Изучение макромолекулярных комплексов хроматина животных и растений тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.25, кандидат биологических наук Шеваль, Евгений Валерьевич

• Шеваль, Евгений Валерьевич
• кандидат биологических наук
• 2001

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Шеваль, Евгений Валерьевич

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Высшие уровни организации хроматина

1.1 Хромонемы - элементарные субструктуры митотических хромосом

1.2 Судьба хромонемных элементов в интерфазе

1.3 Структурная организация хромонемы

1.4 "Хромомерно-хромонемнаямодель"

2. Радиально-петельная модель

2.1 "Скелетные структуры " митотических хромосом

2.2 Петлевые домены интерфазных хромосом

2.3 "Скелетные" структуры интерфазного ядра

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Изучение макромолекулярных комплексов хроматина животных и растений»

Проблема структурной организации генетических систем (в частности, интерфазных и митотических хромосом эукариот) является одной из наиболее горячих точек современной науки. Связано это в первую очередь с колоссальными успехами генетики и молекулярной биологии по расшифровке структуры генетического аппарата клетки на молекулярном уровне, что позволило произвести революцию в таких прикладных дисциплинах как селекция, медицина, биотехнология. Тем не менее, до сих пор существует недопустимый разрыв между большим объемом сведений о молекулярной организации и функционировании генов и геномов и ограниченным количеством данных о надмолекулярной организации хромосом.

В настоящее время в качестве основного надмолекулярного образования хромосомы рассматривается элементарная хромосомная фибрилла. Такие представления восходят к классическим работам Риса (Ris, 1957), описавшего эти фибриллы в качестве единственных визуализируемых структурных единиц митотических хромосом. В последнее время наибольшее распространение получила радиально-петельная модель, в рамках которой структурной единицей хромосомы также является элементарная хромосомная фибрилла, которая периодически взаимодействует с осевой скелетной структурой, образуя петли (Laemmli et al., 1978; Cook, 1995; Stack, Anderson, 2001). Тем не менее, существует точка зрения, согласно которой в составе хромосом можно обнаружить структурные элементы более высокого уровня организации, а именно, толстые фибриллы - хромонемы (Sparvoli et al., 1965; Ченцов, Поляков, 1974; Zatsepina et al., 1983; Belmont et al., 1989).

Противоречивы представления и относительно общей организации хромосом. Здесь накоплен большой объем данных, касающийся продольной неоднородности хромосомы и различных свойств ее отдельных локусов (см. обзоры: Прокофьева-Бельговская, 1986; Babu, Verma, 1987). Во многих современных вариантах радиально-петельной модели факт продольной неоднородности хромосомы попросту игнорируется (см. напр.: Stack, Anderson, 2001). Отчасти это оправдано, т .к. ультраструктурные и биохимические данные о структуре различных доменов хромосомы фрагментарны и недостаточны для построения каких-либо схем. Другая сторона проблемы общей организации хромосомы связана с обособленностью преимущественно электронномикроскопических наблюдений над тонкой организацией хроматина и огромным массивом преимущественно светомикроскопических данных об организации хромосомы, накопленных цитогенетикой.

Таким образом, можно утверждать, что несмотря на более чем столетнюю историю изучения, сведения относительно надмолекулярной организации хроматина и хромосом, которыми мы располагаем на настоящее время, являются противоречивыми и фрагментарными.

Однако проблема надмолекулярной организации хроматина не ограничена рамками чисто морфологических задач. Очевидно, что понимание того, как организована хромосома не исчерпывается каталогизацией морфологических субструктур и описанием их переходов и взаимосвязей в ходе различных клеточных процессов. Важно знать и природу факторов, организующих и поддерживающих хромосому, как целостную структуру.

В рамках радиально-петельной модели эта проблема решена, по крайней мере, теоретически. Постулируется, что за поддержание надмолекулярной структурной организации хромосом отвечает особая скелетная структура (скэффолд в митозе, ядерный матрикс в интерфазе), которая строго упорядоченно укладывает элементарную хромосомную фибриллу. Однако исчерпывающего экспериментального обоснования эта модель до сих пор не получила. Более того, есть определенные сомнения в том, что ядерный матрикс и скэффолд существуют in vivo, а не являются артефактами, возникающими в ходе манипулирования с ядрами и хромосомами in vitro (Hancock, 2000; Pederson, 2000; Tan et al., 2000).

