Изучение взаимодействия фермента репарации формамидопиримидин-ДНК гликозилазы E. coli с фосфатными группами ДНК тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.10, кандидат химических наук Рогачева, Мария Владимировна

• Рогачева, Мария Владимировна
• кандидат химических наук
• 2006

Оглавление диссертации кандидат химических наук Рогачева, Мария Владимировна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ФЕРМЕНТЫ, УЧАСТВУЮЩИЕ В РЕПАРАЦИИ

8-ОКСОГУАНИНА (ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ).

1.1. Системы репарации 8-оксогуанина в клетках про- и эукариот.

1.2. 8-Оксогуанин-ДНК гликозилазы.

1.2.1. 8-Оксогуанин-ДНК гликозилазы прокариот.

1.2.1.1. Структура Fpg прокариот.

1.2.1.2. Субстратная специфичность Fpg прокариот.

1.2.1.3. Каталитический механизм Fpg прокариот.

1.2.1.4. Конформационные перестройки комплексов Fpg прокариот с ДНК.

1.2.1.5. Взаимодействие Fpg прокариот с остатком охо С поврежденной ДНК.

1.2.1.6. Взаимодействие ¥р% прокариот с цепью ДНК, комплементарной поврежденной.

1.2.1.7. Поиск охоС в структуре ДНК прокариотическими ¥р% ферментами

1.2.2. 8-Оксогуанин-ДНК гликозилазы эукариот.

1.2.2.1. Структура /^Oggl.

1.2.2.2. Субстратная специфичность Oggl эукариот.

1.2.2.3. Каталитический механизм Oggl эукариот.

1.2.2.4. Конформационные перестройки в комплексе к

§§1-охоС-ДНК.

1.2.2.5. Поиск в геноме остатков охоС ферментом hOggl.

1.3. Аденин-ДНК гликозилазы.

1.3.1. Аденин-ДНК гликозилазы прокариот.

1.3.1.1. Структура Ми(Упрокариот.

1.3.1.2. Субстратная специфичность МШУ прокариот.

1.3.1.3. Каталитический механизм МШУ прокариот.

1.3.1.4. Конформационные перестройки в комплексах МШУ прокариот с охо С:А-содержащей ДНК.

1.3.1.5. Взаимодействие МШУ прокариот с остатком охо (7 ДНК-субстрата

1.3.2. Аденин-ДНК гликозилазы эукариот.

1.4. 8-Оксогуанозинтрифосфатазы.

1.4.1. 8-Оксогуанозинтрифосфатазы прокариот.

1.4.1.1. Структура MutTE. coli.

1.4.1.2. Субстратная специфичность MutTE. coli.

1.4.1.3. Каталитический механизм MutTE. coli.

1.4.2. 8-Оксогуанозинтрифосфатазы эукариот.

1.4.2.1. Структура 8-оксогуанозинтрифосфатаз эукариот.

1.4.2.2. Субстратная специфичность 8-оксогуанозинтрифосфатаз эукариот.

ГЛАВА 2. ИЗУЧЕНИЕ ВЗАИМОДЕЙСТВИЯ ФЕРМЕНТА РЕПАРАЦИИ ФОРМАМИДОПИРИМИДИН-ДНК ГЛИКОЗИЛАЗЫ Е. COLIC ФОСФАТНЫМИ ГРУППАМИ ДНК (ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ).

2.1. Экспрессия и выделение формамидопиримидин-ДНК гликозилазы Е. coli.

2.2. Дизайн и синтез модифицированных ДНК-дуплексов, содержащих пирофосфатные и замещенные пирофосфатные межнуклеотидные группы

2.3. Исследование структуры модифицированных ДНК-дуплексов комбинированным методом квантовой и молекулярной механики.

2.3.1. Выбор модельной системы.

2.3.2. Оптимизация геометрических параметров.

2.3.3. Сравнение теоретических и экспериментальных данных для структуры немодифицированного ДНК-дуплекса.

2.3.4. Влияние пирофосфатной и реакционноспособной О-этилзамещенной пирофосфатной групп на структуру ДНК-дуплексов.

2.3.5. Электронное строение пирофосфатной и О-этилзамещенной пирофосфатной групп в составе ДНК.

2.4. Специфическое связывание модифицированных ДНК-дуплексов с формамидопиримидин-ДНК гликозилазой Е. coli.

2.4.1. Определение констант диссоциации комплексов модифицированных аналогов субстратов с ферментом.

2.4.2. Доказательство специфичности связывания.

2.5. Каталитическое расщепление модифицированных ДНК-дуплексов формамидопиримидин-ДНК гликозилазой Е. coli.

2.5.1. Определение кинетических констант каталитического расщепления модифицированных аналогов субстратов ферментом.

2.5.2. Изучение взаимодействия ДНК-дуплексов, содержащих модифицированные межнуклеотидные группы, с 8-оксогуанин-ДНК гликозилазой человека (hOggl).

2.5.3. Изучение механизма взаимодействия ферментов Fpg Е. coli и hOggl с ДНК-дуплексами, содержащими модифицированные межнуклеотидные группы в 3'- и 5'-положениях остатка 8-оксогуанозина.

2.6. Региоспецифическое ковалентное связывание Fpg Е. coli с ДНК-дуплексами, содержащими 0-этилзамещенные пирофосфатные межнуклеотидные группы.

2.7. Взаимодействие ДНК-дуплексов, содержащих замещенную пирофосфатную межнуклеотидную группу, с мутантными формами Fpg Е. coli.

2.8. Определение аминокислоты Fpg Е. coli, ковалентно связанной с фосфатной группой ДНК в положении, каталитически расщепляемом ферментом.

2.9. Схема взаимодействия Fpg Е. coli с фосфатными группами oxoG-содержащей ДНК в составе специфического фермент-субстратного комплекса в растворе.

ГЛАВА 3. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ.

3.1. Реактивы и материалы.

3.1.1. Реактивы

3.1.2. Среды для культивирования клеток.

3.1.3. Буферные растворы.

3.1.4. Олигодезоксирибонуклеотиды.

3.1.4.1. Модифицированные олигодезоксирибонуклеотиды.

3.1.4.2. Анализ синтезированных олигонуклеотидов.

3.1.5. Ферменты.

3.2. Методы.

3.2.1.Электрофорез в полиакриамидном геле в денатурирующих условиях.

3.2.2. Электрофорез в полиакриамидном геле в неденатурирующихусловиях.

3.2.3. Электрофорез в SDS-полиакриламидном геле.

3.2.4. Радиоавтография.

3.3. Общие методики.

3.3.1. Экспрессия FpgE.coli и hOggl.

3.3.2. Выделение Fpg Е. coli.

3.3.3. Выделение hOggl.

3.3.4. 5'-[ PJ-Фосфорилирование олигонуклеотидов.

3.3.5. Синтез этиловых эфиров олигонуклеотидов.

3.3.6. Синтез модифицированных ДНК-дуплексов методом химического лигирования.

3.3.7. Получение модифицированного ДНК-дуплекса, содержащего АР-участок

3.3.8. Аминолиз и гидролиз ДНК-дуплексов, содержащих модифицированные межнуклеотидные группы.

3.3.9. Специфическое связывание модифицированных ДНК-дуплексов с

Fpg Е. coli, hOggl и мутантными формами Fpg Е. coli.

3.3.10. Каталитическое расщепление модифицированных ДНК-дуплексов

Fpg Е. coli и hOggl.

3.3.11. Расщепление межнуклеотидной фосфодиэфирной связи в ДНК-дуплексах, содержащих АР-участки.

3.3.12. Ковалентное связывание реакционноспособных аналогов субстратов с

Fpg Е. coli.

3.3.13. Протеолиз ковалентного комплекса ДНК-дуплекса IV с Fpg Е. coli.

