Сборка вирионов и распространение в растении разных групп фитовирусов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.02, доктор биологических наук Каплан, Игорь Борисович

• Каплан, Игорь Борисович
• доктор биологических наук
• 2010

Оглавление диссертации доктор биологических наук Каплан, Игорь Борисович

Введение

Используемые сокращения

Глава 1. Обзор литературы

1.1. Распространение вирусной инфекции в растении

1.1.1. Вирусы, использующие один ТБ для межклеточного транспорта

1.1.1.1. Связывание РНК с ТБ

1.1.1.2. Взаимодействие с плазмодесмами

1.1.1.3. Роль фосфорилирования

1.1.1.4. Межклеточный транспорт вРНП ТМУ

1.1.2. Вирусы, использующие один ТБ и белок оболочки (СР) для межклеточного транспорта

1.1.3. Вирусы, использующие тройной блок генов для транспорта

1.1.4. Вирусы, для межклеточного транспорта которых требуется ряд различных белков

1.1.4.1. Потивирусы (Ро1уупт1з)

1.1.4.2. Клостеровирусы (Оозгегоукиэ)

1.1.5. Вирусы, формирующие трубочки внутри плазмодесм -Сото- и Ксро-вирусы

1.1.6. Комплементация межклеточного транспорта 3 О

1.1.7. ТБ, контролирующие дальний транспорту вируса в растении (системное распространение)

1.2. Роль капсидных белков РНК-содержащих вирусов растений

1.2.1. Проникновение вируса в клетку и трансляция вирусной РНК

1.2.2. Репликация вирусного генома

1.2.3. Сборка вирионов

1.2.4. Влияние CP на межклеточное и системное распространение вирусов по растению

1.3. Передача вирусов от растения к растению с помощью природных переносчиков (векторов)

1.3.1. Два основных типа передачи вирусов векторами

1.3.1.1. Неперсистирующий Cucumovirus CMV

1.3.1.2. Персистирующий не реплицирующийся в теле вектора Luteovirus PLRV

Глава 2. Объекты, материалы и методы исследований

Глава 3. Результаты исследований и их обсуждение

3.1. Вирус табачной мозаики (TMV)

3.1.1. Изучение реконструкции вирионов мутанта №

3.1.2. Комплементация вирусной транспортной функции

3.1.2.1. Комплементация распространения из клетки в клетку ts-мутанта ТМ V Ni

3.1.2.2. Комплементация распространения ts-мутанта TMV LSI из клетки в клетку в условиях дифференциальной температурной обработки

3.1.2.3. Распространение вирусных частиц из проводящих тканей стебля в ткани листа

3.1.2.4. Влияние нефункциональных и гетерологичиых вирусных транспортных белков трансгенных растений на репродукцию TMV

3.2. Вирус огуречной мозаики (CMV)

3.2.1. Характеристика мутантов по За белку

3.2.2. Комплементация За мутантов в растениях, экспрессирующих За белок

3.2.3. Комплементация транспорта гетерологичных вирусов в За-трансгенных растениях

3.2.4. Определение аминокислотных последовательностей За белка, необходимых для осуществления его функции вирусного транспорта

3.2.5. Образование делеций в дефектных РНКЗ при пассаже в трансгенных растениях табака, экспрессирующих ген За CMV

3.2.5.1. Дефектные РНКЗ, образующиеся при пассаже мутанта Nhe-fs

3.2.5.2. Рекомбинация дефектных РНКЗ мутанта [М]-Nhefs в трансгенных растениях

3.2.5.3. Дефектные РНКЗ, образующиеся при пассаже мутанта ЛЕ-Н

3.2.5.4. Дефектные РНКЗ, образующиеся при пассаже мутанта AKpnl

3.2.5.5. Полноценная РНКЗ, образующаяся при пассаже мутанта A AUG

3.2.6. Образование делеций в РНКЗ при пассаже в нетрансгенных растениях табака и инкапсидирование таких РНК

3.2.7. Определение последовательностей транспортного белка

СМУ, влияющих на накопление и ситемную инфекцию вируса в растениях табака

3.2.8. Последовательности транспортного белка СМУ, контролирующие системную инфекцию в растениях кабачка

3.2.9. Влияние продукта РНК1 (белка 1а) на кинетику накопления СМУ в растениях кабачка

3.2.10. Для распространения СМУ из клетки в клетку нужен белок оболочки (СР), но не вирионы

3.2.11. Структура вирионов делеционных мутантов по СР

3.3. Вирус скручивания листьев картофеля (РЬЯУ)

3.3.1. Преодоление флоэмного ограничения инфекции РЬЯУ

3.3.2. Влияние различных последовательностей структурного белка (СР) РЬЯУ на сборку и стабильность вирионов, на способность вируса распространяться по растению и передаваться тлями

Выводы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Сборка вирионов и распространение в растении разных групп фитовирусов»

Изучение механизма распространения вирусной инфекции в растении-хозяине является одной из ключевых проблем современной фитовирусологии, открывающей фундаментальные подходы к пониманию вирусоустойчивости растений и получению новых вирусоустойчивых сортов сельскохозяйственных культур. С другой стороны, в силу простоты организации вирусы растений служат удобной экспериментальной системой для изучения репликации и экспрессии вирусных геномов вообще.

Для активного межклеточного транспорта вирусного генома из зараженной клетки в соседнюю здоровую, происходящего в растениях через плазмодесмы (ПД), необходимы кодируемые вирусом транспортные белки (ТБ) [Atabekov and Dorokhov, 1984; Atabekov and Taliansky, 1990, Carrington et al., 1996; Citovsky, 1990; Lazarowitz and Beachy, 1999; Waigmann et al., 2004; Heinlein and Epel, 2004; Lucas, 2006; Verchot-Lubicz et al., 2007]. Распространение вирусов по растению состоит из двух отдельных и последовательных стадий: локального транспорта из клетки в клетку и цепи событий, суммарно обозначаемых как системное распространение по растению, включающих проникновение в проводящие ткани, системное распространение с флоэмным потоком с последующим выходом инфекционного начала из флоэмы в незаражённые ткани. Вирусы растений кодируют один или несколько ТБ [Lucas, 2006], которые либо взаимодействуют с вирусной нуклеиновой кислотой и обеспечивают проникновение образующегося комплекса в соседние клетки, либо образуют патогенные тяжи, через которые вирусные частицы переходят из клетки в клетку. При первом сценарии комплексы проникают в соседние клетки, не разрушая или необратимо не изменяя ПД, при втором - ПД либо заменяются тяжами, либо значительно модифицируются ими.

Наиболее изучен ТБ TMV. Этот белок взаимодействует ПД и в результате такого взаимодействия более крупные макромолекулы приобретают способность проникать из клетки в клетку [Tomenius et al., 1987; Wolf et al., 1989; Atkins et al., 1991; Ding et al., 1992; Oparka et al., 1997]. ТБ TMV связывается с одноцепочечныим РНК in vitro [Citovsky et al., 1990], и, поскольку комплексы ТБ и вирусной РНК были выделены из заражённых растений [Дорохов и др., 1980; Dorokhov et al., 1983, 1984a,b], по-видимому процесс транспорта РНК TMV осуществляется в форме рибонуклеопротеидного комплекса. В самом деле - белок оболочки (CP, coat protein) не нужен для межклеточного транспорта [Siegel et al., 1978; Dawson et al., 1988; Hilf and Dawson, 1993], т.е. транспорт вируса осуществляется в неинапсидированной форме.

Вирусные транспортные белки, как принято считать в настоящее время, модифицируют и используют клеточную систему активного транспорта молекул растения-хозяина. В связи с этим, изучение вирусных ТБ и РНК-белок и белок-белковых взаимодействий важно для понимания процессов межклеточных взаимодействий в растениях.

Использование трансгенных растений, экспрессирующих различные (как функциональные, так и дефектные) ТБ или CP (или их сочетание), имеет широкие перспективы, поскольку такие растения могут приобретать частичную или далее полную устойчивость к вирусно инфекции.

Основными объектами настоящей работы служили вирусы, принадлежащие к трем таксономическим группам: Tobamo-, Вгото- и Luteovirus. Организация геномов вирусов этих групп и их биологические особенности различны. Тем не менее, во всех трех группах межклеточный транспорт обеспечивается ТБ.

Специфическое взаимодействие нуклеиновой кислоты с белком является составной частью самых разных биологических процессов, к которым относится синтез белков и нуклеиновых кислот, самосборка надмолекулярных структур и т.д.

Удобной моделью для изучения РНК-белковых и белок-белковых взаимодействий является вирус табачной мозаики (tobacco mosaic virus, TMV). Преимущество TMV заключается в простоте строения (TMV состоит всего из двух компонентов: одноцепочечной РНК и одного типа структурного белка) и в возможности осуществления его сборки in vitro из РНК и белка [Fraenkel-Conrat and Williams, 1955]. Для понимания тонких механизмов РНК-белкового узнавания при сборке TMV особый интерес представляет исследование различных мутантов. В связи с тем, что мутант №2519 является температурочувствительным (ts) одновременно по двум функциям (по сборке вирионов и транспорту вирусной инфекции), изучение свойств этого мутанта позволяет расширить наши представления, во-первых, об избирательности нуклеиново-белкового взаимодействия, и, во-вторых, о механизмах транспорта вирусной инфекции в растениях.

Вирус огуречной мозаики (cucumber mosaic virus, CMV) имеет чрезвычайно широкий спектр растений-хозяев и уже только по этой причине представляет большой интерес. Его штаммы обладают различной патогенностью и скоростью распространения по растениям; выяснение причин таких различий имеет не только теоретический, но и практический интерес.

Вирус скручивания листьев картофеля (potato leafroll virus, PLRV) является самым опасным вирусным патогеном картофеля, из года в год нанося значительный экономический ущерб во всём мире. PLRV является флоэмно-ограниченным вирусом, способным репродуцироваться только в клетках флоэмы (проводящей ткани) и не обнаруживаемый в клетках мезофилла.

Понимание механизмов распространения внутри растениий, а также механизма переноса иифекции от одного растения к другому растению тлями, необходимо для борьбы с этой вирусной инфекцией.

