Структурная организация субдоменов интерфазных ядер и митотических хромосом тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.04, кандидат наук Шеваль, Евгений Валерьевич

• Шеваль, Евгений Валерьевич
• кандидат наук
• 2013

Оглавление диссертации кандидат наук Шеваль, Евгений Валерьевич

ОГЛАВЛЕНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы

Цель исследования

Задачи исследования

Научная новизна работы

Теоретическая и научно-практическая значимость работы

Основные положения, выносимые на защиту

Апробация работы

Публикации по теме диссертации

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Радиально-петельная модель организации митотической хромосомы

Экспериментальные подходы к визуализации хромосомного скэффолда

митотических хромосомах

Радиальные петли и спирализация хром ant ид

Структурная роль белков хромосомного скэффолда

Хромосомный скэффолд как система дискретных сшивок

Подвижность белков скэффолда

Высшие уровни компактизации хроматина в митотических

хромосомах

Молекулярная организация элементарных хромонем

Заключение

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Культура клеток

Получение ядерного матрикса/хромосомного скэффолда in situ

Иммуноцитохимическое окрашивание

Хромосомные препараты

Электронная микроскопия

Иммуноэлектронная микроскопия

Корреляционная световая и электронная микроскопия

\\ 41 \ I

М"

tb

fr1

\ л,

Выявление фокусов транскрипции

Выявление эу- и гетерохроматина в составе митотических хромосом

Синхронизация культуры клеток

Фиксация клеток с использованием конденсирующего буфера

Иммуноцитохимическое выявление реплицирующегося хроматина,

включившего ВЫи

Введение флуоресцентно меченного нуклеотида в клетки

Генная инженерия

Плазмиды

Фuбpuллapuн-TagRFP

Ьар2/3-ГЬАО

РЕЗУЛЬТАТЫ

Глава 1. Идентификация стадий митоза в экстрагированных клетках

Глава 2. Изучение структуры митотических хромосом после экстракции 2М

и полианионами

Результаты

Обсуждение

Глава 3. Исследование динамики формирования хромосом в профазе митоза

Результаты

Морфология хромосом в митозе

Проверка синхронизации культуры клеток и периодизация Б-фазы

Продольная дифференциация хромосом в метафазе

Динамика рано и поздно реплицирующихся фракций хроматина в

профазе и метафазе

Обсуждение

Глава 4. Исследование ультраструктурной организации хромосомного

скэффолда

Результаты

Обсуждение

Глава 5. Изучение динамики структурной организации периферического

скэффолда в митозе

Результаты

'^У1 *<л

1 I1)

Локализация В23 и pKi-67 клетках HeLa на разных стадиях митоза

этапах митоза

Локализации pKi-67 в ходе митоза (иммуноэлектронная микроскопия) 104 Ультраструктурная организация остаточных структур на разных

стадиях митоза

Белки Ki-67 и В23 не экстрагируются солью из сформированных de

novo комплексов

Обсуждение

Глава 6. Изучение организации ядерного матрикса хромоцентров

культивируемых фибробластов мыши

Результаты

Обсуждение

Глава 7. Разработка метода выявления малодоступных для специфических

антител ядрышковых антигенов

Результаты

Обсуждение

Глава 8. Изучение самоорганизации клеточных структур, индуцированной

гиперэкспрессией некоторых белков ядерной оболочки

Результаты

Основные структурные компоненты ядерной оболочки, выявляемые

при ультраструктурном исследовании клеток линии HeLa-B

Гиперэкспрессия ламина В1 приводит к избыточной продукции

ядерной оболочки

Мембраны в областях инвагинаций ядерной оболочки не содержат

поровых комплексов

Гиперэкспрессия ламина А индуцирует формирование почек и

выростов внутренней мембраны ядерной оболочки

Гиперэкспрессия нуклеопорина рот121 индуцирует формирование

комплексов эндоплазматического ретикулума

Гиперэкспрессия нуклеопорина ndcl индуцирует формирование кластеров мембран эндоплазматического ретикулума в цитоплазме

Гиперэкспрессия Ьар2[3 индуцирует формирование модифицированных

комплексов мембран эндоплазматического ретикулума

Обсуждение

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК ОСНОВНЫХ ПУБЛИКАЦИЙ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Структурная организация субдоменов интерфазных ядер и митотических хромосом»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы

Изучение структурной организации субдоменов интерфазных ядер и митотических хромосом является одним из наиболее важных и активно развивающихся разделов современной биологии. Однако до настоящего времени остаются не решенными многие ключевые вопросы. Прежде всего, речь идет о проблеме компактизации ДНК в составе митотических хромосом (Bian et al., 2012). За более чем столетнюю историю изучения сменилось несколько общепринятых и, как казалось, окончательных гипотез, однако уровень наших сегодняшних знаний в этом чрезвычайно важном вопросе явно недостаточен.

Наибольшее распространение получили две модели, принципиально по-разному трактующие морфологию хромосом. Первая из них, радиально-петельная модель, была сформулирована группой У. Лэммли (Laemmli et al., 1978), и в течение двух десятилетий эта модель была общепринятой (Swedlow, Hirano, 2003). Ключевая идея данной модели состоит в том, что в интерфазных и митотических хромосомах имеются скелетные структуры - ядерный матрикс (nuclear matrix) в интерфазе и хромосомный скэффолд (chromosome scaffold) в митозе, устойчивые к экстракции 2 М NaCl или полианионами. В составе митотических хромосом негистоновые белки, которые формируют скэффолд, локализуются в аксиальных областях. К скэффолду прикрепляется ДНК, формируя петлевые домены, компактизирующиеся при участии гистоновых белков.

Вторая модель, получившая широкое распространение в последнее десятилетие, - хромонемная модель или модель иерархического фолдинга. Современная интерпретация хромонемной модели отталкивается от многократно повторенных наблюдений о существовании в составе митотических хромосом 100—130 нм фибрилл - элементарных хромонем (Sparvoli et al., 1965; Ченцов, Поляков, 1974; Belmont et al., 1989; Matsuda et al., 2010). Недавно было показано, что кроме хромонем в составе хромосом можно выявить еще один уровень компактизации ДНК - фибриллы толщиной около 250 нм (Strukov et al., 2003) или профазные хроматиды (Kireeva et al., 2004). Таким образом, в хромонемной

I ч

I 1

1

'1 Ч'

модели хромосома трактуется как система иерархически соподчиненных уровней последовательной компактизации хроматина (нуклеосомная фибрилла —> 30 нм фибрилла —► элементарная хромонема —► профазная хроматида —* метафазная хроматида).

По-видимому, различия между этими двумя моделями являются отражением экспериментальных подходов, использовавшихся для изучения структуры хромосом (Belmont, 2002). Так, хромонемная модель основана на изучении нативных хромосом при фиксации in situ, причем, основной массив информации получен при анализе структуры компактизирующихся профазных и деконденсирующихся телофазных хромосом (Ченцов, Поляков, 1974). Важные наблюдения сделаны при искусственной деконденсации метафазных хромосом (Zatsepina et al., 1983). Данные о радиально-петельной организации хромосом получены на модели обработанных экстрагирующим раствором метафазных хромосом (Paulson, Laemmli, 1977). В этом контексте чрезвычайно актуальным представляется получение экспериментальных данных о структуре ключевого компонента радиально-петельной модели, хромосомного скэффолда, на разных этапах митоза с использованием электронно-микроскопических и иммуноцитохимических методов анализа (т.е. методов, которые оптимальны для анализа нативных хромосом).

В последние десятилетия накоплен огромный объем экспериментальных данных о еще одном структурообразующем компоненте ядра — ядерной оболочке, которая во многом определяет трехмерную упорядоченность клеточного ядра и протекающих в нем процессов (Butin-Israeli, 2012). Механизмы формирования этого "внешнего скелета" ядра изучены слабо. Изучение этого вопроса представляется крайне актуальным, так как формирование ядерной оболочки является одной из предпосылок последующего формирования трехмерной упорядоченности внутреннего пространства интерфазного ядра.

Цель исследования

Целью настоящей работы является изучение морфологической организации и механизмов формирования и поддержания структурной целостности субдоменов интерфазных ядер и митотических хромосом.

Задачи исследования

1. Исследовать структурную организацию хромосомного скэффолда с использованием методов световой и электронной микроскопии.

2. Охарактеризовать морфологию промежуточных уровней компактизации хромосом с использованием методов полной и частичной экстракции белков хроматина.

3. Определить характер взаимодействия компонентов перихромосомного слоя с остаточными структурами на протяжении митоза.

4. Изучить эффекты гиперэкспрессии белков ламина В1, ламина А, рош121, пс1с1 и Ьар2р на формирование ядерной оболочки и связанных с ней структур.

5. Выявить влияние высокой концентрации антигена на доступность внутренних районов ядрышка для специфических антител.

Научная новизна работы

Впервые установлено, что хромосомный скэффолд состоит из двух структурных доменов - периферического и аксиального. С использованием иммуноэлектронной микроскопии показано, что аксиальный домен хромосомного скэффолда содержит топоизомеразу Па, периферический домен содержит белки перихромосомного слоя (рКл-67, фибрилларин, В23/нуклеофозмин).

Разработан и апробирован оригинальный воспроизводимый метод изучения морфологии остаточных (устойчивых к экстракции) структур хромосом на всех этапах митоза. Впервые детально охарактеризована ультраструктурная организация компонентов ядерного матрикса и хромосомного скэффолда, образованных белками перихромосомного слоя. Показано, что на всех этапах митоза существуют остаточные структуры, содержащие белки

В23/нуклеофозмин и рКл-67, напротив, диффузно-распределенный нуклеоплазматический белок, не связанный со своими функциональными сайтами, под действием солевого раствора экстрагируется. Это позволяет использовать процедуры экстракции для выявления фракций белков, связанных с функциональными сайтами.

Представлены экспериментальные данные в пользу упорядоченной упаковки петлевых доменов, и получены свидетельства участия в их компактизации негистоновых белков, не входящих в состав остаточных структур. На основании полученных результатов предложена оригинальная модель организации митотических хромосом, учитывающая как существование хромосомного скэффолда и петлевых доменов, так и высших уровней компактизации хроматина (хромонем и хромомеров).

Впервые установлено, что остаточные структуры конститутивного гетерохроматина, формирующего в интерфазных ядрах фибробластов мыши хромоцентры, обладают особой ультраструктурной организацией, позволяющей отличать их от остальной сети ядерного матрикса. Ядерный матрикс фибробластов мыши состоит из четырех морфологически различимых структурных компонентов - ламина, остаточные ядрышки, внутренняя сеть ядерного матрикса и матрикс хромоцентров.

Установлено, что гиперэкспрессия отдельных белков ядерной ламины (ламина В1 и ламина А), нуклеопоринов (рош121 и пс!с1) и внутренней мембраны ядерной обололочки (Ьар2(3) влияет на формирование клеточных структур. При этом могут изменяться морфологические признаки не только тех структур, в состав которых входят изучаемые белки в норме, но и связанные с ними структуры. Влияние отдельных белков на биогенез структур свидетельствует в пользу того, что формирование ядерной оболочки происходит по пути самоорганизации.

Предложен оригинальный метод выявления белков в клеточных структурах, малодоступных для антител в силу высокого содержания в них антигенов. Показана его совместимость с одновременным анализом флуоресцентных белков и с иммуноэлектронной микроскопией.