3.3.14. Выделение олигонуклеотидо-пептидного коньюгата и расщепление ковалентной связи между олигонуклеотидным и пептидным фрагментами коньюгата.

3.3.15. Масс-спектрометрия.

3.3.16. Компьютерное моделирование.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Изучение взаимодействия фермента репарации формамидопиримидин-ДНК гликозилазы E. coli с фосфатными группами ДНК»

Репарация ДНК является фундаментальным биологическим процессом, обеспечивающим стабильность и целостность генетической информации клетки. Нарушения в системе репарации могут являться причинами преждевременного старения, заболеваний иммунной системы, кардиологических, онкологических и ряда других. Всесторонние фундаментальные исследования систем репарации ДНК и, в частности, ферментов, принимающих участие в этом процессе, ведутся в настоящее время во многих научных центрах. Особое внимание уделяется изучению ферментов, удаляющих повреждения ДНК, вызванные воздействием активного кислорода.

Активный кислород, образующийся в клетках в качестве побочного продукта метаболизма или в результате гамма-, УФ-излучения или действия химических агентов, является одним из наиболее агрессивных факторов окружающей среды, индуцирующих повреждения во всех основных клеточных компонентах, таких как ДНК, липиды, углеводы и белки. В ДНК свободные радикалы кислорода могут повреждать гетероциклические основания и углеводофосфатный остов как в результате непосредственного воздействия, так и опосредовано, например, в результате воздействия продуктов окисления мембранных липидов. Высокореакционноспособные гидроксильные радикалы и синглетный кислород способны вызывать делеционные дефекты в ДНК и приводить к летальным и мутагенным повреждениям. Целостность ДНК после таких модификаций чаще всего восстанавливается путем эксцизионной репарации оснований. На ранних этапах этого процесса участвуют специфические ферменты ДНК-А^-гликозилазы, распознающие и удаляющие повреждения в ДНК. Изучение механизма действия этих ферментов, их структуры, субстратной специфичности, особенностей взаимодействия с ДНК на разных стадиях функционирования является актуальной задачей.

Настоящая работа посвящена изучению фермента эксцизионной репарации формамидопиримидин-ДНК гликозилазы (Fpg) Escherichia coli. Этот фермент удаляет остатки 8-оксогуанозина из ДНК и играет ключевую роль в репарации повреждений ДНК, вызванных воздействием активного кислорода. Fpg Е. coli является удобной моделью для исследования механизма действия репарирующих ферментов данного класса, поскольку аминокислотные последовательности прокариотических гомологов этого белка имеют высокую степень консервативности и общие мотивы третичной структуры.

До настоящего времени основное внимание исследователей уделялось изучению взаимодействия Fpg из различных прокариотических источников с окисленным гетероциклическим основанием и крайне мало внимания уделялось исследованию контактов с фосфатными группами поврежденной ДНК. Вместе с тем эти контакты играют важнейшую роль в функционировании фермента. Так, известно, что в результате взаимодействия Fpg Е. coli с поврежденной ДНК происходят значительные конформационные изменения в ее структуре, включая расширение малой бороздки, частичное плавление и изгиб в месте повреждения, выпетливание окисленного основания из спирали ДНК. Такие фермент-зависимые изменения структуры ДНК осуществляются в основном за счет образования специфических контактов аминокислот из активного центра Fpg Е. coli с фосфатными группами ДНК в составе продуктивного фермент-субстратного комплекса. Важным обстоятельством является то, что в отличие от слабых неспецифических аддитивных взаимодействий Fpg Е. coli с фосфатными группами неповрежденной ДНК, в специфическом фермент-субстратном комплексе такие контакты многократно усиливаются, приобретают кооперативный характер и реализуются по типу взаимодействия отдельных непосредственно контактирующих групп. Детального исследования таких взаимодействий ранее не проводили.

Целью настоящей работы явилось изучение взаимодействия фермента репарации Fpg Е. coli с фосфатными группами поврежденной ДНК в составе специфического фермент-субстратного комплекса.

В ходе работы был осуществлен дизайн и синтез серии ДНК-дуплексов, содержащих одновременно остаток 8-оксо-2'-дезоксигуанозина и пирофосфатную либо реакционноспособную О-этилзамещенную пирофосфатную межнуклеотидные группы в различных положениях углеводофосфатного остова. С использованием комбинированного метода квантовой и молекулярной механики изучено влияние введенных модифицированных групп на структуру двойной спирали ДНК.

Изучено связывание и каталитическое расщепление синтезированных аналогов субстратов ферментом Fpg Е. coli. Определена значимость каждой фосфатной группы участка ДНК, взаимодействующего с белком, в функционировании фермента. Найдены новые специфические обратимые и необратимые ингибиторы Fpg Е. coli.

Проведено зондирование активного центра Fpg Е. coli с помощью реакционноспособных аналогов субстратов фермента - синтетических ДНК-дуплексов, содержащих О-этилзамещенные пирофосфатные межнуклеотидные группы. С использованием метода масс-спектрометрии и набора мутантных форм Fpg Е. coli определена аминокислота Lys-56 из активного центра фермента, которая непосредственно взаимодействует с фосфатной группой в положении ДНК, каталитически расщепляемом ферментом.

В результате анализа полученных в ходе работы экспериментальных данных предложена схема взаимодействия Fpg Е. coli с фосфатными группами поврежденной ДНК в составе специфического фермент-субстратного комплекса в растворе.

Работа содержит литературный обзор, в котором суммированы сведения о ферментах, играющих ключевую роль в репарации 8-оксогуанина.

Заключение диссертации по теме «Биоорганическая химия», Рогачева, Мария Владимировна

выводы

1. Осуществлен дизайн и синтез серии новых аналогов субстратов фермента репарации формамидопиримидин-ДНК гликозилазы (Fpg) Escherichia coli -ДНК-дуплексов, содержащих одновременно остаток 8-оксо-2'-дезоксигуанозина и пирофосфатную либо О-этилзамещенную пирофосфатную межнуклеотидные группы в различных положениях углеводофосфатного остова.

2. Впервые комбинированным методом квантовой и молекулярной механики изучено влияние введенных модификаций на структуру двойной спирали ДНК. Установлено, что введение пирофосфатных и О-этилзамещенных пирофосфатных межнуклеотидных групп не оказывает влияния на стэкинг- и уотсон-криковские взаимодействия фланкирующих пар оснований и не приводит к увеличению расстояния между соседними нуклеотидами.

3. Изучено специфическое связывание и каталитическое расщепление модифицированных ДНК-дуплексов ферментом Fpg Е. coli. Определены константы диссоциации и кинетические параметры ферментативных реакций. Выявлена значимость каждой фосфатной группы участка ДНК, покрываемого белком, в функционировании фермента.

4. Впервые синтезированы обратимые и необратимые охоО-содержащие ингибиторы Fpg Е. coli и его эукариотического аналога hOggl; изучен механизм их взаимодействия с ферментами.

5. Методом региоспецифического ковалентного связывания проведено зондирование активного центра Fpg Е. coli с помощью реакционноспособных аналогов осубстратов, содержащих О-этилзамещенные пирофосфатные группы. Выявлено семь специфических контактов нуклеофильных аминокислот фермента с фосфатными группами ДНК в составе специфического фермент-субстратного комплекса.

6. С использованием метода масс-спектрометрии и набора мутантных форм Fpg Е. coli определена аминокислота Lys-56 из активного центра фермента, которая непосредственно взаимодействует с фосфатной группой, связанной с З'-ОН 7,8-дигидре8-оксо-2'-дезоксигуанозина в положении ДНК, каталитически расщепляемом ферментом.