Для высших уровней компактизации ДНК ситуация еще более неясная. Иногда высшие уровни организации трактуются как результат неспецифической агрегации ДНП-фибрилл в "физиологических" условиях (Davie, 1995). Высказывалось также предположение, что в поддержание структурной целостности хромонем могут быть вовлечены компоненты ядерного матрикса (Belmont, Bruce, 1994). Также заслуживает внимания гипотеза, по которой в организацию высших уровней компактизации хроматина вовлечены специальные структурные негистоновые белки ("скрепочные" белки) (Prusov et al., 1983).

Данные литературы позволяют предполагать, что в интерфазных ядрах имеется система неидентифицированных структурных белков, которые не являются компонентами собственно ядерного матрикса и которые играют важную роль в компактизации макромолекулярных комплексов хроматина. Таким образом, теоретически в интерфазном ядре могут сосуществовать различные системы, обеспечивающие структуризацию хромосом. Одна, включающая в себя белки ядерного матрикса, обеспечивает в ядре иммобилизацию структурно-функциональных локусов хромосом (оснований петлевых доменов и активных генов), тогда как другая, в состав которой входят гипотетические структурные белки, участвует только в компактизации ДНК.

Таким образом, в проблеме структурной организации хроматина и хромосом тесно переплетаются цитологические и биохимические задачи, что делает невозможным ее решение методами одного какого-либо подхода. Проблема требует разработки новых методов, которые могли бы позволить стабилизировать структурный и химический состав хроматина в процессе его изоляции, избежав при этом использования химических агентов, вызывающих модификацию белков и/или ДНК. Одним из таких методов является фотостабилизация хроматина (Ямшанов и др., 1998). Показано, что облучение видимым светом в присутствии фотосенсибилизирующего агента (бромистого этидия) не стабилизирует гистоны, но сохраняет в составе хроматина негистоновые белки (Ямшанов и др., 1998). В настоящей работе этот подход использован с целью дискриминации систем 9 ядерных структурных белков и изучения их роли в организации структурных и функциональных субдоменов хромосом. В работе использованы микроскопические методики, что представляется оправданным, т. к. позволяет анализировать не ядра или хромосомы "вообще", а их отдельные субструктуры.

В связи со всем выше означенным в работе были поставлены следующие задачи:

1) Определить роль компонентов ядерного матрикса в организации конденсированного хроматина животных и растительных ядер.

2) Изучить роль компонентов ядерного матрикса в организации различных функциональных субдоменов интерфазных ядер.

3) Изучить роль нематриксных негистоновых белков в организации макромолекулярных комплексов интерфазных и митотических хромосом.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

За многолетнюю историю изучения строения хромосом было предложено большое число различных моделей, часто кардинально отличающихся по принципам, положенным в их основу. Тем не менее, всё разнообразие этих моделей можно свести в две группы. К первой группе относятся модели, в которых заложен принцип иерархичности, т.е. наличия нескольких последовательно формирующихся уровней компактизации ДНК. В качестве примера можно упомянуть скрепочную модель, предложенную Зацепиной с соавт. (1985). В этой модели постулируется существование уровней компактизации, промежуточных между элементарной хромосомной фибриллой и целой хромосомой. Однако в большинстве моделей в качестве конечного уровня организации расматривается соленоидная элементарная фибрилла. Процесс ее дальнейшей укладки может быть либо случайным и неупорядоченным, как это предполагал ДюПро (DuPraw, 1966), либо подчиняться принципу петельной укладки, как это постулируется в радиально-петельной модели (Laemmli et al., 1978). Радиально-петельная модель получила в настоящее время наибольшее распространение, хотя в ней и не признается существование высших уровней организации хроматина.

Заключение диссертации по теме «Гистология, цитология, клеточная биология», Шеваль, Евгений Валерьевич

выводы

1) Компоненты ядерного матрикса не играют существенной роли в поддержании структурной целостности высших уровней организации ДНК. Ядерный матрикс является структурно модифицированным в ходе изоляции и солевой экстракции интерхроматиновым материалом.

2) Не все свободные нуклеоплазматические белки интерхроматинового материала способны ассоциировать с ядерным матриксом в процессе его получения. Это может также определяться состоянием самого белка, его структурно-функциональным статусом.

3) Облучение в присутствии бромистого этидия стабилизирует структурные и структурно-функциональные субдомены интерфазного ядра, но не приводит к стабилизации внутриядерной сети ядерного матрикса.

4) Петлевые домены в составе конденсированного хроматина интерфазных ядер и митотических хромосом компактизируются в дискретные упорядоченные комплексы, по-видимому, соответствующие хромомерам.

5) Центромерный гетерохроматин в фотостабилизированных хромосомах имеет повышенную плотность, по сравнению как с G-, так и с R-сегментами.