1/

л

, „I ( ,1

Теоретическая и научно-практическая значимость работы

Настоящая работа является фундаментальным научным исследованием, в котором получены новые данные о структурной организации хромосомного скэффолда, о существовании в его составе двух обособленных доменов -аксиального и периферического. Представлены экспериментальные данные в пользу упорядоченной упаковки петлевых доменов. Предложена оригинальная модель структурной организации митотических хромосом. Обосновано положение о том, что формирование ядерной оболочки как интегрированной надмолекулярной системы происходит по типу самоорганизации. Полученные результаты расширяют существующие представления о структурной организации хроматина и хромосом.

Разработанный автором метод экстракции клеток in situ и метод выявления антигенов в малодоступных для антител клеточных структурах могут быть использованы при изучении биологии клетки.

Результаты работы внедрены в практический курс «Цитогенетика» и лекционные курсы «Клеточная биология» и «Гистология» Факультета биоинженерии и биоинформатики Московского государственного университета имени М.В. Ломоносова.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Хромосомный скэффолд состоит из двух структурно-обособленных доменов - аксиального и периферического.

2. Петлевые домены в составе хроматина компактизируются в упорядоченные надмолекулярные комплексы.

3. Компоненты перихромосомного слоя входят в состав остаточных структур (ядерного матрикса и хромосомного скэффолда) на протяжении всего клеточного цикла.

4. Формирование ядерной оболочки как интегрированной надмолекулярной системы происходит по типу самоорганизации.

Апробация работы

Результаты диссертационной работы были представлены на семинарах отдела электронной микроскопии НИИ ФХБ имени А.Н. Белозерского МГУ, на Московском семинаре по клеточной биологии, семинаре в Институте общей генетики имени Н.И. Вавилова РАН, семинаре в Институте молекулярной генетики РАН, Съездах общества клеточных биологов (2003, 2007, 2012), Всероссийских совещаниях "Структура и функции клеточного ядра" (2005, 2010), Всероссийской конференции "Внутриклеточная сигнализация, транспорт, цитоскелет" (2011), Российских конференциях по электронной микроскопии (2008, 2010), Всероссийском конгрессе "Симбиоз-2009", международной конференции с элементами научной школы "Современные проблемы бионаноскопии" (2011), совещаниях по структуре клеточного ядра (The Wilhelm Bernhard Workshop, 2005, 2011, 2013), конференциях по молекулярной биологии пикорнавирусов (Meeting of the European Study Group on the Molecular Biology of Picornaviruses, 2006, 2008), международной летней школе "Взаимодействие патогена и хозяина" (International Summer School "Pathogen-Host Interplay", 2008), симпозиумах Американского общества клеточных биологов (ASCB, 2010, 2012).

Публикации по теме диссертации

По результатам диссертационной работы опубликовано 24 статьи в журналах из списка ВАК РФ, 1 статья в сборнике, 22 материала конференций.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Особая белковая структура, называемая хромосомным скэффолдом, -ключевой элемент радиально-петельной модели митотических хромосом. В рамках этой модели постулируется, что скэффолд путем взаимодействия со специфическими сайтами ДНК обеспечивает структурную целостность хромосом на протяжении всего клеточного цикла (ЬаеттН е1 а1., 1978). Места прикрепления ДНК к скэффолду определяют границы петлевых доменов -элементарных структурно-функциональных единиц генома (Нагт, 1999).

Несмотря на то, что радиально-петельная модель до сих пор пользуется большой популярностью, многие морфологические наблюдения с позиций этой модели не получили однозначного объяснения.

Во-первых, это относится к данным о продольной дифференциации хромосом, которая проявляется при некоторых пре- и постфиксационных обработках материала. В настоящее время известно большое количество подходов, позволяющих на светооптическом и ультраструктурном уровнях воспроизводить этот феномен. Наиболее распространенный метод выявления продольной дифференцированности хромосом - дифференциальное окрашивание, которое позволяет визуализировать в митотических хромосомах чередующиеся темно и светло окрашенные блоки (в- и И-сегменты). Показано, что в- и Я-сегментация отражает различия в генетическом статусе различных районов хромосом.

Другая проблема, которая не может игнорироваться при обсуждении радиально-петельной модели, - наличие в митотических хромосомах иерархии последовательных уровней компактизации ДНК (нуклеосомные фибриллы; фибриллы диаметром: 30, 100-130 - элементарные хромонемы и 200-250 нм) (Ченцов, Бураков, 2005; БПпкоу е1 а1., 2003). Если для визуализации скэффолда и петлевых доменов требуется разрыхление или экстракция хроматина, то элементарные хромонемы в составе митотических хромосом и интерфазных ядер можно наблюдать в условиях, максимально приближенным к нативным. Хотя принцип структурной организации хромонем остается неизвестным, некоторые современные модели строятся с учетом их существования.

Радиально-петельная модель организации митотической хромосомы

Первые экспериментальные данные о существовании в митотических хромосомах осевых структур получены в экспериментах Стабблфилда и Рэя (Stubblefield, Wray, 1971). Дальнейшее развитие представления о специфическом структурном «остове», как основе организации хромосом, нашло в работах лаборатории У. Лэммли (Laemmli et al., 1978). Было показано, что экстракция из изолированных хромосом практически всех гистонов и большей части негистоновых белков с помощью смеси сульфата декстрана и гепарина не приводит к полному разрушению хромосом, т.е. ДНК не переходит в раствор, а остается в комплексе с неэкстрагируемыми негистоновыми белками. Электронная микроскопия показала, что неэкстрагированные (остаточные) компоненты представляют собой структуру, имеющую вид набухшей метафазной хромосомы, от которой отходят петли дегистонизированной ДНК (Adolph et al., 1977; Paulson, Laemmli, 1977; Hadlaczky et al., 1981a; b; Earnshaw, Laemmli, 1983; Paulson, 1989). Эта структура была названа хромосомным скэффолдом. Фракцию белков скэффолда удалось получить после обработки хромосом нуклеазами и последующей экстракции гистонов (Adolph et al., 1977; Lewis, Laemmli, 1982). Так же, как на тотальных препаратах хромосом, полученных после экстракции гистонов, изолированные скэффолды сохраняют внешние признаки нативных хромосом (плечи, первичные перетяжки и т.д.). В целом перечисленные данные позволили сформулировать положения, которые легли в основу радиально-петельной модели (Laemmli et al., 1978). Согласно этой модели, особые белки негистонового типа, располагающиеся в основании многочисленных петлевых доменов ДНК, стабилизируют структуру хромосом путем белок-белковых взаимодействий. В результате структурная целостность хромосом на всех стадиях митоза поддерживается специальной скелетной структурой - скэффолдом. Компактизация петлевых доменов ДНК осуществляется путем взаимодействия с гистонами последовательно в нуклеосомные фибриллы, а затем в фибриллы диаметром -30 нм. При этом петлевые домены укорачиваются, располагаясь радиально вокруг аксиальных областей хроматид (Рис. 1 А).

и \ \ \ t

«iSfr

> iH'in и/

"Vir.'!

"и 1>(

, I у>

л! "

I

Экспериментальные подходы к визуализации хромосомного скэффолда

Если рассматривать хромосомный скэффолд как морфологически выраженную структуру, то логично ожидать ее обнаружения в хромосомах, фиксированных in situ. Однако в составе интактных хромосом не удается выявить осевых структур (Okada, Comings, 1980; Labhart et al., 1982). Возможно, что скэффолд трудно различим на фоне основной массы хроматина, так как доля его белков составляет всего лишь 3-4 % общего количества белков хромосом (Lewis, Laemmli, 1982).

Предпринимались попытки визуализировать хромосомный скэффолд после искусственного разрыхления хромосом. В результате были получены данные в пользу радиального принципа организации хроматиновых фибрилл в составе набухших митотических хромосом как в системе in vitro (Marsden, Laemmli, 1979; Adolph, 1980a; b; Zatsepina et al., 1983), так и в системе in vivo (Киреев и др., 1988; Zatsepina et al., 1989). В частично деконденсированных хромосомах дезоксирибопротеиновые фибриллы, по-видимому, образующие петли, отходят из осевых районов. Эти данные показывают, что помимо продольной дифференцированности хромосом, которая находит отражение в наличии G- и R-сегментов, существует поперечная дифференцированность. Однако в пределах выявленной таким образом осевой области хромосом никаких элементов, которые можно было бы отождествить со скэффолдом, идентифицировать не удалось. Также не представлены прямые доказательства соответсвия выявленных таким образом петель и петлевых доменов, хотя такое предположение и кажется вероятным.

Еще один подход к изучению структурной организации хромосомного скэффолда состоит в электронно-микроскопическом анализе экстрагированных хромосом на ультратонких срезах. В отличие от остаточных структур интерфазных ядер (ядерного матрикса), скэффолд визуализируется таким способом не всегда. Детальный анализ ультраструктуры скэффолда на разных этапах митоза выполнен на модели делящихся клеток миксомицета Physarum polycephalum, для которого характерен закрытый тип митоза (Bekers et al., 1981). Закрытый митоз позволяет изолировать ядра с митотическими хромосомами и

подвергать их экстракции. Авторы описали плотные остаточные структуры в изолированных и экстрагированных ядрах, содержащих профазные, метафазные и анафазные хромосомы. Однако в более поздней работе, сделанной на том же объекте, подобные структуры обнаружены не были (Lang et al., 1993).

Первые косвенные данные о существовании осевых структур в неэкстрагированных хромосомах были получены с помощью метода серебрения хромосом, частично декомпактизированных после обработки клеток гипотоническим раствором (Howell, Hsu, 1979). После такой обработки в хромосомах окрашиваются осевые районы.

Более сложная морфологическая картина выявлена в других работах. Так, например, в изолированных хромосомах нитратом серебра окрашиваются осевые районы (Earnshaw, Laemmli, 1984). При этом аксиальные структуры хроматид не имеют вид однородных тяжей, проходящих через всю хромосому, а скорее состоят из цепочки дискретных образований неправильной формы. Тот факт, что изолированные остаточные хромосомы также импрегнируются нитратом серебра, позволяет авторам говорить об аргентофильности белков скэффолда (Earnshaw, Laemmli, 1984). В другой работе, также с помощью серебрения, авторы описали в метафазных и анафазных хромосомах спирально-закрученные осевые структуры (Gimenez-Abian et al., 1995). Наиболее детальный электронно-микроскопический анализ остаточных хромосом,

импрегнированного серебром, был проведен в работе на давленных препаратах делящихся сперматогониев Trilophidia annulata (Zhao et al., 1991). В представленных препаратах скэффолд образован двумя толстыми продольными фибриллами, закрученными друг относительно друга. Иногда видно, что каждая из этих толстых фибрилл состоит из более тонких нитей.

Таким образом, в литературе имеются различные данные о морфологической структуре скэффолда: одни авторы описывают скэффолд, окрашенный с использованием серебрения, в виде цепочки дискретных образований, другие - в виде непрерывного спирального тяжа. Наиболее вероятная причина этих отличий - использование различных объектов, а также различия в методике получения препаратов и процедуре окрашивания.

Идентификация белков хромосомного скэффолда и их топология в митотических хромосомах

Фракция остаточных хромосом содержит два мажорных полипептида — л Sel (молекулярная масса 170 кДа) и Sell (135 кДа) (Lewis, Laemmli, 1982). Первым удалось идентифицировать Sel. Им оказался хорошо известный к тому времени фермент - топоизомераза II (Earnshaw et al., 1985). Позднее было установлено, что у млекопитающих этот фермент представлен двумя изоформами (топоизомераза Па и топоизомераза IIP), которые кодируются разными генами (Tsai-Pflugfelder et al., 1988; Chung et al.,1989; Jenkins et al., 1992). Согласно большинству сообщений, с хромосомами в митозе ассоциирована преимущественно топоизомераза Па (Meyer et al., 1997; Christensen et al, 2002; Sakaguchi, Kikuchi, 2004), однако есть данные о том, что обе изоформы топоизомеразы II выявляются в хромосомах (Null et al., 2002).