7. В результате анализа полученных экспериментальных данных и данных литературы предложена модель взаимодействия Fpg Е. coli с фосфатными группами охоО-содержащей ДНК в составе специфического фермент-субстратного комплекса в растворе.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Рогачева, Мария Владимировна, 2006 год

1. Shibutani S., Takeshita M., Grollman A.P. Insertion of specific bases during DNA synthesis past the oxidation-damaged base 8-oxodG. Nature (1991) 349,431-434.

2. Moriya M., Ou C., Bodepudi V., Johnson F., Takeshita M., Grollman A.P. Site-specific mutagenesis using a gapped duplex vector: a study of translesion synthesis past 8-oxodeoxyguanosine in E. coli. Mutat. Res. (1991) 254,281-288.

3. Maki H., Sekiguchi M. MutT protein specifically hydrolyses a potent mutagenic substrate for DNA synthesis. Nature (1992) 355, 273-275.

4. Tajiri T., Maki H., Sekiguchi M. Functional cooperation of MutT, MutM, and MutY proteins in preventing mutations caused by spontaneous oxidation of guanine nucleotide in Escherichia coli. Mutat. Res. (1995) 336, 257-267.

5. Yanofsky C., Cox E.C., Horn V. The unusual mutagenic specificity of an E. coli mutator gene. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. (1966) 55,274-281.

6. Akiyama M., Maki H., Sekiguchi M., Horiuchi T. A. Specific role of MutT protein: to prevent dG- dA mispairing in DNA replication. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. (1989) 86,3949-3952.

7. Michaels M. L., Tchou J., Grollman A. P., Miller J. H. A repair system for 8-Oxo-7,8-dihydrodeoxyguanine. (1992) Biochemistry 31,10964-10968.

8. Michaels M.L., Miller J.H. The GO system protects organisms from the mutagenic effect of the spontaneous lesion 8-hydroxyguanine (7,8-dihydro-8-oxoguanine). J. Bacteriol. (1992) 174, 6321-6325.

9. Michaels M.L., Cruz C., Grollman A.P., Miller J.H. Evidence that MutY and MutM combine to prevent mutations by an oxidatively damaged form of guanine in DNA. -Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. (1992) 89, 7022-7025.

10. Sekiguchi M., Tsuzuki T. Oxidative nucleotide damage: consequences and prevention. Oncogene (2002) 21, 8895-8904.

11. Bessho T., Tano K., Kasai H., Ohtsuka E., Nishimura S. Evidence for two DNA repair enzymes for 8-hydroxyguanine (7,8-dihydro-8-oxoguanine) in human cells. J. Biol. Chem. (1993) 268,19416-19421.

12. Yeh Y.C., Chang D.Y., Masin J., Lu A.L. Two nicking enzyme systems specific for mismatch-containing DNA in nuclear extracts from human cells. J. Biol. Chem. (1991)266, 6480-6484.

13. Kremer T.M., Rinne M.L., Xu Y., Chen X.M., Kelley M.R. Protection of pulmonary epithelial cells from oxidative stress by hMYH adenine glycosylase. Respiratory Research (2004) 5,1-16.

14. Nakabeppu Y. Prog. Regulation of intracellular localization of human MTH1, OGG1, and MYH proteins for repair of oxidative DNA damage. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. (2001) 68, 75-94.

15. Chetsanga C.J., Lindahl T. Release of 7-methylguanin residues whose imidazole rings have been opened from damaged DNA by a DNA glycosylase from Escherichia coli. Nucleic Acids Res. (1979) 6, 3673-3684.

16. Chetsanga C.J., Lozon M., Makaroff C., Savage L. Purification and characterization of Escherichia coli formamidopyrimidine-DNA glycosylase that excises damaged 7-methylguanine from deoxyribonucleic acid. Biochemistry (1981) 20, 5201-5207.

17. O'Connor T.R., Boiteux S., Laval J. Ring-opened 7-methylguanine residues in DNA are a block to in vitro DNA synthesis. Nucleic Acids Res. (1988) 16, 5879-5894.

18. Tchou J., Kasai H., Shibutani S., Chung M.H., Laval J., Grollman A.P., Nishimura S. 8-oxoguanine (8-hydroxyguanine) DNA glycosylase and its substrate specificity. Proc. Natl. Acad. Sei. U.S.A. (1991) 88,4690-4694.

19. Boiteux S., O'Connor T.R., Lederer F., Gouyette A., Laval J. Homogeneous Escherichia coli FPG protein. A DNA glycosylase which excises imidazole ring-opened purines and nicks DNA at apurinic/apyrimidinic sites. J. Biol Chem. (1990) 265,3916-3922.

20. Boiteux S., O'Connor T.R., Laval J. Formamidopyrimidine-DNA glycosylase of Escherichia coli: cloning and sequencing of the fpg structural gene and overproduction of the protein. EMBOJ. (1987) 6, 3177-3183.

21. Mikawa T., Kato R., Sugahara M., Kuramitsu S. Thermostable repair enzyme for oxidative DNA damage from extremely thermophilic bacterium, Thermus thermophilus HB8. Nucleic Acids Res. (1998) 26, 903-910.

22. Fromme J.C., Verdine G.L. Structural insights into lesion recognition and repair by the bacterial 8-oxoguanine DNA glycosylase MutM. Nature Struct. Biol. (2002) 9, 544-552.

23. Serre, L., Jesus P.K., Boiteux S., Zelwer C., Castaing B. Crystal structure of the Lactococcus lactis formamidopyrimidine-DNA glycosylase bound to an abasic site analogue-containing DNA. EMBOJ. (2002) 21, 2854-2865.

24. Gilboa R., Zharkov D.O., Golan G., Fernandes A.S., Gerchman S.E., Maty E., Kycia J.H., GroIIman A.P., Shoham G. Structure of a formamidopyrimidine DNA glycosylase-DNA complex. J. Biol. Chem. (2002) 277,19811-19816.

25. Fromme J.C., Verdine G.L. DNA lesion recognition by the bacterial repair enzyme MutM. J. Biol. Chem. (2003) 278, 51543-51548.

26. Hazra T.K, Kow Y.W., Hatahet Z., ImhoffB., Boldogh I., Mokkapati S.K., Mitra S., Izumi T. Identification and characterization of a novel human DNA glycosylase for repair of cytosine-derived lesions. J. Biol. Chem. (2002) 111, 30417-30420.

27. O'Connor T.R., Graves R.J., Murcia G., Castaing B., Laval J. Fpg protein of Escherichia coli is a zinc finger protein whose cysteine residues have a structural and/or functional role. J. Biol. Chem. (1993) 268, 9063-9070.

28. Tchou J., Michaels M.L., Miller J.H., Grollman A.P. Function of the zinc finger in Escherichia coli Fpg protein. J. Biol. Chem. (1993) 268,26738-26744.

29. Karakaya A., Jaruga P., Bohr V.A., Grollman A.P., Dizdaroglu M. Kinetics of excision of purine lesions from DNA by Escherichia coli Fpg protein. Nucleic Acids Res. (1997) 25, 474-479.

30. Leipold M.D., Muller J.G., Burrows C.J., David S.S. Removal of hydantoin products of 8-oxoguanine oxidation by the Escherichia coli DNA repair enzyme, FPG. Biochemistry (2000) 48,14984-14992.

31. Tchou J., Bodepudi V., Shibutani S., Antosheckin I., Millrer J., Grollman A.P., Johnson F. Substrate specificity of Fpg protein. Recognition and cleavage of oxidatively damaged DNA. J. Biol. Chem. (1994) 269, 15318-15324.

32. Rabow L.E., Kow Y.W. Mechanism of action of base release by Escherichia coli Fpg protein: role of lysine 155 in catalysis. Biochemistry (1997) 36,5084-5096.

33. Speina E., Ciesla J.M., Wöjcik J., Bajek M., Kusmierek J.T., Tudek B. The pyrimidine ring-opened derivative of 1 ,A^-ethenoadenine is excised from DNA by the Escherichia coli Fpg and Nth proteins. J. Biol. Chem. (2001)276,21821-21827.

