Особенности формирования и развития арбускулярной микоризы в условиях in vitro тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.12, кандидат биологических наук Карандашов, Владимир Евгеньевич

• Карандашов, Владимир Евгеньевич
• кандидат биологических наук
• 1999

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Карандашов, Владимир Евгеньевич

СОДЕРЖАНИЕ

Список сокращений

Введение

Глава 1. Обзор литературы

1.1. Понятие арбускулярной микоризы

1.2. Компоненты арбускулярной микоризы

1.3. Жизненный цикл грибов АМ

1.3.1. Грибной инокулюм

1.3.2. Прорастание грибов АМ

1.3.2.1. Влияние эксудатов корней на прорастание 19 грибов АМ

1.3.2.2. Влияние летучих соединений на прораста-

ние грибов АМ

1.3.3. Первичная колонизация корней грибами АМ

1.3.4. Развитие внутреннего мицелия

1.3.5. Развитие наружного мицелия

1.3.6. Ауксилярные клетки

1.3.7. Спороношение

1.4. Факторы, влияющие на формирование и развитие АМ

1.5. Немикотрофные растения

1.6. Культивирование грибов АМ в условиях in vitro

Глава 2. Материалы и методы

2.1. Грибной материал

2.1.1. Грибные изоляты

2.1.2. Выделение грибных спор

2.1.3. Стерилизация грибных спор

2.1.4. Использование фрагментов корней с микоризой в 44 качестве источника грибного инокулюма

2.2. Растительный материал

2.3. Питательная среда

2.4. Изменение рН питательной среды в культурах трансфор- 49 мированных корней

2.5. Влияние рН на прорастание спор и развитие про- 49 ростковых трубочек Glomus caledonium

2.6. Установление двойной культуры грибов AM и 49 трансформированных корней растений

2.7. Сбор и анализ данных

2.7.1. Извлечение корней растений и грибных структур 50 из питательных сред

2.7.2. Окрашивание корней с микоризой

2.7.3. Параметры развития грибов AM в двойных 51 культурах

2.7.4. Параметры развития трансформированных корней

2.7.5. Микроскопическое наблюдение и фотографи- 55 рование

2.7.6. Статистическая обработка данных

Глава 3. Результаты

3.1. Жизненный цикл гриба AM Gl. caledonium на 56 трансформированных корнях моркови

3.1.1. Морфологические особенности наружного 58 мицелия Gl. caledonium

3.1.2. Микроскопическое подтверждение формирования 59 микоризы

3.1.3. Спороношение

3.2. Развитие других грибов AM в двойной культуре

3.3. Влияние факторов питательной среды на формирование и 70 развитие AM

3.3.1. Влияние рН питательной среды на прорастание 70 покоящихся спор С1. ссйейотит

3.3.2. Факторы, вызывающие изменение рН питательной 71 среды

3.3.3. Влияние концентрации фосфора в питательной 74 среде на формирование и развитие микоризы грибом АМ а. са1ес!оптт на трансформированных корнях моркови

3.3.4. Влияние концентрации сахарозы в питательной 76 среде на формирование и развитие микориз грибами АМ на трансформированных корнях моркови

3.4. Влияние возраста растения-хозяина на формирование

микоризы

Глава 4. Обсуждение

4.1. Моноксеничная культура 01. са1ес!отит

4.1.1. Состав питательной среды

4.1.2. Выбор желирующего агента при культивировании 82 АМ в стерильных условиях

4.1.3. Влияние рН питательной среды на формирование 84 и развитие АМ в стерильных условиях

4.2. Морфологические особенности наружного мицелия 01

са1ес1општ при культивировании на трансформированных

корнях моркови

4.2.1. Arum и Para-типы АМ в условиях in vitro

4.2.2. «Наружные арбускулы» 87 4.3. Спороношение в моноксеничных культурах грибов АМ

4.3.1. Продуктивность моноксеничных культур GI. 89 caledonium и Gl. intraradices

4.3.2. Особенности спороношения а. ссйес1општ на 90 трансформированных корнях моркови

4.4. Моноксеничная культура гриба АМ Сг/. еЫтсаЫт

Выводы

Благодарности

Список Литературы

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

AM арбускулярная микориза

ВАМ везикулярно-арбускулярная микориза

грибы AM грибы арбускулярной микоризы

грибы ВАМ грибы везикулярно-арбускулярной микоризы

МЕС (3-морфолино-этансульфоновая кислота

МОПС 3-(7У-морфолино)-пропансульфоновая кислота

«НА» «наружные арбускулы»

Трис Трис-(гидроксиметил)-аминометан

ALS-BAS от англ. arbuscule-like structures-branched absorbing

structures

pRi плазмиды (от англ. root inducing) Agrobacterium

rhizogenes

Т-ДНК трансформирующая ДНК Ri-плазмид

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Особенности формирования и развития арбускулярной микоризы в условиях in vitro»

ВВЕДЕНИЕ

Арбускулярная микориза (далее АМ) является самым распространенным симбиозом на Земле. В его формировании принимают участие облигатно симбиотрофные грибы из пор. 01оша1ез (Zygomycotina) и корни 80 % видов высших растений. Интерес к АМ вызван тем, что растения демонстрируют ярко выраженный положительный ростовой ответ на колонизацию корней грибным мицелием. Улучшение роста растений сопровождается повышением устойчивости к стрессовым ситуациям и патогенам. Эти эффекты обусловлены активностью грибного мицелия, который поглощает минеральные элементы, особенно малоподвижные (Р, Си, 2п), и переносит их в корни ассоциированного растения-хозяина, получая взамен органические формы углерода.

Многочисленные эксперименты, проведенные в полевых условиях и с использованием горшечной культуры, привели к некоторому прогрессу в области физиологии минерального питания растений с микоризой и к осознанию того, что инокуляция культурных растений грибами арбускулярной микоризы (далее грибы АМ) является естественной альтернативой внесению больших количеств удобрений, в первую очередь фосфорных, и что АМ может быть использована для восстановления нарушенных естественных экосистем, рекультивации эродированных, загрязненных и выпаханных почв. Возрастающий уровень понимания актуальности данной проблемы выражается словами, являющимися девизом ВЕС* - органа, координирующего работу с АМ в Европе: «большинство растений, строго говоря, имеют не корни, а микоризы» и «изучение растений без их микориз есть изучение артефактов».

