Психроактивные анаэробные консорциумы и новые метаногены из антропогенных мест обитания тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.03, кандидат наук Ермакова, Анна Вячеславовна

• Ермакова, Анна Вячеславовна
• кандидат наук
• 2013

Оглавление диссертации кандидат наук Ермакова, Анна Вячеславовна

ОГЛАВЛЕНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

Цели и задачи исследования

Научная новизна и практическая значимость работы

Апробация работы

Публикации

Место проведения работы

Благодарности

Объем и структура диссертации

Список сокращений

Список работ по теме диссертации

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Метаногенное микробное сообщество

1.1. Стадия гидролиза

1.2. Стадия ферментации

1.3. Ацетогенная стадия

1.3.1. Синтрофное окисление ацетата

1.3.2. Синтрофное окисление пропионата

1.3.3. Синтрофное окисление бутирата и длинно-цепочечных 26 жирных кислот

1.4. Метаногенная стадия

1.4.1. Гидрогенотрофные метаногены

1.4.2. Ацетаиспользующие метаногены 34 1.4.2. Метилотрофные метаногены

2. Агрегирование микроорганизмов

3. Ингибиторы метаногенеза

4. Психрофильные и психроактивные метаногены

5. Структурные и функциональные изменения в клетке при 47 низких температурах

5.1. Адаптация клеточных мембран

5.2. Изменения в белках

6. Влияние пониженной температуры на анаэробное 52 разложение органического вещества

7. Синтрофные микробные сообщества анаэробных 53 низкотемпературных биореакторов

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

Глава 2. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Микробиологические методы

1.1. Обьекты исследования

1.2. Среды для культивирования

1.3. Субстраты для культивировании

1.4. Выделение чистых культур

1.4.1. Метод серийных разведений

1.4.2. Использование антибиотиков

1.4.3. Использование твердой агаризованной среды

1.4.4. Высев на разные субстраты

1.5. Проверка чистоты культур

1.5.1. Микроскопирование

1.6. Условия проведения экспериментов по исследованию 61 метаболической устойчивости биомассы к изменениям температуры культивирования

1.7. Получение синтрофных пропионат- и бутират-окисляющих 62 консорциумов

1.8. Условия проведения экспериментов по исследованию

температурных оптимумов 1.9. Условия проведения экспериментов по определению 63 диапазонов и оптимумов роста чистых культур на средах с

разной концентрацией ШС1

2.0. Условия проведения экспериментов по определению 64 диапазонов и оптимумов роста чистых культур на средах при разном значении рН

2. Аналитические методы

3. Геносистематические методы

3.1. Выделение ДНК

3.2. ПЦР-амплификация

3.2.1. Амплификация фрагментов генов, кодирующих 16Б рРНК

3.2.2. Амплификация фрагментов гена метил-коэнзим М редуктазы 69 {тегА)

3.2.3. Детекция продуктов ПНР

3.3. Денатурирующий градиентный гель-электрофорез

3.4. Секвенирование ДНК-фрагментов

3.5. Филогенетический анализ исследуемых последовательностей

3.6. Определение суммарного содержания гуанина и цитозина в 73 ДНК и уровня ДНК-ДНК гибридизации

Глава 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИССЛЕДОВАНИЯ

1. Исследование метаболической устойчивости биомассы к 74 изменениям температуры культивирования

2. Получение синтрофных метаногенных консорциумов на 85 пропионате и бутирате

3. Исследование влияния температуры на потребление 87 пропионата и бутирата метаногенными консорциумами

4. Исследование микробного разнообразия метаногенных 89 синтрофных консорциумов методом денатурирующего

градиентного гель-электрофореза

4.1. Исследование бактериальной составляющей пропионат- и 89 бутират-окисляющих консорциумов

4.2. Исследование архейной составляющей пропионат- и 94 бутират-окисляющих консорциумов

5. Выделение и описание нового гидрогенотрофного

Т

метаногена МеЖапозртИит 81ат8и Бр. поу. штамм Ри

Т

5.1. Выделение и морфология штамма Р1:1

5.2. Характеристики роста и метаболизма штамма РИТ

5.3. Генотаксономические характеристики штамма РЙТ

6. Выделение и описание «МеМапоБагста рогсеШпа» ер. поу

т

штамм Рг1, Рг2 и их бактерии-спутника 8ркаегоскае1а ер. штамм РЭ

6.1. Выделение и морфология штаммов Рг1 и Рг2

6.2. Характеристики роста и метаболизма штаммов Рг1 и Рг2т

6.3. Генотаксономические характеристики штаммов Рг1 и Рг2т

6.4. Выделение и определение филогенетического положения 107 8рЪаегосЬае1а ер. штамм РБ

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

Список литературы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Психроактивные анаэробные консорциумы и новые метаногены из антропогенных мест обитания»

ВВЕДЕНИЕ

Согласно современным представлениям, анаэробное превращение практически любого сложного органического вещества в биогаз проходит несколько последовательных стадий: гидролиз, ферментация, ацетогенез и метаногенез. Весь этот сложный комплекс превращений осуществляет микробное сообщество включающее, по некоторым оценкам, - до нескольких сотен видов (вгуег & 2е1шс1ег, 1983; Заварзин, 1986). Летучие жирные кислоты (ЛЖК) являются важными интермедиатами анаэробной деградации органических веществ. В пресноводных экосистемах (природных и антропогенных) деградация ЛЖК невозможна без участия синтрофных бактерий, так как изменение свободной энергии Гиббса при окислении ЛЖК является положительной величиной ^агш, 1994). Такие реакции термодинамически невозможны. Для осуществления реакции окисления ЛЖК необходимо снижение концентрации водорода, образующегося в процессе окисления ЛЖК до 1-10 Па (10-4 атм). Низкую остаточную концентрацию водорода в пресноводных экосистемах обеспечивают водородиспользующие метаногены (Мс1пегпеу е1 а1., 2008). Научный интерес к метаногенным сообществам, функционирующим при пониженных температурах, обусловлен большой экологической значимостью низкотемпературных микробных экосистем в биосфере Земли.

Традиционно в России сточные воды очищают в аэротенках и реже - в анаэробных биореакторах. Эти методы имеют достоинства и недостатки. При анаэробной обработке сточных вод образуется на порядок меньше биомассы, однако, анаэробная очистка в реакторах с восходящим потоком среды проводится в основном в мезофильных (30-35°С) и термофильных (50-55°С) условиях и поэтому связана с большими энергозатратами на поддержание определенной температуры в реакторах, что делает этот процесс дорогим. Для снижения энергозатрат перспективной является разработка эффективной технологии анаэробной предобработки концентрированных стоков при

температуре окружающей среды без обогрева реактора или с подогревом до 20-25°С. Эффективная очистка в таких условиях может быть достигнута при развитии сбалансированного психроактивного микробного сообщества. В анаэробных биореакторах с подачей очищаемой воды снизу (иАЭВ, ЕОБВ), благодаря гидродинамическим условиям, микроорганизмы образуют агрегаты (гранулы), в которых происходит межвидовой перенос водорода между синтрофными бактериями, окисляющими ЛЖК, и водородиспользующими метаногенами. В метаногенном сообществе между группами микроорганизмов существуют тесные и сложные взаимосвязи, в том числе, и обратные. Ввиду субстратной специфичности метаногенов, их рост невозможен без трофической связи с бактериями предыдущих стадий. В свою очередь, метаногены, используя вещества, продуцируемые первичными анаэробами, определяют скорость реакций, осуществляемых этими бактериями. Выявление особенностей регуляции низкотемпературного метаногенного сообщества, выделение и изучение физиологии микроорганизмов, входящих в его состав, необходимо для прогнозирования поведения микробных сообществ в холодных природных экосистемах, особенно находящихся под сильным антропогенным воздействием.

Цели и задачи исследования

Целью работы было исследование психроактивных синтрофных метаногенных сообществ, окисляющих летучие жирные кислоты (пропионат и бутират), выделение и описание метаногенов из низкотемпературных антропогенных мест обитания.

Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи: 1) исследование метаболической устойчивости психроактивного микробного сообщества анаэробного биореактора к временному повышению или понижению температуры при периодическом культивировании;

2) получение пропионат- и бутират-окисляющих психроактивных микробных консорциумов, изучение их температурных характеристик и микробного состава;

3) выделение и описание психроактивного метаногена из упомянутых синтрофных консорциумов;

4) выделение и описание психроактивных метаногенов из придонных проб заглубленного навозохранилища свинофермы, с температурой in situ ниже 10°С.

Научная новизна и практическая значимость работы

Впервые исследованы адаптационные возможности биомассы низкотемпературного анаэробного биореактора к временным изменениям температуры. Выявлено, что инкубирование психроактивной биомассы в течение 45-60 суток при температуре 30°С улучшает ее активность при переносе на 10°С.

Впервые из биомассы низкотемпературного анаэробного биореактора получены устойчивые синтрофные пропионат- и бутират-окисляющие психроактивные метаногенные консорциумы, растущие при пониженной температуре, и исследован их микробный состав.

Показана различная таксономическая принадлежность бактерий, составляющих низкотемпературный и мезофильный консорциумы. Обнаружено, что большинство бактерий низкотемпературных консорциумов принадлежат к новым таксонам.

Впервые из антропогенных местообитаний - анаэробного реактора и заглубленного навозохранилища, выделены новые психроактивные метаногены. Выделен и описан первый психроактивный гидрогенотрофный

Т*

метаноген рода Methanospirillum - Methanospirillum stamsii Ptl из пропионат-

окисляющего консорциума. Выделен и описан новый психроактивный вид рода

т

Methanosarcina - «Methanosarcina porcellina Pr2 » и его референтный штамм

«Methanosarcina porcellina Prl» из накопительной культуры, полученной из свиного навоза. Выделена и частично охарактеризована бактерия-спутник нового вида метаносарцины, представляющая собой новый вид рода Sphaerochaeta sp. штамм PS.

Данные, полученные при исследовании исходной биомассы из анаэробного биореактора, полученных пропионат- и бутират-окисляющих консорциумов, выделенных и описанных новых видов метаногенов расширяют знания о составе, структурных и метаболических взаимоотношениях в низкотемпературных анаэробных антропогенных микробных сообществах. Полученные результаты могут быть использованы для создания новых экономичных технологий очистки муниципальных и промышленных концентрированных стоков, получения биотоплива, выделения ферментов, активных при температуре окружающей среды (10-20°С).