34. Tretyakova N.Y., Wishnok J.S., Tannenbaum S.R. Peroxynitrite-induced secondary oxidative lesions at guanine nucleobases: chemical stability and recognition by the Fpg DNA repair enzyme. Chem. Res. Toxicol. (2000) 13,658-664.

35. Duarte V., Gasparutto D., Jaquinod M., Cadet J. In vitro DNA synthesis opposite oxazolone and repair of this DNA damage using modified oligonucleotides. Nucleic Acids Res. (2000) 28, 1555-1563.

36. Duarte V., Gasparutto D., Jaquinod M., Ravanat J.-L., Cadet J. Repair and mutagenic potential of oxaluric acid, a major product of singlet oxygen-mediated oxidation of 8-oxo-7,8-dihydroguanine. Chem. Res. Toxicol. (2001) 14,46-53.

37. Li Q., Laval J., Ludlum D.B. Fpg protein releases a ring-opened N-l guanine adduct from DNA that has been modified by sulfur mustard. Carcinogenesis (1997) 18, 1035-1038.

38. Coste F., Ober M., Carell T., Boiteux S., Zelwer C. Structural basis for the recognition of the FapydG lesion (2,6-diamino-4-hydroxy-5-formamidopyrimidine)by formamidopyrimidine-DNA glycosylase. J. Biol. Chem. (2004) 279, 4407444083.

39. Chetsanga C.J., Frenette,G.P. Excision of aflatoxin B1-imidazole ring opened guanine adducts from DNA by formamidopyrimidine-DNA glycosylase. Carcinogenesis (1983) 4, 997-1000.

40. Boiteux S., Bichara M., Fuchs R.P.P., Laval J. Excision of the imidazole ring-opened form of iV-2-aminofluorene-C(8)-guanine adduct in poly(dG-dC) by Escherichia coli formamidopyrimidine-DNA glycosylase. Carcinogenesis (1989) 10,1905-1909.

41. Purmal A.A., Lampman G.W., Bond J.P., Hatahet Z., Wallace S.S. Enzymatic processing of uracil glycol, a major oxidative product of DNA cytosine. J. Biol. Chem. (1998)273,10026-10035.

42. Gasparutto D., Ait-Abbas M.,. Jaquinod M, Boiteux S., Cadet J. Repair and coding properties of 5-hydroxy-5-methylhydantoin nucleosides inserted into DNA oligomers. Chem. Res. Toxicol (2000) 13,575-584.

43. Zhang Q.M., Miyabe I., Matsumoto Y., Kino K., Sugiyama H., Yonei S. Identification of repair enzymes for 5-formyluracil in DNA. Nth, Nei, and MutM proteins of Escherichia coli. J. Biol. Chem. (2000) 275, 35471-35477.

44. Jurado J., Saparbaev M., Matray T.J., Greenberg M.M., Laval J. The ring fragmentation product of thymidine C5-hydrate when present in DNA is repaired by the Escherichia coli Fpg and Nth proteins. Biochemistry (1998) 37, 7757-7763.

45. Purmal A.A., Rabow L.E., Lampman G.W., Cunningham R.P., Kow Y.W. A common mechanism of action for the iV-glycosylase activity of DNA N-glycosylase/AP lyases from E. coli and T4. Mutat. Res. (1996) 364,193-207.

46. Laval J., Jurado J., Saparbaev M., Sidorkina 0. Antimutagenic role of base-excision repair enzymes upon free radical-induced DNA damage. Mut at. Res. (1998) 402, 93102.

47. David S.S., Williams S.D. Chemistry of glycosylases and endonucleases involved in base-excision repair. Chem. Rev. (1998) 98,1221-1261.

48. Castaing B., Fourrey J.-L., Hervouet N., Thomas M., Boiteux S., Zelwer C. AP site structural determinants for Fpg specific recognition. Nucleic Acid Res. (1999) 27, 608-615.

49. Castaing B., Boiteux S., Zelwer C. DNA containing a chemically reduced apurinic site is a high affinity ligand for the E. coli formamidopyrimidine-DNA glycosylase. Nucleic Acids Res. (1992) 20, 389-394.

50. Baily V., Verly W.G., O'Connor T.R., Laval J. Mechanism of DNA strand nicking at apurinic/apyrimidinic sites by Escherichia coli formamidopyrimidine.DNA glycosylase. Biochem. J. (1989) 262, 581-589.

51. Seeberg E., Eide L., Bjoras M. The base excision repair pathway. TIBS. (1995) 20, 391-397.

52. Graves R.J., Felzenszwalb I., Laval J., O'Connor T.R. Excision of 5'-terminal deoxyribose phosphate from damaged DNA is catalyzed by the Fpg protein of Escherichia coli. J. Biol. Chem. (1992) 267,14429-14435.

53. Tchou J., Grollman A.P. The catalytic mechanism of Fpg protein. Evidence for a Schiff base intermediate and amino terminus localization of the catalytic site. J. Biol. Chem. (1995) 270,11671-11677.

54. Sidorkina O.M., Laval J. Role of lysine-57 in the catalytic activities of Escherichia coli formamidopyrimidine-DNA glycosylase (Fpg protein). Nucleic Acids Res. (1998) 26, 5351-5357.

55. Zharkov D.O., Shoham G., Grollman A.P. Structural characterization of the Fpg family of DNA glycosylases. DNA repair (2003) 2, 839-862.

56. Bruner S.D., Norman D.P.G., Verdine G.L. Structural basis for recognition and repair of the endogenous mutagen 8-oxoguanine in DNA. Nature (2000) 403, 859866.

57. Fedorova O.S., Nevinsky G.A., Koval V.V., Ishchenko A.A., Vasilenko N.L., Douglas K.T. Stopped-flow kinetic studies of the interaction between Escherichia coli Fpg protein and DNA substrates. Biochemistry (2002) 41,1520-1528.

58. Buchko G.W., Wallace S.S., Kennedy M.A. Base excision repair: NMR backbone assignments of Escherichia coli formamidopyrimidine-DNA glycosylase. J. Biomol. NMR (2002) 22, 301-302.

59. Zaika E.I., Perlow R.A., Matz E., Broyde S., Gilboa R., Grollman A.P., Zharkov D.O. Substrate discrimination by formamidopyrimidine-DNA glycosylase. J. Biol. Chem. (2004) 279, 4849-4861.

60. Amara P., Serre L., Castaing B., Thomas A. Insights into the DNA repair process by the formamidopyrimidine-DNA glycosylase investigated by molecular dynamics. Protein Science (2004) 13, 2009-2021.

61. Lavrukhin O.V., Lloyd R.S. Involvement of phylogenetically conserved acidic amino acid residues in catalysis by an oxidative DNA damage enzyme formamidopyrimidine glycosylase. Biochemistry (2000) 39, 15266-15271.

62. Plum G.E., Grollman A.P., Johnson F., Breslauer K.J. Influence of the oxidatively damaged adduct 8-oxodeoxyguanosine on the conformation, energetics, and thermodynamic stability of a DNA duplex. Biochemistry (1995) 34,16148-16160.

63. Lipscomb L.A., Peek M.E., Morningstar M.L., Verghis S.M., Miller E.M., Rich A., Essigmann J.M., Williams L.D. X-ray structure of a DNA decamer containing 7,8-dihydro-8-oxoguanine. Proc. Natl. Acad. Sei. U.S.A. (1995) 92, 719-723.

64. Oda Y., Uesugi S., Ikehara M., Nishimura S., Kawase Y., Ishikawa H., Inoue H., Ohtsuka E. NMR studies of a DNA containing 8-hydroxydeoxyguanosine. Nucleic Acids Res. (1991)19,1407-1412.