Значительно меньше известно о механизмах регуляции взаимоотношений растения-хозяина и гриба АМ. Сложные взаимодействия

* La Banque Européenne des Glomales

микроорганизмов ризосферы, варьирующие физико-химические характеристики субстрата, комплексная взаимосвязь надземной и подземной частей растения значительно затрудняют изучение AM. Кроме того, существующие методы выделения компонентов микоризы из почвы не позволяют сохранить целостность системы корень-гриб. С этой точки зрения стерильная культура грибов AM на корнях растений является удобным инструментом для исследования разнообразных сторон жизнедеятельности AM, поскольку позволяет прослеживать динамику процессов ее формирования и развития без нарушения целостности системы. Для этих целей наиболее целесообразно использование pRi Т-ДНК трансформированных корней растений в качестве растений-хозяев, поскольку они характеризуются хорошим развитием на сильно обедненных питательных средах, что является необходимым условием получения AM in vitro.

Культивирование AM в стерильных условиях вызывает особый интерес в связи с возможностями широкомасштабного получения качественного грибного инокулюма, свободного от бактериального и грибного заражения, который может быть использован в растениеводстве, в т. ч. для повышения приживаемости трансгенных растений и растений, полученных методом клонального микроразмножения, при переносе их из стерильных условий в естественные.

Использование стерильных культур AM ограничено трудностями введения грибных изолятов в культуру, что обусловлено их облигатным симбиотрофным статусом и высокой требовательностью к условиям культивирования. С 1959 г., когда были предприняты первые попытки проращивания спор грибов в условиях in vitro (Mosse, 1959), и до настоящего времени в стерильную культуру на корнях растений были введены только пять видов грибов AM, что, естественно, не отражает всего многообразия существующих форм грибов и формируемых ими микориз.

В связи со сказанным, введение в стерильную культуру новых изолятов грибов АМ позволит определить факторы, обуславливающие успешное формирование и развитие АМ, исследовать особенности взаимоотношений компонентов симбиоза и предложить методы получения чистого грибного инокулюма.

В связи с этим целью данной работы было введение новых видов грибов АМ и изучение формирования и развития АМ на корнях растений. Для выполнения этой цели были поставлены следующие задачи:

1. определение основных факторов среды, обуславливающих формирование и развитие АМ на трансформированных корнях растений;

2. оптимизация условий культивирования грибов АМ, направленная на интенсификацию развития грибного мицелия и повышение продуктивности спороношения;

3. определение морфологических особенностей развития грибного мицелия в стерильных условиях;

4. определение видоспецифических особенностей взаимоотношений грибов и растений-хозяев;

5. долговременное поддержание двойных культур грибов и трансформированных корней растений и получение качественного жизнеспособного грибного инокулюма.

Заключение диссертации по теме «Физиология и биохимия растений», Карандашов, Владимир Евгеньевич

ВЫВОДЫ

1. В стерильных условиях получены культуры четырех грибов арбускулярной микоризы (Glomus caledonium, Glomus etunicatum, Glomus intraradices и Gigaspora margarita) на трансформированных корнях ряда растений (алтей, бархатцы, лен и морковь). Культуры Glomus caledonium и Glomus etunicatum установлены впервые.

2. Формирование арбускулярной микоризы в условиях in vitro определялось правильным подбором факторов питательной среды: низким содержанием Р, катионов тяжелых металлов, сахарозы, а также выбором желирующего агента и уровнем рН среды.

3. Прорастание покоящихся спор, развитие проростковых трубочек Glomus caledonium и последующее успешное формирование микоризы на трансформированных корнях моркови определялись уровнем рН питательной среды. Впервые использование буферной системы (10 мМ МЕС) привело к успешному формированию арбускулярной микоризы с последующим обильным спороношением гриба.

4. При культивировании на трансформированных корнях моркови Glomus caledonium формировал типичную микоризу Paris-типа, что в условиях ш vitro наблюдалось впервые. В аналогичных условиях гриб Glomus intraradices формировал микоризу Arum-типа. Этот факт свидетельствует о неопределенном статусе растений моркови относительно формирования арбускулярных микориз Paris- или Arum-типов.

5. Наружный мицелий Glomus caledonium при длительном культивировании на трансформированных корнях моркови формировал специфические структуры, которые не были описаны в литературе.

6. При культивировании Glomus caledonium на трансформированных корнях моркови для спороношения гриба были отмечены высокая положительная корреляция с величиной колонизации корней грибным мицелием, и со степенью колонизации корней, а также высокая отрицательная корреляция с общей длиной корневой системы.

7. Продемонстрирована возможность использования в качестве источников грибного инокулюма полученных в стерильных условиях покоящихся спор и фрагментов корней с микоризой.

БЛАГОДАРНОСТИ

Автор искренне благодарит И. Н. Кузовкину за консультации и помощь при выполнении работы, Prof. Н. Marschner и Dr. Е. George за организацию совместного проекта и последующее сотрудничество, Prof. G.

Bécard, Dr. V. Gianinazzi-Pearson (BEG) и Dr. I. Jakobsen за предоставленный растительный и грибной материалы, И. В. Карандашову за поддержку и всестороннюю помощь, сотрудников группы вторичного метаболизма корней за консультации и участие в обсуждении работы.

Работа осуществлена при поддержке Volkswagen-Stiftung (Ганновер, Германия).

