Молекулярные инструменты на основе составных олигонуклеотидных конструкций тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.10, доктор химических наук Пышный, Дмитрий Владимирович

• Пышный, Дмитрий Владимирович
• доктор химических наук
• 2011

Оглавление диссертации доктор химических наук Пышный, Дмитрий Владимирович

Список сокращений

1. Введение

2. Взаимосвязь структуры и функциональной значимости ДНК- 14 комплексов в контексте гибридизационного анализа НК (обзор литературы)

2.1. Термодинамический анализ комплексообразования ДНК

2.1.1. Модельные представления для прогностического расчета стабильности 21 олигонуклеотидных комплексов

2.1.2. Термодинамическое описание формирования ДНК/ДНК комплексов 21 олигонуклеотидов

2.1.2.1. Зависимость термодинамических параметров формирования комплексов 24 олигонуклеотидов (ДЯ° и Д£") от температуры

2.1.2.2. Компенсационный эффект энтальпии и энтропии

2.1.3. Модели расчета стабильности комплексов олигонуклеотидов 28 2.1.3.1. Физическая модель. 28' 2.1.3.21 Модель ближайших соседей (БС)

Приближение нулевых соседей

Приближение первых (ближайших) соседей

2.1.3.3. Составление баз данных,и параметризация.комплексов в приближении 36 модели ближайших соседей,

2.1.3.4. Термодинамические параметры формирования1 комплексов1 с 39 нарушениями

2.1.4. • Влияние условий среды на комплексообразующие свойства олигонуклеотидов

2.1.5. Влияние ионной силы раствора на. комплексообразующие свойства 47 нуклеиновых кислот

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Молекулярные инструменты на основе составных олигонуклеотидных конструкций»

Актуальность проблемы. Олигонуклеотиды - короткие, синтетические фрагменты нуклеиновых кислот (НК) - в настоящее время широко используют в качестве молекулярных инструментов для изучения различных биохимических процессов, протекающих с участием НК, специфических зондов в системах НК-диагностики, ген-направленных биологически активных препаратов [1-4]. Относительно недавно продемонстрирована возможность использования олигонуклеотидов в качестве строительных блоков при формировании разнообразных наноструктур, обладающих заранее заданными геометрическими характеристиками [5]. Столь обширные области применения обусловлены, в первую очередь, способностью олигонуклеотидов образовывать прочные двухцепочечные комплексы при реализации комплементарного взаимодействия с НК. Современные возможности химии нуклеиновых кислот позволяют синтезировать любые олигонуклеотидные последовательности и производные на их основе, что определяет необходимость разработки фундаментальных основ и принципов выбора структуры синтетических НК-конструкций в строгом соответствии с целями и задачами исследований, сопряженных с их использованием. Данная задача оказывается актуальной еще и потому, что высокоэффективное связывание протяженного олигонук-леотида может оказаться неселективным, поскольку наряду с образованием прочного совершенного комплекса не исключена возможность! формирования частично комплементарных комплексов с мишенями, содержащими нуклеотидные несоответствия [б]. Наиболее остро проблема обеспечения селективности комплексообразования встает для вС-богатых олигонуклеотидных конструкций, когда стабильность ОС-богатых комплексов, содержащих мисматчи, оказывается близка или даже выше стабильности совершенных АТ-богатых комплексов одной и той же длины. Зависимость стабильности НК-комплексов от длины и нуклеотидного состава делает проблематичным использование наборов природных олигонуклеотидов, например, для систем параллельной НК-диагностики, в том числе и с использованием биочиповой технологии [4].

Эффективное использование олигонуклеотидов возможно лишь при наличии алгоритмов, позволяющих проводить направленный выбор их структуры, обеспечивающей формирование НК/НК-комплексов с заранее заданными физико-химическими и/или субстратными свойствами. Это может быть реализовано только при условии создания детализованных модельных описаний структурно-функциональных особенностей тех или иных типов комплексов НК. К настоящему времени наиболее детально описаны свойства комплексов нативных НК в различных буферных условиях [7-10]. Определены-унифицированные термодинамические параметры формирования отдель