Апробация работы

Материалы диссертации были представлены на международных конференциях - «2-nd FEMS Congress of European Microbiologists» в Мадриде (Испания, 2006), на 12-м международном Симпозиуме по микробной экологии ISME-12 в Кернсе (Австралия, 2008), на IV Всероссийской молодежной школе-конференции с международным участием «Актуальные аспекты современной микробиологии» (Москва, 2008) и на IX Молодежной школе-конференция с международным участием «Актуальные аспекты современной микробиологии» (Москва, 2013).

Публикации

По теме диссертационной работы опубликовано 6 печатных работ, в том числе 2 экспериментальные статьи и 4 тезисов.

Место проведения работы

Работа выполнена в Лаборатории микробиологии антропогенных мест обитания Федерального государственного бюджетного учреждения науки Институт микробиологии им. С.Н. Виноградского Российской академии наук. Молекулярно-биологические исследования проводили в центре коллективного пользования ИНМИ РАН, в Центре «Биоинженерия» РАН и на кафедре прикладной химии и микробиологии факультета микробиологии Университета г. Хельсинки (Финляндия).

Благодарности

Автор выражает глубокую признательность своему научному руководителю, к.б.н. С.Н. Паршиной за научное руководство и помощь в работе, благодарит сотрудников ИНМИ РАН д.б.н., зав. лабораторией А.Н. Ножевникову, к.б.н. А.Ю. Каллистову, к.б.н. E.H. Деткову, к.б.н. А.К. Кизилову, H.A. Кострикину, сотрудников кабинета газохроматографического анализа, сотрудников центра коллективного пользования, сотрудников Центра «Биоинженерия» РАН за практическую помощь и ценные советы.

Объем и структура диссертации

Материалы диссертации изложены на 135 страницах машинописного текста и включают 35 рисунков и 12 таблиц. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, экспериментальной части, содержащей методы, результаты исследования, обсуждение, заключение, выводы и список литературы, состоящий из 220 наименований.

Список сокращений

ДГГЭ - денатурирующий градиентный гель-электрофорез

ДМА - диметиламин

ДНК - дезоксирибонуклеиновая кислота

ЛЖК - летучие жирные кислоты

ММА - монометиламин

ПЦР - полимеразная цепная реакция

РНК - рибонуклеиновая кислота

ТМА - триметиламин

EGSB - expanded granular sludge bed (анаэробный биореактор с расширенным слоем биомассы)

UASB - upflow anaerobic sludge bed (анаэробный биореактор с восходящим потоком среды)

Список работ по теме диссертации

Экспериментальные статьи

1. Паршина С.Н., Ермакова А.В., Шатилова К.А. Исследование метаболической устойчивости психротолерантного ЛЖК-окисляющего микробного сообщества анаэробного биореактора к изменениям температуры культивирования // Микробиология. 2011. Т. 80. № 1. С. 5362.

2. Parshina S.N., Ermakova A.V., Bomberg М., Detkova E.N. Methanospirillum stamsii sp. no v., a psychrotolerant hydrogenotrophic methanogenic archaeon isolated from an anaerobic EGSB bioreactor operated at low temperature // IJSEM, published online, doi: 10.1099/ijs.0.056218-0 September 2013.

Тезисы конференций

1. Parshina S.N., Ermakova A.V., Stams A.J.M., Lettinga G., Rebac S., Nozhevnikova A.N. Psychroactive methanogenic archaea and syntrophic consortia // Abstract of 2-nd FEMS Congress of European microbiologists. Madrid, Spain, 2-6 July 2006, P. 174.

2. Ермакова A.B., Кожевникова A.H., Паршина C.H. Физиология психроактивных метаногенных архей // IV Всероссийская молодежная школа-конференция «Актуальные аспекты современной микробиологии». Москва, 20-22 октября 2008. С. 15-16.

3. Parshina S.N., Ermakova A.V., Bomberg М., Nozhevnikova A.N. Syntrophic propionate and butyrate degradation at low temperature - they can do it // Abstract of The 12th International Symposium on Microbial Ecology - ISME 12. Cairns, Australia, 17-22 August 2008.

4. Ермакова A.B.. Паршина C.H. Первый психротолерантный гидрогенотрофный метаногенный архей рода Methanospirillum -Methanospirillum stamsii sp. nov. выделенный из низкотемпературного ферментера // IX Всероссийская молодежная школа-конференция «Актуальные аспекты современной микробиологии». Москва, 21-23 октября 2013. С. 3-5.

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Метаногенное микробное сообщество

В естественных и антропогенных экосистемах наличие или отсутствие тех или иных доноров и акцепторов электронов влияет на распространение, состав и активность микроорганизмов. В анаэробных условиях, если неорганические акцепторы электронов, такие, как сульфат, нитрат, Мп (IV) и Бе (III), отсутствуют или находятся в ограниченном количестве, осуществляется метаногенная деградация органического вещества (81ашз, 1994).

Анаэробная деградация органического вещества в природных и антропогенных экосистемах с образованием метана представляет собой многоступенчатый процесс, осуществляемый различными группами микроорганизмов (вгуег & 2е1ик1ег, 1983; 8сЫпк & ТЬаиег, 1988; БсЫпк, 1997). Согласно общепринятым представлениям, анаэробное превращение сложных органических веществ в биогаз проходит несколько последовательных стадий.

Как видно из рисунка 1, первая стадия - гидролитическая, заключается в расщеплении сложных биополимерных молекул (белков, нуклеиновых кислот, липидов, полисахаридов и других) на более простые олиго- и мономеры: аминокислоты, углеводы, длинноцепочечные жирные кислоты и т.д. (БоШгщ, 1990). На второй - ацидогенной стадии происходит расщепление образовавшихся мономеров до еще более простых веществ - ЛЖК, кетонов, спиртов, углекислоты и водорода. На третьей - ацетогенной (синтрофной) стадии происходит образование непосредственных предшественников метана: ацетата, водорода и углекислоты. В результате последней, метаногенной стадии, образуется конечный продукт расщепления сложных органических веществ - метан.

ОРГАНИЧЕСКОЕ ВЕЩЕСТВО

бепкн

1

утл® еды

ШШЩБ1

\

/

ГИДРОЛИЗ

(ЛНИШШГ£ОЗС,1ф01еОЛНПГ£ОЭЕ,

целгпелшпогеоэе бактарнн)

щлинкшлота

сахадра. дпнннещашч еш! е Л М

\

/

ФЕРМЕНТАЦИЯ (бак11фнк-броднль1Ц11кн)

4

ишога(л стп шкссахафа \

МЕТАНОГЕНЕЗ

СН4

Рис. 1. Схема деградации сложных органических веществ до метана.

Центральным метаболитом, осуществляющим основную регуляторную функцию в метаногенном сообществе, является водород (БсЫпк, 1992). За счет

14

поддержания низкого парциального давления водорода в системе становится возможным межвидовой перенос водорода, меняющий метаболизм гидролитических и ферментативных организмов и позволяющий протекать реакциям разложения летучих жирных кислот и спиртов, осуществляемых синтрофными бактериями и метаногенами (Слободкин и Ножевникова, 1990; Калюжный и др., 1991; Stams, 1994; Ножевникова 1998).

1.1. Стадия гидролиза

Первый этап деструкции органического вещества осуществляется бактериями - гидролитиками, которые разлагают биополимеры (липиды, белки, сахара, нуклеиновые кислоты и т.д.) вне клетки под воздействием соответствующих экзоферментов (липазы, протеазы, целлюлазы), экскретируемых в межклеточную среду (Заварзин и Колотилова, 2001). Действие этих ферментов приводит к образованию более простых продуктов (длинноцепочечных жирных кислот, глицерола, аминокислот, моносахаров и т.д.), которые эффективно утилизируются самими гидролитиками и другими группами бактерий на последующих стадиях метаногенеза (Калюжный и др., 1991; Angelidaki et al, 2011).

Гидролитическая микрофлора разнообразна и включает в себя как облигатных, так и факультативных анаэробов. В настоящее время описано большое количество анаэробных целлюлолитических, протеолитических и липолитических бактерий, принадлежащих к родам Clostridium, Bacteroides, Butyrivibrio, Bifidobacterium, Ruminococcus, Eubacterium, Acetivibrio, Microccoccus, Peptococcus, Staphylococcus (Hobson, 1979; Mclnerney, 1988; Симанькова & Ножевникова, 1990). Большинство протеолитических бактерий способны сбраживать также и углеводы, что подтверждает высокую пластичность микроорганизмов, входящих в метановый биоценоз (Калюжный и др., 1991).

В метаногенном сообществе метаболизм гидролитиков регулируется метаногенами, гомоацетатными и другими бактериями, потребляющими водород (Nozhevnikova & Simankova, 1990). Фаза гидролиза при метановом брожении тесно связана с фазой ферментации (кислотогенной или ацидогенной) (Ножевникова, 1991).

1.2. Стадия ферментации

Ферментативные бактерии представляют собой сложную смесь многих видов как строго анаэробных так и факультативно анаэробных бактерий (Bryant, 1979). Примерами бродилыциков могут быть анаэробные мезофильные бактерии типа Bacteroides, Clostridium, Butyrivibrio, Eubacterium, Bifidobacterium, Lactobacillus и многие другие (Барнас и Фитцджеральд, 1990; Заварзин, 1987). Ферментативные бактерии разлагают длинноцепочечные жирные кислоты, глицерол, аминокислоты, моносахара и т.д с образованием ацетата, ЛЖК, водорода и углекислоты.

Ферментативные бактерии могут быть разделены на две группы, в зависимости от их способности образовывать молекулярный водород. Бактерии первой группы, неспособные к образованию молекулярного водорода в качестве продукта брожения, имеют стабильный метаболизм (Madigan et al., 1997). Типичными примерами являются пропионовые и молочнокислые бактерии родов Propionobacterium и Lactobacillus. Метаболизм второй группы бактерий, образующих водород, напрямую зависит от парциального давления водорода (Барнас и Фитцджеральд, 1990). Образование водорода происходит по реакции (Madigan et al., 1997):

NADH + H+ H2 + NAD+ AG0' = 18 кДж/моль

Равновесие реакции смещено влево, поэтому только при низком парциальном давлении водорода происходит его образование, что обеспечивается деятельностью водородпотребляющих микроорганизмов сообщества. Поток электронов от NADH смещается в противоположную от

образования Н2 сторону по мере того, как увеличивается парциальное давление водорода, в сторону более восстановленных метаболитов (Madigan et al., 1997). Концентрация водорода в экосистеме играет важную роль в регулировании состава продуктов бродилыциков при их взаимодействии с водородпотребляющими микроорганизмами (Mclnemey, 1988). В клетках ферментативных бактерий центральным метаболитом является пируват, который образуется из углеводов и аминокислот после их дезаминирования. Катаболизм пирувата при низком парциальном давлении водорода приводит к образованию окисленных продуктов, таких как углекислота и ацетат. При избытке водорода образуются этанол, лактат, пропионат и бутират - менее окисленные продукты (Слободкин & Ножевникова, 1990; Калюжный и др., 1991). На стадии ферментации наблюдается снижение величины pH среды, возрастание общего содержания ЛЖК, аммиака, сероводорода. Парциальное давление водорода оказывает существенное влияние на состав продуктов жизнедеятельности как гидролитической так и ферментативной микрофлоры.