Первые данные о локализации топоизомеразы II были получены на хромосомах, деконденсированных с помощью гипотонического раствора. После такой обработки топоизомераза Па локализуется в осевых районах хроматид, т.е. можно говорить, что таким образом удается выявить хромосомный скэффолд (Earnshaw et al., 1985; Earnshaw, Heck, 1985; Gasser et al., 1986; Boy de la Tour, Laemmli, 1988; Andreassen et al., 1997; Hudson et al., 2003). В митотических хромосомах клеток, фиксированных in situ, топоизомераза Па также локализуется в осевых районах хромосом (Gimenez-Abian et al., 1995; Rattner et al., 1996; Meyer et al., 1997; Maeshima, Laemmli et al., 2003; Kireeva et al., 2004; Coelho et al., 2003; Watrin, Legagneux, 2005).

Второй мажорный белок скэффолда Sell принадлежит к семейству, получившему название SMC-белки (Saitoh et al., 1994), и является компонентом конденсиновых комплексов. В настоящее время идентифицированы два конденсиновых комплекса. Конденсиновый комплекс I изолирован из митотических хромосом, сформировавшихся in vitro в лизате яиц Xenopus laevis (Hirano, Mitchison, 1994). Этот комплекс состоит из пяти различных субъединиц: гетеродимера Smc4 (САР-С) и Smc2 (САР-Е) и трех дополнительных белков -CAP-D2, CAP-G и САР-Н (Gassmann et al., 2004; Legagneux et al., 2004; Hirano,

2005; Nasmyth, Haering, 2005). Показано, что все компоненты конденсинового комплекса I входят в состав скэффолда (Maeshima, Laemmli, 2003; Gassmann et al., 2005). Также был идентифицирован конденсиновый комплекс II, который содержит другие дополнительные субъединицы (CAP-D3, CAP-G2 и САР-Н2) (Ono et al., 2003; Yeong et al., 2003). Ассоциация с хромосомным скэффолдом показана лишь для hCAP-G2 (Gassmann et al., 2005).

Антитела к компонентам конденсиновых комплексов окрашивают осевые районы хромосом в клетках, деконденсированных в результате гипотонической обработки (Saitoh et al., 1994; Andreassen et al., 1997; Schmiesing et al., 2000; Ono et al., 2003; Mazumdar et al., 2004; Ono et al., 2004), а также в клетках, фиксированных in situ (Steffensen et al., 2001; Maeshima, Laemmli, 2003; Coelho et al., 2003; Kireeva et al., 2004; Ono et al., 2004; Watrin, Legagneux, 2005). Измерение параметров осевой области изолированных метафазных хромосом, проведенное с использованием иммуноэлектронной микроскопии, показало, что ее толщина составляет 150-200 нм, т.е. примерно одну треть от толщины метафазной хроматиды (Kireeva et al., 2004).

В ходе фиксации часто происходит перераспределение белков или их экстракция, поэтому принципиальное значение имеют данные о распределении белков скэффолда в хромосомах живых клеток. Анализ характера ассоциации экзогенной GFP-топоизомеразы Па с митотическими хромосомами in vivo проводился независимо двумя лабораториями и дал противоположные результаты: аксиальное распределении GFP-топоизомеразы Па в хромосомах показано в работе Tavormina et al. (2002), а гомогенное - в работе Christensen et al. (2002). Однако, когда клетки, использованные второй группой, были дополнительно окрашены антителами к топоизомеразе Па, распределение белка оказалось гомогенным (Maeshima, Laemmli, 2003). Это позволяет предполагать, что гомогенное окрашивание связано с избыточной экспрессией GFP-топоизомеразы Па. То, что авторы (Tavormina et al., 2002) наблюдали аксиальное распределение GFP-топоизомеразы Па, по-видимому, связано со сниженным уровнем экспрессии эндогенной топоизомеразы Па в использованном типе клеток (предположение высказано и экспериментально обосновано в работе Maeshima, Laemmli, 2003). Избыточным количеством белка можно объяснить

данные о гомогенном распределении в хромосомах меченной родамином топоизомеразы II, микроинъецированной в эмбрионы дрозофилы (Swedlow et al., 1993). Таким образом, результаты изучения локализации топоизомеразы На in vivo не противоречат данным об аксиальной локализации этого белка.

В то же время, данные некоторых иммуноцитохимических работ свидетельствуют о том, что белки, входящие в состав скэффолда, распределены не гомогенно в осевой области митотических хромосом. Например, в изолированных хромосомах топоизомераза На локализуется в аксиальных районах хроматид в виде многочисленных глобул, которые образуют цепочки, тянущиеся от одной теломеры к другой (Meyer et al., 1997). Дискретное распределение описано в клетках, фиксированных in situ, для топоизомеразы Па (Coelho et al., 2003; Maeshima, Laemmli, 2003) и компонентов конденсиновых комплексов (Cabello et al., 2001; Coelho et al., 2003; Maeshima, Laemmli, 2003).

Имеются наблюдения, которые показывают, что топология белков скэффолда зависит от степени компактизации хромосом. В хромосомах, частично деконденсированных за счет экстракции гистона HI, антитела к топоизомеразе II окрашивают аксиальные области, тогда как в более компактных хромосомах К-метафазных клеток скэффолд имеет спиральную структуру (Boy de la Tour, Laemmli, 1988). В хромосомах Muntiacus muntjak скэффолд образует витки спирали только в районах G-бэндов, в то время как в R-бэндах скэффолд имеет вид тонкой не спирализованной нити, располагающейся аксиально (Saitoh, Laemmli, 1994). Результаты последней работы отличаются от наблюдений, сделанных на клетках других объектов. Нельзя исключить, что такая картина характерна только для Muntiacus muntjak, который имеет более крупные хромосомы, чем другие экспериментальные животные.

В ряде работ описывались одновременно элементы как дискретного, так и спирального распределения белков скэффолда. Антителами к белкам конденсинового комплекса (ХСАР-Е и ХСАР-С) в метафазных и анафазных хромосомах выявляется внутренняя структура, состоящая из дискретных телец или спиральных филаментов (Hirano, Mitchison, 1994). В нормально конденсированных хромосомах топоизомераза Па и белки конденсинового

комплекса I локализуются в осевых районах хроматид и имеют вид дискретных глобул, причем вся цепочка производит впечатление спирально закрученной ("beaded/coiled-like configuration") (Maeshima, Laemmli, 2003). Похожее описание сделано и для конденсиновых комплексов в составе хромосом, обработанных гипотоническим раствором и распластанных центрифугированием (Ono et al., 2004). Интересно, что в суперспирализованных хромосомах из К-метафазных клеток отдельные глобулы сливаются и образуют спираль (Maeshima, Laemmli, 2003).

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Шеваль, Евгений Валерьевич, 2013 год

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. Горнунг Е.М., Поляков В.Ю., Ченцов Ю.С. Уровни компактизации ДНК в интерфазных и митотических хромосомах высших растений. II. Ультраструктура экспериментально деконденсированных хромосом гемантуса Haemanthus katharinae II Цитология. 1986. Т. 28. С. 911-914.

2. Збарский И.Б., Дебов A.A. Белковые фракции интерфазных ядер клеток // Биохимия. 1951. Т. 16. С. 390-395.

3. и Збарский И.Б., Кузьмина С.Н. 1991. Скелетные структуры клеточного

ядра. М.: Наука, 1991. 246 с.

4. Киреев И.И., Зацепина О.В., Поляков В.Ю., Ченцов Ю.С. Динамика структурной реконструкции митотических хромосом после их

■ Y искусственной деконденсации in vitro II Цитология. 1990. Т. 32. С. 449453.

5. i Киреев И.И., Зацепина О.В., Поляков В.Ю., Ченцов Ю.С. Ультраструктура

митотических хромосом клеток СПЭВ при их обратимой искусственной деконденсации in vivo II Цитология. 1988. Т. 30. С. 926-932.

6. Онищенко Г.Е., Ю.С. Ченцов. Гранулярный слой периферического » хроматина интерфазного ядра 1 .Ультраструктура//Цитология. 1974. Т. 16.

С. 675-678.

7. Прокофьева-Бельговская A.A. Гетерохроматические районы хромосом // М.: Наука, 1986,431 с.

'8. Фролова E.H., Зацепина О.В., Поляков В.Ю., Ченцов Ю.С. Особенности структурной организации прицентромерного гетерохроматина мыши, выявляемые в процессе дифференциальной деконденсации хромосом // Цитология. 1989. Т. 31. С. 380-385.

9. Ченцов Ю.С. Периферический материал или матрикс митотических хромосом: структура и функции. Онтогенез. 2000. Т. 31. С. 388-399.

10. Ченцов Ю.С., Бураков В.В. Хромонема - забытый уровень укладки хроматина в митотических хромосомах // Биол. мембраны. 2005. Т. 22. С. 178-187.

11. . Ченцов Ю.С., Поляков В.Ю. Ультраструктура клеточного ядра. М.: Наука,

1974. 152 с.

12. Adachi Y., Luke М., Laemmli U.K. Chromosome assembly in vitro: topoisomerase II is required for condensation // Cell. 1991. V. 64. P. 137-148.

13. Adolph K.W. Isolation and structural organization of human mitotic chromosomes // Chromosoma. 1980. V. 76. P. 23-33.

14. Adolph K.W. Organization of chromosomes in mitotic HeLa cells // Exp. Cell Res. 1980. V. 125. P. 95-103.

15. Adolph K.W,, Cheng S.M., Paulson J.R., Laemmli U.K. Isolation of a protein ' 1 scaffold from mitotic HeLa cell chromosomes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.

1977. V. 74. P. 4937-4941. 16: ■ Agostinho M.5 Rino J., Braga J., Ferreira F., Steffensen S., Ferreira J. Human ' topoisomerase Ila: targeting to subchromosomal sites of activity during interphase and mitosis // Mol Biol Cell. 2004. V. 15. P. 2388-2400.

17. 4 Akimitsu'N., Adachi N., Hirai H., Hossain M.S., Hamamoto H., Kobayashi M., > Aratani Y., Koyama H., Sekimizu K. Enforced cytokinesis without complete

nuclear division in embryonic cells depleting the activity of DNA / topoisomerase Ila // Genes Cells. 2003. V. 8. P. 393-402.

18. Almagro S., Riveline D., Hirano Т., Houchmandzadeh В., Dimitrov S. The mitotic chromosome is an assembly of rigid elastic axes organized by structural maintenance of chromosomes (SMC) proteins and surrounded by a soft chromatin envelope // J. Biol. Chem. 2004. V. 279. P. 5118-5126.

19. Amchenkova A.A., Buzhurina I.M., Gorgidze L.A., Kireyev I.V., Panov M.A., Polyakov V J. The role of Ca ions in restoration of the structure of interphase and mitotic chromosomes in PK living cells after hypotonic stress // Cell Biol. Int. 1998. V. 22. P. 509-515.

20. Andreassen P.R., Lacroix F.B., Margolis R.L. Chromosomes with two intact axial cores are induced by G2 checkpoint override: evidence that DNA decatenation is not required to template the chromosome structure // J. Cell Biol. 1997. V. 136. P. 29—43.

21." Ascoli C.A., Link M.R., Venturo N., Kuchler R.J., Mandeles S. Identification of a rosette-enriched chromatin fraction from mouse fibroblast nuclei // Arch. Biochem. Biophys. 1988. V. 263. P. 334-348.