Впадение ных элементов двойной спирали НК, образованных как комплементарными парами оснований, так и для случаев несовершенного спаривания оснований. Такой исчерпывающий набор характеристик дает возможность точного прогнозирования поведения олигонуклеотидных конструкций при образовании простых комплексов олигомер/НК-матрица. Однако изменение типа комплекса или формирование дуплексной структуры, элементы которой непараметризованы с точки зрения энергетических эффектов, в значительной степени сокращают спектр возможных приложений даже хорошо изученных классов олигонуклеотидов. Достаточно часто для изменения свойств олигонуклеотидных конструкций, в том числе гнбридизационных, создают их различные производные или аналоги, содержащие модифицированные компоненты [11-14]. Примером таких структур являются «скованные» НК (1ЛМА) [12], пептвдил-НК (РКА) [13], морфолино-НК [14]. Обладая рядом преимуществ относительно типичных олигонуклеотидов,- зонды на основе модифицированных блоков могут вести себя менее предсказуемо, и, кроме того, такие зонды могут быть лишены целого ряда других свойств, присущих именно нативным фрагментам НК и комплексам с их участием. Так, например, аналоги и целый ряд производных НК утрачивают возможность их превращения в системах, работающих с участием НК-зависимых ферментов [15].

Разработка любых новых типов производных или аналогов НК до уровня, обеспечивающего возможность их широкого применения в молекулярно-биологической и диагностической практике, требует детального описания физико-химических и биохимических свойств вновь создаваемых молекулярных инструментов. Эта задача в каждом конкретном случае является чрезвычайно объемной, но ее решение открывает перспективы использования лишь данного, отдельно взятого типа НК-специфичных конструкций. С другой стороны, разработка нового инструментария на основе нативных НК-фрагментов более перспективна, поскольку может основываться на богатых фундаментальных знаниях о структурной организации, биохимических и физико-химических свойствах отдельных компонентов природных НК. Массив таких данных, накопленных за десятилетия после расшифровки структуры двухцепочечной (дц) ДНК [16], огромен, и рациональное использование этой информации может привести к созданию новых универсальных путей использования нативных олигонуклеотидных блоков в качестве компонентов оригинальных конструкций, сочетающих в себе функциональные характеристики природных НК. Более того, новые данные, полученные при использовании именно конструкций на основе нативных олигомеров или их производных, позволят расширить имеющиеся представления об особенностях молекулярного распознавания с участием НК и структурной организации комплексов с возмущениями, чей характер строго задается.

Введите

С этой точки зрения наиболее оптимальными НК-конструкциями являются тандемы олигонуклеотидов или мостиковые олигонуклеотиды, содержащие ненуклеотидные вставки в углеводно-фосфатном остове. Такие наборы отдельных или сшитых вставками нативных олигонуклеотидов формируют с адресной НК-последовательностью комплексы, составленные из немодифицированных блоков и содержащие либо одноцепо-чечный (oif) разрыв, встречающийся в природе, либо ненуклеотидное выпетливание. В этих случаях, изменяя структуру составных олигонуклеотидов, появляется возможность регулировать стабильность формируемых ими дуплексных структур, которые, имея немодифицированные фрагменты, сохраняют способность выступать в качестве субстратов для различных НК-зависимых ферментов [17-19].

Формирование составных комплексов коротких олигонуклеотидов на общей НК-матрице давно привлекает внимание исследователей. Еще в конце 1960-х годов было доказано, что нуклеозиды и короткие олигонуклеотиды способны связываться с поли-пиримидиновыми матрицами за счет реализации кооперативных взаимодействий между азотистыми основаниями в одной цепи [20-21]. Практически сразу это позволило найти важное применение обнаруженного феномена для синтеза фрагментов искусственных генов при ферментативном лигировании специфичных наборов олигонуклеотидов [18].