6) На основании полученных данных выдвинута гипотеза о сосуществовании в интерфазном ядре двух систем белков, одна из которых включает в себя белки ядерного матрикса, обеспечивающие иммобилизацию структурно-функциональных локусов (оснований петлевых доменов и активных генов), а другая, в состав которой входят гипотетические структурные белки, участвует только в компактизации ДНК (петлевых доменов) в хромомерно-хромонемные комплексы.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Основой представленной работы являются наблюдения о наличии высших уровней компактизации ДНК в интерфазных ядрах и митотических хромосомах. В работе удалось визуализовать в интерфазных ядрах гепатоцитов крысы блоки конденсированного хроматина и составляющие их хромомерно-хромонемные комплексы. В интерфазных ядрах Allium сера этим образованиям соответствуют "хромонемы" и "субхромонемы". В митотических хромосомах свиньи удается визуализировать хромонемы. Важно отметить, что эти наблюдения являются не только необходимой предпосылкой для проведения дальнейших исследований по дискриминации систем белков, вовлеченных в организацию структурных и функциональных субдоменов хромосом. В настоящее время идея о существовании высших уровней компактизации не вошла в число представлений, учитываемых при обсуждении структурной организации хроматина и хромосом. В представленной работе были исследованы несколько систем, причем, во всех случаях удавалось визуализировать высшие уровни компактизации ДНК. Важно учитывать и филогенетическую удаленность использованных объектов (млекопитающие и цветковые растения).

Структурная целостность выявляемых в интерфазных ядрах гепатоцитов крысы высших уровней организации хроматина не зависит от состояния ядерного матрикса. Более того, удаление нематриксных белков с помощью 2 М NaCl полностью разрушает структуру конденсированного хроматина (это верно и для интерфазных ядер Allium сера, и для митотических хромосом клеток культуры СПЭВ). Т.к. известно, что такая экстракция не затрагивает компоненты ядерного матрикса, можно предположить что ядерный матрикс не играет существенной роли в поддержании структурной целостности хромомерно-хромонемных комплексов. Основываясь же на сходстве в локализации ядерного матрикса и интерхроматинового материала можно рассматиривать ядерный матрикс как структурно модифицированный интерхроматиновый материал.

Парадоксальным образом химическая основа процессов приводящих к выявлению ядерного матрикса остается слабоизученной. В ходе изоляции ядер с нестабилизированным матриксом часть материала интерхроматинового пространства экстрагируется. Основываясь на экспериментах с PCNA можно предполагать, что в ходе процедуры дестабилизации происходит изменение свойств компонентов ядерного матрикса, но для их экстракции необходима последующая солевая обработка. Одновременно, экстракция нематриксных белков может происходить уже в ходе процедуры дестабилизации. По видимому, судьба белка в ходе выделения и экстракции определяется не только условиями выделения и экстракции, но и структурно-функциональным статусом белка.

Основываясь на экспериментах с фотостабилизированным хроматином высказывается гипотеза, о существовании в составе конденсированного хроматина особой группы структурных негистоновых белков - "скрепочных". При ультраструктурном анализе в составе стабилизированного конденсированного хроматина выявлялись агрегаты, имеющие розеточную организацию и, возможно, соответствующие стабилизированным хромомерам. Это позволило предположить, что роль "скрепочных" белков состоит в организации хромомеров.

Применение того же подхода к митотическим хромосомам позволило предположить, что и в митотических хромосомах основная структурная роль принадлежит экстрагируемым солью белкам. Более того, не удается визуализовать скэффолд как морфологически выраженное образование.

В составе фотостабилизированных митотических хромосом удается выявить районы повышенной плотности, соответствующие центромерному гетерохроматину, что позволяет утверждать, что центромерный гетерохроматин содержит повышенную плотность материала по сравнению с плечами хроматид. Одновременно, в составе плеч не выявлены районы G- и R-сегментов, что говорит о том, что плотность материала in situ в этих районах одинакова.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Шеваль, Евгений Валерьевич, 2001 год

1. Бураков В.В., Онищенко Г.Е., Ченцов Ю.С. Структурные особенности прицентромерного гетерохроматина мышей. //Цитология. 1980. Т. 22. Стр. 514-520.

2. Вильсон Э. Клетка и ее роль в развитии и наследственности. // М.; Л.: Биомедгиз, 1936.

3. Галактионов И.В., Зацепина О.В., Поляков В.Ю., Ченцов Ю.С. Ультраструктура и некоторые свойства прицентромерного гетерохроматина в культивируемых клетках трахеи быка. //Цитология. Т. 33. Стр. 28-35.

4. Георгиев Г.П , Ченцов Ю.С. О структуре клеточного ядра. Экспериментальное электронно-микроскопическое исследование изолированных ядер. // Докл. АН СССР. 1960. Т. 132. Стр. 199-202.