Цели и задачи исследования. Цель настоящей работы состояла в изучении механизмов сборки вирусных частиц и распространения по растениям представителей трёх семейств фитовирусов.

В ходе работы решались следующие основные задачи:

1. Изучение причин образования дефектных вирусных частиц при сборке мутанта TMV Ni2519 in vitro при непермиссивной температуре и локализация участков инициации реконструкции в молекуле РНК №2519;

2. Изучение возможности комплементации ts-функций транспорта мутантов TMV №2519 и LS 1 вирусом-помощником;

3. Изучение влияния транспортного белка TMV трансгенных растений на накопление чужеродного вируса крапчатости красного клевера (red clover mottle virus, RCMV);

4. Изучение влияния нефункциональных и гетерологичных вирусных транспортных белков трансгенных растений на репродукцию TMV;

5. Изучение причин отличий в накоплении CMV, его штаммов и мутантов в различных растениях;

6. Определение возможности комплементации дефектных по транспорту мутантов CMV в трансгенных растениях, экспрессирующих ТБ (За белок);

7. Изучение возможности распростанения флоэмно-ограниченного вируса PLRV из проводящих тканей в клетки мезофилла в присутствии вируса-помощника;

8. Определение участков структурного белка PLRV, имеющих определяющее значение для сборки вирионов, распространения инфекции в растении и переносе вируса тлями.

Научная новизна работы. В настоящей работе впервые показано, что при непермиссивной температуре (33°С) в клетках растений табака Nicotiana tabacum, зараженных ts-мутантом TMV №2519, синтезируется вирионная РНК и функционально активный структурный белок. В результате реконструкции in vitro при 33° образуются дефектные вирусные частицы (ДВЧ), чувствительные к РНКазе (РНК нормальных вирионов TMV защищена от действия рибонуклеаз). Определено положение чувствительного к действию РНКаз сайта в составе ДВЧ. Показано, что причиной образования ДВЧ является множественная инициация сборки вирионов. Таким образом, можно предполагать, что ts-фенотип сборки этого мутанта обусловлен температурочувствительностью самой молекулы РНК, проявляющейся в одновременном функционировании двух участков инициации реконструкции при непермиссиовной температуре.

В ходе исследований установлено, что функция транспорта (распространение из клетки в клетку) мутантов №2519 и LSI при непермиссиовной температуре может быть комплементирована вирусом-помощником. С другой стороны, комплементировать функцию сборки зрелых вирусных частиц у №2519 вирусом-помощником не удалось. Показано также, что комплементация транспорта может осуществляться не только родственным штаммом тобамовируса, но и таксономически весьма отдаленными вирусами растений, а также гетерологичными траснпортными белками в трансгенных растениях.

Показано, что нефункциональный ТБ, экспрессирующийся в трансгенных растениях, способен подавлять накопление близкородственного вируса, а полноценный ТБ может негативно сказываться на накоплении неродственных вирусов.

Продемонстрирована роль ТБ CMV в процессе транспорта вируса в ряде растений-хозяев, а также способность трансгенных по ТБ растений комплемептировать не только различных мутантов СМУ с дефектными ТБ , но и ряд других вирусов. В ходе детального изучения процесса формирования делеций в гене ТБ в составе дефектных РНКЗ СМУ в трансгенных растениях было обнаружено, что все конечные стабильные формы РНКЗ мутантов имели исходную рамку считывания гена ТБ вне зависимости от характера первоначальной делеции.

Впервые продемонстрировано, что для межклеточного распространения СМУ необходим лишь белок оболочки (СР) - но не сформированные вирионы.

С использованием мутантов по структурному белку РЬЫУ определены аминокислотные последовательности, ответственные за сборку полноценных вирионов, за распространение инфекции в ряде растений-хозяев и за способность этого вируса передаваться от растения к растению вектором-насекомым (тлями).

Практическая значимость работы. Вирус табачной мозаики (ТМУ), вирус огуречной мозаики (СМУ) и вирус скручивания листев картофеля (РЫО/) имеют широкий круг растений-хозяев и относятя к числу важнейших патогенов селькохозяйстивенных культур, нанося значительный экономический ущерб. В работе исследованы механизмы сборки вирусных частиц и распространения вирусной инфекции в растениях, понимание которых необходимо для получения новых вирусоустойчивых сортов сельскохозяйственных культур и новых фундаменталных подходов к проблеме вирусоустойчивости растений в целом. В частности, результаты работы позволяют понять механизм транспорта вирусной инфекции в растениях, пораженных изученными вирусами, выяснить причины различной патогенности и скорости распространения по растениям-хозяевам СМУ, механизм переноса РЬЯУ от одного растения к другому растению тлями, что необходимо для борьбы с этой вирусной инфекцией, а также особености распространения вирусной инфекции в трансгенных растениях.

Полученные в работе данные вошли в курсы лекций, читаемых на кафедре вирусологии Биологического факультета МГУ им. М.В. Ломоносова.

Апробация работы. Материалы работы были доложены на И Всесоюзном симпозиуме «Штаммы вирусов растений» (Елгава, 1981), конференции «Вирусы микроорганизмов» (Пущино-на-Оке, 1981), IV Советско-Западногерманском симпозиуме «Структура генома» (Ереван, 1981), совещании ФЕБС «Структура и экспрессия вирусного генома» (Рига, 1991), Симпозиуме X годовщины Центра Сельскохозяйственной Биотехнологии Отто Варбурга «Молекулярная биология в селекции растений: теоретические, практические и легальные аспекты» (Реховот, Израиль, 1994), Конференциях Американского Общества Фитопатологии (Нэшвил, Теннесси, 1993; Монреаль, Канада, 1998; Анахайм, Калифорния, 2004), Конференциях Американского Общества Вирусологов (Мэдисон, Висконсин, 1995; Лондон, Онтарио, Канада, 1996), IX (Глазго, Шотландия, 1993) и X (Иерусалим, Израиль, 1996) Международных Вирусологических Конгрессах.

Личный вклад автора заключается в проведении экспериментальных и теоретических исследований. Основные результаты работы получены лично автором, под его непосредственным руководством или при его непосредственном участии в планировании и проведении экспериментов. Имена соавторов указаны в соответствующих публикациях.

Публикации. По теме диссертации опубликованы 37 работ, в том числе 3 статьи в отечественных журналах, 18 статей в иностранных журналах, 6 статей в составе книг и сборников, 10 сообщений (тезисы конференций).

ИСПОЛЬЗУЕМЫЕ СОКРАЩЕНИЯ

Названия вирусов

AMV - alfalfa mosaic virus, вирус мозаики люцерны

BGMV - bean golden mosaic virus, вирус золотистой мозаики фасоли

BMV - brome mosaic virus, вирус мозаики костра

BSMV - Barley stripe mosaic virus , вирус штриховатой мозаики ячменя

BeYDV - bean yellow dwarf virus, вируса желтой карликовости бобов

BWYV - beet western yellows virus, вирус западной желтухи свёклы

В YMV - bean yellow mosaic virus, вирус жёлтой мозаики бобов

BYV - beet yellows virus, вирус желтухи свёклы

CaMV - cauliflower mosaic virus, вирус мозаики цветной капусты

CCMV - cowpea chlorotic mottle virus, вирус хлоротической крапчатости коровьего горошка CMV - cucumber mosaic virus, вирус огуречной мозаики CPMV - cowpea mosaic virus, вирус мозаики коровьего горошка GFV - grapevine fanleaf virus, неповирус винограда GRV - groundnut rosette virus вирус, вирус розеточности арахиса GVA - grapevine virus А, вирус А виноградной лозы PCV - peanut clump virus, вирус сморщивания арахиса PEMV - pea enation mosaic virus

PLRV - potato leafroll virus, вирус скручивания листьев картофеля

PMV - papaya mosaic virus, вирус мозаики папайи

PMTV - potato mop-top virus, вирус курчавости верхушки картофеля

PSV - peanut stunt virus, вирус карликовости арахиса

PVA - potato virus А, А вирус картофеля

PYX - potato virus X, X вирус картофеля

PVY - potato virus Y, Y вирус картофеля

RCMV - red clover mottle virus, вирус крапчатости красного клевера RCNMV - red clover necrotic mosaic virus, вирус некротической мозаики красного клевера

SHMV - Southhemp mosaic virus, также называемый Dolichos mosaic vims вирус мозаики долихоса, штамм коровьего горошка TMV TAV - tomato aspermy virus, вирус аспермии томатов TBSV - tomato bushy stunt virus, вирус карликовой кустистости томатов TCV —Turnip crinkle virus, вирус морщинистости турнепса TEV— tobacco etch virus, вирус гравировки табака TMV — tobacco mosaic virus, вирус табачной мозаики TRo V — turnip rosette virus, вирус розеточности турнепса TVCV - turnip vein-clearing virus, вирус просветления жилок турнепса TVMV — tobacco vein mottling virus, вирус крапчатости жилок табака TYLCSV - tomato yellow leaf curl Sardinia virus, вирус жёлтого скручивания листьев томатов, штамм Сардиния TYMV - turnip yellow mosaic virus, вирус жёлтой мозаики турнепса WC1MV - white clover mosaic virus, вирус мозаики белого клевера ZYMV — zucchini yellow mosaic virus, вирус желтой мозаики цукини

Другие сокращения wt - wild type, дикий тип

CP - coat protein, белок оболочки (структурный, капсидный белок) вРНП - вирусный рибонуклеопрот РНП - рибонуклеопротеид ПД - плазм од есма

TGB — triple gene block, тройной блок генов

GFP - green fluorescent protein, зеленый флуоресцирующий белок

ICR - intercistronic region, межцистронный участок РНК mAbs — monoclonal antibodies, моноклональные антитела

ТБ - транспортный белок (MP, movement protein)

NTR - nontranslated region (3', 5'), нетранслируемый участок РНК

ORF - open reading frame, открытая рамка считывания

PCR - polymerase chain reaction, полимеразная цепная реакция, ПЦР

ТХУ - трихлоруксусная кислота

RT-PCR - reverse transcription PCR, обратная транскрипция с последующей полимеразной цепной реакцией

RT(D) — read-through domain, последовательность после слабого терминирующего кодона гена CP

RTP — read-through protein, продукт трансляции при супрессии терминирующего кодона гена CP

SERF - specifically encapsidated RNA fragment

RIS - reconstruction initiation site, участок инициации реконструкции вирусной РНК

Оа (Oas) - origin of assembly, участок инициации реконструкции вирусной РНК кДНК - комплементарная ДНК мРНК - матричная РНК

ПААГ — полиакриламидный гель

EDTA — этилендиаминтетрауксусная кислота

SDS - sodium dodecyle sulphate, додецил сульфат натрия

БСА - бычий сывороточный альбумин tr - temperature resistant, температурорезистентный ts — temperature sensitive, температурочувствительный

ДТО — дифференциальная температурная обработка заражённых растений

СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ

Заключение диссертации по теме «Вирусология», Каплан, Игорь Борисович

выводы

1. Установлено, что причиной образования дефектных частиц у температурочувствительного (ts) мутанта вируса табачной мозаики (TMV) №2519 является инициация сборки вируса одновременно в двух участках -нормальным сайте инициации Оа и криптическом сайте (вероятно SERF), активным только при непермиссивной температуре.

