in Saccharomyces cerevisiae chromosomal DNA. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 102, p. 17711-17716.

142. Ravanat J.-L., Douki T., Cadet J. (2001) Direct and indirect effects of UV radiation on DNA and its components. J. Photochem. Photobiol, B63, p. 88-102.

143. Setlow R.B., Carrier W.L. (1966) Pyrimidine dimers in ultraviolet-irradiated DNAs. J. Mol. Biol, 17, p. 237-254.

144. Franklin W.A., Doetsch P.W., Haseltine W.A. (1985) Structural determination of the ultraviolet light-induced thymine-cytosine pyrimidine-pyrimidone (6-4) photoproduct Nucleic Acids Res., 13, p. 5317-5325.

145. Kan L.S., Voituriez L., Cadet J. (1992) The Dewar valence isomer of the (6-4) photoadduct of thymidylyl-(3'-5')-thymidine monophosphate: Formation, alkaline lability and conformational properties. J. Photochem. Photobiol., B12, p. 339-357.

146. Park H., Zhang K., Ren Y„ Nadji S., Sinha N. Taylor J.-S., Kang C. (2002) Crystal structure of a DNA decamer containing a cis-syn thymine dimer. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 99, p. 15965-15970.

147. Bailly V., Verly W.G. (1987) Escherichia coli endonuclease III is not an endonuclease but a p-elimination catalyst. Biochem. J., 242. p. 565-572.

148. Manoharan M., Mazumder A., Ransom S.C., Gerlt J.A., Bolton P.H. (1988) Mechanism of UV endonuclease V cleavage of abasic sites in DNA determined by carbon-13 labeling. J. Am. Chem. Soc., 110, p. 2690-2691.

149. Bailly V., Sente B., Verly W.G. (1989) Bacteriophage^ and Micrococcus luteus UV endonucleases are not endonucleases but P-elimination and sometimes p5-elimination catalysts. Biochem. J., 259, p. 751-759.

150. Demple B., Harrison L. (1994) Repair of oxidative damage to DNA: Enzymology and biology. Annu. Rev. Biochem., 63, p. 915-948.

151. Ischenko A.A., Saparbaev M.K. (2002) Alternative nucleotide incision repair pathway for oxidative DNA damage. Nature, 415, p. 183-187.

152. Fortini P., Dogliotti E. (2007) Base damage and single-strand break repair: Mechanisms and functional significance of short- and long-patch repair subpathways. DNA Repair, 6, p. 398-409.

153. Eisen J.A., Hanawalt P.C. (1999) A phylogenomic study of DNA repair genes, proteins, and processes. Mutat. Res., 435, p. 171-213.

154. Denver D.R., Swenson S.L., Lynch M. (2003) An evolutionary analysis of the helix-hairpin-helix superfamily of DNA repair glycosylases. Mol. Biol. Evol., 20, .p. 16031611.

155. Huffman J.L., Sundheim O., Tainer J.A. (2005) DNA base damage recognition and removal: New twists and grooves. Mutat. Res., 577, p. 55-76.

156. David S.S., Williams S.D. (1998) Chemistry of glycosylases and endonucleases involved in base-excision repair. Chem. Rev., 98, p. 1221-1261.

157. Stivers J.T., Jiang Y.L. (2003) A mechanistic perspective on the chemistry of DNA repair glycosylases. Chem. Rev., 103, p. 2729-2760.

158. Lindahl Т. (1974) An yV-glycosidase from Escherichia coli that releases free uracil from DNA containing deaminated cytosine residues. Proc. Natl Acad. Sei. U.S.A., 71, p. 36493653.

159. Krokan H., Wittwer C.U. (1981) Uracil DNA-glycosylase from HeLa cells: General properties, substrate specificity and effect of uracil analogs. Nucleic Acids Res., 9, p. 2599-2613.

160. Olsen L.C., Aasland R., Wittwer C.U., Krokan H.E., Heiland D.E. (1989) Molecular cloning of human uracil DNA glycosylase, a highly conserved DNA repair enzyme. EMBOJ.,8, p. 3121-3125.

161. Aravind L., Koonin E.V., The a/ßfold uracil DNA glycosylases: A common origin with diverse fates, in Genome Biol. 2000. p. research0007.

162. Varshney U., Hutcheon Т., van de Sande J.H. (1988) Sequence analysis, expression, and conservation of Escherichia coli uracil DNA glycosylase and its gene (ung). J. Biol. Chem., 263, p. 7776-7784.

163. Haug Т., Skorpen F., Kval0y K., Eftedal I., Lund H., Krokan H.E. (1996) Human uracil-DNA glycosylase gene: Sequence organization, methylation pattern, and mapping to chromosome 12q23-q24.1. Genomics, 36, p. 408-416.

164. Haug Т., Skorpen F., Lund H., Krokan H.E. (1994) Structure of the gene for human uracil-DNA glycosylase and analysis of the promoter function. FEBS Lett., 353, p. 180184.

165. Slupphaug G., Markussen F.-H., Olsen L.C., Aasland R., Aarsaether N., Bakke O., Krokan H.E., Heiland D.E. (1993) Nuclear and mitochondrial forms of human uracil-DNA glycosylase are encoded by the same gene. Nucleic Acids Res., 21, p. 2579-2584.

166. Lindahl Т., Ljungquist S., Siegert W., Nyberg В., Sperens B. (1977) DNA N-glycosidases: Properties of uracil-DNA glycosidase from Escherichia coli. J. Biol. Chem., 252, p. 3286-3294.

167. Kumar N.V., Varshney U. (1997) Contrasting effects of single stranded DNA binding protein on the activity of uracil DNA glycosylase from Escherichia coli towards different DNA substrates. Nucleic Acids Res., 25, p. 2336-2343.

168. Jiang Y.L., Stivers J.T. (2001) Reconstructing the substrate for uracil DNA glycosylase: Tracking the transmission of binding energy in catalysis. Biochemistry, 40, p. 7710-7719.

169. Warner H.R., Rockstroh P.A. (1980) Incorporation and excision of 5-fluorouracil from deoxyribonucleic acid in Escherichia coli. J. Bacteriol., 141, p. 680-686.

170. Регистр лекарственных средств России 2005, под ред. Г.Л. Вышковского.—М.: РЛС. 1440 с.

171. Dizdaroglu M., Karakaya A., Jaruga P., Slupphaug G., Krokan H.E. (1996) Novel activities of human uracil DNA TV-glycosylase for cytosine-derived products of oxidative DNA damage. Nucleic Acids Res., 24, p. 418-422.

172. Eftedal I., Guddal P.H., Slupphaug G., Volden G„ Krokan H.E. (1993) Consensus sequences for good and poor removal of uracil from double stranded DNA by uracil-DNA glycosylase. Nucleic Acids Res., 21, p. 2095-2101.

173. Bennett S.E., Sanderson R.J., Mosbaugh D.W. (1995) Processivity of Escherichia coli and rat liver mitochondrial uracil-DNA glycosylase is affected by NaCl concentration. Biochemistry, 34, p. 6109-6119.

174. Parikh S.S., Mol C.D., Slupphaug G., Bharati S., Krokan H.E., Tainer J.A. (1998) Base excision repair initiation revealed by crystal structures and binding kinetics of human uracil-DNA glycosylase with DNA. EMBOJ., 17, p. 5214-5226.

175. Zharkov D.O., Grollman A.P. (1998) MutY DNA glycosylase: Base release and intermediate complex formation. Biochemistry, 37, p. 12384-12394.

176. Porello S.L., Leyes A.E., David S.S. (1998) Single-turnover and pre-steady-state kinetics of the reaction of the adenine glycosylase MutY with mismatch-containing DNA substrates. Biochemistry, 37, p. 14756-14764.

177. Waters T.R., Gallinari P., Jiricny J., Swann P.F. (1999) Human thymine DNA glycosylase binds to apurinic sites in DNA but is displaced by human apurinic endonuclease 1. J. Biol. Chem., 274, p. 67-74.

178. Otterlei M., Warbrick E., Nagelhus T.A., Haug T., Slupphaug G., Akbari M., Aas P.A., Steinsbekk K., Bakke O., Krokan H.E. (1999) Post-replicative base excision repair in replication foci. EMBOJ., 18, p. 3834-3844.

179. Lu X., Bocangel D., Nannenga B., Yamaguchi H., Appella E., Donehower L.A. (2004) The p53-induced oncogenic phosphatase PPM1D interacts with uracil DNA glycosylase and suppresses base excision repair. Mol. Cell, 15, p. 621-634.

180. Nilsen H., Stamp G., Andersen S., Hrivnak G., Krokan H.E., Lindahl T., Barnes D.E. (2003) Gene-targeted mice lacking the Ung uracil-DNA glycosylase develop B-cell lymphomas. Oncogene, 22, p. 5381-5386.

181. Nilsen H., Haushalter K.A., Robins P., Barnes D.E., Verdine G.L., Lindahl T. (2001) Excision of deaminated cytosine from the vertebrate genome: Role of the SMUG1 uracil-DNA glycosylase. EMBOJ., 20, p. 4278-4286.

182. Di Noia J.M., Neuberger M.S. (2007) Molecular mechanisms of antibody somatic hypermutation. Annu. Rev. Biochem., 76, p. 1-22.

183. Cone R., Bonura T., Friedberg E.C. (1980) Inhibitor of uracil-DNA glycosylase induced by bacteriophage PBS2: Purification and preliminary characterization. J. Biol. Chem., 255, p. 10354-10358.

184. Bennett S.E., Schimerlik M.I., Mosbaugh D.W. (1993) Kinetics of the uracil-DNA glycosylase/inhibitor protein association: Ung interaction with Ugi, nucleic acids, and uracil compounds. J. Biol. Chem., 268, p. 26879-26885.

185. Mol C.D., Arvai A.S., Sanderson R.J., Slupphaug G., Kavli B., Krokan H.E., Mosbaugh D.W., Tainer J. A. (1995) Crystal structure of human uracil-DNA glycosylase in complex with a protein inhibitor: Protein mimicry of DNA. Cell, 82, p. 701-708.

186. Neddermann P., Jiricny J. (1994) Efficient removal of uracil from G»U mispairs by the mismatch-specific thymine DNA glycosylase from HeLa cells. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 91, p. 1642-1646.

187. Neddermann P., Gallinari P., Lettieri T., Schmid D., Truong O., Hsuan J.J., Wiebauer K., Jiricny J. (1996) Cloning and expression of human G/T mismatch-specific thymine-DNA glycosylase. J. Biol. Chem., 271, p. 12767-12774.

188. Schmutte C., Baffa R., Veronese L.M., Murakumo Y., Fishel R. (1997) Human thymine-DNA glycosylase maps at chromosome 12q22-q24.1: A region of high loss of heterozygosity in gastric cancer. Cancer Res., 57, p. 3010-3015.

189. Gallinari P., Jiricny J. (1996) A new class of uracil-DNA glycosylases related to human thymine-DNA glycosylase. Nature, 383, p. 735-738.

190. Sibghat-Ullah, Day R.S., III (1995) Site specificity of incisions at G:T and O6-methylguanine:T base mismatches in DNA by human cell-free extractst Biochemistry, 34, p. 6869-6875.

191. Sung J.-S., Mosbaugh D.W. (2000) Escherichia coli double-strand uracil-DNA glycosylase: Involvement in uracil-mediated DNA base excision repair and stimulation of activity by endonuclease IV. Biochemistry, 39, p. 10224-10235.

192. Hardeland U., Steinacher R., Jiricny J., Schar P. (2002) Modification of the human thymine-DNA glycosylase by ubiquitin-like proteins facilitates enzymatic turnover. EMBOJ., 21, p. 1456-1464.

193. Urn S., Harbers M., Benecke A., Pierrat B., Losson R., Chambon P. (1998) Retinoic acid receptors interact physically and functionally with the T:G mismatch-specific thymine-DNA glycosylase. J. Biol. Chem., 273, p. 20728-20736.

194. Tini M., Benecke A., Um S.-J., Torchia J., Evans R.M., Chambon P. (2002) Association of CBP/p300 acetylase and. thymine DNA glycosylase links DNA repair and transcription Mol. Cell, 9, p. 265-277.

195. Shimizu Y., Iwai S., Hanaoka F., Sugasawa K. (2003) Xeroderma pigmentosum group C protein interacts physically and functionally with thymine DNA glycosylase. EMBO J., 22, p. 164-173.

196. Lutsenko E., Bhagwat A.S. (1999) The role of the Escherichia coli Mug protein in the removal of uracil and 3,A^-ethenocytosine from DNA J. Biol. Chem., 274, p. 3103431038.

197. Haushalter K.A., Stukenberg P.T., Kirschner M.W., Verdine G.L. (1999) Identification of a new uracil-DNA glycosylase family by expression cloning using synthetic inhibitors. Curr. Biol., 9, p. 174-185.

198. Wibley J.E.A., Waters T.R., Haushalter K., Verdine G.L., Pearl L.H. (2003) Structure and specificity of the vertebrate anti-mutator uracil-DNA glycosylase SMUG1. Mol. Cell, 11, p. 1647-1659.

199. Elateri I., Muller-Weeks S., Caradonna S. (2003) The transcription factor, NFI/CTF plays a positive regulatory role in expression of the hSMUGl gene. DNA Repair, 2, p. 13711385.

200. Sandigursky M., Franklin W.A. (2000) Uracil-DNA glycosylase in the extreme thermophile Archaeoglobus fulgidus. J. Biol. Chem., 215, p. 19146-19149.

201. Sartori A.A., Schar P., Fitz-Gibbon S., Miller J.H., Jiricny J. (2001) Biochemical characterization of uracil processing activities in the hyperthermophilic archaeon Pyrobaculum aerophilum. J. Biol. Chem., 276, p. 29979-29986.

202. Hinks J.A., Evans M.C.W., de Miguel Y., Sartori A.A., Jiricny J., Pearl L.H. (2002) An iron-sulfur cluster in the family 4 uracil-DNA glycosylases. J. Biol. Chem., 277, p. 16936-16940.