Впервые тандемные системы были предложены в качестве сиквенс-специфичных агентов в работах проф. Зарытовой В.Ф. (НИБХ СО РАН) [22, 23]. Независимо принцип взаимной стабилизации олигомеров при их гибридизации на прилегающих сайтах общей НК-мишени был развит и в других лабораториях, например, акад. Мирзабекова А. Д. - в концепции Sequensing by Contiguous Stacking Hybridization [24] или Hélène С. — при использовании олигонуклеотидных систем, несущих остатки интеркаляторов в качестве стабилизаторов комплексов производного олигомера с НК-мишенью [25]. Мостиковые олигонуклеотиды, разработанные в ИХБФМ СО РАН, сочетают в себе некоторые преимущества разобщенных наборов коротких олигонуклеотидов, объединяя этот тандем в одномолекулярную структуру, что облегчает контроль за поведением составной конструкции в исследуемой системе. К тому же ненуклеотидные вставки, вводимые в углеводно-фосфатный остов таких олигонуклеотидов, позволяют направлено регулировать свойства мостиковых олигомеров, что дает дополнительные возможности оптимизации структуры молекулярных зондов для решения практических задач. Наряду с тандемными системами и мостиковыми олигонуклеотидами в последнее время наблюдается возрастание интереса к многокомпонентным НК-ассоциатам, например, к конкатемерным комплексам. Данные составные структуры формируются за счет взаимодействия блоков НК с липкими концами и рассматриваются как перспективные объ

11

Вчсдччис екты для создания новых диагностических приемов [26], новых систем внутриклеточной доставки сиквенс-специфичных агентов [27, 28], а также сборки генов исходя из наборов синтетических олигонуклеотидов [18, 29]. В литературе представлено достаточно подробное описание феноменологических моделей образования составных НК-дуплексов [30-35], однако комплексной физико-химической характеризации таких молекулярных систем до начала представленного ниже исследования не проводили. Данное обстоятельство в значительной степени ограничивает потенциал практического использования составных олигонуклеотидных систем и сужает сферы их потенциальных применений в ДНК-диагностике и при создании ген-направленных агентов.

Целью;данной* работы, являлось комплексное решение фундаментальной1 проблемы выявления строгой взаимосвязи структуры и физико-химических свойств с функциональной значимостью составных ДНК-комплексов на основе тандемных олигонуклеотидных конструкций, включая конкатемеры, и мостиковых олигонуклеотидов, содержащих ненук-леотидные вставки.

В ходе работы было необходимо решить следующие основные задачи:

1) разработать комплексный подход к исследованию пространственной структуры, физико-химических свойств составных комплексов олигодезоксирибонуклеотидов (кинетических и термодинамических параметров комплексообразования), образованных с участием нативных НК-компонентов и их производных, позволяющий выявлять структурные элементы, влияющие на эффективность формирования таких типов комплексов, как полностью комплементарных, так и содержащих мисматчи;

2) определить набор и величины унифицированных термодинамических параметров, обеспечивающих возможность прогностического расчета температуры плавлениям составных ДНК/ДНК-комплексов и термодинамических параметров (энтальпии ДН°, энтропии ДБ" и свободной энергии АС0 г) их формирования в стандартных условиях (1 М ЫаС1, нейтральный рН), а также характера изменения данных величин при изменении состава буферных растворов;

3) систематически исследовать закономерности превращения составных олигонуклеотидных комплексов в реакциях, катализируемых ДНК-зависимыми ферментами (ДНК-лигазой и ДНК-полимеразой), и разработать на основе выявленных закономерностей алгоритмы выбора структуры молекулярных инструментов для молекулярно-биологического анализа и высокосеяективных зондов, а также новые подходы к созданию систем ДНК-диагностики.

Работа выполнена в Учреждении Российской Академии наук Институт химической биологии и фундаментальной .медицины Сибирского отделения РАН, г. Новосибирск (бывший Новосибирский Институт биоорганической химии СО РАН).

Благодарности

БЛАГОДАРНОСТИ

Автор приносит благодарность и выражает глубокую признательность директорам Института академику Кнорре Д.Г. и академику Власову В.В. за проявленный ими интерес к данной работе и позитивное стимулирование её завершения.

Автор выражает искреннюю признательность заведующему лабораторией химии нуклеиновых кислот Зарытовой В.Ф. и всему коллективу данной лаборатории за поддержку при становлении каркаса данной работы и содействие её плодотворной реализации.

Автор благодарит всех своих коллег и соавторов за постоянное внимание и поддержку, советы и творческий подход к планированию экспериментальной работы и обсуждению полученных результатов.

Автор глубоко признателен всем сотрудникам ИХБФМ СО РАН и коллегам из других организаций, способствовавшим реализации представленного ниже исследования.

Автор благодарит весь коллектив Лаборатории бионанотехнологии, студентов и аспирантов, работавших в ее составе, за неоценимую помощь в работе и проявленный к ней научный интерес.

