Факторы, определяющие субстратную специфичность 8-оксогуанин-ДНК-гликозилаз Escherichia coli и человека тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Сидоренко, Виктория Сергеевна

• Сидоренко, Виктория Сергеевна
• кандидат биологических наук
• 2008

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Сидоренко, Виктория Сергеевна

1. Введение.

2. Обзор литературы.

2.1. Окислители и антиоксид анты.

2.2. Повреждения ДНК.

2.2.1. Урацил и другие продукты дезаминирования оснований ДНК.

2.2.2. Продукты электрофильного присоединения.

2.2.3. Апурин-апиримидиновые сайты.

2.2.4. Фотопродукты.

2.2.5. Окисленные пиримидиновые основания.

2.2.6. Окисленные пуриновые основания.

2.2.6.1. 8-оксогуанин и формамидопиримидиновое производное гуанина

2.2.6.2. 8-оксоаденин и формамидопиримидиновое производное аденина

2.3. Биологические последствия окислительных повреждений ДНК.

2.4. Репарация.

2.4.1. Общий механизм эксцизионной репарации оснований.

2.4.2. ДНК-гликозилазы.

2.4.3. Каталитический механизм ДНК-гликозилаз.

2.4.4. GO-система.

2.4.5. Формамидопиримидин-ДНК-гликозилаза (Fpg или MutM).

2.4.6. Эндонуклеаза VIII (Nei).

2.4.7. 8-оксогуанин-ДНК-гликозилаза человека, OGG1.

2.4.8. АП-эндонуклеазы.

2.4.9. Коррелированный поиск повреждений в эксцизионной репарации оснований.

2.4.10. Белок-белковые взаимодействия в процессе эксцизионной репарации оснований.

2.4.11. Полиморфные варианты гена OGG1 и риск возникновения онкологических заболеваний.

2.4.11.1. Полиморфные варианты OGG1.

2.4.11.2. Функциональность полиморфных вариантов OGG1.

2.4.11.3. Эпидемиологические исследования ассоциации OGG1 с онкологическими и другими заболеваниями.

3. Материалы и методы.

3.1. Реактивы.

3.2. Дезоксирибоолигонуклеотиды.

3.3. Ферменты.

3.4. Штаммы бактерий.

3.5. Сайт-направленный мутагенез OGG1.

3.6. Выделение 8-оксогуанин-ДНК-гликозилазы человека (OGG1).

3.7. Выделение АП-эндонуклеазы человека (АРЕХ1).

3.8. Определение концентрации белка.

3.9. Гель-электрофорез и количественный обсчет результатов экспериментов

3.10. Введение Р метки по 5'-концу дезоксирибоолигонуклеотидов.

3.11. Стандартные условия отжига комплементарных цепей олигонуклеотидов

3.12. Определение концентрации активной формы OGG1.

3.13. Влияние ионной силы и ионов Mg2+ на специфичность OGG1 и Fpg.

3.14. Определение кинетических параметров Fpg и OGG1.

3.15. Определение влияния OGG1 на активность АРЕХ1.

3.16. Взаимодействие OGG1 с АП-эндонуклеазами и ДНК-гликозилазами.

3.17. Моделирование каталитической схемы OGG1 по методу Монте-Карло.

3.18. Препаративный синтез ковалентного комплекса OGG1 с дуплексами, содержащими 8-oxoGua.

3.19. Регистрация взаимодействия комплекса ДНК«СЮ01 с АРЕХ1, Apnlp и Nfo.

3.20. Взаимодействие комплекса ДНК«СЮ01 cAPEXl на нитроцеллюлозных мембранах.

3.21. Получение конкатемерной ДНК.

3.22. Определение механизма вытеснения OGG1 АП-эндонуклеазой.

3.23. Получение субстратов для экспериментов по коррелированному расщеплению.

3.24. Коррелированное расщепление субстратов.

3.25. Клонирование генов mtu-nei2 и mtu-fpg2 из М. tuberculosis.

3.26. Комплементация генами mtu-nei2 и mtu-fpg2 мутантных фенотипов Е. coli

3.27. Экспрессия и выделение белка Mtu-Nei2.