203. Sartori A.A., Fitz-Gibbon S., Yang H., Miller J.H., Jiricny J. (2002) A novel uracil-DNA glycosylase with broad substrate specificity and an unusual active site. EMBO J., 21, p. 3182-3191.

204. Starkuviene V., Fritz H.-J. (2002) A novel type of uracil-DNA glycosylase mediating repair of hydrolytic DNA damage in the extremely thermophilic eubacterium Thermus thermophilus. Nucleic Acids Res., 30, p. 2097-2102.

205. Chetsanga C.J., Lindahl T. (1979) Release of 7-methylguanine residues whose imidazole rings have been opened from damaged DNA by a DNA glycosylase from Escherichia coli. Nucleic Acids Res., 6, p. 3673-3684.

206. Boiteux S., O'Connor T.R., Laval J. (1987) Formamidopyrimidine-DNA glycosylase of Escherichia coli: Cloning and sequencing of the fpg structural gene and overproduction of the protein. EMBO J., 6, p. 3177-3183.

207. Cabrera M., Nghiem Y., Miller J.H. (1988) mutM, a second mutator locus in Escherichia coli that generates GC-»TA transversions. J. Bacteriol., 170, p. 5405-5407.

208. Tchou J., Kasai H., Shibutani S., Chung M.-H., Laval J., Grollman A.P., Nishimura S. (1991) 8-oxoguanine (8-hydroxyguanine) DNA glycosylase and its substrate specificity. Proc. Natl Acad. Sei. U.S.A., 88, p. 4690-4694.

209. Boiteux S., Huisman O. (1989) Isolation of a formamidopyrimidine-DNA glycosylase (fpg) mutant of Escherichia coli K12. Mol. Gen. Genet., 215, p. 300-305.

210. Gifford C.M., Wallace S.S. (1999) The genes encoding formamidopyrimidine and MutY DNA glycosylases in Escherichia coli are transcribed as part of complex Operons. J. Bacteriol., 181, p. 4223-4236.

211. Laity J.H., Lee B.M., Wright P.E. (2001) Zinc finger proteins: New insights into structural and functional diversity. Curr. Opin. Struct. Biol., 11, p. 39-46.

212. Karakaya A., Jaruga P., Bohr V.A., Grollman A.P., Dizdaroglu M. (1997) Kinetics of excision of purine lesions from DNA by Escherichia coli Fpg protein. Nucleic Acids Res., 25, p. 474-479.

213. Tchou J., Bodepudi V., Shibutani S., Antoshechkin I., Miller J., Grollman A.P., Johnson F. (1994) Substrate specificity of Fpg protein: Recognition and cleavage of oxidatively damaged DNA. J. Biol. Chem., 269, p. 15318-15324.

214. Rabow L.E., Kow Y.W. (1997) Mechanism of action of base release by Escherichia coli Fpg protein: Role of lysine 155 in catalysis. Biochemistry, 36, p. 5084-5096.

215. Speina E., Ciesla J.M., Wojcik J., Bajek M., Kusmierek J.T., Tudek B. (2001) The pyrimidine ring-opened derivative of LA'6 -ethenoadenine is excised from DNA by the Escherichia coli Fpg and Nth proteins. J. Biol. Chem., 276, p. 21821-21827.

216. Li Q., Laval J., Ludlum D.B. (1997) Fpg protein releases a ring-opened N-l guanine adduct from DNA that has been modified by sulfur mustard. Carcinogenesis, 18, p. 10351038.

217. Oleykowski C.A., Mayernik J.A., Lim S.E., Groopman J.D., Grossman L., Wogan G.N., Yeung A.T. (1993) Repair of aflatoxin B1 DNA adducts by the UvrABC endonuclease of Escherichia coli. J. Biol. Chem., 268, p. 7990-8002.

218. Purmal A.A., Lampman G.W., Bond J.P., Hatahet Z., Wallace S.S. (1998) Enzymatic processing of uracil glycol, a major oxidative product of DNA cytosine. J. Biol. Chem., 273, p. 10026-10035.

219. Gasparutto D., Ait-Abbas M., Jaquinod M., Boiteux S., Cadet J. (2000) Repair and coding properties of 5-hydroxy-5-methylhydantoin nucleosides inserted into DNA oligomers. Chem. Res. Toxicol., 13, p. 575-584.

220. Zhang Q.-M., Miyabe I., Matsumoto Y., Kino K., Sugiyama H., Yonei S. (2000) Identification of repair enzymes for 5-formyluracil in DNA: Nth, Nei, and MutM proteins of Escherichia coli. J. Biol. Chem., 275, p. 35471-35477.

221. Jurado J., Saparbaev M., Matray T.J., Greenberg M.M., Laval J. (1998) The ring fragmentation product of thymidine C5-hydrate when present in DNA is repaired by the Escherichia coli Fpg and Nth proteins. Biochemistry, 37, p. 7757-7763.

222. Purmal A.A., Rabow L.E., Lampman G.W., Cunningham R.P., Kow Y.W. (1996) A common mechanism of action for the iV-glycosylase activity of DNA iV-glycosylase/AP lyases from E. coli and T4. Mutat. Res., 364, p. 193-207.

223. Bessho T., Tano K., Kasai H., Nishimura S. (1992) Deficiency of 8-hydroxyguanine DNA endonuclease activity and accumulation of the 8-hydroxyguanine in mutator mutant imutM) of Escherichia coli. Biochem. Biophys. Res. Commun., 188, p. 372-378.

224. O'Connor T.R., Laval J. (1989) Physical association of the 2,6-diamino-4-hydroxy-5N-formamidopyrimidine-DNA glycosylase of Escherichia coli and an activity nicking DNA at apurinic/apyrimidinic sites. Proc. Natl Acad. Sei. U.S.A., 86, p. 5222-5226.

225. Graves R.J., Felzenszwalb I., Laval J., O'Connor T.R. (1992) Excision of 5'-terminal deoxyribose phosphate from damaged DNA is catalyzed by the Fpg protein of Escherichia coli. J. Biol. Chem., 267, p. 14429-14435.

226. Bailly V., Verly W.G., O'Connor T., Laval J. (1989) Mechanism of DNA strand nicking at apurinic/apyrimidinic sites by Escherichia coli formamidopyrimidineJDNA glycosylase. Biochem. J., 262, p. 581-589.

227. Bhagwat M., Gerlt J.A. (1996) 3'- and 5'-strand cleavage reactions catalyzed by the Fpg protein from Escherichia coli occur via successive ß- and 8-elimination mechanisms, respectively. Biochemistry, 35, p. 659-665.

228. Sun B., Latham K.A., Dodson M.L., Lloyd R.S. (1995) Studies of the catalytic mechanism of five DNA glycosylases: Probing for enzyme-DNA imino intermediates. J. Biol. Chem., 270, p. 19501-19508.

229. Tchou J., Grollman A.P. (1995) The catalytic mechanism of Fpg protein: Evidence for a Schiff base intermediate and amino terminus localization of the catalytic site. J. Biol. Chem., 270, p. 11671-11677.

230. Sidorkina O., Dizdaroglu M., Laval J. (2001) Effect of single mutations on the specificity of Escherichia coli FPG protein for excision of purine lesions from DNA damaged by free radicals. Free Radic. Biol. Med., 31, p. 816-823.

231. O'Connor T.R., Graves R.J., de Murcia G., Castaing B., Laval J. (1993) Fpg protein of Escherichia coli is a zinc finger protein whose cysteine residues have a structural and/or functional role. J. Biol. Chem., 268, p. 9063-9070.

232. Tchou J., Michaels M.L., Miller J.H., Grollman A.P. (1993) Function of the zinc finger in Escherichia coli Fpg proteia J. Biol. Chem., 268, p. 26738-26744.

233. Lavrukhin O.V., Lloyd R.S. (2000) Involvement of phylogenetically conserved acidic amino acid residues in catalysis by an oxidative DNA damage enzyme formamidopyrimidine glycosylase. Biochemistry, 39, p. 15266-15271.

234. Melamede R.J., Hatahet Z., Kow Y.W., Ide H., Wallace S.S. (1994) Isolation and characterization of endonuclease VIII from Escherichia coli. Biochemistry, 33, p. 12551264.

235. Jiang D., Hatahet Z., Melamede R.J., Kow Y.W., Wallace S.S. (1997) Characterization of Escherichia coli endonuclease VIII. J. Biol. Chem., 272, p. 32230-32239.

236. Rieger R.A., McTigue M.M., Kycia J.H., Gerchman S.E., Grollman A.P., Iden C.R. (2000) Characterization of a cross-linked DNA-endonuclease VIII repair complex by electrospray ionization mass spectrometry. J. Am. Soc. Mass Spectrom., 11, p. 505-515.

237. Blaisdell J.O., Hatahet Z., Wallace S.S. (1999) A novel role for Escherichia coli endonuclease VIII in prevention of spontaneous G—»T transversions. J. Bacteriol, 181, p. 6396-6402.

238. Miller H., Fernandes A.S., Zaika E., McTigue M.M., Torres M.C., Wente M., Iden C.R., Grollman A.P. (2004) Stereoselective excision of thymine glycol from oxidatively damaged DNA. Nucleic Acids Res., 32, p. 338-345.

239. Burgess S., Jaruga P., Dodson M.L., Dizdaroglu M., Lloyd R.S. (2002) Determination of active site residues in Escherichia coli endonuclease VIII. J. Biol Chem., 277, p. 29382944.

240. Lu A.-L., Lee C.-Y., Li L., Li X. (2006) Physical and functional interactions between Escherichia coli MutY and endonuclease VIII. Biochem. J., 393, p. 381-387.

241. Najrana T., Saito Y., Uraki F., Kubo K., Yamamoto K. (2000) Spontaneous and osmium tetroxide-induced mutagenesis in an Escherichia coli strain deficient in both endonuclease III and endonuclease VIII. Mutagenesis, 15, p. 121-125.

242. Wallace S.S., Bandaru V., Kathe S.D., Bond J.P. (2003) The enigma of endonuclease VIII. DNA Repair, 2, p. 441-453.

243. Hazra T.K., Kow Y.W., Hatahet Z., Imhoff B., Boldogh I., Mokkapati S.K., Mitra S., Izumi T. (2002) Identification and characterization of a novel human DNA glycosylase for repair of cytosine-derived lesions. J. Biol Chem., 277, p. 30417-30420.

244. Gates F.T., III, Linn S. (1977) Endonuclease from Escherichia coli that acts specifically upon duplex DNA damaged by ultraviolet light, osmium tetroxide, acid, or X-rays. J. Biol Chem., 252, p. 2802-2807.

245. Demple B., Linn S. (1980) DNA jV-glycosylases and UV repair. Nature, 287, p. 203-208.

246. Breimer L., Lindahl T. (1980) A DNA glycosylase from Escherichia coli that releases free urea from a polydeoxyribonucleotide containing fragments of base residues. Nucleic Acids Res., 8, p. 6199-6211.

247. Katcher H.L., Wallace S.S. (1983) Characterization of the Escherichia coli X-ray endonuclease, endonuclease III. Biochemistry, 22, p. 4071-4081.

248. Cunningham R.P., Weiss B. (1985) Endonuclease III (nth) mutants of Escherichia coli. Proc. Natl Acad. Sei. U.S.A., 82, p. 474-478.

249. Gossett J., Lee K., Cunningham R.P., Doetsch P.W. (1988) Yeast redoxyendonuclease, a DNA repair enzyme similar to Escherichia coli endonuclease III. Biochemistry, 27, p. 2629-2634.

250. Breimer L.H. (1983) Urea-DNA glycosylase in mammalian cells. Biochemistry, 22, p. 4192-4197.

251. Hilbert T.P., Chaung W., Boorstein R.J., Cunningham R.P., Teebor G.W. (1997) Cloning and expression of the cDNA encoding the human homologue of the DNA repair enzyme, Escherichia coli endonuclease III. J. Biol. Chem., 272, p. 6733-3740.

252. Gifford C.M., Wallace S.S. (2000) The genes encoding endonuclease VIII and endonuclease III in Escherichia coli are transcribed as the terminal genes in operons. Nucleic Acids Res., 28, p. 762-769.

253. Koo M.-S., Lee J.-H., Rah S.-Y., Yeo W.-S., Lee J.-W., Lee K.-L., Koh Y.-S., Kang S.O., Roe J.-H. (2003) A reducing system of the superoxide sensor SoxR in Escherichia coli. EMBO J., 22, p. 2614-2622.

254. Cunningham R.P., Asahara H., Bank J.F., Scholes C.P., Salerno J.C., Surerus K., Münck E., McCracken J., Peisach J., Emptage M.H. (1989) Endonuclease III is an iron-sulfur protein. Biochemistry, 28, p. 4450-4455.

255. Fu W., O'Handley S., Cunningham R.P., Johnson M.K. (1992) The role of the iron-sulfur cluster in Escherichia coli endonuclease III: A resonance Raman study. J. Biol. Chem., 267, p. 16135-16137.

256. Augeri L., Lee Y.-M., Barton A.B., Doetsch P.W. (1997) Purification, characterization, gene cloning, and expression of Saccharomyces cerevisiae redoxyendonuclease, a homolog of Escherichia coli endonuclease III. Biochemistry, 36, p. 721-729.

257. Dizdaroglu M., Laval J., Boiteux S. (1993) Substrate specificity of the Escherichia coli endonuclease III: Excision of thymine- and cytosine-derived lesions in DNA produced by radiation-generated free radicals. Biochemistry, 32, p. 12105-12111.

258. Matsumoto Y., Zhang Q.-M., Takao M., Yasui A., Yonei S. (2001) Escherichia coli Nth and human hNTHl DNA glycosylases are involved in removal of 8-oxoguanine from 8-oxoguanine/guanine mispairs in DNA. Nucleic Acids Res., 29, p. 1975-1981.

259. Kim J., Linn S. (1988) The mechanisms of action of E. coli endonuclease III and T4 UV endonuclease (endonuclease V) at AP sites. Nucleic Acids Res., 16, p. 1135-1141.

260. Thayer M.M., Ahern H., Xing D., Cunningham R.P., Tainer J.A. (1995) Novel DNA binding motifs in the DNA repair enzyme endonuclease III crystal structure. EMBO J., 14, p. 4108-4120.