1.3. Ацетогенная стадия (синтрофная)

Разложение восстановленных органических соединений - продуктов предыдущих стадий, осуществляют облигатные протон-восстанавливающие (Lowe et al., 1993) бактерии, нуждающиеся в водород-использующих партнерах. Их также принято называть синтрофными бактерии (Schink, 1997). Синтрофизм - это взаимоотношения, в которых оба партнера зависят друг от друга по энергетическим причинам и осуществляют совместно процесс брожения, который каждый из них не мог бы осуществить самостоятельно (Schink & Stams, 2001).

Синтрофные организмы распространены повсеместно: в пресноводных и морских анаэробных осадках, кислых и щелочных почвах, термальных источниках, постоянно холодных почвах и различных антропогенных местах обитания. Спирты, насыщенные и ненасыщенные жирные кислоты,

ароматические соединения, аминокислоты и некоторые неприродные соединения синтрофно разлагаются с образованием ацетата, формиата, водорода и диоксида углерода (Dwyer & Tiedje, 1983; Schink, 1985; Schink and Stieb, 1983; Suflita et al., 1983; Szewcyk et al., 1985; Mclnerney et al., 2008). Удаление водорода могут осуществлять гомоацетогенные бактерии, сульфатредукторы, нитратредукторы, метаногены и др. водородпотребляющие микроорганизмы. Но способность гидрогенотрофных анаэробных бактерий конкурировать за водород зависит от редокс-потенциала терминального акцептора электронов. Наивысший порог потребления водорода у гомоацетатных бактерий. У метаногенов он примерно в 10 раз ниже, а наименьший - у нитрат/аммоний-редукторов (Cord-Ruwish et al., 1988).

Таблица 1. Реакции синтрофного разложения и изменений свободной энергии Гиббса

Реакции без водородпотребляющего метаногена AG0', кДж

Ацетат' + 4НгО ->2НСОэ" + Н+ + Н2 Пропионат" + ЗН20 Ацетат' + НС03" + Н* +ЗН2 Пропионат" + 2НС03" —> Ацетат' + ЗФормиат" + Н4" Бутират" + 2Н20 2Ацетат" + Н* + 2Н2 Бутират" + 2НСОз" —> 2Ацетат" + 2Формиат" + Н* +105 +76 +72.4 +48 +45.5

Реакции с водородпотребляшщим метаногеном

Ацетат" + ЕГ ~> СН* + НС03' Пропионат" + 1,75Н20 -> 1,75СН4 + 1,25НС03"+ 0,25Н* Бутират + 2,5Н20 2,5СН4 + 1,5НСОэ" + 0,5Н+ -31 -56.6 -81.7

Реакции утилизации водорода и формиата метаногенами и ацетогенами

4Н2 + НС03" + НГ —» СН4 + ЗН20 4Формиат" + Н++ Н20 СН4+ ЗНС03" 4Н2 + 2НС03" + Н+ Ацетат" + 4Н20 -135.6 -130.1 -105

В Таблице 1 представлены основные реакции анаэробных превращений ацетата, пропионата, бутирата и водорода, имеющие отношение к данной работе (А^еНёаЫ е1 а1., 2011). Как видно из данных, приведенных в таблице, изменение свободной энергии Гиббса (Дво') в ходе реакций без водородпотребляющих микроорганизмов является положительной величиной, поэтому эти реакции протекать не могут. В паре с водородпотребляющим партнером ЛО°'становится отрицательным и реакции становится термодинамически возможными. Термодинамическая возможность протекания реакции определяется жесткими условиями в отношении парциального давления водорода, которое должно быть очень низким 1-10 Па ^атэ, 1994). На рисунке 2 представлена схема межвидового переноса водорода между ацетогенами и метаногенами (Ап§еНс1а1а е1 а1., 2011).

Рис. 2. Схема межвидового переноса водорода.

Синтрофное разложение веществ происходит в узких границах концентрации водорода между нижней пороговой концентрацией для водород-использующего организма и верхней для водород-образующего. Даже при небольшом увеличении парциального давления водорода выше критических значений, деятельность соответствующих микроорганизмов прекращается.

Первый пример синтрофной конверсии был описан Брайантом с сотр. (1967). Авторы обнаружили, что описанная ранее культура этанол-

Ацетоген

Метаноген

Бутират/ пропионат

Ацетат

окисляющего метаногеиа Methanobacillus omelianskii (Barker, 1939) состоит из двух организмов: один, названый «S-организм», окислял этанол до ацетата и Н2, а второй организм, Methanobacterium bryantii, конвертировал Н2 и СОг в СН4. Было обнаружено, что «S-организм» строго зависел от присутствия Methanobacterium bryantii для роста. Первую чистую культуру синтрофной бактерии Syntrophobacter pfennigii удалось выделить лишь около 20 лет назад (Wallrabenstein et al., 1995). С тех пор знания о синтрофных консорциумах и организмах постоянно пополняются (Stams, 1994; Schink 1997; Schink & Stams, 2001, Mclnerney et al., 2008, Sieber et al., 2010).

К настоящему времени выделено около 30 видов синтрофных бактерий. Известно, что к синтрофному метаболизму способны бактерии из филюма Proteobacteria (класс Deltaproteobacteria) и филюма Firmicutes (грамположительные бактерии с низким содержанием Г+Ц пар оснований ДНК). В группу, относящуюся к Deltaproteobacteria, входят Syntrophus, Syntrophobacter, Smithella, Desulfoglaeba, Geobacter, Desulfovibrio, Algorimarina и Pelobacter. В другую большую группу (грамположительные бактерии с низким содержанием Г+Ц пар оснований ДНК) входят Desulfotomaculum, Pelotomaculum, Sporotomaculum и Syntrophobotulus, а также Syntrophomonas, Syntrophothermus и Thermosyntropha (Mclnerney et al., 2008).

В подавляющем большинстве случаев бактерии, способные к синтрофному окислению пропината, не могут окислять бутират и наоборот. К окислению обоих субстратов способны только Smithella propionica (Liu et al., 1999) и Desulfotomacum thermobenzoicum subsp. thermosyntrophicum. При окислении пропионата образуется не только Н2, но и формиат. Например, при окислении пропионата с фумаратом в качестве акцептора электронов Syntrophobacter fumaroxidans МРОВ и при окислении бутирата Syntrophospora bryantii с пентеноатом в качестве акцептора электронов (Dong and Stams, 1995).

Некоторые синтрофные бактерии способны расти в чистой культуре на таких органических субстратах как кротонат, фумарат, пируват и др. Многие синтрофы являются одновременно сульфатредукторами и растут в чистой

культуре в присутствии сульфата (Mclnerney et al, 2008). Ряд синтрофных бактерии не удается выделить в чистую культуру ни на одном из субстратов, так как они растут только в ко-культуре с водородиспользующими микроорганизмами. К ним относятся первый описанный облигатный пропионат-окисляющий синтроф Pelotomaculum schinkii (de Bok et al., 2005), P. propionicum (Imachi et al., 2007), бутират-окисляющие Syntrophomonas sapovorans (Roy et al., 1986), S. zenderi (Sousa et al., 2007) и слабо галофильная бутират-окисляющая бактерия Algorimarina butyrica (Kendall et al., 2006). Из описанных к настоящему времени синтрофных бактерий, выделенных из природных и, главным образом, искусственных (анаэробные биореакторы) экосистем, подавляющее число мезофильные, не растущие при температуре ниже 20°С, реже - термофильные. Лишь в 2006 году американскими исследователями впервые было опубликовано описание выделенного из морских осадков Аляски психротолерантного бутират-разлагающего синтрофного консорциума, состоящего из синтрофной бактерии Algorimarina butyrica gen. nov. sp. nov., водородиспользующего метаногена рода Methanogenium (Kendall et al., 2006, 2007) и ацетокластического метаногена Methanosarcina. Эту синтрофную бактерию выделить в чистую культуру авторам не удалось.

1.3.1. Синтрофное окисление ацетата

Ацетат является одним из ключевых продуктов в сообществе и поступает из нескольких источников: 1) при гидролизе полимеров; 2) как важный продукт брожений; 3) продукт синтрофного окисления при ацетогенном сдвиге обмена; 4) продукт гомоацетатных организмов. Основными окислителями ацетата являются сульфатредукторы, железоредукторы, нитратредукторы, сероредукторы и метаногены. В пресноводных осадках ацетат превращается в метан в основном посредством ацетокластического метаногенеза с помощью метаногенов, принадлежащим к родам Methanosarcina и Methanosaeta

(Ножевникова, 1991; Drake, 1994). Однако, возможно синтрофное окисление ацетата ко-культурой, содержащей ацетатокисляющий синтрофный и водородпотребляющий микроорганизмы. На рисунке 3 показана схема синтрофного разложения ацетата.

СООН-СНэ

Acetalo

ATP f^-ADP

Р-СО-СНз

Acetyl-P 43

CaASH Pi

C0A-S-CO-CH3

AdBtryl-GoA

3

GoASH

CH3-corrinoicl/FeS CO

4 coirinoid/FeS

i-tLJ "TtЛС wrlg- I fir

5 J— 2 iHj

T1 IfT

vrliT I trlr

6 b— 2 1H]

CH-THF

7 2 IHJ

HCO-THF

ADP+Pi*—4

8 Г—*-ATP+THF

HCOOH

,0

2 (HI

9

2И

co3

Рис. 3. Путь окисления и образования ацетата синтрофными ацетат-окислителями, адаптировано из Hattori (2008). Включены следующие ферменты: (1) ацетат киназа; (2) фосфотрансацетилаза; (3) СО-моноксидцегидрогеназа; (4) метилтрансфераза; (5) метилен-THF редуктаза; (6) метилен- THF дегидрогеназа; (7) метенил- THF циклогидролаза; (8) формил- THF синтетаза; (9) формиатдегидрогеназа. THF- тетрагидрофолат, Pi - Р04=, корриноид/FeS это корриноид, содержащий железо-серный белок, и [Н] восстановительные эквиваленты.