2. Продемонстрирована возможность копмплементации транспортной функции двух ts мутантов TMV №2519 и LSI другими вирусами. Установлено, что комплементация может осуществляться не только родственным штаммом тобамовируса, но и таксономически весьма отдаленными вирусами растений.

3. Показано, что трансгенные растения, экспрессирующие нефункциональные вирусные транспортные белки, могут блокировать распространение как близкородственных, так и отдалённых вирусов.

4. Определены особенности механизмов распространения вируса огуречной мозаики (CMV) в различных растенях-хозяевах. В частности, продемонстрирована комплементация функции транспорта различных мутантов траспортного белка CMV (За) в трансгенных растениях, продуцирующих транспортный белок, и формирование делеционных мутантов в таких растениях.

5. Обнаружено, что растения, трансгенные по траспортному белку CMV, способны комплементировать межклеточный транспорт таких вирусов как вирус мозаики костра (BMV) и вирус задержки роста арахиса (PSV).

6. Доказано, что для распространения CMV из клетки в клетку нужен белок оболочки (CP), но не цельные вйрионы.

7. Установлено, что в присутствии вируса-помощника флоэмно-ограниченный вирус скручивания листьев картофеля (PLRV) приобретает способность распространяться из проводящих тканей растений в клетки мезофилла и репродуцироваться в них;

8. Доказано влияние мутаций в различных участках структурного белка РЬЮ/ на сборку и стабильность вирионов, а также на способность вируса распространяться по растению и передаваться тлями.

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Каплан, Игорь Борисович, 2010 год

1. Аграновский A.A., Доля В.В., Атабеков И.Г. (1981) Аминоацилирвание РНК вируса штриховатой мозаики ячменя // Биол. Науки2, 57-63.

2. Дорохов Ю.Л., Александрова Н.М., Мирошниченко H.A., Атабеков И.Г. (1980) Роль вирус-специфических частиц в системном рпспространении ВТМ // Биол. Науки 9, 23-28

3. Селенска-Трайкова С.И., Родионова Н.П., Новикова В.К., Атабеков И.Г. (1978) Присутствие в препаратах РНК огуречного вируса 3,4 короткой информационной РНК, кодирующей белок оболочки // Биол. науки3, 23-28.

4. Тальянский М.Э., Атабекова Т.И., Атабеков И.Г. (1974) Отсутствие маскирования генома при смешанном заражении клеток двумя штаммами ВТМ // Докл. ВАСХНИЛ 6, 4-7

5. Тальянский М.Э., Атабекова Т.И., Атабеков И.Г. (1975а) Специфичность взаимодействия РНК с белком при совместной реконструкции двух штаммов ВТМ // Докл. АН СССР 220. 6, 1459-1462

6. Тальянский М.Э., Атабекова Т.И., Атабеков И.Г. (1975в) Смешанная реконструкция двух штаммов ВТМ // Докл. ВАСХНИЛ 5, 23-25.

7. Тальянский М.Э., Атабекова Т.И., Атабеков И.Г. (1975с) Причины образования фенотипически смешанных частиц при заражении растений некоторыми штаммами вируса табачной мозаики // Доклады ВАСХНИЛ 12, 5-7.

8. Шаскольская Н.Д., Атабеков И.Г., Сахаровская Г.Н., Джавахия В.Г. (1968) Репродукция температурочувствительного штамма вируса табачной мозаики при непермиссивных условиях в присутствии штамма-помощника//Биол. Науки 8, 101-105.

9. Alzhanova, D.V., Napuli, A.J., Creamer, R., and Dolja, V.V. (2001) Cell-to-cell movement and assembly of a plant closterovirus: roles for the capsid proteins and Hsp70 homolog // EMBO J., 20, 6997-7007.

10. Annamalai, P. and Rao, A.L.N. (2005) Replication-independent expression of genome components and capsid protein of brome mosaic virus in planta: A functional role for viral replicase in RNA packaging // Virology 338, 96-111.

11. Atabekov, J.G. and Dorokhov, Yu. L. (1984) Plant virus-specific transport function and resistance of plants to viruses. // Adv. Virus Res., 29, 313— 364.

12. Atabekov, J.G. and Taliansky, M.E. (1990) Expression of a plant virus-coded transport function by different viral genomes // Adv. Virus Res., 38, 201-248.

13. Atkins D., Hull, R., Wells, B., Roberts, K., Moore, P., and Beachy, R.N. (1991) The tobacco mosaic virus 30 K movement protein in transgenic tobacco plants is localized to plasmodesmata // J. Gen. Virol., 72, 209-211.

14. Basnayake VR, Sit TL, Lommel SA. (2009) The Red clover necrotic mosaic virus origin of assembly is delimited to the RNA-2 trans-activator // Virology. Feb 5; 384(1): 169-178.

15. Bayne, E.H., Rakitina, D.V., Morozov, S.Yu., and Baulcombe, D.C. (2005) Cell-to-cell movement of potato potexvirus X is dependent on suppression of RNA silencing // Plant J., 44, 471^182.

16. Beachy, R.N. and Zaitlin, M. (1977) Characterization and in vitro translation of the RNAs from less-than-full-length, virus-related, nucleoprotein rods present in tobacco mosaic virus preparations // Virology 81, 160-169.

17. Bendahmane M, Chen I, Asurmendi S, Bazzini AA, Szecsi J, Beachy RN. (2007) Coat protein-mediated resistance to TMV infection of Nicotiana tabacum involves multiple modes of interference by coat protein // Virology. 15; 366: 107-116.

18. Berna, A., Gafiiy, R., Wolf, S., Lucas, W.J., Holt, C.A., and Beachy, R.N. (1991) The TMV movement protein-role of the C-terminal 73 amino acids in subcellular localization and function // Virology 182, 682-689.

19. Bertens, P., Wellink, J., Goldbach, R., and van Kämmen, A. (2000) Mutational analysis of the cowpea mosaic virus movement protein // Virology 267, 199-208.

20. Boccard, F., and Baulcombe, D. (1993). Mutational analysis of cis-acting sequences and gene function in RNA 3 of cucumber mosaic virus // Virology 193, 563-578.

21. Boevink, P., Oparka, K.J., Santa Cruz, S., Martin, B., Betteridge, A., and Hawes, C. (1998) Stacks on tracks: the plant Golgi apparatus traffics on an actin/ER network // Plant J., 15, 441-447.

22. Bol, J.F. (2005) Replication of Alfamo- and Ilarviruses: Role of the coat protein // Annu. Rev.Phytopathol., 43, 39-62.

23. Bosch, F.X. and Jockusch, H. (1972) Temperature-sensitive mutants of TMV: bevavior of a non-coat protein mutant in isolated tobacco cells // Mol. Gen. Genet., 116, 95-98.

24. Brault, V., Herrbach, E., and Reinbold, C. (2007) Electron microscopy studies on luteovirid transmission by aphids // Micron 38, 302-312.

25. Brault, V., Ziegler-Graff, V., and Richards, K. (2001) Viral determinants involved in luteovirus-aphid interactions // K.F. Harris, ed. (Academic press, Inc., USA), pp. 207-232.

26. Brill, L.M., Nunn, R.S., Kahn, T.W., Yeager, M., and Beachy, R.N. (2000) Recombinant tobacco mosaic virus movement protein is an RNA-binding, alpha-helical membrane protein // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 97, 7112-7117.

27. Butler, P.J.G., Finch, J.T., Zimmern, D. (1977) Configuration of TMV RNA during virus assembly // Nature 265, 217-219.

28. Cadman, C.H. (1962) Evidence for association of tobacco rattle virus nucleic acid with a cell component // Nature. 193, 49-52.

29. Callaway AS, George CG, Lommel SA. (2004) A Sobemovirus coat protein gene complements long-distance movement of a coat protein-null Dianthovirus //Virology. Dec 5; 330(1): 186-195.

30. Callaway, A., Giesman-Cookmeyer, D., Gillock, E.T., Sit, T.L., and Lommel, S.A. (2001) The multifunctional capsid proteins of plant RNA viruses // Annu. Rev. Phytopathol., 39, 419-460.

31. Canetta E, Kim SH, Kalinina NO, Shaw J, Adya AK, Gillespie T, Brown JW, Taliansky M. (2008) A plant virus movement protein forms ringlike complexes with the major nucleolar protein, fibrillarin, in vitro // J Mol Biol. Feb 29; 376(4): 932-937.

32. Canto, T., Prior, D. A. M., Hellwald, K-H., Oparka, K. J., and Palukaitis, P.(1997). Characterization of cucumber mosaic virus. IV. Movement protein and coat protein are both essential for cell-to-cell movement of CMV // Virology 237, 237-248.

33. Carr, RJ. and Kim, K.S. (1983) Tvidence that bean golden mosaic virus invaded non-phloem tissue in double-infections with tobacco mosaic virus // J. Gen. Virol., 64, 2489-2495.