261. Fromme J.C., Verdine G.L. (2003) Structure of a trapped endonuclease III-DNA covalent intermediate. EMBO J., 22, p. 3461-3471.

262. Kow Y.W., Wallace S.S. (1987) Mechanism of action of Escherichia coli endonuclease III. Biochemistry, 26, p. 8200-8206.

263. Marenstein D.R., Chan M.K., Altamirano A., Basu A.K., Boorstein R.J., Cunningham R.P., Teebor G.W. (2003) Substrate specificity of human endonuclease III (hNTHl): Effect of human APE1 on hNTHl activity. J. Biol. Chem., 278, p. 9005-9012.

264. Campalans A., Marsin S., Nakabeppu Y., O'Connor T.R., Boiteux S., Radicella J.P. (2005) XRCC1 interactions with multiple DNA glycosylases: A model for its recruitment to base excision repair. DNA Repair, 4, p. 826-835.

265. Liu X., Roy R. (2002) Truncation of amino-terminal tail stimulates activity of human endonuclease III (hNTHl). J. Mol. Biol., 321, p. 265-276.

266. Bessho T. (1999) Nucleotide excision repair 3' endonuclease XPG stimulates the activity of base excision repair enzyme thymine glycol DNA glycosylase. Nucleic Acids Res., 27, p. 979-983.

267. Ocampo M.T.A., Chaung W., Marenstein D.R., Chan M.K., Altamirano A., Basu A.K., Boorstein R.J., Cunningham R.P., Teebor G.W. (2002) Targeted deletion of mNthl reveals a novel DNA repair enzyme activity. Mol. Cell. Biol., 22, p. 6111-6121.

268. Lu A.-L., Chang D.-Y. (1988) Repair of single base-pair transversion mismatches of Escherichia coli in vitro: Correction of certain A/G mismatches is independent of dam methylation and host mutHLS gene functions. Genetics, 118, p. 593-600.

269. Nghiem Y., Cabrera M., Cupples C.G., Miller J.H. (1988) The mutY gene: A mutator locus in Escherichia coli that generates G-C—>T-A transversions. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 85, p. 2709-2713.

270. Lu A.-L., Chang D.-Y. (1988) A novel nucleotide excision repair for the conversion of an A/G mismatch to C/G base pair in E. coli. Cell, 54, p. 805-812.

271. Au K.G., Clark S., Miller J.H., Modrich P. (1989) Escherichia coli mutY gene encodes an adenine glycosylase active on G-A mispairs. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 86, p. 88778881.

272. Michaels M.L., Pham L., Nghiem Y., Cruz C., Miller J.H. (1990) MutY, an adenine glycosylase active on G-A mispairs, has homology to endonuclease III. Nucleic Acids Res., 18, p. 3841-3845.

273. Noll D.M., Gogos A., Granek J.A., Clarke N.D. (1999) The C-terminal domain of the adenine-DNA glycosylase MutY confers specificity for 8-oxoguanine-adenine mispairs and may have evolved from MutT, an 8-oxo-dGTPase. Biochemistry, 38, p. 6374-6379.

274. McGoldrick J.P., Yeh Y.-C., Solomon M., Essigmann J.M., Lu A.-L. (1995) Characterization of a mammalian homolog of .the Escherichia coli MutY mismatch repair protein Mol. Cell. Biol., 15, p. 989-996.

275. Ma H., Lee H.M., Englander E.W. (2004) N-terminus of the rat adenine glycosylase MYH affects excision rates and processing of MYH-generated abasic sites. Nucleic Acids Res., 32, p. 4332-4339.

276. Takao M., Zhang Q.-M., Yonei S., Yasui A. (1999) Differential subcellular localization of human MutY homolog (hMYH) and the functional activity of adenine:8-oxoguanine DNA glycosylase. Nucleic Acids Res., 27, p. 3638-3644.

277. Michaels M.L., Tchou J., Grollman A.P., Miller J.H. (1992) A repair system for 8-oxo-7,8-dihydrodeoxyguanine. Biochemistry, 31, p. 10964-10968.

278. Bulychev N.V., Varaprasad C.V., Dormán G., Miller J.H., Eisenberg M., Grollman A.P., Johnson F. (1996) Substrate specificity of Escherichia coli MutY protein. Biochemistry, 35, p. 13147-13156.

279. McCann J.A.B., Berti P.J. (2003) Adenine release is fast in MutY-catalyzed hydrolysis of G:A and 8-oxo-G:A DNA mismatches. J. Biol. Chem., 278, p. 29587-29592.

280. Pope M.A., Porello S.L., David S.S. (2002) Escherichia coli apurinic-apyrimidinic endonucleases enhance the turnover of the adenine glycosylase MutY with G:A substrates. J. Biol. Chem., 277, p. 22605-22615.

281. Parker A., Gu Y., Mahoney W., Lee S.-H., Singh K.K., Lu A.-L. (2001) Human homolog of the MutY repair protein (hMYH) physically interacts with proteins involved in long patch DNA base excision repair. J. Biol. Chem., 276, p. 5547-5555.

282. Parker A.R., O'Meally R.N., Sahin F., Su G.H., Racke F.K., Nelson W.G., DeWeese T.L., Eshleman J.R. (2003) Defective human MutY phosphorylation exists in colorectal cancer cell lines with wild-type MutY alleles. J. Biol. Chem., 278, p. 47937-47945.

283. Manuel R.C., Czerwinski E.W., Lloyd R.S. (1996) Identification of the structural and functional domains of MutY, an Escherichia coli DNA mismatch repair enzyme. J. Biol. Chem., 271, p. 16218-16226.

284. Chmiel N.H., Golinelli M.-P., Francis A.W., David S.S. (2001) Efficient recognition of substrates and substrate analogs by the adenine glycosylase MutY requires the C-terminal domain. Nucleic Acids Res., 29, p. 553-564.

285. Strauss B., Searashi T., Robbins M. (1966) Repair of DNA studied with a nuclease specific for UV-induced lesions. Proc. Natl Acad. Sei. U.S.A., 56, p. 932-939.

286. Haseltine W.A., Gordon L.K., Lindan C.P., Grafstrom R.H., Shaper N.L., Grossman L. (1980) Cleavage of pyrimidine dimers in specific DNA sequences by a pyrimidine dimer DNA-glycosylase of M. luteus. Nature, 285, p. 634-641.

287. Shiota S., Nakayama H. (1997) UV endonuclease of Micrococcus luteus, a cyclobutane pyrimidine dimer-DNA glycosylase/abasic lyase: Cloning and characterization of the gene. Proc. Natl Acad. Sei. U.S.A., 94, p. 593-598.

288. Nyaga S.G., Lloyd R.S. (2000) Two glycosylase/abasic lyases from Neisseria mucosa that initiate DNA repair at sites of UV-induced photoproducts. J. Biol. Chem., 275, p. 23569-23576.

289. Gordon L.K., Haseltine W.A. (1980) Comparison of the cleavage of pyrimidine dimers by the bacteriophage T4 and Micrococcus luteus UV-specific endonucleases. J. Biol. Chem., 255, p. 12047-12050.

290. Nakayama H., Shiota S., Umezu K. (1992) UV endonuclease-mediated enhancement of UV survival in Micrococcus luteus: Evidence revealed by deficiency in the Uvr homolog. Mutat. Res., 273, p. 43-48.

291. Begley T.J., Cunningham R.P. (1999) Methanobacterium thermoformicicum thymine DNA mismatch glycosylase: Conversion of an N-glycosylase to an AP lyase. Protein Eng., 12, p. 333-340.

292. Chung M.-H., Kim H.-S., Ohtsuka E., Kasai H., Yamamoto F., Nishimura S. (1991) An endonuclease activity in human polymorphonuclear neutrophils that removes 8-hydroxyguanine residues from DNA. Biochem. Biophys. Res. Commun., 178, p. 14721478.

293. Rosenquist T.A., Zharkov D.O., Grollman A.P. (1997) Cloning and characterization of a mammalian 8-oxoguanine DNA glycosylase. Proc. Natl Acad. Sei. U.S.A., 94, p. 74297434.

294. Radicella J.P., Dherin C., Desmaze C., Fox M.S., Boiteux S. (1997) Cloning and characterization of hOGGl, a human homolog of the OGG1 gene of Saccharomyces cerevisiae. Proc. Natl Acad. Sei. U.S.A., 94, p. 8010-8015.

295. Bj0räs M., Luna L., Johnsen B., Hoff E„ Haug T„ Rognes T., Seeberg E. (1997) Opposite base-dependent reactions of a human base excision repair enzyme on DNA containing 7,8-dihydro-8-oxoguanine and abasic sites. EMBO J., 16, p. 6314-6322.

296. Ishida T., Hippo Y., Nakahori Y., Matsushita I., Kodama T., Nishimura S., Aburatani H. (1999) Structure and chromosome location of human OGG1. Cytogenet. Cell Genet., 85, p. 232-236.

297. Chatterjee A., Mambo E., Osada M., Upadhyay S., Sidransky D. (2006) The effect of p53-RNAi and p53 knockout on human 8-oxoguanine DNA glycosylase (hOggl) activity. FASEB J., 20, p. 112-114.

298. Upadhyay S., Chatterjee A., Trink B., Sommer M., Ratovitski E., Sidransky D. (2007) TAp63y regulates hOGGl and repair of oxidative damage in cancer cell lines. Biochem. Biophys. Res. Commun., 356, p. 823-828.

299. Hirano T., Kudo H., Doi Y., Nishino T., Fujimoto S., Tsurudome Y., Ootsuyama Y., Kasai H. (2004) Detection of a smaller, 32-kDa 8-oxoguanine DNA glycosylase 1 in 3'-methyl-4-dimethylamino-azobenzene-treated mouse liver. Cancer Sci., 95, p. 118-122.

300. Leipold M.D., Workman H., Muller J.G., Burrows C.J., David S.S. (2003) Recognition and removal of oxidized guanines in duplex DNA by the base excision repair enzymes hOGGl, yOGGl, and yOGG2. Biochemistry, 42, p. 11373-11381.

301. Bruner S.D., Nash H.M., Lane W.S., Verdine G.L. (1998) Repair of oxidatively damaged guanine in Saccharomyces cerevisiae by an alternative pathway. Curr. Biol., 8, p. 393403.

302. Girard P.-M., Guibourt N., Boiteux S. (1997) The Oggl protein of Saccharomyces . cerevisiae: A 7,8-dihydro-8-oxoguanine DNA glycosylase/AP lyase whose lysine 241 isa critical residue for catalytic activity. Nucleic Acids Res., 25, p. 3204-3211.

303. Nash H.M., Lu R., Lane W.S., Verdine G.L. (1997) The critical active-site amine of the human 8-oxoguanine DNA glycosylase, hOggl: Direct identification, ablation and chemical reconstitution. Chem. Biol., 4, p. 693-702.

304. Hill J.W., Hazra T.K., Izumi T., Mitra S. (2001) Stimulation of human 8-oxoguanine-DNA glycosylase by AP-endonuclease: Potential coordination of the initial steps in base excision repair. Nucleic Acids Res., 29, p. 430-438.

305. Tuo J., Chen C., Zeng X., Christiansen M., Bohr V.A. (2002) Functional crosstalk between hOggl and the helicase domain of Cockayne syndrome group B protein DNA Repair, l,p. 913-927.

306. Dantzer F., Luna L., Bjoras M., Seeberg E. (2002) Human OGG1 undergoes serine phosphorylation and associates with the nuclear matrix and mitotic chromatin in vivo. Nucleic Acids Res., 30, p. 2349-2357.

307. Bhakat K.K., Mokkapati S.K., Boldogh I., Hazra T.K., Mitra S. (2006) Acetylation of human 8-oxoguanine-DNA glycosylase by p300 and its role in 8-oxoguanine repair in vivo. Mol. Cell Biol, 26, p. 1654-1665.

308. Sakumi K., Tominaga Y., Furuichi M., Xu P., Tsuzuki T., Sekiguchi M., Nakabeppu Y. (2003) Oggl knockout-associated lung tumorigenesis and its suppression by Mthl gene disruption Cancer Res., 63, p. 902-905.

309. Begley T.J., Haas B.J., Noel J., Shekhtman A., Williams W.A., Cunningham R.P. (1999) A new member of the endonuclease III family of DNA repair enzymes that removes methylated purines from DNA. Curr. Biol, 9, p. 653-656.

310. Eichman B.F., O'Rourke E.J., Radicella J.P., Ellenberger T. (2003) Crystal structures of 3-methyladenine DNA glycosylase MagUI and the recognition of alkylated bases. EMBO J., 22, p. 4898-4909.

311. Sartori A.A., Lingaraju G.M., Hunziker P., Winkler F.K., Jiricny J. (2004) Pa-AGOG, the founding member of a new family of archaeal 8-oxoguanine DNA-glycosylases. Nucleic Acids Res., 32, p. 6531 -6539.

312. Lingaraju G.M., Sartori A.A., Kostrewa D., Prota A.E., Jiricny J., Winkler F.K. (2005) A DNA glycosylase from Pyrobaculum aerophilum with an 8-oxoguanine binding mode and a noncanonical helix-hairpin-helix structure. Structure, 13, p. 87-98.

313. Osborne M.R., Phillips D.H. (2000) Preparation of a methylated DNA standard, and its stability on storage. Chem. Res. Toxicol., 13, p. 257-261.

314. Thomas L., Yang C.H., Goldthwait D.A. (1982) Two DNA glycosyiases in Escherichia coli which release primarily 3-methyladenine. Biochemistry, 21, p. 1162-1169.

315. Yamamoto Y., Katsuki M., Sekiguchi M., Otsuji N. (1978) Escherichia coli gene that controls sensitivity to alkylating agents. J. Bacteriol., 135, p. 144-152.

316. Karran P., Hjelmgren T., Lindahl T. (1982) Induction of a DNA glycosylase for N-methylated purines is part of the adaptive response to alkylating agents. Nature, 296, p. 770-773.