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Карандашов, Владимир Евгеньевич, 1999 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Армитидж Ф., Уолден Р., Дрейпер Дж. 1991. Агробактериальные трансформирующие векторы растений. В кн.: Генная инженерия растений (ред. Дж. Дрейпер, Р. Скотт, Ф. Армитидж, Р. Уолден), Мир, Москва, 11-86

2. Дрейпер Дж., Скотт Р., Хэмил Дж. 1991. Трансформация клеток двудольных растений с помощью Ti-плазмид Agrobacterium tumefaciens и Ri-плазмид A. rhizogenes. В кн.: Генная инженерия растений (ред. Дж. Дрейпер, Р. Скотт, Ф. Армитидж, Р. Уолден), Мир, Москва, 87-193

3. Кузовкина И. Н. 1992. Культивирование генетически трансформированных корней растений: возможности и перспективы применения в физиологии растений. Физ. Раст., 39:1208-1214

4. Харли Дж. JI. 1963. Биология микоризы. В кн.: Микориза растений. Сборник переводов из иностранной литературы, (ред. Лобанов Н. В.), Изд. с-х литературы, журналов и плакатов, Москва, 15-244

5. Abbott L. К. 1982. Comparative anatomy of vesicular-arbuscular mycorrhizas formed on subterranean clover. Aust. J. Bot., 30:485-499

6. Abbott L. K., Robson A. D., De Boer G. 1984. The effect of phosphorus on the formation of hyphae in soil by the vesicular-arbuscular mycorrhizal fungus, Glomus fasciculatum. New Phytol., 97:437-446

7. Alexander Т., Meier R., Toth R., Weber H. C. 1989. Dynamics of arbuscule development and degeneration in mycorrhizas of Triticum aestivum L. and Avena sativa L. with reference to Zea mays L. New Phytol., 110:363-370

8. Amijee F., Tinker P. В., Stribley D. P. 1989. The development of endomycorrhizal root systems. VII. A detailed study of effects of soil phosphorus on colonization. New Phytol., 111:435-446

9. Azcon R. 1987. Germination and hyphal growth of Glomus mosseae in vitro: effects of rhizosphere bacteria and cell-free culture media. Soil. Biol. Biochem., 19:417-419

lO.Azcón R., Ocampo J. A. 1984. Effect of root exudation on VA mycorrhizal infection at early stages of plant growth. Plant Soil, 82:133-138

1 l.Baas R., van der Werf A., Lambers H. 1989. Root respiration and growth in Plantago major as affected by vesicular-arbuscular mycorrhizal infection. Plant Physiol., 91:227-232

12.Bago B., Vierheilig. H., Piché Y., Azcón-Aguilar C. 1996. Nitrate depletion and pH changes induced by the extraradical mycelium of the arbuscular mycorrhizal fungus Glomus intraradices grown in monoxenic culture. New Phytol, 133:273-280

13.Bago B., Azcón-Aguilar C., Piché Y. 1998a. Architecture and developmental dynamics of the external mycelium of the arbuscular mycorrhizal fungus Glomus intraradices grown under monoxenic conditions. Mycologia, 90:5262

14.Bago B., Azcón-Aguilar C., Goulet A., Piché Y. 1998b. Branched absorbing structures (BAS): a feature of the extraradical mycelium of symbiotic arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytol.,

15.Balaji B., Poulin M. J., Vierheilig H., Piché Y. 1995. Responses of an arbuscular mycorrhizal fungus, Gigaspora margarita, to exudates and volátiles from Ri T-DNA-transformed roots of nonmycorrhizal and mycorrhizal mutants of Pisum sativumL. Sparkle. Exp. Mycol., 19:275-283

16.Baon J. B., Smith S. E., Alston A. M. 1993. Mycorrhizal responses of barley cultivars differing in P efficiency. Plant Soil, 157:97-105

17.Barker S, J., Tagu D., Delp G. 1998. Regulation of root and fungal morphogenesis in mycorrhizal symbioses. Plant Physiol., 116:1201-1207

18.Baylis G. T. S. 1970. Root hairs and phycomycetous mycorrhizas in phosphorus-deficient soil. Plant Soil, 33:713-716

19.Bécard G., Fortin J. A. 1988. Early events of vesicular-arbuscular mycorrhiza formation on Ri T-DNA transformed roots. New Phytol., 108:211-218

20.Bécard G., Piché Y. 1989a. New aspects on the acquisition of biotrophic status by a vesicular-arbuscular mycorrhizal fungus, Gigaspora margarita. NewPhytol., 112:77-83

21.Bécard G., Piché Y. 1989b. Fungal growth stimulation by CO2 and root exudates in vesicular-arbuscular mycorrhizal symbiosis. Appl. Environ. Microbiol, 55:2320-2325

22.Bécard G, Piché Y. 1990. Physiological factors determining vesicular-arbuscular mycorrhizal formation in host and non host Ri T-DNA transformed roots. Can. J. Bot, 68:1260-1264

23.Bécard G, Piché Y. 1992. Establishment of vesicular-arbuscular mycorrhiza in root organ culture: review and proposed methodology. Meth. Microbiol, 24:89-108

24.Bécard G, Douds D. D, Pfeffer P. E. 1992. Extensive in vitro hyphal growth of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi in the presence of CO2 and flavonols. Appl. Environ. Microbiol, 58:821-825

25.Bécard G, Taylor L. P, Douds D. D, Pfeffer P. E, Doner L. W. 1995. Flavonoids are not necessary plant signal compounds in arbuscular mycorrhizal symbioses. Mol. Plant-Microbe Interact, 8:252-258

26.Bel-Rhlid R, Chabot S, Piché Y, Chénevert R. 1993. Isolation and identification of flavonoids from Ri T-DNA transformed roots (Daucus carota) and their significance in vesicular-arbuscular mycorrhiza. Phytochemistry, 33:1369-1371

27.Berta G, Fusconi A, Trotta A. 1993. VA mycorrhizal infection and the morphology and function of root systems. Environ. Exp. Bot, 33:159-173

28.Bethlenfalvay G. J, Pacovsky R. S. 1983. Light effects in mycorrhizal soybeans. Plant Physiol, 73:969-972

29.Bierman B, Linderman R. G. 1983. Use of vesicular-arbuscular mycorrhizal roots, intraradicle vesicles and extraradicle vesicles as inoculum. New. Phytol, 95-97:105

30.Blaschke H. 1991. Multiple mycorrhizal associations of individual calcicole host plants in the alpine grass-heath zone. Mycorrhiza, 1:31-34

31.Bonfante-Fasolo.P. 1984. Anatomy and morphology of VA mycorrhizae. In: VA Mycorrhizae (eds. C. L. Powell, D. J. Bagyaraj). CRC Press, Boca Raton, pp. 5-33

32.Bonfante-Fasolo P., Perotto S. 1992. Plants and endomycorrhizal fungi: the cellular and molecular basis of their interaction. In: Molecular Signals in Plant-Microbe Communication (ed. D. P. S. Verma). CRC Press, Boca Raton, pp. 445-470

