Поиск и исследование силикатеинов пресноводных губок тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Калюжная, Оксана Викторовна

• Калюжная, Оксана Викторовна
• кандидат биологических наук
• 2007

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Калюжная, Оксана Викторовна

ВВЕДЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Кремний и кремнийсодержащие организмы 1 о

1.2. Губки - древнейшие многоклеточные организмы с кремниевым скелетом

1.3. Молекулярные основы биосилификации

1.4. Силикатеины - представители семейства папаин-подобных цистеиновых протеаз

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Исследование скелета губки под микроскопом

3.2. Электрофоретическое разделение белков спикул

3.3. Определение последовательностей кДНК силикатеинов Ь. Ъшса1еп

3.4. Определение последовательностей силикатеинов других пресноводных губок

3.5. Сравнение аминокислотных последовательностей силикатеинов

3.6. Анализ организации экзон-интронной структуры генов силикатеинов

3.7. Масс-спектрометрическое изучение белков спикул 80 ЗАКЛЮЧЕНИЕ 83 ВЫВОДЫ 84 СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Поиск и исследование силикатеинов пресноводных губок»

Актуальность проблемы. Процесс биосилификации, или биологического формирования аморфного кремнезёма, довольно широко распространён в природе. Усваивать неорганический кремнезём из окружающей среды способны некоторые простейшие, диатомеи, губки, моллюски и высшие растения (Shimizu et al., 1998; Bavestrello et al., 2003; Patwardhan, Clarson, 2002). Но только губки (тип Porifera), единственные из современных многоклеточных организмов, способны строить из кремния свой скелет.

Проблема формирования кремниевого скелета губок интересует учёных во всём мире. Однако до недавнего времени объектами их исследования являлись преимущественно морские губки. В спикулах морских губок, после растворения их в плавиковой кислоте или ее солях, были найдены белки, обладающие ферментативной активностью и способные гидролизовать эфиры кремниевой кислоты с образованием аморфного кремнезёма (Shimizu et al., 1998; Cha et al., 1999; Krasko et al., 2000; Weaver, Morse, 2003). Эти белки получившие название силикатеины, входят в состав аксиального филамента - центральной «нити», вокруг которой происходит отложение кремнезёма и формирование скелетных элементов губок - кремниевых игл, или спикул. Силикатеины - белки, гомологичные цистеиновой протеазе катепсину L. Основным отличием силикатеинов является наличие в активном центре остатка серина, вместо остатка цистеина - у катепсина L (Shimizu et al., 1998; Cha et al., 1999; Krasko et al., 2000; Morse et al., 2003). Известные на данный момент последовательности силикатеинов морских губок принадлежат к 2 классам: более распространенным является силикатеин-а, для двух видов губок было показано также наличие второго силикатеина - силикатеина-р (Shimizu et al., 1998; Cha et al., 1999; Krasko et al., 2000). Для лучшего понимания механизма действия силикатеинов актуальным является исследование их структуры у различных морских и пресноводных губок. Пресноводные губки представляют особый интерес в связи с тем, что они являются эволюционно более молодой группой, по сравнению с морскими губками. Пресноводные губки образовались, вероятно, около 150 млн. лет назад в позднемеловую (Early Cretaceous) эпоху, в то время как морские губки образовались ранее, не менее 600 млн лет назад, в Прекембрии (Early Vendían) (Li et al., 1998; Dunagan, 1999).

В настоящей работе объектом исследований являются силикатеины пресноводных губок, принадлежащих к двум семействам: космополитному -Spongilliidae и эндемичному - Lubomirskiidae. В состав последнего семейства входят губки, обитающие в озере Байкал, а также единственный вид Baikalospongia dzhegatajensis, живущий в озере Чагытай (республика Тыва).

Большинство представителей семейства Lubomirskiidae, по сравнению с космополитными губками, отличаются массивными размерами и скелетом. Так, кремнероговой скелет широко распространённой в Байкале губки, Lubomirskia baicalensis, достигает размеров 1.5 м. Байкальские губки способны обитать в широком диапазоне глубин: от 3 до 900 м (Абрамов и др., 1979; Вейнберг, 2001), а на глубине 5-40, метров они покрывают каменистое дно озера сплошным ковром. Таким образом, эти эндемичные губки, по всей видимости, имеют особенности, которые позволили им развить мощный скелет и расселиться по всему дну Байкала.

