Пространственная организация нативных гистоновых комплексов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Драган, Анатолий Иванович

• Драган, Анатолий Иванович
• кандидат биологических наук
• 1984

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Драган, Анатолий Иванович

ВВЕДЕНИЕ

I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Глава I. СТРУКТУРА ХРОМАТИНА

1.1. Нуоеосомный уровень организации хроматина

1.2. Наднуклеосомные уровни организации хроматина

Глава 2. СТРУКТУРА НУКЛЕОСОМЫ.

2.1. Особенности гистон - гистоновых и гистон - ДНК взаимодействий в составе нуклеосомы.

2.2. Динамика структуры нуклеосомы

2.2.1. Действие мочевины на структуру нуклеосомы

2.2.2. Влияние температуры на структуру нуклеосомы

2.2.3. Влияние ионной силы и рН среды на структуру нуклеосомы

Глава 3• ГИСТОНЫ ••••••»••«.*.».•.«.

3.1. Общая физико-химическая характеристика гистонов

Н2А, Н2В, НЗ и Н4.

3.2. Структура и свойства тетрамера гистонов

H3-H4)2.

3.3. Структура и свойства димера гистонов Н2А-Н2В

3.4. Структура октамера гистонов (НЗ-Н4~Н2А-Н2В) в растворе

П. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ.

Глава МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

4.1. Определение степени очистки препаратов гистонов от примесей негистоновых белков

4.2. Измерение квантового выхода флуоресценции

4.3. Измерение анизотропии флуоресценции

4.4. Определение cL -спиральности гистонов

4.4.1. Расчет cL «спиральности гистонов методом регистрации спектров кругового дихроизма

4.4.2. Определение cL-спиральности гистонов по гипохромному эффекту

4.5. Регистрация спектров поглощения тирозинового хромофора. Сольвентно-пертурбационная дифференциальная спектрофотометрия /СПДС/

4.6. Тушение собственной флуоресценции гистонов

4.7. Определение длины волны максимума спектров флуоресценции тирозина в растворе и в составе белков.

4.8. Измерение сдвигов спектров флуоресценции тирозинового хромофора. Параметр В.

4.9. Установка для изучения люминесценции растворов биологических объектов

4.9.1, Технические характеристики установки

Глава 5. ОСОБЕННОСТИ ФЛУОРЕСЦЕНЦИИ И ПОГЛОЩЕНИЯ

ТИРОЗИНОВОГО ХРОМОФОРА В МОДЕЛЬНЫХ СИСТЕМАХ И В СОСТАВЕ БЕЛКОВ.

5.1. Длинноволновой сдвиг спектров флуоресценции тирозина в растворах полиэтиленгликола и мочевины.*.

5.2. Изменение положения максимума спектров тирозиновой флуоресценции панкреатической рибонук« леазы (РНКаза А) и димера гистонов (Н2А-Н2В) при денатурации

Глава б. ПРОСТРАНСТВЕННАЯ ОРГАНИЗАЦИЯ ДИМЕРА

ГИСТОНОВ (Н2А-Н2В)

6.1. Влияние ионной силы среды на конформацию димера гистонов (Н2А-Н2В)

6.2. Послойное (зональное) расположение тирозилов в составе димера гистонов (Н2А-Н2В)

Глава 7. ПРОСТРАНСТВЕННАЯ ОРГАНИЗАЦИЯ ТЕТРАМЕРА

ГИСТОНОВ (Н3-Н4)

Глава 8. ПРОСТРАНСТВЕННАЯ ОРГАНИЗАЦИЯ ОКТАМЕРА

ГИСТОНОВ (Н2А~Н2В-НЗ~Н4)

8.1, Структурная организация октамера гистонов в растворах с различной ионной силой

8.2. Анализ механизма зависимой от концентрации /\laCt ассоциации димеров (Н2А-Н2В) и тетра-мера (Н3-Н4)2 в октамер гистонов (Н2А-Н2В)-(НЗ«Н4) 2~(Н2А«Н2В).

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Пространственная организация нативных гистоновых комплексов»

Одним из актуальных вопросов современной биохимии является вопрос о том, какие молекулярные механизмы лежат в основе структурных перестроек хроматина, происходящих при изменении транскрипционной активности генов. Активный и неактивный хроматин содержит ДНК, ассоциированную с гистонами, однако между этими типами хроматина имеются определенные структурные отличия. Одной из причин этого явления могут служить различия в пространственной организации гистоновых комплексов, входящих в состав нуклео-сом хроматина.

Хроматиновая нить, характерная для любых последовательностей ДНК, состоит из цепи повторяющихся субединиц - нуклеосом, состоящих из фрагмента ДНК длиной 200 пар оснований, накрученного на октамер гистонов (Н2А - Н2В - НЗ - Н4)2, и гистона HI /90, 91/. Эта хроматиновая нить может организовываться в структуры высшего порядка, кульминацией которых является метафазная хромосома. В настоящее время выделяют три основных уровня структурной организации хромосом: нуклеосомный, соленоидный или супер-бидный и цепь петель /8/.

Специфичность гистон-гистоновых взаимодействий в составе нуклеосомы, их взаимодействия с негистоновыми белками, наряду с другими факторами, могут играть важную роль в процессах регуляции генетической активности /151/. В то же время пространственная организация октамера гистонов, являющегося белковым "ядром" нуклеосомы, его структурные переходы остаются во многом неизучены.

Особый интерес представляет изучение влияния условий среды на структуру октамера гистонов, В пределах ядра в процессе жизнедеятельности клетки ионная сила может изменяться. ДНК, являясь естественным полианионом, даже при низкой ионной силе среды создает вокруг октамера гистонов эффект локальной высокой ионной силы. Эффекторы различной природы /негистоновые белки, гормоны и другие/ могут пертурбировать окружение гистонов нуклеосо-мы, индуцируя изменения структуры октамера гистонов (Н2А - Н2В -НЗ - М)2 и нуклеосомы.

Изучение октамера гистонов (Н2А - Н2В - НЗ - Н^ в модельных опытах в растворе 2М ЯаСВ % имитирующем ионное окружение ДНК, привело к представлению, что структура октамера гистонов чрезвычайно чувствительна к условиям окружающей среды: ионной силой раствора, рН, температуре, концентрации гистонов /133, 61/. Эта чувствительность октамера гистонов затрудняет исследование его традиционными биохимическими методами.

До сих пор окончательно не решен вопрос о механизмах самосборки октамера гистонов. Недостаточно изучены особенности пространственной организации олигомеров гистонов в растворах с высокой ионной силой. К каким структурным изменениям октамера гистонов и их более низкомолекулярных комплексов, димера (Н2А - Е2В) и тетрамера (НЗ - НЧ^, приводит изменение ионной силы среды? Решение этих вопросов имеет не только частное значение в выяснении структуры и механизмов конформационных переходов олигомеров гистонов, но также важно для понимания общих механизмов структурно-функциональных перестроек хроматина.

Основной целью данной работы является изучение пространственной организации гистоновых комплексов /димера гистонов (Н2А -Н2Б), тетрамера (НЗ - H4)g и октамера гистонов/ и исследование зависимости структуры этих комплексов от условий окружающей среды.