22. Bak A.L., Zeuthen J., Crick F.H. Higher-order structure of human mitotic chromosomes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1977. V. 74. P. 1595-1599.

23. Baranetzky J. Die Kernteilung in den pollen Mutterzellen einiger Tradescantien //Bot. Zeit. 1880.Bd. 38. S. 281-295.

¡24.' - Beaudouin J., Gerlich D., Daigle N., Eils R., Ellenberg J. Nuclear envelope - breakdown proceeds by microtubule-induced tearing of the lamina // Cell. 2002. V. 108. P. 83-96.

t5 25. ' Beermann W. Chromomerenkonstanz und spezifische modifikationen der • < - chromosomenstruktur in der entwicklung und organdifferenzierung von ' 1 Chironomus tentans // Chromosoma. 1952. 5:139-198. i 26. Beermann W. Nuclear differentiation and functional morphology of chromosomes // Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol. 1956. V. 21. P. 217232.

27. Bekers A.G., Gijzen H.J., Taalman R.D., Wanka F. Ultrastructure of the nuclear . matrix from Physarum polycephalum during the mitotic cycle // J. Ultrastruct.

Res. 1981. V. 75. P. 352-362.

28. Belmont A.S. Mitotic chromosome scaffold structure: new approaches to an old controversy // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2002. V. 99. P. 15855-15857.

29. Belmont A.S., Braunfeld M.B., Sedat J.W., Agard D.A. Large-scale chromatin structural domains within mitotic and interphase chromosomes in vivo and in vitro // Chromosoma. 1989. V. 98. P. 129-143.

30. Belmont A.S., Bruce K. Visualization of G1 chromosomes: a folded, twisted, supercoiled chromonema model of interphase chromatid structure // J. Cell Biol. 1994. V. 127. P. 287-302.

31. 1 Belmont A.S., Sedat J.W., Agard D.A. A three-dimensional approach to mitotic

chromosome structure: evidence for a complex hierarchical organization // J. Cell Biol. 1987. V. 105. P. 77-92.

32. Belov G.A., Lidsky P.V., Mikitas O.V., Egger D., Lukyanov K.A., Bienz K., Agol V.I. Bidirectional increase in permeability of nuclear envelope upon

poliovirus infection and accompanying alterations of nuclear pores // J. Virol. 2004. V. 78. P. 10166-10177.

33. BelyaeV N.D., Budker V.G., Dubrovskaya V.A., Kim A.A., Kiseleva E.V., Sidorov V.N. Localization of proteins forming the outer surface of isolated metaphase chromosomes // FEBS Lett. 1992. V. 297. P. 43-45.

34. Berezney R., Coffey D.S. The nuclear protein matrix: Isolation and ' ( characterization of a framework structure from rat liver nuclei // J. Cell Biol.

1977. V. 73. P. 616-637.

35.' Bian Q., Belmont A.S. Revisiting higher-order and large-scale chromatin i organization // Curr. Opin. Cell Biol. 2012. V. 24. P. 359-66.

36. Bickmore W.A., Oghene K. Visualizing the spatial relationships between defined DNA sequences and the axial region of extracted metaphase chromosomes // Cell. 1996. V. 84. P. 95-104.

37. Boisvert F.M., Hendzel M.J., Bazett-Jones D.P. Promyelocyte leukemia (PML) v n nuclear bodies are protein structures that do not accumulate RNA // J Cell Biol.

2000 V. 148. P. 283-292.

38. Boy de la Tour E., Laemmli U.K. The metaphase scaffold is helically folded: sister chromatids have predominantly opposite helical handedness // Cell. 1988. V. 55. P. 937-944.

39:. Bridger J.M., Kill I.R., Lichter P. Association of pKi-67 with satellite DNA of the human genome in early G1 cells // Chromosome Res. 1998. V. 6. P. 13-24.

40. < Broers J.L., Machiels B.M., van Eys G.J., Kuijpers H.J., Manders E.M., van

Driel R., Ramaekers F.C. Dynamics of the nuclear lamina as monitored by GFP-tagged A-type lamins // J. Cell Sci. 1999. V. 112. P. 3463-3475.

41. Butin-Israeli V., Adam S.A., Goldman A.E., Goldman R.D. Nuclear lamin functions and disease // Trends Genet. 2012. V. 28. P. 464-471.

42. Cabello O.A., Eliseeva E., He W.G., Youssoufian H., Plon S.E., Brinkley B.R., Belmont J.W. Cell cycle-dependent expression and nucleolar localization of hCAP-H // Mol. Biol. Cell. 2001. V. 12. P. 3527-3537.

43. Carpenter A. J., Porter A.C.G. Construction, characterization, and complementation of a conditional-lethal DNA topoisomerase Ila mutant human cell line // Mol. Biol. Cell. 2004. V. 15. P. 5700-5711.

44. Chan P.K. Characterization and cellular localization of nucleophosmin/B23 in HeLa cells treated with selected cytotoxic agents (studies of B23-translocation mechanism) // Exp. Cell Res. 1992. V. 203. P. 174-181.

45. Chang C.-J., Goulding S., Earnshaw W.C., Carmena M. RNAi analysis reveals an unexpected role for topoisomerase II in chromosome arm congression to a metaphase plate // J. Cell Sci. 2003. V. 116. P. 4715^1726.

46. Chen D., Huang S. Nucleolar components involved in ribosome biogenesis cycle between the nucleolus and nucleoplasm in interphase cells // J. Cell Biol. 2001. V. 153. P. 169-176.

- 47. Chentsov Yu.S., Kiryanov G.I., Polyakov V.Yu. Levels of structural » organization of chromosomes // Physicochem. Biol. Rev. 1984. V. 4. P. 283334.

48. Cheutin T., O'Donohue M.F., Beorchia A., Klein C., Kaplan H., Ploton D. Three-dimensional organization of pKi-67: a comparative fluorescence and

i electron tomography study using FluoroNanogold // J. Histochem. Cytochem. 2003. V. 51. P. 1411-1423.

49. Christensen M.O., Larsen M.K., Barthelmes H.U., Hock R., Andersen C.L., Kjeldsen E., Knudsen B.R., Westergaard O., Boege F., Mielke C. Dynamics of

' human DNA topoisomerases Ila and lip in living cells // J. Cell Biol. 2002. V.

157. P. 31-44.

50. Chudakov D.M., Matz M.V., Lukyanov S., Lukyanov K.A. Fluorescent proteins and their applications in imaging living cells and tissues // Physiol. Rev. 2010. V. 90. P.1103-1163.

51. Chung T.D., Drake F.H., Tan K.B., Per S.R., Crooke S.T., Mirabelli C.K. Characterization and immunological identification of cDNA clones encoding two human DNA topoisomerase II isozymes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1989. V. 86. P. 9431-9435.

'52. Coelho P.A., Queiroz-Machado J., Sunkel C.E. Condensin-dependent localisation of topoisomerase II to an axial chromosomal structure is required for sister chromatid resolution during mitosis // J. Cell Sci. 2003. V. 116. P. 4763-4776.

53. Comings D.E., Okada T.A. Nuclear proteins. III. The fibrillar nature of the nuclear matrix // Exp. Cell Res. 1976. V. 103. P. 341-360.

54. Cuvier O., Hirano T. Chromosome condensation by a human condensin complex in Xenopus egg extracts // J. Cell Biol. 2003. V. 160. P. 645-655.

55. Daigle N., Beaudouin J., Hartnell L., Imreh G., Hallberg E., Lippincott-Schwartz J., Ellenberg J. Nuclear pore complexes form immobile networks and have a very low turnover in live mammalian cells // J. Cell Biol. 2001. V. 154. P. 71-84.

56. Dev V.G.i, i Warburton D., Miller O.J. Giemsa banding of chromosomes // Lancet. 1972. V. 7763. P. 1285.

57. < Dietzel S.y Belmont A.S. Reproducible but dynamic positioning of DNA in

chromosomes during mitosis // Nat. Cell Biol. 2001. V. 3. P. 767-770.

58. •> Earnshaw W,C., Halligan B., Cooke C.A., Heck M.M., Liu L.F. Topoisomerase

II is a structural component of mitotic chromosome scaffolds // J. Cell Biol. 1985. V. 100. P. 1706-1715.

59. Earnshaw W.C., Heck M.M. Localization of topoisomerase II in mitotic ' chromosomes // J. Cell Biol. 1985. V. 100. P. 1716-1725.

» < 60. Earnshaw W.C., Laemmli U.K. Architecture of metaphase chromosomes and ' chromosome scaffolds // J. Cell Biol. 1983. V. 96. P. 84-93.

61. Earnshaw W.C., Laemmli U.K. Silver staining the chromosome scaffold // Chromosoma. 1984. V. 89. P. 186-192.

62. Eivazova E.R., Gavrilov A., Pirozhkova I., Petrov A., Iarovaia O.V., Razin S.V., Lipinski M., Vassetzky Y.S. Interaction in vivo between the two matrix attachment regions flanking a single chromatin loop // J Mol Biol. 2009. V. 386. P. 929-937.

63. Fang Y,, Hoh J.H. Cationic silanes stabilize intermediates in DNA condensation // FEBS Lett. 1999. V. 459. P. 173-176.

64. Fedorova E., Zink D. Nuclear genome organization: common themes and individual patterns // Curr. Opin. Genet. Dev. 2009. V. 19. P. 166-171.

65. Filipski J., Leblanc J., Youdale T., Sikorska M., Walker P.R. Periodicity of DNA folding in higher order chromatin structures // EMBO J. 1990. V. 9. P. 1319-1327.

66. Ford E.H., Thurley K., Woollam D.H. Electron-microscopic observations on whole human mitotic chromosomes // J. Anat. 1968. V. 103. P. 143-150.

67. Frey M.R., Bailey A.D., Weiner A.M., Matera A.G. Association of snRNA genes with coiled bodies is mediated by nascent snRNA transcripts // Curr. Biol. 1999. V. 9. P. 126-135.

68. Frey M.R., Matera A.G. RNA-mediated interaction of Cajal bodies and U2 snRNA genes // J. Cell Biol. 2001. V. 154. P. 499-509.

69. Fujinaga R., Takeshita Y., Uozumi K., Yanai A., Yoshioka K., Kokubu K., Shinoda K. 'Microtubule-dependent formation of the stigmoid body as a cytoplasmic inclusion distinct from pathological aggresomes // Histochem. Cell Biol. 2009. V. 132. P. 305-318.

70. Gasser S.M., Laroche T., Falquet J., Boy de la Tour E., Laemmli U.K. Metaphase chromosome structure. Involvement of topoisomerase II // J. Mol. Biol. 1986. V. 188. P. 613-629.

71. Gassmann R., Henzing A.J., Earnshaw W.C. Novel components of human mitotic chromosomes identified by proteomic analysis of the chromosome scaffold fraction // Chromosoma. 2005. V. 113. P. 385-397.

72. Gassmann R., Vagnarelli P., Hudson D., Earnshaw W.C. Mitotic chromosome formation and the condensin paradox // Exp. Cell Res. 2004. V. 296. P. 35-42.

73. Gautier T, Masson C, Quintana C, Arnoult J, Hernandez-Verdun D. The ultrastructure of the chromosome periphery in human cell lines. An in situ study using cryomethods in electron microscopy // Chromosoma. 1992. V. 101. P. 502-510.

74. Georgiev G.P., Chentsov J.S. On the structural organization of nucleolo-chromosomal ribonucleoproteins // Exp. Cell Res. 1962. V. 27. P. 570-572.

