Биоразнообразие сульфатредуцирующих бактерий в кислород-содержащих водах Черного и Балтийского морей тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.03, кандидат наук Корнеева, Валерия Алексеевна

• Корнеева, Валерия Алексеевна
• кандидат наук
• 2015

Оглавление диссертации кандидат наук Корнеева, Валерия Алексеевна

море

Глава 4. Материалы и методы исследования

4.1. Отбор проб морской воды

4.2. Идентификация и определение численности микроорганизмов методом флуоресцентной in situ гибридизации (FISH)

4.2.1. Микроскопический анализ и подсчет клеток, окрашенных ДАФИ и гибридизовавшихся с соответствующими FISH-зондами

4.3. Выделение тотальной ДНК клеток из водных проб

4.4. Детекция СРБ в водной толще с помощью ПЦР

4.4.1. Вложенная ПЦР

4.4.2. Электрофоретическое разделение и визуализация продуктов ПЦР

4.4.3. Определение численности СРБ методом количественной ПЦР

4.5. Анализ участков гена dsrB с использованием денатурирующего градиентного гель-электрофореза (ДГГЭ) с последующим секвенированием

4.5.1. Секвенирование участков гена dsrB с помощью дидезоксинуклеотидного метода

4.5.2. Анализ полученных нуклеотидных последовательностей и построение филогенетических дендрограмм

4.6. Культивирование сульфатредуцирующих бактерий

4.6.1. Выделение накопительных культур сульфатредуцирующих бактерий

4.6.2. Подбор оптимальных условий для роста накопительных культур из аэробной водной толщи Черного моря

4.6.3. Очистка накопительных культур СРБ с целью получения чистых культур

4.6.4. Культивирование Desulfosporosinus sp

4.6.5. Культивирование Desulfofrigus sp

4.6.6. Изучение способности Desulfofrigus sp. использовать различные доноры/акцепторы электронов и сбраживать субстраты

4.6.7. Определение оптимума pH для роста Desulfofrigus sp

4.6.8. Кислородный стресс

4.7. Световая и электронная микроскопия клеток СРБ

4.8. Измерение содержания сероводорода в растущих культурах СРБ

4.9. Определение скоростей сульфатредукции радиоизотопным методом

4.9.1. Измерение скоростей сульфатредукции в пробах морской воды

4.9.2. Измерение скоростей сульфатредукции при росте культуры Desulfofrigus sp. на средах с различным содержанием кислорода в газовой фазе

4.10. Определение жирных кислот в клетке

Результаты и обсуждение

Глава 5. Сообщества сульфатредуцирующих бактерий в подповерхностных кислород-содержащих водах Черного моря

5.1. Содержание кислорода, сероводорода и интенсивность сульфатредукции в верхней водной толще Черного моря

5.2. Исследование сообществ СРБ в верхних водных горизонтах Черного моря методом флуоресцентной in situ гибридизации (FISH)

5.2.1. Общая численность прокариот, бактерий и архей в подповерхностных водах Черного моря, определенная с помощью FISH

5.2.2. Филогенетический состав сообществ сульфатредуцирующих бактерий

подповерхностной водной толщи Черного моря, определенный с помощью FISH

5.3. Обнаружение сульфатредуцирующих бактерий в пробах воды из подповерхностной водной толщи Черного моря с помощью ПЦР-анализа генов 16S рРНК и dsrB

5.3.1. Сообщества свободноживущих и ассоциированных с мелкой (<1,2 мкм) взвесью сульфатредуцирующих бактерий

5.3.2. Сообщества сульфатредуцирующих бактерий, ассоциированных с крупной (>1,2 мкм) взвесью

5.3.3. Численность СРБ в подповерхностной водной толще Черного моря, определенная методом количественной ПЦР

5.4. ДГГЭ-анализ по гену dsrB сообществ СРБ подповерхностной водной толщи Черного моря

5.5. Секвенирование и филогенетический анализ последовательностей участков гена dsrB, выделенных и реамплифицированных из отдельных ДГГЭ-полос

5.6. СРБ в накопительных культурах, выделенных из аэробных вод и зоны

хемоклина Черного моря

5.6.1. Оптимизация состава питательной среды для роста накопительных культур СРБ из аэробной зоны Черного моря

5.7. Идентификация микроорганизмов в накопительной культуре СРБ, выделенной с глубины 70 м аэробной зоны водной толщи Черного моря

5.8. Идентификация и описание чистой культуры СРБ, выделенной с глубины 30 м аэробной зоны водной толщи Черного моря

5.8.1. Микробиологическое описание культуры Desulfofrigus sp. штамм SrB-30

5.8.2. Оптимум температур для роста культуры Desulfofrigus sp. штамм SrB-30

5.8.3. Оптимум pH для роста культуры Desulfofrigus sp. штамм SrB-30

5.8.4. Изучение способности культуры Desulfofrigus sp. штамм SrB-30 использовать различные доноры/акцепторы электронов, а также сбраживаемые субстраты

5.8.5. Состав жирных кислот в клетках Desulfofrigus sp. штамм SrB-30

5.9. Рост выделенной в чистую культуру СРБ Desulfofrigus euxinos штамм SrB-30 в

присутствии различных концентраций кислорода

5.9.1. Влияние различных начальных концентраций кислорода в газовой фазе на численность клеток в культуре Desulfofrigus euxinos SrB-30

5.9.2. Влияние различных начальных концентраций кислорода в газовой фазе на образование сероводорода культурой Desulfofrigus euxinos SrB-30

5.9.3. Влияние различных начальных концентраций кислорода в газовой фазе на

скорость сульфатредукции (ССР) культур Desulfofrigus euxinos SrB-30

Глава 6. Сообщества сульфатредуцирующих бактерий в кислород-содержащих водах Гданьской впадины Балтийского моря

6.1. Гидрохимические параметры вод Гданьской впадины Балтийского моря

6.2. Обнаружение СРБ в пробах воды из Гданьской впадины с помощью ПЦР-анализа генов 16S рРНК и dsrB

6.2.1. Сообщества свободноживущих и ассоциированных с мелкой (<1,2 мкм) взвесью сульфатредуцирующих бактерий

6.2.2. Сообщества сульфатредуцирующих бактерий, ассоциированных с крупной (>1,2 мкм) взвесью

6.3. ДГГЭ-анализ по гену dsrB сообществ СРБ водной толщи Гданьской впадины

6.4. Секвенирование и филогенетический анализ последовательностей участков гена dsrB, выделенных и реамплифицированных из отдельных ДГГЭ-полос

6.5. Получение накопительных культур сульфатредуцирующих бактерий из

водной толщи Гданьской впадины Балтийского моря

Обсуждение

Заключение

Выводы

Список цитированной литературы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Биоразнообразие сульфатредуцирующих бактерий в кислород-содержащих водах Черного и Балтийского морей»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы исследования и степень ее разработанности. К

сульфатредуцирующим бактериям (СРБ) относят анаэробные микроорганизмы, использующие сульфат в качестве конечного акцептора электронов при окислении органических соединений или молекулярного водорода. В анаэробных местообитаниях СРБ, наряду с метаногенными археями, осуществляют терминальную деструкцию органических соединений, продуцируя при этом сероводород. Сульфатредуцирующие бактерии традиционно считаются строго анаэробными микроорганизмами, однако в последнее время показано, что многие из них обладают эффективными ферментативными системами антиокислительной защиты [Dolla et al., 2006; Brioukhanov et al., 2010], позволяющими им не только выживать, но и оставаться метаболически активными в окисленных слоях осадочных отложений, в циано-бактериальных матах, биопленках, активных илах сточных вод и других местообитаниях, подвергающихся периодическому воздействию кислорода [Canfield a. Des Marais, 1991; Krekeler et al., 1997; Jonkers et al., 2005].

Черное море - крупнейший в мире меромиктический водоем, где наблюдается существование несмешиваемых слоев воды (аэробные воды, зона хемоклина и анаэробные воды, содержащие значительные количества растворенного сероводорода) [Сорокин, 1982]. Хорошо известно, что сероводород в Черном море образуется, в основном, за счет деятельности сульфатредуцирующих бактерий в анаэробной водной толще и донных осадках [Сорокин, 1970; Леин и др., 1990; Гулин, 1991; Иванов и др., 1992]. В литературных источниках разными исследователями приводятся количественные оценки масштабов бактериальной сульфатредукции в анаэробных водах Черного моря [Сорокин, 1971; Леин и др., 1990; Albert, 1995]. С использованием молекулярно-биологических методов было подтверждено присутствие СРБ [Vetriani, 2003; Durisch-Kaiser et al., 2005; Lin et al., 2006; Neretin et al., 2007] в анаэробной водной толще и зоне хемоклина, а также в анаэробных матах [Basen et

ч

al., 2011] Черного моря, но филогенетический состав сообществ черноморских СРБ оставался до конца не выясненным, кроме того, полностью отсутствовали данные о выделении, идентификации и описании чистых культур этих бактерий. Нет информации и о возможности протекания процесса сульфатредукции в аэробной водной толще, несмотря на то, что сотрудники Института океанологии им. П.П. Ширшова РАН более 20 лет назад обнаружили в аэробных водах Черного моря присутствие аналитически определяемых количеств восстановленных соединений серы [Волков и др., 1992], появление которых можно объяснить только протеканием биологических процессов восстановления сульфатов.

Балтийское море представляет собой мелководный мезотрофный морской бассейн со специфическими особенностями гидрологического режима, присущими внутренним водоемам с затрудненным водообменом. Его поверхностные, сильно распресненные и более глубинные, соленые воды имеют разное происхождение: первые поступают со стоком рек, вторые - из Северного моря. Затрудненный водообмен в сочетании с достаточно высокой продуктивностью приводит к тому, что во впадинах Балтийского моря за счет деятельности микроорганизмов происходит быстрое исчезновение кислорода и формируется обширная зона сероводородного заражения водной толщи, обусловленная жизнедеятельностью СРБ [Fonselius, 1986; Андерсен и Паулак, 2007; Carstensen et al., 2014]. В анаэробной водной толще Готландской впадины Балтийского моря немецкими исследователями выявлены процессы сульфатредукции и молекулярными методами идентифицированы некоторые представители СРБ [Brettar et al., 2012], но данных о присутствии активных форм этих микроорганизмов в подповерхностных аэробных водах в литературе нет.

В российском секторе Балтийского моря анаэробные придонные слои водной толщи практически постоянно наблюдаются в Гданьской впадине на глубинах свыше 80-85 м [Нефть и окружающая среда Калининградской области, 2012].

Высокая антропогенная нагрузка, которой подвержены внутриконтинентальные моря, окруженные промышленно развитыми регионами,

способствует значительному расширению площади постоянного или периодического заражения придонной водной толщи сероводородом, как это наблюдается в водной толще северо-западного шельфа Черного [Кондратьев и Внуков, 1999] и во впадинах Балтийского и Каспийского морей [Бруевич, 1937; Сапожников и Мордасова, 2007; Carstensen et al., 2014].

Большинство исследователей склоняются к гипотезе, что основным источником сероводорода во впадинах мелководных бассейнов являются донные осадки, где в условиях увеличения потока органического вещества резко усиливается интенсивность процесса сульфатредукции. Однако с учетом новых данных о СРБ, обладающих эффективными биохимическими и физиологическими способами защиты от окислительного стресса и способных в водной толще морей сохранять физиологическую активность в микроаэробных микронишах взвешенных частиц [Shanks а. Reeder, 1993], можно предположить, что СРБ аэробной водной толщи оказывают существенное воздействие на кислородный режим вод мезотрофных и эвтрофных морских водоемов.

Таким образом, изучение филогенетического и функционального разнообразия сообществ сульфатредуцирующих бактерий в кислород-содержащей (подповерхностные воды и зона хемоклина) водной толще Черного и Балтийского морей с использованием комплекса молекулярно-биологических, биохимических и традиционных микробиологических методов является весьма актуальной и интересной научной задачей.

Цели и задачи исследования. Целью работы было изучение филогенетического разнообразия сульфатредуцирующих бактерий в кислородсодержащей (подповерхностные воды и зона хемоклина) водной толще Черного и Балтийского морей с использованием комплекса молекулярно-биологических, биохимических и традиционных микробиологических методов.

Для достижения поставленной цели решали следующие задачи:

1. Оценить с помощью стандартной и вложенной ПЦР с праймерами,

специфичными к генам 16S рРНК, распространение ассоциированных с взвесью и свободноживущих сульфатредуцирующих бактерий (СРБ) шести основных филогенетических подгрупп в гидрохимически различающихся слоях кислородсодержащей водной толщи Черного и Балтийского морей.