Для сравнительного исследования силикатеинов, в работу были включены космополитные губки семейства Spongilliidae, принадлежащие к родам Ephydatia и Spongilla. Кроме того, использовались последовательности силикатеинов морских губок, опубликованные в генетических банках данных.

Цель исследования. Определение и сравнительный анализ нуклеотидных и аминокислотных последовательностей силикатеинов космополитных и эндемичных пресноводных губок. Задачи исследования:

1. Определить полные последовательности кДНК силикатеинов байкальской губки L. baicalensis и космополитных губок Ephydatia muelleri и Spongilla lacustris.

2. Проанализировать экзон-интронную структуру генов силикатеинов из геномной ДНК губок семейств Spongilliidae (Е. muelleri, S. lacustris) и Lubomirskiidae (L. baicalensis, L. incrustans, Baikalospongia intermedia, B. dzhegatajensis, Swartschewskia papyracea).

3. Провести анализ транслированных аминокислотных последовательностей генов силикатеинов.

4. Установить наличие белков, кодируемых соответствующими генами силикатеинов, в спикулах губки.

Научная новизна. В настоящей работе впервые для пресноводных губок показано наличие в их геноме множества генов силикатеина-а. Для эндемичной байкальской губки L. baicalensis определены полноразмерные последовательности четырёх кДНК силикатеинов и экзон-интронные последовательности всех обнаруженных генов. У других видов пресноводных космополитных и эндемичных губок также обнаружено от 1 до 5 различных генов силикатеина-а. Установлена консервативность локализации интронов и размера экзонов у большинства из этих генов. Проведён анализ транслированных последовательностей генов, в результате которого выявлена высокая консервативность С-концевого домена зрелых белков силикатеинов. Обнаружено, что в определённых участках последовательностей белков пресноводных губок находятся характерные консервативные аминокислотные остатки. Проведён массспектрометрический анализ белков спикул губки L. baicalensis, в результате которого в составе спикул обнаружено три белка силикатеина-а.

Практическая значимость работы.

Силикатеины являются потенциально важными ферментами для многочисленного использования в медицине и технологии, например, для модификаций поверхностей стёкол, получения силиконовых резин, пластмасс, микро-решеток и катализаторов. Интересующие исследователей поверхности, например, содержащие коллаген могут быть модифицированы пришивкой на них силикатеина с последующим отложением на этих поверхностях кремнезема с целью использования в виде заменителей костей при протезировании. Преимущество такого подхода обусловлено тем, что отложение кремнезема происходит при мягких физиологических условиях, в то время как обычные физико-химические методы модификации поверхностей требуют высоких температур и давлений, и щелочной среды, что может разрушать органические подложки. Использование кремнезема, привитого с помощью силикатеина на металлические поверхности, также может быть полезно для получения имплантатов с уменьшенной способностью к отторжению. Рекомбинантный силикатеин может быть использован для получения как нано- так и микроструктур кремнезема с заданными свойствами, необходимыми в качестве добавки к пластмассам, к покровным и красящим материалам, как наполнители резин, как основа для катализаторов и адсорбентов. Кроме того, с помощью силикатеинов могут быть получены материалы с заданной прочностью, определенными размерами пор и площадью поверхности, которые необходимы для использования в методах сепарации (Sarikaya et al., 2003; Sun et al., 2004; Kim et al, 2004).

Внедрение в практику. Полученные нуклеотидные последовательности генов депонированы в международный компьютерный банк данных GenBank.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Пресноводные губки имеют множество генов силикатеина-а.

2. В структуре генов силикатеинов пресноводных губок имеется 6 интронов различной длины и строгой локализации.

3. Белковые последовательности силикатеинов пресноводных губок отличаются характерными для определённых позиций аминокислотными остатками.

4. В спикулах пресноводной губки L. baicalensis локализовано, по меньшей мере, три белка силикатеина-а.