65. Rosenquist T.A., Zharkov D.O., Grollman A.P. Cloning and characterization of a mammalian 8-oxoguanine DNA glycosylase. Proc. Natl Acad. Sei. U.S.A. (1997) 94, 7429-7434.

66. Murphy T.M., George A. A comparison of two DNA base excision repair glycosylases from Arabidopsis thaliana. BBRC (2005) 329, 869-872.

67. Dany A.L., Tissier A. A functional Oggl homolog from Arabidopsis thalidna. Mol. Genet. Genom. (2001)265,293-301.

68. Garcia-Ortiz M.V., Ariza R., Roldan-Arjona T. An Oggl ortholog encoding a functional 8-oxoguanine DNA glycosylase/lyase in Arabidopsis thaliana. Plant Mol. Biol. (2001) 47, 795-804.

69. Lu R., Nash H.M., Verdine G.L. A mammalian DNA repair enzyme that excises oxidatively damaged guanines maps to a locus frequently lost in lung cancer. Curr. Biol. (1997) 7, 397-407.

70. Radicella J.P., Dherin C., Desmaze C., Fox M.S., Boiteux S. Cloning and characterization of hOGGl, a human homolog of the OGG1 gene of Saccharomyces cerevisiae. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. (1997) 94, 8010-8015.

71. Arai K., Morishita K., Shinmura K., Kohno T., Kim R.-S., Nohmi T., Taniwaki M., Ohwada S., Yokota J. Cloning of a human homolog of the yeast OGG1 gene that is involved in the repair of oxidative DNA damage. Oncogene (1997) 14,2857-2861.

72. Boiteux S., Radicella J.P. The human OGG1 gene: structure, functions and its implication in the process of carcinogenesis. Arch. Biochem. Biophys. (2000) 377,18.

73. Scharer O.D., Jiricny J. Recent progress in the biology, chemistry and structural biology of DNA glycosylases. BioEssays (2001) 23,270-281.

74. Nash H.M., Lu R., Lane W.S., Verdine G.L. The critical active-site amine of the human 8-oxoguanine DNA glycosylase, hOggl: direct identification, ablation and chemical reconstitution. Chem. Biol. (1997) 4, 693-702.

75. Girard P.M., Guibourt N., Boiteux S. The Oggl protein of Saccharomyces cerevisiae: a 7,8-dihydro-8-oxoguanine DNA glycosylase/AP lyase whose lysine 241 is a critical residue for catalytic activity. Nucleic Acids Res. (1997) 25, 32043211.

76. Norman D.P.G., Bruner S.D., Verdine G.L. Coupling of substrate recognition and catalysis by a human base-excision DNA repair protein. J. Am. Chem. Soc. (2001) 123, 359-360.

77. Fromme J.C., Bruner S.D., Yang W., Karplus M., Verdine G.L. Product-assisted catalysis in base-excision DNA repair. Nat. Struct. Biol. (2003) 10, 204-211.

78. Bjoras M., Seeberg E., Luna L., Pearl L.H., Barrett T.E. Reciprocal "flipping" underlies substrate recognition and catalytic activation by the human 8-oxo-guanine DNA glycosylase. J. Mol. Biol. (2002) 317,171-177.

79. Zharkov D.O., Rosenquist T.A., Gerchman S.E., Grollman A.P. Substrate specificity and reaction mechanism of murine 8-oxoguanine-DNA glycosylase. J. Biol. Chem. (2000) 275, 28607-28617.

80. Girard P.M., D'Ham C., Cadet J., Boiteux S. Opposite basedependent excision of 7,8-dihydro-8-oxoadenine by the Oggl protein of Saccharomyces cerevisiae. Carcinogenesis (1998) 19,1299-1305.

81. Shinmura K., Kasai H., Sasaki A., Sugimura H., Yokota J. 8-Hydroxyguanine (7,8-dihydro-8-oxoguanine) DNA glycosylase and AP lyase activities of hOGGl protein and their substrate specificity. Mutat. Res. (1997) 385, 75-82.

82. Bjoras M., Luna L., Johnsen B., Hoff E., Haug T., Rognes T., Seeberg E. Opposite base-dependent reactions of a human base excision repair enzyme on DNA containing 7,8-dihydro-8-oxoguanine and abasic sites. EMBO J. (1997) 16, 63146322.

83. Hazra T.K., Izumi T., Maidt L., Floyd R.A., Mitra S. The presence of two distinct 8-oxoguanine repair enzymes in human cells: their potential complementary roles in preventing mutation. Nucleic Acids Res. (1998) 26, 5116-5122.

84. Sandigursky M., Yacoub A., Kelly M.R., Xu Y., Franklin W.A., Deutsch W.A. The yeast 8-oxoguanine DNA glycosylase (Oggl) contains a DNA deoxyribophosphodiesterase (dRpase) activity. Nucleic Acids Res. (1997) 25, 45574561.

85. Bruner S.D., Nash H.M., Lane W.S., Verdine G.L. Repair of oxidatively damaged guanine in Saccharomyces cerevisiae by an alternative pathway. Curr. Biol. (1998) 8, 393-403.

86. Scott A.D., Neishabury M., Jones D.H., Reed S.H., Boiteux S., Waters R. Spontaneous mutation, oxidative DNA damage and the roles of base and nucleotide excision repair in the yeast Saccharomyces cerevisiae. Yeast (1999) 15, 205-218.

87. Norman D.P.G., Chung S.J., Verdine G.L. Structural and Biochemical exploration of a critical amino acid in human 8-oxoguanine glycosylase. Biochemistry (2003) 42, 1564-1572.

88. Verdine G.L., Bruner S.D. How do DNA repair proteins locate damaged bases in the genome? Chem. Biol. (1997) 4, 329-334.

89. Banerjee A., Yang W., Karplus M., Verdine G. Structure of a repair enzyme interrogating undamaged DNA elucidates recognition of damaged DNA. Nature (2005) 434,612-618.

90. Blainey P.C., van Oijen A.M., Banerjee A., Verdine G.L., Xie X.S. A base-excision DNA-repair protein finds intrahelical lesion bases by fast sliding in contact with DNA. Proc. Natl Acad. Sei. U. S. A. (2006) 103,5752-5757.

91. Bulychev N.V., Varaprasad C.V., Dorman G., Miller J.H., Eisenberg M., Grollman A.P., Johnson F. Substrate specificity of Escherichia coli MutY protein. Biochemistry (1996) 35,13147-13156.

92. Zhang Q.-M., Ishikawa N., Nakahara T., Yonei S. Escherichia coli MutY protein has a guanine-DNA glycosylase that acts on 7,8-dihydro-8-oxoguanine:guanine mispair to prevent spontaneous G:C->C:G transversions. Nucleic Acids Res. (1998) 26, 4669-4675.

93. Guan Y, Manuel R.C., Arvai A.S., Parikh S.S., Mol S.D., Miller J.H., Lloyd R.S., Tainer J.A. MutY catalytic core, mutant and bound adenine structures define specificity for DNA repair enzyme superfamily. Nature Struct. Biol. (1998) 5, 10581064.

94. Noll D.M., Gogos A., Granek J.A., Clarke N.D. The C-terminal domain of the adenine-DNA glycosylase MutY confers specificity for 8-oxoguanine-adenine mispairs and may have evolved from MutT, an 8-oxo-dGTPase. Biochemistry (1999) 38, 6374-6379.

95. Volk, D.E., House P.G., Thiviyanathan V., Luxon B.A., Zhang S, Lloyd R.S., gorenstein D.G. Structural similarities between MutT and the C-terminal domain of MutY. Biochemistry (2000) 39, 7331-7336.

96. Fromme J.C., Banerjee A., Huang S.J., Verdine G.L. Structural basis for removal of adenine mispaired with 8-oxoguanine by MutY adenine DNA glycosylase. Nature (2004) 427, 652-656.