2. Определить численность СРБ на различных горизонтах кислородсодержащей водной толщи Черного моря методами флуоресцентной in situ гибридизации (FISH) и количественной ПЦР.

3. Получить с использованием денатурирующего градиентного гель-электрофореза (ДГТЭ) профили сообществ СРБ (по гену dsrB, кодирующему ß-субъединицу диссимиляционной сульфитредуктазы) на различных глубинах кислород-содержащей водной толщи Черного и Балтийского морей, отсеквенировать участки гена dsrB, выделенные и реамплифицированные из отдельных ДГГЭ-полос, и провести полный филогенетический анализ сообществ СРБ по гену dsrB.

4. Получить накопительные культуры СРБ из подповерхностной водной толщи Черного и Балтийского морей.

5. Дать полное описание чистой культуры СРБ, выделенной из фотической зоны Черного моря, и дать оценку её способности выделенного штамма к росту и осуществлению процесса сульфатредукции в условиях кислородных стрессов.

Научная новизна работы. Впервые с помощью комплекса современных молекулярно-биологических методов детально изучен филогенетический состав сообществ СРБ в подповерхностной водной толще Черного и Балтийского морей. Обнаружены физиологически активные клетки СРБ в аэробных морских водах, а также подтверждено их присутствие в зоне хемоклина Черного моря. Получены накопительные и чистая культуры СРБ из аэробной водной толщи Черного моря. Впервые выделенная из аэробной водной толщи (глубина - 30 м) Черного моря чистая культура психрофильной сульфатредуцирующей бактерии полностью охарактеризована и описана как новый вид Desulfofrigus euxinos. Показано, что данная бактерия обладает относительной аэротолерантностью, сохраняя

жизнеспособность при начальных концентрациях кислорода до 5,2% в газовой фазе над средой культивирования.

Практическая и теоретическая значимость работы. Теоретическая значимость работы заключается в получении новых и принципиально важных данных о филогенетическом составе сообществ СРБ в кислород-содержащей водной толще Черного и Балтийского морей, а также о свойствах выделенной в чистую культуру черноморской СРБ. Полученные результаты дополняют накопленные к настоящему моменту знания о распространении сульфатредуцирующих бактерий в местообитаниях, подверженных воздействию кислорода, а также о составе микробных сообществ водной толщи исследуемых морей.

С практической точки зрения, полученные данные о биоразнообразии сульфатредуцирующих бактерий в морских аэробных водах могут служить основой для разработки новых способов борьбы с биокоррозией металлических конструкций в морских водоемах, а также учитываться при заводнениях нефтяных пластов морской кислород-содержащей водой. Выделенная с глубины 70 м Черного моря накопительная культура, содержащая СРБ рода Desulfosporosinus и нуждающаяся для роста в присутствии бихромата калия в среде, потенциально может являться объектом для использования в биоремедиации различных соленых водных экосистем от загрязнений токсичными солями хрома, в том числе для очистки промышленных стоков с высоким содержанием хрома (гальваники, кожевенного производства и др.).

Апробация работы. Результаты исследований были представлены на V, VI и VII молодежных школах-конференциях с международным участием «Актуальные аспекты современной микробиологии» (Москва, 2009, 2010 и 2011 гг.), Всероссийском симпозиуме с международным участием «Автотрофные микроорганизмы» (Москва, 2010 г.), XVII, XVIII, XIX и XXI международных научных конференциях студентов, аспирантов и молодых ученых «Ломоносов»

(Москва, 2010, 2011, 2012 и 2014 гг.), 3-м Байкальском микробиологическом симпозиуме с международным участием «Микроорганизмы и вирусы в водных экосистемах» (Иркутск, 2011 г.), 4-м и 6-м конгрессах европейских микробиологов БЕМБ (Швейцария, Нидерланды;, 2011 и 2015 гг.), 16-й и 18-й международных Пущинских школах-конференциях молодых ученых «Биология -наука XXI века» (Пущино, 2012 и 2014 гг.), Всероссийском симпозиуме «Современные проблемы физиологии, экологии и биотехнологии микроорганизмов» (Москва, 2014 г.), а также на заседании кафедры микробиологии биологического факультета МГУ (2015 г.).

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ ГЛАВА 1. СУЛЬФАТРЕДУЦИРУЮЩИЕ БАКТЕРИИ

На данный момент к сульфатредуцирующим бактериям (СРБ) относят анаэробные микроорганизмы, использующие сульфат в качестве конечного акцептора электронов при окислении органических соединений (преимущественно низкомолекулярных) или молекулярного водорода. Общая схема процесса сульфатредукции представлена на рис. 1.

so«

ATP PPj

2- _

ATP sulfurylas*

"л

APS

ATP AOP

APS kinase

PAPS

aDC NADPH ч

APS 2,-)

reductase NADp, -x AMP

S032"

PAP

so3a

Ч

, Sulfite >

reductase

I 1

I I

H2S H2S

I i

Excretion Organic sulfur compounds (cysteine, methionine, and so on)

Dissimilative Assimilative

sulfate reduction sulfate reduction

Рис. 1. Схема диссимиляционной и ассимиляционной сульфатредукции

[https://www.studyblue.eom/notes/note/n/lecture-9-energy-metabolism-ii/deck/8084468].

1.1. История открытия и изучения сульфатредуцирующих бактерий

Майер и Кон первыми еще в XIX веке определили, что продукция значительных концентраций сероводорода в морских местообитаниях связана с биологическим восстановлением сульфатов [Meyer, 1864; Cohn, 1867]. Гоппе-Зейлер в 1886 г. показал, что при внесении CaS04 в анаэробную накопительную культуру из ила происходит полное разложение целлюлозы, а сульфат, в свою

очередь, восстанавливается до сульфида [Hoppe-Seyler, 1886]. В 1895 г. в ходе изучения микробной продукции сульфида Бейеринк [Beijerinck, 1895] впервые выделил культуру сульфатредуцирующей бактерии (рис. 2), названной Spirillum desulfuricans (ныне - Desulfovibrio desulfuricans [Kluyver a. van Niel, 1936]).

В дальнейшем изучение сульфатредуцирующих микроорганизмов продолжалось и развивалось. Первая термофильная СРБ, имеющая оптимальную для роста температуру 55°С, была описана в 1924 г. и названа Vibrio thermodesulfuricans [Elion, 1924]. Впоследствии данный микроорганизм стали рассматривать как штамм Desulfovibrio desulfuricans, адаптированный к высоким температурам [Baars, 1930; Kluyver a. Baars; 1932]. Первыми описанными спорообразующими СРБ были термофильные бактерии Clostridium nigrificans [Werkman a. Weaver, 1927] и Sporovibrio desulfuricans [Starkey, 1938], идентифицированные впоследствии как один вид - Desulfotomaculum nigrificans [Campbell et al., 1957; Campbell a. Postgate, 1965].

До начала 80-х годов XX века считалось, что сульфатредуцирующие микроорганизмы играют минорную роль в глобальном цикле углерода, поскольку на тот момент было только известно, что представители родов Desulfovibrio и Desulfotomaculum могут использовать в своем метаболизме водород и ряд органических соединений, таких как этанол, формиат, лактат, пируват, малат и сукцинат, окисляя их до ацетата [Muyzer a. Stams, 2008]. Однако благодаря исследованиям Фритца Видцеля стало понятно, что СРБ являются важнейшими участниками биогеохимического цикла углерода в анаэробных экосистемах, в особенности, в морских осадках. Видделем были выделено и описано множество СРБ, способных к росту на таких органических субстратах, как коротко- и длинноцепочечные жирные кислоты и ароматические соединения (бензоат и фенол) [Widdel, 1980].

VIBRIO DESULFURICANS BEIJERINCK

Рис. 2. Vibrio desulfuricans - первая культура СРБ, выделенная Бейеринком в 1895 г. [Beijerinck, 1895; Muyzer a. Stams, 2008].

1.2. Общая характеристика физиологии сульфатредуцирующих бактерий.

За последние 30 лет была показана способность сульфатредуцирующих микроорганизмов использовать, помимо упомянутых выше, еще более широкий спектр органических субстратов, включающий в себя сахара [Ollivier et al., 1988; Sass et al., 2002], аминокислоты [Stams et al., 1985; Baena et al., 1998] и одноуглеродные соединения, такие, как метанол [Nanninga et al., 1987; Назина и др., 1988], СО [Parshina et al., 2005; Henstra et al., 2007] и метилмеркаптан [Tanimoto a. Bak, 1994]. Также СРБ могут расти, осуществляя дисмутацию

тиосульфата, сульфита и серы, приводящую к образованию сульфата и сульфида [Bak a. Pfennig, 1987; Bottcher et al., 2005]. Помимо бензоата и фенола СРБ также могут деградировать такие ароматические углеводороды, как толуол и этилбензол [Rabus et al., 1993; Harms, 1999; Morasch et al., 2004]. Более того, была описана способность СРБ использовать длинноцепочечные алканы [Aeckersberg et al., 1998; So a. Young, 1999; Cravo-Laureau et al., 2004; Davidova et al., 2006], алкены [Grossi et al., 2007], a также короткоцепочечные алканы [Kniemeyer et al., 2007].

При этом сульфатредукторы лишены возможности использовать напрямую в своем метаболизме полимерные органические соединения (крахмал, целлюлозу, белки, нуклеиновые кислоты и липиды). Таким образом, в природных местообитаниях СРБ находятся в тесной взаимосвязи с микроорганизмами, осуществляющими деструкцию сложных органических соединений (рис. 3). По физиологическим характеристикам сульфатредукторы могут быть разделены на две большие группы - микроорганизмы, осуществляющие неполное разложение органических субстратов до ацетата и полное разложение до углекислого газа.

Как уже было сказано, основным акцептором электронов для СРБ является сульфат. Однако в его отсутствие многие сульфатредукторы могут использовать в качестве акцепторов электронов и другие соединения серы (тиосульфат, сульфит и элементарную серу), восстанавливая их до сульфида, а также нитраты и нитриты, восстанавливая их до аммония [Keith a. Herbert, 1983; Dalsgaard a. Bak, 1994; Moura et al., 1997; Lôpez-Cortés et al., 2006]. Помимо этого, для некоторых СРБ показана способность использовать в качестве акцепторов электронов соединения тяжелых металлов, например, Fe(III) [Lovley et al., 1993; Park et al., 2007], U(VI) [Lovley et al., 1992], Tc(VII) [Lloyd et al., 1999], Se(VI) [Tucker et al., 1998], Cr(VI) [Lovley et al., 1994] и As(VI) [Macy et al., 2000], однако данные процессы не всегда связаны с ростом культуры. Также акцепторами электронов для СРБ могут выступать и органические соединения, например, фумарат [Jonkers et al., 1996]. Некоторые морские сульфатредуцирующие бактерии используют в качестве акцептора электронов диметилсульфоксид [Lie et al., 1996].

Organic macromolecules (proteins, polysaccharides and lipids)

\

Hydrolysis

Monomers (amino acids, sugars and long-chain fatty acids)

\

Fermentation

Reduced compounds (lactate, butyrate and propionate)

so4!

Sulphate reduction

Г \

н (

V L Л

SO-

Sulphate reduction

SO

2-

f Sulphate \reduction

X C2-

Acetate

SO/Sulphate reduction

CO,

Рис. 3. Общая схема деградации органического вещества микробными сообществами в присутствии сульфата [Миугег а. 81атз, 2008].

В пресноводных местообитаниях при низком содержании сульфатов СРБ играют большую роль в сбраживании и анаэробном окислении органических субстратов. Многие представители родов Desulfovibrio и Desulfomicrobium способны сбраживать пируват с образованием ацетата, углекислого газа и водорода [Muyzer a. Stams, 2008]. Также они способны окислять лактат и этанол, но только в том случае, если водород активно удаляется из системы синтрофными водород-использующими метаногенными археями [Bryant et al., 1977].

1.2.1. Аэротолерантность сульфатредуцируюших бактерий.

Традиционно считается, что сульфатредуцирующие бактерии относятся к строгим анаэробам и их рост ингибируется кислородом. Известно, что активные формы кислорода непосредственно инактивируют ключевые ферменты метаболизма сульфатредуцирующих бактерий, в частности, лактатдегидрогидрогеназу [Stams a. Hansen, 1982].