В задачу работы входит также разработка методов исследования, не оказывающих влияния на структуру исследуемых белков и чувствительных к тонким конформационным перестройкам олигомеров гистонов,

В результате проведенных исследований разработаны новые спектральные методы исследования, которые расширяют возможности изучения пространственной организации тирозинсодержащих белков (белки класса А) и имеют важное значение для биохимии белков. Одним из достоинств этих методов является то, что они не влияют на структуру исследуемых белков. С их помощью, а также посредством ряда других биохимических методов, выявляющих особенности пространственной организации белков, удалось изучить и определить основные параметры пространственной организации димера гистонов Н2А - Н2В, тетрамера (НЗ - Н^ и октамера гистонов в растворах с различной ионной силой. Полученные параметры могут быть использованы как тесты на нативность получаемых препаратов в ряде лабораторий, изучающих гистоновые комплексы.

Разработана пространственная биохимическая модель димера гистонов Н2А - Н2В.

Установлено, что в диапазоне концентрации NaCB 0,1 -0,8М, предшествующих ассоциации октамера гистонов, происходят структурные перестройки димера Н2А - Н2В и тетрамера гистонов (НЗ - Показано, что в результате конформационных перестроек формируется структура участков взаимодействия димера и тетрамера, что, в свою очередь, приводит к их ассоциации в ок-тамер гистонов при концентрациях NaCO. больше 0,8М.

Обнаружен структурный переход октамера гистонов в компактное состояние при увеличении концентрации NaCB выше 2,4М,

Расчитано, что для ассоциации димеров Н2А - Н2В и тетрамера (ИЗ - Н^ б октамер гистонов требуется дополнительное связывание 10-12 ионов С£ в области участков их взаимодействия. Предложен механизм укладки ДНК на глобулярной части октамера гистонов.

Данные исследования показали перспективность изучения параметров флуоресценции тирозиновых хромофоров в составе молекул гистонов для решения актуальных задач биохимии, молекулярной биологии и генетики - изучения структуры гистоновых комплексов, входящих в нуклеосомы хроматина.

X. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ Глава I. СТРУКТУРА ХРОМАТИНА I.I. Нуклеосомный уровень организации хроматина

Одно из первых сообщений о существовании периодичности в структуре хроматина было сделано Уилкинсом и соавторами /160/. Исследуя диффракцию рентгеновского излучения на хроматине и на смеси гистонов с ДНК, они обнаружили периодичность 100 А.

В 1973 году Хевишем и Буржойном /72/ были получены биохимические доказательства периодичности структуры хроматина. Анализ фрагментов ДНК, образованных в результате действия Са2+ -зависимой эндонуклеазы на хроматин, с помощью электрофореза в полиакриламидном геле показал серию дискретных полос. Молекулярный вес наименьшего фрагмента ДНК был равен ~ 120 кДа, соответствуя приблизительно 200 парам оснований ДНК. Аналогичный результат был получен Ноллом /115/, использовавшим микрококковую нук-леазу.

Исследуя с помощью электронного микроскопа ультраструктуру хроматина, супруги Олинс /118/ обнаружили, что хроматиновая нить состоит из сферических частиц диаметром около 100 А, соединенных тонкой нитью чистой ДНК. Они назвали эти сферические частицы v>-телами и предложили модель структуры хроматина - "бусы на нити".

Одним из подтверждений нуклеосомной структуры хроматина явилась работа Корнберга и Томаса /92/. При исследовании экстракта хроматина, содержащего.2М AfaCB , рН5 на колонке с Сефадексом G -100, было обнаружено два пика элюирующегося белка. Первый пик содержал гистоны HI, НЗ и Н4, а второй - гистоны Н2А и Н2В. Межмолекулярные сшивки гистонов НЗ и Н4 и центрифугирование показали, что в растворе существует тетрамер гистонов (НЗ - Н4)2. Комплекс ДНК с тетрамерами гистонов (НЗ - Н4)2 и гистонами Н2А/Н2В дал такую же картину диффракции рентгеновского излучения, что и нативный хроматин.

На основании этих результатов, данных нуклеазного перевара хроматина /72, 115/ и электронной микроскопии /118/ Корнберг /90/ предложил нуклеосомную модель структуры хроматина. Согласно этой модели нуклеосома содержит фрагмент ДНК размером 200 пар оснований. Внутренняя часть субединицы содержит комплекс из двух молекул каждого гистона, Н2А, Н2В, НЗ и Н4, вокруг которого навита ДНК. Гистон HI расположен вблизи нуклеосомы, но не является частью ее белкового ядра.

Обработка хроматина микрококковой нуклеазой выявляет три основных типа нуклеосом: кор - частицу, содержащую фрагмент ДНК размером 146 пар оснований и октамер гистонов (Н2А - Н2В - НЗ -Н4)2; хроматосому, в состав которой входит октамер гистонов, фрагмент ДНК размером 165 пар оснований и гистон HI; полную нук-леосому, состоящую из 190-200 пар оснований и полного набора гистонов /2, 116, 132/. Кроме гистонов в состав нуклеосомы могут входить негистоновые белки, которые связываются как с межнуклео-сомным фрагментом ДНК, так и с самой кор - частицей нуклеосомы /49/.

Размер нуклеосомного повтора не является универсальным для эукариотических организмов. Он может меняться в широких пределах от 165 до 250 пар оснований /91/, однако не может быть меньше 160 пар оснований, соответствующих основной структурной единице хроматина - хроматосоме. Есть данные, что даже в пределах клеток определенного типа нуклеосомный повтор может быть разным. Одно из объяснений вариабельности размера межнуклеосомного фрагмента ДНК дано в работе /85/. На основании результатов действия ДНКазы I на хроматин и анализа размера фрагментов ДНК сшитых с гистоном Н4 было предложено, что нуклеосома состоит из трех структурных доменов: центральной кор-частицы /150 пар оснований ДНК/ - "головы" и боковых фрагментов ДНК "Я" и nt размер которых кратен 10 парам оснований ДНК. Если предположить, что ^ -фрагмент равен 10 парам оснований ДНК, a t фрагмент равен 20 парам оснований ДНК, то в составе хроматиновой нити такие нуклеосомы могут давать следующие типы стыковок: k-h.; fi-t; t-t. Такие стыковки объясняют гетерогенность длины межнуклеосомного фрагмента ДНК равного 20, 30 и 40 парам оснований ДНК, соответственно.

Хроматиновая нить с характерным нуклеосомным повтором может быть реконструирована в опытах иг vitho из смеси ДНК и октаме-ра гистонов /94, 64, 141/. Наиболее распространенный метод реконструкции заключается в медленном ступенчатом диализе хроматина в растворе с высокой концентрацией соли и или мочевины к раствору с низкой ионной силой /64/. При этом нуклеосома может быть реконструирована из октамера гистонов и фрагмента ДНК размером 145 пар оснований или полимерной ДНК /64, 141/. Нуклеосомы могут быть также реконструированы при физиологических ионных силах с помощью так называемых "собирающих факторов". Роль "собирающих факторов" могут выполнять нуклеоплазмин - белок, состоящий из пяти субединиц, выделенный из ооцитов амфибий /94/, ДНК - топоизо-мераза I, способствующая правильному связыванию гистонов с ДНК /65/, а также полианионы - полиглутаминовая и полиаспарагиновая кислоты /137/. Действие собирающих факторов сводится к нейтрализации электростатического отталкивания между гистонами и "смягчению" взаимодействия гистонов с ДНК.