97. Porello S.L., Leyes A.E., David S.S. Single-turnover and pre-steady-state kinetics of the reaction of the adenine glycosylase MutY with mismatch-containing DNA substrates. Biochemistry (1998) 37,14756-14764.

98. Lu A.L., Tsai-Wu J.-J., Cillo J. DNA determinants and substrate specificities of Escherichia coli MutY. J. Biol. Chem. (1995) 270, 23582-23588.

99. Manuel R.C., Lloyd R.S. Cloning, overexpression, and biochemical characterization of the catalytic domain of MutY. Biochemistry (1997) 36,11140-11152.

100. Porello S.L., Williams S.D., Kuhn H., Michaels M.L., David S.S. Specific recognition of substrate analogs by the DNA mismatch repair enzyme MutY. J. Am. Chem. Soc. (1996) 118,10684-10692.

101. Kamiya H., Kasai H. 2-Hydroxyadenine in DNA is a very poor substrate of the Escherichia coli MutY protein. J. Radiat. Res. (2000) 41, 349-354.

102. Williams S.D., David S.S. Evidence that MutY is a monofunctional glycosylase capable of forming a covalent Schiff base intermediate with substrate DNA. Nucleic Acids Res. (1998)26, 5123-5133.

103. Dodson M.L., Michaels M.L., Lloyd R.S. Unified catalytic mechanism for DNA glycosylases. J. Biol. Chem. (1994) 269, 32709-32712.

104. Manuel R.C., Hitomi K., Arvai A.S., House P.G., Kurtz A.J., Dodson M.L., McCullough A.K., Tainer J.A., Lloyd R.S. Reaction intermediates in the catalytic mechanism of Escherichia coli MutY DNA glycosylase. J. Biol. Chem. (2004) 279, 46930^16939.

105. Tsai-Wu J., Liu H., Lu A. Escherichia coli MutY protein has both N-glycosylase and apurinic/apyrimidinic endonuclease activities on A-C and A-G mispairs. Proc. Natl. Acad. Sei. U.S.A. (1992) 89, 8779-8783.

106. Chepanoske C.L., Porello S.L., Fujiwara T., Sugiyama H., David S.S. Substrate recognition by Escherichia coli MutY using substrate analogs. Nucleic Acids Res. (1999)27,3197-3204.

107. McAuley-Hecht K.E., Leonard G.A., Gibson N.J., Thomson J.B., Watson W.P., Hunter W.N., Brown T. Crystal structure of a DNA duplex containing 8-hydroxydeoxyguanine-adenine base pairs. Biochemistry (1994) 33,10266-10270.

108. Bernards A.S., Miller J.K., Bao K.K., Wong I. Flipping duplex DNA inside out: a double base-flipping reaction mechanism by Escherichia coli MutY adenine glycosylase. J. Biol. Chem. (2002) 277,20960-20964.

109. McGoldrick J.P., Yeh Y.C., Solomon M., Essigmann J.M., Lu A.L. Characterization of a mammalian homolog of the Escherichia coli MutY mismatch repair protein. Mol. Cell Biol. (1995) 15, 989-996.

110. Ushijima Y., Tominaga Y., Miura T., Tsuchimoto D., Sakumi K., Nakabeppu Y. Afunctional analysis of the DNA glycosylase activity of mouse MUTYH protein excising 2-hydroxyadenine opposite guanine in DNA. Nucleic Acids Res. (2005) 33, 672-682.

111. Bessman M.J., Bullions L.C., Bhatnagar S.K., Braden B.C., Love W.E. Crystallization and preliminary X-ray diffraction studies on the mutT nucleoside triphosphate pyrophosphohydrolase of Escherichia coli. J. Biol. Chem. (1991) 266, 9055-9056.

112. Akiyama M., Horiuchi T., Sekiguchi M. Molecular cloning and nucleotide sequence of the mutT mutator of Escherichia coli that cause A:T to C:G transversion. Mol. Gen. Genet. (1987)206, 9-16.

113. Abeygunawardana C., Weber D.J., Gittis A.G., Frick D.N., Lin J., Miller A.-F., Bessman M.J., Mildvan A.S. Solution structure of the MutT enzyme, a nucleoside triphosphate pyrophosphohydrolase. Biochemistry (1995) 34,14997-15005.

114. Nakamura T., Doi T., Sekiguchi M., Yamagata Y. Crystallization and preliminary X-ray analysis of Escherichia coli MutT in binary and ternary complex forms. Acta Cryst. (2004) D60,1641-1643.

115. Lin J., Abeygunawardana C., Frick D.N., Bessman M.J., Mildvan A.S. Solution structure of the quaternary MutTM2+- AMPCPP-M2+ complex and mechanism of its pyrophosphohydrolase action. Biochemistry (1997) 36,1199-1211.

116. Massiah M.A., Saraswat V., Azurmendi H.F., Mildvan A.S. Solution structure and NH exchange studies of the MutT pyrophosphohydrolase complexed with Mg2+ and 8-Oxo-dGMP, a tightly bound product. Biochemistry (2003) 42,10140-10154.

117. Frick D.N., Weber D.J., Gillespie J.R., Bessman M.J., Mildvan A.S. Dual divalent cation requirement of the MutT dGTPase. J. Biol. Chem. (1994)269, 1794-1803.

118. Taddei F., Hayakawa H., Bouton M., Cirinesi A., Matic I., Sekiguchi M., Radman M. Counteraction by MutT protein of transcriptional errors caused by oxidative damage. Science (1997) 278,128-130.

119. Ito R., Hayakawa H., Sekiguchi M., Ishibashi T. Multiple enzyme activities of Escherichia coli MutT protein for sanitization of DNA and RNA precursor pools. Biochemistry (2005) 44, 6670-6674.

120. Weber D.J., Bhatnagar S.K., Bullions L.C., Bessman M.J., Mildvan A.S. NMR and isotopic exchange studies of the site of bond cleavage in the MutT reaction. J. Biol. Chem. (1992) 267,16939-16942.

121. Saraswat V., Massiah M.A., Lopez G., Amzel L.M., Mildvan A.S. Interactions of the products 8-oxo-dGMP, dGMP, and pyrophosphate with the MutT nucleoside triphosphate pyrophosphohydrolase. Biochemistry (2002) 41,15566-15577.

122. Xia Z., Azurmendi H.F., Mildvan A.S. Transient state kinetic studies of the MutT-catalyzed nucleoside triphosphate pyrophosphohydrolase reaction. Biochemistry (2005) 44,15334-15344.

123. Kamath A.V., Yanofsky C. Sequence and characterization of mutT from Proteus vulgaris. Gene (1993) 134, 99-102.

124. Kakuma T., Nishida J., Tsuzuki T., Sekiguchi M. Mouse MTH1 protein with 8-oxo-7,8-dihydro-2'-deoxyguanosine 5'-triphosphatase activity that prevents transversion mutation. cDNA cloning and tissue distribution. J. Biol. Chem. (1995) 270, 2594225948.

125. Sakumi K., Furuichi M., Tsuzuki T., Kakuma T., Kawabata S., Maki H., Sekiguchi M. Cloning and expression of cDNA for a human enzyme that hydrolyzes 8-oxodGTP, a mutagenic substrate for DNA synthesis. J. Biol. Chem. (1993) 268, 2352423530.

126. Nakabeppu Y. Molecular genetics and structural biology of human MutT homolog, MTH1. Mutat. Res. (2001) 477, 59-70.

127. Hayakawa H., Taketomi A., Sakumi K., Kuwano M., Sekiguchi M. Generation and elimination of 8-oxo-7,8-dihydro-2'-deoxyguanosine 5'-triphosphate, a mutagenic substrate for DNA synthesis, in human cells. Biochemistry (1995) 34, 89-95.