Однако в последнее время появились данные о том, что не все сульфатредукторы быстро погибают в присутствии кислорода, а многие из них даже обладают значительной аэротолерантностью [Hardy a. Hamilton, 1985]. Более того, некоторые виды Desulfovibrio spp. способны сохранять жизнеспособность даже при длительной (в течении нескольких часов) экспозиции на воздухе, потреблять кислород [Abdollahi a. Wimpenny, 1990; Dilling a. Cypionka, 1990] и возобновлять свой активный рост при наступлении благоприятных анаэробных условий [Cypionka, 2000]. Кроме того, СРБ всё чаще обнаруживают в местообитаниях, подверженных периодическому воздействию кислорода, таких, как верхние слои донных или циано-бактериальных матов [Canfield a. Des Marais, 1991; Krekeler et al., 1997; Jonkers et al., 2005], что косвенно свидетельствует о наличии в клетках СРБ систем антиокислительной защиты

Среди способов защиты сульфатредуцирующих бактерий от окислительных стрессов можно выделить два типа - физиологический и биохимический.

К физиологическим механизмам относится, например, наличие у подвижных форм СРБ отрицательного аэротаксиса. Такая способность показана

для Desulfovibrio oxyclinae, обитающего в циано-бактериальных матах [Krekeler et al., 1998], а у Desulfovibrio vulgaris даже обнаружен редокс-чувствительный белок, позволяющий чутко реагировать на изменение содержания кислорода в окружающей среде [Fu et al., 1994]. Многие СРБ формируют скопления клеток, способных к поглощению 02 в качестве эффективного механизма антиокислительной защиты. Также показано формирование микроколоний и консорциумов бактерий серного цикла, в которых серобактерии существуют в ассоциации с сульфатредукторами, что уменьшает доступ кислорода к клеткам последних [Dolía et al., 2006].

Биохимическая аэротолерантность клетки обеспечивается благодаря специальным ферментам. Помимо классических ферментов антиокислительной защиты (супероксиддисмутаза, различные пероксидазы, гемовые каталазы), которые присутствуют не у всех СРБ, в их клетках были обнаружены уникальные негемовые железосодержащие белки, такие как супероксидредуктазы (десульфоферродоксин, неелоредоксин) и НАДН-зависимые пероксидазы (рубреритрин и нигеритрин), весьма эффективно удаляющие активные формы кислорода (АФК) [Dolía et al., 2006; Brioukhanov et al., 2010].

Некоторые сульфатредуцирующие бактерии способны использовать кислород в качестве акцептора электронов для снижения его концентрации в окружающей среде. Так, у представителей рода Desulfovibrio показано наличие электрон-транспортной цепи (состоящей из рубредоксин : кислород оксидоредуктазы, цитохром с- и bd оксидаз), используемой ими в целях антиокислительной защиты, но не для получения энергии [Cypionka, 2000; Baumgarten et al., 2001; Lemos et al., 2001].

1.3. Филогения сульфатредуцирующих бактерий.

До начала 1980-х гг. систематика СРБ традиционно базировалась на фенотипических характеристиках, таких, как потребляемые субстраты, морфология клеток, химические и/или биохимические маркеры. Такими маркерами, к примеру, являются десульфовиридин, жирные кислоты мембранных

липидов или менахиноны [Rabus et al., 2006].

В настоящее время на основе анализа последовательностей гена 16S рРНК выделяют 7 филогенетических линий сульфатредуцирующих микроорганизмов -5 внутри домена Bacteria и 2 внутри домена Archaea [Muyzer a. Stams, 2008]. Большинство СРБ принадлежит к 23 родам внутри классов Deltaproteobacteria (грамотрицательные мезофильные СРБ) и Clostridia (грамположительные спорообразующие СРБ). Три линии - Nitrospirae (род Thermodesulfovibrio), Thermodesulfobacteria (род Thermodesulfobacterium) и Thermodesulfobiaceae (род Thermodesulfobium) содержат исключительно термофильных СРБ. Сульфатредукторы также встречаются среди архей - к ним относятся представители рода Archaeoglobus в филуме Euryarchaeota и родов Thermocladium и Caldirvirga в филуме Crenarchaeota [Muyzer a. Stams, 2008].

Общая филогенетическая дендрограмма сульфатредуцирующих микроорганизмов представлена на рисунке 4.

1.4. Распространение сульфатредуцирующих бактерий.

Сульфатредуцирующие бактерии не только обладают значительным спектром используемых доноров и акцепторов электронов, но также широко распространены в различных природных и антропогенных местообитаниях. Их обнаруживают и выделяют из морских осадков [Boschker et al., 1998; Ravenschlag et al., 2000; Mussmann et al., 2005; Webster et al., 2006], гидротерм [Jeanthon et al., 2002], углеводородных сипов [Knittel et al., 2003; Kniemeyer et al., 2007] и грязевых вулканов [Stadnitskaia et al., 2005], гиперсоленых микробных матов (в том числе и насыщенных кислородом) [Rissati et al., 1994; Minz et al., 1999], нефтяных месторождений [Nilsen et al., 1996]. Также сульфатредукторы были обнаружены в местообитаниях с экстремальными значениями рН, таких, как кислые шахтные воды (значения рН которых могут быть ниже 2) [Sen, 2001] и содовые озера (рН которых может достигать значений более 10) [Geets et al., 2006]. СРБ обнаруживают также в осадках пресноводных водоемов [Sass et al., 1998], ризосфере растений [Hiñes et al., 1999; Bahr et al.,

Desulfobubaceae

Desulfobacteraceae

Desutfobccterum aniini (AJ237601) Desulfarcuius baarsii (AF418174)

Syntrophobacteraeeae

Desulfomonle limmaris (AF282177) Desdfömonle tied/ei (AM086646)

DesJfovibro spp

Deltaproteo bacteria

г Des J fonatronum lacustre (AF418171) DesUfonatromm thodsmutans (AF37 3920) Desdfonatronum cooperottvim (AY72S424) — Desutfonatronovibro hydogerovoraris (X99234)

"~\l/ Desdfomicrobtum spp

DesJfocddus terraneus (AY464939) 6 DesJbhalobum spp.

1« a.

<u

0Ю

"i

Thermodeidfovbrio islandcus (X96726)

Nitrospirae

чт

Thermadesutfa/ibrioyeiavstonii(AB23Vi58) -Desutfosporomusa pdytropa (AJ006605)

DesJfosporosime arteritis (AJ493052) Desutfosparosinus youngi (DQ1F470) Desutfosporosirus m a-id/et (A F076247)

Desdfotomacdum spp Th&modesulfcbium rarugensefiBOnüV) Thermodesulfobiaceae

fä rv.

Clostridia

rt'

Г

Thermodesulfobacte-um hvgragerdense(X96? 25) ThermodesJfobacteriim thermophium (AF334601) Thermodesulfoboctenum commine (AF418169) L Thermodesufobact&ium hydogeruphlum (AF332S14) Thermodesulfatator indcus (AF39 3376)

E- Archoeoglcbus profundus (AF297529) Archaeoglobus venefcus (AF418181) Archaeogobushthorophicus (АД99218)

Thermodesulfobacteria

— Thermodadum modesties (AB005296) Caldivrga maquilingensis (AB01392S)

Euryarchaeota

Crenarchaeota

Рис. 4. Филогенетическая дендрограмма, построенная на основании анализа полных последовательностей гена 168 рРНК известных СРБ [Миугег а. 81атз, 2008].

2005], водоносных горизонтах инженерных систем (например, заводов по очищению сточных вод) [Ramsing et al., 1993; Oude Elferink et al., 1994; Wawer et al., 1997; Dar et al, 2005; Dar et al, 2007; Ben-Dov et al, 2007].

Помимо участия в глобальных биогеохимических циклах серы и углерода, сульфатредуцирующие микроорганизмы также играют существенную роль в функционировании антропогенных экосистем. Поскольку серная кислота используется во многих производственных процессах, то соответствующие сточные воды обогащаются сульфатами, что, в свою очередь, приводит к нежелательному развитию сульфатредукторов. В частности, развитие СРБ в очистных сооружениях может приводить к снижению выхода метана, кроме того, сероводород, выделяемый ими, является зловонным, токсичным и коррозионно-активным соединением. Также процесс сульфатредукции вызывает проблемы и в нефтяной промышленности - сероводород провоцирует коррозионные процессы на металлических конструкциях нефтяных платформ и в трубопроводах, и из-за своей токсичности угрожает безопасности персонала, работающего на морских местах нефтедобычи, а образующиеся сульфиды могут снижать проницаемость нефтяных пластов [Mattorano et al, 1999].

Деятельность СРБ в составе биопленок, прибрежных осадков и в водной толще морей считается основной причиной биокоррозии стальных и железобетонных портовых сооружений, металлоконструкций буровых платформ, цистерн, индустриальных газо-, нефте- и водопроводов в анаэробных условиях из-за образования клетками СРБ сероводорода (очень активного агента коррозии) и потребления ими водорода, образующегося на поверхности железа при его контакте с водой [Dinh et al, 2004; Beech a. Sunner, 2007]. Однако микробная коррозия металлоконструкций, по всей видимости, может достаточно интенсивно идти и в присутствии кислорода из-за высокой степени аэротолерантности многих СРБ.

Однако сульфатредукторы также находят и важное практическое применение. СРБ, обладающих высокой металл-редуктазной активностью, применяют в очистке сточных вод от токсичных соединений тяжелых металлов,

металлоидов и радионуклидов [Hulshoff-Pol et al, 1998; Lloyd et al, 1999; Lens et al, 2007]. Помимо этого, сульфатредуцирующие микроорганизмы могут использоваться и в биоремедиации сточных вод от окисленных соединений серы [Buisman et al, 1990; Janssen et al, 2001]. Известно, что в условиях недостатка кислорода микроорганизмы, окисляющие сульфид, в основном, образуют элементную серу, а не сульфат. Используя последовательно два процесса -анаэробную сульфатредукцию и окисление сульфида в микроаэробных условиях -можно повысить эффективность очистки сточных вод от нежелательных окисленных компонентов серы.

1.4.1. Сульфатредуцирующие бактерии в морских экосистемах.

В водных экосистемах возможность аэробного разложения органических веществ лимитируется ограниченной растворимостью кислорода в воде. При накоплении органического вещества в воде кислород расходуется достаточно быстро, а затем деградация органических веществ осуществляется анаэробными микробными сообществами, которые содержат, в том числе и сульфатредуцирующие микроорганизмы. Было установлено, что сульфатредукция обеспечивает до 50% минерализации органического углерода в морских отложениях, что свидетельствует о важности участия сульфатредукторов как в глобальном цикле серы, так и в цикле углерода [Jorgensen, 1982].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Корнеева, Валерия Алексеевна, 2015 год

СПИСОК ЦИТИРОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. Андерсен Э.Х., Паулак Д. Биогенные вещества и эвтрофикация в Балтийском море: причины, последствия, решения. ООО «Калининградский печатный двор», Калининград. - 2007. - 34 с.

2. Безбородов A.A., Еремеев В.Н. Черное море: Зона взаимодействия аэробных и анаэробных вод. МГИ АНУ, Севастополь. - 1993. - 299 с.

3. Бруевич C.B. Гидрохимия Среднего и Южного Каспия. Изд-во АН СССР, Москва, - 1937.-352 с.

4. Брюханов А.Л., Корнеева В.А., Канапацкий Т.А., Захарова Е.Е., Менько Е.В., Русанов И.И., Пименов, Н.В. Изучение состава сообществ сульфатредуцирующих бактерий в аэробных водах и зоне хемоклина Чёрного моря с использованием метода FISH. // Микробиология. - 2011. - V.80(l). - С.112-120.

5. Брюханов А.Л., Нетрусов А.И. Аэротолерантность строго анаэробных микроорганизмов: факторы защиты от окислительного стресса. // Прикл. биохимия и микробиология. - 2007. - Т.43(6). - С.637-654.

6. Вайнштейн М.Б., Матросов А.Г., Баскунов Б.П., Зякун A.M., Иванов М.В. О тиосульфате как промежуточном продукте бактериальной сульфатредукции. // Микробиология. - 1980. - Т.49(6). - С.855-858.

7. Волков И.И., Розанов А.Г., Демидова Т.П. Зимнее состояние экосистемы открытой части Черного моря. В: Соединения неорганической восстановленной серы и растворенный марганец в воде Черного моря. Ред.: Виноградов М.Е. ИО РАН, Москва. - 1992. - С.38-50.