3.28. Определение активности препаратов Mtu-Nei2.

3.29. Образование ковалентных комплексов Mtu-Nei2 с поврежденной ДНК. 72 4. Результаты и их обсуждение.

4.1. Влияние ионов Mg2+ и ионной силы на специфичность 8-оксогуанин-ДНК-гликозилаз Е. coli и человека.

4.1.1. Влияние ионной силы и дивалентных катионов на активность и специфичность OGG1 и Fpg.

4.1.2. Влияние органических анионов на специфичность Fpg и OGG1.

4.1.3. Отсутствие влияния полиаминов, краудинг-агентов и некоторых аналогов пуринов на активность и специфичность OGG1 и Fpg.

4.1.4. Влияние условий реакции на специфичность 8-оксогуанин-ДНК-гликозилаз: заключение.

4.2. Взаимодействие OGG1 с АРЕХ1 и влияние этого взаимодействия на специфичность OGG1.

4.2.1. Стимуляция активности OGG1 в присутствии АРЕХ1.

4.2.2. Активность OGG1 в присутствии АРЕХ1 для субстратов с различным положением 8-oxoGua:Cyt.

4.2.3. Активность OGG1 в присутствии АП-эндонуклеаз из S. cerevisiae и

Е. coli.

4.2.4. Влияние других ДНК-гликозилаз и АП-лиаз на активность OGG1.

4.2.5. Образование тройного комплекса между OGG1, ДНК и АП-эндонуклеазами.

4.2.6. Влияние АРЕХ1 на основные кинетические параметры OGG1.

4.2.7. Расщепление АП-эндонуклеазой APEX 1 субстрата, содержащего аналог АП-сайта, в присутствии OGG1.

4.2.8. Специфичность стимуляции OGG1 в присутствии АРЕХ1.

4.3. Процессивность ДНК-гликозилаз и ее вклад в субстратную специфичность.

4.3.1. Коррелированное расщепление одноцепочечных и двуцепочечных субстратов урацил-ДНК-гликозилазой Е. coli (Ung).

4.3.2. Коррелированное расщепление ДНК и субстратная специфичность фермента Fpg.

4.3.3. Коррелированное расщепление ДНК и субстратная специфичность фермента OGG1.

4.3.4. Коррелированное расщепление ферментами Fpg и OGG1 субстратов, содержащих брешь.

4.3.5. Коррелированное расщепление ДНК мутантными формами Fpg.

4.3.6. Процессивность при вытеснении АП-эндонуклеазой фермента OGG1 из комплекса с продуктом.

4.3.7. Влияние процессивности на специфичность 8-оксогуанин-ДНК-гликозилаз: заключение.

4.4. Субстратная специфичность полиморфных и фосфомиметических вариантов белка OGG1.

4.4.1. Активность и субстратная специфичность мутантных форм OGG1 при расщеплении олигонуклеотидных субстратов.

4.4.2. Активность и субстратная специфичность мутантных форм OGG1 при расщеплении высокомолекулярной ДНК.

4.4.3. Стимуляция активности мутантных форм OGG1 АП-эндонуклеазой АРЕХ1.

4.4.4. Субстратная специфичность полиморфных и фосфомиметических вариантов белка OGG1: заключение.

4.5. Клонирование и характеризация гомологов Nei и Fpg из М. tuberculosis

4.5.1. Комплементация мутантого фенотипа Е. coli.

4.5.2. Выделение и характеризация рекомбинантного белка Mtu-Nei2.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Факторы, определяющие субстратную специфичность 8-оксогуанин-ДНК-гликозилаз Escherichia coli и человека»

Молекула ДНК, главный носитель генетической информации, может повреждаться различными агентами физической и химической природы. Окислительные повреждения оснований, очень часто встречающиеся в ДНК, играют значительную роль в онкогенезе, старении и многих патологических процессах. Целостность ДНК после таких повреждений восстанавливается системой репарации ДНК, чаще всего путем эксцизионной репарации оснований (ЭРО). На ранних этапах ЭРО участвуют специфические ферменты двух классов — ДНК-тУ-гликозилазы, распознающие повреждение в ДНК и выщепляющие поврежденное основание, и АП-эндонуклеазы, расщепляющие ДНК по вновь образованному апурин-апиримидиновому (АП-) сайту.