Впервые синтрофный процесс окисления ацетата был описан еще в 1984 году (Zinder & Koch, 1984; Lee & Zinder, 1988). Авторы выделили бактерию, (они назвали ее Reversibacter), которая окисляла ацетат до Н2/СО2 в паре с водород-использующим метаногеном, а если в газовой фазе был Н2/СО2, то синтезировала ацетат. Позже бактерия была потеряна и ее таксономическая принадлежность осталась неизвестной. К настоящему времени известны несколько ацетат-окисляющих синтрофов. Были выделены и описаны мезофильные Clostridium ultunense (Schniirer et al., 1996), "Candidatus Contubernalis alkalaceticum"(Zhilina et al., 2005), Syntrophaceticus schinkii и термофильные Tepidanaerobacter acetatoxydans (Westerholm et al., 2011), Thermacetogenium phaeum (Hattori et al., 2000) и Thermotoga lettingae (Balk et al., 2002).

При дисбалансе в работе сообщества может происходить накопление ацетата, которое способно привести к закислению среды и полной остановке процесса разложения. Показано, что удаление ацетата из системы стимулирует разложение спиртов, пропионата и бутирата (Слободкин и Ножевникова, 1990).

1.3.2. Синтрофное окисление пропионата

Пропионат играет крайне важную роль в анаэробном разложении сложных органических субстратов, так как 30% электронного потока при разложении длинноцепочечных спиртов и жирных кислот проходит через пропионат. Пропионат-окисляющие микроорганизмы в культуре с водородиспоользующими партнерами способны окислять спирты (этанол, бутанол, пентанол, пропанол, этиленгликоль), лактат, малат, фумарат, бензоат и бутират (Me Inerney et al., 2008). На рисунке 4 показана схема двух путей синтрофного окисления пропионата: дисмутации и металмалонил - СоА.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Ермакова, Анна Вячеславовна, 2013 год

Список литературы

1. Барнас Д., Фитцджеральд П. А. Анаэробные процессы очистки сточных вод // В кн.: Экологическая биотехнология. Ред. Форстер К.Ф., Вейз Д.А. Химия. 1990. С. 3789.

2. Беляев С.С., Финкелыптейн З.И. Анаэробные газообразующие бактерии в грунтах Калифорнийского залива и прибрежных районов Тихого океана // В кн.: Биогеохимия диагенеза осадков океана. М. Наука. 1976. С. 75-82.

3. Гальченко В.Ф. Метанотрофные бактерии // М. ГЕОС. 2001.

4. Жилина Т.Н. Особенности биологии метаносарцины // Дисс. на соискание уч. степени канд. биол. наук. Москва. ИНМИ РАН. 1973.

5. Жилина Т.Н., Заварзин Г.А. Трофические связи между метаносарциной и ее спутниками //Микробиология. 1973. Т. 42. С. 266-273.

6. Жилина Т.Н. Новая облигатно-галофильная метанобразующая бактерия // Микробиология. 1983. Т. 52. С. 375-382.

7. Жилина Т.Н., Заварзин Г.А. Methanohalobium evestigatus gen. nov., sp. nov. Экстремально-галофильная метанобразующая архебактерия // M.: Изд-во АН СССР. 1987. Т. 293. № 2. С. 464-468.

8. Жилина Т.Н., Заварзин Г.А. Анаэробные бактерии - деструкторы в галофильном цианобактериальном сообществе // Журн. Общ. Биол. 1991. Т. 52. С. 302-318.

9. Жилина Т.Н., Заварзин Г.А. Образование метана при низкой температуре чистой культурой метаносарцины // Докл. АН ССС Р. 19916. Т. 317. С. 12431245.

10. Заварзин Г.А. Трофические связи в метаногенном сообществе // М.: Изд-во АН СССР. Сер. Биол. 1986. № 3. С. 341-360.

11. Заварзин Г.А. Биогаз и малая энергетика // М.: Природа. 1987. № 1. С. 6679.

12. Заварзин Г.А. Эмиссия метана с территории России // Микробиология. 1997. Т. 66. С. 669-673.

13. Заварзин Г. А., Колотилова H.H. Введение в природоведческую микробиологию // М. Книжный дом «Университет». 2001.

14. Иванов М.В., Вайнштейн М.Б., Гальченко В.Ф., Горлатов С.Н., Леин А.Ю. Распространение и геохимическая деятельность бактерий в осадках // В кн.: Нефтегазогенетические исследования болгарского сектора черного моря. София. 1984. С. 150-180.

15. Калюжный C.B., Данилович Д.А., Ножевникова А.Н. Анаэробная биологическая очистка сточных вод // М. ВИНИТИ. Итоги науки и техники. Сер. Биотехнология. 1991. Т. 29. С. 156.

16. Коцюрбенко O.P., Ножевникова А.Н., Калюжный C.B., Заварзин Г.А. Метановое сбраживание навоза крупного рогатого скота в психрофильных условиях//Микробиология. 1993. Т. 62. С. 761-771.

17. Намсараев Б.Б. Распространение метаногенов в морских осадках // Микробиология. 1993. Т. 62. Вып. 4. С. 445-449.

18. Ножевникова А.Н. Рост и взаимодействие анаэробных бактерий в метаногенных ассоциациях и смешанных культурах. Культивирование микроорганизмов // Микробиология. Итоги Науки и техники. 1991. Т. 24. С. 125-147.

19. Ножевникова А.Н. Биоценоз в природе и промышленных условиях // Пущино-на-Оке. ЦБИ АН СССР ОНТИ. 1998. С. 93-109.

20. Ножевникова А.Н. Микробные процессы в биотехнологии окружающей среды // Экология микроорганизмов. Ред. Нетрусов А.И. М. Академия. 2004. С. 165-199.

21. Паршина С.Н., Ножевникова А.Н., Калюжный C.B. Разложение белковых субстратов микрофлорой свиного навоза при низких температурах // Микробиология. 1993. Т. 62. С. 169-180.

22. Симанькова М.В., Ножевникова А.Н. Гидролитические бактерии из биогазовых установок // Прикл. биохим. микробиол. 1990. Т. 27. С. 228-234.

23. Скабкин М.А., Скабкина О.В., Овчинников Л.П. Мультифункциональные белки с доменом холодового шока в регуляции экспрессии генов // Успехи биологической химии. 2004. Т. 44. С. 3—53.

24. Слободкин А.И., Ножевникова А.Н. Влияние Methanothrix thermoacetophila на разложение этанола метаногенной ассоциацией микроорганизмов // Прикл. биохим. микробиол. 1990. Т. 26. С. 260-267.

25. Angelidaki I., Karakashev D., Batstone J.D., Plugge C.M. and Stams J.M.A. Biomethanation and Its Potential // Methods in Enzymology. V. 494. 2011. P. 328347.

26. Balk M., Weijma J., Stams A.J.M. Thermotoga lettingae sp. nov., a novel thermophilic, methanoldegrading bacterium isolated from a thermophilic anaerobic reactor//IJSEM. 2002. V. 52(4). P. 1361-1368.

27. Barker H.A. Methanosarcina mazei. Studies upon the methane-producing bacteria//Arch. Mikrobiol. 1936. V. 7. P. 420-438.

28. Barker H.A. Studies upon the methane fermentation IV. The isolation and culture of Methanobacterium omelianskii И Antonie van Leeuwenhoek. 1939. V. 6. P. 201-220.

29. Baross J.A., Morita R.Y. Microbial life at low temperatures: ecological aspects // In: Microbial life of extreme environments. Ed. Kushner D.J. London. Academic Press. 1978. P. 9-71.

30. Beefting H.H., Van den Heuvel J.C. Granular anaerobic sludge // Microbiology and Technology. Eds. Lettinga G. Pudoc. Wageningen. 1988. P. 162-169.

31. Bhakoo M., Herbert R.A. The effects of temperature on the fatty acid and phospholipids composition of four obligately psychrophilic Vibrio sp. // Arch. Microbiol. 1979. V. 121. P. 121-127.

32. Bialek K., Cysneiros D., O'Flaherty V. Low-temperature (10°C) anaerobic digestion of dilute dairy wastewater in an EGSB bioreactor: microbial community structure, population dynamics, and kinetics of methanogenic populations // Archae. 2013. Article ID 346171, 10 pages.

33. Birnboim H. C., Doly J. A rapid alkaline extraction procedure for screening recombinant plasmid DNA // Nucleic Acids Res. 1979. V. 7. № 6. P. 1513-1523.

34. Blotevogel K. H., Fischer U. Transfer of Methanococcus frisius to the genus Methanosarcina as Methanosarcina frisia comb. Nov 11 Int.J.Syst.Bacteriol. 1989. V. 39. P. 91-92.

35. Boone D.R., Bryant M.P. Propionate-degrading bacterium, Syntrophobacter wolinii sp. nov. gen. nov., from methanogenic ecosystems // Appl.Environ.Microbiol. 1980. V. 40. P. 626-632.

36. Boone D.R., Mah R.A. Effects of calcium, magnezium, pH and extent of growth on the morphology of Methanosarcina mazei S-6 // Appl. Environ. Microbiol. 1987. P. 1699-1700.

37. Boon D.R., Whitman W.B., Rouviere P. Diversity and taxonomy of methanogens // In: Methanogenesis. Ed. Ferry J.G. New York. Chapman and Hall. 1993. P. 35-80.

38. Brauman A., Kane M.D., Labat M., Breznak A. Genesis of acetate and methane by gut bacteria of nutritionally diverse termites // Science. 1992. V. 257. P. 1384-1387.

39. Breznak J.A., Switzer J.M. Acetate synthesis from H2 plus CO2 by termite gut microbes //Appl. Environ. Microbiol. 1986. V. 52. P. 623-630.

40. Bryant, M.P., Wolin E.A., Wolin M.J., Wolfe R.S. Methanobacillus omelianskii, a symbiotic association of two species of bacteria // Arch. Microbiol. 1967. V. 59. P. 20-31.

41. Bryant M.P. Microbial methane production - theoretical aspects // J. Anim Science. 1979. V. 48. P. 193-201.

42. Burg D.W., Lauro F.M., Williams T.J. Analyzing the hydrophobic proteome of the Antarctic archaeon. Methanococcoides burtonii using differential solubility fractionation // J. Proteome Res. 2010. V. 9. P. 664-676

43. Cairo J., Macario A.J.L., Bardulet M., Conwey de Macario E., Paris J.M. Psychrophilic ecosystems of interest for wastewater treatment: microbiologic and

immunologic elucidation their methanogenic flora // Syst. and Appl. Microbiol. 1991. V. 14. P. 85-92.