5. Глазков М.В. Организация транскрипционно-неактивных участков интерфазных хромосом. // Докл. АН СССР. 1990. Т. 312. Стр. 978-980.

6. Данжар П. Цитология растений и общая цитология. // М.: Ин. Лит., 1950.

7. Зацепина О.В., Поляков В.Ю., Ченцов Ю.С. Различия в структурной организации G- и R-сегментов, выявляемые в процессе дифференциальной деконденсации хромосом. // Цитология. 1985. Т. 27. Стр. 865-871.

8. Зацепина О.В., Стефанова В.Н. Особенности ультраструктуры некоторых районов метафазных хромосом свиньи (теломера, центромера, ядрышковый организатор). // Цитология. 1993. Т. 35. Стр. 17-23.

9. Збарский И.Б., Дебов С.С. О белках клеточных ядер. // Докл. АН СССР. 1948. Т. 62. Стр. 795798.

10. Збарский И.Б., Дебов С.С. Белковые фракции клеточных ядер. // Биохимия. 1951. Т. 16. Стр. 390-395.

11. Збарский И.Б., Кузьмина С.Н. Скелетные структуры клеточного ядра. // М.: Наука, 1991.

12. Киреев И.И., Зацепина О.В., Поляков В.Ю., Ченцов Ю.С. Ультраструктура митотических хромосом клеток СПЭВ при их обратимой искусственной деконденсации in vivo. II Цитология. 1988. Т. 30. Стр.926-932.

13. Киреев И.И., Зацепина О.В., Поляков В.Ю., Ченцов Ю.С. Динамика структурной реконструкции митотических хромосом после их искусственной деконденсации in vitro. //Цитология. 1990. Т. 32. Стр. 449-543.

14. Левитский Г.А. 1931. Цит. по Левитский Г.А. Морфология хромосом (История. Методика. Факты. Теория), в сб. "Цитология растений" // М.: Наука, 1976. 350 с.

15. Поляков В.Ю., Ченцов Ю.С. Электронномикроскопическое выявление матрикса хромосом в связи с их естественным и экспериментальным разрыхлением. // ДАН СССР. 1968. Т. 182. Стр. 205-207.

16. Прокофьева-Бельговская А. А. Гетерохроматические районы хромосом. -М.: Наука, 1986.

17. Фролова Е.И., Зацепина О.В., Поляков В.Ю., Ченцов Ю.С. Особенности структурной организации прицентромерного гетерохроматина мыши, выявляемые в процессе дифференциальной деконденсации хромосом. //Цитология. 1989. Т. 31. Стр. 380-385.

18. Ченцов Ю.С., Поляков В.Ю. Ультраструктура клеточного ядра. М.: Наука, 1974.

19. Элленгорн Я.Е Хромомеры как показатели морфологических особенностей митотических хромосом. //Биол. журн. 1937. Т. 6. Стр. 633-644.

20. Adolph K.W. Isolation and structural organization of human mitotic chromosomes. // Chromosoma. 1980b. Vol. 76. P. 23-33.

21. Adolph K.W., Cheng S.M., Laemmli U.K. Role of nonhistone proteins in metaphase chromosomestructure. // Cell. 1977a. Vol. 12. P. 805-816. Adolph K.W., Cheng S.M., Paulson J.R., Laemmli U.K. Isolation of a protein scaffold from mitotic

22. Baranetzky J. Die Kernteilung in den pollen Mutterzellen einiger Tradescantien. // Bot. Zeit. 1880. 38. 281-295.

23. Belmont A.S., Braunfeld M.B., Sedat J.W., Agard D.A. Large-scale chromatin structural domains within mitotic and interphase chromosomes in vivo and in vitro. II Chromosoma. 1989. Vol. 98. P. 129-143.

24. Belmont A.S., Вшсе К. Visualization of G1 chromosomes: a folded, twisted, supercoiled chromonema model of interphase chromatid structure. // J. Cell Biol. 1994. Vol. 127. P. 287-302.

25. Berezney R., Buchholtz L.A. Dynamic association of replicating DNA fragments with the nuclear matrix of regenerating liver. // Exp. Cell Biol. 1981a. Vol. 182. P. 1-13.

26. Berezney R., Coffey D.S. (1975) Nuclear protein matrix: association with newly synthesized DNA. Science 189:291-293

27. Berezney R., Coffey D.S. The nuclear protein matrix: Isolation and characterization of a framework structure from rat liver nuclei. // J. Cell Biol. 1977. Vol. 73. P. 616-637.