8. Гулин М.Б. Изучение бактериальных процессов сульфатредукции и хемосинтеза в водной среде Черного моря. Автореф. дисс. канд. биол. наук. ИНБЮМ, Севастополь. - 1991. - 25 с.

9. Добровольский А.Д., Залогин Б.С. Моря СССР. Изд-во МГУ, Москва. -1982.- 192 с.

10. Иванов М.В., Леин А.Ю., Карначук О.В. Новые доказательства биогенной природы H2S в Черном море. // Геохимия. - 1992. - №8. - С.1186-1194.

11. Кондратьев С.И., Внуков Ю.Л. Структура вертикального распределения кислорода в водах приустьевого взморья Дуная в осенний период 1997 г. // Экологическая безопасность прибрежной и шельфовой зон и комплексное использование ресурсов шельфа. - 1999. - В.1. - С.125-137.

12. Кудрявцева Е.А., Саввичев A.C., Александров C.B., Канапацкий Т.А., Пименов Н.В. Бактериопланктон Гданьского бассейна Балтийского моря. // Микробиология. - 2012. - Т.81(3). - С.377-388

13. Леин А.Ю., Иванов М.В., Вайнштейн М.Б. Баланс сероводорода в глубоководной зоне Черного моря. // Микробиология. - 1990. - Т.59(4). - С.656-665.

14. Мицкевич И.Н. Общая численность и биомасса микроорганизмов в глубинах Черного моря. // Микробиология. - 1979. - №.3. - С.552-557.

15. Назина Т.Н., Иванова А.Е., Канчавели Л.П., Розанова Е.П. Новая спорообразующая термофильная метилотрофная сульфатвосстанавливающая бактерия Desulfotomaculum kuznetsovii sp. nov. // Микробиология. - 1988. - T.57(5). - С.823-828.

16. Нефть и окружающая среда Калининградской области. Т. II.: Море. // Ред. Сивков В.В. Терра Балтика, Калининград. - 2012.

17. Пименов Н.В., Русанов И.И., Юсупов С.К., Фридрих Ю., Леин А.Ю., Верли Б., Иванов М.В. Микробиологические процессы на границе аэробных и анаэробных вод в глубоководной зоне Черного моря. // Микробиология. -2000. -Т.69(4). - С.527-540.

18. Ребриков Д.В., Трофимов Д.Ю. ПЦР «в реальном времени»: подходы к анализу данных. // Прикл. биохимия и микробиология. - 2006. - Т.42(5). - С.520-528.

19. Рябинин А.И., Коновалов С.К. Водородный показатель (pH) вод Черного моря. // Метеорология и гидрология. - 1987. - №10. - С.75-81.

20. Саввичев A.C., Русанов И.И., Юсупов С.К., Байрамов И.Т., Пименов Н.В., Леин А.Ю., Иванов М.В.. Процесс микробной сульфатредукции в осадках литорали Кандалакшского залива Белого моря. // Микробиология. - 2003. -Т.72(4). - С.535-546.

21. Сапожников В.В., Мордасова Н.В. Опыт уникального мониторинга изменений экосистемы Каспийского моря после подъёма уровня. // Вопросы промысловой океанологии. Ред.: Алексеева А.П., Кочикова В.Н., Масленникова В.В.. Изд-во ВНИРО, Москва. - 2007. - В.4(1). - С.132-143.

22. Сорокин Ю.И. Экспериментальное исследование редукции сульфатов в Черном море с помощью 35S. // Океанология. - 1970. - Т.П. - С.51-61.

23. Сорокин Ю.И. Экспериментальные данные о скорости окисления сероводорода в Черном море. // Океанология. - 1971. - Т. 11(3). - С.423-431.

24. Сорокин Ю.И. Черное море: Природа, ресурсы. // «Наука», Москва. - 1982. -216с.

25. Шубенкова О.В., Лихошвай А.В., Канапацкий Т.А., Пименов Н.В. Микробное сообщество восстановленных осадков покмарка Гданьской впадины Балтийского моря. // Микробиология. - 2010. - Т.79(6). — С.801-811.

26. Якушев Е.В., Лукашев Ю.Ф., Часовников В.К., Чжу В.П. Современное представление о вертикальной гидрохимической структуре редокс-зоны Черного моря. В: Комплексные исследования северо-восточной части Черного моря. Ред.: Зацепин А.Г., Флинт М.В. «Наука», Москва. - 2002. - С.119-133.

27. Abdollahi Н., Wimpenny J. W.T. Effects of oxygen on the growth of Desulfovibrio desulfuricans. II J.gen.Microbiol. - 1990. - V.136. P. 1025-1030.

28. Aeckersberg F., Rainey F. A., Widdel, F. Growth, natural relationships, cellular fatty acids and metabolic adaptation of sulfate-reducing bacteria that utilize long-chain alkanes under anoxic conditions. // Arch. Microbiol. - 1998. - V.170. - P.361-369.

29. Agrawal A., Lai B. Rapid detection and quantification of bisulfite reductase genes in oil field samples using real-time PCR. // FEMS Microbiol. Ecol. - 2009. -V.69(2). -P.301-312.

30. Alazard D., Josep M., Battaglia-Brunet F., Cayol J.L., Ollivier B. Desulfasporosinus acidiphilus sp. nov.: a moderately acidophilic sulfate-reducing bacterium isolated from acid mining drainage sediments. //Extremophiles. - 2010. -V.14(3). - P.305-312.

31. Albert D.B., Taylor C., Martens C.S. Sulfate reduction rates and low molecular weight fatty acid concentrations in the water column and surficial sediments of the Black Sea. //Deep Sea Research Part I: Oceanographic Research Papers. - 1995. -V.42(7). - P. 1239-1260.

32. Amann R.I., Binder B.J., Olson R.J., Chisholm S.W., Devereux R., Stahl D.A. Combination of 16S rRNA-targeted oligonucleotide probes with flow cytometry for analyzing mixed microbial populations. //Appl. Environ. Microbiol. - 1990. - V.56(6). - P.1919-1925.

33. Amann R., Fuchs B.M., Behrens S. The identification of microorganisms by fluorescence in situ hybridisation. // Curr. Opin. Biotechnol. - 2001. - V.12(3) . - P.231-236.

34. Amann R.I., Ludwig W., Schleifer K.H. Fluorescent-oligonucleotide probing of whole cells for determinative, phylogenetic and environmental studies in microbiology. // J. Bacteriol. - 1995. - V.172. - P.762-770.

35. Amann R.I., Zarda В., Stahl D.A., Schleifer K.H. Identification of individual prokaryotic cells by using enzyme-labeled, rRNA-targeted oligonucleotide probes. // Appl. Environ. Microbiol. - 1992. - V.58(9). - P.3007-3011.

36. Baars J.K. Over sulfaatreductie door Bacterien. // Dissertation, W. D. Meinema, N. V., Delft, Holland. - 1930. - 169 p.

37. Baena S., Fardeau M.L., Labat M., Ollivier B., Garcia J.L., Patel, B.K.C. Desulfovibrio aminophilus sp. nov., a novel amino acid degrading and sulphate-reducing bacterium from an anaerobic dairy wastewater lagoon. // J. Syst. Appl. Microbiol. - 1998. - V.21. -P.498-504.

38. Bagwell C.E., Formolo M., Ye Q., Yeager C.M., Lyons T.W., Zhang C.L. Direct analysis of sulfate reducing bacterial communities in gas hydrate-impacted marine sediments by PCR-DGGE. // J. Basic. Microbiol. - 2009. - V.49(l). - P.87-92.

39. Bahr M., Crump B.C., Klepac-Ceraj V., Teske A., Sogin M.L., Hobbie J.E. Molecular chacterization of sulfatereducing bacteria in a New England salt marsh. // Environ. Microbiol. -2005. -V.7. -P.l 175-1185.

40. Bäk F., Pfennig, N. Chemolithotrophic growth of Desulfovibrio sulfodismutans sp. nov. by disproportionation of inorganic compounds. // Arch. Microbiol. - 1987. -V. 147.-P. 184-189.

41. Bale S.J., Goodman K., Rochelle P.A., Marchesi J.R., Fry J.C., Weightman A.J., Parkes R.J. Desulfovibrio profundus sp. nov., a novel barophilic sulfate-reducing bacterium from deep sediment layers in the Japan Sea. // Int. J. Syst. Bacteriol. - 1997. -V.47(2).-P.515-521.

42. Basen M., Krüger M., Milucka J., Kuever J., Kahnt J., Grundmann O., Meyerdierks A., Widdel F., Shima S. Bacterial enzymes for dissimilatory sulfate reduction in a marine microbial mat (Black Sea) mediating anaerobic oxidation of methane. // Environ. Microbiol. - 2011. - V.13(5). - P.1370-1379.

43. Bauman J.G., Wiegant J., Borst P., van Duijn P. A new method for fluorescence microscopical localization of specific DNA sequences by in situ hybridization of fluorochrome labelled RNA. // Exp. Cell Res. - 1980 . - V. 128(2). - P.485-490.

44. Baumgarten A., Redenius I., Kranczoch J., Cypionka H. Periplasmic oxygen reduction by Desulfovibrio species. //Arch. Mikrobiol. - 2001. - V. 176(4). - P.306-309.

45. Beech I.B., Sunner I.A. Sulphate-reducing bacteria and their role in corrosion of ferrous materials. In Sulphate-Reducing Bacteria: Environmental and Engineered Systems. Eds: Barton L. L., Hamilton, W. A. Cambridge Univ. Press, Cambridge, United Kingdom. - 2007. - P.459-482.

46. Beijerinck W. M. Über Spirillum desulphuricans als Ursache von Sulfatreduktion. // Zentralb. Bakteriol. Parasitk. Infekt. Abt. II. - 1895. - V.l. - P.49-59

47. Ben-Dov E., Brenner A., Kushmaro A. Quantification of sulfate-reducing bacteria in industrial wastewater by real-time polymerase chain reaction (PCR) using dsrA and apsA genes. // Microb. Ecol. - 2007. - V.54. - P.439-451.

48. Bergey's manual of systematic bacteriology. V.2.: The Proteobacteria. Part C: The Alpha-, Beta-, Delta-, and Epsilonproteobacteria. Ed.: Garrity G.M. Springer, Dordrecht. - 2005. - 1388 p.

49. Besaury L. Marty F., Buquet S., Mesnage V., Muyzer G., Quillet L. Culture-dependent and independent studies of microbial diversity in highly copper-contaminated Chilean marine sediments. // Microb. Ecol. - 2013. - V.65(2). - P.311-324.

50. Blazejak A., Schippers A. Real-Time PCR quantification and diversity analysis of the functional genes aprA and dsrA of sulfate-reducing prokaryotes in marine sediments of the Peru Continental Margin and the Black Sea. // Front. Microbiol, doi: 10.3389/fmicb.2011.00253. eCollection 2011. - 2011.

51. Blumenberg M., Seifert R., Reitner J., Pape T., Michaelis W. Membrane lipid patterns typify distinct anaerobic methanotrophic consortia. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-2004.-V.101(30).-P.lllll-11116.

52. Bobrow M.N., Harris T.D., Shaughnessy K.J., Litt G.J. Catalyzed reporter deposition, a novel method of signal amplification. Application to immunoassays. // J. Immunol. Methods. - 1989. - V.125. - P.279-285.

53. Bobrow M.N., Litt G.J., Shaughnessy K.J., Mayer P.C., Conlon J. The use of catalyzed reporter deposition as a means of signal amplification in a variety of formats. //J. Immunol. Methods. - 1992. -V. 150. - P. 145-149.

54. Bobrow M.N., Shaughnessy K.J., Litt G.J. Catalyzed reporter deposition, a novel method of signal amplification. // J. Immunol. Methods. - 1991. - V.137. - P.103-112.

55. Boschker H.T.S., Nold S.C., Wellsbury P., Bos D., De Graaf W., Pel R., Parkes R.J., Cappenberg, T.E. Direct linking of microbial populations to specific

•I Q

biogeochemical processes by C-labelling of biomarkers. //Nature. - 1998. -V.392(6678). - P.801-805.

56. Bottari B., Ercolini D., Gatti M., Neviani E. Application of FISH technology for microbiological analysis: current state and prospects. // Appl. Microbiol. Biotechnol. -2006. - V.73(3). - P.485-494.