Нативный хроматин, а также правильно реконструированный, содержащий все пять фракций гистонов в растворе с низкой ионной силой, обладает динуклеосомной структурой До/, уложенной в "зиг-заг" конформацию /143/. Удаление гистона HI или избыточное АДФ « рибозилирование гистона HI /126/ приводит к исчезновению "зиг-заг" структуры хроматина. Наличие №зиг-заг" конформации, видимо, является необходимой предпосылкой формирования наднук-леосомной структуры хроматина /126/.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Драган, Анатолий Иванович

выводы

1. Расширены возможности флуоресцентных методов исследования в области биохимии белков. Показано, что положение максимума спектров флуоресценции тирозилов чувствительно к структурным изменениям белков. Впервые использован высокочувствительный двухволновой метод регистрации малых сдвигов /1-2 нм/ спектров флуоресценции тирозина с помощью параметра В. Дано аналитическое выражение зависимости параметра В от значения максимума спектров флуоресценции тирозинового хромофора.

2. Предложена пространственная биохимическая модель димера гистонов Н2А-Н2В. Установлено, что в области концентраций NaCE 0,3-0,7 М происходит конформационный переход димера гистонов, приводящий к изменению структуры его поверхностного слоя,

3. Показано, что тетрамер гистонов (Н3-Н4)£ может находиться в трех конформационных состояниях: "рыхлый* тетрамер, "асимметричный" и "компактный". Переходы между конформационными состояниями тетрамера (НЗ-Н^^ происходит в диапазоне концентраций НМ 0,1-0,3 М ("рыхлый"^"асимметричный" тетрамер) и 0,6-0,8 М ("асимметричный"^-"компактный" тетрамер),

4. В растворах с высокой ионной силой тетрамер (НЗ-Н^ имеет более компактную структуру при рН 7,4, чем при рН 5,6. При рН 3,0 тетрамер разрушается и образуются агрегаты /НЗ/^ , нч* .

5. Показано, что октамер гистонов (Н2А-Н2В-Н4-НЗ)2 стабилен в диапазоне концентраций ЫаСВ 1,4-4 М, рН 7,6. Обнаружены две области кооперативных изменений структуры октамера: при 0,81,4 М ЫаСе /переход I/ и 2,4-3,4 М NaCt /переход П/. Переход

I соответствует диссоциации октамера на два димера Н2А-Н2В и тетрамер (НЗ-Н^. Переход П соответствует структурному изменению октамера гистонов,

6. Продукты .диссоциации октамера гистонов в растворах с высокой ионной силой не устойчивы и образуют агрегаты, например, (НЗ)Л , (Н4.

7. Предложена биохимическая модель ассоциации двух димеров Н2А-Н2В с тетрамером (НЗ-Н^. Согласно модели, в процесс ассоциации вовлекается 10*12 ионов Сб f которые связываются с положительно заряженными остатками гистонов /Арг, Лиз/.

8. Предложен механизм укладки ДНК на глобулярной части октамера гистонов. Предполагается, что ~ 12% фосфатных групп концевых участков ДНК нуклеосомы электростатически взаимодействуют с остатками Лиз и Apr гистонов /выполняя роль ионов в растворе/. Эти взаимодействия могут стабилизировать суперспиральное состояние ДНК нуклеосомы, структуру октамера и определять строгое взаимное расположение ДНК и октамера гистонов в нуклеосоме.

- 138

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В настоящей работе необходимо выделить три аспекта. Первый аспект работы касается конструирования установки для измерения люминесценции. Сконструированная нами люминесцентная установка обладает высокой чувствительностью, позволяет регистрировать спектры флуоресценции и находить первую производную спектров, измерять степень поляризации в видимой и ультрафиолетовой области спектра, измерять отношение интенсивностей флуоресценции при двух длинах волн, регистрировать интенсивность светорассеяния под углом 90°. Предусмотрена возможность замены кюветодержателя на кварцевый криостат, что позволяет исследовать спектры фосфоресценции хромофоров. Создание этой установки позволило провести комплексное исследование пространственной организации натив-ных гистоновых комплексов и детально изучить спектральные свойства тирозинового хромофора.

Второй аспект работы касается разработки новых спектральных методов, необходимых для решения важной задачи физической биохимии, исследования структуры тирозинсодержащих белков (белки класса А). На основании результатов исследования спектральных характеристик тирозинового хромофора в растворах и в составе тирозинсодержащих белков /панкреатическая рибонуклеаза, олигомеры гистонов/ было открыто новое явление в спектроскопии тирозинового хромофора. А именно, чувствительность положения максимума спектров флуоресценции тирозина к особенностям его микроокружения в растворе и в составе белков, С целью надежной регистрации небольших /1-2 нм/ сдвигов спектров флуоресценции был применен чувствительный двухволновой метод, заключающийся в регистрации отношения интенсивностей флуоресценции при двух длинах волн

325 нм и 290 нм (параметр В * F 335/^290^" Точность измерения спектральных сдвигов с помощью данного метода была не хуже +0,1 нм. Параметр В, отражающий изменение максимума спектров флуоресценции, являясь абсолютной и легко воспроизводимой характеристикой образца, может служить надежным тестом на конформацию белков в растворе. Абсолютность характеристики образца с помощью параметра В заключается в том, что при ряде воздействий, влияющих на интенсивность флуоресценции /изменение температуры, концентрации образца, изменение интенсивности возбуждающего света/ изменение параметра В /соответствующее сдвигу Л макс./ происходит лишь при изменении конформации белка.

Разработка нового метода исследования пространственной организации белков класса А в значительной мере расширяет арсенал методов биохимии белков, направленных на изучение структуры биологических макромолекул.

Третий аспект данной работы, являющийся ее основной целью, касался недостаточно изученного вопроса биохимии хроматина -изучения пространственной организации нативных гистоновых комплексов.

Спектральные методы, основанные на измерении спектров кругового дихроизма, анизотропии флуоресценции, положения максимум ма спектров поглощения и флуоресценции и ряд других методов, примененных в данной работе, являются чувствительными к особенностям вторичной, третичной и четвертичной структуры молекул гистонов. С их помощью была охарактеризована и изучена пространственная организация димера гистонов (Н2А-Н2В), тетрамера (НЗ-Н4) и октамера гистонов (Н2А-Н2В-НЗ-Н4)£ в растворах с различной ионной силой. Это позволило решить ряд проблем, связанных с решением важных задач биохимии хроматина и белков хрома тина. Одной из проблем является тестирование нативности структур ры олигомеров гистонов. В первую очередь это касается сложной многокомпонентной структуры октамера гистонов, состоящий из восьми молекул гистонов ассоциированных посредством слабых гидрофобных и водородных взаимодействий. До настоящего времени о нативности структуры комплексов гистонов судили по измерению степени оС « спиральности /35,145/, определению молекулярной массы с помощью гель-хроматографии /129,61,35/, седиментации /47,61/, анализу межмолекулярных сшивок гистонов в растворе бифункциональными агентами /147/. Однако измерение степени оС -спиральности гистонов отражает только вторичную структуру этих белков и может не проявиться при изменении третичной или четвертичной структуры, как, например, в случае диссоциации октамера гистонов /119,145/. Гель«хроматография и высокоскоростное центрифугирование не являются надежными методами характеристики пространственной структуры олигомеров гистонов, что детально обсуждалось в главе 3,4. Что же касается, межмолекулярных сшивок, то в случае существования в растворе равновесной системы взаимодействующих гистоновых комплексов межмолекулярные сшивки сдвигают равновесие в сторону больших олигомеров, искажая истинную картину равновесия.