28. Berezney R., Mortillaro M.J., Ma H., Wei X., Samarabandu J. The nuclear matrix: a structural milieu for genomic function. //Int. Rev. Cytol. 1995. Vol. 162A. P. 1-65.

29. Bladon Т., Brasch H., Brown D.L., Setterfield G. Changes in structure and protein composition of bovine lymphocyte nuclear matrix during concanavalin A-induced mitogenesis. // Biochem. and Cell. Biol. 1988. Vol. 66. P. 40-53.

30. Boy de la Tour, Laemmli U.K. The metaphase scaffold is helicalli folded: sister chromatids have predominantli opposite helical handedness. // Cell. 1988. Vol. 55. P. 937-944.

31. Bravo R., Macdonald-Bravo H. Existence of two populations of cyclin/proliferating cell nuclear antigen during the cell cycle: association with DNA replication sites. // J. Cell Biol. 1987. Vol. 105. P. 1549-1554.

32. Celis J.E., Celis A. Cell cycle-dependent variations in the distribution of the nuclear protein cyclin proliferating cell nuclear antigen in cultured cells: subdivision of S phase. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1985. Vol. 82. P. 3262-3266.

33. Cockerill P.N., Garrard W.T. Chromosomal loop anchorage of the kappa immunoglobulin gene occurs next to the enhancer in a region containing topoisomerase II sites. // Cell. 1986. Vol. 44. P. 273-282.

34. Comings D.E., Okada Т.A. Nuclear proteins. III. The fibrillar nature of the nuclear matrix. // Exp.

35. Cell Res. 1976. Vol. 103. P. 341-360. Comings D.E., Wallack A.S. DNA-binding properties of nuclear matrix proteins. // J. Cell Sci. 1978. Vol. 34. P. 233-246.

36. Cook P.R. A chromomeric model for nuclear and chromosome structure. // J. Cell Sci. 1995. Vol. 108. P. 2927-2935.

37. Cook P.R. The organization of replication and transcription. // Science. 1999. Vol. 284. P. 17901795.

38. Cytol. 1995. Vol. 165A. P. 191-250. Dijkwel P.A., Mullenders L.H.F., Wanka F. Analysis of the attachment of replicating DNA to a nuclear matrix in mammalian interphase nuclei. // Nucl. Acids. Res. 1979. Vol. 6. P. 219230.

39. DuPraw E.J. Evidence for a "folded-fibre" organization in human chromosomes. // Nature. 1966. Vol. 209. P. 577-581.

40. Earnshaw W.C., Laemmli U.K. Siver staining the chromosome scaffold. // Chromosoma. 1984. Vol. 89. P. 186-192.

41. Earnshaw W.C., Halligan В., Cooke С.A., Heck M.M.S., Liu L.F. Topoisomerase II is a structural component of mitotic chromosome scaffold. // J. Cell Biol. 1985. Vol. 100. P. 1706-1715.

42. Earnshaw W.C., Heck M.M.S. Localization of topoisomerase II in mitotic chromosomes. // J. Cell Biol. 1985. Vol. 100. P. 1716-1725.

43. Fais D., Prusov A.N., Polyakov V.Yu. The anchorosome, a special chromatin granule for theanchorage of the interphase chromosome to the nuclear envelope. // Cell Biol. Int. Rep. 1989. Vol. 13. P. 747-58.

44. Fernandes D.J., Danks M.K., Beck W.T. Decreased nuclear matrix DNA topoisomerase II in human leukemia cells resistant to VM-26 and m-AMSA. // Biochemistry. 1990. Vol. 29. P. 42354241.

45. Gasser S.M., Laemmli U.K. Cohabitation of scaffold binding regions with upstream/enhancer elementa of three developmentally regulated genes of D. melanogaster. // Cell. 1986. Vol. 46. P.521-530.

46. GeitlerL. Chromosomenban.//Protoplasma monographien. 1938. 14. 1-190.

47. Georgiev G.P., Vassetzky Y.S., Luchnik A.N., Chernokhvostov V.V., Razin S.V. Nuclear skeleton, DNA domains and control of replication and transcription. // Eur. J. Biochem. 1991. Vol. 200. P.613-624.

48. Gerdes M.G., Carter КС, Moen jr P.Т., Lawrence J.B. Dynamic changes in the higher-level chromatin organization of specific sequences revealed by in situ hybridization to nuclear halos. // J. Cell Biol. 1994. Vol. 126. P. 289-304.

49. Hancock R. A new look at the nuclear matrix. // Chromosoma. 2000. Vol. 109. P. 219-225.

50. Hancock R., Hughes M.E. Organisation of DNA in the interphase nucleus. // Biol. Cell. 1982. Vol. 44. P. 201-212.

51. Hao S., Jiao M., Huang B. Chromosome organization revealed upon the decondensation of telophase chromosomes in Allium. Chromosoma. 1990. Vol. 99. P. 371-378.