128. Mclennan A.G. The mutT motif family of nucleotide phosphohydrolases in man and human pathogens, Int. J. Mol. Med. (1999) 4, 79-89.

129. Sakai Y., Furuichi M., Takahashi M., Mishima M., Iwai S., Shirakawa M., Nakabeppu Y. A molecular basis for the selective recognition of 2-hydroxy-dATP and 8-oxo-dGTP by human MTH1. J. Biol. Chem. (2002) 277, 8579-8587.

130. Fujii Y., Shimokawa H., Sekiguchi M., Nakabeppu Y. Functional significance of the conserved residues for the 23-residue module among MTH1 and MutT family proteins. J. Biol. Chem. (1999)274,38251-38259.

131. Mo J.-Y., Maki H., Sekiguchi M. Hydrolytic elimination of a mutagenic nucleotide, 8-oxodGTP, by human 18-kilodalton protein: Sanitization of nucleotide pool. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. (1992) 89,11021-11025.

132. Hayakawa H., Hofer A., Thelander L., Kitajima S., Cai Y., Oshiro S., Yakushiji H., Nakabeppu Y., Kuwano M., Sekiguchi M. Metabolic fate of oxidized guanine ribonucleotides in mammalian cells. Biochemistry (1999) 38, 3610-3614.

133. Ishibashi T., Hayakawa H., Ito R., Miyazawa M., Yamagata Y., Sekiguchi M. Mammalian enzymes for preventing transcriptional errors caused by oxidative damage. Nucleic Acids Res. (2005) 33, 3779-3784.

134. Cai J.P., Ishibashi T., Takagi Y., Hayakawa H., Sekiguchi M. Mouse MTH2 protein which prevents mutations caused by 8-oxoguanine nucleotides. Biochem. Biophys. Res. Commun. (2003)305,1073-1077.

135. Sekiguchi M. MutT-related error avoidance mechanism for DNA synthesis. Genes Cells (1996) 1,139-145.

136. Ishibashi T., Hayakawa H., Sekiguchi M. A novel mechanism for preventing mutations caused by oxidation of guanine nucleotides. EMBO reports (2003) 4, 479483.

137. Fujikawa K., Kamiya H., Yakushiji H., Fujii Y., Nakabeppu Y., Kasai H. The oxidized forms of dATP are substrates for the human MutT homologue, the hMTHl protein. J. Biol. Chem. (1999) 274,18201-18205.

138. Fujikawa K., Kamiya H., Yakushiji H., Nakabeppu Y., Kasai H. Human MTH1 protein hydrolyzes the oxidized ribonucleotide, 2-hydroxy-ATP. Nucleic Acids Res. (2001)29, 449-454.

139. Yoshimura D., Sakumi K., Ohno M., Sakai Y., Furuichi M., Iwai S., Nakabeppu Y. An oxidized purine nucleoside triphosphatase, MTH1, suppresses cell death caused by oxidative stress. J. Biol. Chem. (2003) 278, 37965-37973.

140. Boiteux S., Gellon L., Guibourt N. Repair of 8-oxoguanine in Saccharomyces cerevisiae: interplay of DNA repair and replication mechanisms. Free Radic. Biol. Med. (2002) 32, 1244-1253.

141. Ishchenko A.A., Yang X., Ramotar D., Saparbaev M. The 3'->5' exonuclease of Apnl provides an alternative pathway to repair 7,8-dihydro-8-oxodeoxyguanosine in Saccharomyces cerevisiae. Mol. Cell. Biol (2005) 25, 6380-6390.

142. Ames B.N., Gold L.S., Willett W.C. The causes and prevention of cancer. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. (1995) 92, 5258-5265.

143. Kasai H., Nishimura S. Oxidative stress: Oxidants and Antioxidants. (1991) 4, 99116.

144. Richter С., Park J.-W., Ames B.N. Normal oxidative damage to mitochondrial and nuclear DNAis extensive. Proc. Natl. Acad. Sci. USA (1988) 85, 6465-6467.

145. Olinski R., Gackowski D., Rozalski R., Foksinski M., Bialkowski K. Oxidative DNA damage in cancer patients: a cause or a consequence of the disease development? Mutat. Res. (2003) 531,177-190.

146. Lindahl T. Instability and decay of the primary structure of DNA. Nature (1993) 362,709-715.

147. Gedik C.M., Boyle S.P., Wood S.G., Vaughan N.J., Collins A.R. Oxidative stress in humans: validation of biomarkers of DNA damage. Carcinogenesis (2002) 23,14411446.

148. Hollstein M., Shomer В., Greenblatt M., Soussi Т., Hovig E., Montesano R., Harris C.C. Somatic point mutations in the p53 gene of human tumors and cell lines: updated compilation. Nucleic Acids Res. (1996) 24, 141-146.

149. Kamiya H., Miura K., Ishikawa H., Inoue H., Nishimura S., Ohtsuka E. c-Ha-ras containing 8-hydroxyguanine at codon 12 induces point mutations at the modified and adjacent positions. Cancer Res. (1992)52, 3483-3485.

150. Beckman K.B. Ames B.N. The free radical theory of aging matures. Physiol. Rev. (1998) 78, 547-581.

151. Кузнецова СЛ., Ивановская М.Г., Шабарова З.А. Химические реакции в двуспиральных нуклеиновых кислотах. IX. Направленное введение замещенных пирофосфатных связей в структуру ДНК. Биоорг. химия. (1990) 16,219-225.

152. Shabarova Z.A. Design and applications of single and double stranded DNA analogs. Nucleic Acids Res. Symp. Ser. (1991) 24, 99-102.

153. Ищенко A.A., Булычев H.B., Жарков Д.О., Максакова Г.А., Джонсон Ф., Невинский Г.А. Выделение 8-оксогуанин-ДНК гликозилазы из Escherichia coli и исследование субстратной специфичности фермента Мол. биология. (1997) 31,332-337.

154. Bradford М.М. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem. (1976) 72,248-254.

155. Castaing В., Geiger A., Seliger H., Nehls P., Laval J., Zelwer C., Boiteux S. Cleavage and binding of a DNA fragment containing a single 8-oxoguanine by wild type and mutant Fpg proteins. Nucleic Acids Res. (1993) 21, 2899-2905.

156. Sheflyan G.Y., Kubareva Е.А., Volkov Е.М., Oretskaya T.S., Gromova E.S., Shabarova Z.A. Chemical cross-linking of Mval and EcoRII enzymes to DNA duplexes containing monosubstituted pyrophosphate internucleotide bond, Gene (1995) 157, 187-190.

157. Sheflyan G., Kubareva E.A., Kuznetsova S.A., Karyagina A.S., Nikolskaya II, Gromova E.S., Shabarova Z.A. Cross-linking of SsoII restriction endonuclease to cognate and non-cognate DNAs. FEBS Lett. (1996) 390, 307-310.

158. Kozlov I.A., Kubareva Е.А., Ivanovskaya M.G., Shabarova Z.A. Design of new reagents on the base of DNA duplexes for irreversible inhibition of transcription factor NF-kappa p. Antisense and Nucleic Acids Drug. Dev. (1997) 7, 279-289.

159. Kubareva E.A., Fedorova O.A., Gottikh M.B., Tanaka H., Malvy C., Shabarova Z.A. NF-kappa P p50 subunit cross-linking to DNA duplexes, containing a monosubstituted pyrophosphate internucleotide bond. FEBS Lett. (1996) 381, 35-38.

160. Каневский И.Э., Кузнецова С.А., Волков Е.М., Шабарова З.А. Синтез и свойства ковалентно связанных ДНК-дуплексов, содержащих замещенную пирофосфатную группировку между комплементарными цепями. Мол. биология. (1996) 30,1144-1157.