Важной проблемой является также вопрос о влиянии ионной силы среды на структуру олигомеров гистонов. До настоящего времени считалось, что структура димера гистонов (Н2А-Н2В) и тетрамера (Н3-Н4)2 при физиологических ионных силах сформированы и дальнейшее увеличение ионной силы не приводит к ее изменению /114, 113/. Проведенные нами исследования показали однако, что в диапазоне ионных сил 0,1-0,8 ViNaCt пространственная организация димера и тетрамера изменяются. Структурные изменения димера (Н2А-Н2В), происходящие при концентрациях соли 0,3-0,7 М tfM , связаны с реорганизацией наружного, поверхностного слоя комплекса.

Об этом свидетельствует уменьшение доли флуоресценции доступной + тушителю Cs (с 60% до 25$) на фоне слабо изменяющихся параметров поглощения и флуоресценции самих тирозилов. Для тетрамера гистонов (Н3-Н4)£ зарегистрированы два конформационных перехода, связанные со структуризацией молекул гистонов и компактизацией всей структуры тетрамера. Отметим, что обнаруженные нами изменения структуры комплексов гистонов происходят в области умеренных концентраций соли. Согласно нашим данным при концентрациях NaCe 0,7-0,8 М происходит, ассоциация комплексов гистонов. Логично предположить, что в результате конформационных перестроек в составе димера (Н2А-Н2В) и тетрамера (НЗ-Н^ формируется структура участков их взаимодействия, что в свою очередь приводит к их ассоциации при концентрациях NaCt 0,7-0,8 М.

В литераторе обсуждается две альтернативные возможности диссоциации октамера гистонов: I/ октамер диссоциирует на два гетеротипических тетрамера (Н2А-Н2В-НЗ-Н4) /155,52/; 2/ при диссоциации октамера образуются два димера (Н2А-Н2В) и тетрамер (НЗ-М^ /129,67,61/. Интерес к этому вопросу не случае, так как он тесно связан с вопросом о том, каким образом изменяется структура белкового ядра нуклеосомы и самой нуклеосомы под воздействием различных факторов /ионная сила, температура и другие/. Результаты данных исследований убедительно показывают, что при уменьшении ионной силы среды (изменение концентрации от 1,4 до 0,7 М) октамер диссоциирует на два димера (Н2А-Н2В) и тетрамер (Н3-Н4)2« Усредненные параметры исследованных в отдельности димеров и тетрамеров полностью совпадают с параметрами диссоциированного октамера при 0,1^0,7 М МаСв ,

Нами было показано, что в растворе, содержащем 2М А/аСв , сушествует октамер гистонов, однако резкое локальное уменьшение ионной силы может приводить к необратимой диссоциации октамера гистонов и образованию агрегатов (НЗ-Н4)Л • Предполагается, что участки взаимодействия тетрамера гистонов (НЗ-ВД^ обладают двойственной природой: способны взаимодействовать с димерами (Н2А-Н2В), а при их диссоциации обуславливать самоагрегацию тетрамеров.

Нами обнаружен структурный переход октамера гистонов в компактное состояние при увеличении ионной силы среды /концентрация МаСВ выше 2,4 М/. Зтот переход был продемонстрирован с помощью измерения анизотропии флуоресценции, параметра В спектров флуоресценции и расчета параметров тушения собственной флуоресценции октамера ионами I , Увеличение анизотропии флуоресценции от 0,17 до 0,184 свидетельствует об увеличении жесткости микроокружения тирозилов в составе октамера, время релаксации которых становится сравнимым с временем релаксации октамера как целого / О ~ 50 нсек/. Уменьшение доли доступной тушителю флуоресценции с 60$ до 38$ на фоне неизменного квантового выхода свидетельствует об увеличении плотности контакта димеров (Н2А-Н2В) с тетрамером (Н3-Н4)£ при увеличении концентрации выше

2,5 М. Возможно, это изменение структуры октамера связано с дегидратацией участков ассоциации в результате увеличения активности соли NaCB и появлением дополнительных гидрофобных взаимодействий между гистоновыми комплексами.

Анализ ассоциации димеров гистонов с тетрамером гистонов, проведенный в данной работе, показал, что для их взаимодействия требуется дополнительное связывание 10-12 ионов СВ в области участков взаимодействия. Взаимодействие положительно заряженных групп гистонов с ионами СВ должно приводить к уменьшению электростатической энергии отталкивания одноименно заряженных аминокислотных остатков гистонов /Лиз, Арг/. В составе нуклеосомы роль ионов СВ могут выполнять отрицательно заряженные фосфатные группы ДНК. Такие взаимодействия способны обуславливать как стабилизацию суперспирализованного состояния ДНК в нуклеосоме, так и стабилизацию ее белкового кора - октамера гистонов» Согласно нашим подсчетам ~ 12$ фосфатных групп концевых участков нуклеосомной ДНК размером 50«60 пар оснований могут взаимодействовать с положительно заряженными остатками гистонов, что согласуется с оценкой, сделанной Макджи и Фелзенфелдом (15+6$) /ПО/. Предложенный нами механизм ассоциации комплексов гистонов друг с другом и с ДНК предполагает строгую детерминированность их взаимодействий, а также детерминированность взаимного расположения октамера гистонов (Н2А-Н2В-НЗ-Н4)2 и ДНК в составе нуклеосомы. Зто в свою очередь может объяснить унифицированность пространственной организации нуклеосом, выявляемую с помощью гистон-ДНК сшивок /131,165/. Предложенная модель моле« кулярной организации ДНК - гистонового комплекса имеет важное значение для развития представлений о биохимических механизмах регуляции генетической активности.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Драган, Анатолий Иванович, 1984 год

1. Ахрем А.А., Андрианов В.Т., Лука З.А. О кооперативных свойствах гистонового комплекса 2А-2В. ДАН СССР,1982, 262, 4, I0I0-I0I3.

2. Бакаев В.В. Исследование структурно-функциональных отношенийв хроматине эукариот. В сб.: Структурная организация и функция генома эукариот. Итоги науки и техники, биол.химия, М.:ВИНИТИ, 1982,16,128-170.

3. Бурштейн Э.А. Собственная люминесценция бедка. М.: ВИНИТИ, 1977, 7.

4. Бурштейн Э.А. Люминесценция белковых хромофоров. М. :ВИНИТИ, 1976,6.

5. Бурштейн Э.А. Собственная люминесценция бедка как метод изучения быстрой структурной динамики. Мод.биод., 1983, 17, 3, 455-467.

6. Владимиров Ю.А., Добрецов Г.Е. Флуоресцентные зонды в исследовани ях биологических мембран. М.:Наука,1980.

7. Волькенштейн М.В. Молекулярная биофизика. М.: Наука, 1975.

8. Георгиев Г.П., Бакаев В.В. Три уровня структурной организации хромосом эукариот. Мол.биод., 1978, 12, 6, I205-I23I.

9. Глотов Б.0.Николаев Л.Г. Структура, химическая модификация и взаимодействие гистона HI с компонентами хроматина. Мод.биод., 1983, 17, 891-927.

10. Гордон А., Форд Р. Спутник химика. М.: Мир, 1976.

11. Григорьев С.А., Крашенников И.А. Геометрия ДНК в нукдеосомах и проблема топологического инварианта. ДАН СССР, 1983, 268; 6, 1494-1497.

12. Демченко А.П. Ультрафиолетовая спектрофотометрия и структура белков. Киев: Наукова думка, 1981, 87-93.

13. Есипова Н.Г., Рамм Е.И., Лобачев В.М. Об особенностях конформа-ционного состояния гистонов. Биофизика, 1976, 21, 3, 582-584.