57. Bottcher M.E., Thamdrup B., Gehre M., Theune A. S34/S32 and 018/016 fractionation during sulphur disproportionation by Desulfobulbus propionicus. II Geomicrobiol. J. - 2005. - V.22. - P.219-226.

58. Bozo-Hurtado L., García-Amado M.A., Chistoserdov A., Várela R., Narvaez J.J., Colwell R., Suárez P. Identification of bacteria in enrichment cultures of sulfate reducers in the Cariaco Basin water column employing Denaturing Gradient Gel Electrophoresis of 16S ribosomal RNA gene fragments. // Aquat. Biosyst. - 2013. -V.9(l). - P. 17.

59. Brettar I., Christen R., Hofle M.G. Analysis of bacterial core communities in the central Baltic by comparative RNA-DNA-based fingerprinting provides links to structure-function relationships. // ISME J. - 2012. -V.6(l) - P.195-212.

60. Brioukhanov A.L., Pieulle L., Dolla A. Antioxidative defense systems of anaerobic sulfate-reducing microorganisms. In: Current Research, Technology and Education Topics in Applied Microbiology and Microbial Biotechnology. Ed. By Mendez-Vilas A. Microbiology Book Series. Badajoz: Formatex Research Center. -2010. -V.l. - P.148-159.

61. Bryant M.P. Commentary on the Hungate technique for culture of anaerobic bacteria. // Am. J. Clin. Nutr. - 1972. - V.25. - P.1324-1328.

62. Bryant M.P., Campbell L.L., Reddy C.A., Crabill M.R. Growth of Desulfovibrio in lactate or ethanol media low in sulfate in association with H2-utilizing methanogenic bacteria. // Appl. Environ. Microbiol. - 1977. - V.33. - P.l 162-1169.

63. Btihring S.I., Elvert M., Witte U. The microbial community structure of different permeable sandy sediments characterized by the investigation of bacterial fatty acids and fluorescence in situ hybridization. // Environ. Microbiol. - 2005. - V.7(2). - P.281-293.

64. Buisman C.J.N., Geraats B.G., Ijspeert P., Lettinga G. Optimisation of sulphur production in a biotechnological sulphide-removing reactor. // Biotechnol. Bioeng. -1990. - V.35. - P.50-56.

65. Campbell L.L., Frank H.A., Hall R.E. Studies on thermophilic sulfate-reducing bacteria. I. Identification of Sporovibrio desulfurican as Clostridium nitrificans. II J. Bacteriol. - 1957. - V.73. - P.516-521.

66. Campbell L.L., Postgate J.R. Classification of the spore-forming sulfate-reducing bacteria. // Bacteriol. Rev. - 1965. - V.29(3). - P.359-363.

67. Canfield D.E., Des Marais D.J. Aerobic sulfate reduction in microbial mats. // Science. - 1991. - V.251. - P. 1471-1473.

68. Carstensen J., Conley D.J., Bonsdorff E., Gustafsson B.G., Hietanen S., Janas U., Jilbert T., Maximov A., Norkko A., Norkko J., Reed D.C., Slomp C.P., Timmermann K., Voss M. Hypoxia in the Baltic Sea: biogeochemical cycles, benthic fauna, and management. // Ambio. - 2014. - V.43(l). - P.26-36.

69. Castro H.F., Williams N.H., Ogram A. Phylogeny of sulfate-reducing bacteria. // FEMS Microb. Ecol. - 2000. - V.31. - P. 1 -9.

70. Chevalier N., Bouloubassi I., Birgel D., Taphanel M.H., Lopez-Garcia P. Microbial methane turnover at Marmara Sea cold seeps: a combined 16S rRNA and lipid biomarker investigation. // Geobiology. - 2013. - V.l 1(1). - P.55-71.

71. Cohn F. Beiträge zur Physiologie der Phycochromaeen unf Florideen. // M. S.-P. Institut Archiv für Mikroskopische Anatomie Max Cohen & Sohn Bonn. - 1867. - V.3. -P.l-60.

72. Cottrell M.T., Cary S.C. Diversity of dissimilatory bisulfite reductase genes of bacteria associated with the deep-sea hydrothermal vent polychaete annelid Alvinella pompejana. II Appl. Environ. Microbiol. - 1999. - V.65(3). - P.l 127-1132.

73. Cravo-Laureau C., Matheron R., Cayol J.L., Joulian C., Hirschler-Rea A. Desulfatibacillum aliphaticivorans gen. nov., spec, nov., and «-alkane and n-alkene degrading, sulphate-reducing bacterium. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. - 2004. - V.54. - P.77-83.

74. Cypionka H. Oxygen respiration by Desulfovibrio species. // Annu. Rev. Microbiol. - 2000. - V.54. - P.827-848.

75. Dalsgaard T., Bäk F. Nitrate reduction in a sulfatereducing bacterium, Desulfovibrio desulfuricans, isolated from rice paddy soil: sulphide inhibition, kinetics, and regulation. // Appl. Environ. Microbiol. - 1994. - V.60. - P.291-297.

76. Davidova I.A., Duncan K.E., Choi O.K., Suflita J.M. Desulfoglaeba alkanexedens gen. nov., sp. nov., an «-alkane degrading, sulphate-reducing bacterium. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. - 2006. - V.56. - P.2737-2742.

77. Daly K., Sharp R.J., McCarthy AJ. Development of oligonucleotide probes and PCR primers for detecting phylogenetic subgroups of sulfate-reducing bacteria. // Microbiology. - 2000. -V. 146(7). - P. 1693-1705.

78. Dar S.A., Kuenen J.G., Muyzer G. Nested PCR denaturing gradient gel electrophoresis approach to determine the diversity of sulfate-reducing bacteria in complex microbial communities. // Appl. Environ. Microbiol. - 2005. - V.71- P.2325-2330.

79. Dar S.A., Yao L., Dongen U.V., Kuenen J.G., Muyzer G. Analysis of diversity and activity of sulfate-reducing bacterial communities in sulfidogenic bioreactors using 16S rRNA and dsrB genes as molecular markers. // Appl. Environ. Microbiol. - 2007. -V.73(2). - P.594-604.

80. DeLong E.F., Taylor L.T., Marsh T.L., Preston C.M. Visualization and enumeration of marine planktonic archaea and bacteria by using polyribonucleotide probes and fluorescent in situ hybridization. // Appl. Environ. Microbiol. - 1999. -V.65(12). - P.5554-5563.

81. de Rezende J.R., Kjeldsen K.U., Hubert C.R., Finster K., Loy A., Jorgensen B.B. Dispersal of thermophilic Desulfotomaculum endospores into Baltic Sea sediments over thousands of years. // ISME J. - 2013. -V.7(l). - P.72-84.

82. De Troch M., Cnudde C., Willems A., Moens T., Vanreusel A. Bacterial colonization on fecal pellets of harpacticoid copepods and on their diatom food. // Microb. Ecol. - 2010. - V.60(3). - P.581-591.

83. Devereux R., Delaney M., Widdel F., Stahl D.A. Natural relationships among sulfate-reducing eubacteria. // J. Bacteriol. - 1989. - V.171(12). - P.6689-6695.

84. Devereux R., Kane M.D., Winfrey J., Stahl D.A. Genus- and group-specific hybridization probes for determinative and environmental studies of sulfate-reducing bacteria. // Syst. Appl. Microbiol. - 1992. -V. 15(4). - P.601-609.

85. Dilling W., Cypionka H. Aerobic respiration in sulfate-reducing bacteria. // FEMS Microbiol. Lett.- 1990.-V.71.-P.123-128.

86. Dinh H.T., Kuever J., Mussmann M., Hassel A.W., Stratmann M., Widdel F. Iron corrosion by novel anaerobic microorganisms. // Nature. - 2004. - V.427(6977). -P.829-832.

87. Dolla A., Fournier M., Dermoun Z. Oxygen defense in sulfate-reducing bacteria. // J. Biotechnol. - 2006. - V. 126(1). - P.87-100.

88. Durisch-Kaiser E., Klauser L., Wehrli B., Schubert C. Evidence of intense archaeal and bacterial methanotrophic activity in the Black Sea water column. // Appl. Environ. Microbiol. - 2005. - V.71(12). - P.8099-8106.

89. Drzyzga O., Küver J., Blotevogel K.H. Complete oxidation of benzoate and 4-hydroxybenzoate by a new sulfate-reducing bacterium resembling Desulfoarculus. II Arch. Microbiol. - 1993. - V.159(2). -P.109-113.

90. Dubilier N., Mülders C., Ferdelman T., de Beer D., Pernthaler A., Klein M., Wagner M., Erseus C., Thiermann F., Krieger J., Giere O., Amann R. Endosymbiotic sulphate-reducing and sulphide-oxidizing bacteria in an oligochaete worm. // Nature. -2001. - V.411 (6835). - P.298-302.

91. Elion L. A thermophilic sulphate-reducing bacterium. // Centr. Bakteriol. Parasitenk. II Abt. - 1924. - V.63. - P.58-67.

92. Edwards U., Rogall T., Blöcker H., Emde M., Böttger E.C. Isolation and direct complete nucleotide determination of entire genes. Characterization of a gene coding for 16S ribosomal RNA. // Nucleic Acids Res. - 1989. - V. 17(19). - P.7843-7853.

93. Fischer S.G., Lerman L.S. Length independent separation of DNA restriction fragments in two dimensional gel electrophoresis. // Cell. - 1979. - V.16. - P.191-200.

94. Fonselius S.H. On long-term variations of dissolved oxygen in the deep water of the Baltic Sea: Baltic Monitoring Symposium, Tallin. - 1986. Proc.

95. Fu R., Wall J.D., Voordouw G. DcrA, a c-type heme-containing methyl-accepting protein from Desulfovibrio vulgaris Hildenborough, senses the oxygen concentration or redox potential of the environment. // J. Bacteriol. - 1994. - V.176(2). - P.344-350.

96. Geets J., Borremans B., Diels L., Springael D., Vangronsveld J., van der Lelie D., Vanbroekhoven K. DsrB gene-based DGGE for community and diversity surveys of sulfate-reducing bacteria. // J. Microbiol. Meth. - 2006. - V.66(2). - P. 194-205.

97. Gittel A., Mußmann M., Sass H., Cypionka H., Könneke M. Identity and abundance of active sulfate-reducing bacteria in deep tidal flat sediments determined by directed cultivation and CARD-FISH analysis. // Environmen. Microbiol. - 2008. -V.10(10). - P.2645-2658.

98. Glockner F.O., Amann R., Alfreider A., Pernthaler J., Psenner R., Trebesius K., Schleifer K.-H. An in situ hybridization protocol for detection and identification of planctonic bacteria. // Syst. Appl. Microbiol. - 1996. - V.19(3). - P.403-406.

99. Grossi V., Cravo-Laureau C., Meou A., Raphel D., Garzino F., Hirschler-Rea A. Anaerobic 1-alkene metabolism by the alkane- and alkene-degrading sulfate reducer Desulfatibacillum aliphaticivorans strain CV2803T. // Appl. Environ. Microbiol. -2007. - V.73(24). - P.7882-7890.

100. Hardy J.A., Hamilton W.A. The oxygen tolerance of sulfate-reducing bacteria isolated from North Sea waters. // Curr. Microbiol. - 1985. - V.6. - P.259-262.

101. Harms G., Zengler K., Rabus R., Aeckersberg F., Minz D., Rossellö-Mora R., Widdel F. Anaerobic oxidation of o-xylene, m-xylene, and homologous alkylbenzenes by new types of sulfate-reducing bacteria. // Appl. Environ. Microbiol. - 1999. -V.65(3). - P.999-1004.

102. Heidelberg J.F., Seshadri R., Haveman S.A., Hemme C.L., Paulsen I.T., Kolonay J.F., Eisen J.A., Ward N., Methe B., Brinkac L.M., Daugherty S.C., Deboy R.T., Dodson R.J., Durkin A.S., Madupu R., Nelson W.C., Sullivan S.A., Fouts D., Haft D.H., Selengut J., Peterson J.D., Davidsen T.M., Zafar N., Zhou L., Radune D., Dimitrov G, Hance M., Tran K., Khouri H., Gill J., Utterback T.R., Feldblyum T.V., Wall J.D., Voordouw G., Fräser C.M. The genome sequence of the anaerobic, sulfate-reducing bacterium Desulfovibrio vulgaris Hildenborough. // Nat. Biotechnol. - 2004. - V.22(5). - P.554-559.