Субстратной специфичности ДНК-гликозилаз посвящено большое количество работ во всем мире. Во всех организмах присутствует несколько ферментов из этой группы: так, у Escherichia coli насчитывается 8 ДНК-гликозилаз, а у человека — 11. Одни ДНК-гликозилазы обладают очень узкой субстратной специфичностью, например, удаляя из ДНК только основания урацила (Ura), в то время как другие способны выщеплять очень широкий спектр поврежденных оснований (например, практически все встречающиеся в природе окисленные пиримидиновые основания). Установление структуры многих ДНК-гликозилаз и их комплексов с поврежденной ДНК за последние 15 лет привело к идентификации важных для субстратной специфичности взаимодействий между аминокислотными остатками активных центров этих ферментов и поврежденными основаниями, а также к пониманию того, что фермент-субстратный комплекс в ходе реакции претерпевает ряд конформационных изменений. В последнее время также становится ясным, что субстратная специфичность ДНК-гликозилаз может по крайней мере частично определяться не только взаимодействиями в активном центре в михаэлисовском комплексе, но и структурными и динамическими особенностями фермент-еубстратного комплекса на ранних стадиях узнавания поврежденного звена ДНК еще до принятия комплексом каталитически компетентной конформации.

Проблема субстратной специфичности ферментов в целом и ДНК-гликозилаз в частности не исчерпывается установлением структуры фермент-субстратного комплекса или даже серии структур, приближенных к комплексам, последовательно образующимся в ходе реакции. В случае ДНК-гликозилаз, например, это подчеркивается тем, что для одного и того же фермента может наблюдаться большая разница в субстратной специфичности при использовании разных методов анализа. В частности, в ряде случаев многие поврежденные основания могут выщепляться из олигонуклеотидных субстратов, но не из поврежденной высокомолекулярной ДНК. Очевидно, что на субстратную специфичность ДНК-гликозилаз как in vitro, так и in vivo может влиять множество факторов, не очевидных из структуры, полученной методами рентгеноструктурного анализа или ядерного магнитного резонанса. В конечном итоге субстратная специфичность любой ДНК-гликозилазы определяется кинетическими факторами и зависит от относительных скоростей выщепления тех или иных оснований. Конкретные условия проведения реакции, различные белок-белковые взаимодействия, посттрансляционная модификация, аминокислотные замены, структура и динамика белка в областях, не взаимодействующих непосредственно с поврежденным основанием могут по-разному влиять на константы скорости отдельных стадий реакции для разных субстратов и тем самым вносить значительный вклад в субстратную специфичность. Для систематического изучения подобных факторов идеально подошла бы ДНК-гликозилаза, способная использовать несколько субстратов с разной эффективностью, причем корректная субстратная специфичность имела бы непосредственное отношение к биологической функции фермента.

Одним из самых распространенных окисленных оснований ДНК является 8-оксогуанин (8-oxoGua). Его способность образовывать энергетически выгодную пару с Ade приводит к тому, что при репликации напротив возникшего при окислении ДНК остатка 8-oxoGua ДНК-полимеразами часто включается dAMP, что после второго цикла репликации приводит к трансверсиям G—>Т. Репарация 8-oxoGua у прокариот и эукариот осуществляется с помощью специальной ферментативной системы (GO-системы), центральными элементами которой являются 8-оксогуанин-ДНК-7У-гликозилазы: Fpg у прокариот и OGG1 у эукариот. Эти белки не гомологичны на уровне последовательности и обладают совершенно разной третичной структурой. Тем не менее, как Fpg, так и OGG1 эффективно удаляют основание 8-oxoGua из пары с Cyt и гораздо хуже используют субстраты 8-oxoGua:Ade, выщепление 8-oxoGua из которых может приводить к трансверсиям G—>Т в тех случаях, когда такая пара возникла при включении dAMP напротив 8-oxoGua при репликации. Пары 8-oxoGua:Ade репарируются с участием других ДНК-гликозилаз. Таким образом, специфичность ферментов Fpg и OGG1 к основанию напротив 8-oxoGua выступает как ключевой фактор корректного функционирования GO-системы. Помимо 8-oxoGua, оба фермента способны удалять из поврежденной высокомолекулярной ДНК основания 2,6-диамино-4-оксо-5-формамидопиримидина, a Fpg — еще и остатки 4,6-диамино-5-формамидопиримидина; также описано удаление этими многих модифицированных пуриновых оснований из олигонуклеотидных субстратов.

