Молекулярная экология метаногенных и метанотрофных архей гидротермальных мест обитания тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.03, кандидат биологических наук Меркель, Александр Юрьевич

• Меркель, Александр Юрьевич
• кандидат биологических наук
• 2013

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Меркель, Александр Юрьевич

ВВЕДЕНИЕ. 4 СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ

ПО МАТЕРИАЛАМ ДИССЕРТАЦИИ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

Глава 1. Метаногенные и метанотрофные археи. Их роль в экосистеме Земли.

1.1. Метан. И

1.2. Метаногенные археи.

1.2.1. Метаногенез. Роль и структура Метилкоэнзим Мредуктазы.

1.2.2. Таксономия и филогения мепгапогенпых архей.

1.2.3. Экология мешаногенных архей.

1.3. Археи, анаэробно окисляющие метан.

1.3.1. Анаэробное окнсление метана.

1.3.2. Разнообразие и распространение метанотрофных архей.

Глава 2. Молекулярный подход в экологии метаногенных и метанотрофных архей.

Глава 3. Гидротермы, как среда обитания микроорганизмов.

3.1. Глубоководные гидротермальные выходы.

3.2. Наземные горячие источники.

МАТЕРИАЛЫ, МЕТОДЫ И ОБЪЕКТЫ

ИССЛЕДОВАНИЯ.

1.1. Характеристика мест отбора проб.

1.1.1. Диффузные гидротермальные выходы

Тихого океана.

1.1.2. Наземные горячие источники Камчатки и острова Сан-Мигель.

1.1.3. Отбор образцов.

1.2. Молекулярные методы

1.2.1. Выделение нуклеиновых кислот.

1.2.2. Электрофорез в агарозном геле.

1.2.3. ПЦР.

1.2.4. Денатурирующий градиентный гель-электрофорез.

1.2.5. Клонирование.

1.2.6. Количественная ПЦР.

1.2.7. Секвенирование.

1.3. Методы т-яШсо.

1.3.1. Первичный анализ полученных последовательностей.

1.3.2. Построение филогенетических деревьев.

1.3.3. Анализ корреляции между относительным содержанием Г+Ц пар гена 168рРНК и температурным оптимумом роста архей.

1.3.4. Анализ относительного содержания Г+Ц пар гена 16БрРНК филотипов анаэробных метатрофных архей.

1.3.5. Разработка и проверка специфичности праймеров на кластер АЫМЕ-1.

1.4. Культуральные методы.

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ. ?

Глава 1. Молекулярный анализ микроорганизмов диффузных флюидов глубоководных гидротерм на основе гена тег А и 16S рРНК.

Глава 2. Детекция термофильных метанотрофных архей с помощью новых систем праймеров.

Глвава 3. Оценка разнообразия, распространения и численности метаногенных архей в наземных горячих источниках на основе молекулярных и культуральных подходов.

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Молекулярная экология метаногенных и метанотрофных архей гидротермальных мест обитания»

Актуальность проблемы. Процессы образования и окисления метана -это количественно значимые компоненты глобального цикла углерода на Земле и, по-видимому, они являлись таковыми на протяжении всего времени существования биосферы нашей планеты. Тем не менее, далеко не все филогенетические группы микроорганизмов, образующих и окисляющих метан, изучены в достаточной степени.

Процессы метаногенеза и сульфатзависимого окисления метана осуществляются археями, объединенными в родственные группы микроорганизмов, относящихся к типу Euryarchaeota (Strous & Jetten, 2004). Эти микроорганизмы широко распространены в природе, где метаногенные археи осуществляют терминальный этап в процессе анаэробного разложения органического вещества в условиях отсутствия высокопотенциальных акцепторов электронов, тогда как метанотрофные археи в составе синтрофных ассоциаций и при наличии сульфата осуществляют анаэробное окисление метана (Whitman et ai, 2006; Knittel & Boetius, 2009).

Использование гена 16S pPHI< для детекции и идентификации метаногенных и метанотрофных архей в сложных микробных сообществах затруднено, поскольку обе эти физиологические группы не являются монофилетичными (Bapteste et al., 2005; Knittel & Boetius, 2009). В связи с этим внимание ряда исследователей было обращено на ген метил-коэнзим М редуктазы (mcrA) (Springer et ai, 2005; Hales et ai, 2006). Результаты, полученные во многих работах подтвердили эффективность использования данного функционального и филогенетического маркера для оценки разнообразия и распространения метаногенных и метанотрофных архей (Luton et ai, 2002; Hallam et ai, 2003).

В экосистемах, ассоциированных с геотермальной активностью, где водород и метан образуются в результате высокотемпературных абиотических реакций, метаногенные и метанотрофные археи способны выполнять роль 4 первичных продуцентов. Для некоторых термальных экотопов, таких как нефтяные месторождения, гидротермальные осадки, «черные курильщики», уже проведен ряд исследований по разнообразию и распространению метаногенных, а в некоторых случаях и метанотрофпых архей (Тезке е/ а1., 2002; ЭЫИоп е* а1., 2005; ^ап^оп еГ а!., 2005; МНгоБЬшсЬепко & ВопсЬ-ОБгшЯоузкауа, 2006; ОПшег & Сауо1. 2010). Настоящее исследование посвящено слабо изученным в этом отношении экотопам: диффузным глубоководным гидротермальным выходам и наземным горячим источникам.

Цели и задачи исследования. Целью настоящего исследования была молекулярная детекция, идентификация и количественная оценка метаногенных и метанотрофных архей в гидротермальных экосистемах и реконструкция филогении этих групп микроорганизмов на основании общего функционального и филогенетического маркера - гена а субъединицы метил-коэнзим М редуктазы {тегА).

Основные задачи исследования состояли в следующем:

1. Оценка распространения, численности и филогенетического разнообразия метаногенных архей в образцах диффузных флюидов глубоководных гидротермальных систем и в образцах наземных горячих источников с использованием молекулярных и культуральных подходов.

2. Создание масштабной реконструкции филогении метаногенных и метанотрофных архей на основе гена а субъединицы метил-коэнзим М редуктазы (тсгА) с использованием обширной и современной базы данных.

3. Выявление из всего многообразия метанотрофных архей конкретных филогенетических групп, для представителей которых прогнозируется адаптация к высоким температурам.

4. Разработка систем праймеров детекции термофильных групп метанотрофных архей.

5. Оценка распространения термофильных групп метанотрофных архей в образцах диффузных флюидов глубоководных гидротерм и в образцах наземных горячих источников.

Научная новизна и значимость работы. Впервые на большой выборке образцов проведена оценка количества и распространения метаногенных микроорганизмов в диффузных гидротермальных флюидах нескольких районов Тихого океана. Значительно расширены представления о разнообразии метаногенов в данных экотопах. Выявлена взаимосвязь между содержанием водорода в диффузных гидротермальных флюидах и характером метаногепной популяции этих флюидов.

Получены доказательства существования экстремально термофильных метанотрофных архей, а также получены данные об их распространении.

Впервые на большой выборке образцов проведена оценка распространения метаногенных микроорганизмов в наземных горячих источниках. Осуществлена количественная оценка структуры микробного сообщества трех горячих источников. Выявлены новые филогенетически обособленные кластеры некультивируемых метаногенных архей, и впервые показана их широкая распространенность в наземных горячих источниках. С помощью сочетания молекулярных и культуральных методов значительно расширены представления о разнообразии метаногенов, обитающих в наземных горячих источниках.

Проведена масштабная реконструкция филогении метаногенных и метанотрофных архей. По результатам анализа полученных данных, случаев горизонтального переноса гена тсгА выявлено не было.

Практическая значимость. Определен диапазон Г+Ц состава 16Б рРНК, позволяющий прогнозировать адаптацию к высоким температурам архей некультивируемых групп.

Разработаны, а также in-silico и экспериментально проверены системы праймеров, позволяющие с высокой степенью специфичности амплифицировать гены 16S рРНК анаэробных метанотрофных архей кластера ANME-1, включая термофильные микроорганизмы этого кластера.

Получена стабильная синтрофная метанол-использующая метаногенная накопительная культура, растущая при 65"С, представляющая интерес для очистки сточных вод целлюлозных производств.

Апробация работы. Материалы работы были представлены на международных конференциях «AGU Fall Meeting 2009», «Biodiversity, molecular ecology and biogeochemistry of thermophiles - 2010», «Экология и геохимическая деятельность микроорганизмов экстремальных местообитаний 2011», на Всероссийской молодежной школе-конференции «Актуальные аспекты современной микробиологии - 2011» и на на международной конференции «9th international congress on extremophiles - 2012».

Объем и структура диссертации. Диссертационная работа изложена на 160 страницах машинописного текста и включает 20 рисунков и 10 таблиц. Работа состоит из введения, обзора литературы, экспериментальной части, содержащей методы, результаты исследования и обсуждение, заключения, выводов и списка литературы, который содержит 324 наименования.

Заключение диссертации по теме «Микробиология», Меркель, Александр Юрьевич

выводы

1. На большой выборке образцов показано, что метаногенные микроорганизмы относительно редко выявляются в диффузных флюидах глубоководных гидротермальных систем и составляют незначительную часть микробной популяции. Показано, что в большинстве случаев доминирующими и наиболее распространенными метаногенами в данных экотопах являются представители порядка Methanococcales.

2. Установлено, что в диффузных гидротермальных флюидах с высоким содержанием водорода метаногеное сообщество представлено культивируемыми гидрогенотрофными микроорганизмами родов Methanocorpuscuhun, Methanothermococcus, Methanocaldococcus, Methanococcus и Methanotorris. В диффузных гидротермальных флюидах с низким содержанием водорода существенная доля метаногеного сообщества (23 - 61%) представлена метилотрофными микроорганизмами родов Methanococcoides и Methermicoccus, а также представителями филогенетических кластеров некультивируемым форм, субстратная специализация которых неизвестна.