103. Henstra A.M., Dijkema C., Stams, A.J.M. Archaeoglobus fulgidus couples CO oxidation to sulphate reduction and acetogenesis with transient formate accumulation. // Environ. Microbiol. -2007. - V.9. - P. 1836-1841.

104. Heuer H., Krsek M., Baker P., Smalla K., Wellington E.M.H. Analysis of actinomycete communities by specific amplification of genes encoding 16S rRNA and gel electrophoretic separation in denaturing gradients. // Appl. Environ. Microbiol. -1997. - V.63. - P.3233-324.

105. Hines M.E., Evans R.S., Sharak Genthner B.R., Willis S.G., Friedman S., Rooney-Varga J.N., Devereux R. Molecular phylogenetic and biogeochemical studies of sulfate-reducing bacteria in the rhizosphere of Spartina alterniflora. II Appl. Environ. Microbiol. - 1999. - V.65. - R2209-2216.

106. Hoppe-Seyler F. Ueber Gährung der Cellulose mit Bildung von Methan und Kohlensäure. // Zeitschrift für physiologische Chemie. - 1886. - V.10(3). - P.201-217.

107. Hristova K.R., Mau M., Zheng D., Aminov R.I., Mackie R.I., Gaskins H.R., Raskin L. Desulfotomaculum genus- and subgenus-specific 16S rRNA hybridization probes for environmental studies. II Environ. Microbiol. - 2000. - V.2(2). - P. 143-159.

108. Hulshoff-Pol L.W., Lens P.N.L., Stams A.J.M., Lettinga G. Anaerobic treatment of sulphate-rich wastewaters. // Biodegradation. - 1998. - V.9. - P.213-224.

109. Hungate R.E. A role of tube method for cultivation of strict anaerobes. In Methods in microbiology. Eds: Norris J.R., Ribbons, D.W. Academic Press, New York. - 1969. - V.3B. - P. 117-309.

110. Isaksen M.F., Jorgensen B.O.B.. Adaptation of psychrophilic and psychrotrophic sulfate-reducing bacteria to permanently cold marine environments. // Appl. Environ. Microbiol. - 1996. - V.62(2). - P.408-414.

111. Ito T., Nielsen J.L., Okabe S., Watanabe Y., Nielsen P.H. Phylogenetic identification and substrate uptake patterns of sulfate-reducing bacteria inhabiting an oxic-anoxic sewer biofilm determined by combining microautoradiography and fluorescent in situ hybridization. // Appl. Environ. Microbiol. - 2002. - V.68(l), -P.356-364.

112. Janssen A.J.H., Ruitenberg R., Buisman C.J.N. Industrial applications of new sulphur biotechnology. II Water Sei. Technol. - 2001. - V.44. - P.85-90.

113. Jeanthon C., L'Haridon S., Cueff V., Banta A., Reysenbach A.L., Prieur D. Thermodesulfobacterium hydrogeniphilum sp. nov., a thermophilic, chemolithoautotrophic, sulfate-reducing bacterium isolated from a deep-sea hydrothermal vent at Guaymas Basin, and emendation of the genus Thermodesulfobacterium. II Int. J. Syst. Evol. Microbiol. - 2002. - V.52(3). - P.765-772.

114. Jonkers H.M., Koh I. O., Behrend P., Muyzer G., de Beer D. Aerobic organic carbon mineralization by sulfate-reducing bacteria in the oxygen-saturated photic zone of a hypersaline microbial mat. // Microb. Ecol. - 2005. - V.49(2). - P.291-300.

115. Jonkers H.M., van der Maarel M.J.E.C., van Gemerden H., Hansen T.A. Dimethylsulfoxide reduction by marine sulphate-reducing bacteria. // FEMS Microbiol. Lett. - 1996. -V. 136. - P.283-287.

116. Jorgensen B.B. Mineralization of organic matter in the sea bed - the role of sulphate reduction. // Nature. - 1982. - V.296. - P.643-645.

117. Jorgensen B.B., Isaksen M.F., Jannasch H.W. Bacterial sulfate reduction above 100 C in deep-sea hydrothermal vent sediments. // Science - 1992. - V.258(5089). -P.1756-1757.

118. Kaneko R., Hayashi T., Tanahashi M., Naganuma T. Phylogenetic diversity and distribution of dissimilatory sulfite reductase genes from deep-sea sediment cores. // Mar. Biotechnol. - 2007. - V.9(4). - P.429-436.

119. Karner M., Furner J. Determination of active marine bacterioplankton: a comparison of universal 16S rRNA probes, autoradiography, and nucleoid staining. // Appl. Environ. Microbiol. - 1997. - V.63(4). - P.1208-1213.

120. Keith S.M., Herbert R.A. Dissimilatory nitrate reduction by a strain of Desulfovibrio desulfuricans. IIFEMS Microbiol. Lett. - 1983. - V. 18. - P.55-59.

121. Klein M., Friedrich M., Roger A.J., Hugenholtz P., Fishbain S., Abicht H., Blackall L.L., Stahl D.A., Wagner M. Multiple lateral transfers of dissimilatory sulfite reductase genes between major lineages of sulfate-reducing prokaryotes. // J. Bacterid. - 2001. - V. 183(2). - P.6028-6035.

122. Kluyver A.J., Baars J.K. On some physiological artefacts. // Proc. Koninkl. Akad. Westenschap. Amsterdam. - 1932. - V.35. - P.370-378.

123. Kluyver A.J., van Niel C.B. Prospects for a natural system of classification of bacteria. // Zentr. Bakteriol. Parasitenk. Abt. II. - 1936. - V.94. - P.369-403.

124. Kniemeyer O., Musat F., Sievert S.M., Knittel K., Wilkes H., Blumenberg M., Michaelis W., Classen A., Bolm C., Joye S.B., Widdel F. Anaerobic oxidation of short-chain hydrocarbons by marine sulphate-reducing bacteria. // Nature. - 2007. -V.449(7164). - P.898-901.

125. Knittel K., Boetius A., Lemke A., Eilers H., Lochte K., Pfannkuche O., Linke P., Amann R. Activity, distribution, and diversity of sulfate reducers and other bacteria in sediments above gas hydrate (Cascadia Margin, Oregon). // Geomicrobiology Journal. -2003. - V.20(4). - P.269-294.

126. Knoblauch C., Sahm K., J0rgensen, B.B. Psychrophilic sulfate-reducing bacteria isolated from permanently cold Arctic marine sediments: description of Desulfofrigus oceanense gen. nov., sp. nov., Desulfofrigus fragile sp. nov., Desulfofaba gelida gen. nov., sp. nov., Desulfotaleapsychrophila gen. nov., sp. nov. and Desulfotalea arctica sp. nov. // Int. J. Syst. Evo.l Microbiol. - 1999. - V.49(4). - P.1631-1643.

127. Kraft B., Engelen B., Goldhammer T., Lin Y.S., Cypionka H., Konneke M. Desulfofrigus sp. prevails in sulfate-reducing dilution cultures from sediments of the Benguela upwelling area. // FEMS Microbiol. Ecol. - 2013. - V.84(l). - P.86-97.

128. Krekeler D., Sigalevich P., Teske A., Cypionka H., Cohen Y. A sulfate-reducing bacterium from the oxic layer of a microbial mat from Solar Lake (Sinai), Desulfovibrio oxyclinae sp. nov. //Arch. Mikrobiol. - 1997. - V.167(6). - P.369-375.

129. Krekeler D., Teske A., Cypionka H. Strategies of sulfate-reducing bacteria to escape oxygen stress in a cyanobacterial mat. // FEMS Microbiol. Ecol. - 1998. -V.25(2). - P.89-96.

130. Kublanov I.V., Perevalova A.A., Slobodkina G.B., Lebedinsky A.V., Bidzhieva S.K., Kolganova T.V., Kaliberda E.N., Rumsh L.D., Haertle T., Bonch-Osmolovskaya E.A. Biodiversity of thermophilic prokaryotes with hydrolytic activities in hot springs of Uzon Caldera, Kamchatka (Russia). //Appl. Environ. Microbiol. - 2009. - V.75(l). -P.286-291.

131. Kubo K., Kojima H., Fukui M. Vertical distribution of major sulfate-reducing bacteria in a shalloweutrophic meromictic lake. // Syst. Appl.Microbiol. - 2014. -V.37(7). - P.510-519.

132. Kubota K. CARD-FISH for environmental microorganisms: technical advancement and future applications. // Microbes Environ. - 2013. - V.28(l). - P.3-12.

133. Kuever J., Könneke M., Galushko A., Drzyzga O. Reclassification of Desulfobacterium phenolicum as Desulfobacula phenolica comb. nov. and description of strain SaxT as Desulfotignum balticum gen. nov., sp. nov. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. - 2001. - V.51(l). - P.171-177.

134. Küsel K., Pinkart H.C., Drake H.L., Devereux R. Acetogenic and sulfate-reducing bacteria inhabiting the rhizoplane and deep cortex cells of the sea grass Halodule wrightii. //Appl. Environ. Microbiol. - 1999.-V.65(ll).-P.5117-5123.

135. Labrenz M., Jost G., Jürgens K. Distribution of abundant prokaiyotic organisms in the water column of the central Baltic Sea with an oxic-anoxic interface. // Aquat. Microb. Ecol. - 2007. - V.46. - P. 177-190.

136. Lazar C.S., Dinasquet J., L'Haridon S., Pignet P., Toffin L. Distribution of anaerobic methane-oxidizing and sulfate-reducing communities in the Gil Nyegga pockmark, Norwegian Sea. // Antonie van Leeuwenhoek, Int. J. Gen. Mo.l Microbiol. -2011. - V. 100(4). - P.639-653.

137. Lee Y.J., Romanek C.S., Wiegel J. Desulfosporosinus youngiae sp. nov., a spore-forming, sulfate-reducing bacterium isolated from a constructed wetland treating acid mine drainage. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. - 2009. - V.59(ll). - P.2743-2746.

138. Leloup J., Loy A., Knab N.J., Borowski C., Wagner M., Jorgensen B.B. Diversity and abundance of sulfate-reducing microorganisms in the sulfate and methane zones of a marine sediment, Black Sea. // Environ. Microbiol. - 2007. - V.9(3). - P. 131-142.

139. Lemos R.S., Gomes C.M., Santana M., LeGall J., Xavier A.V., Teixeira M. The 'strict'anaerobe Desulfovibrio gigas contains a membrane-bound oxygen-reducing respiratory chain. // FEBS letters. - 2001. - V.496(l). - P.40-43.

140. Lens P.N.L., Vallero M., Esposito R. Bioprocess engineering of sulphate reduction for environmental technology. In Sulphate-Reducing Bacteria: Environmental and Engineered Systems. Eds: Barton L.L., Hamilton W.A. Cambridge Univ. Press, Cambridge, United Kingdom. - 2007. - P.283-404.

141. Lentini V., Gugliandolo C., Maugeri T.L. Vertical distribution of Archaea and Bacteria in a meromictic lake as determined by fluorescent in situ hybridization. // Curr. Microbiol. - 2012. - V.64(l). - P.66-74.

142. Lie T.J., Pitta T., Leadbetter E.R., Godchaux W. 3rd, Leadbetter J.R. Sulfonates: novel electron acceptors in anaerobic respiration. // Arch. Microbiol. - 1996. - V.166. -P.204-210.

143. Lin X., Wakeham S.G., Putnam I.F., Astor Y.M., Scranton M.I., Chistoserdov A.Y., Taylor G.T. Comparison of vertical distributions of prokaryotic assemblages in the anoxic Cariaco Basin and Black Sea by use of fluorescence in situ hybridization. Appl. Environ. Microbiol. - 2006. - V.72(4). - P.2679-2690.

144. Liu X., Bagwell C.E., Wu L., Devol A.H., Zhou J. Molecular diversity of sulfate-reducing bacteria from two different continental margin habitats. // Appl Environ. Microbiol. - 2003. - V.69(10). - P.6073-6081.

145. Llobet-Brossa E., Rossello-Mora R., Amann R.. Microbial community composition of Wadden Sea sediments as revealed by fluorescence in situ hybridization. // Appl. Environ. Microbiol. - 1998. - V.64(7). - P.2691-2696.

146. Lloyd J.R., Ridley J., Khizniak T., Lyalikova N.N., Macaskie, L.E. Reduction of technetium by Desulfovibrio desulfuricans: biocatalyst characterization and use in a flowthrough bioreactor. // Appl. Environ. Microbiol. - 1999. - V.65. - P.2691-2696.