Отдельные благодарности приношу Пышной И.А., Веньяминовой А.Г. и Бушуевой Т.Ю. за всестороннюю и неоценимую поддержку и помощь на каждом этапе реализации представленной работы.

Автор посвящает данную работу своим родным и близким, к числу которых относит своего научного наставника Иванову Евгению Михайловну.

Общ).аппаратуры

Заключение диссертации по теме «Биоорганическая химия», Пышный, Дмитрий Владимирович

5. ВЫВОДЫ

1. Впервые установлены основные закономерности влияния нуклеотидного состава и модификаций различной природы в структуре олигонуклеотидов на эффективность образования ими составных олигонуклеотидных комплексов — тандемных, конкатемерных и содержащих мостиковые олигонуклеотиды (МО). Показано, что ненуклеотидные: остатки (стероидные и ароматические) в сайте одноцепочечного разрыва тандемных комплексови ненуклеотидные выпетливания в составе комплексов МО/ДНК вызывают изгиб двойной? спирали ДНК в сайте, модификации;. Для: комплексов« МО/ДНК установлено, что масштаб) изгибной деформации ДНК-спирали и степень ее. дестабилизации« можно • задавать,, варьируя? природу, размер и композицию,1 ненуклеотидных вставок на основе фосфодиэфиров олигоэтиленгликолей и олигометилендиолов. Доказано, что наличие ненуклеотидной вставки. в- комплексах МО/ДНК приводит к увеличению скорости диссоциации; дуплексной- структуры: Выявлены основные элементы структуры ДНК-комплексов и модифицирующих остатков в их составе," определяющие стабильност составных олигонуклеотидныхДНК-дуплексов:

2. Разработаны методы термодипамического анализа; составных олигонуклеотидных ДНК-комплексов, позволяющие определять энергетические эффекты от формирования; отдельных элементов их структуры. Созданы базы данных, содержащие величины температур плавления (Тш) и .термодинамические параметры: образования (энтальпии АН°, энтропии АБ0 и свобод1ЮЙ энергии АО°з7) тандемных комплексов, комплексов МО/ДНК и соответствующих контрольных (Зг/ДНК-структур, • включающие энергетические характеристики как экспериментально определенные, так и представленные в; литературе. Определены унифицированные термодинамические характеристики, позволяющие проводить, прогностический расчет термодинамических параметров образования совершенных и несовершенных тандемных комплексов^ содержащих любые типы мисматчей на стыке дуплексных структур, а также совершенных комплексов ДНК с МО: Созданы , алгоритмы прогностического расчета Тй, таких дуплексові для стандартных буферных условий (1 М КаС1, нейтральный рН) и новый способ расчета соответствующих величин для условий с другой ионной силой растворов; Показано, что с использованием разработанных алгоритмов удается с хорошей точностью прогнозировать стабильность составных олигонуклеотидных дг/ДНК-конструкций, средняя ошибка расчета Т,17 комплексов составных олигонуклеотидов в стандартных условиях не превышает 2 °С.

3. Осуществлено систематическое исследование закономерностей превращения составных олигонуклеотидных комплексов в реакциях, катализируемых ДНК-лигазой фага Т4 и ДНК-полимеразой Ткегтш ациШгсш. Определены основные характеристики строения тандемных комплексов и комплексов МО/ДНК, обеспечивающие сохранность субстратных свойств соответствующих дг/ДНК-структур в реакциях, катализируемых данными ДНК-зависимыми ферментами. Показано, что в диагностических подходах, основанных на ферментативном лигировании и/или минисеквенировании ДНК, эффективность дискриминации мисматчей в несовершенных комплексах с участием составных тандемных и мостиковых олигонуклеотидов выше, чем при использовании немодифицированных протяженных олигонуклеотидов.

4. Доказано, что составные олигонуклеотидные конструкции могут выступать в качестве сайт-специфичных агентов для направленного воздействия на нуклеиновые кислоты в рамках как комплементарно-адресованной модификации, так и РНКаза Н-опосредованного воздействия при* физиологических температурах. Продемонстрирована перспективность использования составных конструкций 1 на' основе модифицированных конкатемерных структур' для« эффективной доставки биологически активных олигонуклеотидов внутрь клеток млекопитающих.