44. Cavicchioli R. Cold - adapted archaea // Nature reviews. Microbiology. V.4. May 2006. P. 331-343.

45. Chauhan A., Reddy K. R., Ogram A. V. Syntrophic-archaeal associations in a nutrient-impacted freshwater marsh//J. Appl. Microbiol. 2006. T. 100. C. 73-84.

46. Chen S., Liu X., Dong X. Syntrophobacter sulfatireducens sp. nov., a novel syntrophic, propionate-oxidizing bacterium isolated fromUASB reactors // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2005. V. 55. P. 1319-1324.

47. Chintalapati S., Kiran M.D., Shivaji S. Role of membrane lipid fatty acids in cold adaptation // Cell Mol Biol (Noisy-le-grand). 2004. V. 50. P. 631-642.

48. Chong S.C., Liu Y., Cummins M., Valentine D.L., David R., Boone D.R. Methanogenium marinum sp. nov., a H2-using methanogen from Skan Bay, Alaska, and kinetics of H2 utilization // Antonie van Leeuwenhoek. 2002. V. 81. P. 263-270.

49. Conrad R., Bak F., Seits H.J., Thebrath B., Mayer H.P., Schuts H. Hydrogen turnover by psychrophylic homoacetogenic and mesophylic methanogenic bacteria in anoxic paddy soil and lake sediments // FEMS. Microb. Ecol. 1989. V. 62. P. 285294.

50. Conrad R., Wetter B. Influence of temperature on energetics of hydrogen metabolism in homoacetogenic, methanogenic, and other anaerobic bacteria // Arch, of Microbiol. 1990. V. 155. P. 94-98.

51. Cord-Ruwisch R., Seitz H-J., Conrad R. The capacity of hydrogenotrophic anaerobic bacteria to compete for traces of hydrogen depends on the redox potential of the terminal electron acceptor//Arch, of Microbiol. 1988. V. 149. P. 350-357.

52. Daniels L., Fuchs G., Thauer R.K., Zeikus J.G. Carbon monoxide oxidation by methanogenic bacteria//J.Bacteriol. 1977. V. 132. P. 118-126.

53. De Bok F.A., Harmsen H., Plugge C.M., de Vries M., Akkermans A.D.L., de Vos W.M., Stams A.J.M. The first true obligately syntrophic propionate-oxidizing bacterium, Pelotomaculum schinkii sp.nov., co-cultured with Methanospirillum

hungatei and emended description of the genus Pelotomaculum IIIJSEM. 2005. V. 55. P. 1697-1703.

54. De Ley J., Cattoir H., Reynaerts A. The quantitative measurement of DNA hybridization from renaturation rates // Eur. J. Biochem. 1970. V. 12. P. 133-142.

55. Dhaked R.K., Singh P., Singh L. Biomethanation under psychrophilic conditions // Waste Management. 2010. V. 30. P. 2490-2496.

56. Dolfíng J. Microbiology and biochemistry of strict anaerobes involved in interspecies hydrogen transfer // New York. Plenum Pabl. Corp. Ed. Belaiched J.P. 1990. P. 431-433.

57. Dong X., Stams A.J.M. Evidence for H2 and formate formation during syntrophic butyrate and propionate degradation // Anaerobe. 1995. V. 1. P. 35-39.

58. Dong X., Chen Z. Psychrotolerant methanogenic archaea: diversity and cold adaptation mechanism // Sci. China Life Sci. 2012. V. 55. P. 415-421.

59. Drake H.L. Acetogenesis, acetogenic bacteria, and the acetil-CoA "Wood/Ljungdahl" pathway: past and current perspectives // In Acetogenesis. Ed. Drake H.L. New York. Chapman and Hall. 1994. P. 3-60.

60. Dubourguier H. C., Prensier G., Albagnac G. Structural and microbial activities of granular anaerobic sludge // In Granular anaerobic sludge: microbiology and technolog. Ed. Lettinga G., Zehnder A. J. B., Grotenhuis J. T. C., Hulshoff L. W. Wageningen. Puduc Wageningen. 1988. P. 18-33.

61. Dwyer D. F., Tiedje J. M. Degradation of ethylene glycol and polyethylene glycols by methanogenic consortia //Appl. Environ. Microbiol. 1983. V.46. P. 185190.

62. Elberson M.A., Sowers K.R. Isolation of an aceticlastic strain of Methanosarcina siciliae from marine canyon sediments and emendation of the species description for Methanosarcina siciliae // In: J. Syst. Bacteriol. 1997. V. 47. P. 1258-1261.

63. Embley T.M., Finlay B.J., Thomas R.H., Dyal P.L. The use of rRNA sequences and fluorescent probes to investigate the phylogenetic positions of the

anaerobic ciliate Metopus palaeformis and its archaeobacterial endosymbiont // J. Gen. Microbiol. 1992. V. 138. P. 1479-1487.

64. Falz K. Z., Holliger C., Großkopf R., Liesack W., Nozhevnikova A.N., Müller

B., Wehrli B., Hahn D. Vertical distribution of methanogens in the anoxic sediment of Rotsee (Switzerland) // Appl. Environ. Microbiol. 1999. V. 65. N. 6. P. 2402-2408.

65. Feller G., Narinx E., Arpigny J. L., Aittaleb M., Baise E., Genicot S., Gerday

C. Enzymes from psychrophilic organisms. FEMS // Microbiol. Reviews. 1996. V. 18. P. 189-202.

66. Ferry J.G., Smith P.H., Wolf R.S. Methanospirilium, a new genus of methanogenic bacteria and characterization of Methanospirillum hungatii sp. nov // In: J. Syst. Bacteriol. 1974. V. 24. P. 465-469.

67. Field., Sierra R. Waste characteristic and factor affecting reactor performance. In: International course on anaerobic waste water treatment // Wageningen. Agricultural university. 1990. Press. 120.

68. Franzmann P.D., Springer N., Ludwig W., Conway de Macario E., Rohde M. A methanogenic archaeon from Ace Lake, Antartica: Methanococcoides burtonii sp. nov. // Syst. Appl. Microbiol. 1992. V. 15. P. 573-581.

69. Franzmann P.D., LiuY., Balkwill D.L., Aldrich H.C., de Macario C.E., Boon

D.R. Methanogenium frigidum sp. nov., a psychrophilic H2-using methanogen from Ace Lake, Antartctica // In: J. Syst. Bacteriol. 1997. V. 47. P. 1068-1072.

70. Fukyzaki S., Nishio N., Shobayashi M., Nagai S. Inhibition of the fermentation of propionate to methane by hydrogen, acetate and propionate // Appl. Environ. Microbiol. 1990. V. 56. P. 719-723.

71. Galagan J.E., Nusbaum C., Roy A., Endrizzi M.G., Macdonald P., Fitzhugh W., Calvo S., Engels R., Smirnov S., Atnoor D., Brown A., Allen N., Naylor J., Stange - Thomann N., DeArellano K., Johnson R., Linton L., McEwan P., McKernan K., Talamas J., Tirrel A., Ye W., Zimmer A., Barber R.D., Cann I., Graham D.E., Graham D.A., Guss A.M., Hedderich R., Ingram - Smith C., Kuettner H.C., Krzycki J.A., Leigh J.A., Li W., Liu J., Mukhopadhyay B., Reeve J.N., Smith K., Springer T.A., Umayam L.A., White O., White R.H., Conway de Macario E., Ferry J.G.,

Jarrell K.F., Jing H., Macario A .J.L., Paulsen I., Pritchett M., Sowers K.R., Swanson R.V., Zinder S.H., Lander E., Metcalf W.W., Birren B. The genom of M. acetivorans reveals extensive metabolic and phisiological diversity I I Genome Research. 2002. V. 12. P. 532-542.

72. Garsia J.-L., Bharat K.C., Patel and Bernard Olliver. Taxonomic, philogenetic and diversity of methanogenic Archaea // Anaerobe. 2000. V. 6. P. 205-226.

73. Giaquinto L., Curmi P. M.G., Siddiqui K.S. et al. Structure and function of cold shock proteins in Archaea // J. Bacteriol. 2007. V. 189. P. 5738-5748

74. Goodchild A., Saunders N.F.W., Ertan H., et al. A proteomic determination of cold adaptation in the Antarctic archaeon, Methanococcoides burtonii // Mol Microbiol. 2004. V. 53. P. 309-321

75. Goodchild A., Raftery M., Saunders N.F.W. et al. Cold adaptation of the Antarctic archaeon, Methanococcoides burtonii assessed by proteomics using // ICAT. J Proteome Res. 2005. V. 4. P. 473-480

76. Gounot A.M. Psychrophilic and psychrotrophic microorganisms // Experientia. 1986. V. 42. P. 1192-1197.

77. Gounot A.-M. Bacterial life at low temperature: psysiological aspects and biotechnological implications // In: J. Appl. Bacteriol. 1991. V.71. P. 386-397.

78. Grabowski A., Nercessian O., Fayolle F., Blanchet D., Jeanthon C. Microbial diversity in production waters of a low-temperature biodegraded oil reservoir // FEMS Microbiology Ecology. 2005. V. 54. P. 427-443.

79. Graumann P., Marahiel M.A. Some like it cold: response of microorganisms to cold shock // Arch. Microbiol. 1996. V. 166. P. 263-300.

80. Grofikopf R., Janssen P.H., Liesack W. Diversity and structure of the methanogenic community in anoxic rice paddy soil microcosmos as examined by cultivation and direct 16S rRNA gene sequence retrieval // Appl. Environ. Microbiol. Ecol. 1998. V. 22. P. 39-48.

81. Gujer W., Zehnder A.J.B. Conversion processes in anaerobic digestion // Water Science Technol. 1983. V. 15. P. 127-167.

82. Harmsen H.J. Syntrophobacterfumaroxidans sp. nov., a syntrophic propionate-degrading sulfate-reducing bacterium I I Int. J. Syst. Bacteriol. 1998. V. 48. P. 1383— 1387.

83. Harris J. E. Spontaneous Disaggregation of Methanosarcina mazei S-6 and its use in the development of genetic techniques for Methanosarcina spp // Appl. Environ. Microbiol. 1987. V. 53. N. 10. P. 2500-2504.

84. Hattori S. Thermacetogenium phaeum gen. nov., sp. nov., a strictly anaerobic, thermophilic, syntrophic acetate-oxidizing bacterium // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2000. V. 50. P. 1601.