52. Hao S., Jiao M., Zhao J., Huang B. Reorganization and condensation of chromatin in mitotic prophase nuclei of Allium сера. Chromosoma. 1994. Vol. 103. P. 432-440.

53. Heck MMS, Earnshaw WC (1988) Topoisomerase II: a specific marker for cell proliferation. J Cell Biol 103:2569-2581

54. Heidenhain M. Plazma und Zelle. 1907. Jena, G. Fischer

55. Hernandez-Verdun D., Hubert J., Bourgeois C. A., Bouteille M. Ultrastructural localization of Ag-NOR stained proteins in the nucleolus during the cell cycle and in other nucleolar structures. // Chromosoma. 1980. Vol. 79. P. 349-362.

56. Howell W. M., Black D.A. Controlled silver staining of nucleolus organizer regions with a protractive colloidal developer: a 1-step method. // Experientia. 1980. Vol. 36. P. 10141015.

57. Howell W.M., Hsu T.C. Chromosome core structure revealed by silver staining. Chromosoma. 1979. Vol. 73. P. 61-66.

58. Hozak P., Zatsepina O., Vasilyeva I., Chentsov Yu. An electron microscopic study of nucleolus-organizing regions at some stages of the cell cycle (Go period, G2 period, mitosis). // Biol. Cell. 1986. Vol. 57. P. 197-206.

59. Hozak P., Hassan A.B., Jackson D.A., Cook P.R. Visualization of replication factories attached to a nucleoskeleton. // Cell. 1993. Vol. 73. P. 361-373.

60. Kaufmann B.P. Chromonemata in somatic and meiotic mitosis. // Amer Naturalist. 1931. Vol. 65. P. 280-283.

61. Kaufmann B.P. Chromosome structure in relation to the chromosome cycle.// Bot. Rev. 1948. Vol. 14. P. 57-126.

62. Kaufmann S.H., Coffey D.S., Shaper J.H. Consideration in the isolation of rat liver nuclear matrix, nuclear envelope and pore complex lamina. //Exp. Cell Res. 1981. Vol. 132. P. 105-123.

63. Kaufmann S.H., Shaper J.H. A subset of non-histone nuclear proteins reversibly stabilized by the sulfhydryl crosslinking reagent tetrathionate. Polypeptides of the internal nuclear matrix. // Exp. Cell Res. 1984. Vol. 155. P. 477-495.

64. Marsden M.P.F., Laemmli U.K. Metaphase chromosomes structure: evidence for a radial loop model. // Cell. 1979. Vol. 17. P. 849-828.

65. Matsukuma S., Utakoji T. Non-histone protein associated with centromere heterochromatin in the mouse chromosomes. //Exp. Cell Res. 1977. Vol. 105. P. 217-222.

66. McCready S.J., Godwin J., Mason D.W., Brazell I.A., Cook P.R. DNA is replicated at the nuclear cage. //J. Cell Sci. 1980. Vol. 46. P. 365-386.

67. Metzner R. Beitrage zur Granulalehre. I. Kern und Kerteilung. // Arch. Anat. Und Physiol., Physiol. Abt.

68. Meyer K.N., Kjeldsen E., Straub Т., Knudsen B.R., Hickson I.D., Kikuchi A., Kreipe H., Boege F. Cell cycle-coupled relocation of types I and II topoisomerases and modulation of catalytic enzyme activities. // J. Cell Biol. 1997. Vol. 136. P. 775-788.

69. Minguez A., Moreno Diaz de la Espina S. In situ localization of nucleolin in plant nucleolar matrix. //Exp. Cell Res. 1996. Vol. 222. P. 171-178.

70. Mirkovich J., Mirauit M.-E., Laemmli U.K. Organization of the higher order chromatin loop: specific attachment sites on nuclear scaffold. // Cell. 1984. Vol. 39. P. 223-232.

71. Moreno Diaz de la Espina S.M. Nuclear matrix isolated from plant cells. // Int. Rev. Cytol. 1995. Vol. 162B. P. 75-139.

72. Nebel B.R. Chromosome structure in Tradescantia. I. Methods and Morphology. // Zeitschr. f. Zellf. u. Mikr. Anat. 1932. Vol. 16. P. 251-284.

73. Neri L.M., Fackelmayer F.O., Zweyer M., Kohwi-Shigematsu Т., Martelli A.N. Subnuclear localization of S/MAR-binding proteins is differently affected by in vitro stabilization with heat or Cu2+. //Chromosoma. 1997. Vol. 106. P. 81-93.