3. На примере образцов сайта Marker 113 разных годов была продемонстрирована стабильность метаногенной популяции. При анализе мРНК образцов сайта Marker 113 была выявлена жизнеспособная популяция представителей порядка Methanococcales, которая существует при субоптимальной концентрации водорода.

4. Определено, что значение Г+Ц состава 16S рРНК выше 60% позволяет обоснованно прогнозировать адаптацию к высоким температурам некультивируемых групп архей.

5. Получены доказательства существования экстремально термофильных метанотрофных архей (группа ANME-lGBa). Показано присутствие данных микроорганизмов в различных гидротермальных сайтах.

6. Показано, что метаногенные микроорганизмы присутствуют в большинстве наземных горячих источников с температурным диапазоном 51-89°С, составляя при этом незначительную часть микробной популяции.

7. Впервые для наземных горячих источников показано присутствие представителей филогенетических групп метаногенов МСЯ-2с, Ме1капосе11а1ех и Ме1Напоте1Ьу1о\огап8 и МСЫ-2а, являющейся из них наиболее распространенной. Выявленное разнообразие культивируемых метаногенов сводится к представителям родов МеМапоМегтоЬаЫег, МеЖапо$ае1а, МеМапотеМуЬуогат.

8. Проведена масштабная филогенетическая реконструкция метаногенных и метан отрофных архей на основе гена тег А, подтверждающая глубокое обособленное положение кластеров МСЯ-2а и МСЯ-2с. По результатам анализа полученных данных, случаев горизонтального переноса гена тсгА выявлено не было.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В данной работе с использованием гена метил-коэнзим М редуктазы {тегА), в качестве функционального и филогенетического маркера, на большой выборке образцов проведена оценка разнообразия, количества и распространения метаногенных микроорганизмов в диффузных гидротермальных флюидах нескольких районов Тихого океана. Показано, что метаногенные микроорганизмы относительно редко выявляются в диффузных флюидах глубоководных гидротерм и составляют незначительную часть микробной популяции. Эти данные позволяют предположить, что деятельность метаногенов не является основной причиной обеднения диффузных флюидов по водороду. Было выяснено, что в большинстве случаев доминирующими и наиболее распространенными метаногенами в данных экотопах являются представители порядка МеШапососсакз, при этом характер метаногенной популяции в значительной степени зависит от концентрации водорода: во флюидах с высоким его содержанием метаногенное сообщество представлено культивируемыми гидрогенотрофными микроорганизмами родов МеИгапосогршсикип, Ме(Напо1кегтососст, МеМапосаМососсиз, МеШапососсия и МеШапоШгпБ, а в диффузных флюидах с низким содержанием водорода существенная доля метаногенного сообщества (23 - 61%) представлена метилотрофными микроорганизмами родов Ме1}шпососсо1с1еа и МеШептсоссгю, а также некультивируемыми микроорганизмами, субстратная специализация которых неизвестна.

При изучении архейной популяции с использованием гена 168 рРНК в качестве филогенетического меркера в большинстве образцов низкотемпературных гидротермальных диффузных флюидов были выявлены филотипы термофильных микроорганизмов. Кроме того, результаты анализа образцов, собранных в разные годы, свидетельствуют о стабильности термальных анаэробных микрониш, образуемых диффузными выходами. Эти данные подтверждают предположение, что флюиды диффузных гидротерм

119 образуют стабильные зоны с температурами, оптимальными для развития различных групп термофильных микроорганизмов.

Детальный анализ корреляции между Г+Ц составом гена 168 рРНК и оптимальной температурой роста типовых штаммов архей, а также анализ Г+Ц состава более 900 нуклеотидных последовательностей гена 168 рРНК метанотрофных архей позволил выявить конкретную филогенетическую группу анаэробных метанотрофов (АМуЕЕ-ЮВа), представители которой наиболее вероятно являются экстремальными термофилами. В дальнейшей работе были разработаны, а также т-яШсо и экспериментально проверены системы праймеров, позволяющие с высокой степенью специфичности амплифицировать гены 16Б рРНК анаэробных метанотрофных архей кластера АКМЕ-1, включая представителей группы АКМЕ-ЮВа. С помощью этих систем праймеров значительно расширены представления о распространении этих термофильных микроорганизмов.

С использованием культурального и молекулярно-экологического подходов на большой выборке образцов проведена оценка распространения и разнообразия метаногенных микроорганизмов в наземных горячих источниках. Осуществлена количественная оценка структуры микробного сообщества трех горячих источников. Показано, что метаногенные микроорганизмы присутствуют в большинстве наземных горячих источников, составляя при этом незначительную часть микробной популяции. Существенно расширены представления о разнообразии метаногенов в данных экотопах: впервые для наземных горячих источников показано присутствие метаногенов таких филогенетических групп как МСЯ-2с, МеОгапосеЦЫех, Ме1капоте1ку1олюгат и МСК-2а. Кластер МС11-2а представляет особый интерес, так как последовательности, отнесенные к этому глубокому филогенетическому ответвлению, были выявлены не только в большинстве горячих источниках, но также и в диффузных флюидах глубоководных гидротерм. Это свидетельствует о широком распространении представителей данного кластера в экосистемах, ассоциированных с геотермальной активностью.

120

В результате использования культурального подхода был получен ряд накопительных культур, метаногены в которых были представлены микроорганизмами родов Ме1капо1кегтоЪас1ег, Ме1капо8ае1а,

Ме1\1апоте0гу1оуогат. Две метанол-использующие накопительные культуры, были способны осуществлять метаногенез при различных температурных режимах. Это может представлять интерес для очистки сточных вод целлюлозных производств.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Меркель, Александр Юрьевич, 2013 год

1. Alain K., Holler T., Musat K, Elvert M., Treude T., Kruger M. Microbiological investigation of methane- and hydrocarbon-discharging mud volcanoes in the Carpathian Mountains, Romania// Environ. Microbiol. 2006. V. 8. P. 574-590.

2. Alain K., Querellon J. Cultivating the uncultured: limits, advances and future challenges // Extremophiles. 2009. V. 13(4). P. 583-94.

3. Alperin M.J., Hoehler T.M. The ongoing mystery of sea-floor methane // Science. 2010. V. 329. P.288-289.

4. Alperin M.J., Hoehler T.M. Anaerobic methane oxidation by archaea/sulfate-reducing bacteria aggregates. Thermodynamic and physical constraints // Am. J. Sci. 2009. V. 309. P. 869-957.

5. Amann R.I., Ludwig W., Sehleifer K.H. Phylogenetic identification and in situ detection of individual microbial cells without cultivation // Microbiological Reviews. 1995. V. 59. P. 143-169.

6. Armougom E, Henry M., Vialettes B., Raeeah D., Raoult D. Monitoring bacterial community of human gut microbiota reveals an increase in Lactobacillus in obese patients and methanogens in anorexic patients // PLoS ONE. 2009. V. 4. P. e7125.

7. Badr O., Probert S.D., O'Callaghan P.W. Atmospheric methane: Its contribution to global warming // Applied Energy. 1991. V. 40(4). P. 273-313.

8. Baker E.T., Embley R. W., Walker S.L., Resing J.A., Lupton J.E., Nakamwa K., de Ronde C.E.J., Massoth G.J. Hydrothermal activity and volcano distribution along the Mariana arc // J. Geophys. Res. 2008. V. 113. P. B08S09.

9. Baker E.T., Massoth G.J. Characteristics of hydrothermal plumes over twovent fields on the Juan de Fuca Ridge, northeast Pacific Ocean // Earth Planet.124

10. Sci. Lett. 1987. V. 85. P. 59-73.

11. Baldwin B.R., Nakatsu C.H., Nies L. Detection and enumeration of aromatic oxygenase genes by multiplex and real-time PCR 11 Appl. Environ. Microb. 2003. V. 69. P. 3350-3358.

12. Baldwin B.R., Nakatsu C.H., Nies L. Enumeration of aromatic oxygenase genes to evaluate monitored natural attenuation at gasoline-contaminated sites // Water Res. 2008. V. 42. P. 723-731.

13. Banning N., Brock F, Fry J.C., Parkes R.J., Hornibrook E.R.C., Weightman A.J. Investigation of the methanogen population structure and activity in a brackish lake sediment. Environ Microbiol // 2005. V. 7. P. 947-960.

14. Bapteste E., Brochier C., Boucher Y. Higher-level classification of the Archaea: evolution of methanogenesis and methanogens // Archaea. 2005. V. l.P. 353-363.

15. Barnes R.O., Goldberg E.D. Methane production and consumption in anoxic marine sediments // Geology. 1976. V. 4. P. 297-300.

16. Baross J.A., Hoffman S.E. Submarine hydrothermal vents and associated gradient environments as sites for the origin and evolution of life // Naval. Res. Rev. 1986. V. 38. P. 2-12

17. Beal E.J., House C.H., Orphan V.J. Manganese- and iron-dependent marine methane oxidation// Science. 2009. V. 325. P. 184-187.

18. Bemis K., Lowell R.P, Farough A. Diffuse flow on and around hydrothermal vents at mid-ocean ridges // Oceanography. 2012. V. 25(1). P. 182-191.

19. Biddle J.F., Cardman Z., Mendlovitz H., Albert D.B., Lloyd K.G., Boetius A., Teske A. Anaerobic oxidation of methane at different temperature regimes in Guaymas Basin hydrothermal sediments // ISME J. 2012. V. 6(5). P. 10181031.

20. Blake D.R., Rowland F.S. Continuing worldwide increase in tropospheric methane, 1978-1987//Science. 1988. V. 239. P. 1129-31.