14. Тенфорд Ч. Физическая химия полимеров. М.: Химия, 1965 , 772с.

15. Туроверов К.К. Поляризация собственной флуоресценции белков. II. Использование для изучения равновесной динамики триптофановых остатков. Мол.биол., 1983, 17, 3, 468-474.

16. Ундрицов И.М., Никитин В.И., Венгеров В.Ю. ,Вашакидзе Р.П., Кар-пенчук К.Г., Попенко В.И. Исследование комплексов гистона HI с суперсшрализованной ДНК. Мол.биол., 1982, 16, 2, 720-731.

17. Филенко A.M., Зима В.Л. Двухволновой метод регистрации малых спектральных сдвигов флуоресценции белков. В кн.: Молекулярная генетика и биофизика. Киев, 1981, 6, 126-135.

18. Франк-Каменецкий М.Ф. Флуктационная подвижность ДНК. Мол.биол 1983, 17, 3, 639-652.

19. Храпунов С.Н., Сиволоб А.В., Бердышев Г.Д. Модель укладки ДНКи октамера гистонов в составе нуклеосомы. Биофизика, 1983, 28 4, 573-578.

20. Храпунов С.Н., Сиволоб А.В., Бердышев Г.Д. Теоретическое предсказание пространственной укладки полипептидных цепей гистонов Н2А и Н2В. Биофизика, 1981, 26, I, 37-40.

21. Храпунов С.Н., Сиволоб А.В., Бердышев Г.Д, Модель пространствен ной укладки полипептидных цепей гистонов НЗ и Н4. Биофизика, 1981,26, 2, 242-246.

22. Храпунов С.Н., Зима В.Л., Бердышев Г.Д. Влияние внутримолекуляр ных и межмолекулярных взаимодействий на интенсивность флуоресценции гистонов Н2А и Н4. Биофизика,1979, 24, 2, 217-221.

23. Храпунов С.Н., Драган А.И., Сиволоб А.В., Кадура С.Н., Берды-шев Г.Д. Особенности аминокислотного состава, пространственной организации и взаимодействия с ДНК гистонов HI из тимуса теленка и спермиев карпа. Биохимия, 1983, 48, 7, 1085-1093.

24. Храпунов С.Н., Кадура С.Н., Бердышев Г.Д. Структура реконструированных гистоновых комплексов. В кн.: Молекулярная биология, Киев; Наукова думка, 1981, в.28, 93-98.

25. Храпунов С.Н., Сиволоб А.В., Бердышев Г.Д. Теоретическое предсказание укладки полипептидных цепей гистонов Н2А,Н2В,НЗ и Н4 в составе октамера. Биофизика, 1981, 26, 3, 4II-4I4.

26. Храпунов С.Н., Бердышев Г.Д., Зима В.Л., Драган А.И. Исследование структуры и агрегации гистонов. 1У. Изменение третичной стру туры гистона Н2А в растворах с высокой ионной силой. Биофизика- 1979, 24, 565-566.

27. Храпунов С.Н., Бердышев Г.Д., Драган А.И. Исследование структуры и агрегации гистонов. II. Структура олигомеров, образующихся в смешанных растворах гистонов Н2А и Н4. Биофизика, 1978, 23, 6, 995-999.

28. Храпунов С.Н., Бердышев Г.Д. Структура и функция основных белков хроматина мужских гамет животных организмов. Усп. совр. биол., 1981, 92, 3/6/, 323-337.

29. Черницкий Е.А. Люминесценция и структурная лабильность белков.-Минск: Наука и Техника, 1972.

30. Allan J., Hartman P.G., Crane-Robinson C., Aviles P.X. The structure of historic H1 and its location in chromatin.-Nature, 1980, 288, 5792, 675-679.

31. Allan J., Harborne U., Rau D.C., Gould H. Participation of core histone "tailes" in the stabilization of the chromatin solenoid.- J.Cell.Biol., 1982, 93, 285-297.

32. Altecar W. Fluorescence of proteins in aqueous neutral salt solutions. 1. Influence of anions.- Biopolymers, 1977» 16, 2, 341- 368.

33. Beaudette K.V., Okabayashi H., Fasman G. Conformational effect of organic solvents on histone complexes.- Biochemistry, 1982, 21, 8, 1765-1772.

34. Behlke J., Karawajew K., Schadow В., Grade K., Osipova Т.Н., Zalenskaya I.A., Vorob'ev V.I. Influence of NaCl on the complex formation of the histones H2A-H2B of calf thymus. -Studia biophys., 1982, 87, 2-3, 142-144.

35. Belysvsky A.Y., BavykinS.G., Goguadze E.G., Mirzabekov A.D. Primary organization of nucleosomes containing all five his-tones and DM 175 and 165 base pairs long. J.Mol.Biol., 1980, 139, 3, 519-536.

36. Bode I., Wagner K.G. Cooperative exposure of histone H3 thiols in core particles. Int.J.Biol.Macromol., 1980, 2, 129-136.

37. B6hm L., Hayashi H., Cary P.D., Moss Т., Crane-Robinson C., Bradbury E.M. Sites of histone histone interaction in the H3-H4 complex. - Eur.J.Biochem.,1977, 77, 3, 487-493.

38. Bonner O.D. Denaturation of proteins by urea, substituted ureas, guanidinium salts and alcohols. Physiol.Chem.Phys.,1978, 10, 5, 399-404.

39. Boublik M., Bradbury E.M., Crane-Robinson C., Johns E.W., An investigation of the conformational changes of histone F2A by high resolution nuclear magnetic resonance, Eur.J.Bio-chem., 1970, 17, 151-159.

40. Bram S., Kouprach S., Baudy P. ША structure in chromatin and in solution studied by electron microscopy and neutron and X-ray scattering. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol.,1978, 42, 1, 23-29.

41. Bradbury E.M., Cary P.D., Crane-Robinson C., Rattle H.W.E., Boublik M., Sautiere P. Conformation and interactions of histone H2A (F2A2, ALK). Biochemistry, 1975, 14,9, 1876-1885.

42. Bryan P.П., Wright E.B., Ilsie M.H. Olines A.L., Olins D,E. Physical properties of inner histone DM complexes. - Uucl. Acids Res., 1978, 5, 10, 3603-3619.

43. Burton D.R., Butler M.J., Hyde J.E., Phillips D., Skidmore C.J., Walker 1.0. The interaction of core histones vd.th ША: equilibrium studies. Uucl. Acids Res., 1978, 5, 10, 36433663.

44. Burgoyne L.A., Skinner J.D. Avian chromatin degradation: the progressive exposure of the dinucleosomal repeat by bovine-pancreatic-DMase I-armed probes and free DNAase I. Uucl. Acids Res., 1982, 10, 2, 665-673.

45. Butler A.P., Harrington R.E., Olins D.E. Saltdependent inter-convertion of inner histone oligomers, Uucl. Acids Res.,1979, 6, 4, 1509-1520.

46. Campbell A.M., Cotter R.J. The molecular weight of nucleo-some protein by laser light scattering. FEBS Lett., 1976,70, 1, 209-211.

47. Cartwright I.L, Abmayr S.M., Fleischmann G., bowenhaupt K., Elgin S.C.R., Keene Ш.А., Howard G.C. Chromatin structure and gene activity: the role of nonhistone chromosomal proteins. -Crit. Rev. Biochem., 1983, 13, 1, 1-86.

48. Cary P.D., Moss Т., Bradbury E.M., High-resolution proton -magnetic-resonance studies of chromatin core particles. -Eur.J.Biochem., 1978, 89, 2, 475-482.