5. Предложены новые варианты, использования составных олигонуклеотидных конструкций для» анализа ДНК. Показано, что тандемы тетрануклеотидов > и их производных образуют составные праймеры для секвенирования ДНК по методу Сэнгера. С использованием тандемов коротких олигонуклеотидов и МО разработаны новые подходы к определению точечных мутаций в ДНК, создан ряд прототипов тест-систем для анализа полиморфных сайтов в ДНК, обуславливающих генотип вирусных инфекций, генетические заболевания, а также вариации генетических маркеров в популяции человека. Проведена оптимизация протоколов использования составных олигонуклеотидных зондов при проведении параллельного гибридизационного анализа ДНК в гомо- и гетерофазном вариантах. Разработаны новые способы мягкой фрагментации ДНК (кислота-зависимый и урацил-ДНК-гликозилаза-зависимый варианты) для повышения эффективности выявления-специфических последовательностей в её составе с использованием' составных олигонуклеотидных зондов, обладающих пониженными гибридизационными свойствами.

Список литературы диссертационного исследования доктор химических наук Пышный, Дмитрий Владимирович, 2011 год

1. Knorre G.G., Vlassov V.V., Zarytova V.F., Lebedev A.V., Fedorova O.S. Design and targeted reactions of oligonucleotide derivatives // New York. CRC Press - 1994. pp 384.

2. Oligonucleotides as therapeutic agents // Ed. Chadwick D., Cardew G. Willey. -1997. pp 250.

3. Molecular diagnostics // Ed. Patrinos G., Ansorge W. Academic Press Inc. - 2009. -pp 589.

4. DNA arrays: methods and protocols in methods in molecular biology // Ed. Rampal J.B. Humana Press. - 2001. - V. 170. - pp 264.

5. Seeman N.C. DNA in a material world // Nature. 2003. - V. 42. - P. 427-431.

6. Demidov V.V., Frank-Kamenetskii M.D. Two sides of the coin: affinity and specificity of nucleic acid interactions // Trends Biochem. Sci. 2004. - V. 29. - P. 62-71.

7. SantaLucia J.Jr, Hicks D. The Thermodynamics of DNA structural motifs // Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 2004. - V. 33. - P: 415-440.

8. Mathews D.H., Sabina J., Zuker M., Turner D.H. Expanded sequence dependence of thermodynamic parameters improves prediction of RNA secondary structure // J. Mol. Biol. 1999. - V. 288. - P. 911-940.

9. Sugimoto N., Nakano S., Katoh M., Matsumura A., Nakamuta H., Ohmichi Т., Yone-yama M., Sasaki M. Thermodynamic parameters to predict stability of RNA/DNA hybrid duplexes // Biochemistry. 1995. - V. 34. - P. 11211-11216.

10. Owczarzy R., Moreira B.G., You Y., Behlke M.A., Walder J.A. Predicting stability of DNA duplexes in solutions containing magnesium and monovalent cations // Biochemistry. 2008. - V. 47. - P. 5336-5353.

11. Freier S.M., Altmann K.H. The ups and downs of nucleic acid duplex stability: structure-stability studies on chemically-modified DNA:RNA duplexes // Nucleic Acids Res. -1997. -V. 25. P. 4429-4443.

12. Vester В., Wengel J. LNA (locked nucleic acid): high-affinity targeting of complementary RNA and DNA // Biochemistry. 2004. - V. 43. - P. 13233-13241.

13. Nielsen P.E., Egholm M., Berg R.H., Buchardt O. Sequence-selective recognition of DNA by strand displacement with a thymine-substituted polyamide // Science. — 1991. — V. 254.-P. 1497-1500.

14. Summerton J., Weller D. Morpholino antisense oligomers: design, preparation, and properties // Antisense Nucleic Acid Drug. Dev. 1997. - V. 7. - P. 187-195.

15. Uhlmann E. Peptide nucleic acids (PNA) and PNA-DNA chimeras: from high binding affinity towards biological function // Biol. Chem. 1998. - V. 379. - P. 1045-1052.

16. Watson J.D., Crick F.H.C. Molecular structure of nucleic acids: a structure of deoxyri-bose nucleic acid // Nature. 1953. - V. 248. - P. 737-738.