317. Nakabeppu Y., Miyata T., Kondo H., Iwanaga S., Sekiguchi M. (1984) Structure and expression of the alkA gene of Escherichia coli involved in adaptive response to alkylating agents. J. Biol. Chem., 259, p. 13730-13736.

318. Teo I., Sedgwick B., Kilpatrick M.W., McCarthy T.V., Lindahl T. (1986) The intracellular signal for induction of resistance to alkylating agents in E. coli. Cell, 45, p. 315-324.

319. Landini P., Busby S.J.W. (1999) Expression of the Escherichia coli Ada regulon in stationary phase: Evidence for rpo5-dependent negative regulation of alkA transcriptioa J. Bacteriol, 181, p. 6836-6839.

320. Saparbaev M., Laval J. (1994) Excision of hypoxanthine from DNA containing dIMP residues by the Escherichia coli, yeast, rat, and human alkylpurine DNA glycosyiases. Proc. Natl Acad. Sei. U.S.A., 91, p. 5873-5877.

321. Saparbaev M., Kleibl K., Laval J. (1995) Escherichia coli, Saccharomyces cerevisiae, rat and human 3-methyladenine DNA glycosyiases repair 1 ,A^-ethenoadenine when present in DNA. Nucleic Acids Res., 23, p. 3750-3755.

322. O'Brien P.J., Ellenberger T. (2004) The Escherichia coli 3-methyladenine DNA glycosylase AlkA has a remarkably versatile active site. J. Biol. Chem., 279, p. 2687626884.

323. McCarthy T.V., Karran P., Lindahl T. (1984) Inducible repair of O-alkylated DNA pyrimidines in Escherichia coli. EMBOJ., 3, p. 545-550.

324. Berdal K.G., Johansen R.F., Seeberg E. (1998) Release of normal bases from intact DNA by a native DNA repair enzyme. EMBO J., 17, p. 363-367.

325. Bjelland S., Seeberg E. (1996) Different efficiencies of the Tag and AlkA DNA glycosyiases from Escherichia coli in the removal of 3-methyladenine from single-stranded DNA. FEBS Lett., 397, p. 127-129.

326. Kaasen I., Evensen G., Seeberg E. (1986) Amplified expression of the tag and alkA+ genes in Escherichia coli: Identification of gene products and effects on alkylation resistance. J. Bacteriol, 168, p. 642-647.

327. Bjoräs M., Klungland A., Johansen R.F., Seeberg E. (1995) Purification and properties of the alkylation repair DNA glycosylase encoded by the MAG gene from Saccharomyces cerevisiae. Biochemistry, 34, p. 4577-4582.

328. Hendrich B., Bird A. (1998) Identification and characterization of a family of mammalian methyl-CpG binding proteins. Mol. Cell Biol, 18, p. 6538-6547.

329. Hendrich B., Abbott C., McQueen H., Chambers D., Cross S., Bird A. (1999) Genomic structure and chromosomal mapping of the murine and human Mbdl, Mbd2, Mbd3, and Mbd4 genes. Mamm. Genome, 10, p. 906-912.

330. Yoon J.-H., Iwai S., O'Connor T.R., Pfeifer G.P. (2003) Human thymine DNA glycosylase (TDG) and methyl-CpG-binding protein 4 (MBD4) excise thymine glycol (Tg) from a Tg:G mispair. Nucleic Acids Res., 31, p. 5399-5404.

331. Kondo E., Gu Z., Horii A., Fukushige S. (2005) The thymine DNA glycosylase MBD4 represses transcription and is associated with methylated pl6INK4a and hMLHl genes. Mol. Cell. Biol., 25, p. 4388-4396.

332. Millar C.B., Guy J„ Sansom O.J., Selfridge J., MacDougall E., Hendrich B., Keightley P.D., Bishop S.M., Clarke A.R., Bird A. (2002) Enhanced CpG mutability and tumorigenesis in MBD4-deficient mice. Science, 297, p. 403-405.

333. Chan S.W.-L., R.Henderson I., Jacobsen S.E. (2005) Gardening the genome: DNA methylation in Arabidopsis thaliana. Nat. Rev. Genet., 6, p. 351-360.

334. Choi Y., Gehring M., Johnson L., Hannon M., Harada J.J., Goldberg R.B., Jacobsen S.E., Fischer R.L. (2002) DEMETER, a DNA glycosylase domain protein, is required for endosperm gene imprinting and seed viability in Arabidopsis. Cell, 110, p. 33-42.

335. Choi Y., Harada J.J., Goldberg R.B., Fischer R.L. (2004) An invariant aspartic acid in the DNA glycosylase domain of DEMETER is necessary for transcriptional activation of the imprinted MEDEA gene. Proc. Natl Acad. Sei. U.S.A., 101, p. 7481-7486.

336. Gehring M., Huh J.H., Hsieh T.-F., Penterman J., Choi Y., Harada J.J., Goldberg R.B., Fischer R.L. (2006) DEMETER DNA glycosylase establishes MEDEA polycomb gene self-imprinting by allele-specific demethylatioa Cell, 124, p. 495-506.

337. Gong Z., Morales-Ruiz T., Ariza R.R., Roldän-Arjona T., David L., Zhu J.-K. (2002) ROS1, a repressor of transcriptional gene silencing in Arabidopsis, encodes a DNA glycosylase/lyase. Cell, 111, p. 803-814.

338. Agius F., Kapoor A., Zhu J.-K. (2006) Role of the Arabidopsis DNA glycosylase/lyase ROS1 in active DNA demethylatioa Proc. Natl Acad. Sei. U.S.A., .103, p. 11796-11801.

339. Riazuddin S., Lindahl T. (1978) Properties of 3-methyladenine-DNA glycosylase from Escherichia coli. Biochemistry, 17, p. 2110-2118.

340. Clarke N.D., Kvaal M., Seeberg E. (1984) Cloning of Escherichia coli genes encoding 3-methyladenine DNA glycosylases I and II. Mol. Gen. Genet., 197, p. 368-372.

341. Bjelland S., Seeberg E. (1987) Purification and characterization of 3-methyladenine DNA glycosylase I from Escherichia coli. Nucleic Acids Res., 15, p. 2787-2801.

342. Bjelland S., Bj0räs M., Seeberg E. (1993) Excision of 3-methylguanine from alkylated DNA by 3-methyladenine DNA glycosylase I of Escherichia coli. Nucleic Acids Res., 21, p. 2045-2049.

343. Kwon K., Cao C., Stivers J.T. (2003) A novel zinc snap motif conveys structural stability to 3-methyladenine DNA glycosylase I. J. Biol. Chem., 278, p. 19442-19446.

344. Luria S.E. (1947) Reactivation of irradiated bacteriophage by transfer of self-reproducing units. Proc. Natl Acad. Sei. U.S.A., 33, p. 253-264.

345. Friedberg E.C., King J.J. (1969) Endonucleolytic cleavage of UV-irradiated DNA controlled by the V* gene in phage T4. Biochem. Biophys. Res. Commun., 37, p. 646-651.

346. Minton K., Durphy M., Taylor R., Friedberg E.C. (1975) The ultraviolet endonuclease of bacteriophage T4: Further characterization. J. Biol. Chem., 250, p. 2823-2829.

347. Yasuda S., Sekiguchi M. (1976) Further purification and characterization of T4 endonuclease V. Biochim. Biophys. Acta, 442, p. 197-207.

348. Friedberg E.C., Lehman I.R. (1974) Excision of thymine dimers by proteolytic and amber fragments of E. coli DNA polymerase I. Biochem. Biophys. Res. Commun., 58, p. 132139.

349. Latham K.A., Lloyd R.S. (1995) 8-Elimination by T4 endonuclease V at a thymine dimer site requires a secondary binding event and amino acid Glu-23. Biochemistry, 34, p. 8796-8803.

350. Mazumder A., Gerlt J.A., Rabow L., Absalon M.J., Stubbe J., Bolton P.H. (1989) UV endonuclease V from bacteriophage T4 catalyzes DNA strand cleavage at aldehydic abasic sites by a syn ß-elimination reaction J. Am. Chem. Soc., Ill, p. 8029-8030.

351. Dodson M.L., Schröck R.D., III, Lloyd R.S. (1993) Evidence for an imino intermediate in the T4 endonuclease V reaction. Biochemistry, 32, p. 8284-8290.

352. Schröck R.D., III, Lloyd R.S. (1993) Site-directed mutagenesis of the NH2 terminus of T4 endonuclease V: The position of the aNH2 moiety affects catalytic activity. J. Biol. Chem., 268, p. 880-886.

353. Lloyd R.S., Hanawalt P.C., Dodson M.L. (1980) Processive action of T4 endonuclease V on ultraviolet-irradiated DNA. Nucleic Acids Res., 8, p. 5113-5127.

354. Gruskin E.A., Lloyd R.S. (1986) The DNA scanning mechanism of T4 endonuclease V: Effect of NaCl concentration on processive nicking activity. J. Biol. Chem., 261, p. 96079613.

355. Higley M., Lloyd R.S. (1993) Processivity of uracil DNA glycosylase. Mutat. Res., 294, p. 109-116.

356. Francis A.W., David S.S. (2003) Escherichia coli MutY and Fpg utilize a processive mechanism for target location. Biochemistry, 42, p. 801-810.

357. Dalhus В., Helle I.H., Васке P.H., Alseth I., Rognes Т., Bjoras M., Laerdahl J.K. (2007) Structural insight into repair of alkylated DNA by a new superfamily of DNA glycosylases comprising HEAT-like repeats. Nucleic Acids Res., 35, p. 2451-2459.

358. Козлов Ю.В., Сударкина О.Ю., Курманова А.Г. (2006) Рибосом-инактивирующие лектины растений. Молекуляр. биология, 40, с. 711-723.

359. O'Connor T.R., Laval F. (1990) Isolation and structure of a cDNA expressing a mammalian 3-methyladenine-DNA glycosylase. EMBOJ., 9, p. 3337-3342.

360. O'Connor T.R., Laval J. (1991) Human cDNA expressing a functional DNA glycosylase excising 3-methyladenine and 7-methylguanine. Biochem. Biophys. Res. Commun., 176, p. 1170-1177.

361. Vickers M.A., Vyas P., Harris P.C., Simmons D.L., Higgs D.R. (1993) Structure of the human 3-methyladenine DNA glycosylase gene and localization close to the 16p telomere. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 90, p. 3437-3441.

362. Bouziane M., Miao F., Bates S.E., Somsouk L., Sang B.-C., Denissenko M., O'Connor T.R. (2000) Promoter structure and cell cycle dependent expression of the human methylpurine-DNA glycosylase gene. Mutat. Res., 461, p. 15-29.

363. O'Connor T.R. (1993) Purification and characterization of human 3-methyladenine-DNA glycosylase. Nucleic Acids Res., 21, p. 5561-5569.

364. Bessho Т., Roy R., Yamamoto K., Kasai H., Nishimura S„ Tano K., Mitra S. (1993) Repair of 8-hydroxyguanine in DNA by mammalian JV-methylpurine-DNA glycosylase. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 90, p. 8901-8904.

365. Mattes W.B., Lee C.-S., Laval J., O'Connor T.R. (1996) Excision of DNA adducts of nitrogen mustards by bacterial and mammalian 3-methyladenine-DNA glycosylases. Carcinogenesis, 17, p. 643-648.

366. Hitchcock T.M., Dong L., Connor E.E., Meira L.B., Samson L.D., Wyatt M.D., Cao W. (2004) Oxanine DNA glycosylase activity from mammalian alkyladenine glycosylase. J. Biol. Chem., 279, p. 38177-38183.

367. O'Brien P.J., Ellenberger T. (2003) Human alkyladenine DNA glycosylase uses acid-base catalysis for selective excision of damaged purines. Biochemistry, 42, p. 1241812429.

368. Hang В., Sagi J., Singer B. (1998) Correlation between sequence-dependent glycosylase repair and the thermal stability of oligonucleotide duplexes containing 1JV6-ethenoadenine. J. Biol. Chem., 273, p. 33406-33413.

369. Likhite V.S., Cass E.I., Anderson S.D., Yates J.R., Nardulli A.M. (2004) Interaction of estrogen receptor with 3-methyladenine DNA glycosylase modulates transcription and DNA repair. J. Biol. Chem., 279, p. 16875-16882.

370. Miao F., Bouziane M., Dammann R., Masutani C., Hanaoka F., Pfeifer G., O'Connor T.R. (2000) 3-Methyladenine-DNA glycosylase (MPG protein) interacts with human RAD23 proteins. J. Biol Chem., 275, p. 28433-28438.

371. Dodson M.L., Michaels M.L., Lloyd R.S. (1994) Unified catalytic mechanism for DNA glycosylases. J. Biol Chem., 269, p. 32709-32712.

372. Fuxreiter M., Warshel A., Osman R. (1999) Role of active site residues in the glycosylase step of T4 endonuclease V. Computer simulation studies on ionization states. Biochemistry, 38, p. 9577-9589.

373. Osman R., Fuxreiter M., Luo N. (2000) Specificity of damage recognition and catalysis of DNA repair. Comput. Chem., 24, p. 331-339.

374. Bianchet M.A., Seiple L.A., Jiang Y.L., Ichikawa Y„ Amzel L.M., Stivers J.T. (2003) Electrostatic guidance of glycosyl cation migration along the reaction coordinate of uracil DNA glycosylase. Biochemistry, 42, p. 12455-12460.

375. Berti P.J., McCann J.A.B. (2006) Toward a detailed understanding of base excision repair enzymes: Transition state and mechanistic analyses of AA-glycoside hydrolysis and /»/-glycoside transfer. Chem. Rev., 106, p. 506-555.

376. Dinner A.R., Blackburn G.M., Karplus M. (2001) Uracil-DNA glycosylase acts by substrate autocatalysis. Nature, 413, p. 752-755.

377. Deng L., Scharer O.D., Verdine G.L. (1997) Unusually strong binding of a designed transition-state analog to a base-excision DNA repair protein J. Am. Chem. Soc., 119, p. 7865-7866.