49. Chignell D.A., Gratzer W.В.,Solvent effects on aromatic chromo-phores and their relation to ultraviolet difference spectraof proteins. J.Phys.Chem., 1968, 72, 8, 2934-2941.

50. Chung S.Y., Hill W.E., Doty P. Characterization of the histone core complex. Proc.Natl.Acad.Sci. USA, 1978, 75, 4, 1680-1684.

51. Cowgill R.W. Fluorescence and structure of proteins. III. Effects of denaturation on fluorescence of insulin and ribonuc-lease. Arch.Biochem.Biophys., 1964, 106, 84-91.

52. Cowman M.K., Fasman G.D. Dependence of mononucleosome deoxyribonucleic acid conformation on the deoxyribonucleic acid length and H1/H5 content. Circular dichroism and thermal denaturation studies, Biochemistry, 1980, 19, 3, 532-541.

53. D'Anna I.A., Jr., Isenberg I. A histone cross-complexing pattern.- Biochemistry, 1974, 13, 24, 4992-4997.

54. De Lange R.G., Williams L.C., Martinson H.G. Identificationof interacting amino-acids of the histone 2A-2B binding site.-Biochemistry, 1979, 18, 10, 1942-1946.

55. Dieterich A.E., Axel R., Cantor C.R. Dynamics of nucleosome structure studied by fluorescence. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 1978, 42, 199-204.

56. Dieterich A.E., Eshaghpour H., Crothers D.M., Cantor G.R. Effect of DNA length on the nucleosome low salt transition. -Nucl. Acids Res., 1980, 8, 11, 2475-2487.

57. Dieterich A.E., Cantor C.R. Kinetics of nucleosome unfolding at low ionic strength. Biopolymers, 1981, 20, 111-127.

58. Diggle J.M., Mc Vittie J.D., Peacocke A.R. The self-association of chiken-erythrocyte histones. Eur.J.Biochem., 1975» 56, 1, 173-182.

59. Eichbush Т.Н., Moudrianakis E.U. The histone core complex: an octamer assembled by two sets of protein protein interaction Biochemistry, 1978, 17, 23, 4955-4964.

60. Eisenberg H., Felsenfeld G. Hydrodynamic studies of the interaction between nucleosome core particles and core histones. -J.Mol.Biol., 1981, 150, 537-555.

61. Pinch J.Т., Klug A. Solenoidal model for superstructure in chromatin. Eroc.TTatl.Acad.Sci. USA, 1976, 73, 1897-1902.

62. Gadski R.A., Chae Chi-Bom. Mode of chromatin reconstruction.-Cell Nucleus, Chromatin, part A, U.-Y., 1978, 4, 267-287.

63. Germond J.E., Janiv J.R., Janiv M., Brutlag D. Kicking closing enzyme assembles nucleosome-like structures in vitro. -Proc.Hatl.Acad.Sci. USA, 1979, 76, 8, 3779-3783.

64. Glover C.Y.C., Gorovsky M.A. Histone histone interactions in a lower eukaryote, Tetrahymena thermophila. - Biochemistry, 1978, 17, 26, 5705-5713.

65. Godfrey J.E., Eickbush Th.H., Moudrianakis E.U. Reversible association of calf thymus histones to form the symmetrical octamer (H2A-H2B-H3-H4)P: a case of a mixed-associating system. Biochemistry, 1980, 19, 7, 1339-1346.

66. Goodwin D.C., Brahms J. Form of DM and the nature of interactions with proteins in chromatin. Hucl. Acids Res., 1978, 5, 3, 835-850.

67. Gordon V.C., Shumaker V.N., Olins D.E., Knobler C.M., Hor-witz J. The temperature and pH dependence of chromatin sub. unit. Nucl. Acids Res., 1979, 6, 12, 3845-3858.

68. Giancotti V., Russo E., Cosimi S., Cary P.D., Crane-Bobinson C. The sea urchin sperm histone H2B readily forms a complex with heterologous H2A despite having an elongated N-terminal domain. Eur,J.Biochem., 1981, 114, 629-634.

69. Heng-Ming ?/., Dattagupta П., Hogan M., Crothers D.M. Structural changes of nucleosomes in low salt concentrations. -Biochemistry, 1979, 18, 18, 3960-3965.

70. Hewsh D., Burgoyne L. Chromatin sub-structure. The digestion of chromatin ША at regularly spaced sites by a nuclear deoxy-ribonuclease. Biochem.Biophys.Res.Commun., 1973, 52, 504511.

71. Hodo H.G.III., Sahasrabuddhe Ch.G., Plishker N.F., Saunders G.F. Use of RKA polymerase as an enzymatic probe of nucleo-somal structure. Hucl. Acids Res., 1980, 8, 3851-3864.

72. HSrtz W., Miller F., Klobeck G., Zachau H.G. Deoxy-ribonucle-ase II as a probe for chromatin structure. II. Mode of cleavage. J.Mol.Biol., 1980, 144, 3, 329-352.

73. Hozier J., Renz M., Nehls P. The chromosome fiber: evidence for an ordered superstructure of nucleosomes, Chromosome, 1977, 62, 301-307.

74. Hyde J.E., Walker J.D. Covalent cross-linking of histones in chromatin. FEBS Lett., 1975, 50, 2, 150-154.

75. Tbel К. Heutron diffraction of interphase nuclei. J.Mol. Biol., 1982, 160, 77-85.

76. Ichimura S., Mita K., Zama M. Essential role of arginine residues in the folding of deoxyribonucleic acid into nucleo-some cores. Biochemistry, 1982, 21, 5329-5334.

77. Igo-Kemenes Т., Zachau H.G. Domains in chromatin structure. -Cold Spring Harbor Symp.Quant.Biol., 1978, 42, 1, 109-121.

78. Igo-Kemenes Т., H6rtz W., Zachau H.G. Chromatin.- Ann.Rev. Biochem., 1982, 51, 89-121.

79. Ilyin Yu.V., Bayev A. A. Histone histone interactions as revealed by formaldehyde treatment of chromatin. - Mol.Biol. Repts., 1975, 2, 2, 159-165.

80. Jammaluddin M., Phillip M. Histone octamer: dissociation in ultracentrifugal fields and subsequent reassociation into lower oligomers. FEBS Lett., 1982, 150, 2, 429-433.

81. Jasinskas A.L., Gineitis A.A. A study of histone histone interactions by affinity chromatography. - Mol.Biol.Repts., 1976, 3, 19-25.

82. Jorcano J.L., Meyer G., Day L.A., Renz M. Agregation of small oligonucleosomal chains into 300$ globular particle. Proc. Hatl.Aoad.Soi. USA, 1980, 77, 11, 6443-6447.

83. Karpov V.I., Bavykin S.G., Preobragenskaya O.V., Belyavsky A.V., Mirzabecov A.D. Aligment of nucleosomes along DM and organization of spacer DM in Drosophila chromatin.- Uucl, Acids Res., 1982, 10, 14, 4321-4337.

84. ICLug A., Lutter L.C. The helical periodicity of DNA on the nucleosome. Nucl. Acids Res., 1981, 9, 17, 4267-4283.

85. Klug A., Rhodes D., Smith J., Pinch J.Т., Thomas J.O. A low resolution structure for the histone core of the nucleosome, -Nature, 1980, 287, 5782, 509-516.