34. Carrington, J.C., Jensen, P.E., and Schaad, M.C. (1998) Genetic evidence for an essential role for potyvirus CI protein in cell-to-cell movement // Plant J., 14,393^100.

35. Carrington, J.C., Kasschau, K.D., Mahajan, S.K., and Schaad, M.C. (1996) Cell-to-cell and long-distance transport of viruses in plants // Plant Cell 8, 1669-1681.

36. Chapman, S., Hills, G., Watts, J., and Baulcombe, D. (1992) Mutational analysis of the coat protein gene of potato virus X: effects on virion morphology and viral pathogenicity // Virology 191, 223-230.

37. Chen C, Kao CC, Dragnea B. Self-assembly of brome mosaic virus capsids: insights from shorter time-scale experiments // J Phys Chem A. 2008 Oct 2; 112(39): 9405-9412.

38. Chen , S.C. and Olsthoorn, R.C. (2010) In vitro and in vivo studies of the RNA conformational switch in Alfalfa mosaic virus // J. Virol., 84(3), 14231429.

39. Choi SK, Choi JK, Ryu KH. (2003) Involvement of RNA2 for systemic infection of Cucumber mosaic virus isolated from lily on zucchini squash // Virus Res. Nov; 97(1): 1-6.

40. Choi SK, Yoon JY, Ryu KH, Choi JK, Palukaitis P, Park WM. (2002) Systemic movement of a movement-deficient strain of Cucumber mosaic virus in zucchini squash is facilitated by a cucurbit-infecting potyvirus // J Gen Virol. Dec; 83(Pt 12): 3173-3178.

41. Citovsky, V., Knorr, D., Schuster, G., and Zambryski, P. (1990) The p-30 movement protein of tobacco mosaic-virus is a single-stranded nucleic-acid binding-protein // Cell. 60, 637-647.

42. Citovsky, V., Wong, M.L., Shaw. A.L., Prasad, B.V.V., and Zambryski, P. (1992) Visualization and characterization of tobacco mosaic-virus movement protein-binding to single-stranded nucleic-acids // Plant Cell 4, 397411.

43. Culver, J.N. (2002) Tobacco mosaic virus assembly and disassembly: Determinants in pathogenicity and resistance. // Annu. Rev. Phytopathol., 40, 287-308.

44. Curin M, Ojangu EL, Trutnyeva K, II au B, Truve E, Waigmann E. (2007) MPB2C, a microtubule-associated plant factor, is required for microtubular accumulation of tobacco mosaic virus movement protein in plants // Plant Physiol. Feb; 143(2): 801-811.

45. Davies C, Symons RH. (1988) Further implications for the evolutionary relationships between tripartite plant viruses based on cucumber mosaic virus RNA 3 // Virology. Jul; 165(1): 216-224.

46. Dawson, W.O., Bubrick, P., and Grantham, G.L. (1988) Modifications of the tobacco mosaic virus coat protein gene affecting replication, movement and symptomatology // Phytopathology. 78, 783-789.

47. De Jong, W. and Ahlquist, P. (1992) A hybrid plant RNA virus made by transferring noncapsid movement protein from a rod-shaped to an icosahedral virus is competent for systemic infection // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 89, 68066812.

48. De Jong, W., Chu, A., and Ahlquist, P. (1995). Coding changes in the 3a cell-to-cell movement gene can extend the host range of brome mosaic virus systemic infection // Virology 214, 464 474.

49. Deom, C.M., Lapidot, M., and Beachy, R.N. (1992) Plant virus movement proteins // Cell. 69, 221-224.

50. Deom, C.M., Oliver, M.J., and Beachy, R.N. (1987) The 30-kilodalton gene product of tobacco mosaic virus potentiates virus movement // Science. 237, 389-394.

51. Deom, C.M., Wolf, S., Holt, C., Lucas, W.J., and Beachy, R.N. (1991) Altered function of the tobacco mosaic virus movement protein in hypersensitive host//Virology. 180, 251-256.

52. Ding, B., Haudenshield, J.S., Hull, R.J., Wolf, S., Beachy, R.N., and Lucas, W.J. (1992) Secondary plasmodesmata are specific sites of localization of the tobacco mosaic-virus movement protein in transgenic tobacco plants // Plant Cell. 4, 915-928.

53. Ding, S-W., Li, W-X., and Symons, R. H. (1995a). A novel naturally occurring hybrid gene encoded by a plant RNA virus facilitates long distance virus movement // EMBO J., 14, 5762-5772

54. Ding, S-W., Li, Q., Nguyen, L. Palukaitis, P., and Lucas, W.J. (1995b). Cucumber mosaic virus 3a protein potentiates cell-to-cell trafficking of CMV RNA in tobacco plants // Virology 207, 345-353.

55. Dolja., V.V. (2003) Beet yellow virus: the importance of being different // Mol. Plant Pathol., 4, 91-98.

56. Dolja, V.V., Halderman-Cahill, R., Montgomery, A.E., Vandenbosch, K.A., and Carrington, J.C., (1995) Capsid protein determinants involved in cell-to-cell and long distance movement of tobacco etch potyvirus // Virology 206, 10071016.

57. Dolja, V.V. and Koonin, E.V. (1990) Phylogeny of capsid proteins of small icosahedral RNA plant viruses // J. Gen. Virol., 72, 1481-1486.

58. Dolja, V.V., Kreuze, J.F., and Valkonen J.P. (2006) Comparative and functional genomics of closteroviruses // Virus Res., 117, 38-51.

59. Donald, R.G., Lawrence, D.M., and Jackson, A.O. (1997) The barley stripe mosaic virus 58- kilodalton beta(b) protein is a multifunctional RNA binding protein//J. Virol., 71, 1538-1546.

60. Donis-Keller, H. (1977) Mapping adenines, guanines, and pyrimidins in RNA // Nucl. Acids Res., 4, 2527-2538.

61. Donis-Keller, H. (1979) Site specific enzymatic cleavage of RNA // Nucl. Acids Res., 7, 179-192.

62. Dorokhov, Y.L., Alexandrova, N.M., Miroshnichenko, N.A., Atabekov, J.G. (1983) Isolation and analysis of virus-specific ribonucleoprotein of tobacco mosaic virus-infected tobacco // Virology 127, 237-52.

63. Dorokhov, Y.L., Alexandrova, N.M., Miroshnichenko, N.A., Atabekov, J.G. (1984) The informosome-like virus-specific ribonucleoprotein (vRNP) may be involved in the transport of tobacco mosaic virus infection // Virology 137, 127-34.

64. Dreher, T.W. and Miller, W.A. (2006) Translational control in positive strand RNA plant viruses // Virology 344, 185-197.

65. Dunoyer, P., Thomas, C., Harrison, S., Revers, F., and Maule, A. (2004) A cysteine-rich plant protein potentiates potyvirus movement through an interaction with the virus genome-linked protein VPg // J. Virol, 78, 2301-2309.

66. Fraenkel-Conrat, H., Singer, B., and Tsugita, A. (1961) Purification of viral RNA by means of bentonite // Virology. 14, 54-58.

67. Fraenkel-Conrat, H. and Williams, R.C. (1955) Reconstitution of active tobacco mosaic virus from its inactive protein and nucleic acid // Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 41, 690-698.

68. Forster, R.L., Beck, D.L., Guilford, P.J., Voot, D.M., Van Dolleweerd, C.J., and Andersen, M.T. (1992) The coat protein of white clover mosaic potexvirus has a role in facilitating cell-to-cell transport in plants // Virology. 191, 480-484.

69. Fujita, Y., Mise, K., Okuno, T., Ahlquist, P., and Furusawa, I. (1996) A single codon change in a conserved motif of a bromovirus movement protein gene cjnfers compatibility with a new host // Virology. 223, 283-291.

70. Fujiwara, T., Giesman-Cookmeyer, D., Ding, B., Lommel, S.A., and Lucas, W.J. (1993) Cell-to-cell trafficking of macromolecules through plasmodesmata potentiated by the red-clover necrotic mosaic-virus movement protein // Plant Cell. 5, 1783-1794.

71. Fukuda, M., Okada, Y., Otsuki, Y., and Takebe, I. (1980) The site of initiation of rod assembly on the RNA of tomato and cowpea strain of tobacco mosaic virus // Virology. 101, 493-502.

72. Gal-On, A., Meiri, E., Raccah, B., and Gaba, V. (1998a) Recombination of engineered defective RNA species produces infective potyvirus in plants // J. Virol., 72, 5268-5270.

73. Gao, Z., Johansen, E., Eyers, S., Thomas, C.L., Ellis, T.H.N., and Maule A.J. (2004) The potyvirus recessive resistance gene, sbml, identifies a novel role for translation inititiation factor eIF4E in cell-to-cell trafficking // Plant J., 40, 376-385.

74. Gera, A., Loebenstein, G., and Raccah, B. (1979) Protein coats of two strains of cucumber mosaic affect transmission by Aphis gossypii // Phytopathology 69, 396-399.

75. Ghoshroy, S., Lartey, R., Sheng, J., and Citovsky, V. (1997) Transport of proteins and nucleic acids through plasmodesmata // Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 48, 27-49.

76. Gilbertson, R.L. and Lucas, WJ. (1996) How do viruses traffic on the 'vascular highway'? // Trends Plant Sei., 1, 260-268.

77. Gildow, F.E. (1999) Luteovirus transmission and mechanisms regulating vector specificity // In The Luteoviridae, G.H. Smith and H. Baker, eds. (CAB International, Oxon, UK), pp. 88-113.

78. Gildow FE, Reavy B, Mayo MA, Duncan GH, Woodford JA, Lamb JW, Hay RT. (2000) Aphid Acquisition and Cellular Transport of Potato leafroll virus-like Particles Lacking P5 Readthrough Protein // Phytopathology. Oct; 90(10): 1153-61.

79. Golemboski DB, Lomonossoff GP, Zaitlin M. (1990) Plants transformed with a tobacco mosaic virus nonstructural gene sequence are resistant to the virus // Proc Natl Acad Sei USA. Aug; 87(16): 6311-5.

80. Gorbalenya, A.E. and Koonin, E.V. (1993) Helicases: amino acid sequence comparisons and structure-function relationships // Curr. Opin. Struct. Biol., 3, 419-429.