21. Blank C.E., Cady S.L., Pace N.R. Microbial composition of near-boiling silica-depositing thermal springs throughout Yellowstone National Park // Appl. Environ. Microbiol. 2002. V. 68. P. 5123-5135.

22. Bloomer S.H., Stern R.J., Smoot N.C. Physical volcanology of the submarine Mariana and Volcano arcs // Bull. Volcanol. 1989. V. 51. P. 210-224.

23. Boetius A., Holler T., Knittel K., Felden J., Wenzhofer F. The seabed as natural laboratory: lessons from uncultivated methanotrophs // Microbiology Monographs. 2009. V. 10. P. 293-316.

24. Boetius A., Ravenschlag K., Schubert C.J., Rickert D., Widdel F, Gieseke A., Amann R., Jorgensen B.B., Witte U., Pfannkuche O. A marine microbial consortium apparently mediating anaerobic oxidation of methane // Nature. 2000. V. 407(6804). P. 623-626.

25. Brazelton W.J., Schrenk M.O., Kelley D.S., Baross JA. Methane- and sulfur-metabolizing microbial communities dominate the Lost City hydrothermal field ecosystem//Appl. Environ. Microbiol. 2006. V. 72(9). P. 6257-6270.

26. Brochier C„ Forterre P., Gribaldo S. An emerging phylogenetic core of Archaea: phylogenies of transcription and translation machineries converge following addition of new genome sequences // BMC Evol. Biol. 2005. V. 2. P.

27. Brochier-Armanet C., Boussau B., Gribaldo S., Forterre P. Mesophilic Crenarchaeota: proposal for a third archaeal phylum, the Thaumarchaeota // Nat. Rev. Microbiol. 2008. V. 6(3). P. 245-252.

28. Brock T.D. Thermophiles: General, molecular and applied microbiology New York: John Wiley and Sons, 1986.

29. Buchholz-Cleven B.E.E., Rattunde B. Straub K.L. Screening for genetic diversity of isolates of anaerobic Fe(II)-oxidizing bacteria using DGGE and whole-cell hybridization // Syst. Appl. Microbiol. 1997. V. 20. P. 301-309.

30. ButterfieldD.A., McDuff R.E., Mottl M.J., Lilley M.D., Lupton J.E. Massoth G. J. Gradients in the composition of hydrothermal fluids from the Endeavour segment vent field: phase separation and brine loss // J. Geophys. Res. 1994. V. 99. P. 9561-9583.

31. Caldwell S.L., Laidler J.R., Brewer E.A., Eberly J.O., Sandborgh S.C., Colwell F.S. Anaerobic oxidation of methane: mechanisms, bioenergetics, and the ecology of associated microorganisms // Environ. Sci. Technol. 2008. V. 42. P. 6791-6799.

32. Casamayor E.O., Massana R., Benlloch S., Ovreas L., Diez B., Goddard V.J.

33. Changes in archaeal, bacterial and eukaryal assemblages along a salinitygradient by comparison of genetic fingerprinting methods in a multipond solar127saltern // Environ. Microbiol. 2002. V. 4. P. 338-348.

34. Catling D.C., Zahnle K.J., McKay C.P. Biogenic methane, hydrogen escape, and the irreversible oxidation of early Earth // Science. 2001. V. 293. P. 839843.

35. Chaban B., Ng S.Y.M., Jarrell K.F. Archaeal habitats from the extreme to ordinary // Can. J. Microbiol. 2006. V. 52. P. 73-116.

36. Chistoserdova L., Vorholt J.A., Lidstrom M.E. A genomic view of methane oxidation by aerobic bacteria and anaerobic archaea // Genome Biol. 2005. V. 6(2). P. 208.

37. Colwell F.S., Boyd S., Delwiche M.E., Reed D.W., Phelps T.J., Newby D.T. Estimates of biogenic methane production rates in deep marine sediments at Hydrate Ridge, Cascadia margin // Appl. Environ. Microbiol. 2008. V. 74. P. 3444-3452.

38. Conrad R. The global methane cycle: recent advances in understanding the microbial processes involved // Environmental Microbiology Reports. 2009. V. 1(5). P. 285-292.

39. Cord-Ritwisch R., Ollivier B. Interspecies hydrogen transfer during methanol degradation by Sporomusa acidovorans and hydrogenotrophic anaerobes // Arch. Microbiol. 1986. V. 144. P. 163-165.

40. Cruse A.M., Seewald J.S. Low-molecular weight hydrocarbons in vent fluids from the Main Endeavour Field, northern Juan de Fuca Ridge // Geochimica et Cosmochimica Acta. 2010. V. 74. P. 6126-6140.

41. Dahle H., Garshol E, Madsen M., Birkeland N.-K. Microbial community structure analysis of produced water from a high-temperature North Sea oilfield //Anton Leeuwenhoek. 2008. V. 93. P. 37^19.

42. Delaney J.R., McDuff R.E., Lupton J.E. Hydrothermal fluid temperatures of128400°C on the Endeavour Segment, northern Juan de Fuca // Eos. Trans. AGU 1984. V. 65. P. 973.

43. Delaney J.R., Robigou V., McDuff R.E., Tivey M.K. Geology of a vigorous hydrothermal system on the Endeavour Segment, Juan de Fuca Ridge // J. Geophys. Res. 1992. V. 97(B13). P. 19663-19682.

44. Denman S.E., Tomkins N., MeSweeney C.S. Quantitation and diversity analysis of ruminal methanogenic populations in response to the antimethanogenic compound bromochloromethane // FEMS Microbiol. Ecol. 2007. V. 62. P. 313322.

45. Deppenmeier U. The membrane-bound electron transport system of Methanosarcina species 11 J. Bioenerg. Biomembr. 2004. V. 36. P. 55-64.

46. Deppenmeier U., Lienard T., Gottschalk G. Novel reactions involved in energy conservation by methanogenic archaea // FEBS Lett. 1999. V. 457. P. 291-297.

47. Ding X., Yang W.J., Min H„ Peng X.T., Zhou H.Y., Lu Z.M. Isolation and characterization of a new strain of Methanothermobacter marburgensis DX01 from hot springs in China//Anaerobe. 2010. V. 16(1). P. 54-59.

48. Diviacco S., Norio P., Zentilin L., Menzo S., Clementi M, Biamonti G., Riva S., Falasehi A., Giacca M. A novel procedure for quantitative polymerase chain reaction by co-amplification of competitive templates // Gene. 1992. V. 122. P. 313-320.

49. Don R.H., CoxPT., Wainwright B.J., Baker K., Mattick J.S. 'Touchdown' PCR to circumvent spurious priming during gene amplification // Nucleic Acids Res. 1991. V. 19(14). P. 4008.

50. Dziak R.P., C.G. Fox. The January 1998 earthquake swarm at Axial Volcano, Juan de Fuca Ridge: Hydroacoustic evidence of seafloor volcanic activity // Geophysical Research Letters. 1999. V. 26(23). P. 429-433.

51. Einen J., Thorseth I.H., Ovreas L. Enumeration of Archaea and Bacteria in seafloor basalt using real-time quantitative PCR and fluorescence microscopy //FEMS Microbiol Lett. 2008. V. 282. P. 182-187.

52. Elderfield H., Sehaltz A. Mid-ocean ridge hydrothermal fluxes and the chemical composition of the ocean // Annu. Rev. Earth Planet. Sci. 1996. V. 24. P. 191-224.

53. Ermler U., Grabarse W., Shima S., Goubeaud M., Thaner R.K. Crystal structure of methyl-coenzymeMreductase: the key enzyme of biological methane formation // Science. 1997. V. 278. P. 1457-1462.

54. Ettwig K.F., Butler M.K., Le Paslier D., Pelletier E., Mangenot S., Knypers M.M., Sehreiber F, Dutilh B.E., Zedelius J., de Beer D. Nitrite-driven anaerobic methane oxidation by oxygenic bacteria // Nature. 2010. V. 464. P. 543-548.

55. Eitzeby J.P. List of Bacterial Names with Standing in Nomenclature: a folder available on the Internet // Int. J. Syst. Bacteriol. 1997. V. 47(2) P. 590-592.

56. Ferry J. G. How to make a living by exhaling methane // Annu. Rev. Microbiol. 2010. V. 64. P. 453-73.

57. Forterre P., Gribaldo S., Brochier-Armanet C. Natural history of the archaeal domain. P. 17-28. In: Garrett R., Klenk H.-P. (ed) Archaea: evolution, physiology, and molecular biology. Blackwell Publishing Ltd, Maiden. 2007.

58. Franke-Whittle I.H., Goberna M., Ins am H. Design and testing of real-time PCR primers for the quantification of Methanoculleus, Methanosarcina, Methanothermobacter, and a group of uncultured methanogens // Can. J. Microbiol. 2009. V. 55. P. 611-616.

59. Frenzel P. Plant-associated methane oxidation in rice fields and wetlands // Adv. Microb. Ecol. 2000. V. 16(3). P. 85-114.130

60. Friedrich M.W. Methyl-coenzyme M reductase genes: unique functional markers for methanogenic and anaerobic methane-oxidizing Archaea // Methods. Enzymol. 2005. V. 397. P. 428-442.

61. Galtier N., Lobry J.R. Relationships between genomic G+C content, RNA secondary structures, and optimal growth temperature in prokaryotes // J. Mol. Evol. 1997. V. 44(6). P. 632-636.

62. Gao B., Gupta R. Phylogenomic analysis of proteins that are distinctive of Archaea and its main subgroups and the origin of methanogenesis // BMC Genomics. 2007. V. 8. P. 86.