74. Neri L.M., Raymond Y., Giordano A., Borgatti P., Marchisio M., Capitani S., Martelli A.N. spatial distribution of lamin A and B1 in the K562 cell nuclear matrix stabilized with metal ions. // J. Cell. Biochem. 1999. Vol. 75. P. 36-45.

75. Nickerson J.A., Krochmalnic G., Wan K.M., Penman S. Chromatin architecture and nuclear RNA. //

76. Okada T.A., Comings D.E. Higher order structure of chromosomes. // Chromosoma. 1979. Vol. 72. P. 1-14.

77. Okada T.A., Comings D.E. A search for protein cores in chromosomes: is the scaffold an artefact. //

78. Phair R.D., Mistelli Т. High mobility of proteins in the mammalian cell nucleus. // Nature. 2000. Vol. 404. P. 604-609.

79. Pienta K.J., Coffey D.S. A structural analysis of the role of the nuclear matrix and DNA loops in the organization of the nucleus and chromosome. // J. Cell Sci. 1984. Suppl 1. P. 123-135.

80. Politz J.C., Tuft R.A., Pederson Т., Singer R.H. Movement of nuclear poly(A) RNA throughout the interchromatin space in living cells. // Curr. Biol. 1999. Vol. 9. P. 285-91.

81. Politz J.C., Pederson T. Review: movement of mRNA from transcription site to nuclear pores. J. Struct. Biol. 2000. Vol. 129. P. 252-257.

82. Pombo A., Jackson D.A., Hollinshead M., Wang Z., Roeder R.G., Cook P.R. Regional specialization in human nuclei: visualisation of discrete sites of transcription by RNA polymerase III. // EMBO J. 1999. Vol. 18. P. 2241-2253.

83. Raska I., Koberna K., Jarnik M., Petrasovicova V., Bednar J., Raska K. Jr, Bravo R. Ultrastructural immunolocalization of cyclin/PCNA in synchronized 3T3 cells. // Exp. Cell Res. 1989. Vol. 184. P. 81-9.

84. Rattner J.B., Branch A., Hamkalo B.A. Electron microscopy of whole-mount metaphase chromosomes. // Chromosoma. 1975. Vol. 52. P. 329-338.

85. Razin S.V., Kekelidze M.G., Lukanidin E.M., Scherrer K., Georgiev G.P. Replication origins are attached to the nuclear skeleton. //Nucl. Acids Res. 1986. Vol. 14. P. 8189-8207.

86. Razin C.V., Gromova 1.1., Iarovaia O.V. Specificity and functional significance of DNA interaction with the nuclear matrix: new approaches to clarify the old questions. // Int. Rev. Cytol. 1995. Vol. 162B. P. 404-448.

87. Resende F. Uber die Chromosomenstruktur in der Mitose der Wurzelspitzen. II. Sat-differenzierungen, Spiralbau und Chromonemata. // Chromosoma. 1940. 1. 486.

88. Reznik N.A., Yampol G.P., Kiseleva E.V., Khristolyubova N.B., Gruzdev A.D. Functional and structural units in the chromomere. // Genetica. 1991. Vol. 83. P. 293-299.

89. Ris H. Chromosome structure. // A simposium on the chemical basis of heredity. Baltimore. 1957. P. 23-62.

90. Roussel P., Hernandez-Verdun D. Identification of Ag-NOR proteins, markers of proliferation related to ribosomal gene activity. //Exp. Cell Res. 1994. Vol. 214. P. 465-472.

91. Setterfield G., Hall R., Bladon J., Little J., Kaplan J.G. Changes in structure and composition of lymphocyte nuclei during mitogenic stimulation. // J. Ultrastruct. Res. 1983. Vol. 82. P. 264-282.

92. Singh O.P., Bjorkroth В., Masich S., Wielander L., Daneholt В., The intranuclear movement of Balbiani ring premessenger ribonucleoprotein particles. Exp. Cell Res. 1999. Vol. 251. P. 135-146.

93. Sonnenbichler J. Nucleoprotein complexes: possible subunits of chromosomes. // Hoppe-Seyler's Zeitschrift fur Physiologische Chemie. 1969a. Vol. 350. P. 761-766.

94. Sonnenbichler J. Substructures of chromosomes. // Nature. 1969b. Vol. 223. P. 205-206.

95. Sparvoli E., Gay H., Kaufmann P. Number and pattern of association of chromonemata in the chromosomes of Tpadescantia. // Chromosoma. 1965. Vol. 16. P. 415-435.