81. Gorbalenya, A.E., Koonin, E.V., Donchenko, A.P., and Blinov, V.M. (1989) Two related superfamilies of putative helicases involved in replication, recombination, repair and expression of DNA and RNA genomes // Nucleic Acids Res., 17, 4713^1730.

82. Graves, M. V., and Roossinck, M. J. (1995) Characterization of defective RNAs derived from RNA 3 of the Fny strain of cucumber mosaic cucumovirus // J. Virol., 69, 4746-4751.

83. Graves, M. V., Pogany, J., and Romero, J. (1996) Defective interfering RNAs and defective viruses associated with multipartite RNA viruses of plants // Semin. Virol., 7, 399-408.

84. Gray, S., and Gildow, F.E. (2003) Luteovirus-aphid interactions // Annu. Rev. Phytopathol., 41, 539-566.

85. Guilley, H., Jonard., G., Richarsd K.E., and Hirth, L. (1975) Observations concerning the sequence jf two additional specifically encapsidated RNA fragments originating from the tobacco-mosaic-virus coat protein cistron // Eur. J. Biochem., 54, 145153.

86. Haley, A., Hunter, T., Kiberstis, P., and Zimmern, D. (1995) Multiple serine phosphorylation sites on the 30 kDa TMV cell-to-cell movement protein synthesized in tobacco protoplast // Plant J., 8, 715-724.

87. Hamilton, R.I. and Nicols, C. (1977) The influence of bromegrass mosaic virus on the replication of tobacco mosaic virus in Hordeum vulgare II Phytopathology 67, 484-489.

88. Hammond, J., Lister, R. M., and Foster, J. E. (1983) Purification, identity and some properties of an isolate of barley yellow dwarf virus from Indiana. // J. Gen. Virol., 64, 667-676.

89. Haupt, S., Cowan, G.H., Ziegler, A., Roberts, A.G., Oparka, K.J., and Torrance, L. (2005) Two plant-viral movement proteins traffic in the endocytic recycling pathway // Plant Cell 17, 164-181.

90. Hayes, R. J., and Buck, K. W. (1990) Complete replication of a eukaryotic virus RNA in vitro by a purified RNA-dependent RNA polymerase // Cell 63, 363-368.

91. Heinlein, M. and Epel, B.L. (2004) Macromolecular transport and signaling through plasmodesmata // Int. Rev. Cytol., 235, 93—164.

92. Herrbach, E. (1999) Virus-vector interactions, Introduction / In The Luteoviridae, G.H. Smith and H. Barker, eds. (CAB International, Oxon, UK), pp. 85-88.

93. Herrbach, E. (2005) Arthropod transmission / In Viruses and Virus Diseases of Poaceae (Graminae), Lapierre H., and A. Signoret P, eds. (INRA editions, Versailles, pp. 114-124.

94. Herzog, E., Hemmer, O., Hauser, S., Meyer, G., Bouzoubaa, S., and Fritsch, C. (1998) Identification of genes involved in replication and movement of peanut clump virus // Virology 248, 312-322.

95. Higgins, T.J.V., Goodwin, P.B., and Whitfeld, P.R. (1976a) Occurance of short particles in beans infected with cowpea strain of TMV. I. Purification and characterization of short particles // Virology 71, 471—485.

96. Higgins, T.J.V., Goodwin, P.B., and Whitfeld, P.R. (1976b) Occurance of short particles in beans infected with cowpea strain of TMV. II. Evidence that short particles contain the cistron for coat-protein // Virology 71, 486-497.

97. Hilf, M.E. and Dawson, W.O. (1993) The tobamovirus capsid protein functions as a host-specific determinant of long-distance movement // Virology 193, 106-114.

98. Hirashima, K. and Watanabe,Y. (2001) Tobamovirus replicase coding region is involved in cell-to-cell movement// J. Virol., 75, 8831-8836.

99. Hirashima, K. and Watanabe,Y. (2003) RNA helicase domain of tobamovirus replicase executes cell-to-cell movement possibly through collaboration with its nonconserved region// J. Virol., 77, 12357—12362.

100. Hong, J.S., Ohnishi, S., Masuta, C., Choi, J.K., and Ryu, K.H. (2007) Infection of soybean by cucumber mosaic virus as determined by viral movement protein // Arch Virol. Feb; 152(2): 321-328.

101. Horsch, R.B., Fry, J.E., Hoffman, N.L., Eichholiz, D., Rogers, S.G., and Fraley, R.T. (1985) A simple and general method for transferring genes into plants // Science 227, 1229-1231.

102. Hull, R. (1989) The movement of viruses in plant // Annu. Rev. Phytopathol., 27, 213-240.

103. Jockusch, H. (1966) Temperatursensitive mutanten des tabakmosaikvirus. I. In-vivo verhalten // Z. Vererbungsl., 98, 320-343.

104. Jockusch, H. (1968) Two mutants of tobacco mosaic virus temperature-sensitive in two different functions // Virology 35, 94-101.

105. Jolly, C.A. and Mayo, M.A. (1994) Changes in the amino acid sequence of the coat protein readthrough domain of potato leafroll luteovirus affect the formation of an epitope and aphid transmission // Virology. May 15; 201(1): 182-185.

106. Jonard, G., Guilley, H., and Hirth, L. (1975) Specific encapsidation of TMV RNA fragments by 25 S protein: isolation and some properties of the nucleoprotein complexes formed // Virology 64, 1-9.

107. Kalinina, N.O., Fedorkin, O.N., Samuilova, O.V., Maiss, E., Korpela, Т., Morozov, S.Yu., and Atabekov, J.G. (1996) Expression and biochemical analyses of the recombinant potato virus X 25 К movement protein // FEBS Lett., 397,75-78.

108. Kalinina, N.O., Rakitina, D.V., Solovyev, A.G., Schiemann, J., and Morozov, S.Yu. (2002) RNA helicase activity of the plant virus movement proteins encoded by the first gene of the triple gene block // Virology 296, 321329.

109. Kaplan, I.B., Zhang, L., and Palukaitis, P. (1998) Characterization of cucumber mosaic virus. V. Cell-to-cell movement requires capsid protein but not virions // Virology 246, 221-231.

110. Karpova, O.V., Ivanov, K.I., Rodionova, N.P, Dorokhov, Y.L., and Atabekov, J.G. (1997) Nontranslatability and dissimilar behavior in plants and protoplasts of viral RNA and movement protein complexes formed in vitro // Virology 230, 11-21.

111. Karpova, O.V., Rodionova, N.P, Ivanov, K.I., Kozlovsky, S.V., Dorokhov, Y.L., and Atabekov, J.G. (1999) Phosphorylation of tobacco mosaic virus movement protein abolishes its translation repressing ability // Virology 261, 20-24.

112. Kim, S.H., Ryabov, E.V., Brown, J.W., and Taliansky, M. (2004b) Involvement of the nucleolus in plant virus systemic infection // Biochem Soc Trans. Aug; 32(Pt 4): 557-560

113. Kleinschmidt, A.K. (1968) Monolayer techniques in electron microscopy of nucleic acid molecules // Methods in Enzymol., 12b, 361-377.

114. Kleinschmidt, A.K., Zahn, R.K. (1959) Uber desoxyribonucleinsaure molecolen in protein mischfilmen // Z. Naturforsch., 14b, 770-779.

115. Kohl, R.J. and Hull, T.C. (1974) Aminoacylation of RNA from several viruses: amino acid specificity and differential activity of plant, yeast and bacterial synthesases // J.Gen.Virol., 25, 257-261.

116. Koenig, R., Pleij, C.W., Beier, C., and Commandeur, U. (1998) Genome properties of beet virus Q, a new furo-like virus from sugarbeet, determined from unpurified virus // J. Gen. Virol., 79, 2027—2036.

117. Koonin, E.V. and Dolja, V.V. (1993) Evolution and taxonomy of positive-strand RNA viruses: implications of comparative analysis of amino acid sequences // Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol., 28, 375^130.

118. Kubo, S. (1981) Tobacco necrotic dwarf virus / Descriptions of Plant Viruses, No 234.

119. Kubo, S. and Takanami, Y. (1979) Infection of tobacco mesophyll protoplasts with tobacco necrotic dwarf virus, a phloem-limited virus // J. Gen. Virol., 42, 387-392.

120. Kung, Y.J., Bau, H.J., Wu, Y.L., Huang, C.H., Chen, T.M., Yeh, S.D. (2009) Generation of transgenic papaya with double resistance to Papaya ringspot virus and Papaya leaf-distortion mosaic virus // Phytopathology 99, 1312-1320.

121. Kwon, S-J., Park, M-R., Kim, K-W., Plante, C.A., Hemenway, C.L. and Kim, K-H. (2005) c/s-Acting sequences required for coat protein binding and in vitro assembly of Potato virus X//Virology 334, 83-97.

122. Lane, L. C., and Kaesberg, P. (1971). Multiple genetic components in bromegrass mosaic virus //Nature New Biol., 232, 40-43.

123. Lazarowitz, S.G. and Beachy, R.N. (1999) Viral movement proteins as probes for intracellular and intercellular trafficking in plants // Plant Cell 11, 535-548.

124. Lawrence, D.M. and Jackson, A.O. (2001) Requirements for cell-to-cell movement of barley stripe mosaic virus in monocot and dicot hosts // Mol. Plant Pathol., 2, 65-75.

125. Lebeurier, G., Nicolaieff, A., and Richards, K.E. (1977) Inside-out model for self assembly of tobacco mosaic virus // Hroc. Natl. Acad. Sci. USA., 74, 149-153.

126. Lee, L., Kaplan, I.B., Ripoll, D.L., Liang, D., Palukaitis, P., and Gray, S. M. (2005) A surface loop of the potato leafroll virus coat protein is involved in virion assembly, systemic movement, and aphid transmission // J. Virol., 79, 1207-1214.

127. Lee, L., P. Palukaitis, and S. M. Gray. (2002) Host-dependent requirement for the potato leafroll virus 17-kDa protein in virus movement // Mol. Plant-Microbe Interact., 15, 1086-1094.