17. Gupta N.K., Khorana H.G. Studies on polynucleotides, XC. DNA polytnerase-catalyzed repair of short DNA duplexes with single-stranded ends // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1968. - V. 61. - P. 215-222.

18. Huang W.M., T'so P.O. Physicochemical basis of the recognition process in nucleic acid interactions. I. Interactions of polyuridylic acid and nucleosides // J. Mol. Biol. -1966.-V. 16. P. 523-543.

19. Michelson A.M., Monny C. Polynucleotides. X. Oligonucleotides and their association with polynucleotides // Biochim. Biophys. Acta. 1967. - V. 149. - P. 107-126.

20. Khrapko K.R., Lysov Yu.P., Khorlyn A.A., Shick V.V., Florentiev V.L., Mirzabekov A.D. An oligonucleotide hybridization approach to DNA sequencing // FEBS Lett. 1989. -V.256.-P. 118-122:

21. Asseline U., Thuong N.T., Helene C. Oligonucleotides covalently linked to intercalating agents. Influence of positively charged substituents on biding to complementary sequences // J. Biol. Chem. 1985. - V. 260. - P. 8936-8941.

22. Dirks R.M., Pierce N.A. Triggered amplification by hybridization chain reaction // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A.-2004. V. 101.-P. 15275-15278.

23. Simonova O.N., Vladimirova A.V., Zenkova M.A., Vlassov V.V. Enhanced cellular binding of concatemeric oligonucleotide complexes // Biochim. Biophys. Acta. — 2006. — V. 1758.-P. 413-418.

24. Sarkar Т., Comvell C.C., Harvey L.C., Santai C.T., Hud N.V. Condensation of oligonucleotides assembled into nicked and gapped duplexes: potential structures for oligonucleotide delivery //Nucleic Acids Res. 2005. - V. 33. - P. 143-151.

25. Shabarova Z.A., Dolinnaya N.G., Turkin S.I., Gromova E.S. DNA-like duplexes with repetitions. I. Properties of concatemer duplexes formed by d(T-G-C-A-C-A-T-G) // Nucleic Acids Res. 1980. - V. 8. - P: 2413-2429.

26. Walter A.E., Turner D.H. Sequence dependence of stability for coaxial stacking of RNA helixes with Watson-Crick base paired interfaces // Biochemistry. 1994. — V. 33. — P. 12715-12719.

27. Gelfand C.A., Plum G.E., Grollman A.P., Johnson F., Breslauer K.J. Thermodynamic consequences of an abasic lesion in duplex DNA are strongly dependent on base sequence // Biochemistry. 1998. -V. 37. - P. 7321-7327.

28. Shchepinov M.S., Udalova I.A., Bridgman A.J., Southern E.M.Oligonucleotide den-drimers: synthesis and use as polylabelled DNA probes // Nucleic Acids Res. 1997. - V. 25. - P. 4447-4454.

29. Protozanova E., Yakovchuk P., Frank-Kamenetskii M.D. Stacked-unstacked equilibrium at the nick site of DNA // J. Мої. Biol. 2004. - V. 342. - P. 775-785.

30. Горбунов B.H., Баранов B.C. Введение в молекулярную диагностику и генотера-пию наследственных заболеваний // Санкт-Петербург: "Специальная литература" — 1997. -287 с.

31. Friedman K.J., Highsmith W.E., Prior T.W., Perry T.R., Silverman L.M. Cystic fibrosis deletion mutation detected by PCR-mediated site-directed mutagenesis // Clin. Chem. -1990. V. 36. - P. 695-696.

32. Orita M., Iwahana H., Kanazawa H., Hayashi K., Sekiya T. Detection of polymorphisms of human DNA by gel electrophoresis as single-strand conformation polymorphisms // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1989. - V. 86. - P. 2766-2770.

33. Rossetti S., Englisch S., Bresin E., Pignatti P.F., Turco A.E. Detection of mutations in human genes by a new rapid method: cleavage fragment length polymorphism analysis (CFLPA) // Мої. Cell Probes. 1997. - V. 11. - P. 155-160.

34. White M.B., Carvalho M., Derse D., O'Brien S.J., Dean M. Detecting single base substitutions as heteroduplex polymorphisms // Genomics. 1992. - V. 12. - P. 301-306.