33.Bonfante P., Perotto S. 1995. Strategies of arbuscular mycorrhizal fungi when infecting host plants. New Phytol., 130:3-21

34.Braunberger P. G., Miller M. H., Peterson R. L. 1991. Effect of phosphorus nutrition on morphological characteristics of vesicular-arbuscular mycorrhizal colonization of maize. New Phytol., 119:107-113

35.Brundrett M. C., Piché Y., Peterson R. L. 1984. A new method for observing the morphology of vesicular-arbuscular mycorrhizae. Can. J. Bot., 62:21282134

36.Buee M., Nagahashi G., Douds D. D., Bécard G. 1998 Branching signal or growth promoting factor? Sec. Int. Conf. Mycorrhiza, Uppsala, Sweden, 36

37.Calba H., Jaillard B., Fallavier P., Arvieu J.-C. 1996. Agarose is a suitable substrate for use in the study of Al dynamics in the rhizosphere. Plant Soil, 178:67-74

38.Carr G. R. 1991. Use of zwitterionic ion buffers in media for growth of Glomus caledonium. Soil Biol. Biochem., 23:205-206

39.Carr G. R., Hinkley M. A., Le Tacón F., Hepper C. M., Jones M. G. K., Thomas E. 1985. Improved hyphal growth of two species of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi in the presence of suspension-cultured plant cells. New Phytol, 101:417-426

40.Chabot S, Bécard G, Piché Y. 1992a. Life cycle of Glomus intraradix in root organ culture. Mycologia, 84:315-321

41.Chabot S., Bel-Rhlid R., Chénevert R., Piché Y. 1992b. Hyphal growth promotion in vitro of the VA mycorrhizal fungus, Gigaspora margarita Becker & Hall, by the activity of structurally specific flavonoid compounds under CCVenriched conditions. New Phytol., 122:461-467

42.Clark R. B. 1997. Arbuscular mycorrhizal adaptation, spore germination, root colonization, and host plant growth and mineral acquisition at low pH. Plant Soil, 192:15-22

43.Coltman R. R., Waterer D. R., Huang R. S. 1988. A simple method for production of Glomus aggregatum inoculum using controlled-release fertilizer. Hort. Sci., 23:213-215

44.David C., Chilton M.-D., Tempé J. 1984. Conservation of T-DNA in plants regenerated from hairy root cultures. Biotechnology, 2:73-79

45.Declerck S., Strullu D. G., Plenchette C. 1996. In vitro mass-production of the arbuscular mycorrhizal fungus, Glomus versiforme, associated with Ri T-DNA transformed carrot roots. Mycol. Res., 100:1237-1242

46.Declerck S., Strullu D. G., Plenchette C. 1998. Monoxenic culture of the intraradical forms of Glomus sp. isolated from a tropical ecosystem: a proposed methodology for germplasm collection. Mycologia, 90:579-585

47.Diop T. A., Bécard G., Piché Y. 1992 Long-term in vitro culture of an endomycorrhizal fungus, Gigaspora margarita, on Ri T-DNA transformed roots of carrot. Symbiosis, 12:249-259

48.Diop T. A., Plenchette C., Strullu D. G. 1994a. In vitro culture of sheared mycorrhizal roots. Symbiosis, 17:217-227

49.Diop T. A., Plenchette C., Strullu D. G. 1994b. Dual axenic culture of sheared-root inocula of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi associated with tomato roots. Mycorrhiza, 5:17-22

50.Doner L. W., Bécard G. 1991. Solubilization of gellan gels by chelation of cations. Biotech. Tech., 5:25-28

51.Doner L. W., Douds D. D. 1995. Purification of commercial gellan to monovalent cation salts results in acute modification of solution and gel-forming properties. Carbohydr. Res., 273:225-233

52.Douds D. D. 1994. Relationship between hyphal and arbuscular colonization and sporulation in a mycorrhiza of Paspalum notatum Flugge. New Phytol., 126:233-237

53.Douds D. D., 1997. A procedure for the establishment of Glomus mosseae in dual culture with Ri T-DNA transformed carrot roots. Mycorrhiza, 7:57-61

54.Douds D. D., Schenck N. C. 1990a. Increased sporulation of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi by manipulation of nutrient regimes. Appl. Environ. Microbiol., 56:413-418

55.Douds D. D., Schenck N. C. 1990b. Relationship of colonization and sporulation by VA mycorrhizal fungi to plant nutrient and carbohydrate contents. New Phytol., 116:621-627

56.Douds D. D., Nagahashi G., Abney G. D. 1996. The differential effects of cell wall-associated phenolics, cell walls, and cytosolic phenolics of host and non-host roots on the growth of two species of AM fungi. New Phytol., 133:289-294

57.Douds D. D., Galvez L., Bécard G., Kapulnik Y. 1998. Regulation of arbuscular mycorrhizal development by plant host and fungus species in alfalfa. New Phytol., 138:27-35

58.Elias K. S., Safir G. R. 1987. Hyphal elongation of Glomus fasciculatus in response to root exudates. Appl. Environ. Microbiol., 53:1928-1933

59.Elmeskaoui A., Damont J.-P., Poulin M.-J., Piché Y., Desjardins Y. 1995. A tripartite culture for endomycorrhizal inoculation of micropropagated strawberry plantlets in vitro. Mycorrhiza, 5:313-319

60.Evans D. G., Miller M. H. 1990. The role of the external mycelial network in the effect of soil disturbance upon vesicular-arbuscular mycorrhizal colonization. New Phytol., 114:65-71

61.Fitter A. H. 1991. Costs and benefits of mycorrhizas: Implications for functioning under natural conditions. Experientia, 47:350-355

62.Friese C. F., Allen M. F. 1991. The spread of VA mycorrhizal hyphae in the soil: inoculum types and external hyphae architecture. Mycologia, 83:409418

63.Gamborg O. L., Miller R. A., Ojima K. 1968. Nutrient requirements of a suspension culture of soybean root cells. Exp. Cell Res., 50:151-158

64.Garriock M. L., Peterson R. L., Ackerley C. A. 1989. Early stages in colonization of Allium porrum (leek) roots by the vesicular-arbuscular mycorrhizal fungus, Glomus versiforme. New Phytol., 112:85-92