63. Giglio S., Monis P. T. Saint C.P Demonstration of preferential binding of S YBR green I to specific DNA fragments in real-time multiplex PCR // Nucliec Acids Res. 2003. V. 31. P. el36.

64. Giovannoni S.J., DeLong E.F., Olsen G.J., Pace N.R. Phylogenetic group-specific oligodeoxynucleotide probes for identification of single microbial cells //Journal of Bacteriology. 1988. V. 170. P. 720-726.

65. Girguis PR., Cozen A.E., DeLong E.F. Growth and population dynamics of anaerobic methane-oxidizing archaea and sulfate-reducing bacteria in a continuous-flow bioreactor // Appl. Environ. Microbiol. 2005. V. 71(7). P. 3725-3733.

66. Goenrich M, Mahlert F., Duin E.C., Bauer C., Jaun B., Thauer R.K. Probing the reactivity of Ni in the active site of methyl-coenzyme M reductase with substrate analogues // Journal of Biological Inorganic Chemistry. 2004. V. 9 P. 691-705.

67. Gonzalez-Escalona N. Fey A., Hofle M.G., Espejo R.T., Guzman A.

68. Quantitative reverse transcription polymerase chain reaction analysis of Vibriocholerae cells entering the viable but non-culturable state and starvation in131response to cold shock // Environ. Microbiol. 2006. V. 8. P. 658-666.

69. Gribaldo S., Brochier-Armanet C. The origin and evolution of Archaea: a state of the art // Philosophical Transactions of the Royal Society. 2006. V. 361. P. 1007-1022.

70. Groot T.T., VanBodegom P.M., Harren F.J.M., Meijer H.A.J. Quantification of methane oxidation in the rice rhizosphere using l3C-labelled methane // Biogeochemistry. 2003. V. 64. P. 355-372.

71. Gutell R.R., Larsen N., Woese C.R. Lessons from an evolving rRNA:16S and 23S rRNA structures from a comparative perspective // Microbiological Reviews. 1994. V. 58. P. 10-26.

72. Hales B.A., Edwards C., Ritchie D.A., Hall G, Pickup R.W., Saunders J.R. Isolation and identification of methanogen-specific DNA from blanket bog feat by PCR amplification and sequence analysis //Appl. Environ. Microbiol. 1996. V. 62. P. 668-675.

73. Hall T.A. BioEdit: a user-friendly biological sequence alignment editor and analysis program for Windows 95/98/NT // Nucl. Acids Symp. Ser. 1999. V. 41 P. 95-98.

74. Hallam S.J., Girguis PR., Preston CM., Richardson P.M., DeLong E.F. Identification of methyl-coenzyme M reductase A (mcrA) genes associated with methane-oxidizing archaea //Appl. Environ. Microbiol. 2003. V. 69. P. 5483-5491.

75. Hallam S.J., Putnam N., Preston C.M., Detter J.C., Rokhsar D., Richardson P.M., DeLong E.F. Reverse methanogenesis: testing the hypothesis with environmental genomics // Science. 2004. V. 305. P. 1457-1462.

76. Hattori S., Kamagata Y., Hanada S., Shoun H. Thermacetogenium phaeum gen. nov., sp. nov., a strictly anaerobic, thermophilic, syntrophic acetate-oxidizing bacterium //Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2000. V. 50. P. 1601-1609.

77. Hedderich R., Klimmek O., Kroger A., Dirmeier R., Keller M., Stetter KO. Anaerobic respiration with elemental sulfur and with disulfides // FEMS Microbiol. Rev. 1998. V. 22. P. 353-381.132

78. Hedderich R, Whitman W. Physiology and biochemistry of the methane-producing Archaea // The Prokaryotes. 2006. V. 2. 3rd ed. P. 1050-1079.

79. Heid C.A., Stevens J., Livak K.J., Williams P. Real time quantitative PCR // Genome Res. 1996. V. 6. P. 986-994.

80. Heller C., Hoppert M., Reitner J. Immunological localization of methyl-coenzyme M reductase in anaerobic methane-oxidizing archaea of ANME 1 and ANME 2 type // Geomicrobiol J. 2008. V. 25. P. 149-156.

81. Hoehler T.M, Gunsalus R.P., Mclnerney M.J. Environmental Constraints that Limit Methanogenesis. In: Timmis K.N. (ed) Handbook of hydrocarbon and lipid microbiology. Springer-Verlag, Heidelberg, 2010. P. 635-654.

82. Hoehler T.M. Biogeochemistiy of dihydrogen (H2) // Met. Ions. Biol. Syst. 2005. V. 43. P. 9-48.

83. Hoehler T.M. Biogeochemistry of dihydrogen. In: Metal Ions in Biological Systems: Biogeochemical Cycles of Elements. Sigel A., Sigel I-L, Sigel R.K.O. ' • (eds.). New York: Marcel Dekker. P. 9-48. 2005.

84. Hoehler T.M., Albert D.B., Alperin M.J., Martens C.S. Acetogenesis from C02 in an anoxic marine sediment//Limnol. Oceanogr. 1999. V. 44. P. 662-667.

85. Holland P.M., Abramson R.D., Watson R., Gelfand D.H. Detection of specific polymerase chain reaction product by utilizing the 5' -3' exonuclease activity ofThermus aquaticus DNA polymerase //P. Natl. Acad. Sei. USA. 1991. V. 88. P. 7276-7280.

86. Holler T., Widdel F., Knittel K, Amann R., Kellermann M. Y, Hinrichs K. U., Teske A., Boetius A., Wegener G. Thermophilic anaerobic oxidation of methane by marine microbial consortia//ISME J. 2011. V. 5(12). P. 1946-1956.

87. Holm N.G., Baltschejfsky H. Links between hydrothermal environments, pyrophosphate, Na+, and early evolution // Orig. Life. Evol. Biosph. 2011. V. 41(5). P. 483-493.

88. Hori T., Haruta S., Ueno Y., Ishii M., Igarashi Y. Dynamic transition of a methanogenic population in response to the concentration of volatile fatty acids in a thermophilic anaerobic digester // Appl. Environ. Microbiol. 2006. V. 72. P. 1623-1630.

89. Huber J.A., Batterfield D.A., Baross J.A. Temporal changes in archaeal diversity and chemistry in a mid-ocean ridge subseafloor habitat // Appl. Environ. Microbiol. 2002. V. 68(4). P. 1585-1594.

90. Huber J.A., Mark Welch D.B., Morrison H. G., Huse S.M., Neal P.R., Biitterfield D.A., Sogin M.L. Microbial population structures in the deep marine biosphere // Science. 2007. V. 318(5847). P. 97-100.

91. Janse L, BokJ., Zwart G. A simple remedy against artifactual double bands in denaturing gradient gel electrophoresis // J. Microbiol. Methods. 2004. V. 57(2). P. 279-281.

92. Jeanthon C. Molecular ecology of hydrothermal vent microbial communities // Anton. Leeuwenhoek. 2000. V. 77. P. 117-133.

93. Jeanthon C., Nercessian O., Corre E., Grabowski-Lux A. Hyperthermophilic and methanogenic Archaea in oil fields. In\ Petroleum Microbiology. Ollivier B., Magot M. (eds.), Washington, DC: ASM Press. 2005. P. 55-69.

94. Johnson H.P, Embley R.W. Axial Seamount: An active ridge axis volcano on the central Juan de Fuca Ridge // J. Geophys. Res. 1990. V. 95(B8). P. 1268912696.

95. Kallmeyer J., Boetius A. Effects of temperature and pressure on sulfate reduction and anaerobic oxidation of methane in hydrothermal sediments of Guaymas Basin //Appl. Environ. Microbiol. 2004. V. 70(2). P. 1231-1233.

96. Kanokratana P., Chanapan S., Pootanakit K., Eurwilaichitr L. Diversity and135abundance of Bacteria and Archaea in the Bor Khlueng Hot Spring in Thailand. J. Basic Microbiol. 2004. V. 44(6). P. 430-44.

97. Kappel E.S., Ryan W.B.F. Volcanic episodicity and a non-steady state rift valley along northeast Pacific spreading centers: Evidence from SeaMARC I //

98. J. Geophys. Res. 1986. V. 91. P. 925-940.

99. Karl DM. The Microbiology of Deep-sea Hydrothermal Vents. CRC Press; 1995.

100. Kasting J.F. Earth's early atmosphere // Science. 1993. V. 259. P. 920-926.

101. Kasting J.F., Pavlov A.A., Siefert J.L. A coupled ecosystem-climate model for predicting the methane concentration in the Archean atmosphere // Orig. Life Evol. Biosph. 2001. V. 31. P. 271-285.

102. Kato S., Kobayashi C., Kakegawa T., Yamagishi A. Microbial communities in iron-silica-rich microbial mats at deep-sea hydrothermal fields of the Southern Mariana Trough. Environ. Microbiol. 2009. V. 11. P. 2094-2111.

103. Kemnitz D., Chin K.J., Bodelier P., Conrad R. Community analysis of methanogenic archaea within a riparian flooding gradient // Environ. Microbiol. 2004. V. 6. P. 449^161.

104. Kevbrin V.V., Zavarzin G.A. The effect of sulfur compounds on growth of halophilic homoacetic bacterium Acetohalobium arabaticum // Microbiol (RF). 1992. V. 61. P. 563-567.

105. Kimura H., Sugihara M., Kato K, Hanada S. Selective phylogenetic analysis targeted at 16S rRNA genes of thermophiles and hyperthermophiles in deepsubsurface geothermal environments // Appl. Environ. Microbiol. 2006. V. 72(1). P. 21-27.

106. Klales A., Duncan J., Nett E.J., Kane S.A. Biophysical model of prokaryotic diversity in geothermal hot springs // Phys. Rev. E. Stat. Nonlin. Soft Matter Phys. 2012. V. 85. P. 021911.