35. Myers R.M., Maniatis Т., Lerman L.S. Detection and localization of single base changes by denaturing gradient gel electrophoresis // Methods Enzymol. 1987. - V. 155. -P. 501-527.

36. Ke S.H., Wartell R.M. Influence of nearest neighbor sequence on the stability of base pair mismatches in long DNA; determination by temperature-gradient gel electrophoresis // Nucleic Acids Res. 1993. - V. 21. - P. 5137-5143.

37. Guldberg P., Guttler F. A simple method for identification of point mutations using denaturing gradient gel electrophoresis // Nucleic Acids Res. 1993. - V. 21. - P. 22612262.

38. Liu W., Smith D.I., Rechtzigel K.J., Thibodeau S.N., James C.D. Denaturing high performance liquid chromatography (DHPLC) used in the detection of germline and somatic mutations //Nucleic Acids Res. 1998. - V. 26. - P. 1396-1400.iiiicok .iiiincpainypbi

39. Hecker K.H., Taylor P.D., Gjerde D.T. Mutation detection by denaturing DNA chromatography using fluorescently labeled polymerase chain reaction products // Anal. Bio-chem. 1999. - V. 272. - P. 156-164.

40. Novack D.F., Casna N.J., Fischer S.G., Ford J.P. Detection of single base-pair mismatches in DNA by chemical modification followed by electrophoresis in 15% poly-acrylamide gel // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1986. - Y. 83. - P. 586-590.

41. Verpy E., Biasotto M., Meo T., Tosi M. Efficient detection of point mutations on color-coded strands of target DNA // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1994. - V. 91. - P. 1873-1877.

42. Ren J., Ulvik A., Refsum H., Ueland P.M. Chemical mismatch cleavage combined with capillary electrophoresis: detection of mutations exon 8 of the cystathionine beta-synthase gene 11 Clin. Chem. 1998. - V. 44. - P: 2108-2114'.

43. Lambrinakos A., Humphrey K.E., Babon J.J., Ellis T.P., Cotton R.G. Reactivity of potassium permanganate and tetraethylammonium chloride with mismatched bases and a simple mutation detection protocol // Nucleic Acids Res. 1999. - V. 27. - P. 1866-1874.

44. Lishanski A., Ostrander E. A., Rine J. Mutation detection by mismatch binding protein, MutS, in amplified DNA: application to the cystic fibrosis gene // Proc. Natl. Acad. Sci: U. S. A. 1994. - Y. 91. - P. 2674-2678.

45. Wagner R., Debbie P., Radman M. Mutation detection using immobilized mismatch binding protein (MutS) //Nucleic Acids Res. 1995. - V. 23. - P. 3944-3948.

46. Ellis L.A., Taylor G.R., Banks R'., Baumberg S. MutS binding protects heteroduplex DNA from exonuclease digestion in vitro: a simple method for detecting mutations // Nucleic Acids Res. 1994. - V. 22. - P. 2710-2711.

47. Smith J., Modrich P. Mutation detection with MutH, MutL, and MutS mismatch repair proteins // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1996. - V. 93. - P. 4374-4379.

48. Beaulieu ML, Larson G.P., Geller L., Flanagan S.D., Krontiris T.G. PCR candidate region mismatch scanning: adaptation to quantitative, high-throughput genotyping // Nucleic Acids Res. 2001. - V. 29. - P. 1114-1124.

49. Xu J.F., Yang Q.P., Chen J.Y., van Baalen M.R., Hsu I.C. Determining the site and nature of DNA mutations with the cloned MutY mismatch repair enzyme // Carcinogenesis. 1996.-V. 17.-P. 321-326.

50. Maulik G., Botchway S., Chakrabarti S., Tetradis S., Price B., Makrigiorgos G.M. Novel nonisotopic detection of MutY enzyme-recognized mismatches in DNA via ultrasensitive detection of aldehydes //Nucleic Acids Res. 1999. - V. 27. - P. 1316-1322.

51. Chakrabarti S., Price B.D., Tetradis S., Fox E.A., Zhang Y., Maulik G., Makrigiorgos G.M. Highly selective isolation of unknown mutations in diverse DNA fragments: toward new multiplex screening in cancer // Cancer Res. 2000. - V. 60. - P. 3732-3737.