65.Gazey G., Abbott L. K., Robson A. D. 1992. The rate of development of mycorrhizas affects the onset of sporulation and production of external hyphae by two species of Acaulospora. Mycol. Res., 96:643-650

66.Gemma J. N., Koske R. E. 1988. Pre-infection interactions between roots and the mycorrhizal fungus Gigaspora gigantea: chemotropism of germ-tubes and root growth response. Trans. Br. Mycol. Soc., 91:123-132

67.Gerdemann J. W., Nicolson T. H. 1963. Spores of mycorrhizal Endogone species extracted from soil by wet sieving and decanting. Trans. Br. Mycol. Soc., 46:233-244

68.Gericke S., Kurmies B. 1952. Die kolorimetrische Phosphorsaurebestimmung mit Ammonium-Vanadat-Molybdat und ihre Anwendung in der Pflanzenanalyse. Z. Pflanzenernaehr. Dueng. Bodenkd., 59:235-247

69.Gianinazzi-Pearson. V. 1996. Plant cell responses to arbuscular mycorrhizal fungi: getting to the roots of the symbiosis. Plant Cell, 8:1871-1883

70.Gianinazzi-Pearson V., Gianinazzi S. 1992. Influence of intergeneric grafts between host and non-host legumes on formation of vesicular-arbuscular mycorrhiza. New Phytol., 120:505-508

71.Gianinazzi-Pearson V., Branzanti B., Gianinazzi S. 1989. In vitro enhancement of spore germination and early hyphal growth of a vesicular-

arbuscular mycorrhizal fungus by host root exudates and plant flavonoids. Symbiosis, 7:243-255

72.Gianinazzi-Pearson V., Dumas-Gaudot E., Gollotte A., Tahiri-Alaoui A., Gianinazzi S. 1996. Cellular and molecular defence-related root responses to invasion by arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytol., 133:45-57

73.Giovannetti M., Citernesi A. S. 1993. Time-course of appressorium formation on host plants by arbuscular mycorrhizal fungi. My col. Res., 97:1140-1142

74.Giovannetti M., Hepper C. M. 1985. Vesicular-arbuscular mycorrhizal infection in Hedysarum coronarium and Onobrychis viciifolicr. host -endophyte specificity. Soil Biol. Biochem., 17:899-900

75.Giovannetti M., Mosse B. 1980. An evaluation of techniques for measuring vesicular arbuscular mycorrhizal infection in roots. New Phytol., 84:489-500

76.Giovannetti M., Avio L., Sbrana C., Citernesi A. S. 1993a. Factors affecting appressorium development in the vesicular-arbuscular mycorrhizal fungus Glomus mosseae (Nicol. & Gerd.) Gerd. & Trappe. New Phytol., 123:115122

77.Giovannetti M., Sbrana C., Avio L., Citernesi A. S., Logi C. 1993b. Differential hyphal morphogenesis in arbuscular mycorrhizal fungi during pre-infection stages. New Phytol., 125:587-593

78.Giovannetti M., Sbrana C., Logi C. 1994. Early processes involved in host recognition by arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytol., 127:703-709

79.Giovannetti M., Sbrana C., Citernesi A. S., Avio L. 1996. Analysis of factors involved in fungal recognition response to host-derived signals by arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytol., 133:65-71

80.Glenn M. G., Chew F. S., Williams P. H. 1985. Hyphal penetration of Brassica (Cruciferae) roots by a vesicular-arbuscular mycorrhizal fungus. New Phytol., 99:463-472

81.Glenn M. G, Chew F. S, Williams P. H. 1988. Influence of glucosinolate content of Brassica (Cruciferae) roots on growth of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. NewPhytol, 110:217-225

82.Graham J. H. 1982. Effect of citrus root exudates on germination of chlamidospores of the vesicalar-arbuscular mycorrhizal fungus, Glomus epigaeum. Mycologia, 74:831-835

83.Graham J. H, Fardelmann D. 1986. Inoculation of citrus with root fragments containing chlamidospores of the mycorrhizal fungus Glomus intraradices. Can. J. Bot, 64:1739-1744

84.Graham J. H, Leonard R. T, Menge J. A. 1981. Membrane-mediated decrease in root exudation responsible for phosphorus inhibition of vesicular-arbuscular mycorrhiza formation. Plant Physiol, 68:548-552

85.Graham J. H, Linderman R. G, Menge J. A. 1982. Development of external hyphae by different isolates of mycorrhizal Glomus spp. In relation to root colonization and growth of troyer citrange. New Phytol, 91:183-189

86.Habte M, Manjunath A. 1987. Soil solution phosphorus status and mycorrhizal dependency in Leucaena leucocephala. Appl. Environ. Microbiol, 53:797-801

87.Habte M, Manjunath A. 1991. Categories of vesicular-arbuscular mycorrhizal dependency of host species. Mycorrhiza, 1:3-12

88.Hayman D. S. 1983. The physiology of vesicular-arbuscular mycorrhizal symbiosis. Can. J. Bot, 61:944-963

89.Hepper. C. M. 1979. Germination and growth of Glomus caledonius spores: effects of inhibitors and nutrients. Soil Biol. Biochem, 11:269-277

90.Hepper C. M. 1981. Techniques for studying the infection of plants by vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi under axenic conditions. New Phytol, 88:641-647

91.Hepper C. M. 1983a. Effect of phosphate on germination and growth of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. Trans. Br. Mycol. Soc, 80:487-490

92.Hepper C. M. 1983b. Limited independent growth of a vesicular-arbuscular mycorrhizal fungus in vitro. New Phytol., 93:537-542

93.Hepper C. M. 1984. Inorganic sulphur nutrition of the vesicular-arbuscular mycorrhizal fungus Glomus caledonium. Soil Biol. Biochem, 16:669-671

94.Hepper C. M, Smith G. A. 1976. Observation's on the germination of Endogone spores. Trans. Br. Mycol. Soc, 66:189-194

95.Ianson D. C, Linderman R. G. 1993. Variation in the response of nodulating pigeon pea (Cajanus cajan) to different isolates of mycorrhizal fungi. Symbiosis. 15:105-119

96.1shii T, Kuramoto M, Nakamura N, Yano M, Sano K, Aikawa J, Wamocho L. S, Matsumoto I, Kadoya K. 1988a. Growth stimulatory substances for vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi in citrus juice sediment extracts. Sec. Int. Conf. Mycorrhiza, Uppsala, Sweden, 86