107. Knab N.J., Dale A.W., Lettmann K, Fossing Ii., Jorgensen B.B. Thermodynamic and kinetic control on anaerobic oxidation of methane in marine sediments // Geochim. Cosmochim. Acta. 2008. V. 72. P. 3746-3757.

108. Knittel K, Boetias A. Anaerobic oxidation of methane: progress with an unknown process //Annu. Rev. Microbiol. 2009. V. 63. P. 311-334.

109. Knittel K, Lösekann T., Boetias A., Kort R., Amann R. Diversity and distribution of methanotrophic archaea at cold seeps // Appl. Environ. Microbiol. 2005. V. 71(1). P. 467-479.

110. Kotsyurbenko O.R., Glagolev M.V., Nozhevnikova A.N., Conrad R. Competition between homoacetogenic bacteria and methanogenic archaea for hydrogen at low temperature // FEMS Microbiol. Ecol. 2001. V. 38. P. 153— 159.

111. Kruger M., Meyerdierks A., Glockner F.O., Amann R., Widdel F., Kube M., Reinhardt R., KahntJ., Bocher R„ Thauer R.K. A conspicuous nickel protein in microbial mats that oxidize methane anaerobically 11 Nature. 2003. V. 426. P. 878-881.

112. Kubista M., Andrade J.M., Bengtsson M., Forootan A., Jonäk J., Lind K, Sindelka R., Sjöbaek R., Sjögreen B., Strömbom L., Stählberg A., Zoric N. The real-time polymerase chain reaction // Mol. Aspects Med. 2006. V. 27. P. 95125.

113. Kublanov I.V., Perevalova A.A., Slobodkina G.B., Lebedinsky A.V., Bidzhieva137

114. Lane D. 16s/23s rRNA sequencing. In: Stackebrandt E., Goodfellow M. (ed.), Nucleic acid techniques in bacterial systematics. John Wiley & Sons, West Sussex, United Kingdom. 1991. P. 115-175.

115. Lehmann-Richter S., Grosskopf R., Liesack W., Frenzel P., Conrad R. Methanogenic archaea and CCVdependent methanogenesis on washed rice roots // Env. Microbiol. 1999. V. 1. P. 159-166.

116. Lelieveld J., Crutzen P.J., Dentener F.J. Changing concentrations, lifetime and climate forcing of atmospheric methane // Tellus. 1998. V. 50B. P. 128-150.

117. Li W., GodzikA. Cd-hit: a fast program for clustering and comparing large sets of protein or nucleotide sequences // Bioinformatics. 2006. V. 22(13). P. 16581659.

118. Lilley M.D., Butterfield D.A., Olson E.J., Lupton J.E., Macko S.A., McDuff R. E. Anomalous CH4 and NH4 concentrations at an unsedimented mid-ocean-ridge hydrothermal system //Nature. 1993. V. 364. P. 45-47.

119. Lilley M.D., McDuff R.E., Dahm C.N. Ammonium in hydrothermal vent fields //Eos. Trans. AGU. 1987. V. 68. P. 1721.

120. Liu Y Taxonomy of methanogens. In: Timmis K.N. (ed) Handbook ofhydrocarbon and lipid microbiology. Springer-Verlag, Heidelberg. 2010. P.138549.558.

121. Liu Y., Whitman W.B. Metabolic, phylogenetic, and ecological diversity of the methanogenic archaea // Ann. N. Y. Acad. Sei. 2008. V. 1125. P. 171-189.

122. Lloyd KG., Albert D.B., Biddle J.F., Chanton J.P., Pizarro O., Teske A. Spatial Structure and Activity of Sedimentary Microbial Communities Underlying a Beggiatoa spp. Mat in a Gulf of Mexico Hydrocarbon Seep // PLoS ONE. 2010. V. 5(1). P. e8738.

123. Lloyd KG., Alperin M.J., Teske A. Environmental evidence for net methane production and oxidation in putative ANaerobic MEthanotrophic (ANME) archaea//Environ. Microbiol. 2011. V. 13(9). P. 2548-2564.

124. Lloyd KG., Lapham L., Teske A. An anaerobic methane-oxidizing community of ANME-lb archaea in hypersaline Gulf of Mexico sediments // Appl. Environ. Microbiol. 2006. V. 72. P. 7218-7230.

125. Losekann T., Knittel K, Nadalig T., Fuchs B., Niemann H. Diversity and abundance of aerobic and anaerobic methane oxidizers at the Haakon Mosby Mud Volcano, Barents Sea // Appl. Environ. Microbiol. 2007. V. 73. P. 33483362

126. Lovley D.R., Goodwin S. Hydrogen concentrations as an indicator of the terminal electron-accepting reactions in aquatic sediments // Geochim. Cosmochim. Acta. 1988. V. 52. P. 2993-3003.

127. Ludwig W., Strunk O., Westram R., Richter L., Meier H., Yadhukumar., Büchner

128. A., Lai T., Steppi S., Jobb G., Förster W., Brettske I., Gerber S., Ginhart A. W.,

129. Gross O., Grumann S., Hermann S., Jost R., König A., Liss T., Lüssmann R.,

130. May M., Nonhoff B., Reichel B., Strehlow R., Stamatakis A., Stuckmann N.,

131. Vilbig A., Lenke M., Ludwig T., Bode A., Schleifer KH. ARB: a softwareenvironment for sequence data. Nucleic //Acids. Res. 2004. V. 32(4). P. 1363—139

132. Luo H., San Z., Arndt W., Shi J., Friedman R., Tang J. Gene order phylogeny and the evolution of methanogens // PLoS One. 2009. V. 4(6) P. e6069.

133. Lupton J.E., Delaney J.R., Johnson H.P., Tivey M.K. Entrainment and vertical transport of deep- ocean water by buoyant hydrothermal plumes // Nature. 1985. V. 316. P. 621-623.

134. Luton P.E., Wayne J.M., Sharp R.J., Riley P. W. The mcrA gene as an alternative to 16S rRNA in the phylogenetic analysis of methanogen populations in landfill //Microbiology. 2002. V. 148. P. 3521-3530.

135. Magot M., Ollivier B., Patel B.K.C. Microbiology of petroleum reservoirs // Anton Leeuwenhoek. 2000. V. 77. P. 103-116.

136. Martens C.S., Bemer R.A. Methane production in the interstitial waters of sulfate-depleted marine sediments // Science. 1974. V. 185. P. 1167-1169.140

137. Martin W., Baross J., Kelley D., Russell M.J. Hydrothermal vents and the origin of life//Nat. Rev. Microbiol. 2008. V. 6(11). P. 805-14.

138. Martin W.F. Early evolution without a tree of life // Biol. Direct. 2011. V. 30 P. 36.

139. Martinez F., Fryer P., Becker N. Geophysical characteristics of the southern Mariana Trough, 11°500N 13°400N II J. Geophys. Res. 2000. V. 105. 591 -607.

140. Massoth G.J., Butterfield D.A., Lupton J.E., McDuff R.E., Lilley M.D., Jonasson I.R. Submarine venting of phase-separated hydrothermal fluids at Axial Volcano, Juan de Fuca Ridge // Nature. 1989. V. 340 P. 702 705.

141. Matte-Tailliez O., Brochier C., Forterre P., Philippe H. Archaeal phylogeny based on ribosomal proteins. Mol. Biol. Evol. 2002. V. 19(5). P. 631-639.

142. Mayr S., Latkoczy C., Kruger M., Gunther D., Shima S., Thauer R.K., Widdel F., Jaun B. Structure of an F430 variant from archaea associated with anaerobic oxidation of methane. J.Am. Chem. Soc. 2008. V. 130. P. 10758-10767.

143. McDuff R.E., Lapron J.E., Kadko D., Lilley M.D. Chemistry of hydrothermal fluids, Endeavour Ridge, northeast Pacific // Eos. Trans. AGU. 1984. V. 65. P. 975.

144. McGenity T.J., Gemmell R. T., Grant W.D., Stan-Lotter H. Origins of halophilic microorganisms in ancient salt deposits // Environ. Microbiol. 2000. V. 2(3) P. 243-250.

145. Mehta M.P., Baross J.A. Nitrogen fixation at 92 degrees C by a hydrothermal vent archaeon// Science. 2006. V. 314. P. 1783-1786.

146. MerkelA.Y., Huber J.A., Chernyh N.A., Bonch-Osmolovskaya E.A., Lebedinsky

147. A. V. Detection of putatively thermophilic anaerobic methanotrophs in diffusehydrothermal vent fluids //Appl. Environ. Microbiol. 2013. V. 79(3). P. 915141

148. Meyerdierks A., Kube M., Kostadinov L, Teeling H., Glöckner F.O., Reinhardt R., Amann R. Metagenome and mRNA expression analyses of anaerobic methanotrophic archaea of the ANME-1 group // Environ. Microbiol. 2010. V. 12(2). P. 422-439.

149. Miroshnichenko M.L. Thermophilic microbial communities of deep-sea hydrothermal vents //Microbiology. 2004. V. 73. P. 1-13.

150. Miroshnichenko M.L., Bonch-Osmolovskaya E.A. Recent developments in the thermophilic microbiology of deep-sea hydrothermal vents // Extremophiles. 2006. V. 10. P. 85-96.

151. Mochimaru H., Yoshioka H., Tamaki H, Nakamura K., Kaneko N., Sakata S. Microbial diversity and methanogenic potential in a high temperature natural gas field in Japan // Extremophiles. 2007. V. 11. P. 453-461.

152. Moran J.J., Beal E.J., Vrentas J.M., Orphan V.J., Freeman K.H., House C.H. Methyl sulfides as intermediates in the anaerobic oxidation of methane // Environ. Microbiol. 2008. V. 10. P. 162-173.