75. Gerdes M.G., Carter K.C., Moen P.T., Lawrence J.B. Dynamic changes in the higher-level chromatin organization of specific sequences revealed by in situ hybridization to nuclear halos // J. Cell Biol. 1994. V. 126. P. 289-304.

76. Gerlich D., Hirota T., Koch B., Peters J.M., Ellenberg J. Condensin I stabilizes chromosomes mechanically through a dynamic interaction in live cells // Curr. Biol. 2006. V. 16. P. 333-344.

77. Gilerovitch H. G., Bishop G. A., King J. S., Burry R. W. The use of electron i microscopic immunocytochemistry with silver-enhanced 1.4-nm gold particles

to localize GAD in the cerebellar nuclei // J. Histochem. Cytochem. 1995. V. 43. P. 337-343.

78. Gimenez-Abian J.F., Clarke D.J., Mullinger A.M., Downes C.S., Johnson R.T. 5 A postprophase topoisomerase II-dependent chromatid core separation step in

the formation of metaphase chromosomes // J. Cell Biol. 1995. V. 131. P. 7-17.

79. Gong F.C., Giddings T.H., Meehl J.B., Staehelin L.A., Galbraith D.W. Z-membranes: artificial organelles for overexpressing recombinant integral

i membirane proteins // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V. 93. P. 2219-2223.

80. Gorski S.A., Dundr M., Misteli T. The road much traveled: trafficking in the cell nucleus // Curr. Opin. Cell Biol. 2006. V. 18. P. 284-290.

81. Guelen L., Pagie L., Brasset E., Meuleman W., Faza M.B., Talhout W., Eussen B.H., de Klein A., Wessels L., de Laat W., van Steensel B. Domain organization of human chromosomes revealed by mapping of nuclear lamina interactions // Nature. 2008. V. 453. P. 948-951.

82. Haapala O. Metaphase and chromomere banding are distinct entities of chromosome substructure //Hereditas. 1984. V. 100. P. 75-81.

\ '83. Hadlaczky G., Sumner A.T., Ross A. Protein-depleted chromosomes. I.

Structure of isolated protein-depleted chromosomes // Chromosoma. 1981a. V. 81. P. 537-555.

84. Hadlaczky G., Sumner A.T., Ross A. Protein-depleted chromosomes. II. Experiments concerning the reality of chromosome scaffolds // Chromosoma. 1981b. V. 81. P. 557-567.

85. Hancock R. A new look at the nuclear matrix // Chromosoma. 2000. V. 109. P. 219-225.

86. Hao S., Jiao M., Huang B. Chromosome organization revealed upon the decondensation of telophase chromosomes in Allium // Chromosoma. 1990. V. 99. P. 371-378.

87. Hao S., Jiao M., Zhao J., Huang B. Reorganization and condensation of chromatin in mitotic prophase nuclei of Allium cepa // Chromosoma. 1994. V. 103. P.432-440.

88. Harold F.M. Molecules into cells: specifying spatial architecture // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2005. V. 69. P. 544-564.

89. Heck M.M.S., Earnshaw W.C. Topoisomerase II: A specific marker for cell proliferation // J. Cell Biol. 1986. V. 103. P. 2569-2581.

90. Hemmerich P., Schmiedeberg L., Diekmann S. Dynamic as well as stable , protein interactions contribute to genome function and maintenance //

Chromosome Res. 2011. V. 19. P. 131-151. 911 << Hirano K., Guhl B., Roth J., Ziak M. A cell culture system for the induction of ' Mallory bodies: Mallory bodies and aggresomes represent different types of ' • inclusion bodies // Histochem. Cell Biol. 2009. V. 132. P. 293-304. 92.\ Hirano T. Condensins: organizing and segregating the genome // Curr. Biol.

2005. V. 15. P. 265-275. ¡93. ! Hirano T., Mitchison T.J. A heterodimeric coiled-coil protein required for ' . . ¡ ■ mitotic chromosome condensation in vitro // Cell. 1994. V. 79. P. 449-458.

94. . Hirano T., Mitchison T.J. Cell cycle control of higher-order chromatin ! assembly around naked DNA in vitro // J. Cell Biol. 1991. V. 115. P. 14791489.

95. Hirano T., Mitchison T.J. Topoisomerase II does not play a scaffolding role in • the organization of mitotic chromosomes assembled in Xenopus egg extracts //

J. Cell Biol. 1993. V. 120. P. 601-612.

96. , Hirota T., Gerlich D., Koch B., Ellenberg J., Peters J.M. Distinct functions of

condensin I and II in mitotic chromosome assembly // J. Cell Sci. 2004. V. 117. P. 6435-6445.

97. Howell W.M., Hsu T.C. Chromosome core structure revealed by silver staining // Chromosoma. 1979. V. 73. P. 61-66.

98. Huang N., Negi S., Szebeni A., Olson M.O. Protein NPM3 interacts with the multifunctional nucleolar protein B23/nucleophosmin and inhibits ribosome biogenesis // J. Biol. Chem. 2005. V. 280. P. 5496-5502.

99. Hudson D.F., Vagnarelli P., Gassmann R., Earnshaw W.C. Condensin is required for nonhistone protein assembly and structural integrity of vertebrate mitotic chromosomes // Dev. Cell. 2003. V. 5. P. 323-336.

100. Iarovaia O.V., Bystritskiy A., Ravcheev D., Hancock R., Razin S.V. Visualization of individual DNA loops and a map of loop domains in the human dystrophin gene // Nucleic Acids Res. 2004. V. 32. P. 2079-2086.

101. 'Itahana K., Bhat K.P., Jin A., Itahana Y., Hawke D., Kobayashi R., Zhang Y. Tumor suppressor ARF degrades B23, a nucleolar protein involved in ribosome biogenesis and cell proliferation // Mol. Cell. 2003. V. 12. P. 1151-1164.

102. Iwano M., Fukui K., Takaichi S., Isogai A. Globular and fibrous structure in i ' «barley^chromosomes revealed by high-resolution scanning electron microscopy

// Chromosome Res. 1997. V. 5. P. 341-349.

103. Jenkins J.Ri^ Ayton P., Jones T., Davies S.L., Simmons D.L., Harris A.L., Sheer " * D., Hickson I.D. Isolation of cDNA clones encoding the beta isozyme of human

DNA topoisomerase II and localisation of the gene to chromosome 3p24 // Nucleic Acids Res. 1992. V. 20. P. 5587-5592. 104.1' Johnsoijr P,W., Barnett R.I., Gray V.A., MacKinnon E.A. Spirals and G-bands as a function of chromosome length // Cytobios. 1981. V. 32. P. 7-14.

105. . Jorgensen A.L., Bak A.L. The last order of coiling in human chromosomes //

Exp. Cell Res. 1982. V. 139. P. 447^150.

106. Kaiser T.E., Intine R.V., .Dundr M. De novo formation of a subnuclear body // Science. 2008. P. 322. P. 1713-1717.

107. Kalverda B, Roling MD, Fornerod M. Chromatin organization in relation to the nuclear periphery. FEBS Lett. 2008 Jun 18;582(14):2017-22.

108. Kametaka A., Takagi M., Hayakawa T., Haraguchi T., Hiraoka Y., Yoneda Y. Interaction of the chromatin compaction-inducing domain (LR domain) of Ki-67 antigen with HP1 proteins // Genes Cells. 2002. V. 7. P. 1231-1242.

109. Kanda T., Sullivan K.F., Wahl G.M. Histone-GFP fusion protein enables sensitive analysis of chromosome dynamics in living mammalian cells // Curr. Biol. 1998. V. 8. P. 377-385.

110. Karsenti E. Self-organization in cell biology: a brief history // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2008. V. 9. P. 255-262.

111. KireevaN., Lakonishok M., Kireev I., Hirano T., Belmont A.S. Visualization of early chromosome condensation: a hierarchical folding, axial glue model of chromosome structure // J. Cell Biol. 2004. V. 166. P. 775-785.

112. Knecht E., Aguado C., Cárcel J., Esteban I., Esteve J.M., Ghislat G., Moruno J.F., Vidal J.M., Sáez R. Intracellular protein degradation in mammalian cells: recent developments // Cell. Mol. Life Sci. 2009. V. 66. P. 2427-2443.

113.. Kopito R.R. Aggresomes, inclusion bodies and protein aggregation // Trends Cell Biol. 2000. V. 10. P. 524-530.

114. Kuznetsova I., Podgornaya O., Ferguson-Smith M.A. High-resolution organization of mouse centromeric and pericentromeric DNA // Cytogenet. Genome Res. 2006. V. 112. P. 248-255.

115. Kuznetsova I.S:, Prusov A.N., Enukashvily N.I., Podgornaya O.I. New types of mouse "centromeric satellite DNAs // Chromosome Res. 2005. V. 13. P. 9-25. ■

116. Labhart P.», Koller T., Wunderli H. Involvement of higher order chromatin structures'in metaphase chromosome organization // Cell. 1982. V. 30. P. 115121.

117. ' Laemmli U.K., Cheng S.M., Adolph K.W., Paulson J.R., Brown J.A.,

Baumbach W.R. Metaphase chromosome structure: the role of nonhistone proteins // Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol. 1978. V. 42. P. 351-360.

118. Lang S., Decristoforo T., Waitz W., Loidl P. Biochemical and morphological characterization of the nuclear matrix during the synchronous cell cycle of Physarum polycephalum // J. Cell Sci.. 1993. V. 105. P. 1121-1130.

119. Laughlin T.J., Wilkinson-Singley E., Olins D.E., Olins A.L. Stereo electron microscope studies of mitotic chromosomes from Chinese hamster ovary cells // Eur. J. Cell Biol. 1982. V. 27. P. 170-176.

120. Legagneux V., Cubizolles F., Watrin E. Multiple roles of Condensins: a complex story// Biol. Cell. 2004. V. 96. P. 201-213.

121. Leon P., Macaya G. Properties of DNA rosettes and their relevance to chromosome structure // Chromosoma. 1983. V. 88. P. 307-314.

122. Lewis C.D., Laemmli U.K. Higher order metaphase chromosome structure: evidence for metalloprotein interactions // Cell. 1982. V. 29. P. 171-181.

123. Lin J.,, Jin R., Zhang B., Chen H., Bai Y.X., Yang P.X., Han S.W., Xie Y.H., Huang P.T., Huang C., Huang J.J. Nucleolar localization of TERT is unrelated to telomerase function in human cells // J. Cell Sci. 2008. V. 121. P. 21692176.

124. Linnemann A.K., Krawetz S.A. Maintenance of a functional higher order chromatin structure: The role of the nuclear matrix in normal and disease states // Gene Ther. Mol. Biol. 2009. V. 13. P. 231-243.

125. Maeshima K., Laemmli U.K. A two-step scaffolding model for mitotic chromosome assembly// Dev. Cell. 2003. V. 4. P. 467-480.

126. Manton L. The spiral structure of chromosomes // Biol. Rev. Cambridge Philos. Soc. 1950. V. 25. P. 486-508.

127. Marko J.F. Micromechanical studies of mitotic chromosomes // Chromosome Res. 2008. V. 16. P. 469^197.

128. Marsden M.P.F., Laemmli U.K. Metaphase chromosome structure: evidence for a radial loop model // Cell. 1979. V. 17. P. 849-828.

129. Matera A.G., Izaguire-Sierra M., Praveen K., Rajendra T.K. Nuclear bodies: random aggregates of sticky proteins or crucibles of macromolecular assembly //Dev. Cell. 2009. V. 17. P. 639-647.

130. Matsuda A., Shao L., Boulanger J., Kervrann C., Carlton P.M., Kner P., Agard D., Sedat J.W. Condensed mitotic chromosome structure at nanometer resolution using PALM and EGFP- histones // PLoS One. 2010. V. 5. P. el2768.