85. Hattori S. Syntrophic acetate-oxidizing microbes in methanogenic environments // Microbes Environ. 2008. V. 23(2). P. 118-127.

86. Hendrikus J. Laanbroek, Abee T.,Voogd I. L. Alcohol Conversions by Desulfobulbus propionicus Lindhorst in the Presence and Absence of Sulfate and Hydrogen//Arch. Microbiol. 1982. V. 133. P. 178-184.

87. Hobson P.N. Advances in agricultural microbiobgy // Butterworth Scientific Publisher. Ed. Rao S.W.S. London. 1979. P. 523.

88. Hulshoff Pol L.W., De Zeeuw W.J., Velzeboer C.T.M., Lettinga G. Granulation in UASB reactors // Water Sci Technol. 1983. V. 15 (8/9). P. 291-304.

89. Hulshoff Pol L.W., De Castro Lopes S.I., Lettinga G., Lens P.N.L. Anaerobic sludge granulation // Water Research. 2004. V. 38. P. 1376-1389.

90. Hungate R.E. A roll tube method for cultivation of strict anaerobes // In: Methods in microbiology 13. Eds. Norris J.R., Ribbons D.W. New York: Acad. 1969. V. l.P. 117.

91. lino, T., Mori, K. & Suzuki K. Methanospirillum lacunae sp. nov., a methane-producing archaeon isolated from a puddly soil, and emended descriptions of the genus Methanospirillum and Methanospirillum hungatei II Int. J. Syst Evol Microbiol. 2010. V. 60. P. 2563-2566.

92. Imachi H., Sekiguchi Y., Kamagata Y., Hanada S., Ohashi A., Harada H. Pelotomaculum thermopropionicum gen. nov., sp. nov., an anerobic, thermophilic, syntrophicpropionate-oxidizingbacterium// IJSEM. 2002. V. 52. P. 1729-1735.

93. Ishii S., Kosaka T., Hori K., Hotta Y., Watanabe K. Coaggregation facilitates interspecies hydrogen transfer between Pelotomaculum thermopropionocum and Methanobacterium thermoautotrophicus II Appl Environ Microbiol. 2005. V. 71. P. 7838-7845.

94. Jaenicke B.R. Protein structure and function at low temperature // Phil. Trans. R. Soc. Lond. 1990. V. 326. P. 535-553.

95. Jarrel K.F., Kalmokoff M.L. Nutritional req uirements of the methanogenic archaebacteria // Can. J. Microbiol. 1988. V. 34. P. 557-576.

96. Jetten M.S.M., Stams A.J.M., Zehnder A.J.B. Methanogenesis from acetate: a comparison of the acetate metabolism in Methanothrix soehngenii and Methanosarcina spp // FEMS Microbiol. Rev. 1992. V. 88. P. 181-198.

97. Jiang B., Parshina S.N., van Doesburg W., Lomans B.P., Stams A.J.M. Methanomethylovorans thermophila sp. nov., a thermophilic, methylotrophic methanogen from an anaerobic reactor fed with methanol 11 Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2005. V. 55. P. 2465-2470.

98. Jones W., Leigh J., Mayer F., Woese C., Wolfe R. Methanococcus jannaschii sp. Nov., an extremely thermophilic methanogen from a submarine hvdrothermal vent//Archives of microbiology. 1983. Vol. 136. P. 254-261.

99. Juottonen H., Galand P.E., Yrjala K. Detection of methanogenic Archaea in peat: comparison of PCR primers targeting the mcrA gene // Res. Microbiol. 2006. V. 157. P. 914-921.

100. Jurgens G, Lindstrom K, Saano A. Novel group within the kingdom Crenarchaeota from boreal forest soil // Appl. Environ. Microbiol. 1997. V. 63. P. 803-805.

101. Kendall M.M., Wardlaw G.D., Tang C.F., Bonin A.S., Liu Y., Valentine D.L. Diversity of Archaea in marine sediments from Skan Bay, Alaska, and description of Algorimarina butyrica gen. nov., sp. nov. // FEMS Microbiol. 2006. V. 262. P. 107114.

102. Kendall M.M., Wardlaw G.D., Tang C.F., Bonin A.S., Liu Y., Valentine D.L. Diversity of Archaea in Marine Sediments from Skan Bay, Alaska, Including

123

Cultivated Methanogens, and Description of Methanogenium boonei sp. nov. // Applied and Environmental Microbiology. Jan. 2007. P. 407-414.

103. KosakaT., Uchiyama T., Ishii S., Enoki M., Imachi H., Kamagata Y., Ohashi A., Harada H., Ikenaga H., Watanabe K. Reconstruction and regulation of the central catabolic pathway in the thermophilic propionate-oxidizing syntroph Pelotomaculum thermopropionicum II J. Bacteriol. 2006. V. 188. P. 202-210.

104. Kosaric N., Blaszczyk R. Microbial aggregates in anaerobic wastewater treatment//Adv. Biochem. Eng. Biotechnol. 1990. V. 42. P. 27-62.

105. Kotelnikova S., Pedersen K. Distribution and activity of methanogens and homoacetogens in deep granitic aquifers at Aspo Hard Rock Laboratory // Sweden. FEMS Microbiol. Ecol. 1998. V. 26. P.121-134.

106. Kotsyurbenko O.R., Nozhevnikova A.N., Soloviova T.I., Zavarzin G.A. Methanogenesis at low temperatures by microflora of tundra wetland soil // Antonie van Leeuwenhoek. 1996. V. 69. P. 75-86.

107. Kotsyurbenko O.R., Glagolev M.V., Nozhevnikova A.N., Conrad R. Competition between homoacetogenic bacteria and methanogenic archaea for hydrogen at low temperature II FEMS Microbiol. Ecol. 2001. V. 38. P. 153-159.

108. Kreisl P., Kandler O. Chemical structure of the cell wall polymer of Methanosarcina// Syst. Appl. Microbiol. 1986. V. 7. P. 293-299.

109. Krivushin K.V., Shcherbakova V.A.., Petrovskaya L.E., Rivkina E.M. Methanobacterium veterum sp. nov., from ancient Siberian permafrost // IJSEM. 2010. V. 60. P. 455-459.

110. Lane D.J. 16S / 23 S rRNA sequencing. In: Nucleic acid techniques in bacterial systematics // Ed. Stackebrandt et al. New York. Wiley J. and Sons Ltd. 1991. P. 115147.

111. Lay J.J., Miyahara T., No ike T. Methane release rate and methanogenic bacterial populations in lake sediments // Wat. Res. 1996. V. 30. P. 901-908.

112. Lee M. J., Zinder S. H. Hydrogen partial pressures in a thermophilic acetate-oxidizing methanogenic coculture // Appl. Environ. Microbiol. 1988. V. 54. N. 6. P. 1457-1461.

113. Lettinga G. Anaerobic digestion and wastewater treatment systems // Antonie van Leeuwenhoek. 1995. V.67. P. 3-28.

114. Lettinga G., Rebac S., Parshina S.N., Nozhevnikova A.N., Van Lier J. B., Stams A.J.M. High-rate anaerobic treatment of wastewater at low temperatures // Appl. Environ. Microbiol. 1999. V. 65. N. 4. P. 1696-1702.

115. Liu Y., Boon D.R., Sleat R., Mah R.A. Methanosarcina mazei LYC, a new methanogenic isolate which produces a disaggregating enzyme // Appl. Environ. Microbiol. 1985. V. 49. P. 608-613.

116. Liu Y., Balkwill D.L., Aldrich H.C., Drake G.R., Boone D.R. Characterization of the anaerobic propionate-degrading syntrophs Smithella propionica gen. nov., sp. nov. and Syntrophobacter wolinii //IJSEM. 1999. V. 49, P. 545-556.

117. Liu Y., Whitman W.B. Methabolic, Phylogenetic and Ecological diversity of the methanogenic archaea // Ann. N.Y. Acad. Sci. 2008. V. 1125. P. 171-189.

118. Lomans B.P., Maas R., Luederer R., Op den Camp H.J.M., Pol A., van der Drift C., Vogels G.D. Isolation and characterization of Methanomethylovorans hollandica gen. nov., sp. nov., isolated from freshwater sediment, a methylotrophic methanogen able to grow on dimethyl sulfide and methanethiol // Appl. Environ. Microbiol. 1999. V. 65. C. 3641-3650.

119. Lawe S. E., Jain M. K., Zeikus J. G. Biology, ecology, and biotechnological applications of anaerobic bacteria adapted to enwironmental stresses in temperature, pH, salinity or substrate // Microbiol. Rev. 1993. V. 57. P. 451-509.

120. Lueders T., Chin K.-J., Conrad R., Friedrich M. Molecular analyses of methyl - coenzyme M reductase a - subunit (mcrA.) genes in rice field soil and enrichment cultures reveal the methanogenic phemotype of a novel archaeal lineage // Environ. Microbiol. 2001. V. 3. P. 194-204.

121. Lyimo T.J., Pol A., Op den Camp H.J.M., Harhangi H.R., Vogels G.D. Methanosarcina semesiae sp. nov., a dimethylsulfide-utilizing methanogen from mangrove sediment//Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2000. V. 50. P. 171-180.

122. Madden P., Chinalia F. A., Enright A-M., Collins G, O'Flaherty V. Perturbation-independent community development in low-temperature anaerobic biological wastewater treatment bioreactors // Biotechnol. Bioeng. 2010. V.105. P. 79-87.

123. Madigan M.T., Martinko J.M., Parker J. Brock Biology of Microorganisms 8th. Prentice Hall, Uppe Saddle River. NY. 1997. P.748-758.

124. Mah R. A. Isolation and characterization of Methanococcus mazei II Curr.Microbiol. 1980. V3. P. 321-325.

125. Mah R.A., Smith M.R. The methanogenic bacteria // In: The Prokaryotes. Ed. Balows A. Springer-Verlag. New York. 1981. P. 948-977.

126. Margesin R., Miteva V. Diversity and ecology of psychrophilic microorganisms // Research in Microbiology. 2011. V. 162. P. 346-361.

127. Marmur J., Doty P. Thermal renaturation of deoxyribonucleic acids // J. Mol Biol. 1961. V. 3.P. 585-594.

128. Mathrani I., Boone D., Mah R., Fox G., Lau P. Methanohalophilus zhilinae sp. no v., an alkaliphilic, halophilic, methylotrophic methanogen // International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 1988. Vol. 38. P. 139.

129. McElhaney R.N. Effects of membrane lipids on transport and enzymic activities // Curr. Top. Member.Transp. 1982. V. 17. P. 317-380.