Белок Fpg гомологичен эндонуклеазе VIII — прокариотической ДНК-гликозилазе, удаляющей из ДНК окисленные пиримидиновые основания, но значительно отличается от нее по субстратной специфичности. В свою очередь белок OGG1 входит в суперсемейство эндонуклеазы III, которая также специфична по отношению к окисленным пиримидинам.

Цель настоящей работы заключается в изучении факторов, влияющих на субстратную специфичность ферментов OGG1 и Fpg. В ходе исследования необходимо было решить следующие задачи:

• изучить влияние условий реакции: ионной силы, присутствия ионов Mg2+, краудинг-агентов, полиаминов и т. п. на активность и на субстратную специфичность ферментов OGG1 и Fpg;

• изучить влияние АП-эндонуклеазы человека (АРЕХ1) на активность и субстратную специфичность фермента OGG1;

• изучить процессивность реакции расщепления различных субстратов ферментами Fpg и OGG1 и возможный вклад процессивности в субстратную специфичность этих ферментов;

• изучить влияние некоторых полиморфных и имитирующих фосфорилирование аминокислотных замен на активность и субстратную специфичность фермента OGG1;

• изучить субстратную специфичность ферментов, которые в целом гомологичны белку Fpg, но отличаются от него последовательностями некоторых высококонсервативных в семействе Fpg мотивов.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Сидоренко, Виктория Сергеевна

6. выводы

1) Проведено исследование зависимости специфичности 8-оксогуанин-ДНК-гликозилаз Е. coli (Fpg) и человека (OGG1) к основанию напротив 8-оксогуанина (8-oxoGua) от состава реакционной смеси. Показано, что специфичность обоих ферментов по отношению к корректному субстрату 8-oxoGua:Cyt повышается при значениях ионной силы и концентрации ионов Mg2+, близких к физиологическим значениям. В случае Fpg увеличение специфичности достигается за счет уменьшения значений Км для корректного субстрата и увеличения для некорректного субстрата (8-oxoGua:Ade), а в случае OGG1 — за счет увеличения для корректного субстрата значений константы скорости реакции разрыва TV-гликозидной связи (кт) и константы скорости высвобождения апурин-апиримидинового (АП) продукта реакции (кз) и уменьшения этих значений для некорректного субстрата.

2) Показано, что стимуляция активности OGG1 в присутствии АП-эндонуклеазы человека АРЕХ1 происходит по механизму непосредственного вытеснения OGG1 из комплекса с продуктом. При расщеплении корректных биологически значимых субстратов стимуляция протекает эффективнее, чем в случае некорректных субстратов.

3) Разработана новая методика анализа процессивности ДНК-гликозилаз. Показано, что Fpg и OGG1 катализируют процессивное расщепление субстратов, содержащих 8-oxoGua и АП-сайты. Процессивность действия уменьшается с возрастанием ионной силы раствора. Целостность фосфодиэфирного остова двуцепочечной ДНК не влияет на процессивность действия Fpg и OGG1. Процессивность Fpg и OGG1 при расщеплении субстратов 8-oxoGua:Ade выше, чем при расщеплении субстратов 8-oxoGua:Cyt, что указывает на отсутствие вклада фактора процессивности в обеспечение корректной специфичности ферментов.