Личный вклад соискателя. В основу диссертации положены исследования, выполненные автором в лаборатории аналитической биоорганической химии Лимнологического института СО РАН (г. Иркутск) и в лаборатории молекулярной биологии Института физиологической химии Университета им. И. Гутенберга (г. Майнц, Германия) в период с 2004 по 2006 гг. Определение нуклеотидных последовательностей генов и их анализ, а также электрофорез белков спикул в акриламидном геле проводились автором самостоятельно под руководством к.б.н. Красько Анатолия Геннадьевича, д.б.н., проф. Беликова Сергея Ивановича, доктора биологии, проф. Мюллера Вернера Эрнста.

Апробация работы. Материалы диссертации были представлены: на международной конференции "Живые клетки диатомей" ("The living diatom cells", Иркутск, 2004), на международном рабочем совещании «Происхождение и эволюция биосферы» (Новосибирск, 2005), на Четвёртой Верещагинской Байкальской конференции (Иркутск, 2005), на VII международном симпозиуме по губкам ("7th International Sponge Symposium", Rio de Janeiro, 2006).

Публикации. По результатам диссертации опубликовано 15 работ, из них 9 статей в реферируемых журналах.

Структура и объём работы. Диссертационная работа состоит из введения, трёх глав, заключения, выводов, списка литературы и 6 приложений. Работа изложена на 120 страницах, иллюстрирована 9 рисунками и 3 таблицами. Список литературы содержит 135 наименований, в том числе 102 на иностранных языках.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Калюжная, Оксана Викторовна

ВЫВОДЫ

1. Определены последовательности генов и кДНК силикатеинов 7 видов пресноводных губок семейств 8роп§Пнс1ае и ЬиЬогшгБкнсЬе. Показано, что пресноводные губки имеют множество генов белка силикатеина-а.

2. У эндемичной байкальской губки Ь. ЪагсаЫти обнаружены четыре гена белка силикатеина-а (-а1, -а2, -аЗ и -а4). Для всех генов определены полные последовательности кДНК и экзон-интронная структура генов. В геноме других пресноводных губок обнаружены от 1 до 5 генов силикатеина-а. Установлена консервативность локализации интронов этих генов и размера экзонов у большинства из них.

3. Проведён анализ транслированных последовательностей генов, в результате которого выявлена высокая консервативность С-концевого домена зрелых белков силикатеинов и найдены характерные для всех пресноводных губок аминокислотные замены.

4. Методом масс-спектрометрического анализа показано, что в составе спикул Ь. ЪтссАетЬ имеются, по крайней мере, 3 силикатеина-а.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

До настоящего времени силикатеины были исследованы лишь у морских губок. В данной работе мы впервые показали, что в геноме эволюционно более молодой группы пресноводных губок также имеются гены силикатеинов, а в спикулах губок - соответствующие белки. Однако, если у морских губок расшифрованы последовательности кДНК, двух белков: силикатеина-а и -В, то в геноме различных видов пресноводных губок нам удалось обнаружить до пяти генов, гомологичных силикатеину-а морских губок. При сравнении с АК последовательностями силикатеинов морских губок, у пресноводных губок мы выявили ряд особенностей: в определённых участках последовательностей пресноводных губок имеются 13 характерных консервативных а.о.; несколько различается локализация сериновых кластеров; АК последовательности силикатеинов отличаются высокой гомологией (67-99%) и близкими значениями р1 (5.2-5.7); у зрелых белков выше количество гидроксил-содержащих аминокислот -потенциальных сайтов фосфорилирования. Для силикатеинов пресноводных губок отмечена также высокая консервативность С-концевого домена зрелых белков и значительная вариабельность И-концевых последовательностей. Вместе с тем у силикатеинов морских и пресноводных губок сохраняются неизменными а.о. активного центра, а также позиции цистеинов, по-видимому, определяющих конформацию белка. Кроме того, нами определена экзон-интронная структура силикатеинов пресноводных губок и установлено, что различные по длине интроны имеют строгую локализацию в последовательностях генов, длины же экзонов сохраняются неизменными.