378. Scharer O.D., Nash H.M., Jiricny J.,. Laval J., Verdine G.L. (1998) Specific binding of a designed pyrrolidine abasic site analog to multiple DNA glycosylases. J. Biol Chem., 273, p. 8592-8597.

379. McCullough A.K., Sanchez A., Dodson M.L., Marapaka P., Taylor J.-S., Lloyd R.S. (2001) The reaction mechanism of DNA glycosylase/AP lyases at abasic sites. Biochemistry, 40, p. 561-568.

380. Mol C.D., Arvai A.S., Slupphaug G., Kavli B., Alseth I., Krokan H.E., Tainer J.A. (1995) Crystal structure and mutational analysis of human uracil-DNA glycosylase: Structural basis for specificity and catalysis. Cell, 80, p. 869-878.

381. Sawa R., McAuley-Hecht K., Brown T., Pearl L. (1995) The structural basis of specific base-excision repair by uracil-DNA glycosylase. Nature, 373, p. 487-493.

382. Jiang Y.L., Stivers J.T. (2002) Mutational analysis of the base-flipping mechanism of uracil DNA glycosylase. Biochemistry, 41, p. 11236-11247.

383. Wong I., Lundquist A.J., Bernards A.S., Mosbaugh D.W. (2002) Presteady-state analysis of a single catalytic turnover by Escherichia coli uracil-DNA glycosylase reveals a "pinch-/7«//-push" mechanism. J. Biol. Chem., 277, p. 19424-19432.

384. Kavli B., Slupphaug G., Mol C.D., Arvai A.S., Petersen S.B., Tainer J.A., Krokan H.E. (1996) Excision of cytosine and thymine from DNA by mutants of human uracil-DNA glycosylase. EMBOJ., 15, p. 3442-3447.

385. Barrett T.E., Sawa R., Panayotou G., Barlow T., Brown T., Jiricny J., Pearl L.H. (1998) Crystal structure of a G:T/U mismatch-specific DNA glycosylase: Mismatch recognition by complementary-strand interactions. Cell, 92, p. 117-129.

386. Barrett T.E., Sawa R., Barlow T., Brown T., Jiricny J., Pearl L.H. (1998) Structure of a DNA base-excision product resembling a cisplatin inter-strand adduct Nat. Struct. Biol., 5, p. 697-701.

387. Baba D., Maita N., Jee J.-G., Uchimura Y., Saitoh H., Sugasawa K., Hanaoka F., Tochio H., Hiroaki H., Shirakawa M. (2005) Crystal structure of thymine DNA glycosylase conjugated to SUMO-1. Nature, 435, p. 979-982.

388. Hoseki J., Okamoto A., Masui R., Shibata T., Inoue Y., Yokoyama S., Kuramitsu S. (2003) Crystal structure of a family 4 uracil-DNA glycosylase from Thermus thermophilus HB8. J. Mol. Biol., 333, p. 515-526.

389. Harrison S.C., Aggarwal A.K. (1990) DNA recognition by proteins with the helix-turn-helix motif. Annu. Rev. Biochem., 59, p. 933-969.

390. Doherty A.J., Serpell L.C., Ponting C.P. (1996) The helix-hairpin-helix DNA-binding motif: A structural basis for non-sequence-specific recognition of DNA. Nucleic Acids Res., 24, p. 2488-2497.

391. Guan Y., Manuel R.C., Arvai A.S., Parikh S.S., Mol C.D., Miller J.H., Lloyd R.S., Tainer J.A. (1998) MutY catalytic core, mutant and bound adenine structures define specificity for DNA repair enzyme superfamily. Nat. Struct. Biol., 5, p. 1058-1064.

392. Fromme J.C., Banerjee A., Huang S.J., Verdine G.L. (2004) Structural basis for removal of adenine mispaired with 8-oxoguanine by MutY adenine DNA glycosylase. Nature, 427, p. 652-656.

393. Bernards A.S., Miller J.K., Bao K.K., Wong I. (2002) Flipping duplex DNA inside out: A double base-flipping reaction mechanism by Escherichia coli MutY adenine glycosylase. J. Biol. Chem., 277, p. 20960-20964.

394. Wong I., Bernards A.S., Miller J.K., Wirz J.A. (2003) A dimeric mechanism for contextual target recognition by MutY glycosylase. J. Biol. Chem., 278, p. 2411-2418.

395. Mol C.D., Arvai A.S., Begley T.J., Cunningham R.P., Tainer J.A. (2002) Structure and activity of a thermostable thymine-DNA glycosylase: Evidence for base twisting to remove mismatched normal DNA bases. J. Mol. Biol., 315, p. 373-384.

396. Bruner S.D., Norman D.P.G., Verdine G.L. (2000) Structural basis for recognition and repair of the endogenous mutagen 8-oxoguanine in DNA. Nature, 403, p. 859-866.

397. Norman D.P.G., Bruner S.D., Verdine G.L. (2001) Coupling of substrate recognition and catalysis by a human base-excision DNA repair protein. J. Am. Chem. Soc., 123, p. 359360.

398. Bjoras M., Seeberg E., Luna L., Pearl L.H., Barrett T.E. (2002) Reciprocal "flipping" underlies substrate recognition and catalytic activation by the human 8-oxo-guanine DNA glycosylase. J. Mol. Biol, 317, p. 171-177.

399. Norman D.P.G., Chung S.J., Verdine G.L. (2003) Structural and biochemical exploration of a critical amino acid in human 8-oxoguanine glycosylase. Biochemistry, 42, p. 15641572.

400. Fromme J.C., Bruner S.D., Yang W., Karplus M., Verdine G.L. (2003) Product-assisted catalysis in base-excision DNA repair. Nat. Struct. Biol, 10, p. 204-211.

401. Chung S.J., Verdine G.L. (2004) Structures of end products resulting from lesion processing by a DNA glycosylase/Iyase. Chem. Biol, 11, p. 1643-1649.

402. Banerjee A., Yang W., Karplus M., Verdine G.L. (2005) Structure of a repair enzyme interrogating undamaged DNA elucidates recognition of damaged DNA Nature, 434, p. 612-618.

403. Labahn J., Scharer O.D., Long A., Ezaz-Nikpay K., Verdine G.L., Ellenberger T.E. (1996) Structural basis for the excision repair of alkylation-damaged DNA. Cell, 86, p. 321-329.

404. Hollis T., Ichikawa Y., Ellenberger T. (2000) DNA bending and a flip-out mechanism for base excision by the helix-hairpin-helix DNA glycosylase, Escherichia coli AlkA. EMBO J., 19, p. 758-766.

405. Pelletier H., Sawaya M.R. (1996) Characterization of the metal ion binding helix-hairpin-helix motifs in human DNA polymerase P by X-ray structural analysis. Biochemistry, 35, p. 12778-12787.

406. Wu P., Qiu C., Sohail A., Zhang X., Bhagwat A.S., Cheng X. (2003) Mismatch repair in methylated DNA: Structure and activity of the mismatch-specific thymine glycosylase domain of methyl-CpG-binding protein MBD4. J. Biol. Chem., 278, p. 5285-5291.

407. Ohki I., Shimotake N., Fujita N., Nakao M., Shirakawa M. (1999) Solution structure of the methyl-CpG-binding domain of the methylation-dependent transcriptional repressor MBD1. EMBO J., 18, p. 6653-6661.

408. Drohat A.C., Kwon K., Krosky D.J., Stivers J.T. (2002) 3-methyladenine DNA glycosylase I is an unexpected helix-hairpin-helix superfamily member. Nat. Struct. Biol., 9, p. 659-664.

409. Metz A.H., Hollis T., Eichman B.F. (2007) DNA damage recognition and repair by 3-methyladenine DNA glycosylase I (TAG). EMBO J., 26, p. 2411-2420.

410. Cao C., Kwon K., Jiang Y.L., Drohat A.C., Stivers J.T. (2003) Solution structure and base perturbation studies reveal a novel mode of alkylated base recognition by 3-methyladenine DNA glycosylase I. J. Biol. Chem., 278, p. 48012-48020.

411. Morikawa K., Matsumoto O., Tsujimoto M., Katayanagi K., Ariyoshi M., Doi T., Ikehara M., Inaoka T., Ohtsuka E. (1992) X-ray structure of T4 endonuclease V: An excision repair enzyme specific for a pyrimidine dimer. Science, 256, p. 523-526.

412. Vassylyev D.G., Kashiwagi T., Mikami Y., Ariyoshi M., Iwai S., Ohtsuka E., Morikawa K. (1995) Atomic model of a pyrimidine dimer excision repair enzyme complexed with a DNA substrate: Structural basis for damaged DNA recognition. Cell, 83, p. 773-782.

413. McCullough A.K., Dodson M.L., Scharer O.D., Lloyd R.S. (1997) The role of base flipping in damage recognition and catalysis by T4 endonuclease V. J. Biol. Chem., 272, p. 27210-27217.

414. Manuel R.C., Latham K.A., Dodson M.L., Lloyd R.S. (1995) Involvement of glutamic acid 23 in the catalytic mechanism of T4 endonuclease V. J. Biol Chem., 270, p. 26522661.

415. Lau A.Y.,. Scharer O.D., Samson L., Verdine G.L., Ellenberger T. (1998) Crystal structure of a human alkylbase-DNA repair enzyme complexed to DNA: Mechanisms for nucleotide flipping and base excision. Cell, 95, p. 249-258.

416. Lau A.Y., Wyatt M.D., Glassner B.J., Samson L.D., Ellenberger T. (2000) Molecular basis for discriminating between normal and damaged bases by the human alkyladenine glycosylase, AAG. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 97, p. 13573-13578.

417. Maki H., Sekiguchi M. (1992) MutT protein specifically hydrolyses a potent mutagenic substrate for DNA synthesis. Nature, 355, p. 273-275.

418. Tajiri T., Maki H., Sekiguchi M. (1995) Functional cooperation of MutT, MutM and MutY proteins in preventing mutations caused by spontaneous oxidation of guanine nucleotide in Escherichia coli. Mutat. Res., 336, p. 257-267.

419. Sakumi K., Furuichi M., Tsuzuki T., Kakuma T., Kawabata S.-i., Maki H., Sekiguchi M. (1993) Cloning and expression of cDNA for a human enzyme that hydrolyzes 8-oxo-dGTP, a mutagenic substrate for DNA synthesis. J. Biol. Chem., 268, p. 23524-23530.

420. Boland C.R. (2004) Understanding familial colorectal cancer—finding the corner pieces and filling in the center of the puzzle. Gastroenterology, 127, p. 334-338.

421. Sampson J.R., Jones S., Dolwani S., Cheadle J.P. (2005) MutYH (MYH) and colorectal cancer. Biochem. Soc. Trans., 33, p. 679-683.

422. Wooden S.H., Bassett H.M., Wood T.G., McCullough A.K. (2004) Identification of critical residues required for the mutation avoidance function of human MutY (hMYH) and implications in colorectal cancer. Cancer Lett., 205, p. 89-95.

423. Weiss J.M., Goode E.L., Ladiges W.C., Ulrich C.M. (2005) Polymorphic variation in hOGGl and risk of cancer: A review of the functional and epidemiologic literature. Mol Carcinog., 42, p. 127-141.

424. Park J., Chen L., Tockman M.S., Elahi A., Lazarus P. (2004) The human 8-oxoguanine DNA N-glycosylase 1 (hOGGl) DNA repair enzyme and its association with lung cancer risk Pharmacogenetics, 14, p. 103-109.

425. Hill J.W., Evans M.K. (2006) Dimerization and opposite base-dependent catalytic impairment of polymorphic S326C OGG1 glycosylase. Nucleic Acids Res., 34, p. 16201632.

426. Shigenaga M.K., Hagen T.M., Ames B.N. (1994) Oxidative damage and mitochondrial decay in aging. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 91, p. 10771-10778.

427. Pinz K.G., Bogenhagen D.F. (1998) Efficient repair of abasic sites in DNA by mitochondrial enzymes. Mol. Cell Biol., 18, p. 1257-1265.

428. Stierum R.H., Dianov G.L., Bohr V.A. (1999) Single-nucleotide patch base excision repair of uracil in DNA by mitochondrial protein extracts. Nucleic Acids Res., 27, p. 3712-3719.

429. Pinz K.G., Bogenhagen D.F. (2006) The influence of the DNA polymerase y accessory subunit on base excision repair by the catalytic subunit DNA Repair, 5, p. 121-128.

430. Chen D., Yu Z., Zhu Z., Lopez C.D. (2006) The p53 pathway promotes efficient mitochondrial DNA base excision repair in colorectal cancer cells. Cancer Res., 66, p. 3485-3494.

431. Lakshmipathy U., Campbell C. (2000) Mitochondrial DNA ligase III function is independent ofXrccl. Nucleic Acids Res., 28, p. 3880-3886.

432. Takao M., Aburatani H., Kobayashi K., Yasui A. (1998) Mitochondrial targeting of human DNA glycosylases for repair of oxidative DNA damage. Nucleic Acids Res., 26, p. 2917-2922.

433. Souza-Pinto N.C., Croteau D.L., Hudson E.K., Hansford R.G., Bohr V.A. (1999) Age-associated increase in 8-oxo-deoxyguanosine glycosylase/AP lyase activity in rat mitochondria Nucleic Acids Res., 27, p. 1935-1942.

434. Audebert M., Charbonnier J.B., Boiteux S., Radiceila J.P. (2002) Mitochondrial targeting of human 8-oxoguanine DNA glycosylase hOGGl is impaired by a somatic mutation found in kidney cancer. DNA Repair, 1, p. 497-505.

435. Thibodeau L., Verly W.G. (1980) Cellular localization of the apurinic/apyrimidinic endodeoxyribonucleases in rat liver. Eur. J. Biochem., 107, p. 555-563.

436. Frossi B., Tell G., Spessotto P., Colombatti A., Vitale G., Pucill C. (2002) H202 induces translocation of APE/Ref-1 to mitochondria in the Raji B-cell line. J. Cell. Physiol., 193, p. 180-186.

437. Szczesny B., Hazra T.K., Papaconstantinou J., Mitra S., Boldogh I. (2003) Age-dependent deficiency in import of mitochondrial DNA glycosylases required for repair of oxidatively damaged bases. Proc. Natl Acad. Sei. U.S.A., 100, p. 10670-10675.