161. Шабарова З.А. Химия нуклеиновых кислот. Мир, Москва (1994) 133-135.

162. Долинная Н.Г., Пурмаль А.А., Друца B.JL, Шабарова З.А. Синтез и свойства конкатемерных ДНК-дуплексов с модифицированными межнуклеотидными связями. Вестн. Моск. Унт. Сер. 2:Хим. (1986) 27, 520-524.

163. Bakowies D., Thiel W. Hybrid models for combined quantum mechanical and molecular mechanical approaches. J. Phys. Chem. (1996) 100,10580-10594.

164. Wing R., Drew H., Takano Т., Broka C., Tanaka S., Itakura K., Dickerson R.E. Crystal structure analysis of a complete turn of B-DNA. Nature (1980) 287, 755758.

165. Shui X., Mcfail-Isom L., Hu G.G., Williams L.D. The B-DNA dodecamer at high resolution reveals a spine of water on sodium. Biochemistry (1998) 37, 8341-8355.

166. Young M.A., Ravishanker G., Beveridge D.L. A 5-nanosecond molecular dynamics trajectory for B-DNA: analysis of structure, motions, and solvation. Biophys. J., (1997) 73,2313-2336.

167. McConnell K.L., Beveridge D.L. DNA structure: what's in charge? J. Mol. Biol. (2000) 304, 803-820.

168. Nerdal W., Hare D.R., Reid B.R. Solution structure of the ЕсоШ DNA sequence: refinement of NMR-derived distance geometry structures by NOESY spectrum back-calculations. Biochemistry (1989) 28,10008-10021.

169. Lane A.N., Jenkins T.C., Brown Т., Neidle S. Interaction of berenil with the ЕсоШ dodecamer d(CGCGAATTCGCG)2 in solution studied by NMR. Biochemistry (1991)30,1372-1385.

170. Wu Z., Delaglio F., Tjandra N., Zhurkin V.B., Bax A. Overall structure and sugar dynamics of a DNA dodecamer from homo- and heteronuclear dipolar couplings and 31P chemical shift anisotropy. J. Biomol. NMR. (2003) 26, 297-315.

171. Humphrey, W., Dalke, A., Schulten, K. VMD Visual Molecular Dynamics. J. Molec. Graphics. (1996) 14, 33-38.

172. Немухин A.B., Григоренко Б.Л., Грановский A.A. Молекулярное моделирование с использованием программы PC GAMES S: от двухатомных молекул до ферментов. Вестн. Моск. У нив. (2004) 45, 75.

173. Lavery R., Sklenar H. The definition of generalized helicoidal parameters and of axis curvature for irregular nucleic acids. J. Biomol. Struct. Dyn. (1988) 6, 63-91.

174. Reed A.E., Weinstock R.B., Weinhold F. Natural population analysis. J. Chem. Phys. (1985) 83,735-,

175. Thorogood H., Grasby J.A., Connolly B.A. Influence of the phosphate backbone on the recognition and hydrolysis of DNA by the EcoRN restriction endonuclease. J. Biol. Chem. (1996)271, 8855-8862.

176. Verdine V.L., Norman D.P.G. Covalent trapping of protein-DNA complexes. Annu. Rev. Biochem. (2003) 72, 337.

177. Ischenko A.A., Saparbaev M.K., Alternative nucleotide incision repair pathway for oxidative DNA damage. Nature (2002) 415,183-187.

178. Kubareva E.A., Vasilenko N.L., Vorobjeva O.V., Volkov E.M., Oretskaya T.S., Korshunova G.A., Nevinsky G.A. Role of DNA definite structural elements in interaction with repair enzyme uracil-DNA glycosylase. Biochem. Mol. Biol. Int. (1998) 46, 597-606.

179. Speina E., Ciesla J.M., Graziewicz M.A., Laval J., Kazimierczuk Z., Tudek B. Inhibition of DNA repair glycosylases by base analogs and tryptophan pyrolysate, Trp-P-1, Acta Biochim. Pol. (2005) 52,167-178.

180. Wiederholt C.J., Delaney M.O., Greenberg M.M. Interaction of DNA containing Fapy-dA or its C-nucleoside analogues with base excision repair enzymes.1.plications for mutagenesis and enzyme inhibition. Biochemistry (2002) 41,1583815844.

181. Karplus M. Molecular Dynamics of Biological Macromolecules: A Brief History and Perspective. Biopolymers (2003) 68, 350-358.

182. Шефлян Г.Я., Кубарева E.A., Громова E.C. Методы ковалентного присоединения нуклеиновых кислот и их производных к белкам. Успехи химии. (1996) 65, 765-781.

183. Каневский И.Э., Кузнецова С.А. Синтез реакционноспособных аналогов нуклеиновых кислот и их применение для изучения структуры и функций биополимеров. Успехи химии. (1998) 67, 688-704.

184. Зацепин Т.С., Долинная Н.Г., Кубарева Е.А., Ивановская М.Г., Метелев В.Г., Орецкая Т.С. Ковалентное связывание модифицированных НК к белкам как метод изучения специфических белково-нуклеиновых взаимодействий. Успехи химии. (2005) 74, 84-103.

185. Ищенко А.А., Булычев Н.В., Максакова Г.А., Джонсон Ф., Невинский Г.А. Взаимодействие 8-оксогуанини-ДНК-гликозилазы из Escherichia coli с одноцепочечными дезоксирибоолигонуклеотидами и их комплексами. Мол. биология. (1998)32, 549-558.

186. Zharkov D.O., Ishchenko A.A., Douglas К.Т., Nevinsky G.A. Recognition of damaged DNA by Escherichia coli Fpg protein: insights from structural and kinetic data. Mutat. Res. (2003) 531,141-156.

187. Невинский Г.А. Роль слабых специфических и неспецифических взаимодействий в узнавании и превращении ферментами поврежденных ДНК. Мол. биология (2004) 38, 756-785

188. Harris Т.К., Turner G.J. Structural basis of perturbed pKa values of catalytic groups in enzyme active sites. IUBMB Life (2002) 53, 85-98.

189. Johansen M.E., Muller J.G., Xu X., Burrows C.J. Oxidatively induced DNA-protein cross-linking between single-stranded binding protein and oligodeoxynucleotides containing 8-oxo-7,8-dihydro-2'-deoxyguanosine. Biochemistry (2005) 44, 56605671.

190. Нарышкин Н. Региоспецифическое ковалентное связывание РНК, содержащих активные группы, с регуляторными белками ВИЧ. Диссертация к.х.н. Москва (1996) 107-119.

191. Sidorkina О., Dizdaroglu М., Laval J. Effect of single mutations on the specificity of Escherichia coli FPG protein for excision of purine lesions from DNA damaged by free radicals. Free Radic. Biol. Med. (2001) 31, 816-823.

192. Sidorkina O.M., Laval J. Role of the N-terminal proline residue in the catalytic activities of the Escherichia coli Fpg protein. J. Biol. Chem. (2000) 275, 9924-9929.

193. Back, J. W., de Jong, L., Muijsers, A. O., and de Koster, C. G. Chemical Cross-linking and Mass Spectrometry for Protein Structural Modeling. J. Mol. Biol. (2003) 331,303-313.

194. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature (1970) 227, 680-685.

195. Kubareva E.A., Volkov E.M., Vinogradova N.L., Kanevsky I.A., Oretskaya T.S., Kuznetsova S.A., Brevnov M.G., Gromova E.S., Nevinsky G.A., Shabarova Z.A. Modified substrates as probes for studying uracil-DNA glycosylase. Gene. (1995) 157,167-171.

196. Glendening E.D., Badenhoop J.K., Reed A.E., Carpenter J.E., Bohmann J.A, Morales C.M., Weinhold F. NBO 5.0 Theoretical Chemistry Institute, University of Wisconsin, Madison (2001).