Данные нашего исследования представляют большой интерес, поскольку знания о механизмах усвоения и метаболизма кремния являются важными для потенциального применения в медицине и нанотехнологии. Следующим этапом работы может стать сравнительное изучение активности рекомбинантных сликатеинов морских и пресноводных губок.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Калюжная, Оксана Викторовна, 2007 год

1. Глинка Н.Л. Общая химия: Учебное пособие для вузов / Под ред. А.И.Ермакова.- изд. 30-е, исправленное. М.: Интеграл-Прес, 2002. 728 с.

2. Грачев М.А. О современном состоянии экологической системы озера Байкал.

3. Новосибирск: Изд-во СО РАН, 2002. 156 с. Догель В.А. Зоология беспозвоночных: Учебник для ун-тов / Под ред. проф. Полянского Ю.И. 7-е изд., перераб. И доп. - М: Высш. Школа, 1981. 606 с.

4. Ефремова С. M. Новый род и новые виды губок сем. Lubomirskiidae Rezvoj, 1936. Том 1. Озеро Байкал. Книга 2 // Н.: Наука, 20016. С. 208.

5. Жанаева С.Я., Алексеенко Т.А., Г.А. Шкурат, Короленко Т.А. Изучение связи между эффективностью противоопухолевой терапии и активностью цистеиновых протеаз в ткани лимфосаркомы LS мышей // Биллетень СО РАМН. 2007. №1 (123). С. 84-87.

6. Жимулёв И.Ф. Современные представления о структуре гена у эукариот // Соросовский образовательный журнал. 2000. Т. 6. № 7. С. 17-24.

7. Жимулёв И.Ф.тОбщая и молекулярная генетика: Учеб. пособие.- 2-е изд., испр. и доп.- Новосибирск: Сиб. унив. изд-во, 2003. 479 с.

8. Ицкович В.Б., Беликов С.И., Ефремова С.М., Масуда Й. Изучение филогенетических связей пресноводных губок Байкала методом анализа структур гена 18S рРНК // Сиб. экол. журн. 1999. № 6. С. 639 -643.

9. Кожов М.М. Биология озера Байкал / отв. ред. Галазий Г.И. М.: Изд-во Академии Наук СССР. 1962. 315 с.

10. Колесников М.П. Формы кремния в растениях 7/ Успехи биологической химии. 2001. Т.З. С. 301-332.

11. Коничев A.C., Севастьянова Г.А. Молекулярная биология: Учеб. для студ пед. вузов.- М.: Изд. центр «Академия», 2003. 400 с.

12. Короткова Г.П., Анакина Р.П., Ефремова С.М. Морфогенезы у губок // Тр. БиНИИ ЛГУ. Л.: Изд-во Ленингр. Ун-та, 1981. № 33. С. 93-107.

13. Мартинсон Г. Г. Проблемы происхождения фауны Байкала // Зоол. Журнал. 1967. Т. 46. №10. С. 1594-1598.

14. Остерман JI.A. Методы исследования белков и нуклеиновых кислот: Электрофорез и ультрацентрифугирование (практическое пособие). М.: Наука, 1981.288 с.

15. Офицеров E.H. Кремний в биосфере // Химия и жизнь. 2002. № 7. С. 32-35.

16. Патрушев Л.И. Экспрессия генов. М.: Наука, 2000. 527 с.

17. Резвой П. Д. Пресноводные губки (Сем. Spongillidae и Lubomirskiidae) // Фауна СССР. М.: Изд-во АН СССР, 1936. Т. 2, вып. 2. 124 с.

18. Резвой П. Д. Пресноводные губки (Сем. Spongillidae и Lubomirskiidae) // Фауна СССР. М.: Изд-во АН СССР, 1936. Т. 2, вып. 2. 124 с.

19. Тимошкин О. А., Мазепова Г.Ф, Мельник Н.Г. и др. Атлас и определитель пелагобионтов Байкала (с краткими очерками по их экологии). Н.: Наука, 1995. С. 14.

20. Тимошкин O.A. 2001. Аннотированный список фауны озера Байкал и его водосборного бассейна. Т. 1. Книга 1. Новосибирск: Наука. С. 179-192.

21. Ходоровская Н.И., Стурова М.В. Исследование влияния концентраций кремния и фосфора на развитие диатомовой микрофлоры водоёма // Известия Челябинского научного центра. Вып. 2. № 15. 2002. С. 50-53.