153. Moré M.L, Herrick J.B., Silva M.C., Ghiorse W.C., Madsen E.L. Quantitative142cell lysis of indigenous microorganisms and rapid extraction of microbial DNA from sediment //Appl. Environ. Microbiol. 1994. V. 60(5). P. 1572-1580.

154. Mulkidjanian A.Y., Bychkov A.Y., Dibrova D.V., Galperin M.Y., Koonin E.V. Origin of first cells at terrestrial, anoxic geothermal fields // Proc. Natl. Acad. Sei. U S A. 2012. V. 109(14). P. E821-E830.

155. Myers R.M., Fischer S.G., Lerman L.S., Maniatis T. Nearly all single base substitutions in DNA fragments joined to a GC-clamp can be detected by denaturing gradient gel electrophoresis // Nucleic Acids Res. 1985. V. 13. P. 3131-3145

156. Nakagawa S., Takai K. The isolation of thermophiles from deep-sea hydrothermal environments // Methods In Microbiology. 2006. V. 35. P. 55-91.

157. Nakamura K., et al. Liquid and emulsified sulfur in submarine solfatara fields of two northern Mariana arc volcanoes // Eos. Trans. AGU. 2006. V. 87(52). V23B-0608.

158. Narihiro T., Sekiguchi Y. Oligonucleotide primers, probes and molecular methods for the environmental monitoring of methanogenic archaea // Microb. Biotechnol. 2011. V. 4(5). P. 585-602.

159. Nauhaus K., Albrecht M., Elvert M., Boetius A., Widdel F. In vitro cell growth of marine archaeal-bacterial consortia during anaerobic oxidation of methane with sulfate // Environ. Microbiol. 2007. V. 9(1). P. 187-196.

160. Nauhaus K., Boetius A., Kruger M., Widdel F. In vitro demonstration of anaerobic oxidation of methane coupled to sulphate reduction in sediment from a marine gas hydrate area // Environ. Microbiol. 2002. V. 4. P. 296-305.

161. Nauhaus K., Treude T., Boetius A., Kruger M. Environmental regulation of theanaerobic oxidation of methane: a comparison of ANME-I and ANME-II143communities //Environ. Microbiol. 2005. V. 7. P. 98-106.

162. Neretin L.N., Schippers A., Pemthaler A., Hamann K., Amann R., Jorgensen B.B. Quantification of dissimilatory (bi)sulphite reductase gene expression in Desulfobacterium autotrophicum using real time PCR // Environ. Microbiol. 2003. V. 5. P. 660-671.

163. Neu T.R., Kuhlicke U., Lawrence J.R. Assessment of fluorochromes for two-photon laser scanning microscopy of biofilms // Appl. Environ. Microbiol. 2002. 68. P. 901-909.

164. Niemann H., Losekann T., DeBeer D., Elvert M., Nadalig T. Novel microbial communities of the Haakon Mosby mud volcano and their role as a methane sink//Nature. 2006. V. 443. P. 854-858.

165. Nomura M, Mizushima S., Ozaki M, Traub P., Lowry P.E. Structure and function of ribosomes and their molecular components // Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol. 1969. V. 34. P. 49-61.

166. Nunoura T., Oida H., Miyazaki J., Miyashita A., Imachi H., Takai K. Quantification of mcrA by fluorescent PCR in methanogenic and methanotrophic microbial communities. FEMS Microbiol. Ecol. 2008. V. 64. P. 240-247.

167. Nunoura T., Oida H., Toki T., Ashi J., Takai K., Horikoshi K. Quantification of mcrA by quantitative fluorescent PCR in sediments from methane seep of the Nankai Trough. FEMS Microbiol. Ecol. 2006. V. 57. P. 149-157.

168. Ollivier В., Cayol J.L. The fermentative, iron-reducing, and nitrate-reducing microorganisms. In Petroleum Microbiology. Ollivier В., Magot M. (eds.). Washington, DC P. ASM Press, 2005. P. 71-88.

169. Ollivier В., Cayol J.-L. Thermophilic methanoarchaea inhabiting hot ecosystems. In Handbook of Hydrocarbon Microbiology: Microbial Interactions with Hydrocarbons, Oils, Fats and Related Hydrophobic Substrates and Products, Springer Verlag. 2010.

170. Olsen G.J., Lane D.J., Giovannoni S.J., Pace N.R., Stahl D.A. Microbial ecology and evolution: a ribosomal RNA approach // Annual Reviews

171. Microbiology. 1986. V. 40. P. 337-365.

172. Olsen R.A., Bakken L.R. Viability of soil bacteria: optimization of plate-counting technique and comparison between total counts and plate counts within different size groups // Microb. Ecol. 1987. V. 13. P. 59-74.

173. Opatkiewicz A.D., Butterfield D.A., Baross J.A. Individual hydrothermal vents at Axial Seamount harbor distinct subseafloor microbial communities // FEMS Microbiology Ecology. 2009. V. 70. P. 413-424.

174. Orphan V.J., House C.H., Hinrichs K.U., McKeegan K.D., DeLong E.F. Methane-consuming archaea revealed by directly coupled isotopic and phylogenetic analysis. Science. 2001. V. 293(5529). P. 484-487.

175. Pace N.R. Origin of life facing up to the physical setting // Cell. 1991. V. 65. P. 531-533.

176. Pavlov A.A., Hürtgen M.T., Kasting J.F., Arthur M.A. Methane-rich Proterozoic atmosphere? // Geology. 2003. V. 31. P. 87-90.

177. Pepper C.B., Monbouquette H.G. Issues in the culture of the extremely thermophilic methanogen, Methanothermus fervidus // Biotechnol. Bioeng. 1993. V. 41(10). P. 970-978.

178. Polz M.F., Cavanaugh C.M. Bias in template-to-product ratios in multitemplate PCR. Appl. Environ. Microb. 1998. V. 64. P. 3724-3730.

179. Prieur D. Hydrothermal Vents: Prokaryotes in Deep-Sea Hydrothermal Vents // Encyclopedia of Environmental Microbiology / New York: Wiley. 2002. P. 1617-1628.

180. Pruesse E„ Quasi C., Knitiel K., Fuchs B., Ludwig W, Peplies J. SILVA: a comprehensive online resource for quality checked and aligned ribosomal RNA sequence data compatible with ARB // Nucleic Acids Res. 2007. V. 35. R 7188-7196.

181. Rebrikov D. V., Trofunov D. Y. Real-Time PCR: A Review of Approaches to Data Analysis //Applied Biochemistry and Microbiology. 2006. V. 42. P. 455-463.

182. Reeburgh W.S. A major sink and flux control for methane in marine sediments: anaerobic consumption. In Dynamic Environment of the Ocean Floor. K Fanning and FT Mannheim (eds.). Lexington, MA: Heath, P. 203-217. 1982.

183. Reeburgh W.S. Oceanic methane biogeochemistry // Chemical Reviews. 2007. V. 107. P. 486-513.

184. Reysenbach A.-L. Molecular constraints on a high-temperature evolution of early life //Biol. Bull. 1999. V. 196. P. 367-372.

185. Reysenbach A.L., Banta A.B., Boone D.R., Cary S.C., Luther G.W. Microbial essentials at hydrothermal vents //Nature. 2000. V. 404. P. 835-845.

186. Reysenbach A.L., Cady S.L. Microbiology of ancient and modern hydrothermal systems // Trends Microbiol. 2001. V. 9(2). P. 79-86.

187. Reysenbach A.L., Giver L.J., Wickman G.S., Pace N.R. Differential amplification of rRNA genes by polymerase chain reaction // Appl. Environ. Microb. 1992. V. 58. P. 3417-3418.

188. Reysenbach A.-L., Liu Y., Banta A.B., Beveridge T.J., Kirshtein J.D., Schonten S., Tivey M.K., Von Damm K.L., Voytek M.A. A ubiquitous thermoacidophilic archaeon from deep-sea hydrothermal vents // Nature. 2006. V. 442. P. 444447.

189. Robigou V., Delaney J.R., McDuff R.E. High precision, high resolution map of a vigorous hydrothermal vent field // Eos. Trans. AGU. 1990. V. 71. P. 1610.

190. Rona P.A., Trivett D.A. Discrete and diffuse heat transfer at ASHES vent field, Earth Planet// Sei. Lett. 1992. V. 109. P. 57-71.

191. Roussel E.G., Bonavita M.A., Querellou J., Cragg B.A., Webster G., Prieur D.,

192. Parkes R.J. Extending the sub-sea-floor biosphere // Science. 2008. V.146320(5879). P. 1046.

193. Saiki R.K. The design and optimization of the PCR. In PCR Technology: Principles and Applications for DNA Amplification (H.A. Erlich, ed.) P. 7-16. Stockton Press, New York. 1989.

194. Sandbeck K.A., Ward DM. Fate of immediate methane precursors in low-sulfate, hot-spring algal-bacterial mats // Appl. Environ. Microbiol. 1981. V. 41(3). P. 775-782.

195. Sawayama S., Tada C., Tsukahara K., Yagishita T. Effect of ammonium addition on methanogenic community in a fluidized bed anaerobic digestion // J. Biosci, Bioeng. 2004. V. 97. P. 65-70.

196. Sawayama S., Tsukahara K., Yagishita T. Phylogenetic description of immobilized methanogenic community using real-time PCR in a fixed-bed anaerobic digester//Bioresour. Technol. 2006. V. 97 P. 69-76.

197. Say eh R., Birrien J.L., Alain K., Barbier G., Hamdi M., Prieur D. Microbial diversity in Tunisian geothermal springs as detected by molecular and culture-based approaches // Extremophiles. 2010. V. 14(6). P. 501-514.