130. McHugh S., Carton M., Mahony T., O'Flaherty V. Methanogenic population structure in a variety of anaerobic bioreactors // FEMS Microbiolo. Lett. 2003. V. 219. P. 297-304.

131. Mclnerney M.J., Bryant M. P., Hespell R. B., Costerton J. W. Syntrophomonas wolfei gen. nov., sp. nov., an anerobic, syntrophic, fatty acid-oxidizing bacterium // Appl. Environ Microbiol. 1981. V. 41. P. 1029-1039.

132. Mclnerney M.J. Biology of anaerobic microorganisms // Ed. Zehrder A. New York. Welley and Sons publ. 1988. P. 373-415.

133. Mclnerney M.J., Struchtemeyer C.G., Sieber J., Mouttaki H., Stams A.J.M., Schink B., Rohlin L., Gunsalus R.P. Physiology, ecology, phylogeny and genomics

of microorganisms capable of syntrophic metabolism // Ann. N.Y. Acad.Sci. 2008. V. 1125. P. 58-72.

134. McKeon R. M., Scully C., Enright A. M., Chinalia F. A., Lee C., Mahony T., Collins G., O'Flaherty V. Psychrophylic methanogenic community development during long-term cultivation of anaerobic granular biofilms // ISME J. 2009. V. 3. P. 1231-1242.

135. McKeown M.R., Hughes D., Collins G., Mahony T. and O'Flaherty. Low-temperature anaerobic digestion for wastewater treatment // Current Opinion in biotechnology. 2011. V. 23. P. 1-8.

136. Metje M., Frenzel P. Methanogenesis and methanogenic patways in a peat from subarctic permafrost // Environmental Microbiology. 2007. V. 9. P. 954-964.

137. Morita R.Y. Psychrophilic bacteria // Bacteriological review. 1975. V. 39. P. 144-167.

138. Moyer C., Morita R.Y. Psychrophiles and psychrotrophs // Encyclopedia of life sciences. 2007. John W. & Sons. Ltd. P. 1-6.

139. Muyzer G. DGGE/TGGE a method for identifying genes from natural ecosystems // Current Opinion in Microbiology. 1999. V. 2. P. 317-322.

140. Nedwell D.B. Effect of low temperature on microbiological growth: lowered affinity for substrates limits growth at low temperature // FEMS Microbiol. Ecol. 1999. V. 30. P. 101-111.

141. Nichols D.S., Miller M.R., Davies N.W., et al. Cold adaptation in the Antarctic archaeon, Methanococcoides burtonii, involves membrane lipid unsaturation // J. Bacteriol. 2004. V. 186. P. 8508-8515

142. Nozhevnikova A.N., Simankova M.V. Microbiology and biochemistry of strict anaerobes involved in interspecies hydrogen transfer. Ed. J.-P. Belaich // New York. Plenum Pabl. 1990. P. 427-429.

143. Nozhevnikova A.N., Nekrasova V.K., Lebedev V.S., Lifsshits A.B. Microbiological processes in landfills // Water science technology. 1993. V. 27. N. 2. P. 243-252.

144. Nozhevnikova A.N., Kotsyurbenko O.R., Parshina S.N. Anaerobic manure treatment under extreme temperature conditions // Water Science Technology. 1999. V. 40. N. l.P. 215-221.

145. O'Brien J.M, Wolkin R.H, Moench T.T, Morgan J.B, Zeikus J.G. Association of hydrogen metabolism with unitrophic or mixotrophic growth of Methanosarcina barkeri on carbon monoxide // J. Bacteriol. 1984. V. 158. P. 373-375

146. O'Reilly J., Lee C., Collins G., Chinalia F., Mahony T., O'Flaherty V. Quantitative and qualitative analysis of methanogenic communities in mesophilically and psychrophilically cultivated anaerobic granular biofllims // Water research. N. 43. 2009. P. 3365-3374.

147. Oremland R.S., Kiene R.P., Whiticar M.J., Boone D.R. Description of esturine methylotrophic methanogen which grows on demethyl sulfide // Appl. Environ.Microbiol. 1989. V. 55. P. 944-1022.

148. Osumi N., Kakehashi Y., Matsumoto S., Nagaoka K., Sakai J., Miyashita K., Kimura M., Asakawa S. Identification of the gene for disaggregatase from Methanosarcina mazei // Archaea Heron Publishing-Victoria. Canada. 2008. V. 2. P. 185-191.

149. Oude Elferink S. J, Maas R. N, Harmsen H. J, Stams A.J. M. Desulforhabdus amnigenus gen. nov. sp. nov., a sulfate reducer isolated from anaerobic granular sludge//Arch. Microbiol. 1995. V. 164. P. 119-124.

150. Paterek J., Smith P. Methanohalophilus mahii gen; nov., sp. nov., a methylotrophic halophilic, methanogen // Int Journ Syst Evol Micr. 1988. V. 38. P. 122.

151. Pfennig N. Anreicherungskulturen fur rote und grüne Schwefelbakterien // Zbl. Bakt. I.Abt. Orig. Suppl. 1965. V.l. P. 179-189.

152. Pfenning N., Lippert K.D. Über das Vitamin B12 - Bedürfnis phototropher Schwefelbakterien// Arch. Microbiol. 1966. V. 55. P. 245-246.

153. Plügge C.M., Dijkema C., Stams A.J.M. Acetyl-CoA cleavage pathway in a syntrophic propionate-oxidizing bacterium growing on fumarate in the absence of methanogens // FEMS Microbiol. Letters. 1993. V. 110. P. 71.

128

154. Plugge C.M., Balk M., Stams S.J.M. Desulfotomaculum thermobenzoicum subsp. thermosyntrophicum subsp. nov., a thermophilic, syntrophic, propionate-oxidizing, spore-forming bacterium // IJSEM. 2002. V. 52. P. 391-399.

155. Rebac S., Ruskova J., Gerbens S., Van Lier J. B., Stams A. J. M., Lettinga G. High-rate anaerobic treatment of wastewater under psychrophilic conditions // J. Ferment. Bioengineer. 1995. V. 80. N. 5. P. 499-506.

156. Rother M., Metcalf W.W. Anaerobic growth of Methanosarcina acetivorans C2A on carbon monoxide: An unusual way of life for a methanogenic archaeon // PNAS. 2004. V. 48. P. 101.

157. Roy F., Samain E., Dubourguier H. C., Albagnac G. Syntrophomonas sapovorans sp. nov., a new obligately proton reducing anaerobe oxidizing saturated and unsaturated long chain fatty acids //Arch. Microbiol. 1986. V. 145. P. 142-147.

158. Russell N.J. Functions of lipids: structural roles and membrane function. Chapter 5 // In: Microbial lipids. Eds. Ratledge C., Wilkinson S.G. London. Academic Press. 1989. V. 2. P. 279-365.

159. Russell N. J., Fukunaga N.A. comparison of thermal adaptation of membrane lipids in psychrophilic and thermophilic bacteria // FEMS Microbiol. Rev. 1990. V. 75. P. 171-182.

160. Russell N.J. Psychrophilic bacteria—molecular adaptations of membrane lipids // Comp Biochem Physiol Physiol. 1997. V. 118. P. 489^93

161. Sanger F., Nicklen S., Coulson A.R. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 84. P. 5463-5467.

162. Schink B., Stieb, M. Fermentative degradation of polyethylene glycol by a strict anaerobic, gram-negative, nonsporeforming bacterium // Appl. Environ.Microbiol. 1983. V. 45. P. 1905-1913.

163. Schink B. Degradation of unsaturated hydrocarbons by methanogenic enrichment cultures // FEMS Microbiol. Ecol. 1985. V.31. P. 9-77.

164. Schink B., Thauer R.K. Energetics of syntrophic methan formation and the influence of aggregation // In: Granular anaerobic sludge: microbiology and

technology. Eds. G. Lettinga, A.J.B. Zehnder, J.T.C. Grotenhuis and L.W. Hulshoff. Pol.Pudoc. Wageningen. The Netherlands. 1988. P. 5-17.

165. Schink B. Syntrophism among prokaryotes // In: The Prokaryotes. Ed. Balows A. 1992. Springer-Verlag. New York. V. 11. P. 276-299.

166. Schink B. Energetics of syntrophic cooperation in methanogenic degradation // Microbiol. Molecul. Biol. Rev. 1997. V. 61. P. 262-280.

167. Schink. B., Stams. A. J. M. Syntrophism among prokaryotes // In: The Prokaryotes. Ed. Dworkin M., Schleifer K-H., Stackebrandt E. Springer Verlag, New York. 2001. P. 309-335.

168. Schnürer A., Schink B., Svensson B.H. Clostridium ultunense sp. nov., a mesophilic bacterium oxidizing acetate in syntrophic association with a hydrogenotrophic methanogenic bacterium // Int. J. Syst. Bacteriol. 1996. V. 46. P. 1145.

169. Shimizu S., Upadhye R., Ishijima Y., Naganuma T. Methanosarcina horonobensis sp. nov., a methanogenic archaeon isolated from a deep subsurface Miocene formation // IJSEM. 2011. V. 61. P. 2503-2507.

170. Sieber J.R., Mclnerney M.J., Plügge C.M., Schink B., Gunsalus R.P. Methanogenesis: syntrophic methabolism // In: Handbook of hydrocarbon and lipid microbiology. Ed. Timmis K.N. Springer-Verlag berlin Heidelberg. 2010. P. 337-355

171. Singh N., Kendall M.M., Liu Y., Boone D.R. Isolation and characterization of methylotrophic methanogens from anoxic marine sediments in Skan Bay, Alaska: description of Methanococcoides alaskense sp. nov., and emended description of Methanosarcina baltica II IJSEM. 2005. V.55. P. 2531-2538.

172. Simankova M.V., Parshina S.N., Tourova T.P., Kolganova T.V., Zehnder A.J.B., Nozhevnikova A.N. Methanosarcina lacustris sp. nov., a new psychrotolerant methanogenic archaeon from anoxic lake sediments // Syst. Appl. Microbiol. 2001. V.24. P. 362-367.

173. Skiadas I., Gavals H.N., Schmidt J.E., Ahring B.K. Anaerobic granular sludge and biofilm reactors // Advances in Biochemical Engineering Biotechnology. Series Editor: T. Scheper. Springer-Verlang Berlin Heidelberg. 2003. V. 82

174. Smith P.H. The microbial ecology of sludge methanogenesis // Dev. Ind. Microbiol. 1966. V. 7. P. 156-160.

175. Speece R.E. Environmental requirements for anaerobic digestion of biomass // Adv. Sol. Energ. 1985. V. 2. P. 51-123.