22. Ченцов Ю.С. Общая цитология: Учебник.- 3-е изд., перераб. и доп.- М.: Изд-во МГУ, 1995.384 с.

23. Шимарев М.Н., Домышева В.М. Климат и многолетняя динамика содержания кремния в водной толще озера Байкал // Геология и геофизика, 2004. Т.45. №3. с. 310-316.

24. Шульц Г., Ширмер Р. Принципы структурной организации белков. М.: Мир, 1982. 349 с.

25. Шкатаржик К.А. География Республики Тува. Кызыл: Тувинское книжное издательство, 1993. 128 с.

26. Якубке Х.-Д. Ешкайт X. Аминокислоты, пептиды, белки. М.: Мир, 1985. 456 с.

27. Barrett A.J. Classification of peptidases // Methods Enzymol. 1994. V. 244. P. 115.

28. Barrett A.J., Rawlings N.D. Evolutionary lines of cysteine peptidases // Biol. Chem. 2001. V. 382. P. 727-733.

29. Bidle K.D., Manganelli M., Azam F. Regulation of oceanic silicon and carbon preservation by temperature control on bacteria // Science. 2002. V. 298(5600). P. 1980-1984.

30. Blom N., Sicheritz-Ponten T., Gupta R, Gammeltoft S., Brunak S. Prediction of post-translational glycosylation and phosphorylation of proteins from the amino acid sequence//Proteomics. 2004 V. 4. P. 1633-1649.

31. Borchiellini C., Manuel M., Alivon E., Bouri-Esnault N., Vacelet J., Le Parco Y. Sponge paraphyly and the origin of Metazoa // J . Evol. Biol. 2001. V. 14. P. 171-179.

32. Cao X., Fu W., Yu X., Zhang W. Dynamics of spicule production in the marine sponge Hymeniacidon perlevis during in vitro cell culture and seasonal development in the field // Cell and Tissue Research. 2007. V. 329. P. 595608.

33. Chapman H.A., Riese. J.P., Shi G.P. Emerging roles for cysteine proteases in human biology // Annu. Rev. Physiol. 1997. V. 59. № 63. P.63-88.

34. Conley D. Riverine contribution of biogenic silica to the ocean silica budget // Limnol. Oceanogr. 1997. V. 42(4). P. 774-777.

35. Conley D.J., Stalnacke P.,Pitkanen H., Wilander A. The transport and retention of dissolved silicate by rivers in Sweden and Finland // Limnol. Oceanogr. 2000. V. 45. №8. P. 1850-1853.

36. Coradin T., Lopez P. J, Biogenic silica patterning: simple chemistry or subtle biology? // Chem. Biochem. 2003. V. 3. P. 1-9.

37. Dickinson D.P. Cysteine peptidases of mammalians: their biological roles and potential effects in the oral cavity and other tissue inhealth and diseas // Crit. Rev. Oral. Biol. Med. 2002. V. 13. № 3. P. 238-275.

38. Dunagan S.P. A North American freshwater sponge (Eospongilla morrisonensis new genus and species) from the Morrison Formation (Upper Jurassic). Colorado // J. Paleontology. 1999. V. 73. № 3. P. 389-393.

39. Epstein E. Silicon // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1999. V. 50. P. 64-64.

40. Foo C.W.P., Huang J., Kaplan D.L. Lessons from seashells: silica mineralization via protein templating // TRENDS in Biotechnology. 2004. V. 22. № 11. P. 577-585.

41. Fischer, H. Robl I., Sumper M., Krgöer N. Targeting and covalent modification of cell wall and membrane proteins heterologously expressed in the diatom Cylindrotheca fusiformis (Bacillariophyceae). J. Phycol. 1999. V. 35. P. 113-120.

42. Garrone R., Simpson T.L., Pottu J. Ultrastructure and deposition of silica in sponges // In: Simpson T.L., Volcani B.E., editors. Silicon ans siliceous structures in biological systems. New York: Springer. 1981. P. 495-525.