128. Lehto, K., Bubrick, P., and Dawson, W.O. (1990) Time course of TMV 30K protein accumulation in intact leaves // Virology. Jan; 174(1): 290-293.

129. Leonard, D.A. and Zaitlin, M. (1982) A temperature-sensitive strain of tobacco mosaic virus defective in cell-to-cell movement generates an altered viral-coded protein // Virology. Mar; 117(2): 416-424.

130. Li, Q.B. and Palukaitis, P. (1996) Comparison of the nucleic acid- and NTP-binding properties of the movement protein of cucumber mosaic cucumovirus and tobacco mosaic tobamovirus // Virology 216, 71—79.

131. Li, Y., Wu, M.Y., Song, H.H., Hu, X., and Qiu, B.S. (2005) Identification of a tobacco protein interacting with tomato mosaic virus coat protein and facilitating long-distance movement of virus // Arch Virol. Oct; 150(10): 1993-2008

132. Liu, S., Sivakumar, S., Sparks, W.O., Miller, W.A., Bonning, B.C. (2010) A peptide that binds the pea aphid gut impedes entry of Pea enation mosaic virus into the aphid hemocoel // Virology 401, 107-116.

133. Liu, S., Sivakumar, S., Wang, Z., Bonning, B.C., and Miller, W.A. (2009) The readthrough domain of pea enation mosaic virus coat protein is not essential for virus stability in the hemolymph of the pea aphid // Arch Virol.; 154(3): 469-479.

134. Lot, H. (1991) Cucumoviruses / Classification and Nomenclature of Viruses. Fifth Report of the international Committee on Taxonomy of Viruses/

135. R.L.B. Franki, C.M. Fauquet, D.L. Krundson, and F. Braun, Eds. Arch. Virol. Suppl. 2, pp. 386-388. Springer-Verlag. Vienna.

136. Lot, H., and Kaper, J. M. (1976) Physical and chemical differentiation of three strains of cucumber mosaic virus and peanut stunt virus // Virology 74, 209-222.

137. Lucas, W.J. (1995) Plasmodesmata-intercellular channels for macromolecular transport in plants // Curr. Opin. Cell Biol., 7, 673-680.

138. Lucas, W.J. (2006) Plant viral movement proteins: Agents for cell-to-cell trafficking of viral genomes I I Virology 344, 169-184.

139. Lucas, W.J. and Gilbertson, R.L. (1994) Plasmodesmata in relation to viral movement within leaf tissue // Annu. Rev. Phytopathol., 32, 387-411.

140. Malashenko, S.I., Kondakova, O.A., Taliansky, M.E., and Atabekov, J.G. (1989). Plant virus transport function: complementation by helper viruses is non-specific // J. Gen. Virol., 70, 2751-2757.

141. Malashenko, S.I., Lapchic, L.G., Kondakova, O.A., Kuznetsova, L.L., Taliansky, M.E., and Atabekov, J.G. (1988). Red clover mottle comovirus B-RNA spreads between cells in tobamovirusinfected tissues // J. Gen. Virol., 69, 407412.

142. Matthews., R.E.F. (1970) Plant virology / Acad. Press., 379 p.

143. Mauck, K.E., De Moraes, C.M., Mescher, M.C. (2010) Deceptive chemical signals induced by a plant virus attract insect vectors to inferior hosts // Proc Natl Acad Sci USA. Feb 23; 107(8): 3600-3605.

144. Maule, A.J. (1991) Virus movement in infected plants // Crit. Rev. Plant Sci., 9, 457-473.I

145. Mayo, M.A., Barker, H., J. Robinson, D.J., T. Tamada, T., and B. D. Harrison, B.D. (1982) Evidence that Potato Leafroll Virus RNA is Positive-stranded, is Linked to a Small Protein and Does Not Contain Polyadenylate // J .Gen Virol., 59 163-167.

146. Mayo, M.A., Robinson, D.J., Jolly, C.A., Hyman, L. (1989) Nucleotide sequence of potato leafroll luteovirus RNA // J Gen Virol., 70, 10371051.

147. Mayo, M.A. and Ziegler-Graff, V. (1996) Molecular biology of luteoviruses // Adv. Virus Res., 46, 413-460.

148. McClintock, J.A. and Smith, L.B. (1918) True nature of spinach-blight and relation of insects to its transmission // J. Agric. Res., Washington DC 14, 1-59.

149. McGeachy, K.D. and Barker, H. (2000) Potato mop-top virus RNA can move long distance in the absence of coat protein: evidence from resistant, transgenic plants // Mol. Plant Microbe Interact., 13, 125-128.

150. McLean, B.G., Zupan, J., and Zambryski, P.C. (1995) Tobacco mosaic virus movement protein associates with the cytoskeleton in tobacco cells // Plant Cell 7,2101-2114.

151. Melcher U. (1990) Similarities between putative transport proteins of plant viruses // J. Gen. Virol., 71, 1009-1018.

152. Morozov, S.Yu., Lukasheva, L.I., Chernov, B.K., Skryabin, K.G., and Atabekov, J.G. (1987) Nucleotide sequence of the open reading frames adjacent to the coat protein cistron in potato virus X genome // FEBS Lett., 213, 438^442.

153. Morozov, S.Yu. and Solovyev, A.G. (2003) Triple gene block: modular design of a multifunctional machine for plant virus movement // J. Gen. Virol., 84, 1351-1366.

154. Morozov, S.Yu., Solovyev, A.G., Kalinina, N.O., Fedorkin, O.N., Samuilova, O.V., Schiemann, J., and Atabekov, J.G. (1999) Evidence for two nonoverlapping functional domains in the potato virus X 25 K movement protein //Virology 260, 55-63.

155. Mossop, D. W., and Francki, R. I. B. (1979). Comparative studies on two satellite RNAs of cucumber mosaic virus // Virology 95, 395-404.

156. Mushegian, A.R. and Koonin, E.V. (1993) Cell-to-cell-movement of plant viruses. Insights from amino acid sequence comparisons of movement proteins and from analogies with cellular transport system // Arch. Virol., 133, 239-257.

157. Nagano, H., Mise, K., Furusawa, I., and Okuno, T. (2001) Conversion in the requirement of coat protein in cell-to-cell movement mediated by the cucumber mosaic virus movement protein // J. Virol. 75, 8045-8053.

158. Nagy, P. D. and Bujarski, J. J. (1998). Silencing homologous recombination hot spots with GC-rich sequences in brome mosaic virus // J. Virol., 72, 1112-1130.

159. Nagy, P. D. and Simon, A. E. (1997). New insights into the mechanisms of RNA recombination // Virology 236, 1-9.

160. Nagy, P. D., Zhang, C., and Simon, A. E. (1998). Dissecting RNA recombination in vitro: Role of RNA sequences and the viral replicase // EMBO J., 17, 2392-2403.

161. Nault, L.R. (1997) Arthropod transmission of plant viruses: a new synthesis // In Ann. Entomol .Soc. Am., 90, pp. 521-541.

162. Nejidat, A., and Beachy, R.N. (1989). Decreased levels of TMV coat protein in transgenic tobacco plants and elevated temperatures reduce resistance to TMV infection//Virology 173, 531-538.

163. Nelson, R.S., and van Bel, A.J.E. (1998) The mystery of virus trafficking into, through and out of the vascular tissue // Progr. Bot., 59, 476-533.

164. Nicolas, O., Dunnington, S.W., Gotow, L.F., Pirone, T.P., and Hellmann, G.M. (1997) Variations in the VPg protein allow a potyvirus to overcome va gene resistance in tobacco // Virology 237, 452-459.

165. Ng, J.C., and Falk, B.W. (2006) Virus-vector interactions mediating nonpersistent and semipersistent transmission of plant viruses // Annu. Rev. Phytopathol., 44: 183-212.

166. Ng, J.C., Josefsson, C., Clark, A.J., Franz, A.W., and Perry, K.L. (2005) Virion stability and aphid vector transmissibility of Cucumber mosaic virus mutants // Virology 332, 397^105.

167. Nicolaieff, A., Lebeurier, G., Morel, M.C., and Hirth, L. (1979) The uncoating of native and reconstituted TMV by DMSO: the polarity of stripping // J/Gen/Virol., 26, 295-306.

168. Nishiguchi, M., Motoyoshi, F., and Oshima, M. (1978) Behaviour« of a temperature sensitive strain of tobacco mosaic virus in tomato leaves and protoplasts // J. Gen. Virol., 39, 53-61.

169. Noueiry, A.O., and Ahlquist, P. (2003) Brome mosaic virus RNA replication: revealing the role of the host in RNA virus replication // Annu. Rev. Phytopathol., 41, 77-98.

170. Oberg, B., and Philipson, L. (1972) Binding of histidine to tobacco mosaic virus RNA // Biochem. Biophys. Res. Commun., 48, 927-932.

171. Oparka, K.J. (2004) Getting the message across: how do plant cells exchange macromolecular complexes? // Trends Plant Sci., 9, 33—41.

172. Oparka, K.J., Prior, D.A.M., Santa Cruz, S., Padgett, H.S., and Beachy, R.N. (1997) Gating of epidermal plasmodesmata is restricted to the leading edge of expanding infection sites of tobacco mosaic virus (TMV) // Plant J., 12, 781-789.

173. Oparka, K.J., and Turgeon, R. (1999) Sieve elements and companion cells-traffic control centers of the phloem // Plant Cell 11, 739-750.

174. Osman, T.A., Hayes, R.J., and Buck, K.W. (1992) Cooperative binding of the red clover necrotic mosaic vims movement protein to single-stranded nucleic acids // J. Gen. Virol., 73, 223-227.

175. Osman, F., Schmitz, I., and Rao, A.L.N. (1999) Effect of C-terminal deletion in the movement protein of cowpea chlorotic mottle virus on cell-to-cell and long-distance movement // J. Gen. Virol., 80, 1357—1365.

176. Palukaitis, P. and Garcia-Arenal, F. (2003) Cucumoviruses // Adv. Virus Res., 62,241-323.

177. Palukaitis, P., Roossinck, M. J., Dietzgen, R. G., and Francki, R. I. B. (1992) Cucumber mosaic virus // Adv. Virus Res,. 41, 281-348.