131. Mazumdar M., Sundareshan S., Misteli T. Human chromokinesin KIF4A functions in chromosome condensation and segregation // J. Cell Biol. 2004. V. 166. P. 613-620.

132. McNeil P.L., Warder E. Glass beads load macromolecules into living cells // J. Cell Sci. 1987. V. 88. P. 669-678.

133. Mergell B., Evcraers R., Schiessel H. Nucleosome interactions in chromatin: fiber stiffening and hairpin formation // Phys. Rev. E. 2004. V. 70. P. 011915.

134. Meyer K.N., Kjeldsen E., Straub T., Knudsen B.R., Hickson I.D., Kikuchi A., Kreipe H., Boege F. Cell cycle-coupled relocation of types I and II topoisomerases and modulation of catalytic enzyme activities // J. Cell Biol. 1997. V. 136. P. 775-788.

135. Mirkovitch J., Spierer P., Laemmli U.K. Genes and loops in 320,000 base-pairs of the Drosophila melanogaster chromosome // J Mol Biol. 1986. V. 190. P. 255-258.

136. Misteli T. Cell biology: Nuclear order out of chaos. Nature. 2008. V. 456. P. 333-334.

137. Misteli T. The concept of self-organization in cellular architecture // J. Cell Biol. 2001. V. 155. P. 181-185.

138. Moir R.D., Yoon M., Khuon S., Goldman R.D. Nuclear lamins A and Bl: different pathways of assembly during nuclear envelope formation in living cells //J. Cell Biol. 2000. V. 151. P. 1155-1168.

139. Miiller W.G., Rieder D., Kreth G., Cremer C., Trajanoski Z., McNally J.G. Generic features of tertiary chromatin structure as detected in natural chromosomes // Mol. Cell. Biol. 2004. V. 24. P. 9359-9370.

140. Nakayasu H., Berezney R. Mapping replicational sites in the eucaryotic cell nucleus //J. Cell Biol. 1989. V. 108. P. 1-11.

141. Nasmyth K., Haering C.H. The structure and function of SMC and kleisin complexes // Annu. Rev. Biochem. 2005. V. 74. P. 595-648.

142. Null A.P., Hudson J., Gorbsky G.J. Both a and p isoforms of mammalian DNA topoisomerase II associate with chromosomes in mitosis // Cell Growth Differ. 2002. V. 13. P. 325-333.

143. Ohnuki Y. Structure of chromosomes. I. Morphological studies of the spiral structure of human somatic chromosomes //Chromosoma. 1968. V. 25. P. 402— 428.

144. Okada T.A., Comings D.E. A search for protein cores in chromosomes: is the scaffold an artifact? // Am. J. Hum. Genet. 1980. V. 32. P. 814-832.

145. Okada T.A., Comings D.E. Higher order structure of chromosomes // Chromosoma. 1979. V. 72. P. 1-14.

146. O'Keefe R.T., Henderson S.C., Spector D.L. Dynamic organization of DNA replication in mammalian cell nuclei: spatially and temporally defined replication of chromosome-specific alpha-satellite DNA sequences // J. Cell Biol. 1992. V. 116. P. 1095-1110.

147. Oliveira R.A., Heidmann S., Sunkel C.E. Condensin I binds chromatin early in prophase and displays a highly dynamic association with Drosophila mitotic chromosomes // Chromosoma. 2007. V. 116. P. 259-274.

148. Ono T., Fang Y., Spector D.L., Hirano T. Spatial and temporal regulation of Condensins I and II in mitotic chromosome assembly in human cells // Mol. Biol. Cell. 2004. V. 15. P. 3296-3308.

149. Ono T., Losada A., Hirano M., Myers M.P., Neuwald A.F., Hirano T. Differential contributions of condensin I and condensin II to mitotic chromosome architecture in vertebrate cells // Cell. 2003. V. 115. P. 109-121.

150. Paulson J.R. Scaffold morphology in histone-depleted HeLa metaphase chromosomes // Chromosoma. 1989. V. 97. P. 289-295.

151. Paulson J.R., Laemmli U.K. The structure of histone-depleted metaphase chromosomes//Cell. 1977. V. 12. P. 817-828.

152. Phair R.D., Misteli T. High mobility of proteins in the mammalian cell nucleus //Nature. 2000. V. 404. P. 604-609.

153. Phair R.D., Scaffidi P., Elbi C., Vecerova J., Dey A., Ozato K., Brown D.T., Hager G., Bustin M., Misteli T. Global nature of dynamic protein-chromatin interactions in vivo: three-dimensional genome scanning and dynamic interaction networks of chromatin proteins // Mol. Cell. Biol. 2004. V. 24. P. 6393-6402.

154. Pickersgill H., Kalverda B., de Wit E., Talhout W., Fornerod M.s van Steensel B. Characterization of the Drosophila melanogaster genome at the nuclear lamina //Nat. Genet. 2006. V. 38. P. 1005-1014.

155. Pienta K.J., Coffey D.S. A structural analysis of the role of the nuclear matrix and DNA loops in the organization of the nucleus and chromosome // J. Cell Sci. Suppl. 1984. V. 1. P. 123-135.

156. Poiricr M.G., Marko J.F. Mitotic chromosomes are chromatin networks without a mechanically contiguous protein scaffold // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 2002. V. 99. P. 15393-15397.

157. Prlifert K., Vogel A., .Krohne G. The lamin CxxM motif promotes nuclear membrane growth // J. Cell Sci. 2004. V. 117. P. 6105-6116.

158. Prusov A.N., Polyakov V.Yu., Zatsepina O.V., Chentsov Yu.S., Fais D. Rosette-like structures from nuclei with condensed (chromomeric) chromatin but not from nuclei with diffuse (nucleomeric or nucleosomic) chromatin // Cell Biol. Int. Rep. 1983. V. 7. P. 849-858.

159. Rabut G., Doye V., Ellenberg J. Mapping the dynamic organization of the nuclear pore complex inside single living cells // Nat. Cell Biol. 2004. V. 6. P. 1114—1121.

160. Rahmanzadeh R., Hiittmann G., Gerdes J., Scholzen T. Chromophorc-assisted light inactivation of pKi-67 leads to inhibition of ribosomal RNA synthesis // Cell Prolif. 2007. V. 40. P. 422^130.

161. Ratsch A., Joos S., Kioschis P., Lichter P. Topological organization of the MYC/IGK locus in Burkitt's lymphoma cells assessed by nuclear halo preparations // Exp. Cell Res. 2002. V. 273. P. 12-20.

162. Rattncr J.B., Hendzel M.J., Furbee C.S., Muller M.T., Bazett-Jones D.P. Topoisomerase lía is associated with the mammalian centromere in a cell cycle-and species-specific manner and is required for proper centromere/kinetochore structure // J. Cell Biol. 1996. V. 134. P. 1097-1107.

163. Rattner J.B., Lin C.C. Radial loops and helical coils coexist in metaphase chromosomes // Cell. 1985. V. 42. P. 291-296.

164. Razin S.V. Chromosomal DNA loops may constitute basic units of the eukaryotic genome organization and evolution // Crit. Rev. Eukaryot Gene Expr. 1999. V. 9. P. 279-283.

165. Razin SV, Gromova II, Iarovaia OV. Specificity and functional significance of DNA interaction with the nuclear matrix: new approaches to clarify the old questions // Int Rev Cytol. 1995. V. 162B. P. 405-448.

166. Ris H. Stereoscopic electron microscopy of chromosomes // Methods Cell Biol. 1981. V. 22. P. 77-96.

167. Rivcra-Mulia J.C., Hernández-Muñoz R., Martínez F., Aranda-Anzaldo A. DNA moves sequentially towards the nuclear matrix during DNA replication in vivo // BMC Cell Biol. 2011. V. 12. P. 3.

168. Sadoni N., Targosz B.S., Englmann A., Fesser S., Koch J., Schindelhauer D., Zink D. Transcription-dependent spatial arrangements of CFTR and conserved adjacent loci are not conserved in human and murine nuclei // Chromosoma. 2008. V. 117. P. 381-397.

169. Saitoh N., Goldberg I.G., Wood E.R., Earnshaw W.C. Sell: an abundant chromosome scaffold protein is a member of a family of putative ATPases with an unusual predicted tertiary structure // J. Cell Biol. 1994. V. 127. P. 303-318.

170. Saitoh Y., Laemmli U.K. Metaphase chromosome structure: bands arise from a differential folding path of the highly AT-rich scaffold // Cell. 1994. V. 76. P. 609-622.

171. Saiwaki T., Kotera I., Sasaki M., Takagi M., Yoneda Y. In vivo dynamics and kinetics of pKi-67: transition from a mobile to an immobile form at the onset of anaphase // Exp. Cell Res. 2005. V. 308. P. 123-134.

172. Sakaguchi A., Kikuchi A. Functional compatibility between isoform a and p of type II DNA topoisomerase // J. Cell Sci. 2004. V. 117. P. 1047-1054.

173. Savvidou E., Cobbe N., Steffensen S., Cotterill S., Heck M.M. Drosophila CAP-D2 is required for condensin complex stability and resolution of sister chromatids // J. Cell Sci. 2005. V. 118. P. 2529-2543.

174. Scaffidi P., Misteli T. Lamin A-dependent misregulation of adult stem cells associated with accelerated ageing // Nat. Cell Biol. 2008. V. 10. P. 452^159.

175. Scheer U., Htigle B., Hazan R., Rose K.M. Drug-induced dispersal of transcribed rRNA genes and transcriptional products: immunolocalization and silver staining of different nucleolar components in rat cells treated with 5,6-dichloro-beta-D-ribofuranosylbenzimidazole // J. Cell Biol. 1984. V. 99. P. 672-679.

176. Schmidt M.H., Broil R., Bruch H.P., Duchrow M. Proliferation marker pKi-67 affects the cell cycle in a self-regulated manner // J. Cell. Biochem. 2002. V. 87. P. 334-341.

177. Schmiesing J.A., Gregson H.C., Zhou S, Yokomori K. A human condensin complex containing hCAP-C-hCAP-E and CNAP1, a homolog of Xenopus XCAP-D2, colocalizes with phosphorylated histone H3 during the early stage of mitotic chromosome condensation // Mol. Cell. Biol. 2000. V. 20. P. 69967006.

178. Schnedl W., Mikelsaar A.V., Breitenbach M., Dann O. DIPI and DAPI: fluorescence banding with only negliglible fading // Hum Genet. 1977. V. 36. P. 167-172.

179. Scholzen T., Endl E., Wohlenberg C., van der Sar S., Cowell I.G., Gerdes J., Singh P.B. The Ki-67 protein interacts with members of the heterochromatin protein 1 (HP1) family: a potential role in the regulation of higher-order chromatin structure // J. Pathol. 2002. V. 196. P. 135-144.

180. Shimi T., Butin-Israeli V., Goldman R.D. The functions of the nuclear envelope in mediating the molecular crosstalk between the nucleus and the cytoplasm // Curr. Opin. Cell Biol. 2012. V. 24. P. 71-78.

181. Shnyrova A., Frolov V.A., Zimmerberg J. ER biogenesis: self-assembly of tubular topology by protein hairpins // Curr. Biol. 2008. V. 18. P. R474-476.

182. Snapp E.L., Hegde R.S., Francolini M., Lombardo F., Colombo S., Pedrazzini E., Borgese N., Lippincott-Schwartz J. Formation of stacked ER cisternae by low affinity protein interactions // J. Cell Biol. 2003. V. 16. P. 257-269.