4) Определены кинетические параметры реакции, катализируемой мутантными формами OGG1: природными полиморфными вариантами A288V, D322N и S326C и фосфомиметическими мутантными формами S280E, S231E, S232E, S231E/S232E и S326E. Активность большинства мутантных форм несколько снижена по сравнению с ферментом дикого типа, однако фермент OGG1-D322N обладает повышенной специфичностью к основанию Cyt напротив поврежденного основания. Активности всех форм OGG1 при выщеплении 2,6диамино-4-оксо-5-формамидопиримидина из высокомолекулярной ДНК сходны, в то время как активность практически всех мутантных форм по отношению к 8-oxoGua заметно снижена, а у белка OGG1-S326C отсутствует. АП-эндонуклеаза АРЕХ1 стимулирует активность фосфомиметических мутантных форм в меньшей степени, чем фермента OGG1 дикого типа.

5) Проведено клонирование паралога генов fpg и эндонуклеазы VIII (nei) Mycobacterium tuberculosis (Mtu-nei2). Получен суперэкспрессирующий штамм Е. coli, из которого выделен белок Mfw-Nei2. Фермент M/w-Nei2 проявляет высокую активность по отношению к ДНК-субстратам, содержащим остатки дигидроурацила и АП-сайты, а также способен с меньшей эффективностью расщеплять субстраты, содержащие остатки 8-oxoGua и урацила. Субстратная специфичность фермента Mtu-Nei2 сходна с субстратной специфичностью Nei Е. coli.

5. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Функционирование GO-системы основано на дискриминации ДНК-гликозилами пар 8-oxoGua:Cyt и 8-oxoGua:Ade. Ферменты Fpg и OGG1 с гораздо большей эффективностью удаляют 8-oxoGua из первой пары оснований, чем из второй. Кроме специфичности к основанию напротив 8-oxoGua, Fpg и OGG1 способны выщеплять характерный для каждого фермента спектр повреждений, при этом часто наблюдается ситуация, когда субстратная специфичность ферментов при использовании ОДН гораздо шире по сравнению с высокомолекулярной ДНК. Факторы, влияющие на субстратную специфичность ДНК-гликозилаз, практически не исследованы. Так, на предпочтение ДНК-гликозилазами (в частности Fpg и OGG1) одних субстратов другим могут влиять ионы Mg2+, полиамины, ионная сила раствора, органические анионы, краудинг-агенты, аналоги пуриновых оснований, посттрансляционная модификация, а также другие ферменты и вспомогательные белки ЭРО. Механизм поиска специфичных для каждого фермента субстратов среди огромного избытка немодифицированных оснований ДНК также может влиять на субстратную специфичность ферментов. Кроме этого одну из главных ролей в осуществлении специфических функций ферментов играют консервативные мотивы и отдельные аминокислотные остатки. Например, при наличии подгрупп с разной субстратной специфичностью внутри структурных семейств ферментов элементы, консервативные внутри всего семейства, преимущественно ответственны за общие каталитические функции, а мотивы и аминокислоты, консервативные внутри определенной подгруппы — для специфических в данной подгруппе свойств.

Настоящая работа представляет собой исследование различных факторов, ответственных за специфичность ДНК-гликозилаз Fpg и OGG1. В результате оказалось, что основной вклад в обеспечение С/А-специфичности обоих ферментов вносят ионная сила, концентрация Mg в реакционной смеси и, в случае OGG1, стимуляция АП-эндонуклеазой АРЕХ1. Аминокислотные замены, наблюдаемые в природных вариантах OGG1, а также имитирующие фосфорилирование белка, влияли на его С/А-специфичность в заметно меньшей степени, однако ранее не исследованный вариант OGG1-D322N обладал повышенной специфичностью по сравнению с ферментом дикого типа. С другой стороны, такие факторы, как присутствие органических анионов (глутамат), полиаминов, краудинг-агентов и некоторых гетероциклических соединений (кофеин, биотин), а также механизм процессивного поиска повреждений не влияли па С/А-специфичность исследованных ферментов. Что же касается специфичности OGG1 по отношению к поврежденным основаниям, на нее оказывала значительное влияние стимуляция АРЕХ1, а также некоторые аминокислотные замены, как полиморфные, так и фосфомиметические. В случае белков семейства Fpg значительный вклад в субстратную специфичность по отношению к поврежденным основаниям, по-видимому, вносят некоторые консервативные мотивы. В частности, присутствие N-концевой консенсусной последовательности Pro-Glu-Gly, малого незаряженного аминокислотного остатка в позиции 151 и остатка Arg в позиции 168, по-видимому, достаточно для сдвига субстратной специфичности от окисленных пуриновых к пиримидиновым основаниям.