43. Grachev M.A., Denikina N.N., Belikov S.I., Likhoshvai E.V., Usoltseva M.V., Tikhonova I.V., Adelshin R.V., Kier S.A., Shcherbakova T.A. Elements ofthe active center of silicon transporters in diatoms // Molecular biology. 2002. V. 36. № 4. P. 534-536.

44. Groves M.R., Coulombe R., Jenkins J., Cygler M. Structural basis for specificity of papain-like cysteine protease proregions toward their cognate enzymes. Proteins. 1998. V. 32. P. 504-14.

45. Grozonka Z., Kasprzykowski F., Wiczk W. Cystein Proteases // In Polaina J. and MacCabe A.P. eds. Industrial Enzymes. Gdansk: Springer. 2007. P. 181195.

46. Hartman W.D. Form and distribution of silica in sponges // In: Simpson T.L., Volcani B.E., editors. Silicon ans siliceous structures in biological systems. New York: Springer. 1981. P. 453-493.

47. Hooper J. N. A., van Soest R. W. M. Class Demospongiae Sollas, 1885 // In: Hooper J. N. A., van Soest R.W.M. (eds) Systema Porifera: A Guide to the Classification of Sponges, vol. 1. New York: Kluwer Academic/Plenum Publishers. 2002. P. 15-18.

48. H.C., Müller W.E.G. Monophyletic origin of freshwater sponges in ancient lakes based on partial structures of COXI gene // Hydrobiologia. 2006. V. 568. P. 155-159.

49. Kaluzhnaya O.V., Belikov S.I., Schröder H.C., Rothenberger M., Zapf S., Kaandorp J.P., Borejko A., Müller I.M., Müller W.E.G. Dynamics of skeleton formation in the Lake Baikal sponge Lubomirskia baicalensis. Part

50. Biological and biochemical studies //Naturwissenschaften. 2005. V. 92. P. 128-133.

51. Kim D. J., Lee K.-B., Chi Y. S., Kim W.-J., Paik H., Choi I.S. Biomimetic Formation of Silica Thin Films by Surface-Initiated Polymerization of 2-(Dimethylamino)ethyl Methacrylate and Silicic Acid // Langmuir. 2004. V. 20. P. 7904-7906.

52. Krasko A., Batel R., Schröder H.C., Müller I.M., Müller W.E.G. Expression of silicatein and collagen genes in the marine sponge Suberites domuncula is controlled by silicate and myotrophin // Europ. J. Biochem. 2000. V. 267. P. 4878-4887.

53. Kröger N., Bergsdorf C., Sumper M. A new calcium binding glycoprotein family constitutes a major diatom cell wall component // EMBO J. 1994. V. 13. № 19. P. 4676-83.

54. Kröger N., Bergsdorf C., Sumper M. Frustulins: domain conservation in a protein family associated with diatom cell walls // Eur. J. Biochem. 1996. V. 239. P. 259-264.

55. Kröger N., Lehmann G., Rachel R., Sumper M. Characterization of a 200-kDa diatom protein that is specifically associated with a silica-based substructure of the cell wall // Eur. J. Biochem. 1997. V. 250. P. 99-105.

56. Kröger N., Sumper M. Diatom cell wall proteins and the cell biology of silica biomineralization //Protist. 1998. V. 149. P. 213-219.

57. Kröger N, Deutzmann R, Sumper M. Polycationic peptides from diatom biosilica that direct silica nanosphere formation // Science. 1999. V. 286. № 5442. P. 1129-1132.

58. Kröger N., Wetherbee R. Pleuralins are involved in the differentiation in the diatom Cylindroiheca fusiformis II Protist. 2000. V. 151. P. 263-273.

59. Kröger N., Deutzmann R., Bergsdorf C., Sumper M. Species specific polyamines from Diatoms control silica morphology // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 2000. V. 97. P. 14133-14138.

60. Kröger N., Sumper M. The biochemistry of silica formation in diatoms // In: Baeuerlein E., edits. Biomineralization from biology to biotechnology and medical application. Weinheim: Wiley-VCH. 2000. P. 151-170.

61. Kröger, N., Deutzmann, R. and Sumper, M. Silica precipitating peptides from Diatoms: the chemical structure of silaffin-lA from Cylindroiheca fusiformis II J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 26066-26070.