183. Soderqvist H., Jiang W.Q., Ringertz N., Hallberg E. Formation of nuclear bodies in cells overexpressing the nuclear pore protein POM121 // Exp. Cell Res. 1996. V. 225. P. 75-84.

184. Sonnenbichler J. Nucleoprotein complexes: possible subunits of chromosomes // Hoppe-Seyler's Z. Physiol. Chem. 1969a. V. 350. P. 761-766.

185. Sonnenbichler, J. Substructures of chromosomes // Nature. 1969b. V. 223. P. 205-206.

186. Sparvoli E., Gay H., Kaufmann P. Number and pattern of association of chromonemata in the chromosomes of Tradescantia II Chromosoma. 1965. V. 16. P. 415-^35.

187. Stack S.M., Anderson L.K. A model for chromosome structure during the mitotic and meiotic cell cycles // Chromosome Res. 2001. V. 9. P. 175—198.

188. Stavru F., Htilsmann B.B., Spang A., Hartmann E., Cordes V.C., Gorlich D. NDC1: a crucial membrane-integral nucleoporin of metazoan nuclear pore complexes // J. Cell Biol. 2006. V. 173. P. 509-519.

189. Steffensen S., Coelho P.A., Cobbe N., Vass S., Costa M., Hassan B., Prokopenko S.N., Bellen H., Heck M.M., Sunkel C.E. A role for Drosophila SMC4 in the resolution of sister chromatids in mitosis // Curr. Biol. 2001. V. 11. P. 295-307.

190. Strick R, Strissel P.L., Gavrilov K., Levi-Setti R. Cation-chromatin binding as shown by ion microscopy is essential for the structural integrity of chromosomes // J. Cell Biol. 2001. V. 155. P. 899-910.

191. Strukov Y.G., Belmont A.S. Mitotic chromosome structure: reproducibility of folding and symmetry between sister chromatids // Biophys J. 2009. V. 96. P. 1617-1628.

192. Strukov Y.G., Wang Y., Belmont A.S. Engineered chromosome regions with altered sequence composition demonstrate hierarchical large-scale folding within metaphase chromosomes // J. Cell Biol. 2003. V. 162. P. 23-35.

193. Stubblefield E., Wray W. Architecture of the Chinese hamster metaphase chromosome // Chromosoma. 1971. V. 32. P. 262-294.

194. Swedlow J.R., Hirano T. The making of the mitotic chromosome: modern insights into classical questions // Mol. Cell. 2003. V. 11. P. 557-569.

195. Swedlow J.R., Hirano T. The making of the mitotic chromosome: modern insights into classical questions // Mol. Cell. 2003. V. 11. 557-569.

196. Swedlow J.R., Sedat J.W., Agard D.A. Multiple chromosomal populations of topoisomerase II detected in vivo by time-lapse, three-dimensional wide-field microscopy//Cell. 1993. V. 73. P. 97-108.

197. Takei K., Mignery G.A., Mugnaini E., Sudhof T.C., De Camilli P. Inositol 1,4,5-trisphosphate receptor causes formation of ER cisternal stacks in transfectcd fibroblasts and in cerebellar Purkinje cells // Neuron. 1994. V. 12. P. 327-342.

198. Tan J.H., Wooley J.C., LeStourgeon W.M. Nuclear matrix-like filaments and fibrogranular complexes form through the rearrangement of specific nuclear ribonucleoproteins // Mol. Biol. Cell. 2000. V. 11. P. 1547-1554.

199. Taniguchi T., Takayama S. High-order structure of metaphase chromosomes: evidence for a multiple coiling model // Chromosoma. 1986. V. 93. P. 511-514.

200. Tavormina P.A., Come M.G., Hudson J.R., Mo Y.Y., Beck W.T., Gorbsky G.J. Rapid exchange of mammalian topoisomerase lia at kinetochores and chromosome arms in mitosis // J. Cell Biol. 2002. V. 158. P. 23-29.

201. Tikhonenko A.S., Bespalova I.A., Martinkina L.P., Popenko V.I., Sergejeva G.I. Structural organization of macronuclear chromatin of the ciliate Bursaria

trancatella in resting cysts and at excysting // Eur. J. Cell Biol. 1984. V. 33. P. 37-42.

202. Towbin B.D., Meistcr P., Gasser S.M. The nuclear envelope - a scaffold for silencing? // Curr. Opin. Genet. Dev. 2009. V. 19. P. 180-186.

203. Trumtel S., Leger-Silvestre I., Gleizes P.E., Teulieres F., Gas N. Assembly and functional organization of the nucleolus: ultrastructural analysis of Saccharomyces cerevisiae mutants // Mol. Biol. Cell. 2000. V. 11. P. 21752189.

204. Tsai-Pflugfelder M., Liu L.F., Liu A.A., Tewey K.M., Whang-Peng J., Knutsen T., Huebner K., Croce C.M., Wang J.C. Cloning and sequencing of cDNA encoding human DNA topoisomerase II and localization of the gene to chromosome region 17q21-22 // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1988. V. 85. P. 7177-7181.

205. Van Driel R., Fransz P.F., Verschure P.J. The eukaryotic genome: a system regulated at different hierarchical levels // J. Cell Sci. 2003. V. 116. P. 40674075.

206. Van Hooser A.A., Yuh P., Heald R. The perichromosomal layer // Chromosoma. 2005. V. 114. P. 377-388.

207. Vega-Salas D.E., Fernandez M., Nouri K. Characterization and changes of a chromosomal-scaffolding protein in human epithelia // Cell Tissue Res. 2002. V. 308. P. 193-203.

208. Verheijen R., Kuijpers H.J., van Driel R., Bcck J.L., van Dierendonck J.H., Brakenhoff G.J., Ramaekers F.C. Ki-67 detects a nuclear matrix-associated proliferation-related antigen. II. Localization in mitotic cells and association with chromosomes // J. Cell Sci. 1989. V. 92. P. 531-540.

209. Voeltz G.K., Prinz W.A., Shibata Y., Rist J.M., Rapoport T.A. A class of membrane proteins shaping the tubular endoplasmic reticulum // Cell. 2006. V. 124. P. 573-586.

210. Wang W., Budhu A., Forgues M., Wang X.W. Temporal and spatial control of nucleophosmin by the Ran-Crml complex in centrosome duplication // Nat. Cell Biol. 2005. V. 7. P. 823-830.

211. Watrin E., Legagneux V. Contribution of hCAP-D2, a non-SMC subunit of condensin I, to chromosome and chromosomal protein dynamics during mitosis // Mol. Cell. Biol. 2005. V. 25. P. 740-750.

212. Wood E.R., Earnshaw W.C. Mitotic chromatin condensation in vitro using somatic cell extracts and nuclei with variable levels of endogenous topoisomerase II // J. Cell Biol. 1990. V. 111. P. 2839-2850.

213. Yamamoto A., Masaki R., Tashiro Y. Formation of crystalloid endoplasmic reticulum in COS cells upon overexpression of microsomal aldehyde dehydrogenase by cDNA transfection // J. Cell Sci. 1996. Y. 109. P. 17271738.

214. Yeong F.M., Hombauer H., Wendt K. S., Hirota T., Mudrak I., Mechtler K., Loregger T., Marchler-Bauer A., Tanaka K., Peters J.M., Ogris E. Identification of a subunit of a novel Kleisin-beta/SMC complex as a potential substrate of protein phosphatase 2A // Curr. Biol. 2003. V. 13. P. 2058-2064.

215. Zatsepina O.V., Dudnic O.A., Todorov I.T., Thiry M., Spring H., Trendelenburg M.F. Experimental induction of prenucleolar bodies (PNBs) in interphase cells: interphase PNBs show similar characteristics as those typically observed at telophase of mitosis in untreated cells // Chromosoma. 1997. V. 105. P. 418-430.

216. Zatsepina O.V., Polyakov V.Yu., Chentsov Yu.S. Chromonema and chromomere: structural units of mitotic and interphase chromosomes // Chromosoma. 1983. V. 88. P. 91-97.

217. Zatsepina O.V., Polyakov V.Yu., Chentsov Yu.S. Differential decondensation of mitotic chromosomes during hypotonic treatment of living cells as a possible cause of G-banding: an ultrastructural study // Chromosoma. 1989. V. 98. P. 109-116.

218. Zelenin M.G., Zakharov A.F., Zatsepina O.V., Polijakov V.Yu., Chentsov Yu.S. Reversible differential decondensation of unfixed Chinese hamster chromosomes induccd by change in calcium ion concentration of the medium // Chromosoma. 1982. V. 84. P. 729-736.

219. Zhao J., Hao S., Xing M. The fine structure of the mitotic chromosome core (scaffold) of Trilophidia annulata II Chromosoma. 1991. V. 100. P. 323-329.

Zirbel R.M., Mathieu U.R., Kurz A., Cremer T., Lichter P. Evidence for a nuclear compartment of transcription and splicing located at chromosome domain boundaries // Chromosome Res. 1993. V. 1. P. 93-106.

СПИСОК ОСНОВНЫХ ПУБЛИКАЦИЙ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

Статьи в журналах из списка ВАК РФ

1. Sheval E.V., Prusov A.N., Kireev 1.1., Fais D., Polyakov V.Yu. Organization of higher-level chromatin structures (chromomere, chromonema and chromatin block) examined using visible light-induced chromatin photo-stabilization // Cell Biology International. - 2002. - V. 26. - P. 579-591.

2. Sheval E.V., Kireev I.I., Polyakov V.Yu. Stabilization of macromolecular chromatin complexes in mitotic chromosomes by light irradiation in the presence of ethidium bromide // Cell Biology International. - 2004. - V. 28. - P. 835-843.

3. Sheval E.V., Churakova J.V., Duclnik O.A., Vorobjcv I.A. Examination of the proliferative activity of tumor cells in human lymphoid neoplasms using a morphometric approach // Cancer. - 2004. - V. 102. - P. 174-185.

4. Шеваль E.B., Курчатова С.Ю., Тимирбулатова Э.Р., Поляков В.Ю. Получение и характеристика препаратов ядерного матрикса и хромосомного скэффолда in situ // Цитология. - 2005. — Т. 47. — С. 77-82.

5. Sheval E.V., Polzikov М.А., Olson M.O.J., Zatsepina O.V. A higher concentration of an antigen within the nucleolus may prevent its proper recognition by specific antibodies // European Journal of Histochemistry. — 2005. -V. 49.-P. 117-124.

6. Поляков В.Ю., Зацепина O.B., Киреев И.И., Прусов А.Н., Фаис Д., Шеваль Е.В., Коблякова Ю.В., Голышев С.А., Ченцов Ю.С. Структурно-функциональная модель митотической хромосомы // Биохимия. — 2006. — Т. 71.-С. 6-16.

7. Lidsky P.V., Hato S., Bardina M.V., Aminev A.G., Palmenberg A.C., Sheval E.V., Polyakov V.Yu., van Kuppeveld F.J.M., Agol V.l. Nucleocytoplasmic traffic disorder induced by cardioviruses // Journal of Virology. - 2006. - V. 80. -P. 2705-2717.

8. Шеваль E.B., Поляков В.Ю. Роль хромосомного скэффолда в поддержании структурной целостности митотичсских хромосом // Онтогенез. — 2006. — Т. 37.-С. 405-418.

9. Karpova O.V., Zayakina O.V., Arkliipenko M.V., Sheval E.V., Kiselyova O.I., Poljakov V.Yu., Yaminsky I.V., Rodionova N.P., Atabekov J.G. Potato vims X RNA-mediated assembly of single-tailed ternary 'coat protein-RNA-movcment protein' complexes // Journal of General Virology. - 2006. - V. 87. - P. 27312740.