От субстратной специфичности различных ДНК-гликозилаз в конечном итоге зависит их способность эффективно удалять из ДНК продукты ее повреждения при генотоксическом стрессе. Исследование разных факторов, обуславливающих эту специфичность, в конечном итоге важно для понимания механизмов функционирования защитно-репарационных систем живых организмов in vivo. В настоящей работе показана необходимость учитывать при исследованиях субстратной специфичности не только структуру ДНК-белковых комплексов, как это часто делается в последнее время, но и разнообразные дополнительные факторы, которые могут значительно модифицировать относительную скорость удаления поврежденных оснований ДНК-гликозилазами.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Сидоренко, Виктория Сергеевна, 2008 год

1. Barnabas J., Schwartz R.M., Dayhoff M.O. (1982) Evolution of major metabolic innovations in the Precambrian. Orig. Life, 12, p. 81-91.

2. Burrows C.J., Muller J.G. (1998) Oxidative nucleobase modifications leading to strand scissioa Chem. Rev., 98, p. 1109-1151.

3. Василенко Н.Л., Невинский Г.А. (2003) Пути накопления и репарации остатков дезоксиуридина в ДНК клеток низших и высших организмов. Биохимия, 68, р. 165183.

4. Frederico L.A., Kunkel Т.A., Shaw B.R. (1990) A sensitive genetic assay for the detection of cytosine deamination: Determination of rate constants and the activation energy. Biochemistry, 29, p. 2532-2537.

5. Friedberg E.C., Walker G.C., Siede W., Wood R.D., Schultz R.A., Ellenberger Т., DNA Repair and Mutagenesis. 2006, Washington, D.C.: ASM Press. 1118 pp.

6. Туе B.-K., Chien J., Lehman I.R., Duncan B.K., Warner H.R. (1978) Uracil incorporation: A source of pulse-labeled DNA fragments in the replication of the Escherichia coli chromosome. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 75, p. 233-237.

7. Karran P., Lindahl T. (1980) Hypoxanthine in deoxyribonucleic acid: Generation by heat-induced hydrolysis of adenine residues and release in free form by a deoxyribonucleic acid glycosylase from calf thymus. Biochemistry, 19, p. 6005-6011.

8. Singer В., Kusmierek J.T. (1982) Chemical mutagenesis. Annu. Rev. Biochem., 51, p. 655-691.

9. Gros L., Ishchenko A.A., Saparbaev M. (2003) Enzymology of repair of etheno-adducts. Mutat. Res., 531, p. 219-229.

10. Lawley P.D., Brookes P. (1963) Further studies on the alkylation of nucleic acids and their constituent nucleotides. Biochem. J., 89, p. 127-138.

11. Rydberg В., Lindahl T. (1982) Nonenzymatic methylation of DNA by the intracellular methyl group donor S-adenosyl-L-methionine is a potentially mutagenic reaction. EMBO J., 1, p. 211-216.

12. Marnett L.J. (2000) Oxyradicals and DNA damage. Carcinogenesis, 21, p. 361-370.

13. Lindahl Т., Nyberg B. (1972) Rate of depurination of native deoxyribonucleic acid. Biochemistry, 11, p. 3610-3618.

14. Atamna H., Cheung I., Ames B.N. (2000) A method for detecting abasic sites in living cells: Age-dependent changes in base excision repair. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 97, p. 686-691.

15. Lindahl Т., Andersson A. (1972) Rate of chain breakage at apurinic sites in double-stranded deoxyribonucleic acid. Biochemistry, 11, p. 3618-3623.