178. Palukaitis P. and Zaitlin M. (1997) Replicase-mediated resistance to plant virus disease // Adv Virus Res.; 48: 349-377.

179. Park, M.R., Kwon, SJ., Choi, H.S., Hemenway, C.L., and Kim, K.H. (2008) Mutations that alter a repeated ACCA element located at the 5' end of the Potato virus X genome affect RNA accumulation // Virology 378(1), 133-141.

180. Pedersen, F. and Haseltine, W. (1980) A micromethod for characterization of high molecular weight RNA // Methods in Enzymol., 65, 680687.

181. Peremyslov, V.V., Andreev, I.A., Prokhnevsky, A.I., Duncan, G. H., Taliansky, M.E., and Dolja, V.V. (2004) Complex molecular architecture of beet yellows virus particles //Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 101, 5030-5035.

182. Peremyslov, V.V., Hagiwara, Y., and Dolja, V.V. (1999) HSP70 homolog functions in cell-tocell movement of a plant virus // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 96, 14771-14776.

183. Peter, K.A., Gildow, F., Palukaitis, P., and Gray, S.M. (2009) N-terminus of the Polerovirus P5 readthrough domain limits virus infection to the phloem // J. Virol, 83, No. 11, 5419-5429

184. Peter, K.A, Liang, D, Palukaitis, P., and Gray, S.M. (2008) Small deletions in the potato leafroll virus readthrough protein affect particle morphology, aphid transmission, virus movement and accumulation // J. Gen. Virol, 89, 2037-2045

185. Peters, D.L. and Murphy, T.M. (1975) Selection of temperature-sensitive mutants of tobacco mosaic virus by lesion morphology // Virology 65, 595-600.

186. Petty, I.T., French, R., Jones, R.W., and Jackson, A.O. (1990) Identification of barley stripe mosaic virus genes involved in viral RNA replication and systemic movement. // EMBO J., 9, 3453-3457.

187. Pouwels, J., Carette, J.E., Van Lent, J., and Wellink, J. (2002a) Cowpea mosaic virus: effect on cell host processes // Mol. Plant Pathol., 3, 411418.

188. Pouwels, J., Van der Krogt, G.N., Van Lent, J., Bisseling, T., and Wellink, J. (2002b) The cytoskeleton and the secretory pathway are not involved in targeting the cowpea mosaic virus movement protein to the cell periphery // Virology 297, 48-56.

189. Prins, M., Laimer, M., Noris, E., Schubert, J., Wassenegger, M., Tepfer, M. (2008) Strategies for antiviral resistance in transgenic plants // Mol. Plant Pathol., 9, 73-83.

190. Prokhnevsky, A.I., Peremyslov, V.V., Napuli, A.J., and Dolja, V.V. (2002) Interaction between long-distance transport factor and Hsp70-related movement protein of Beet yellows virus // J. Virol., 76, 11003—11011.

191. Qu, F. and Morris, T.J. (1997) Encapsidation of turnip crinkle virus is defined by a specific packaging signal and RNA size // J. Virol., 71, 1428—1435.

192. Rajamaki, M.L. and Valkonen J.P. (2009) Control of nuclear and nucleolar localization of nuclear inclusion protein a of picoma-like Potato virus A in Nicotiana species // Plant Cell. Aug; 21(8): 2485-2502.

193. Rao, A.L.N. (1997) Molecular studies on bromovirus capsid protein: III. Analysis of cell-to-cell movement competence of coat protein defective variants of cowpea chlorotic mottle virus // Virology 232, 385—395.

194. Rao, A. L. N. and Grantham, G. L. (1995). Biological significance of the seven amino-terminal basic residues of brome mosaic virus coat protein // Virology 211,42-52.

195. Rao, A. L. N. and Grantham, G. L. (1996). Molecular studies on bromovirus capsid protein. II. Functional analysis of the amino-terminal argininerich motif and its role in encapsidation, movement and pathology // Virology 226, 294-303.

196. Revers, F., Le Gall, O., Candresse, T., and Maule, A.J. (1999) New advances in understanding the molecular biology of plant/potyvirus interactions // Mol. Plant Microbe Interact., 12, 367-376.

197. Richards, K.E., Guilley, H., Jonard, G., and Hirth, L. (1974) F specifically encapsidated from the RNA of tobacco mosaic virus: sequence homology with the coat protein cistron // FEBS Lett., 43, 31-32.

198. Rochon, D., Kakani, K., Robbins, M., and Reade, R. (2004) Molecular aspects of plant virus transmission by olpidium and plasmodiophorid vectors // Annu. Rev. Phytopathol., 42: 211-241.

199. Rojas, M.R., Zerbini, F.M., Allison, R.F., Gilbertson, R.L., and Lucas, W.J. (1997) Capsid protein and helper compoment-proteinase function as potyvirus cell-to-cell movement proteins // Virology 237, 283-295.

200. Roossinck, M.J. (2002) Evolutionary history of Cucumber mosaic virus deduced by phylogenetic analyses // J Virol. Apr;76(7): 3382-3387.

201. Roossinck, M. J. and Palukaitis, P. (1990). Rapid induction and severity of symptoms in zucchini squash (Cucurbita pepo) map to RNA 1 ofcucumber mosaic virus // Mol. Plant-Microbe Interact., 3, 188—192.

202. Rouleau, M., Smith, R.J., Bancroft, J.B., and Mackie, G.A. (1994) Purification, properties, and subcellular localization of foxtail mosaic potexvirus 26-kDa protein // Virology 204, 254-265.

203. Ryabov, E.V., Fräser, G., Mayo ,M.A., Barker, H., and Taliansky, M.E. (2001a) Umbravirus gene expression helps potato leafroll virus to invade mesophyll tissues and to be transmitted mechanically between plants // Virology 286, 363-372.

204. Ryabov, E.V., Kim, S.-H., and Taliansky, M. E. (2004) Identification of a nuclear localization signal and nuclear export signal of the umbraviral longdistance RNA movement protein // J. Gen. Virol., 85, 1329-1333.

205. Ryabov, E.V., Oparka, K.J., Santa Cruz, S., Robinson, D.J., and Taliansky, M.E. (1998) Intracellular location of two groundnut rosette umbravirus proteins delivered by PVX and TMV vectors // Virology 242, 303-313.

206. Ryabov, E.V., Robinson, D. J., and Taliansky, M. E. (1999) A plant virus-encoded protein facilitates long-distance movement of heterologous viral RNA // Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 96, 1212-1217.

207. Ryabov, E.V., Robinson, D.J., and Taliansky, M.E. (2001b) Umbravirus-encoded proteins both stabilize heterologous viral RNA and mediate its systemic movement in some plant species // Virology 288, 391-400.

208. Salanki, K., Gellert, A., Huppert, E., Naray-Szabo, G., and Balazs, E. (2004) Compatibility of the movement protein and the coat protein of cucumoviruses is required for cell-to-cell movement // J. Gen. Virol., 85, 10391048.

209. Sambrook, J., Fritsch, E. F., and Maniatis, T. (1989). Molecular Cloning: A Laboratory Manual / 2nd ed. Cold Spring Harbor Laboratories, Cold Spring Harbor, NY., 1024 p.

210. Samuel, G. (1931) Some experiments on inoculating methods with plant viruses, and on local lesions // Annals Appl. Biol., 18, 494-507.

211. Sanchez-Navarro, J.A. and Bol, J.F. (2001) Role of the alfalfa mosaic virus movement protein and coat protein in virus transport // Mol. Plant Microbe Interact., 14, 1051-1062.

212. Scholthof, H.B., Scholthof, K.B., Kikkert, M., and Jackson, A.O. (1995) Tomato bushy stunt virus spread is regulated by two nested genes that function in cell-to-cell movement and host-dependent systemic invasion // Virology 213, 425—438.

213. Seddas, P. and Boissinot, S. (2006) Glycosylation of beet western yellows virus proteins is implicated in the aphid transmission of the virus // Arch. Virol., 151,967-984.

214. Shin, H.I., Kim, I.C., and Cho, T.J. (2008) Replication and encapsidation of recombinant Turnip yellow mosaic virus RNA // BMB Rep. Oct 31; 41(10): 739-744.

215. Shintaku, M. (1991). Coat protein gene sequences of two cucumber mosaic virus strains reveal a single amino acid change correlating with chlorosis-induction // J. Gen. Virol., 72, 2587-2589.

216. Shintaku, M. H., Zhang, L., and Palukaitis, P. (1992). A single amino acid substitution in the coat protein of cucumber mosaic virus induces chlorosis in tobacco // Plant Cell 4, 751-757.

217. Siegel, A., Hari, V., Kolacz, K. (1978) The effect of tobacco mosaic virus infection on host and virus-specific protein synthesis in protoplasts // Virology 85, 494-503.

218. Simon, A. E. and Bujarski, J. J. (1994). RNA-RNA recombination and evolution in virus-infected plants // Annu. Rev. Phytopathol., 32, 337—362.

219. Simon, A. E. and Nagy, P. D. (1996). RNA recombination in turnip crinkle vims; its role in formation of chimeric RNAs, multimers, and in 39-end repair// Semin. Virol., 7, 373-379.

220. Sit, T.L. and AbouHaidar, M.G. (1993) Infectious RNA transcripts derived from cloned cDNA of papaya mosaic vims: effect of mutations to the capsid and polymerase proteins // J. Gen. Virol., 74, 1133-1140.

221. Sit, T.L, Haikal, P.R, Callaway, A.S, and Lommel, S.A. (2001) A single amino acid mutation in the carnation ringspot virus capsid protein allows virion formation but prevents systemic infection // J Virol. Oct; 75(19): 95389542.

222. Skryabin, K.G, Morozov, S.Yu, Kraev, A.S, Rozanov, M.N, Chernov, B.K, Lukasheva, L.I, and Atabekov, J.G. (1988) Conserved and variable elements in RNA genomes of potexviruses // FEBS Lett, 240, 33-40

223. Soards, AJ, Murphy, A.M., Palukaitis, P, and Carr, J.P. (2002) Virulence and differential local and systemic spread of cucumber mosaic virus in tobacco are affected by the CMV 2b protein // Mol Plant Microbe Interact. Jul; 15(7): 647-653.