62. C.-W., Chen J.-Y., Hua T.-E. Precambrian Sponges with Cellular Structures. Science // 1998. V. 279. P. 879-882.

63. Mats V. D. The structure and development of the Baikal rift depression // Earth-Sci. Rev. 1993. V. 34. P. 81-118.

64. Mort J.S. Cathepsin L // In: Barrett A.J., Rawlings N.D., Woessner J.F., editors. Handbook of proteolytic enzymes. Amsterdam: Academic Press. 2002. P. 617-624.

65. Miiller W.E.G., Rothenberger M., Boreiko A., Tremel W., Reiber A., Schroder H.C. Formation of siliceous spicules in the marine demosponge Suberites domuncula//Cell Tissue Res. 2005. V. 321. P. 285-297.

66. Murr M.M., Morse D.E. Fractal intermediates in the self-assembly of silicatein filaments // PNAS. 2005. V. 102. №'33. P. 11657-11662.

67. Nichols S., Wörheide G. Sponges: New Views of Old Animals // Integr. Comp. Biol. 2005. V. 45. P. 333-334.

68. Otto H.-H. and Schirmeister T. Cysteine proteases and their inhibitors // Chem. Rev. 1997. V. 97. P. 133-171.

69. Patwardhan S.V., Clarson S.J. Silicification and Biosilicification Part 6. Poly-1-Histidine Mediated Synthesis of Silica at Neutral pH // Journal of Inorganic and Organometallic Polymers. V. 2003. 13. N. 1. P. 123-135.

70. Perry C.C., Keeling-Tuker T. Biosilicification: the role of organic matrix in structure control // J. Biol. Inorg. Chem. 2000. V. 5. P. 537-550.

71. Poulsen N., Sumper M., Kröger N. Biosilica formation in Diatoms: Characterization of native silaffin-2 and its role in silica morphogenesis // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 2003. V. 100. P. 12075-12080.

72. Poulsen N., Kröger N. Silica morphogenesis by alternative processing of silaffins in the diatom Thalassiosira pseudonana II J. Biol. Chem. 2004. V. 279. P. 42993-42999.

73. Que X., Reed S.L. Cysteine Proteinases and the Pathogenesis of Amebiasis // Clinical Microbiol. Rev. 2000. V. 13. № 2. P. 196-206.

74. Rawlings N.D., Barrett A.J. Families of cysteine peptidases // Meth. Enzymol. 1994. V. 244. P. 461-486.

75. Reiswig H.M. The axial symmetry of sponge spicules and its phylogenetic significance // Cah. Biol. Mar. 1971. V. 12. P. 505-514.

76. Reilly J.J., Mason R.W., Chen P., Joseph L.J., Sukhatme V.P., Yee R., Chapman H.A. Synthesis and processing of cathepsin L, an elastase, by human alveolar macrophages. Biochem. J. 1989. V. 257. P. 493-498.

77. Rzychon M., Chmiel D., Stec-Niemczyk J. Modes of inhibition of cysteine proteases // Acta Biochim. Polon. 2004. V. 51. № 4. P. 861-873.

78. Sanford F. Physical and chemical analysis of the siliceous skeleton in six sponges of two groups (Demospongiae and Hexactinellida) // Micr. Res. Techn. 2003. V. 62. P. 336-355.

79. Sarikaya M., Tamerler C., Jen A.K., Schulten K., Baneyx F. Molecularbiomimetics: nanotechnology through biology //Nature materials. 2003. V. 2. P. 577-585.

80. Schröder H.-C., Efremova S.M., Itskovich V.B., Belikov S.I., Masuda Y., Krasko A., Müller I.M., Müller W.E.G. Molecular phylogeny of the freshwater sponges in Lake Baikal // J. Zool. Syst. Evol. Research. 2003. V. 41. P. 8086.

81. Shore R.E. Axial filament of siliceous sponge spicules, its organic component and synthesis//Biol. Bull. 1972. V. 143. P. 125-136.