86. Kornberg R.D. Chromatin structure: a repeating unit of histon-es and DNA (chromatin structure is based on a repeating unit of eight histone molecules and about 200 DNA pairs). Science, 1974, 187, 4139, 368-371.

87. Kornberg R.D. Structure of chromatin. Ann.Rev.Biochem., 1977, 46, 931-954.

88. Kornberg R.D., Thomas J.O, Chromatin structure: oligomers of the histones. The histones comprise an (F2A1)2(P3)2 tetra-mer, a different oligomers of F2A2 and F2B, and monomer of 54. Science, 1974, 184, 865-868.

89. Langmore J.P., Wooley J.C. Chromatin architecture: investigation of a subunit of chromatin by dark field electron microscopy. Proc.Natl.Acad.Sci. USA, 1975, 72, 2691-2702.

90. Laskey R.A., Earnshaw W.E. Nucleosome assembly, Nature,1980, 286, 5775, 763-767.

91. Lente van P., Jackson J.Т., Weintraub H. Identification of specific cross-linked histones after treatment of chromatin with formaldehyde. Cell, 1975, 5, 45-50.

92. Levis P.M., Bradbury E.M., Crane-Robinson C. Ionic strength induced structure in histone H4 and it's fragments. Biochemistry, 1975, 14, 15, 3392-3400.

93. Lev/is P.К., Chiu S.S. .Effect of histone H3 sulfhydryl modifications on histone-histone interactions and nucleosome formation and structгдге. Eur. J.Biochem., 1980, 109, 369-379.

94. Libertini L.J., Small E.W. Effects of pH on low-salt transition of chromatin core particles. Biochemistry, 1982, 21, 14, 3327-3334.

95. Lilley D.M.J., Pardon J.P., Richards B.M. Structural investigation of chromatin core protein by nuclear magnetic resonance. Biochemistry, 1977, 16, 13, 2853-2860.

96. Lindsey G.G., Thompson P., Pretorius L., Purves L.R., von2+

97. Holt C. The effect of Ca on the stability of chicken erythrocyte histones octamers.- PEBS Lett., 1982, 149, 2, 277-280.

98. Fardian J.K.W., Isenberg I. Yeast inner histones and the evo-lutinary concervation of histone histone interactions. -Biochemistry, 1978, 17, 18, 3825-3832.

99. Marion Ch., Roux В., Coulet P.R. Role of histones H1 and H3 in the maintenance of chromatin in a compact conformation. Study with immobilized enzyme. PEBS Lett., 1983, 157, 2, 317-321.

100. Marion C., Roux B. Uucleosomes arrangement in chromatin. -Hucl. Acids Res., 1978, 5, 11, 4431-4449.

101. Maraldi N.M., Capitani S., Muchmore J.H., Antonnucci A., Manzoli E.A. Ultrastrueture of selfassembled histones. -J.Submicroscopic Cytol., 1976, 8, 2-3, 137-148.

102. Martinson H.G., True R., Chu Kwan Lau, Mehrabian H. Histone -histone interactions within chromatin. Preliminary locationof multiply contact sites of histones 2A, 2B and 4. Biochemistry, 1979, 18, 6, 1075-1082.

103. Martinson H.G., McCarthy B.J. Histone histone interactions within chromatin. Preliminary characterization of presumptive H2A-H2B and H2B-H4 binding sites. - Biochemistry, 1979, 15, 18, 4126-4131.

104. Miartinson H.G., True R.J. Amino-acid contacts between histones are the same for plants and mammals. Binding-site studies using ultraviolet light and tetranitromethane. Biochemistry, 1979, 18, 10, 1947-1951.

105. McGhee J.D., RauD.C., Charney E., Felsenfeld G. Orientation of the nucleosome within the higher order structure of chromatin. Cell, 1980, 22, 87-96.

106. McGhee J.D., Mckol I.M., Felsenfeld G., Rau D.C. Higher order structure of chromatin: orientation of nucleosomes within the 30 run chromatin solenoid is independent of species and spacer length. Cell, 1983, 33, 831-841.

107. McGhee J.D., Felsenfeld G. The number of charge-charge interactions stabilizing the ends of nucleosomes DM. Nucl. Acids Res., 1980, 8, 12, 2751-2769.

108. Michalski-Serive C., Aubert J.-P., Coupper M., Biserte G., Loucheux-Lefebvre M.-H. U.V. differential study of the histones H2A-H2B-H3-H4 octamer. Biochimie, 1982, 64, 347-355.

109. Mirzabekov A.D., San'ko D.F., Kolchinsky A.M., Melnikova A.F. Protein arrangement in the DKA grooves in chromatin and nuc-leoprotamine in vitro and in vivo revealed by methylation. -Eur.J.Biochem., 1977, 75, 2, 379-389.

110. Moss Т., Cary P.D., Crane-Robinson C., Bradbury E.M. Physical studies on the H3/H4 histone tetramer. Biochemistry, 1976, 15, 11, 2261-2267.

111. Moss Т., Сагу P.D., Abercrombie B.D., Crane-Robinson С.,

112. Bradbury E.M. A pH dependent interaction between histones H2A and H2B involving secondary and tertiary folding. - Eur. J.Biochem., 1976, 71, 337-350. 115- Noll M. Subunit structure of chromatin. - Nature (London), 1974, 251, 249-253.

113. Holl M., Kornberg R.D. Action of micrococcal nuclease on chromatin and location of histone H1. J.Mol.Biol., 1977, 109,2, 393-404.

114. Nome J.E., Lilja H., Lindman В., Einarsson R., Zeppezauer M.2— —

115. Pt (CN)^ and Au (СЮ3 : potential general probes for anion•5 С CMbinding sites of proteins. -^Cl and Br NMR studies. Eur. J.Biochem., 1975, 59, 463-473.

116. Olins A.L., Olins D.E. Spheroid chromatin units ( V -bodies).-Science, 1974, 183, 4122, 330-332.

117. Olins D.E,, Bryan Ph.N., Harrington R.E., Hill V/.E., Olins A.L. Conformational states of chromatin V -bodies induced by urea. Nucl. Acids Res., 1977, 4, 6, 1911-1931.

118. Osipova Т.Н., Pospelov V.A., Svetlikova S.B., Vorob'ev V.I. The role of histone H1 in compaction of nucleosomes. Sedimentation behaviour of oligonucleosomes in solution. Eur.J. Biochem., 1981, 113, 1, 183-188.

119. Panyim S., Chalkley R. High resolution acrylamide gel electrophoresis of histones. Arch.Biochim.Biophys., 1969, 130, 337-346.

120. Pardon J.P., Richards B.M. Physical studies of chromatin.-Cell nucleus, 1979, 7, 371-411.

121. Pardon J.P., Worchester D.L., Wooley J.C., Cotter R.I., Lil-ley D.M.J., Richards Б.Ш. The structure of the chromatin core particle in solution. Kucl. Acids Res., 1977, 4, 9, 3299-3214

122. Pardon J.F., Cotter R.I., Lilley D.M.J., Worchester D.L., Campbell A.M., Wooley J.C., Richards B.M, Scattering studies of chromatin subunits. Cold Spring Harbor Symp.Quant.Biol., 1978, 42, 1, 11-12.

123. Philip M., Jamaluddin M., Sastry R.V.R., Chandra M.Sh. Nucleo-some core histone complex isolated gently and rapidly in 2 M KaCl is octameric. Proc.Natl.Acad.Sci. USA, 1979, 76, 10, 5178-5182.