438. Englander E.W., Hu Z., Sharma A., Lee H.-M., Wu Z.-H., Greeley G.H. (2002) Rat MYH, a glycosylase for repair of oxidatively damaged DNA, has brain-specific isoforms that localize to neuronal mitochondria J. Neurochem., 83, p. 1471-1480.

439. Ikeda S., Kohmoto T., Tabata R., Seki Y. (2002) Differential intracellular localization of the human and mouse endonuclease III homologs and analysis of the sorting signals. DNA Repair, 1, p. 847-854.

440. Cool B.L., Sirover M.A. (1989) Immunocytochemical localization of the base excision repair enzyme uracil DNA glycosylase in quiescent and proliferating normal human cells. Cancer Res., 49, p. 3029-3036.

441. Lee H.-M., Hu Z„ Ma H., Greeley G.H., Jr, Wang C„ Englander E.W. (2004) Developmental changes in expression and subcellular localization of the DNA repair glycosylase, MYH, in the rat brain J. Neurochem., 88, p. 394-400.

442. Fan Z., Beresford P.J., Zhang D., Xu Z., Novina C.D., Yoshida A., Pommier Y., Lieberman J. (2003) Cleaving the oxidative repair protein Apel enhances cell death mediated by granzyme A. Nat. Immunol., 4, p. 145-153.

443. Colson P., Verly W.G. (1983) Intracellular localization of rat-liver uracil-DNA glycosylase: Purification and properties of the chromatin enzyme. Eur. J. Biochem., 134, p. 415-420.

444. Campalans A., Amouroux R., Bravard A., Epe B., Radicella J.P. (2007) UVA irradiation induces relocalisation of the DNA repair protein hOGGl to nuclear speckles. J. Cell Sci., 120, p. 23-32.

445. Nagelhus T.A., Slupphaug G., Lindmo T., Krokan H.E. (1995) Cell cycle regulation and subcellular localization of the major human uracil-DNA glycosylase. Exp. Cell Res., 220, p. 292-297.

446. Tsai-Wu J.-J., Su H.-T., Wu Y.-L., Hsu S.-M., Wu C.H.H. (2000) Nuclear localization of the human wwrFhomologue hMYH. J. Cell. Biochem., 77, p. 666-677.

447. Hayashi H., Tominaga Y., Hirano S., McKenna A.E., Nakabeppu Y., Matsumoto Y. (2002) Replication-associated repair of adenine:8-oxoguanine mispairs by MYH. Curr. Biol., 12, p. 335-339.

448. Parker A.R., Eshleman J.R. (2003) Human MutY: Gene structure, protein functions and interactions, and role in carcinogenesis. Cell. Mol. Life Sci., 60, p. 2064-2083.

449. Gerchman S.E., Graziano V., Ramakrishnan V. (1994) Expression of chicken linker histones in E. colv. Sources of problems and methods for overcoming some of the difficulties. Protein Expr. Purif, 5, p. 242-251.

450. Kuchino Y., Mori F., Kasai H., Inoue H., Iwai S., Miura K., Ohtsuka E., Nishimura S. (1987) Misreading of DNA templates containing 8-hydroxydeoxyguanosine at the modified base and at adjacent residues. Nature, 327, p. 77-79.

451. Varaprasad C.V., Bulychev N., Grollman A.P., Johnson F. (1996) Synthesis of 8-oxo-7,8 -dihydro-6-<9-methyl -2' deoxyguanosine and its use as a probe to study DNA-base excision by MutY enzyme. Tetrahedron Lett., 37, p. 9-12.

452. Morningstar M.L., Kreutzer D.A., Essigmann J.M. (1997) Synthesis of oligonucleotides containing two putatively mutagenic DNA lesions: 5-hydroxy-2'-deoxyuridine and 5-hydroxy-2'-deoxycytidine. Chem. Res. Toxicol., 10, p. 1345-1350.

453. Fasman G.D., Handbook of Biochemistry and Molecular Biology. Nucleic Acids, V. 1. 1975, GRC Press: Cleveland. 656 pp.

454. Deng C.-X., Wynshaw-Boris A., Shen M.M., Daugherty C., Ornitz D.M., Leder P. (1994) Murine FGFR-1 is required for early postimplantation growth and axial organization. Genes Dev., 8, p. 3045-3057.

455. Abbondanzo S.J., Gadi I., Stewart C.L. (1993) Derivation of embryonic stem cell lines. Methods Enzymol., 225, p. 803-823.

456. Abbotts J., SenGupta D.N., Zmudzka B., Widen S.G., Notario V., Wilson S.H. (1988) Expression of human DNA polymerase (3 in Escherichia coli and characterization of the recombinant enzyme. Biochemistry, 27, p. 901-909.

457. Beard W.A., Wilson S.H. (1995) Purification and domain-mapping of mammalian DNA polymerase p. Methods Enzymol, 262, p. 98-107.

458. Gill S.C., von Hippel P.H. (1989) Calculation of protein extinction coefficients from amino acid sequence data Anal. Biochem., 182, p. 319-326.

459. Jancarik J., Kim S.-H. (1991) Sparse matrix sampling: A screening method for crystallization of proteins. J. Appl. Crystallogr., 24, p. 409-411.

460. Hendrickson W.A., Ogata C.M. (1997) Phase determination from multiwavelength anomalous diffraction measurements. Methods Enzymol., 276, p. 494-523.

461. Otwinowski Z., Minor W. (1997) Processing of X-ray diffraction data collected in oscillation mode. Methods Enzymol., 276, p. 307-326.

462. Pflugrath J.W. (1999) The finer things in X-ray diffraction data collection Acta Crystallogr., D55, p. 1718-1725.

463. Terwilliger T.C., Berendzen J. (1999) Automated MAD and MIR structure solution Acta Crystallogr., D55, p. 849-861.

464. Cowtan K.D. (1994) 'dm': An automated procedure for phase improvement by density modification Joint CCP4 ESF-EACBMNewslett. Protein Crystallogr., 31, p. 34-38.

465. Wang B.C. (1985) Resolution of phase ambiguity in macromolecular crystallography. Methods Enzymol., 115, p. 90-112.

466. Number 4 Collaborative Computional Project (1994) The CCPA suite: Programs for protein crystallography. Acta Crystallogr., D50, p. 760-763.

467. Jones T.A., Zou J.-Y., Cowan S.W., Kjeldgaard M. (1991) Improved methods for building protein models in electron density maps and the location of errors in these models. Acta Crystallogr., A47, p. 110-119.

468. Briinger A.T. (1992) Free R value: A novel statistical quantity for assessing the accuracy of crystal structures. Nature, 355, p. 472-475.

469. Sheldrick G.M., Schneider T.R. (1997) SHELXL: High-resolution refinement. Methods Enzymol, 277, p. 319-343.

470. Navaza J., Saludjian P. (1997) AMoRe: An automated molecular replacement program package. Methods Enzymol., 276, p. 581-594.

471. Matthews B.W. (1968) Solvent content of protein crystals. J. Mol. Biol., 33, p. 491-497.

472. Tong L., Rossmann M.G. (1990) The locked rotation function Acta Crystallogr., A46, p. 783-792.

473. Tong L. (1993) REPLACE, a suite of computer programs for molecular-replacement calculations. J. Appl Crystallogr., 26, p. 748-751.

474. Vagin A., Teplyakov A. (1997) MOLREP: An automated program for molecular replacement J. Appl Crystallogr., 30, p. 1022-1025.

475. Hooft R.W.W., Vriend G., Sander C., Abola E.E. (1996) Errors in protein structures. Nature, 381, p. 272.

476. Laskowski R.A., MacArthur M.W., Moss D.S., Thornton J.M. (1993) PROCHECK: A program to check the stereochemical quality of protein structures. J. Appl Crystallogr., 26, p. 283-291.

477. Sayle R.A., Milner-White E.J. (1995) RASMOL: Biomolecular graphics for all. Trends Biochem. Sci., 20, p. 374-376.

478. Guex N., Peitsch M.C. (1997) SWISS-MODEL and the Swiss-PdbViewer: An environment for comparative protein modeling. Electrophoresis, 18, p. 2714-2723.

479. DeLano W.L., The PyMOL molecular graphics system. 2002. www.pymol.org

480. Lavery R., Sklenar H. (1988) The definition of generalized helicoidal parameters and of axis curvature for irregular nucleic acids. J. Biomol. Struct. Dyn., 6, p. 63-91.

481. Lavery R., Sklenar H. (1989) Defining the structure of irregular nucleic acids: Conventions and principles. J. Biomol. Struct. Dyn., 6, p. 655-667.

482. Lu X.-J., Olson W.K. (2003) 3DNA: A software package for the analysis, rebuilding and visualization of three-dimensional nucleic acid structures. Nucleic Acids Res., 31, p. 5108-5121.

483. Nicholls A., Sharp K.A., Honig B. (1991) Protein folding and association: Insights from the interfacial and thermodynamic properties of hydrocarbons. Proteins, 11, p. 281-296.

484. Fraczkiewicz R., Braun W. (1998) Exact and efficient analytical calculation of the accessible surface areas and their gradients for macromolecules. J. Comput. Chem., 19, p. 319-333.

485. Barnett V., Lewis T., Outliers in Statistical Data. 3rd ed. Wiley Series in Probability & Statistics. 1994, New York: John Wiley & Sons. 604 pp.

486. Ferrin T.E., Huang C.C., Jarvis L.E., Langridge R. (1988) The MIDAS display system. J. Mol. Graph, 6, p. 13-27, 36-37.

487. Pettersen E.F., Goddard T.D., Huang C.C., Couch G.S., Greenblatt D.M., Meng E.C., Ferrin T.E. (2005) UCSF Chimera A visualization system for exploratory research and analysis. J. Comput. Chem., 25, p. 1605-1612.

488. Kraulis P.J. (1991) MOLSCRIPT a program to produce both detailed and schematic plots of protein structures. J. Appl. Crystallogr., 24, p. 946-950.

489. Esnouf R.M. (1997) An extensively modified version of MolScript that includes greatly enhanced coloring capabilities. J. Mol. Graph. Model., 15, p. 132-134.

490. Christopher J.A., SPOCK: The Structural Properties Observation and Calculation Kit (Program Manual). 1998: The Center for Macromolecular Design, Texas A&M University.

491. Merrit E.A., Bacon D.J. (1997) Raster3D: Photorealistic molecular graphics. Methods Enzymol., 277, p. 505-524.

492. Cheatham T.E., III, Cieplak P., Kollman P.A. (1999) A modified version of the Cornell et al. force field with improved sugar pucker phases and helical repeat J. Biomol. Struct. Dyn., 16, p. 845-862.

493. Darden T., York D., Pedersen L. (1993) Particle mesh Ewald: An N-\og(N) method for Ewald sums in large systems. J. Chem. Phys., 98, p. 10089-10092.

494. Mao H., Deng Z., Wang F., Harris T.M., Stone M.P. (1998) An intercalated and thermally stable FAPY adduct of aflatoxin Bi in a DNA duplex: Structural refinement from 'H NMR. Biochemistry, 37, p. 4374-4387.

495. Martin R.L., Fox D.J., Keith T., Al-Laham M.A., Peng C.Y., Nanayakkara A., Challacombe M., Gill P.M.W., Johnson B., Chen W., Wong M.W., Andres J.L., Gonzalez C., Head-Gordon M., Replogle E.S., Pople J.A., Gaussian 98. 2001, Gaussian: Pittsburgh. 420 pp.

496. Bayly C.I., Cieplak P., Cornell W., Kollman P.A. (1993) A well-behaved electrostatic potential based method using charge restraints for deriving atomic charges the RESP model. J. Phys. Chem., 97, p. 10269-10280.

497. Wu X., Shapiro R., Broyde S. (1999) Conformational analysis of the major DNA adduct derived from the food mutagen 2-amino-3-methylimidazo4,5-/.quinoline. Chem. Res. Toxicol., 12, p. 895-905.

498. Hingerty B.E., Ritchie R.H., Ferrell T.L., Turner J.E. (1985) Dielectric effects in biopolymers: The theory of ionic saturation revisited. Biopolymers, 24, p. 427-439.

499. Mezei M. (1997) Optimal position of solute for simulations. J. Comput. Chem., 18, p. 812-815.

500. Pinak M. (2001) Molecular dynamics simulation of thymine glycol-lesioned DNA reveals specific hydration at the lesioa J. Comput. Chem., 22, p. 1723-1731.

501. Tovchigrechko A., Vakser I.A. (2006) GRAMM-X public web server for protein-protein docking. Nucleic Acids Res., 34, p. W310-W314.

502. Altschul S.F., Madden T.L., Schaffer A.A., Zhang J., Zhang Z., Miller W., Lipman D.J. (1997) Gapped BLAST and PSI-BLAST: A new generation of protein database search programs. Nucleic Acids Res., 25, p. 3389-3402.

503. Benson D.A., Karsch-Mizrachi I., Lipman D.J., Ostell J., Wheeler D.L. (2007) GenBank. Nucleic Acids Res., 35, p. D21-D25.

504. Saitou N., Nei M. (1987) The neighbor-joining method: A new method for reconstructing phylogenetic trees. Mol. Biol. Evol, 4, p. 406-425.

505. Sambrook J., Russell D.W., Molecular Cloning: A Laboratory Manual. 3rd ed. 2001, Cold Spring Harbor Laboratory Press. 745 pp.

506. Kuzmic P. (1996) Program DYNAFIT for the analysis of enzyme kinetic data: Application to HIV proteinase. Anal. Biochem., 237, p. 260-273.

507. Cattell R.B. (1966) The scree test for the number of factors. Multivariate Behav. Res., 1, p. 245-276.

508. Bunker D.L., Garrett B., Kliendienst T., Long G.S., III (1974) Discrete simulation methods in combustion kinetics. Combust. Flame, 23, p. 373-379.

509. Gillespie D.T. (1976) A general method for numerically simulating the stochastic time evolution of coupled chemical reactions. J. Comput. Phys., 22, p. 403-434.