82. Simpson T.L. The Cell Biology of Sponges. New York: Springer-Verlag. 1984. 662 p.

83. Simpson T.L., Langenbruch P.-F., Scalera-Liaci L. Silica spicules and axial filaments of the marine sponge Stelletta grubii (Porifera, Demospongiae) // Zoomorphology. 1985. V. 105. P. 375-382.

84. Shimizu K., Cha J., Stucky G.D., Morse D.E. Silicatein alpha: cathepsin L-like protein in sponge biosilica // Proc. Natl. Acad. Sci. 1998. V. 95. № 11. P. 6234-6238.

85. Shore R.E. Axial filament of siliceous sponge spicules, its organic components and synthesis. Biol Bull. 1972. V. 143. P. 125-136.

86. Sumper M., Kroger N. Silica formation in Diatoms: the function of long-chain polyamines and silaffins // J. Mater. Chem. 2004. V. 14. P. 2059-2065.

87. Sun Q., Vrieling E.G., Santen R.A. van, Sommerdijk N.A.J.M. Bioinspired synthesis of mesoporous silicas // Current Opinion in Solid State and Materials Science. 2004. V. 8. P. 111-120.

88. Tallberg P. Silicon and its impacts on phosphorus in eutrophic freshwater lakes. Ph.D. thesis, Department of Limnology and Environmental Protection, University of Helsinki. Yliopistopaino. Helsinki. 2000. P. 57.

89. Tao K, Stearns N.A., Dong J., Wu Q., Sahagian G.G. The proregion of cathepsin L is required for proper folding, stability and ER exit // Arch. Biochem. Biophys. 1994. V. 311. P. 19-27.

90. Thamatrakoln K., Hildebrand M. Approaches for Functional Characterization of Diatom Silicic Acid Transporters // Journal of Nanoscience and Nanotechnology. 2005. V. 5. P. 1-9.

91. Thamatrakoln K., Alverson A. J., Hildebrand M. Comparative sequence analysis of diatom silicon transporters: towards a mechanistic model for silicon transport // J. Phycol. 2006. V. 42. P. 822-834.

92. Thamatrakoln K., Hildebrand M. Analysis of Thalassiosira pseudonana silicon transporters indicates distinct regulatory levels and transport activity through the cell cycle // Eucariotic Cell. 2007. V. 6. № 2. P. 271-279.

93. Treguer P., Nelson D.M., Bennekom A.J., DeMaster D.J., Leynaert A., Queguiner B. The silica balance in the world ocean: a reestimate // Sciense. 1995. V. 268. P. 375-379.

94. Turk B., Dolenc I, Lenarcic B., Krizaj I., Turk V., Bieth J.B., Bjork I. Acidic pH as a physiological regulator of human cathepsin L activity // Eur. J. Biochem. 1999. V. 259. P. 926-932.

95. Turk D., Guncar D. Lysosomal cysteine proteases (cathepsins): promising drug targets//Acta Cryst. 2003. V. 59. 203-213.

96. Turk V., Turk B., Turk D. Lysosomal systein proteases: facts and opportunités // The EMBO Jornal. 2001. V. 20. № 17. P. 4629-4633.

97. Uriz M.J., Turon X., Becerro M.A. Silica deposition in Demospongiae: spiculogenesis in Crambe crambe II Cell & Tissue Res. 2000. V. 301. P. 299-309.

98. Villalobo E., Moch C., Fryd-Versavel G., Fleury-Aubusson A., Morin L. Cysteine Proteases and cell differentiation: excystment of the ciliated protist Sterkiella histriomuscorum II Eucariotic Cell. 2003. V.2(6). P. 1234-1245.

99. Weaver J. C., Morse D. E. Molecular Biology of Demosponge Axial Filaments and Their Roles in Biosilicification // Microscopy research and technique. 2003. V. 62. P. 356-367.

100. Wiederanders B. The function of propeptide domains of cysteine proteinases //Adv. Exp. Med. Biol. 2000. V. 477. P. 261-270.

101. Zhou Y., Shimizu K., Cha J.N., Stucky G.D., Morse D.E. Efficient catalysis of polysiloxane synthesis by silicatein a requires specific hydroxyl and imidazole functionalities//Angew. Chemie. 1999. V. 38. P. 780-782.