97.1shii T, Matsumoto I, Kadoya K. 1998b. An approach to the axenic culture of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. Sec. Int. Conf. Mycorrhiza, Uppsala, Sweden, 86

98.1shii T, Matsumoto I, Shrestha Y. H, Murata H, Kadoya K. 1995. Axenic culture of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi and their infectivity to several plant roots. J. Jpn. Soc. Hort. Sci, 64(suppl. 1): 190-191

99.1shii T, Narutaki A, Sawada K, Aikawa J, Matsumoto I, Kadoya K. 1997. Growth stimulatory substances for vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi in Bahia grass (Paspalum notatum Flugge) roots. Plant Soil, 196:301-304

100. Jolicoeur M, Germette S, Gaudette M, Perrier M, Becard G. 1998a. Intracellular pH in arbuscular mycorrhizal fungi. Plant Physiol, 116:12791288

r

101. Jolicoeur M, Bouchard-Marchand E, Perrier M. 1998b. Effect of phosphate ion concentration and mycorrhization with Glomus intraradices on carrot hairy root and fungus growth. Sec. Int. Conf. Mycorrhiza, Uppsala, Sweden, 92

102. Johnson P. N. 1977. Mycorrhizal Endogonaceae in a New Zealand forest. New Phytol., 78:161-170

103. Kang K. S., Veeder G. T., Mirrasoul P. J., Kaneko T., Cottrell I. W. 1982. Agar-like polysaccharide produced by a Pseudomonas species: production and basic properties. Appl. Environ. Microbiol., 43:1086-1091

104. Kape R., Wex K., Parniske M., Gorge E., Wetzel A., Werner D. 1992. Legume root metabolites and VA mycorrhiza development. J. Plant Physiol., 141:54-60

105. Kurdjian A., Guern J. 1989. Intracellular pH: measurement and importance in cell activity. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 40:271-303

106. Koske R. E. 1981. Gigaspora gigantea: observations on spore germination of a VA-mycorrhizal fungus. Mycologia, 73:288-300

107. Koske R. E. 1982. Evidence for a volatile attractant from plant roots affecting germ tubes of a VA mycorrhizal fungus. Trans. Br. Mycol. Soc., 79:305-310

108. Koske E. R., Gemma J. N. 1989. A modified procedure for staining roots to detect VA mycorrhizas. Mycol. Res., 92:486-488

109. Li X-L., George E., Marschner H. 1991a. Extension of the phosphorus depletion zone in VA-mycorrhizal white clover and calcareous soil. Plant Soil, 136:41-48

110. Li X-L., Marschner H., George E. 1991b. Acquisition of phosphorus and copper by VA-mycorrhizal hyphae and root-to-shoot transport in white clover. Plant Soil, 136:49-57

111. Lipp Joao K. H., Brown T. A. 1994. Long-term stability of root cultures of tomato transformed with Agrobacterium rhizogenes R1601. J. Exp. Bot., 274:641-647

112. Louis I., Lim G. 1988. Observations on in vitro sporulation of Glomus clarum. Trans. Br. Mycol. Soc., 91:698-699

113. Marschner H. 1995. Mineral nutrition of plants, 2nd edn. Academic Press, London

114. Marschner H., Romheld V., Ossenberg-Neuhaus H. 1982. Rapid method for measuring changes in pH and reducing processes along roots of intact plants. Z. Pflanzenphysiol. Bd., 105:407-417

115. Marschner H., Dell B. 1994. Nutrient uptake in mycorrhizal symbiosis. Plant Soil, 159:89-102

116. McGee P. A. 1989. Variation in propagule number of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi in a semi-arid soil. Mycol. Res., 92:28-33

117. Medeiros C. A. B., Clark R. B., Ellis J. R. 1994. Growth and nutrient uptake of sorghum cultivated with vesicular-arbuscular mycorrhiza isolates at varying pH. Mycorrhiza, 4:185-191

118. Meier R., Charvat I. 1992. Germination of Glomus mosseae spores: procedure and ultrastructural analysis. Int. J. Plant Sci., 153:541-549

119. Mertz S. M., Heithaus III J. J., Bush R. L. 1979. Mass production of axenic spores of the endomycorrhizal fungus Gigaspora margarita. Trans. Br. Mycol. Soc., 72:167-169

120. Miller-Wideman M. A., Watrud L. S. 1984. Sporulation of Gigaspora margarita on root cultures of tomato. Can. J. Microbiol., 30:642-646

121. Miranda J. C. C., Harris P. J. 1994. Effects of soil phosphorus on spore germination and hyphal growth of arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytol., 128:103-108

122. Miranda J. C. C., Harris P. J., Wild A. 1989. Effects of soil and plant phosphorus concentrations on vesicular-arbuscular mycorrhiza in sorghum plants. New Phytol., 112:405-410

123. Morandi D., Branzanti. B., Gianinazzi-Pearson V. 1992. Effect of some plant flavonoids on in vitro behaviour of an arbuscular mycorrhizal fungus. Agronomie, 12:811-816

124. Morton J. B. 1988. Taxonomy of VA mycorrhizal fungi: classification, nomenclature and identification. Mycotaxon, 32:267-324

125. Morton J. B., Benny G. L. 1990. Revised classification of arbuscular mycorrhizal fungi (Zygomycetes). A new order, Glomales, two new suborders, Glomineae and Gigasporinae, and two new families, Acaulosporaceae and Gigasporaceae, with an emendation of Glomaceae. Mycotaxon, 37:471-491

126. Mosse B. 1959. The regular germination of resting spores and some observations on the growth requirements of an Endogone sp. causing vesicular-arbuscular mycorrhiza. Trans. Br. Myc. Soc., 42:273-286

127. Mosse B. 1962. The establishment of vesicular-arbuscular mycorrhiza under aseptic conditions. J. Gen. Microbiol., 27:509-520

128. Mosse B. 1988. Some studies to "independent" growth of vesicular-arbuscular endophytes. Can. J. Bot., 66:2533-2540

129. Mosse B., Hepper C. 1975. Vesicular-arbuscular mycorrhizal infections in root organ cultures. Physiol. Plant Pathol., 5:215-223