510. Carey J. (1991) Gel retardation. Methods Enzymol, 208, p. 103-117.

511. Leavitt S., Freire E. (2001) Direct measurement of protein binding energetics by isothermal titration calorimetry. Curr. Opin. Struct. Biol., 11, p. 560-566.

512. Harlow E., Lane D., Antibodies: A Laboratory Manual. 1988, Cold Spring Harbor Laboratory Press. 726 pp.

513. Conlon K.A., Grollman A.P., Berrios M. (2000) Immunolocalization of 8-oxoguanine in nutrient-deprived mammalian tissue culture cells. J. Histotechnol., 23, p. 37-44.

514. Timmons T.M., Dunbar B.S. (1990) Protein blotting and immunodetection. Methods Enzymol., 182, p. 679-688.

515. Smith D.E., Gruenbaum Y., Berrios M., Fisher P.A. (1987) Biosynthesis and interconversion of Drosophila nuclear lamin isoforms during normal growth and in response to heat shock. J. Cell Biol, 105, p. 771-790.

516. Sapir T., Cahana A., Seger R., Nekhai S., Reiner O. (1999) LISI is a microtubule-associated phosphoprotein Eur. J. Biochem., 265, p. 181-188.

517. Luzzatti V. (1952) Traitement statistique des erreurs dans la détermination des structures cristallines. Acta Crystallogr., 5, p. 802-810.

518. Mol C.D., Parikh S.S., Putnam C.D., Lo T.P., Tainer J.A. (1999) DNA repair mechanisms for the recognition and removal of damaged DNA bases. Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct., 28, p. 101-128.

519. Burley S.K., Petsko G.A. (1985) Aromatic-aromatic interaction: A mechanism of protein structure stabilization. Science, 229, p. 23-28.

520. Bruner S.D., Norman D.P.G., Fromme J.C., Verdine G.L. (2001) Structural and mechanistic studies on repair of 8-oxoguanine in mammalian cells. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol., 65, p. 103-111.

521. McCullough A.K., Dodson M.L., Lloyd R.S. (1999) Initiation of base excision repair: Glycosylase mechanisms and structures. Annu. Rev. Biochem., 68, p. 255-285.

522. Echols N., Milburn D., Gerstein M. (2003) MolMovDB: Analysis and visualization of conformational change and structural flexibility. Nucleic Acids Res., 31, p. 478-482.

523. Kalodimos C.G., Biris N., Bonvin A.M.J.J., Levandoski M.M., Guennuegues M., Boelens R., Kaptein R. (2004) Structure and flexibility adaptation in nonspecific and specific protein-DNA complexes. Science, 305, p. 386-389.

524. Ramachandran G.N., Lakshminarayanan A.V., Balasubramanian R., Tegoni G. (1970) Studies on the conformation of amino acids. XII. Energy calculations on prolyl residue. Biochim. Biophys. Acta, 221, p. 165-181.

525. Milner-White E.J., Bell L.H., Maccallum P.H. (1992) Pyrrolidine ring puckering in eis and trans-proline residues in proteins and polypeptides. Different puckers are favoured in certain situations. J. Mol. Biol., 228, p. 725-734.

526. Mace J.E., Agard D.A. .(1995) Kinetic and structural characterization of mutations of glycine 216 in a-Iytic protease: A new target for engineering substrate specificity. J. Mol. Biol., 254, p. 720-736.

527. Verras A., Alian A., Ortiz de Montellano P.R. (2006) Cytochrome P450 active site plasticity: Attenuation of imidazole binding in cytochrome P450cam by an L244A mutation. Protein Eng. Des. Sel., 19, p. 491-496.

528. Joshua-Tor L., Frolow F., Appella E., Hope H., Rabinovich D., Sussman J.L. (1992) Three-dimensional structures of bulge-containing DNA fragments. J. Mol. Biol., 225, p. 397-431.

529. Dowd D.R., Lloyd R.S. (1990) Biological significance of facilitated diffusion in proteinDNA interactions: Applications to T4 endonuclease V-initiated DNA repair. J. Biol. Chem., 265, p. 3424-3431.

530. Latham K.A., Manuel R.C., Lloyd R.S. (1995) The interaction of T4 endonuclease V E23Q mutant with thymine dimer- and tetrahydrofuran-containing DNA. J. Bacteriol., 177, p. 5166-5168.

531. Widlanski T., Bender S.L., Knowles J.R. (1989) Dehydroquinate synthase: A sheep in wolfs clothing? J. Am. Chem. Soc., Ill, p. 2299-2300.

532. Giege R., Sissler M., Florentz C. (1998) Universal rules and idiosyncratic features in tRNA identity. Nucleic Acids Res., 26, p. 5017-5035.

533. Kraut D.A., Carroll K.S., Herschlag D. (2003) Challenges in enzyme mechanism and energetics. Annu. Rev. Biochem., 72, p. 517-571.

534. Lesser D.R., Kurpiewski M.R., Jen-Jacobson L. (1990) The energetic basis of specificity in the EcoRI endonuclease-DNA interaction. Science, 250, p. 776-786.

535. Fitch W.M. (1970) Distinguishing homologous from analogous proteins. Syst. Zool, 19, p. 99-113.

536. Livingstone C.D., Barton G.J. (1996) Identification of functional residues and secondary structure from protein multiple sequence alignment. Methods Enzymol., 266, p. 497-512.

537. Taylor W.R. (1986) The classification of amino acid conservation J. Theor. Biol, 119, p. 205-218.

538. Gu X. (2001) Maximum-likelihood approach for gene family evolution under functional divergence. Mol. Biol Evol., 18, p. 453-464.

539. Duwat P., de Oliveira R., Ehrlich S.D., Boiteux S. (1995) Repair of oxidative DNA damage in gram-positive bacteria: The Lactococcus lactis Fpg protein Microbiology, 141, p. 411-417.

540. Sentiirker S., Bauche C., Laval J., Dizdaroglu M. (1999) Substrate specificity of Deinococcus radiodurans Fpg protein Biochemistry, 38, p. 9435-9439.

541. Gu X. (1999) Statistical methods for testing functional divergence after gene duplication Mol Biol. Evol, 16, p. 1664-1674.

542. Goffin C., Ghuysen J.-M. (1998) Multimodular penicillin-binding proteins: An enigmatic family of orthologs and paralogs. Microbiol Mol. Biol Rev., 62, p. 1079-1093.

543. Wang Y., Gu X. (2001) Functional divergence in the caspase gene family and altered functional constraints: Statistical analysis and prediction. Genetics, 158, p. 1311-1320.

544. Reddy C.K., Das A., Jayaram B. (2001) Do water molecules mediate protein-DNA recognition? J. Mol Biol, 314, p. 619-632.

545. Berg O.G., Winter R.B., von Hippel P.H. (1981) Diffusion-driven mechanisms of protein translocation on nucleic acids. 1. Models and theory. Biochemistry, 20, p. 6929-6948.

546. Winter R.B., von Hippel P.H. (1981) Diffusion-driven mechanisms of protein translocation on nucleic acids. 2. The Escherichia coli repressor-operator interaction: Equilibrium measurements. Biochemistry, 20, p. 6948-6960.

547. Winter R.B., Berg O.G., von Hippel P.H. (1981) Diffusion-driven mechanisms of protein translocation on nucleic acids. 3. The Escherichia coli lac repressor-operator interaction: Kinetic measurements and conclusions. Biochemistry, 20, p. 6961-6977.

548. Wallace S.S. (2002) Biological consequences of free radical-damaged DNA bases. Free Radic. Biol Med., 33, p. 1-14.

549. Castaing B., Fourrey J.-L., Hervouet N., Thomas M., Boiteux S., Zelwer C. (1999) AP site structural determinants for Fpg specific recognition. Nucleic Acids Res., 27, p. 608615.

550. Sturtevant J.M. (1977) Heat capacity and entropy changes in processes involving proteins. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 74, p. 2236-2240.

551. Privalov P.L., Jelesarov I., Read C.M., Dragan A.I., Crane-Robinson C. (1999) The energetics of HMG box interactions with DNA: Thermodynamics of the DNA binding of the HMG box from mouse Sox-5. J. Mol. Biol, 294, p. 997-1013.

552. Spolar R.S., Record M.T., Jr. (1994) Coupling of local folding to site-specific binding of proteins to DNA. Science, 263, p. 777-784.

553. Jen-Jacobson L., Engler L.E., Ames J.T., Kurpiewski M.R., Grigorescu A. (2000) Thermodynamic parameters of specific and nonspecific protein-DNA binding. Supramol. Chem., 12, p. 143-160.

554. Serre L., Pereira de Jésus K., Boiteux S., Zelwer C., Castaing B. (2002) Crystal structure of the Lactococcus lactis formamidopyrimidine-DNA glycosylase bound to an abasic site analogue-containing DNA. EMBOJ., 21, p. 2854-2865.

555. Sieber M., Allemann R.K. (2000) Thermodynamics of DNA binding of MM17, a 'single chain dimer' of transcription factor MASH-1. Nucleic Acids Res., 28, p. 2122-2127.

556. Kozlov A.G., Lohman T.M. (1999) Adenine base unstacking dominates the observed enthalpy and heat capacity changes for the Escherichia coli S SB tetramer binding to single-stranded oligoadenylates. Biochemistry, 38, p. 7388-7397.

557. Jen-Jacobson L., Engler L.E., Jacobson L.A. (2000) Structural and thermodynamic strategies for site-specific DNA binding proteins. Structure, 8, p. 1015-1023.

558. Plum G.E., Breslauer K.J. (1994) DNA lesions: A thermodynamic perspective. Ann. N. Y. Acad. Sci., 726, p. 45-55.

559. Gelfand C.A., Plum G.E., Grollman A.P., Johnson F., Breslauer K.J. (1998) Thermodynamic consequences of an abasic lesion in duplex DNA are strongly dependent on base sequence. Biochemistry, 37, p. 7321-7327.

560. Lhomme J., Constant J.-F., Demeunynck M. (1999) Abasic DNA structure, reactivity, and recognition Biopolymers, 52, p. 65-83.

561. Rabow L., Venkataraman R., Kow Y.W. (2001) Mechanism of action of Escherichia coli formamidopyrimidine JV-glycosylase: Role of K155 in substrate binding and product release. Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol., 68, p. 223-234.

562. Dizdaroglu M. (1985) Application of capillary gas chromatography-mass spectrometry to chemical characterization of radiation-induced base damage of DNA: Implications for assessing DNA repair processes. Anal. Biochem., 144, p. 593-603.

563. Parikh S.S., Putnam C.D., Tainer J.A. (2000) Lessons learned from structural results on uracil-DNA glycosylase. Mutat. Res., 460, p. 183-199.

564. McTigue M.M., Rieger R.A., Rosenquist T.A., Iden C.R., de los Santos C.R. (2004) Stereoselective excision of thymine glycol lesions by mammalian cell extracts. DNA Repair, 3, p. 313-322.

565. Cathcart R., Schwiers E., Saul R.L., Ames B.N. (1984) Thymine glycol and thymidine glycol in human and rat urine: A possible assay for oxidative DNA damage. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 81, p. 5633-5637.

566. Venkhataraman R., Donald C.D., Roy R., You H.J., Doetsch P.W., Kow Y.W. (2001) Enzymatic processing of DNA containing tandem dihydrouracil by endonucleases III and VIII. Nucleic Acids Res., 29, p. 407-414.

567. Allinson S.L., Dianova I.I., Dianov G.L. (2001) DNA polymerase p is the major dRP lyase involved in repair of oxidative base lesions in DNA by mammalian cell extracts. EMBOJ., 20, p. 6919-6926.

568. Potts R.J., Bespalov I.A., Wallace S.S., Melamede R.J., Hart B.A. (2001) Inhibition of oxidative DNA repair in cadmium-adapted alveolar epithelial cells and the potential involvement of metallothionein. Toxicology, 161, p. 25-38.

569. Liu J., Doetsch P.W. (1998) Escherichia coli RNA and DNA polymerase bypass of dihydrouracil: Mutagenic potential via transcription and replication. Nucleic Acids Res., 26, p. 1707-1712.

570. Livingston A.L., Kundu S., Pozzi M.H., Anderson D.W., David S.S. (2005) Insight into the roles of tyrosine 82 and glycine 253 in the Escherichia coli adenine glycosylase MutY. Biochemistry, 44, p. 14179-14190.

571. Jiang Y.L., Kwon K., Stivers J.T. (2001) Turning on uracil-DNA glycosylase using a pyrene nucleotide switch. J. Biol. Chem., 276, p. 42347-42354.

572. Jiang Y.L., Stivers J.T., Song F. (2002) Base-flipping mutations of uracil DNA glycosylase: Substrate rescue using a pyrene nucleotide wedge. Biochemistry, 41, p. 11248-11254.

573. Doublie S., Bandaru V., Bond J.P., Wallace S.S. (2004) The crystal structure of human endonuclease VHI-like 1 (NEIL1) reveals a zincless finger motif required for glycosylase activity. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 101, p. 10284-10289.

574. Cho B.P., Evans F.E. (1991) Structure of oxidatively damaged nucleic acid adducts. 3. Tautomerism, ionization and protonation of 8-hydroxyadenosine studied by 15N NMR spectroscopy. Nucleic Acids Res., 19, p. 1041-1047.

575. Oda Y., Uesugi S., Orita M., Inoue H., Kawase Y., Ohtsuka E., Ikehara M. (1992) NMR studies of a DNA containing 8-methoxydeoxyguanosine. Nucleosides Nucleotides, 11, p. 261-272.

576. Cysewski P., Vidal-Madjar C., Jordan R., Olinski R. (1997) Structure and properties of hydroxyl radical modified nucleic acid components. II. 8-Oxo-adenine and 8-oxo-2'-deoxy-adenosine. J. Mol. Struct. (Theochem), 397, p. 167-177.

577. Cysewski P. (1998) An ab initio study of the tautomeric and coding properties of 8-oxo-guanine. J. Chem. Soc. Faraday Trans., 94, p. 3117-3125.