198. Scheller S., Goenrich M., Boecher R., Thauer R.K., Jaun B. The key nickel enzyme of methanogenesis catalyses the anaerobic oxidation of methane // Nature. 2010. V. 465. P. 606-608.

199. Schleper C., Jurgens G., Jonuscheit M. Genomic studies of uncultivated archaea // Nat. Rev. Microbiol. 2005. V. 3(6). P. 479-488.

200. Schouten S., Wakeham S.G., Hopmans E.C., Sinninghe Damste J.S. Biogeochemical evidence that thermophilic archaea mediate the anaerobic oxidation of methane 11 Appl. Environ. Microbiol. 2003. V. 69(3). P. 16801686.

201. Schultz A., Delaney J.R., McDuffR.E. On the partitioning of heat flux between diffuse and point source seafloor venting // J. Geophys. Res. 1992. V. 97. P. 12299-12315.

202. Searle R. Tectonic pattern of the Azores spreading centre and triple junction // Earth Planet. Sci. Lett. 1980. V. 51. P. 415-434.

203. Shigematsu T., Tang Y.Q., Kawaguchi H., Ninomiya K., Kijima J., Kobayashi T., Effect of dilution rate on structure of a mesophilic acetate-degrading methanogenic community during continuous cultivation // J. Biosci. Bioeng. 2003. V. 96. P. 547-558.

204. Shima S., Krueger M., Weinert T., Demmer U., Kahnt J., Thauer R.K., Ermler U. Structure of a methyl-coenzyme M reductase from Black Sea mats that oxidize methane anaerobically //Nature. 2012. V. 481(7379). P. 98-101.

205. Shima S., Thauer R.K Methyl-coenzyme M reductase and the anaerobic oxidation of methane in methanotrophic Archaea // Curr. Opin. Microbiol. 2005. V. 8(6). P. 643-648.

206. Shock E.L. Hydrothermal systems as environments for the emergence of life // Ciba. Found. Symp. 1996. V. 202. P. 40-52.

207. Simoncini E., Russell M.J., Kleidon A. Modeling free energy availability from Hadean hydrothermal systems to the first metabolism // Orig. Life Evol. Biosph. 2011. V. 41(6). P. 529-32.

208. Skillman L.C., Evans P.N., Naylor G.E., Morvan B., Jarvis G.N., Joblin K.N.16S ribosomal DNA-directed PCR primers for ruminal methanogens and148identification of methanogens colonising young lambs // Anaerobe. 2004. V. 10. P. 277-285.

209. Skyes P.J., Neoh S.H., Brisco M.J., Hughes E., Condon J., Morley A.A. Quantitation of targets for PCR by use of limiting dilutions // BioTechniques. 1992. V. 13. P. 444-449.

210. Sleep N.H., Bird D.K., Pope E.C. Serpentinite and the dawn of life. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. 2011. V. 366(1580). P. 2857-69.

211. Smith C.J., Nedwell D.B., Dong L.E, Osborn A.M. Evaluation of quantitative polymerase chain reaction-based approaches for determining gene copy and gene transcript numbers in environmental samples // Environ. Microbiol. 2006. V. 8(5). P. 804-815.

212. Smith C.J., Osborn A.M. Advantages and limitations of quantitative PCR (Q-PCR)-based approaches in microbial ecology. FEMS Microbiol. Ecol. 2009. V. 67(1). P. 6-20.

213. Smith J. V. The first 800 million years of the Earth's history // Philos. Trans. R. Soc. Lond. 1981. V. 301 A. P. 401-422.

214. Smith M.O., Delaney J.R. Variability of emitted radiation from two hydrothermal vents // Eos. Trans. AGU. 1989. V. 70. P. 1161.

215. Sorensen A.H., Ahring B.K. An improved enzyme-linked immunosorbent assay for whole-cell determination of methanogens in samples from anaerobic reactors //Appl. Environ. Microbiol. 1997. V. 63. P. 2001-2006.

216. Sowers K.R. Methanogenesis. In: Schaechter, Lederberg, Alexander, Haselkorn, Ingraham, Baross, Schmidt, Laskin, Hopwood, Summers, Baulcombe, Levin, White, Fierer, Baldauf (eds.), Encylopedia of Microbiology, 3rd edition. Elsevier, Inc. 2009.

217. Spiegelman D., Whissell G., Greer C.W. A survey of the methods for the characterization of microbial consortia and communities // Can. Journal Microbiology. 2005. V. 51. P. 355-386.

218. Springer E., Sachs M.S., Woese C.R., Boone D.R. Partial gene sequences for the

219. A subunit of methyl-coenzyme M reductase (mcrl) as a phylogenetic tool for149the family Methanosarcinaceae // Int. J. Syst. Bacteriol. 1995. V. 45(3). P. 5549.

220. Stackebrandt E., and Woese C. The evolution of prokaryotes. // In Molecular and cellular aspects of microbial evolution. Carlise M.J., Collins J.R., and Moseley B.E.B. (eds). Cambridge: Cambridge University press 1-31. 1981.

221. Stahl D.A., Amann R. Development and application of nucleic acid probes in bacterial systematic, p 205-248. In Stackebrandt E, Goodfellow M (ed), Nucleic acid techniques in bacterial systematics, John Wiley and Sons Ltd, Chichester. 1991.

222. Steele L.P., Fraser P.J., Rasmussen R.A., Khalil M.A.K., Conway T.J., Crawford A.J., Gammon R.H., Masarie K.A., Thoning K.W. The global distribution of methane in the troposphere // Journal of Atmospheric Chemistry. 1987. V. 5. P. 125-171.

223. Steigmiller S., Turina P., Graber P. The thermodynamic H+/ATP ratios of the H+-ATPsynthases from chloroplasts and Escherichia coli // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2008. V. 105. P. 3745-3750.

224. Steinberg L.M., Regan J.M. mcrA-targeted real-time quantitative PCR method to examine methanogen communities //Appl. Environ. Microbiol. 2009. V. 75. P. 4435-4442.

225. Steinberg L.M., Regan J.M. Phylogenetic comparison of the methanogenic communities from an acidic, oligotrophic fen and an anaerobic digester treating municipal wastewater sludge //Appl. Environ. Microbiol. 2008. V. 74. P. 66636671.

226. Strapoc D., Picardal F.W., Turich C., Schaperdoth I., Macalady J.L., Lipp J.S. Methane-producing microbial community in a coal bed of the Illinois Basin // Appl. Environ. Microbiol. 2008. V. 74. P. 2424-2432.

227. Strous M, Jetten MS. Anaerobic oxidation of methane and ammonium // Annu. Rev. Microbiol. 2004. V. 58. P. 99-117.

228. Suzuki M.T., Giovannoni S.J. Bias caused by template annealing in the amplification of mixtures of 16S rRNA genes by PCR // Appl. Environ.

229. Microb. 1996. V. 62. P. 625-630.

230. Takai K., Nakamura K. Archaeal diversity and community development in deep-sea hydrothermal vents // Curr. Opin. Microbiol. 2011. V. 14(3). P. 282291.

231. Tang Y.Q., Shigematsu T., Morimura S., Kida K. Microbial community analysis of mesophilic anaerobic protein degradation process using bovine serum albumin (BSA)-fed continuous cultivation // J. Biosci. Bioeng. 2005. V. 99. P. 150-164.

232. Thauer R.K. Anaerobic oxidation of methane with sulfate: on the reversibility of the reactions that are catalyzed by enzymes also involved in methanogenesis from C02 // Curr. Opin. Microbiol. 2011. V. 14(3). P. 292-299.

233. Thauer R.K. Biochemistry of methanogenesis: a tribute to Marjory Stephenson //Microbiology. 1998. V. 144. P. 2377-2406.

234. Thauer R.K., Jungermann K, Decker K. Energy-conservation in chemotropic anaerobic bacteria // Bacteriol. Rev. 1977. V. 41. P. 100-180.

235. Thauer R.K., Kaster A.K., Goenrich M., Schick M., Hiromoto T., Shima S.151

236. Hydrogenases from methanogenic archaea, nickel, a novel cofactor, and H2 storage//Annu. Rev. Biochem. 2010. V. 79. P. 507-536.

237. Thauer R.K., Shima S. Methane as fuel for anaerobic microorganisms // Ann. N.Y.Acad. Sci. 2008. V. 1125. P. 158-170.

238. Thauer R.K., Shima S. Methyl-Coenzyme M Reductase in Methanogens and Methanotrophs, in Archaea: Evolution, Physiology, and Molecular Biology (eds R. A. Garrett and H.-P. Klenk), Blackwell Publishing Ltd, Maiden, MA, USA. 2007.

239. Thomson R.E., Delaney JR., McDuff R.E., Janecky D.R., McClain J.S., Physical characteristics of the Endeavour Ridge hydrothermal plume during July 1988//Earth and Planet. Sci. Lett., 1992. V. 111. P. 141-154.

240. Tivey M.A., Johnson H.P. The central anomaly magnetic high: Implications for ocean crest construction and evolution // J. Geophys. Res. 1987. V. 92. P. 12685-12694.

241. Tivey M.K., Delaney J.R. Growth of large sulfide structures on the Endeavour Segment of the Juan de Fuca Ridge // Earth Planet. Sci. Lett. 1986. V. 77. P. 303-317.

242. Treude T., Boetius A., Knittel K, Wallmann K, Jorgensen B.B. Anaerobic oxidation of methane above gas hydrates at Hydrate Ridge, NE Pacific Ocean // Mar. Ecol. Prog. Ser. 2003. V. 264. P. 1-14.