130. Mugnier J., Mosse B. 1987a. Spore germination and viability of a vesicular arbuscular mycorrhizal fungus, Glomus mosseae. Trans. Br. Myc. Soc., 88:411-413

131. Mugnier J., Mosse B. 1987b. Vesicular-arbuscular mycorrhizal infection in transformed root-inducing T-DNA roots grown axenically. Phytopathology, 77:1045-1050

132. Murashige T., Skoog. F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Plant Physiol., 15:473-497

133. Nagahashi G., Douds D. D., Abney G. D. 1996. Phosphorus amendment inhibits hyphal branching of the VAM fungus Gigaspora margarita directly and indirectly through its effect on root exudation. Mycorrhiza, 6:403-408

134. Nagahashi G., Douds D., O'Connor J. 1998. Fractionation of AM fungal branching signals from aqueous exudates of Ri T-DNA transformed carrot roots. Sec. Int. Conf. Mycorrhiza, Uppsala, Sweden, 125

135. Nair M. G., Safir G. R., Siqueira J. O. 1991. Isolation and identification of vesicular-arbuscular mycorrhiza-stimulatory compounds from clover (Trifolium repens) roots. Appl. Environ. Microbiol., 57:434-439

136. Newman E. I. 1966. A method of estimating the total length of root in a sample. J. Appl. Ecol., 3:139-145

137. Nuutila A. M., Vestberg M., Kauppinen V. 1995. Infection of hairy roots of strawberry (Fragaria x Ananassa Duch.) with arbuscular mycorrhizal fungus. Plant Cell Rep., 14:505-509

138. Ohms R. E. 1957. A flotation method for collecting spores of a phycomycetous mycorrhizal parasite from soil. Phytopathology, 47:751-752

139. Ojala J. C., Jarrell W. M., Menge J. A., Johnson E. L. V. 1983. Comparison of soil phosphorus extractants as predictors of mycorrhiza dependency. Soil Sci. Soc. Am. J., 47:958-962

140. Pearson J. N., Jakobsen I. 1993. Symbiotic exchange of carbon and phosphorus between cucumber and three arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytol., 124:481-488

141. Pearson J. N., Schweiger P. 1993. Scutellospora calospora (Nicol. & Gerd.) Walker & Sanders associated with subterrranean clover: dynamics of colonization, sporulation and soluble carbohydrates. New Phytol., 124:215219

142. Pearson J. N., Smith S. E., Smith F. A. 1991. Effect of photon irradiance on the development and activity of VA mycorrhizal infection in Allium porrum. Mycol. Res., 95:741-746

143. Peters N. K., Verma D. P. S. 1990. Phenolic compounds as regulators of gene expression in plant-microbe interactions. Mol. Plant-Microbe Interact., 3:4-8

144. Petit A., Berkaloff A., Tempe J. 1986. Multiple transformation of plant cells by Agrobacterium may be responsible for the complex organization of T-DNA in crown gall and hairy root. Mol. Gen. Genet., 202:388-393

145. Pfeffer P. E, Douds D. D, Bécard G, Brouillette J, Bago B, Shachar-Hill Y. 1998a. The uptake, metabolism and transport of different carbon substrates in VA mycorrhizal carrot roots. Sec. Int. Conf. Mycor, Uppsala, pp. 136

146. Pfeffer P. E, Douds D. D, Bécard G, Brouillette J, Bago B, Shachar-Hill Y. 1998b. Carbon uptake and metabolic pathways during the germination of vesicular-arbuscular mycorrhizal spores. Sec. Int. Conf. Mycor, Uppsala, pp. 136

147. Phillips J. M, Hayman D. S. 1970. Improved procedures for clearing roots and staining parasitic and vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi for rapid assessment of infection. Trans. Br. Mycol. Soc, 55:158-161

148. Pons F, Gianinazzi-Pearson V. 1985. Observation on extra-matrical vesicles of Gigaspora margarita in vitro. Trans. Br. Mycol. Soc, 84:168-170

149. Poulin M. J, Bel-Rhlid R, Piché Y, Chénevert R. 1993. Flavonoids released by carrot (Daucus carota) seedlings stimulate hyphal development of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi in the presence of optimal CO enrichment. J. Chem. Ecol, 19:2317-2323

150. Powell C, 1976, Development of mycorrhizal infections from Endogone spores and infected root segments. Trans. Br. Mycol. Soc, 66:439-445

151. Remy W, Taylor T. N, Hass H, Kerp H. 1994. Four hundred-million-year-old vesicular arbuscular mycorrhizae. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 91:11841-11843

152. Same B. I, Robson A. D, Abbott L. K. 1983. Phosphorus, soluble carbohydrates and endomycorrhizal infection. Soil Biol. Biochem, 15:593597

153. Schreiner R. P, Koide R. T. 1993a. Stimulation of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi by mycotrophic and nonmycotrophic plant root systems. Appl. Environ. Microbiol, 59:2750-2752

154. Schreiner R. P, Koide R. T. 1993b. Antifungal compounds from the roots of mycotrophic and non-mycotrophic plant species. New Phytol, 123:99-105

155. Schreiner R. P, Koide R. T. 1993c. Mustards, mustard oils and mycorrhizas. New Phytol, 123:107-113

156. Schwab S. M, Menge J. A, Leonard R. T. 1983. Quantitative and qualitative effects of phosphorus on extracts and exudates of Sudangrass roots in relation to vesicular-arbuscular Mycorrhiza formation. Plant Physiol, 73:761-765

157. Schweiger P. F, Robson A. D, Barrow N. J. 1995. Root hair length determines beneficial effect of a Glomus species on shoot growth of some pasture species. New Phytol, 131:247-254

158. Shungu D, Valiant M, Tutlane V, Weinberg E, Weissberger B, Koupal L, Gadebusch H, Stapley E. 1983. GELRITE as an agar substitute in bacteriological media. Appl. Environ. Microbiol, 46:840-845

159. Siqueira J. O, Hubbell D. H, Schenck N. C. 1982. Spore germination and germ tube growth of a vesicular-arbuscular mycorrhizal fungus in vitro. Mycologia, 74:952-959

160. Siqueira J. O, Safir G. R, Nair M. G. 1991 Stimulation of vesicular-arbuscular mycorrhiza formation and growth of white clover by flavanoid compounds. New Phytol, 118:87-93