124. Poirier G.G., de Murcia G., Jonstra-Bilen J., Niedergang C., Mandel P. Poly (ADP-ribosyl)ation of polynucleosomes causes relaxation of chromatin structure. Eroc.Eatl.Acad,Sci. USA, 1982, 79, 11, 3423-3427.

125. Roark D.E., Geoghegan Th.E., Keller G.H., Matter K.Y., Engle R. L. Histone interaction in solution and susceptibility to dena-turation. Biochemistry, 1976, 15, 14, 3019-3025.

126. Ruiz-Carrillo A., Jorcano J.L. An octamer of core histones in solution: central role of the НЗ H4 tetramer in the self-assembly. - Biochemistry, 1979, 18, 5, 760-768.

127. Seligy V.L., Poon N.H. Alteration of nucleosome structure induced by thermal denaturation. Nucl. Acids Res., 1978, 5,7, 2233-2252.

128. Shick V.V., Belyavsky A.V., Bavykin S.G., Mirzabekov A.D. Primary organization of the nucleosome core particles. Sequential arrangement of histones along DNA. J.Mol.Biol., 1980, 139, 3, 491-517.

129. Simpson R.T. Structure of the chromatosome, a chromatin particle containing 160 base pairs of DM and all the histones. -Biochemistry, 1978, 17, 25, 5524-5531.

130. Sperling R., Wachtel E.J. The histones. Adv.Prot.Chem., 1981, 34, 1-59.

131. Sperling J., Sperling R. Photochemical crosslinking of histones to DM in nucleosomes. Nucl. Acids Res., 1978, 5, 8, 27552775.

132. Sperling R., Amos L. Arrangement of subunits in assembled histone H4 fibers. Proc.Natl.Acad.Sci. USA, 1977, 74, 9, 37723776.

133. Staynov D.Z. Thermal denaturation profiles and the structure of chromatin. Nature, 1976, 264, 522-525.

134. Stein A., Whitlock J.P., Bina J.R.M. Acidic polypeptides can assemble both histones and chromatin in vitro at physiological ionic strength. Proc.Natl.Acad.Sci. USA, 1979, 76, 10, 50005004.

135. Stein A., Page D. Core histone association in solution of high salt. J.Biol.Chem., 1980, 255, 8, 3629-3637.

136. StrOtling W.H., Klingholtz R. Supranucleosomal structure of chromatin, digestion by caicium-magnesium endonuclease proceeds via a descrete class of particles with elevated stability.-Biochemistry, 1981, 20, 5, 1386-1392.

137. Stratling W.H., Muler U.Zentgraf M. The higher order repeatstructure of chromatin is built up of globular particles containing eight nucleosomes. Exp.Cell Res., 1978, 117, 301-311.

138. Tatchell K., van Holde K. Reconstitution of chromatin core particles. Biochemistry, 1977, 16, 24, 5295-5303.

139. Thoma P., Losa R., Koller T. Involvement of the domains of histo-ne H1 and H5 in the structural organization of soluble chromatin, J.Mol.Biol., 1983, 167, 3, 619-641.

140. Thoma P., Koller Th. Unravelled nucleosomes, nucleosome beads and higher order structures of chromatin: influence of nonhistone components and histone H1. J.Mol.Biol., 1981, 149, 4, 709733.

141. Thoma P., Koller Th., Klug A. Involvement of histone H1 in the organization of the nucleosome and of the salt-dependent superstructures of chromatin. J.Cell.Biol., 1979, 83, 403-427.

142. Thomas G.J.,Jr., Prescott В., Olins D.E. Secondary structure of histones and DM in chromatin. Science, 1977, 197, 4301, 385388.

143. Thomas J.0., Oudet P. Complexes of the arginine-rich histone tetramer (НЗ^ №4)2 with negatively supercoiled DM: electron microscopy and chemical cross-linking. Nucl.Acids Res., 1979, 7, 3, 611-623.

144. Thomas J.0,, Kornberg R.D. Cleavable cross-links in the analisis of histone histone association. - PEBS Lett., 1975, 58, 1, 353-358.

145. Thomas J.0., Kornberg R.D. An octamer of histones on chromatin and free in solutions. Proc.Natl.Acad.Sci.USA,1975, 77, 7, 2626-2630.

146. Thomas J.0., Butler P.J.G. The nucleosome core protein. Cold Spring Harbor Symp.Quant.Biol., 1978, 42, 1, 119-125.

147. Thomas J.0.,Butler P.J.G. Size-dependence of a stable higher-order structure of chromatin. J.Mol.Biol., 1980, 144, 89-93.

148. Tsanev R. Role of histories in cell differentiation. In: Euca-riotic Gene Regulation, 1980, CRC press, Florida, v.TI, 86-118,

149. Von Holt C., Stricland W.U., Brandt W.F., a.o., More histone structure. FEBS Lett., 1979, 100, 2, 201-218.

150. Wachtel E., Sperling R. Low resolution models of selfassembled histone fibers from X-ray diffraction studies. ITucl, Acids Res, 1979, 6, 1, 139-151.

151. Weintraub H,, Groudine M. Chromosomal subunit in active genes have an altered conformation.- Science, 1976, 193, 898-900.

152. Weintraub И., Baiter K., van T.ente F. Histones H2A, H2B, H3 and H4 form a tetrameric complex in solution of high salt.-Cell,1975, 6, 1, 85-100.

153. Weischet W.O., Tatchell K., van Holde K.E., Klump H. Thermal denaturation of nucleosomal core particles.- Hue1,Acids Res,, 1979, 5, 1, 139-160,

154. Y/eisbrod H. Active chromatin.- Nature, 1982, 297, 5864, 289-295.

155. Westhuyzen D.R., von Holt C. A new procedure for the isolation and fractionation of histones, FEBS Lett., 1971, 14, 333-337,

156. Whitlock J.P,, Jr. The conformation of the chromatin core particle is ionic strength dependent. - J.Biol.Chem., 1979, 254, 13, 5684-5689.

157. Wilkins M.H.F.,Zubay G., Wilson H.R. X-ray diffraction studies of the molecular structure of nucleohistone and chromosomes, -J.Mol.Biol., 1959, 1, 2, 179-185.

158. Wiseman J.M., Garrard W.T. Points of contact between histone H1 and the histone octamer.- broc. Uatl.Acad.Sci,USA, 1980, 77, 1, 127-131,

159. Worcel A,, Strogatz S,, Riley D. Structure of chromatin and the linking number of DM. Proc.Hatl.Acad.Sci.USA, 1981, 78, 14611465.1 б3* Zalenskaya Т.A,, Pospelov A.V., Zalensky A.0,, Vorob'ev V.I.

160. Nucleosomal structure of sea urchin and starfish sperm chromatin. Histone H2B is possible involved in determining the length of linker DMA. Nucl.Acids Res., 1981, 9, 3, 473-487.

161. Zama M., Bryan P.N., Harrington R.E., Olins A.L., Olins D.E. Conformational states of chromatin.- Cold Spring Harbor Symp. Quant.Biol., 1978, 42, 1, 31-41.

162. Zayetz V.W., Bavykin S.G.,Karpov V.L., Kolesnikov В., Mirzabe-kov A.D. Stability of the primary organization of nucleosome core particles upon some conformational transitions. Nucl.Acids. Res., 1980, 9, 1053-1068.

163. Zentgraf H., Muller U., Eranke P. Reversible in vitro packingof nucleosomal filaments into globular supernucleosomal units in chromatin of whole chick erythrocyte nuclei. Eur.J.Cell.Biol., 1980, 23, 171-188.