176. Sousa D. Z., Smidt H., Alves M. M., Stams A. J. M. Syntrophomonas zehnderi sp. nov., an anaerobe that degrades long chain fatty acids in co-culture with Methanobacterium formicicum II Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2007. V. 57. P. 609615.

177. Sowers K.R., Baron S.F., Ferry J.G. Methanosarcina acetivorans sp. nov., an acetotrophic methan-producing bacterium isolated from marin sediments // Appl. Environ. Microbiol. 1984. V. 47. P. 971-978.

178. Sowers K.R., Boon J.E., Gunsalus R.P. Disaggregation of Methanosarcina sp. and growth as single cells at elevated osmolarity // Appl. Environ. Microbiol. Nov. 1993. V. 59. N. 11. P. 3832-3839.

179. Stams A.J.M. Metabolic interactions between anaerobic bacteia in methanogenic environments // Antonie van Leeuwenhoek. 1994. V. 66. P. 271-294.

180. Steinberg L.M., Regan J.M. Phylogenetic Comparison of the Methanogenic Communities from an Acidic, Oligotrophic Fen and an Anaerobic Digester Treating Municipal Wastewater Sludge // Appled and Environmental Microbiology. 2008. P. 6663-6671

181. Stetter K., Thomm M., Winter J., Wildgruber G., Huber H., Zillig W., Janekovic D., K nig H., Palm P., Wunderl S. Methanothermus fervidus, sp. nov., a novel extremely thermophilic methanogen isolated from an Icelandic hot spring // Zentralblatt. Bakteriologie. Mikrobiologie und Hygiene Zbl. Bakt. Hyg. Abteilung. Originale. C. 1981. Vol. 2. P. 166-178.

182. Suflita J. M., Robinson J. A., Tiedje J. M. Kinetics of microbial dehalogenation of haloaromatic substrates in methanogenic environment II Appl. Environ. Microbiol. 1983. V.45. P. 1466-1473.

183. Suzuki D., Ueki A., Shizuku T., Ohtaki Y., Ueki K. Desulfovibrio butyratiphilus sp. nov., a gram-negative, butyrate-oxidizing, sulfate-reducing

bacterium isolated from an anaerobic municipal sludge digester // IJSEM. 2010. V. 60. P. 595-602.

184. Szewcyk U., Szewcyk R., Schink B. Methanogenic degradation of hydroquinone and catachol via redutive dehydroxylation to phenol // FEMS Microbiol. Ecol. 1985. V. 31. P. 79-87.

185. Tajima K., Nagamine T., Matsui H., Nakamura M., Aminov R.I. Phylogenetic analysis of archaeal 16S rRNA libraries from the rumen suggests the existence of a novel group of archaea not associated with known methanogens // FEMS Microbiol. Lett. 2001. V. 200. P. 67-72.

186. Thauer R. K., Heddeich R., Fischer R. Reactions and enzyme involved in methanogenesis from C02 and H2 // In Methanogenesis. Edited by J. G. Ferry. London, New York: Charmann & Hall. 1993. P. 209-252

187. The Prokaryotes (Electronic Third Edition). Dworkin M., Schleifer K.-H., Stackebrandt E. Eds. Springer-Verlag. New-York. 2001.

188. Van Lier J. B., Van der Zee F. P., Rebac S., Kleerebezem R. Advances in high rate anaerobic treatment: staging of reactor systems // Water Sei. Technol. 2001. V. 44 (8). P. 15-20.

189. von Klein D., Arab H., Horst Völker H., Thomm M. Methanosarcina baltica , sp. nov., a novel methanogen isolated from the Gotland Deep of the Baltic Sea // Extremophiles. 2002. V. 6. P.103-110.

190. Viraraghavan T., Varadarajan R. Low-temperature kinetics of anaerobic-filter wastewater treatment//Bioresource technology. 1996. V. 57. P. 165-171.

191. Wagner D., Schirmack J., Ganzert L., Morozova D., Mangelsdorf K. Methanosarcina soligelidy sp. nov., a desiccation and freeze-thaw resistant methanogenic archaeon isolated from a Siberian permafrost-affected soil // Int J Syst Evol Microbiol. 2013. V. 63. P. 2986-2991.

192. Wallrabenstein C., Hauschild E., Schink B. 1994. Pure culture and cytological properties of Syntrophobacter wolinii II FEMS Microbiol. Lett. 1994. V. 123. P. 249254.

193. Wallrabenstein, C., Hauschild, E., and Schink, B., Syntrophobacter pfennigii sp. nov., new syntrophically propionate-oxidizing anaerobe growing in pure culture with propionate and sulfate I I Arch. Microbiol. 1995. V. 164. P. 346.

194. Weber S., Lueders T., Friedrich M.W., Conrad R. Methanogenic populations involved in the degradation of rice straw in anoxic paddy soil // FEMS Microbiol. Ecol. 2001. V. 38. P. 11-20.

195. Westerholm M, Roos S, Schniirer A. Tepidanaerobacter acetatoxydans sp. nov., an anaerobic, syntrophic acetate-oxidizing bacterium isolated from two ammonium-enriched mesophilic methanogenic processes // Syst Appl Microbiol. 2011. V. 34. P. 260-266.

196. Westermann P. The effect of incubation temperature on steady-state concentrations of hydrogen and volatile fatty acids during anaerobic degradation in slurries from wetland sediments // FEMS. Microbiol. Ecol. 1994. V. 13. P. 295-302.

197. Whitman W.B., Bowen T.L., Boon D.R. The methanogenic bacteria // In: The Prokaryotes. Ed. Balows A. et al. 1992. Springer-Verlag. New York. V. 719-767.

198. Whitman W., Boone D., Koga Y., Keswani J. Taxonomy of: methanogenie archaea // Bergey's Manual of Systematic Bacteriology. 2001. Vol. P. 211— 213.

199. Whitman W., Jeanthon C. Methanococcales // In The Prokaryotes. 3rd ed. M. Dworkin. et al. New York. Springer Verlag. 2006. V. 3.P. 257-273.

200. Widdel F. Growth methanogenic bacteria in pure culture with 2-propanol and other alcohols as hydrogen donors // Appl. Environ. Microbiol. 1986. V. 51. P. 10561062.

201. Widdel F., Rouviere P.E., Wolf R.S. Classification of secondary alcohol-utilizing methanogens including a new thermophilic isolate // Arch. Microbiol. 1988. V. 150. P. 477-481.

202. Williams W.P. Cold - induced lipid phase transitions. Phil // Trans. R. Soc. Lond. 1990. V. 326. P. 555-570.

203. Wilson K. Preparation of genomic DNA from bacteria // In: Current protocols in molecular biology. Ausubel F.M., Brent R., Kingston R.E., Moore D.D., Siedman

J.G., Smith J.A., Srtruhl K. Green Publishing Associates New York. Wiley-Interscience. 1989. P. 2.4.1-2.4.5.

204. Wofford N.Q., Beaty P.S., Mclnerney M.J. Preparation of cell-free extracts and the enzymes involved in fatty acid metabolism in Syntrophomonas wolfei II J.Bacteriol. 1986. V. 167. P. 179-185.

205. Wolin E.A., Wolin M.J., Wolfe R.S. Formation of methane by bacterial extracts // J. Biol. Chem. 1963. V. 238. P. 2882-2886.

206. Wu W.-M., Jain M.K., Conwey de Macario E., Thiele J. H., Zeikus G. Microbial composition and characterization of prevalent methanogens and acetogens isolated from syntrophic methanogenic granules // Appl. Microbiol. Biotechnol. 1992. V. 38. P. 282-290.

207. Zeikus J.G., Bowen V.G. Fine structure of Methanospirillum hungatii II J. Bacteriol. 1975. V.121. N.l. P. 373-380.

208. Zinder S.H., Koch M. Non-aceticlastic methanogenesis from acetate: acetate oxidation by a thermophilic syntrophic coculture // Arch. Microbiol. 1984. V. 138. P. 263.

209. Zinder S.H., Sowers K.R., Ferry J.G. Methanosarcina thermophila sp. nov., a Thermophilic, Acetotrophic, Methane-Producing Bacterium // Int J Syst Bacteriol. October. 1985. V. 35. P. 522-523.

210. Zinder S.H. Physiological ecology of methanogens // In: Methanogenesis. Ed. Ferry J.G. 1993. New York. Chapman and Hall. P. 128-206.

211. Zhang G., Jiang N., Liu X., Dong X. Methanogenesis from Methanol at Low Temperatures by a Novel Psychrophilic Methanogen, "Methanolobus psychrophilus" sp. nov., Prevalent in Zoige Wetland of the Tibetan Plateau // Applied and Environmental Microbiology. Oct. 2008. P. 6114-6120.

212. Zhilina T.N. Biotypes of Methanosarcina // Microbiologiya. 1976. V. 45. P. 481-489.

213. Zhilina T.N. Growth of a pure Methanosarcina culture, biotype 2, on acetate // Microbiologiya. 1978. V. 45. P. 481-489.

214. Zhilina T.N., Zavarzin G.A. Cyst formation by Methanosarcina // Microbiologiya. 1979. V. 48. P. 451-456.

215. Zhilina T.N., Zavarzin G.A. Comparative cytology of Methanosarcinae and description of Methanosarcina vacuolata sp. Nov // Microbiologiya. 1979. V. 48. P. 223-228.

216. Zhilina T., Zavarzin G. Extremely halophilic, methylotrophic, anaerobic bacteria // FEMS Microbiology Letters. 1990. V. 87. P. 315-321.

217. Zhilina T.N, Zavarzina D.G, Kolganova T.V, Turova T.P, Zavarzin GA. "Candidatus contubernalis alkalaceticum," an obligately syntrophic alkaliphilic bacterium capable of anaerobic acetate oxidation in a coculture with Desulfonatronum cooperativum // Mikrobiologiia. 2005 V. 74. P. 800-809.

218. Xing W., Zuo J-e, Dai N., Cheng J., Li J. Reactor performance and microbial community of an EGSB reactor operated at 20 and 15°C // J.Appl.Microbil. 2009. V. 107. P. 848-857.

219. Xing W., Zhao Y., Zuo J.-e. Microbial activity and community structure in a lake srdiment used for psychrophilic anaerobic wastewater // Journal of Applied Microbiology 2010. V. 109. P. 1829-1837.

220. Xun L., Mah R.A. and Boone D.R. Isolation and characterization of disaggregatase from Methanosarcina mazei LYC // Appl. and Environmental Microbiology. 1990. V 56. N. 12. P. 3693.