161. Simon L, Bousquet J, Levesque R. C, Lalonde M. 1993. Origin and diversification of endomycorrhizal fungi and coincidence with vascular land plants. Nature, 363:67-69

162. Simoneau P, Louisy-Louis N, Plenchette C, Strullu D. G. 1994. Accumulation of new polypeptides in Ri T-DNA-transformed roots of tomato (Lycopersicon esculentum) during the development of vesicular-arbuscular mycorrhizae. Appl. Environ. Microbiol, 60:1810-1813

163. Smith S. E, Gianinazzi-Pearson. V. 1990. Phosphate uptake and arbuscular activity in mycorrhizal Allium cepa L.: effects of photon irradiance and phosphate nutrition. Aust. J. Plant Physiol, 17:177-188

164. Smith F. A, Smith S. E. 1997. Structural diversity in (vesicular-arbuscular mycorrhizal symbioses. New Phytol, 137:373-388

165. Smith S. E., Read D. J. 1997. Mycorrhizal symbiosis, 2nd edn. Academic Press, San Diego

166. Son C. L., Smith S. E. 1988. Mycorrhizal growth responses: interactions between photon irradiance and phosphorus nutrition. New Phytol., 108:305314

167. St-Arnaud M., Hamel C., Vimard B., Caron M., Fortin J. A. 1995. Altered growth of Fusarium oxysporum f. sp. chrysanthemi in an in vitro dual culture system with the vesicular arbuscular mycorrhizal fungus Glomus intraradices growing on Daucus carota transformed roots. Mycorrhiza, 5:431-438

168. St-Arnaud M., Hamel C., Vimard B., Caron M., Fortin J. A. 1996. Enhanced hyphal growth and spore production of the arbuscular mycorrhizal fungus Glomus intraradices in an in vitro system in the absence of host roots. Mycol. Res., 100:328-332

169. Strullu D. G., Plenchette C. 1991. The entrapment of Glomus sp in alginate beads and their use as root inoculum. Mycol. Res., 95:1194-1196

170. Strullu D. G., Romand C., Callac P., Téoulé E., Demarly Y. 1989. Mycorrhizal synthesis in vitro between Glomus spp. And artificial seeds of alfalfa. New Phytol, 113:545-548

171. Suriyapperuma S. P, Koske R. E. 1995. Attraction of germ tubes and germination of spores of the arbuscular mycorrhizal fungus Gigaspora gigantea in the presence of roots of maize exposed to different concentrations of phosphorus. Mycologia, 87:772-778

172. Sward R. J. 1978. Infection of Australian heathland by Gigaspora margarita (a vesicular-arbuscular mycorrhizal fungus). Aust. J. Bot, 26:253264

173. Sylvia D. M, Jarstfer G. 1992. Sheared-root inocula of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. Appl. Environ. Microbiol, 58:229-232

174. Tawaraya K, Watanabe S, Yoshida E, Wagatsuma T. 1996. Effect of onion {Allium cepa) root exudates on the hyphal growth of Gigaspora margarita. Mycorrhiza, 6:57-59

175. Tepfer D. 1984. Transformation of several species of higher plants by Agrobacterium tumefaciens : sexual transmission of the transformed genotype and phenotype. Cell, 37:959-967

176. Tester M., Smith F. A., Smith S. E. 1985. Phosphate inflow into Trifolium . subterraneum L.: effects of photon irradiance and mycorrhizal infection. Soil

Biol. Biochem., 17:807-810

177. Thomson B. D., Robson. A. D., Abbott L. K. 1986. Effects of phosphorus on the formation of mycorrhizas by Gigaspora callospora and Glomus fasciculatum in relation to root carbohydrates. New Phytol., 103:751-765

178. Thomson B. D., Robson. A. D., Abbott L. K. 1991. Soil mediated effects of phosphorus supply on the formation of mycorrhizas by Scutellospora callospora (Nicol. & Gerd.) Walker & Sanders on subterranean clover. New Phytol., 118:463-469

179. Tommerup I. C. 1984. Development of infection by a vesicular-arbuscular mycorrhizal fungus in Brassica napus L. and Trifolium subterraneum L. New Phytol., 98:487-495

180. Tommerup I. C., Abbott L. K. 1981. Prolonged survival and viability of VA mycorrhizal hyphae after root death. Soil Biol. Biochem., 13:431-433

181. Tommerup I. C., Sivasithamparam K. 1990. Zygospores and asexual spores of Gigaspora decipiens, an arbuscular mycorrhizal fungus. Mycol. Res., 94:897-900

182. Tsai S. M., Phillips D. A. 1991. Flavonoids released naturally from alfalfa promote development of symbiotic Glomus spores in vitro. Appl. Environ. Microbiol, 57:1485-1488

183. van Nuffelen M., Schenck N. C. 1984. Spore germination, penetration, and root colonization of six species of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi on soybean. Can. J. Bot, 62:624-628

184. Vierheilig H, Ocampo J. A. 1990. Effects of isothiocyanate on germination of spores of G. mosseae. Soil Biol. Biochem, 22:1161-1162

185. Villegas J., Williams R. D., Nantais L., Archambault J., Fortin J. A. 1996. Effects of N source on pH and nutrient exchange of extramatrical mycelium in a mycorrhizal Ri T-DNA transformed root system. Mycorrhiza, 6:247-251

186. Watrud L. S., Heithaus III J. J., Jaworski E. G. 1978. Geotropism in the endomycorrhizal fungus Gigaspora margarita. Mycologia, 70:449-452

187. Wang G. M., Stribley D. P., Tinker P. B., Walker C. 1993. Effects of pH on arbuscular mycorrhiza. I. Field observations on the long-term liming experiments at Rothamsted and Woburn. New Phytol., 124:465-472

188. Williams P. G. 1990. Disinfecting vesicular-arbuscular mycorrhizas. Mycol. Res., 94:995-997

189. Williams P. G. 1992. Axenic culture of arbuscular mycorrhizal fungi. Meth. Microbiol., 24:203-220

190. Yano K., Yamauchi A., Kono Y. 1996. Localized alteration in lateral root development in roots colonized by an arbuscular mycorrhizal fungus. 6:409415