578. Chen H., Johnson F., Grollman A.P., Patel D.J. (1996) Structural studies of the ionizing radiation adduct 7,8-dihydro-8-oxoadenine (Aoxo) positioned opposite thymine in a DNA duplex. Magn. Reson. Chem., 34, p. S23-S32.

579. Cho B.P. (1993) Structure of oxidatively damaged nucleic acid adducts: pH dependence of the 13C NMR spectra of 8-oxoguanosine and 8-oxoadenosine. Magn. Reson. Chem., 31, p. 1048-1053.

580. Sodum R.S., Nie G., Fiala E.S. (1993) 8-Aminoguanine: A base modification produced in rat liver nucleic acids by the hepatocarcinogen 2-nitropropane. Chem. Res. Toxicol., 6, p. 269-276.

581. IARC Working Group on the Evaluation of Carcinogenic Risks to Humans. Beryllium, cadmium, mercury, and exposures in the glass manufacturing industry. 1993, IARC: Lyon. 444 pp.

582. Lindegaard P.M., Hansen S.O., Christensen J.E., Andersen B.B., Andersen O. (1990) The distribution of cadmium within the human prostate. Biol. Trace Elem. Res., 25, p. 97-104.

583. Aylett B.J. (1979) The chemistry and bioinorganic chemistry of cadmium. In: The Chemistry, Biochemistry and Biology of Cadmium, Webb M., Ed. Elsevier/North-Holland Biomedical Press. P. 1-43.

584. Lloyd D.R., Phillips D.H., Carmichael P.L. (1997) Generation of putative intrastrand cross-links and strand breaks in DNA by transition metal ion-mediated oxygen radical attack Chem. Res. Toxicol., 10, p. 393-400.

585. Lloyd D.R., Carmichael P.L., Phillips D.H. (1998) Comparison of the formation of 8-hydroxy-2'-deoxyguanosine and single- and double-strand breaks in DNA mediated by Fenton reactions. Chem. Res. Toxicol, 11, p. 420-427.

586. Засухина Т.Д., Синелыцикова Т.A. (1976) Механизм действия мутагенов на ДНК клеток человека .Доклады АН СССР: Серия биологич., 230, с. 719-721.

587. Коган И.Г., Гроздова Т.Ю., Холикова Т.А. (1978) Мутагенное действие хлорида кадмия на зародышевые клетки Drosophila melanogaster. Генетика, 14, с. 14841488.

588. Hartwig A., Beyersmann D. (1989) Comutagenicity and inhibition of DNA repair by metal ions in mammalian cells. Biol Trace Elem. Res., 21, p. 359-365.

589. Rivedal E., Sanner T. (1981) Metal salts as promoters of in vitro morphological transformation of hamster embryo cells initiated by benzo(a)pyrene. Cancer Res., 41, p. 2950-2953.

590. Hirano Т., Yamaguchi Y., Kasai H. (1997) Inhibition of 8-hydroxyguanine repair in testes after administration of cadmium chloride to GSH-depleted rats. Toxicol Appl. Pharmacol, 174, p. 9-14.

591. Bartosiewicz M.J., Jenkins D., Penn S., Emery J., Buckpitt A. (2001) Unique gene expression patterns in liver and kidney associated with exposure to chemical toxicants. J. Pharmacol. Exp. Ther., 297, p. 895-905.

592. Asmuss M., Mullenders L.H.F., Eker A., Hartwig A. (2000) Differential effects of toxic metal compounds on the activities of Fpg and XPA, two zinc finger proteins involved in DNA repair. Carcinogenesis, 21, p. 2097-2104.

593. Popenoe E.A., Schmaeler M.A. (1979) Interaction of human DNA polymerase |3 with ions of copper, lead, and cadmium. Arch. Biochem. Biophys., 196, p. 109-120.

594. Bhattacharyya D., Boulden A.M., Foote R.S., Mitra S. (1988) Effect of polyvalent metal ions on the reactivity of human 06-methylguanine-DNA methyltransferase. Carcinogenesis, 9, p. 683-685.

595. Dally H., Hartwig A. (1997) Induction and repair inhibition of oxidative DNA damage by nickel(II) and cadmium(II) in mammalian cells. Carcinogenesis, 18, p. 1021-1026.

596. Duguid J., Bloomfield V.A., Benevides J., Thomas G.J., Jr. (1993) Raman spectroscopy of DNA-metal complexes. I. Interactions and conformational effects of the divalent cations: Mg, Ca, Sr, Ba, Mn, Co, Ni, Cu, Pd, and Cd. Biophys. J., 65, p. 1916-1928.

597. Duguid J.G., Bloomfield V.A., Benevides J.M., Thomas G.J., Jr. (1995) Raman spectroscopy of DNA-metal complexes. II. The thermal denaturation of DNA in the presence of Sr2+, Ba2+, Mg2+, Ca2+, Mn2+, Co2+, Ni2+, and Cd2+. Biophys. J., 69, p. 26232641.

598. Klaassen C.D., Liu J., Choudhuri S. (1999) Metallothionein: An intracellular protein to protect against cadmium toxicity. Annu. Rev. Pharmacol Toxicol, 39, p. 267-294.

599. Thornalley P.J., Vasák M. (1985) Possible role for metallothionein in protection against radiation-induced oxidative stress. Kinetics and mechanism of its reaction with superoxide and hydroxyl radicals. Biochim. Biophys. Acta, 827, p. 36-44.

600. Tamai K.T., Gralla E.B., Ellerby L.M., Valentine J.S., Thiele D.J. (1993) Yeast and mammalian metallothioneins functionally substitute for yeast copper-zinc superoxide dismutase. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 90, p. 8013-8017.

601. Cappelli E., Hazra T., Hill J.W., Slupphaug G., Bogliolo M., Frosina G. (2001) Rates of base excision repair are not solely dependent on levels of initiating enzymes. Carcinogenesis, 22, p. 387-393.

602. Robin N.H., Nadeau J.H. (2001) Disorganization in mice and humans. Am J. Med. Genet., 101, p. 334-338.

603. Yang S., Tutton S., Pierce E., Yoon K. (2001) Specific double-stranded RNA interference in undifferentiated mouse embryonic stem cells. Mol. Cell. Biol, 21, p. 7807-7816.

604. Billy E., Brondani V., Zhang H., Muller U., Filipowicz W. (2001) Specific interference with gene expression induced by long, double-stranded RNA in mouse embryonal teratocarcinoma cell lines. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 98, p. 14428-14433.

605. Myslinski E., Amé J.-C., Krol A., Carbon P. (2001) An unusually compact external promoter for RNA polymerase III transcription of the human HI RNA gene. Nucleic Acids Res., 29, p. 2502-2509.

606. Brummelkamp T.R., Bernards R., Agami R. (2002) A system for stable expression of short interfering RNAs in mammalian cells. Science, 296, p. 550-553.

607. Dizdaroglu M., Karahalil B., Sentürker S., Buckley T.J., Roldán-Arjona T. (1999) Excision of products of oxidative DNA base damage by human NTH1 protein. Biochemistry, 38, p. 243-246.

608. Eide L., Luna L., Gustad E.C., Henderson P.T., Essigmann J.M., Demple B., Seeberg E.2001) Human endonuclease III acts preferentially on DNA damage opposite guanine residues in DNA. Biochemistry, 40, p. 6653-6659.

609. Teebor G., Cummings A., Frenkel K., Shaw A., Voituriez L., Cadet J. (1987) Quantitative measurement of the diastereoisomers of cis thymidine glycol in y-irradiated DNA Free Radie. Res. Commun., 2, p. 303-309.

610. Clark J.M., Beardsley G.P. (1989) Template length, sequence context, and 3'-5' exonuclease activity modulate replicative bypass of thymine glycol lesions in vitro. Biochemistry, 28, p. 775-779.

611. Wang D., Kreutzer D.A., Essigmann J.M. (1998) Mutagenicity and repair of oxidative DNA damage: Insights from studies using defined lesions. Mutat. Res., 400, p. 99-115.

612. Kreutzer D.A., Essigmann J.M. (1998) Oxidized, deaminated cytosines are a source of C—>T transitions in vivo. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 95, p. 3578-3582.

613. Tremblay S., Douki Т., Cadet J., Wagner J.R. (1999) 2'-Deoxycytidine glycols, a missing link in the free radical-mediated oxidation of DNA. J. Biol. Chem., 274, p. 20833-20838.

614. Takao M., Kanno S.-i., Kobayashi K., Zhang Q.-M., Yonei S., van der Horst G.T.J., Yasui A. (2002) A back-up glycosylase in Nthl knock-out mice is a functional Nei (endonuclease VIII) homologue. J. Biol. Chem., 277, p. 42205-42213.

615. Ali M.M., Hazra Т.К., Hong D., Kow Y.W. (2005) Action of human endonucleases III and VIII upon DNA-containing tandem dihydrouracil. DNA Repair, 4, p. 679-686.

616. Parsons J.L., Dianova I.I., Dianov G.L. (2005) APE 1-dependent repair of DNA singlestrand breaks containing З'-end 8-oxoguanine. Nucleic Acids Res., 33, p. 2204-2209.

617. Dou H., Mitra S., Hazra Т.К. (2003) Repair of oxidized bases in DNA bubble structures by human DNA glycosylases NEIL1 and NEIL2. J. Biol. Chem., 278, p. 49679-49684.

618. Gulston M., de Lara C., Jenner Т., Davis E., O'Neill P. (2004) Processing of clustered DNA damage generates additional double-strand breaks in mammalian cells postirradiation Nucleic Acids Res., 32, p. 1602-1609.

619. Fedorova O.S., Nevinsky G.A., Koval V.V., Ishchenko A.A., Vasilenko N.L., Douglas K.T. (2002) Stopped-flow kinetic studies of the interaction between Escherichia coli Fpg protein and DNA substrates. Biochemistry, 41, p. 1520-1528.

620. Gorin A.A., Zhurkin V.B., Olson W.K. (1995) J5-DNA twisting correlates with base-pair morphology. J. Mol. Biol., 247, p. 34-48.

621. Lakowicz J.R., ed. Principles of Fluorescence Spectroscopy. 2nd ed. 1999, Plenum. 725.

622. Ward D.C., Reich E., Stryer L. (1969) Fluorescence studies of nucleotides and polynucleotides. I. Formycin, 2-aminopurine riboside, 2,6-diaminopurine riboside, and their derivatives. J. Biol. Chem., 244, p. 1228-1237.

623. Rachofsky E.L., Osman R., Ross J.B.A. (2001) Probing structure and dynamics of DNA with 2-aminopurine: Effects of local environment on fluorescence. Biochemistry, 40, p. 946-956.

624. Fierke C.A., Hammes G.G. (1995) Transient kinetic approaches to enzyme mechanisms. Methods Enzymol., 249, p. 3-37.

625. Shinmura K., Kohno T., Takeuchi-Sasaki M., Maeda M., Segawa T., Kamo T., Sugimura H., Yokota J. (2000) Expression of the OGGl-type la (nuclear form) protein in cancerous and non-cancerous human cells. Int. J. Oncol., 16, p. 701-707.

626. Nakabeppu Y. (2001) Regulation of intracellular localization of human MTH1, OGG1, and MYH proteins for repair of oxidative DNA damage. Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol., 68, p. 75-94.

627. Kasai H., Crain P.F., Kuchino Y., Nishimura S., Ootsuyama A., Tanooka H. (1986) Formation of 8-hydroxyguanine moiety in cellular DNA by agents producing oxygen radicals and evidence for its repair. Carcinogenesis, 7, p. 1849-1851.

628. Epe B., Pflaum M., Boiteux S. (1993) DNA damage induced by photosensitizers in cellular and cell-free systems. Mutat. Res., 299, p. 135-145.

629. Kang K.W., Lee S.J., Park J.W., Kim S.G. (2002) Phosphatidylinositol 3-kinase regulates nuclear translocation of NF-E2-related factor 2 through actin rearrangement in response to oxidative stress. Mol. Pharmacol., 62, p. 1001-1010.

630. Dhénaut A., Boiteux S., Radicella J.P. (2000) Characterization of the hOGGl promoter and its expression during the cell cycle. Mutat. Res., 461, p. 109-118.

631. Millonig R., Salvo H., Aebi U. (1988) Probing actin polymerization by intermolecular cross-linking. J. Cell Biol, 106, p. 785-796.

632. Evans R.M. (1988) The intermediate-filament proteins vimentin and desmin are phosphorylated in specific domains. Eur. J. Cell Biol., 46, p. 152-160.

633. Hut H.M.J., Lemstra W., Blaauw E.H., van Cappellen G.W.A., Kampinga H.H., Sibon O.C.M. (2003) Centrosomes split in the presence of impaired DNA integrity during mitosis. Mol. Biol. Cell, 14, p. 1993-2004.

634. Conlon K.A., Berrios M. (2001) Light-induced proteolysis of myosin heavy chain by Rose Bengal-conjugated antibody complexes. J. Photochem. Photobiol, B65, p. 22-28.

635. Conlon K.A., Rosenquist T., Berrios M. (2002) Site-directed photochemical disruption of the actin cytoskeleton by actin-binding Rose Bengal-conjugates. J. Photochem. Photobiol, B68, p. 140-146.

636. Schliwa M. Cytoskeleton. 1986, Springer-Verlag: NY. 340 pp.

637. Giannakakou P., Sackett D.L., Ward Y., Webster K.R., Blagosklonny M.V., Fojo T. (2000) p53 is associated with cellular microtubules and is transported to the nucleus by dyneia Nat. Cell Biol., 2, p. 709-717.

638. Reed E., Kohn E.C., Sarosy G., Dabholkar M., Davis P., Jacob J., Maher M. (1995) Paclitaxel, cisplatin, and cyclophosphamide in human ovarian cancer: Molecular rationale and early clinical results. Semin. Oncol., 22, p. 90-96.

639. Mitchison T., Kirschner M. (1984) Dynamic instability of microtubule growth. Nature, 312, p. 237-242.

640. Lowe J., Li H., Downing K.H., Nogales E. (2001) Refined structure of ap-tubulin at 3.5 A resolutioa J. Mol. Biol., 313, p. 1045-1057.