16. Takeshita M., Chang C.-N., Johnson F., Will S., Grollman A.P. (1987) Oligodeoxynucleotides containing synthetic abasic sites: Model substrates for DNA polymerases and apurinic/apyrimidinic endonucleases. J. Biol. Chem., 262, p. 1017110179.

17. Ravanat J.-L., Douki Т., Cadet J. (2001) Direct and indirect effects of UV radiation on DNA and its components. J. Photochem. Photobiol., B63, p. 88-102.

18. Franklin W.A., Doetsch P.W., Haseltine W.A. (1985) Structural determination of the ultraviolet light-induced thymine-cytosine pyrimidine-pyrimidone (6-4) photoproduct. Nucleic Acids Res., 13, p. 5317-5325.

19. Purmal A.A., Kow Y.W., Wallace S.S. (1994) Major oxidative products of cytosine, 5-hydroxycytosine and 5-hydroxyuracil, exhibit sequence context-dependent mispairing in vitro. Nucleic Acids Res., 22, p. 72-78.

20. Vaisman A., Woodgate R. (2001) Unique misinsertion specificity of poll may decrease the mutagenic potential of deaminated cytosines. EMBOJ., 20, p. 6520-6529.

21. Steenken S. (1989) Purine bases, nucleosides and nucleotides: Aqueous solution redox chemistry and transformation of their radical cations and e- and OH adducts. Chem. Rev., 89, p. 503-520.

22. Culp S.J., Cho B.P., Kadlubar F.F., Evans F.E. (1989) Structural and conformational analyses of 8-hydroxy-2'-deoxyguanosine. Chem. Res. Toxicol., 2, p. 416-422.

23. Cadet J., Douki Т., Gasparutto D., Ravanat J.-L. (2003) Oxidative damage to DNA: Formation, measurement and biochemical features. Mutat. Res., 531, p. 5-23.

24. Olinski R., Gackowski D., Rozalski R., Foksinski M., Bialkowski K. (2003) Oxidative DNA damage in cancer patients: A cause or a consequence of the disease development? Mutat. Res., 531, p. 177-190.

25. Suzuki J., Inoue Y., Suzuki S. (1995) Changes in the urinary excretion level of 8-hydroxyguanine by exposure to reactive oxygen-generating substances. Free Radic. Biol. Med., 18, p. 431-436.

26. ESCODD (European Standards Committee on Oxidative DNA Damage), Gedik C.M., Collins A. (2005) Establishing the background level of base oxidation in human lymphocyte DNA: Results of an interlaboratory validation study. FASEB J., 19, p. 82-84.

27. Floyd R.A. (1990) Role of oxygen free radicals in carcinogenesis and brain ischemia. FASEB J., 4, p. 2587-2597.

28. Lu Т., Pan Y., Kao S.-Y., Li C„ Kohane I., Chan J., Yankner B.A. (2004) Gene regulation and DNA damage in the ageing human brain. Nature, 429, p. 883-891.

29. Boiteux S., Laval J. (1983) Imidazole open ring 7-methylguanine: An inhibitor of DNA synthesis. Biochem. Biophys. Res. Commun., 110, p. 552-558.

30. Patro J.N., Wiederholt C.J., Jiang Y.L., Delaney J.C., Essigmann J.M., Greenberg M.M. (2007) Studies on the replication of the ring opened formamidopyrimidine, FapydG in Escherichia coli. Biochemistry, 46, p. 10202-10212.

31. Asagoshi K., Terato H., Ohyama Y., Ide H. (2002) Effects of a guanine-derived formamidopyrimidine lesion on DNA replication: Translesion DNA synthesis, nucleotide insertion, and extension kinetics. J. Biol. Chem., 277, p. 14589-14597.

32. Evans J., Maccabee M., Hatahet Z., Courcelle J., Bockrath R., Ide H., Wallace S. (1993) Thymine ring saturation and fragmentation products: Lesion bypass, misinsertion and implications for mutagenesis. Mutat. Res., 299, p. 147-156.

33. Chen Y.-H., Bogenhagen D.F. (1993) Effects of DNA lesions on transcription elongation by T7 RNA polymerase. J. Biol. Chem., 268, p. 5849-5855.