147. Lopez-Cortes A., Fardeau M.L., Fauque G., Joulian C., Ollivier B. Reclassification of the sulphate- and nitrate-reducing bacterium Desulfovibrio vulgaris subsp. oxamicus as Desulfovibrio oxamicus sp. nov., comb. nov. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. - 2006. - V.56. - P.1495-1499.

148. Losekann T., Knittel K., Nadalig T., Fuchs B., Niemann H., Boetius A., Amann, R. Diversity and abundance of aerobic and anaerobic methane oxidizers at the Haakon Mosby Mud Volcano, Barents Sea. // Appl. Environ. Microbiol. - 2007. - V.73(10). -P.3348-3362.

149. Lovley D.R., Phillips E.J. Reduction of uranium by Desulfovibrio desulfuricans.// Appl. Environ.'Microbiol. - 1992. - V.58. - P.850-856.

150. Lovley D.R., Phillips E.J. Reduction of Chromate by Desulfovibrio vulgaris and its c3 cytochrome. // Appl. Environ. Microbiol. - 1994. - V.60. - P.726-728.

151. Lovley D.R., Roden E.E., Phillips E.J.P., Woodward J.C. Enzymatic iron and uranium reduction by sulphate reducing bacteria. // Mar. Geol. - 1993. - V.113. - P.41-

53.

152. Lücker S., Steger D., Kjeldsen K.U., MacGregor B.J., Wagner M., Loy A. Improved 16S rRNA-targeted probe set for analysis of sulfate-reducing bacteria by fluorescence in situ hybridization. // J. Microbiol. Methods. - 2007. - V.69(3). - P.523-528.

153. Lundberg K.S., Shoemaker D.D., Adams M.W., Short J.M., Sorge J.A., Mathur

E.J. High-fidelity amplification using a thermostable DNA polymerase isolated from Pyrococcusfuriosus. II Gene. - 1991. - V. 108(1). - P. 1-6.

154. Macy J.M., Santini J.M., Pauling B.V., O'Neill A.H., Sly L.I. Two new arsenate/sulfate-reducing bacteria: mechanisms of arsenate reduction. // Arch. Microbiol. - 2000. - V.173(l). - P.49-57.

155. Manz W., Eisenbrecher M., Neu T.R., Szewzyk U. Abundance and spatial organization of Gram-negative sulfate-reducing bacteria in activated sludge investigated by in situ probing with specific 16S rRNA targeted oligonucleotides. // FEMS Microbiol. Ecol. - 1998. - V.25(l). - P.43-61.

156. Mattorano D.A., Merinar T. Respiratory protection on offshore drilling rigs. // Appl. Occup. Environ. Hyg. - 1999. - V.14. - P.141-148.

157. Meyer L. Chemische Untersuchung der Thermen zu Landeck in der Grafschaft Glatz. // Erdmann, O. L. J. praktische Chemie, Heidelberg. - 1864. - V.91. -P.l-15.

158. Michaelis W., Seifert R., Nauhaus K., Treude T., Thiel V., Blumenberg M., Knittel K., Gieseke A., Peterknecht K., Pape T., Boetius A., Amann R., Jorgensen B.B., Widdel

F., Peckmann J., Pimenov N.V., Gulin M.B. Microbial reefs in the Black Sea fueled by anaerobic oxidation of methane. // Science. - 2002. - V.297(5583). - P.1013-1015.

159. Miletto M., Bodelier P.L.E., Laanbroek H.J. Improved PCR-DGGE for high resolution diversity screening of complex sulfate-reducing prokaryotic communities in soils and sediments. //J. Microbiol. Meth. - 2007. - V.70(l). - P.103-111.

160. Minz D., Flax J.L., Green S.J., Muyzer G., Cohen Y., Wagner M., Rittmann B.E., Stahl D.A. Diversity of sulfate-reducing bacteria in oxic and anoxic regions of a microbial mat characterized by comparative analysis of dissimilatory sulfite reductase genes. // Appl. Environ. Microbiol. - 1999. - V.65.- P.4666-4671.

161. Mopper K., Kieber D.J. Distribution and biological turnover of dissolved organic compounds in the water column of the Black Sea. // Deep Sea Res. Part A -Oceanograph. Res. Papers. - 1991. - V.38. - P.1021-1047.

162. Morasch B., Schink B., Tebbe C.C., Meckenstock R.U. Degradation of o-xylene and m-xylene by a novel sulphate-reducer belonging to the genus Desulfotomaculum. II Arch. Microbiol. - 2004. - V. 181. - P.407-417.

163. Moura I., Bursakov S., Costa C., Moura J.J.G. Nitrate and nitrite utilization in sulphate-reducing bacteria. // Anaerobe. - 1997. - V.3. - P.279-290.

164. Murray J.W., Jannash H.W., Honjo S., Anderson R.F., Reeburgh W.S., Top Z., Friederich G.E., Codispoti L.A., Izdar E. Unexpected changes in the oxic/anoxic interface in the Black Sea. II Nature. -1989. - V.338. - P.411-413.

165. Mufimann M., Ishii K., Rabus R., Amann R. Diversity and vertical distribution of cultured and uncultured Deltaproteobacteria in an intertidal mud flat of the Wadden Sea. // Environ. Microbiol. - 2005. - V.7(3). - P.405-418.

166. Muyzer G., Stams A.J.M. The ecology and biotechnology of sulphate-reducing bacteria. // Nat. Rev. Microbiol. - 2008. - V.6(6). - P.441-454.

167. Myers R.M., Fischer S.G., Lerman L.S., Maniatis T. Nearly all single base substitutions in DNA fragments joined to a GC-clamp can be detected by denaturing gradient gel electrophoresis. //Nucleic Acids Res. - 1985. - V.13. -P.3131-3145.

168. Nanninga H.J., Gottschal J.C. Properties of Desulfovibrio carbinolicus sp. nov. and other sulfate reducing bacteria isolated from an anaerobic purification plant. // Appl. Environ. Microbiol. - 1987. - V.53. - P.802-809.

169. Neretin L.N., Abed R.M., Schippers A., Schubert C.J., Kohls K., Kuypers M.M. Inorganic carbon fixation by sulfate-reducing bacteria in the Black Sea water column. // Environ. Microbiol. - 2007. - V.9(12). - P.3019-3024.

170. Nilsen R.K., Beeder J., Thostenson T., Torsvik T. Distribution of thermophilic ^ marine sulfate reducers in North Sea oil field waters and oil reservoirs. // Appl. Environ.

Microbiol. - 1996. - V.62.-P.1793-1798.

171. Oakley B.B., Carbonero F., Dowd S.E., Hawkins R.J., Purdy K.J. Contrasting patterns of niche partitioning between two anaerobic terminal oxidizers of organic matter. // ISME J. - 2012. - V.6(5). - P.905-914.

172. Ollivier B., Cord-Ruwisch R., Hatchikian E.C., Garcia J.L. Characterization of Desulfovibrio fructosovorans sp. nov. // Arch. Microbiol. - 1988. - V.149. - P.447-450.

173. Oude Elferink S.J.W.H., Visser A., Hulshoff-Pol L.W., Stams A.J.M. Sulphate reduction in methanogenic bioreactors. // FEMS Microbiol. Rev. - 1994. - V.15- P.119-136.

174. Park H.S., Lin S., Voordouw G. Ferric iron reduction by Desulfovibrio vulgaris Hildenborough wild type and energy metabolism mutants. // Antonie van Leeuwenhoek. - 2007.-V.93.-P.79-285.

175. Parkes R.J. Analysis of microbial communities within sediments using biomarkers. In Ecology of microbial communities. Eds: Fletcher M., Gray T.R., Jones J.G. Cambridge University Press, Cambridge. - 1987. - P.147-177.

176. Parshina S.N., Sipma J., Nakashimada Y., Henstra A.M., Smidt H., Lysenko A.M., Lens P.N., Lettinga G, Stams A.J. Desulfotomaculum carboxydivorans sp. nov., a novel sulfate-reducing bacterium capable of growth at 100% CO. // Int J. Syst. Evol. Microbiol. - 2005. - V.55(5). - P.2159-2165.

177. Perez-Jimenez J.R., Kerkhof L.J. Phylogeography of sulfate-reducing bacteria among disturbed sediments. Disclosed by analysis of the dissimilatory sulfite reductase genes (dsrAB). //Appl. Environ. Microbiol. - 2005. - V.71(2). - P.1004-1011.

178. Pernthaler A., Pernthaler J., Amann R. Fluorescence in situ hybridization and catalyzed reporter deposition for the identification of marine bacteria. Appl. Environ. Microbiol. - 2002. - V.68(6). - P.3094-3101.

179. Pfennig N., Lippert K.D. Uber das Vitamin B12-Bedfirfnis phototropher Schwefelbakterien. //Arch. Mikrobiol. - 1966. - V.55. - P.245-256.

180. Pimenov N.V., Bonch-Osmolovskaya E.A. In situ activity studies in thermal environments. In Methods in Microbiology. Eds.: Oren A., Rainey F. Elsevier. - 2006. -P.27-52.

181. Pimenov N.V., Neretin L.N. Composition and activities of microbial communities involved in carbon, sulfur, nitrogen and manganese cycling in the oxic/anoxic interface of the Black Sea. Past and Present Water Column Anoxia. In: Nato Science Series: IV: Earth and Environmental Sciences. Ed. by Neretin L.N. Springer, Dordrecht. - 2006. -V.64(4). -P.501-521.

182. Podosokorskaya O.A., Kadnikov V.V., Gavrilov S.N., Mardanov A.V., Merkel A.Y., Karnachuk O.V., Ravin N.V., Bonch-Osmolovskaya E.A., Kublanov I.V. Characterization of Melioribacter roseus gen. nov., sp. nov., a novel facultatively anaerobic thermophilic cellulolytic bacterium from the class Ignavibacteria, and a proposal of a novel bacterial phylum Ignavibacteriae. II Environ. Microbiol. - 2013. -V.l5(6).-P. 1759-1771.

183. Prowe S.G., Antranikian G. Anaerobranca gottschalkii sp. nov., a novel thermoalkaliphilic bacterium that grows anaerobically at high pH and temperature. // Int. J. Syst. Evo.l Microbiol. - 2001. - V.51(2). - P.457-465.

184. Rabus R., Hansen T.A., Widdel F. Dissimilatory sulfate- and sulfur-reducing prokaryotes. In: Prokaryotes. Ed. By Dworkin M., Falkow S., Rosenberg E., Schleifer K.-H., Stackebrandt E. Springer New York. - 2006. - V.2. - P.659-768.

185. Rabus R., Nordhaus R., Ludwig W., Widdel F. Complete oxidation of toluene under strictly anoxic conditions by a new sulfate-reducing bacterium. // Appl. Environ. Microbiol. - 1993. - V.59. - P. 1444-1451.

186. Ramamoorthy S., Sass H., Langner H., Schumann P., Kroppenstedt R. M., Spring S., Overmann J., Rosenzweig R. F. Desulfosporosinus lacus sp. nov., a sulfate-reducing bacterium isolated from pristine freshwater lake sediments. //Int. J. Syst. Evol. Microbiol. - 2006. - V.56(12). - P.2729-2736.

187. Ramsing N.B., Kiihl M., Jorgensen B.B. Distribution of sulfate-reducing bacteria, 02, and H2S in photosynthetic biofilms determined by oligonucleotide probes and microelectrodes. //Appl. Environ. Microbiol. - 1993. - V.59(ll). - P.3840-3849.

188. Ravenschlag K., Sahm K., Knoblauch C., Jorgensen B.B., Amann R. Community structure, cellular rRNA content, and activity of sulfate-reducing bacteria in marine Arctic sediments. // Appl. Environ. Microbiol. - 2000. - V.66. - P.3592-3602.

189. Rissati J.B., Capman W.C., Stahl D.A. Community structure of a microbial mat: the phylogenetic dimension. // Proc. Natl Acad. Sci. USA. - 1994. - V.91. - P. 1017310177.

190. Robertson W.J., Bowman J.P., Franzmann P.D., Mee B.J. Desulfosporosinus meridiei sp. nov., a spore-forming sulfate-reducing bacterium isolated from gasolene-contaminated groundwater. //Int. J. Syst. Evo.l Microbiol. - 2001. - V.51(l). - P.133-140.

191. Rodriguez-Mora M.J., Scranton M.I., Taylor G.T., Chistoserdov A.Y. Bacterial community composition in a large marine anoxic basin: a Cariaco Basin time-series survey. // FEMS Microbiol. Ecol. - 2013. - V.84(3). - P.625-639.