96. Stack S.M., Amderson L.K. A model for chromosome structure during the mitotic and meiotic cell cycle. // Chromosome Res. 2001. Vol. 9. P. 175-198.

97. Strissel P.L., Espinosa III R., Rowley J.D., Swift H. Scaffold attachment regions in centromere-associated DNA. //Chromosoma. 1996. Vol. 105. P. 122-133.

98. Tan J., Wooley J.C., LeStourgeon W.M. Nuclear matrix-like filaments and fibrogranular complexes form through the rearrangement of specific nuclear ribonucleoproteins. // Mol. Biol. Cell. 2000. Vol. 11. P. 1547-1554.

99. Tikhonenko A.S., Bespalova I.A., Martinkina L.P., Popenko V.I., Sergejeva G.I. Structural organization of macronuclear chromatin of the ciliate Bursaria truncatella in resting cysts and at excysting. // Eur. J. Cell Biol. 1984. Vol. 33 P. 37-42.

100. Van der Velden H.M.W., Willigen G., Wetzels R.H.W., Wanka F. Attachment of origins of replication to the nuclear matrix and the chromosomal scaffold. // FEBS Lett. 1984. Vol. 171.P. 13-16.

101. Veidovsky F. Zum Problem der Vererbungstrager. // Prag., Bohmische Ges. Wissenschaften. 1912.

102. Vogelstein В., Pardoll D.M., Coffey D.S. Supercoiled loops and eucaryotic DNA replication. // Cell. 1980. Vol. 22. P. 79-85.

103. Widom J. Phisicochemical studies of the folding of the 100 A nucleosome filament into the 300 A filament. // J. Mol. Biol. 1986. Vol. 190. P. 411-424.

104. Yang X., Zhang Z. In situ induction of G-bands and macrocoils in plant chromosomes. // Hereditas. 1988. V. 109. P. 45-51.

105. Zachar Z., Kramer J., Mims I.P., Bingham P.M. Evidence for channeled diffusion of pre-mRNAs during nuclear RNA transport in metazoans. // J. Cell Biol. 1993. Vol. 121. P. 729-742.

106. Zatsepina O.V., Polyakov V.Yu., Chentsov Yu.S. Chromonema and chromomere: structural units of mitotic and interphase chromosomes. // Chromosoma. 1983. Vol. 88. P. 91-97.

107. Zatsepina O.V., Polyakov V.Yu., Chentsov Yu.S. Differential decondensation of mitotic chromosomes during hypotonic treatment of living cells as a possible cause of G-banding: anultrastructural study. //Chromosoma. 1989. Vol. 98. P. 109-116.

108. Zhao J., Hao S., Xing M. The fine structure of the mitotic chromosome core (scaffold) of Trilophidia annulata. // Chromosoma. 1991. Vol. 100. P. 323-329.

109. Zini N., Santi., Ognibene A., Bavelloni A., Neri L.M., Valmori A., Mariani E., Negri C. Discrete localization of different DNA topoisomerases in HeLa and K562 cell nuclei and subnuclear fractions. //Exp. Cell Res. 1994. Vol. 210. P. 336-348.

110. Рис. 1. Структурная организация ядер гепатоцитов крысы, изолированных в условиях, стабилизирующих (а) и дестабилизирующих (б) ядерный матрикс. и структура полученных из них нуклеоидов 1-го (в) и 2-го (г) типов.

111. Полутонкие срезы, окраска толуидиновым синим.

112. Рис. 2. Структура нуклеоидов со стабилизированным (а, в) и нестабилизированным матриксом (б, г) Пары изображений (а-в и б-г) соответствуют одной структуре, сфотографированной с различной экспозицией.

113. Рис. 3. Структура ядер гепатоцитов крысы, изолированных в условиях стабилизации ядерного матрикса. Стрелками обозначены блоки конденсированного хроматина, треугольными стрелками кластеры интерхроматиновых гранул.> /

114. Рис. 6. Пермеабилизированные (а, в) и экстрагированные (б, г) клетки HeLa; а, б, ядерный матрикс стабилизирован, в, г - ядерный матрикс нестабилизирован.

115. Полутонкие срезы, окраска толуидиновым синим; время окрашивания пермеабилизированных клеток 3 мин, экстрагированных клеток -10 мин.

116. Рис. 8. Распределение PCNA в клетках HeLa, пермеабилизированных (а, б) и экстрагированных (в,г) в условиях "стабилизации" ядерного матрикса; а, в антитела к PCNA, б, г - DAPI.

117. В пермеабилизированных клетках с гомогенным распределением метки (стрелка) наблюдается "кластеризация" окрашивания. Клетки, не содержащие метки, отмечены треугольными стрелками.в