34. Basu A.K., Essigmann J.M. (1988) Site-specifically modified oligodeoxynucleotides as probes for the structural and biological effects of DNA-damaging agents. Chem. Res. Toxicol., 1, p. 1-18.

35. Shibutani S., Takeshita M., Grollman A.P. (1991) Insertion of specific bases during DNA synthesis past the oxidation-damaged base 8-oxodG. Nature, 349, p. 431-434.

36. Grollman A.P., Moriya M. (1993) Mutagenesis by 8-oxoguanine: An enemy within. Trends Genet., 9, p. 246-249.

37. Wiederholt C.J., Greenberg M.M. (2002) Fapy-dG instructs Klenow excT to misincorporate deoxyadenosine. J. Am. Chem. Soc., 124, p. 7278-7279.

38. Ober M., Miiller H., Pieck C., Gierlich J., Carell T. (2005) Base pairing and replicative processing of the formamidopyrimidine-dG DNA lesion. J. Am. Chem. Soc., 127, p. 18143-18149.

39. Guschlbauer W., Duplaa A.-M., Guy A., Teoule R., Fazakerley G.V. (1991) Structure and in vitro replication of DNA templates containing 7,8-dihydro-8-oxoadenine. Nucleic Acids Res., 19, p. 1753-1758.

40. Delaney M.O., Wiederholt C.J., Greenberg M.M. (2002) Fapy-dA induces nucleotide misincorporation translesionally by a DNA polymerase. Angew. Chem. Int. Ed., 41, p. 771-773.

41. Kamiya H., Ueda Т., Ohgi Т., Matsukage A., Kasai H. (1995) Misincorporation of dAMP opposite 2-hydroxyadenine, an oxidative form of adenine. Nucleic Acids Res., 23, p. 761766.

42. Barone F., McCulloch S.D., Macpherson P., Maga G., Yamada M., Nohmi Т., Minoprio A., Mazzei F., Kunkel T.A., Karran P., Bignami M. (2007) Replication of 2-hydroxyadenine-containing DNA and recognition by human MutSa. DNA Repair, 6, p. 355-366.

43. Johnson R.E., Yu S.-L., Prakash S., Prakash L. (2003) Yeast DNA polymerase zeta (Q is essential for error-free replication past thymine glycol. Genes Dev., 17, p. 77-87.

44. Kusumoto R., Masutani C., Iwai S., Hanaoka F. (2002) Translesion synthesis by human DNA polymerase r\ across thymine glycol lesions. Biochemistry, 41, p. 6090-6099.

45. Kamiya H. (2003) Mutagenic potentials of damaged nucleic acids produced by reactive oxygen/nitrogen species: Approaches using synthetic oligonucleotides and nucleotides. Nucleic Acids Res., 31, p. 517-531.

46. Ohtsuka E., Matsuki S., Ikehara M., Takahashi Y., Matsubara K. (1985) An alternative approach to deoxyoligonucleotides as hybridization probes by insertion of deoxyinosine at ambiguous codon positions. J. Biol. Chem., 260, p. 2605-2608.

47. Hill-Perkins M., Jones M.D., Karran P. (1986) Site-specific mutagenesis in vivo by single methylated or deaminated purine bases. Mutat. Res., 162, p. 153-163.

48. Wuenschell G.E., O'Connor T.R., Termini J. (2003) Stability, miscoding potential, and repair of 2'-deoxyxanthosine in DNA: Implications for nitric oxide-induced mutagenesis. Biochemistry, 42, p. 3608-3616.

49. Ванюшин Б.Ф. (2005) Ферментативное метилирование ДНК в эпигенетическом контроле генетических функций клетки. Биохимия, 70, с. 488-499.

50. Pfeifer G.P. (2006) Mutagenesis at methylated CpG sequences. Curr. Top. Microbiol. Immunol., 301, p. 259-281.

51. Shearman C.W., Loeb L.A. (1977) Depurination decreases fidelity of DNA synthesis in vitro. Nature, 270, p. 537-538.58