10. Sheval E.V., Polyakov V.Y. Visualization of the chromosome scaffold and intermediates of loop domain compaction in extracted mitotic cells // Cell Biology International. - 2006. - V. 30. - P. 1028-1040.

11. Sheval E.V., Polyakov V.Y. The peripheral chromosome scaffold, a novel structural component of mitotic chromosomes // Cell Biology International. -2008,-V. 32.-P. 708-712.

12. Григорьев А.А., Булычева Т.И., Шеваль E.B., Калинина И.А., Зацепина О.В. Цитологические признаки подавления общего уровня синтеза белка, выявляемые с помощью новых моноклональных антител // Цитология. —

2008.-Т. 50.-С. 338-346.

13. Голышев С.А., Вихрева П.Н., Шеваль Е.В., Кирьянов Г.И., Поляков В.Ю. Роль метилирования ДНК и посттрансляционных модификаций гистонов в организации и поддержании структуры гетерохроматиновых доменов (хромоцентров) // Цитология. - 2008. - Т. 50. - С. 972-982.

14. Sheval E.V., Dudnik О.А., Abramchuk S.S., Polyakov V.Y. Perichromosomal layer proteins associate with chromosome scaffold and nuclear matrix throughout the cell cycle // Биологические мембраны. - 2009. - T. 26. - С. 126-142.

15. Волкова Е.Г., Курчатова С.Ю., Шеваль Е.В., Поляков В.Ю. Самоорганизация агрегатов мембран эидоплазматического ретикулума в клетках с гиперэкспрессией пуклсопорина РОМ121 // Биологические мембраны. - 2009. - Т. 26. - С. 401-407.

16. Bardina M.V., Lidsky P.V., Sheval E.V., Fominykh K.V., van Kuppeveld F.J., Polyakov V.Y., Agol V.I. Mengovirus-induced rearrangement of the nuclear pore complex: hijacking cellular phosphorylation machinery // Journal of Virology. -

2009.-V. 83.-P. 3150-3161.

17. Брагина E.E., Замятнина В.А., Гаврилов Ю.А., Шеваль Е.В., Волкова Е.Г., Курило Л.Ф., Шилейко JI.B., Левчук Т.Н., Кузьмичев Л.Н., Поляков В.Ю.

Упаковка хроматина и фрагментация ДНК: два типа нарушений наследственного материала сперматозоидов // Медицинская генетика. -2009.-Т. 8.-С. 29-35.

18. Шеваль Е.В., Поляков В.Ю. Структурная организации ядерного матрикса хромоцентров культивируемых фибробластов мыши // Цитология. - 2010. — Т. 52.-С. 412-419.

19. Krupina К.A., Sheval Е.У., Lidsky P.V. Variability in inhibition of host RNA synthesis by entero- and cardioviruses // Journal of General Virology. - 2010. -V. 91.-P. 1239-1244.

20. Musinova Y.R., Lisitsyna O.M., Golyshev S.A., Tuzhikov A.I., Polyakov V.Y., Sheval E.V. Nucleolar localization/retention signal is responsible for transient accumulation of histone H2B in the nucleolus through electrostatic interactions // Biochimica et Biophysica Acta - Molecular Cell Research. - 2011. - V. 1813. -P. 27-38.

21. Volkova E.G., Kurchashova S.Y., Polyakov V.Y., Sheval E.V. Self-organization of cellular structures induced by the overexpression of nuclear envelope proteins: a correlative light and electron microscopy study // Journal of Electron Microscopy (Tokyo). - 2011. -V. 60. - P. 57-71.

22. Volkova E.G., Abramchuk S.S., Sheval E.V. The overexpression of nuclear envelope protein Lap2p induces endoplasmic reticulum reorganization via membrane stacking // Biology Open. - 2012 - V. 1. - P. 802-805.

23. Svistunova D.M., Musinova Y.R., Polyakov V.Y., Sheval E.V. A simple method for the immunocytochemical detection of proteins inside nuclear structures that are inaccessible to specific antibodies // Journal of Histochemistry & Cytochemistry.-2012.-V. 60.-P. 152-158.

24. Арифулин E.A., Брагина E.E., Замятина В.А., Волкова Е.Г., Шеваль Е.В., Голытев С.А., Кинцурашвили Л.Н., Кирьянов Г.И., Прусов А.Н., Поляков В.Ю. Компактизация ДНК в сперматогенезе человека. I. Динамика компактизации нуклеогистонного и нуклеопротаминового хроматина в дифференцирующихся сперматидах // Онтогенез. - 2012. - Т. 43. — С. 143153.

Статья в сборнике

25. Sheval E.V., Musinova Y.R. Nucleolar localization/retention signals // Proteins of the Nucleolus: Regulation, Translocation, & Biomedical Functions. Eds. D.H. O'Day and A. Catalano. - 2013. - P. 175-196.

Материалы конференций

26. Шеваль E.B., Курчатова С.Ю., Тимирбулатова Э.Р., Поляков В.Ю. Получение и характеристика остаточных структур интерфазных ядер и митотических хромосом культивируемых клеток in situ 11 Материалы 1-го Съезда Общества клеточной биологии. - Цитология. - 2003. - Т. 45. - С. 947.

27. Шеваль Е.В., Поляков В.Ю. Хромосомный скэффолд и высшие уровни компактизации митотических хромосом // Структура и функции клеточного ядра: Тезисы докладов и сообщений XV Всероссийского совещания. — Цитология. - 2005. - Т. 47. - С. 842.

28. Голышев С.А., Шеваль Е.В., Вихрева П., Поляков В.Ю. Гетерогенность структуры и состава хромоцентров в клетках линии L929 // Структура и функции клеточного ядра: Тезисы докладов и сообщений XV Всероссийского совещания. - Цитология. - 2005. - Т. 47. - С. 804.

29. Jarskaja О.О., Kunafina E.R., Sheval E.V., Olson M.O.J., Zatsepina O.V. Premature induction of nucleolus derived foci at metaphase of mitosis by inhibition of CDK-type kinases // 19th International Workshop on the Cell Nucleus (The Wilhelm Bernhard Workshop) - Munsterschwarzach Abbey, Germany. - 2005. - P. 33-34.

30. Bardina M.V., Lidsky P.V., Sheval E.V., Fominykh K.V., Lindberg A.M., Kurinnov V.V., van Kuppeveld F.J., Polyakov V.Y., Agol V.I. Picornaviruses differently affect nuclear envelope: evidences for mitotic kinase(s) involvmet in cardiovims-induced nuclear pore complex disorganization // XIV Meeting of the European Study Group on the Molecular Biology of Picornaviruses, Saariselka, Inari, Finland. - 2006. - D17.

31. Шеваль E.B., Поляков В.Ю. Периферический домен хромосомного скэффолда — новый парадокс клеточной биологии // Материалы II Съезда Общества клеточной биологии. - Цитология. - 2007. - Т. 49. - С. 807.

32. Шеваль Е.В., Волкова Е.Г., Голышев С.А., Курчатова С.Ю., Поляков В.Ю. Особенности формирования ядерной оболочки при гиперэкспрессии ламина В1 // Материалы II Съезда Общества клеточной биологии. - Цитология. -

2007. Т.-49. С.-806-807.

33. Шеваль Е.В., Волкова Е.Г., Голышев С.А., Курчашова С.Ю., Поляков В.Ю. Избыточная экспрессия белков ламины и поровых комплексов позволяет влиять на отдельные этапы формирования ядерной оболочки // Тезисы докладов XXII Российской конференции по электронной микроскопии. —

2008.-С. 329.

34. Bardina M.V., Lidsky P.V., Sheval E.V., van Kuppeveld F.J., Polyakov V.Y., Agol V.I. Mechanism of nucleoplasms transport disorder induced by cardioviruses // First International Summer School "Pathogen-Host Interplay". -Berlin-Potsdam, Germany. - 2008. - P. 73.

35. Bardina M.V., Lidsky P.V., Sheval E.V., van Kuppeveld F.J., Polyakov V.Y., Agol V.I. Futher characterization of mechanisms of nucleocytoplasmic transport disorder induced by cardiovireses: a key role of nucleoporin phosphorylation? // XV Meeting of the European Study Group on the Molecular Biology of Picornaviruses. - Sitges Barselona, Spain. - 2008. - P. 28.

36. Волкова Е.Г., Шеваль E.B. Избыточная экспрессия белков ламины и поровых комплексов позволяет влиять на процесс формирования ядерной оболочки. // Материалы II Всероссийского с международным участием конгресса студентов и аспирантов-биологов "Симбиоз-2009". - 2009. - С. 203-204.

37. Мусинова Я.Р., Лисицына О.М., Шеваль Е.В. Несопряженное с функционированием удержание белков в ядрышке: к вопросу о механизме действия сигналов ядрышковой локализации // XXIII Российская конференция по электронной микроскопии. - Черноголовка. - 2010. - С. 394.

38. Мусинова Я.Р., Шеваль Е.В., Поляков В.Ю. Сигнал ядрышковой локализации в гистоне Н2В // Структура и функции клеточного ядра: Тезисы докладов и сообщений XVI Всероссийского совещания. -Цитология. - 2010. - Т. 52. - С. 675-676.

39. Musinova Y.R., Lisitsyna O.M., Golyshev S.A., Polyakov V.Y., Sheval E.V. Non-specific retention as a possible mechanism for histone H2B accumulation in the nucleolus // American Society for Cell Biology 50th Annual Meeting. - P. 1133.

40. Шеваль E.B. Изучение молекулярных взаимодействий белков в живой клетке с использованием микроскопических методов // Пятая международная конференция с элементами научной школы "Современные проблемы бионаноскопии". - 2011. - С. 70.

41. Мусинова Я.Р., Кананыхина Е.Ю., Лисицына О.М., Шеваль Е.В. Количественный анализ выраженности действия естественных и искусственных сигналов ядрышковой локализации // XVII Российский симпозиум по растровой электронной микроскопии и аналитическим методам исследования твердых тел. - 2011. - С. 254.

42. Musinova Y.R., Lisitsyna О.М., Kananykhina E.Y., Polyakov V.U., Sheval E.V. The region of histone H2B with potential nucleolar localization (NoLS) activity // 22nd Wilhelm Bernhard Workshop. - 2011. - P. 96.

43. Volkova E.G., Sheval E.V. Self-organization of cellular structures induced by the overexpression of nuclear envelope proteins // 22nd Wilhelm Bernhard Workshop. -2011.-P. 120.

44. Мусинова Я.Р., Лисицииа O.M., Кананыхина Е.Ю., Поляков В.Ю., Шеваль Е.В. Механизмы накопления белков в ядрышке за счет неспецифических сигналов ядрышковой локализации // I Всероссийская конференция "Внутриклеточная сигнализация, транспорт, цигоскелет". — Цитология. — 2011.-T. 53.-С.709.

45. Musinova Y.R., Svistunova D.M., Sheval E.V. Nucleolar localization signals interact electrostatically with nucleolar components // The American Society for Cell Biology Annual Meeting. - 2012

46. Свистунова Д.М., Мусинова Я.P., Шеваль Е.В. Некоторые новые свойства сигналов ядрышковой локализации // Тезисы докладов и сообщений III конференции Общества клеточных биологов - Цитология. - 2012. - Т. 54. -С. 704-705.

/ 239 .

c

Musinova Y.R., Svistunova Y.R., Sheval E.V. Charge-dependent dynamic

rd

retention of proteins in the nucleoli via nucleolar localization signal // 23 Wilhelm Bernhard Workshop on the cell nucleus. - 2013. - P. 109.