224. Sokolova, M, Prafer, D, Tacke, E, and Rohde, W. (1997) The potato leafroll virus 17 K movement protein is phosphorylated by a membrane-associated protein kinase from potato with biochemical features of protein kinase C // FEBS Lett, 400, 201-205.

225. Speir, J. A, Munshi, S, Wang, G, Baker, T. S, and Johnson, J. E. (1995). Structures of native and swollen forms of cowpea chlorotic mottle virus determined by x-ray crystallography and cryoelectron microscopy // Structure 3, 63-78.

226. Suzuki, M, Kuwata, S, Kataoka, J, Masuta, C, Nitta, N, and Takanami, Y. (1991). Functional analysis of deletion mutants of cucumber mosaic virus RNA3 using an in vitro transcription system // Virology 183, 106-113.

227. Suzuki, M., Kuwata, S., Masuta, C., and Takanami, Y. (1995). Point mutations in the coat protein of cucumber mosaic virus affect symptoms expression and virion accumulation in tobacco // J. Gen. Virol., 76, 1791-1799.

228. Swanson, M., Barker, H., and MacFarlane, S.A. (2002) Rapid vascular movement of tobraviruses does not require coat protein: evidence from mutated and wild-type viruses // Ann. Appl. Biol., 141, 259-266.

229. Tacke, E., Prufer, D., Schmitz, J., and Rohde, W. (1991) The potato leafroll luteovirus 17 K protein is a single-stranded nucleic acid-binding protein //J. Gen. Virol., 72, 2035-2038.

230. Taliansky, M.E., Atabekova, T.I., Kaplan, I.B., Morozov, S.Yu., Malyshenko, S.I., Atabekov, J.G. (1982a) A study of TMV ts-mutant №2519. I. Complementation experiments // Virology 118, 301-308.

231. Taliansky, M. E. and Garcia-Arenal, F. (1995). Role of cucumovirus capsid protein in long-distance movement within the infected plant // J. Virol., 69, 916-922.

232. Taliansky, M., Mayo, M.A., and Barker, H. (2003a) Potato leafroll virus: a classic pathogen shows some new tricks // Mol. Plant Pathology 4, 81-89.

233. Taliansky, M.E., Malyshenko, S.I., Pshennikova, E.S., and Atabekov, J.G. (1982b) Plant virus-specific transport function. II. A factor controlling virus host range // Virology 122, 327-331.

234. Taliansky, M.E. and Robinson, D.J. (2003) Molecular biology of umbraviruses: phantom warriors// J. Gen. Virol., 84, 1951-1960.

235. Taliansky, M., Torrance, L., and Kalinina, N.O. (2008) Role of plant virus movement proteins // Methods Mol. Biol., 451, 33-54.

236. Terradot, L., Souchet, M., Tran, V., and Ducray-Bourdin, D. G. (2001) Analysis of a three-dimensional structure of potato leafroll virus coat protein obtained by homology modeling // Virology 286: 72-82.

237. Tomenius, K., Clapham, D., and Meshi, T. (1987) Localization by immunogold cytochemistry of the virus-coded 30 K protein in plasmodesmata of leaves infected with tobacco mosaicvirus // Virology 160, 363—370.

238. Torrance, L. (1992) Analysis of epitopes on potato leafroll virus capsid protein // Virology 191, 485-489.

239. Torrance, L., Andreev, I.A., Gabrenaite-Verhovskaya, R., Cowan, G., Makinen, K., and Taliansky, M.E. (2006) An unusual structure at one end of potato potyvirus particles // J. Mol. Biol., 357, 1-8.

240. Van der Kuyl, A.C., Langereis, K., Houwing, C.J., Jaspars, E.M., and Bol, J.F. (1990) Cis-acting elements involved in replication of alfalfa mosaic virus RNAs in vitro // Virology. Jun; 176(2): 346-54.

241. Van der Kuyl, A.C., Neeleman, L, and Bol, J.F. (1991a) Complementation and recombination between alfalfa mosaic virus RNA3 mutants in tobacco plants // Virology. Aug; 183(2): 731-738.

242. Van der Kuyl, A.C., Neeleman, L., and Bol, J.F. (1991b) Deletion analysis of cis- and trans-acting elements involved in replication of alfalfa mosaic virus RNA 3 in vivo II Virology. Aug; 183(2): 687-694.

243. Van Lent, J., Storms, M., van der Meer, F., Wellink, J., and Goldbach, R. (1991) Tubular structures involved in movement of cowpea mosaic virus are also formed in infected cowpea protoplasts // J. Gen. Virol., 72, 26152623.

244. Verchot-Lubicz, J. (2005) A new cell-to-cell transport model for potexviruses. // Mol. Plant Microbe Interact., 18, 283-290.

245. Verchot-Lubicz., J., Ye, C.M., and Bamunusinghe., D. (2007) Molecular biology of potexviruses: recent advances l/J. Gen. Virol., 88, p. 16431655.

246. Waigmann, E., Chen, M.H., Bachmaier, R., Ghoshroy, S., and Citovsky, V. (2000) Regulation of plasmodesmal transport by phosphorylation of tobacco mosaic virus cell-to-cell movement protein // EMBO J., 19, 4875-4884.

247. Waigmann, E., Ueki, S., Trutneva, K., and Citovski, V. (2004) The Ins and Outs of Nondestructive Cell-to-Cell and Systemic Movement of Plant Viruses II Crit. Rev. Plant Sci., 23, 195-250.

248. Waigmann, E., and Zambryski, P. (1995) Tobacco mosaic virus movement protein-mediated protein transport between trichome cells // Plant Cell 7, 2069-2079.

249. Watanabe, Y., Ogawa T., and Okada, Y. (1992) In vivo phosphorylation of the 30-kDa protein of tobacco mosaic virus // FEBS Lett., 313, 181-184.

250. White, K. A. (1996). Formation and evolution of Tombusvirus defective interfering RNAs // Semin Virol., 7, 409-416.

251. Wikoff, W. R., Chao, J. T., Wang, G., Baker, T. S., and Johnson, J. E. (1997). The structure of cucumber mosaic virus: Cryoelectron microscopy, x-ray crystallography, and sequence analysis // Virology 232, 91-97.

252. Wilcockson, J. and Hull, R. (1974). The rapid isolation of plant virus RNAs using sodium perchlorate // J.Gen.Virol., 23, 107-111.

253. Wintermantel, W.M., Banerjee, N., Oliver, J.C., Paolillo, D.J., and Zaitlin, M. (1997) Cucumber mosaic virus is restricted from entering minor veins in transgenic tobacco exhibiting replicase-mediated resistance // Virology. May 12; 231(2): 248-57.

254. Wolf, S., Deom, C.M., Beachy, R., and Lucas, W.J. (1989) Movement protein of tobacco mosaic-virus modifies plasmodesmatal size exclusion limit // Science 246, 377-379.

255. Wolf, S., Deom, C.M., Beachy, R., and Lucas, W.J. (1991) Plasmodesmatal function probed using transgenic tobacco plants that express a virus movement protein // Plant Cell 3, 593-604.

256. Wu, X. and Shaw, J.G. (1998) Evidence that assembly of a potyvirus begins near the 5'-terminus of the viral RNA // J. Gen. Virol., 79, 1525-1529.

257. Wung, C.H., Hsu, Y.H., Liou, D.Y., Huang, W.C., Lin, N.S., and Chang, B.Y. (1999) Identification of the RNA-binding sites of the triple gene block protein 1 of bamboo mosaic potexvirus // J. Gen. Virol., 80, 1119-1126.

258. Wylie, S.J., Kueh, J., Welsh, B., Smith, L.J., Jones, M.G., and Jones, R.A. (2002) A non-aphid-transmissible isolate of bean yellow mosaic potyvirus has an altered NAG motif in its coat protein // Arch Virol. Sep; 147(9): 1813-20.

259. Yi, G., Letteney, E., Kim, C.H., and Kao, C.C. (2009a) Brome mosaic virus capsid protein regulates accumulation of viral replication proteins by binding to the replicase assembly RNA element // RNA. Apr; 15(4): 615-626.

260. Yi, G., Vaughan, R.C., Yarbrough, I., Dharmaiah. S., and Kao, C.C. (2009b) RNA binding by the brome mosaic virus capsid protein and the regulation of viral RNA accumulation // J. Mol. Biol., 391, 314-326.

261. Zaitlin, M., Bruening, G., Beachy, R.N., and Scalla, R. (1976) The cowpea strain of TMV is a pseudomulticompjnent virus // Ann. Microbiol., 127A, 37-38.

262. Zhang, L. and Palukaitis, P. (1993). Sequences in LS-CMV controlling tobacco expressing the cucumber mosaic virus 3 a gene // Virology 209, 188-199.

263. Ziegler-Graff, V. and Brault, V. (2008) Role of vector-transmission proteins // Methods Mol. Biol., 451, 81-96.

264. Zimmern, D. (1976) The region of TMV RNA involved in the nucleation of assembly // Phil. Trans. R. Soc. London Ser. B., 276, 189-204.

265. Zimmern, D. (1977) The nucleotide sequence at the origin for assembly of tobacco mosaic virus RNA // Cell 11, 463-482.

266. Zimmern, D. (1983) An extended secondary structure model for the TMV assembly origin, and its correlation with protection studies and an assembly defective mutant // EMBO J., 2, 1901-1907.

267. Zimmern, D, Hiang T.C, and Harley, C. (1993) Wild-type coat protein of tobacco mosaic virus mutant Ni2519 // J. Gen. Virol, 74, 901-905.

268. Zimmern, D. and Hunter, T. (1983) Point mutation in the 30-K open reading frame of TMV implicated in temperature-sensitive assembly and local lesion spreading of mutant Ni2519 // EMBO J, 2, 1893-1900.

269. Zimmern, D. and Wilson, T.M.A. (1976) Location of the origin for virus reassembly on tobacco mosaic virus RNA and its relation to stable fragment //FEBS Lett, 71, 294-298.