192. Saiki R.K., Gelfand D.H., Stoffel S.J., Scharf S.J., Higuchi R., Horn G.T., Mullis K.B., Erlich H.A. Primer directed enzymatic amplifcation of DNA with thermostable DNA polymerase. // Science. - 1988. - V.239. - P.487-491.

193. Saiki R.K., Scharf S., Faloona F., Mullis K.B., Horn G.T., Erlich H.A., Arnheim N. Enzymatic amplification of beta-globin genomic sequences and restriction site analysis for diagnosis of sickle cell anemia. // Science. - 1985. - V.230(4732). - P.1350-1354.

194. Sánchez-Andrea I., Stams A.J., Hedrich S., Ñancucheo I., Johnson D. B. Desulfosporosinus acididurans sp. nov.: an acidophilic sulfate-reducing bacterium isolated from acidic sediments. // Extremophiles. - 2015. - V. 19(1). - P.39-47.

195. Sass A., Rutters H., Cypionka H., Sass H. Desulfobulbus mediterraneus sp. nov., a sulphatereducing bacterium growing on mono- and disaccharides. // Arch. Microbiol. - 2002. - V.177. - P.468-474.

196. Sass H., Wieringa E., Cypionka H., Babenzien H.D., Overmann J. High genetic and physiological diversity of sulfate-reducing bacteria isolated from an oligotrophic lake sediment. // Arch. Microbiol. - 1998. - V.170 - P.243-251.

197. Schreiber L., Holler T., Knittel K., Meyerdierks A.,Amann R. Identification of the dominant sulfate-reducing bacterial partner of anaerobic methanotrophs of

the ANME-2clade. // Environ. Microbiol. - 2010. - V.12(8). - P.2327-2340.

198. Sen A.M. Acidophilic Sulphate Reducing Bacteria:Candidates for Bioremediation of Acid Mine Drainage Pollution. //Thesis, Univ. Wales. Bangor. - 2001.

199. Shanks A.L., Reeder M.L. Reducing microzones and sulfide production in marine snow. // Mar. Ecol. Prog. Ser. - 1993. - V.96. - P.43-47.

200. Sheffield V.C., Beck J.S., Stone E.M., Myers R.M. A simple and efficient method for attachment of a 40base pair, GC-rich sequence to PCR amplified DNA. // BioTechniques. - 1992. - V.12. - P.386-387.

201. Sheffield V.C., Cox D.R., Myers R.M. Attachment of a 40bp G+C rich sequence (GCclamp) to genomic DNA fragments by polymerase chain reaction results in improved detection of single base changes. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1989. -V.86. - P.232-236.

202. Shek L., Liu H. Oxygen consumption rates of fecal pellets produced by three coastal copepod species fed with a diatom Thalassiosira pseudonana. II Mar. Pollut. Bull. - 2010. - V.60(7). - P. 1005-1009.

203. Sinkko H., Lukkari K., Jama A.S., Sihvonen L.M., Sivonen .K, Leivuori M., Rantanen M., Paulin L., Lyra C. Phosphorus chemistry and bacterial community composition interact in brackish sediments receiving agricultural discharges. // PLoS One. - 2011. - V.6(6). - P.e21555.

204. Sinkko H., Lukkari K., Sihvonen L.M., Sivonen K., Leivuori M., Rantanen M., Paulin L., Lyra C. Bacteria contribute to sediment nutrient release and reflect progressed eutrophication-driven hypoxia in an organic-rich continental sea. // PLoS One. - 2013. -V.8(6). - P.e67061.

205. So C.M., Young, L.Y. Isolation and characterization of a sulfate-reducing bacterium that anaerobically degrades alkanes. // Appl. Environ. Microbiol. - 1999. -V.65. - P.2969-2976.

206. Sorokin D.Y., Kuenen J.G., Jetten M.S. Denitrification at extremely high pH values by the alkaliphilic, obligately chemolithoautotrophic, sulfur-oxidizing bacterium Thioalkalivibrio denitrificans strain ALJD. // Arch. Microbiol. - 2001. - V. 175(2). -P.94-101.

\

207. Sorokin Y.I., Sorokin P.Y., Avdeev V.A., Sorokin D.Y., Ilchenko S.V. Biomass, production and activity of bacteria in the Black Sea, with special reference to chemosynthesis and the sulfur cycle. // Hydrobiologia. - 1995. - V.308(l). - P.61-76.

208. Stadnitskaia A., Muyzer G., Abbas B., Coolen M.J.L., Hopmans E.C., Baas M., van Weering T.C.E., Ivanov M.K., Poludetkina E., Damste J.S. Biomarker and 16S rDNA evidence for anaerobic oxidation of methane and related carbonate precipitation in deep-sea mud volcanoes of the Sorokin Trough, Black Sea. // Mar. Geol. - 2005. -V.217. - P.67-96.

209. Stahl D.A., Amann R.I., Poulsen L.K., Raskin L., Capman W.C. Use of fluorescent probes for determinative microscopy of methanogenic Archaea. In: Archaea: methanogens: a laboratory manual. Eds.: Sowers K.R., Schreier H.J. New York: Cold Spring Harbor Laboratory Press. - 1995. - V.63(4). - P. 111-121.

210. Stams A.J.M., Hansen T.A. Oxygen-labile 1(+) lactate dehydrogenase activity in Desulfovibrio desulfuricans. // FEMS Microbiol. Lett. - 1982. - V.13. - P.389-394.

211. Stams A.J.M., Hansen T.A., Skyring G.W. Utilization of amino acids as energy substrates by two marine Desulfovibrio strains. // FEMS Microbiol. Ecol. - 1985. -V.31. - P.ll-15.

212. Starkey R.L. A study of spore formation and other morphological characteristics of Vibrio desulfuricans. II Arch. Mikrobiol. - 1938. - V.9. - P.2680-304.

213. Tanimoto Y., Bäk, F. Anaerobic degradation of methylmercaptan and dimethyl sulfide by newly isolated thermophilic sulfate-reducing bacteria. // Appl. Environ. Microbiol. - 1994. - V.60. - P.2450-2455.

214. Tarpgaard I.H., Boetius A., Finster K. Desulfobacter psychrotolerans sp. nov., a new psychrotolerant sulfate-reducing bacterium and descriptions of its physiological response to temperature changes. // Antonie van Leeuwenhoek, Int. J. Gen. Mol. Microbiol. - 2006. - V.89(l). - P. 109-124.

215. Taylor J., Parkes, R.J. The cellular fatty acids of the sulphate-reducing bacteria, Desulfobacter sp., Desulfobulbus sp. and Desulfovibrio desulfuricans. II J. Gen. Microbiol. - 1983. - V. 129. - P.3303-3309.

216. Toffin L., Webster G., Weightman A.J., Fry J.C., Prieur D. Molecular monitoring of culturable bacteria from deep-sea sediment of the Nankai Trough, Leg 190 Ocean Drilling Program. // FEMS Microbiol. Ecol. - 2004. - V.48(3). - P.357-367.

217. Treude T., Knittel K., Blumenberg M., Seifert R., Boetius A. Subsurface microbial methanotrophic mats in the Black Sea. //Appl. Environ. Microbiol. - 2005. -V.71(10). - P.6375-6378.

218. Triiper H.G., Schlegel H.G. Sulphur metabolism in Thiorhodaceae. 1. Quantitative measurements on growing cells of Chromatium okenii. II Antonie Leeuwenhoek. -1964. - V.30. - P.225-238.

219. Tucker M.D., Barton L.L., Thompson B.M. Reduction of Cr, Mo, Se and U by Desulfovibrio desulfuricans immobilized in polyacrylamide gels. // J. Ind. Microbiol. Biotechnol. - 1998. - V.20. - P. 13-19.

220. Valentine D.L. Biogeochemistry and microbial ecology of methane oxidation in anoxic environments: a review. //Antonie van Leeuwenhoek. - 2002. - V.81(l-4). -P.271-282.

221. Varon-Lopez M., Dias A.C., Fasanella C.C., Durrer A., Melo I.S., Kuramae E.E., Andreote F.D. Sulphur-oxidizing and sulphate-reducing communities in Brazilian mangrove sediments. // Environ. Microbiol. - 2014. - V.16(3). - P.845-855.

222. Vatsurina A., Badrutdinova D., Schumann P., Spring S., Vainshtein M. Desulfosporosinus hippei sp. nov., a mesophilic sulfate-reducing bacterium isolated from permafrost. // Int. J. Syst. Evo.l Microbiol. - 2008. - V.58(5). - P. 1228-1232.

223. Vetriani C., Tran H.V., Kerkhof LJ. Fingerprinting microbial assemblages from the oxic/anoxic chemoclineof the Black Sea. // Appl. Environ. Microbiol. - 2003. -V.69(ll). -P.6481-6488.

224. Wagner M., Roger A.J., Flax J.L., Brusseau G.A., Stahl D.A. Phylogeny of dissimilatory sulfite reductases supports early origin of sulfate respiration. // J. Bacteriol. - 1998. - V.l 80(11). - P.2975-2982.

225. Walters W.A., Caporaso J.G., Lauber C.L., Berg-Lyons D., Fierer N., Knight R. PrimerProspector: de novo design and taxonomic analysis of barcoded polymerase chain reaction primers. // Bioinformatics. - 2011. - V.27(8). - P. 1159-1161.

226. Wawer C., Jetten M.S., Muyzer G. Genetic diversity and expression of the NiFe hydrogenase large-subunit gene of Desulfovibrio spp. in environmental samples. // Appl. Environ. Microbiol. - 1997. - V.61. - P.4360-4369.

227. Wayne L.G., Brenner D.J., Colwell R.R., Grimont P.A.D., Kandler O., Krichevsky M.I., Moore L.H., Moore W.E.C., Murray R.G.E. & other authors. Report of the ad hoc committee on reconciliation of approaches to bacterial systematics. Int. J. Syst. Bacteriol. - 1987. - V.37. - P.463-464.

228. Webster G., Watt L.C., Rinna J., Fry J.C., Evershed R.P., Parkes R.J., Weightman A.J. A comparison of stable-isotope probing of DNA and phospholipid fatty acids to study prokaryotic functional diversity in sulfate-reducing marine sediment enrichment slurries. // Environ Microbiol. - 2006. - V.8(9). - P. 1575-1589.

229. Werkman, C.H., Weaver H.J. Studies in the bacteriology of sulphur stinker spoilage of canned sweetcorn. // Iowa State Coll. J. Sci. - 1927. - V.2. - P.57-67.

230. Widdel F. Anaerober Abbau von Fettsäuren und Benzoesäure durch neu Isolierte Arten Sulfatreduzierender Bakterien. // Thesis, Göttingen Univ., Germany. - 1980.

231. Widdel F., Bäk F. Gram-negative mesophilic sulfate-reducing bacteria. The Prokaryotes, 2nd edn., vol. 4. Eds: Balows A., Truper H.G., Dworkin M., Harder W., and Schleifer K.-H. Berlin: Springer-Verlag. - 1992. - P. 3352-3378.

232. Widdel F., Pfennig N. Studies on dissimilatory sulfate-reducing bacteria that decompose fatty acids. Isolation of new sulfate-reducing bacteria enriched with acetate from saline environments. Description of Desulfobacter postgatei gen. nov., sp. nov. // Arch. Microbiol. - 1981. - V.l29(5). - P.395-400.

233. Wittwer C.T., Herrmann M.G., Moss A.A., Rasmussen R.P. Continuous fluorescence monitoring of rapid cycle DNA amplification. // Biotechniques. - 1997. -V.54(6).-P.314-320.

234. Wu X.J., Pan J.L., Liu X.L., Tan J., Li D.T., Yang H. Sulfate-reducing bacteria in leachate-polluted aquifers along the shore of the East China Sea. // Can. J. Microbiol. -2009.-V.55(7).-P.818-828

235. Yang H., Zhao J.S., Hawari J. Effect of 2,4-dinitrotoluene on the anaerobic bacterial community in marine sediment.// J. Appl. Microbiol. - 2009. - V.l07(6). -P. 1799-1808.

236. Zverlov V., Klein M., Lücker S., Friedrich M.W., Kellermann J., Stahl D.A., Loy A., Wagner M. Lateral gene transfer of dissimilatory (bi)sulfite reductase revisited. // J. Bacteriol. - 2005. - V.l87(6). - P.2203-2208.