243. Treude T„ Orphan V., Knittel K, Gieseke A., House C.H., Boetius A. Consumption of methane and C02 by methanotrophic microbial mats from gas seeps of the anoxic Black Sea // Appl. Environ. Microbiol. 2007. V. 73(7). P. 2271-2283.

244. Tsai Y.L., Olson B.H. Rapid method for direct extraction of DNA from soil and sediments //Appl. Environ. Microbiol. 1991. V. 57(7). P. 1070-1074.152

245. Tung H.C., Bramall N.E., Price P.B. Microbial origin of excess methane in glacial ice and implications for life on Mars // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.2005. V. 102. P. 18292-18296.

246. Tyler P.A., German C.R., Ramirez-Llodra E., Van Dover C.L. Understanding the biogeography of chemosynthetic ecosystems // Oceanol. Acta. 2003. V. 25. P. 227-241.

247. Ueno Y., Yamada K., Yoshida N., Maruyama S., Isozaki Y. Evidence from fluid inclusions for microbial methanogenesis in the early Archaean era // Nature.2006. 440. P. 516-519.

248. Valentine D.L. Biogeochemistry and microbial ecology of methane oxidation in anoxic environments: a review // Antonie Van Leeuwenhoek. 2002. V. 81. P. 271-282.

249. Van de Peer Y., Chapelle S., Wachter R.D. A quantitative map of nucleotide substitution rates in bacterial rRNA//Nucleic Acids Research. 1996. V. 24. P. 3381-3391.

250. Veirs S.R., McDuff R.E., Stahr F.R. Magnitude and variance of near-bottom horizontal heat flux at the Main Endeavour hydrothermal vent field // Geochem. Geophys. Geosyst. 2006. V.7 P. Q02004.

251. Visser F.A., van Lier J.B., Macario A.J.L., de Macario E.C. Diversity and population dynamics of methanogenic bacteria in a granular consortium // Appl. Environ. Microbiol. 1991. V. 57. P. 1728-1734.

252. Von Damm K.L. Controls on the chemistry and temporal variability of seafloor hydrothermal fluids. In Seafloor Hydrothermal Systems: Physical, Chemical, Biological and Geological Interactions (Humphris, S. et al., eds). 1995.

253. Von Damm K.L., Bischoff J.L., Chemistry of hydrothermal solutions from the Southern Juan de Fuca Ridge //J. Geophys. Res. 1988. V. 92. P. 4551-4561.

254. Wada A., Suyama A. Local stability of DNA and RNA secondary structure and its relation to biological functions // Prog. Biophys. Mol. Biol. 1986. V. 47(2). P. 113-157.

255. Wahlen M. The global methane cycle // Annual Review of Earth and Planetary Sciences. 1993. V. 21. P. 407-426.

256. Wang G.Z., Spivack A.J., D'Hondt S. Gibbs energies of reaction and microbial mutualism in anaerobic deep subseafloor sediments of ODP Site 1226 // Geochim Cosmochim Acta. 2010. V. 74. P. 3938-3947.

257. WangJ.S., Logan J.A., McElroy M.B., Duncan B.N., Megretskaia I.A., Yantosca R.M. A 3-D model analysis of the slowdown and interannual variability in the methane growth rate from 1988 to 1997 // Global Biogeochem Cycles. 2004. V. 18. P.GB3011.

258. Wankel S.D., Germanovich L.N., Lilley M.D., Gene G., DiPema C.J., Bradley154

259. A.S., Olson E.J., Girguis PR. Influence of subsurface biosphere on geochemical fluxes from diffuse hydrothermal fluids // Nature Geoscience. 2011. V. 4. P. 461-468.

260. Ward D.M., Olson G.J. Terminal processes in the anaerobic degradation of an algal-bacterial mat in a high-sulfate hot spring // Appl. Environ. Microbiol. 1980. V. 40(1). P. 67-74.

261. Weijers J.W.H., Schouten S., van der Linden M., van Geel B., Damste J.S.S. Water table related variations in the abundance of intact archaeal membrane lipids in a Swedish peat bog // FEMS Microbiol. Lett. 2004. V. 239. P. 51-56.

262. Weizhong L., Jaroszewski L., Godzik A. Clustering of highly homologous sequences to reduce the size of large protein database // Bioinformatics. 2001. V. 17(3). P. 282-283.

263. Welander P.V., MetcalfW.W. Loss of the mtr operon in Methanosarcina blocks growth on methanol, but not methanogenesis, and reveals an unknown methanogenic pathway // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2005. V. 102. P. 1066410669.

264. Welander P.V., Metcalf WW Mutagenesis of the CI oxidation pathway in Methanosarcina barkeri: new insights into the Mtr/Mer bypass pathway // J. Bacteriol. 2008. V. 190. P. 1928-1936.

265. Westerholm M., Roos S„ Schniirer A. Syntrophaceticus schinkii gen. nov., sp. nov., an anaerobic, syntrophic acetate-oxidizing bacterium isolated from a mesophilic anaerobic filter // FEMS Microbiol. Lett. 2010. V. 309(1). P. 100104.

266. White D.E. Thermal waters of volcanic origin // Bulletin of the Geological Society of America. 1957. V. 68. P. 1637-1658.

267. Whitman W., Bowen T., Boone D. The methanogenic bacteria. In The Prokaryotes, 3rd edn. M Dworkin, S Falkow, E Rosenberg, K-H Schleifer, E Stackebrandt (eds.) New York: Springer-Verlag, P. 165-207. 2006.

268. Wilhelms A., Larter S.R., Head I., Farrimond P., di-Primio R., Zwach C.

269. Biodégradation of oil in uplifted basins prevented by deep-burial sterilization //155

270. Nature. 2001. V. 411. P. 1034-1037.

271. Wittwer C.T., Herrmann M.G., Moss A.A., Rasmussen R.P. Continuous fluorescence monitoring of rapid cycle DNA amplification // BioTechniques, 1997. V. 22. P. 130-138.

272. Woese C.R. et al. Towards a natural system of organisms: proposal for the domains Archaea, Bacteria and Eucarya // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1990. V. 87. P. 4576^579.

273. Woese C.R., Achenbach L., Rouviere P., Mandelco L. Archaeal phylogeny: reexamination of the phylogenetic position of Archaeoglobus fulgidus in light of certain composition-induced artifacts // Syst. Appl. Microbiol. 1991. V. 14(4). P. 364-371.

274. Wolfe R.S. Microbial formation of methane // Adv. Microb. Phys. 1971. V. 6. P.107-146.

275. Wolin E.A., Wolin M.J., Wolfe R.S. Formation of methane by bacterial extracts //J. Biol. Chem. 1963. V. 238. P. 2882-2886.

276. Wright A.D.G., Pimm C. Improved strategy for presumptive identification of methanogens using 16S riboprinting // J. Microbiol. Methods. 2003. V. 55. P. 337-349.

277. Wuebbles D.J., Hayhoe K. Atmospheric methane and global change // Earth-Science Reviews. 2002. V. 57. P. 177-210.

278. Xiang C.C., Brownstein M.J. Fabrication of cDNA microarrays // Methods Mol. Biol. 2003. V. 224. P. 1-7.

279. Yakimov M.M., Giuliano L., Cappello S., Denaro R., Golyshin P.N. Microbial community of a hydrothermal mud vent underneath the deep-sea anoxic brine lake Urania (eastern Mediterranean) // Orig. Life. Evol. Biosph. 2007. V. 37(2). P. 177-188.

280. Yu Y., Kim J., Hwang S. Use of real-time PCR for group-specific quantification of aceticlastic methanogens in anaerobic processes: population dynamics and community structures //Biotechnol. Bioeng. 2006. V. 93. P. 424-433.

281. Yu Y, Lee C., Kim J., Hwang S. Group-specific primer and probe sets to detect156methanogenic communities using quantitative real-time polymerase chain reaction // Biotechnol. Bioeng. 2005. V. 89. P. 670-679.

282. Zehnder A.J.B., Brock T.D. Methane formation and methane oxidation by methanogenic bacteria // J. Bacteriol. 1979. V. 137. P. 420^32.

283. Zhang G.S., Tian J.Q., Jiang N. Guo X.P., Wang Y.F., Dong X.Z. Methanogen community in Zoige wetland of Tibetan plateau and phenotypic characterization of a dominant uncultured methanogen cluster ZC-I // Environ. Microbiol. 2008. V. 10. P. 1850-1860.

284. Геологический словарь. Под редакцией К. Н. Паффенгольца и др. М.: Недра. 1978. 486 с.

285. Заварзин Г.А. Бактерии и состав атмосферы. М.: Наука. 1984. 199 с.

286. Карпов Г.А. В кальдере вулкана. М.: Наука. 1980. 96 с.

287. Кононов В.И., Зверев С.М., Поляк Б.Г. Исландия и срединно-океанич. хребет (глубинное строение, сейсмичность, геотермия). М.:Наука, 1977. 195 с.

288. Короновский Н.В., Якушова А.Ф. Основы геологии. М.: Высшая школа. 1991.420 с.

289. Леин А.Ю., Москалёв Л.И., Богданов Ю.А., Сагалевич A.M.157

290. Гидротермальные системы океана и жизнь //Природа. 2000. V. 5. Р. 47-55.

291. Маниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. Молекулярное клонирование: методы генетической инженерии. Пер. с англ. М.: Мир. 1984. 479 с.

292. Ножевникова А.Н., Ягодина Т.Г. Термофильные ацетатные метанообразующие бактерии //Микробиология. 1982. Т. 51. С. 642-643.

293. Пиневич A.B. Микробиология. Биология прокариотов. Изд. С.-Петербургского университета. 2007. 331 с.

294. Семенов В. В краю горячих источников. Дальневосточное книжное издательство, Камчатское отделение. 1988. 144 с.У