52. Myers R.M., Larin Z., Maniatis T. Detection of single base substitutions by ribonucle-ase cleavage at mismatches in RNA:DNA duplexes // Science. 1985. - V. 230. - P. 12421246.

53. Шабарова 3.A., Богданов А.А. Химия нуклеиновых кислот и их компонентов // Москва: "Химия". 1978. - 582 с.

54. Youil R., Kemper B.W., Cotton R.G. Screening for mutations by enzyme mismatch cleavage with T4 endonuclease VII // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1995. - V. 92. - P. 87-91.

55. Del T.B., Poff H.E., Novotny M.A., Cartledge D.M., Walker R.I., Earl C.D., Bailey A.L. Automated fluorescent analysis procedure for enzymatic mutation detection // Clin. Chem. 1998. - V. 44. - P. 731-739.

56. Mashal R.D., Koontz J., Sklar J. Detection of mutations by cleavage of DNA hetero-duplexes with bacteriophage resolvases // Nat. Genet. 1995. - V. 9. - P. 177-183.

57. Howard.J.T., Ward J., Watson J.N., Roux K.H. Heteroduplex cleavage analysis using SI nuclease // Biotechniques. 1999. -V. 27. - P. 18-19.

58. Oleykowski C.A., Bronson Mullins C.R., Godwin A.K., Yeung A.T. Mutation detection using a novel plant endonuclease // Nucleic Acids Res. 1998. - V. 26. - P. 45974602.

59. Conner B.J., Reyes A.A., Morin C., Itakura K., Teplitz R.L., Wallace R.B. Detection of sickle cell beta S-globin allele by hybridization with synthetic oligonucleotides // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1983. - V. 80. - P. 278-282.

60. Lilley D.M., Wilson T.J. Fluorescence resonance energy transfer as a structural tool for nucleic acids // Curr. Opin. Chem. Biol. 2000. - V. 4. - P. 507-517.

61. Cardullo R.A., Agrawal S., Flores C., Zamecnik P.C., Wolf D.E. Detection of nucleic acid hybridization by nonradiative fluorescence resonance energy transfer // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1988. - V. 85. - P. 8790-8794.

62. Bonnet G., Tyagi S., Libchaber A., Kramer F.R. Thermodynamic basis of the enhanced specificity of structured DNA probes // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1999. - V. 96. - P. 6171-6176.

63. Nelson N.C., Hammond P.W., Matsuda E., Goud A.A., Becker M.M. Detection of all single-base mismatches in solution by chemiluminescence // Nucleic Acids Res. 1996. -V. 24. - P. 4998-5003.

64. Ellington A.D., Szostak J.W. Selection in vitro of single-stranded DNA molecules that fold into specific ligand-binding structures //Nature. 1992. - V. 355. - P. 850-852.

65. Cairns M.J., King A., Sun L.Q. Nucleic acid mutation analysis using catalytic DNA // Nucleic Acids Res. 2000. - V. 28. - P. e9.

66. Долинная Н.Г., Грязнова О .И., Соколова Н.И., Шабарова З.А. Химические реакции в двуспиральных нуклеиновых кислотах II. Введение точечных модификаций в сахаро-фосфатный остав ДНК // Биорган. химия. 2006. - V. 12. - Р. 921-928.

67. Lyamichev V., Mast A.L., Hall J.G., Prudent J.R., Kaiser M.W., Takova Т., Kwiatkowski R.W., Sander TJ., de A.M., Arco D.A., Neri B.P., Brow M.A.

68. Polymorphism identification and quantitative detection of genomic DNA by invasive cleavage of oligonucleotide probes //Nat. Biotechnol. 1999. - V. 17. - P. 292-296.

69. Landegren U., Kaiser R., Sanders J., Hood L. A ligase-mediated gene detection technique// Science. 1988. - V. 241. - P. 1077-1080.

70. Wu D.Y., Wallace R.B. The ligation amplification reaction (LAR)-amplification of specific DNA sequences using sequential rounds of template-dependent ligation // Genomics. 1989. - V. 4. - P. 560-569.

71. Pastinen Т., Kurg A., Metspalu A., Peltonen L., Syvanen А.С. Minisequencing: а specific tool for DNA analysis and diagnostics on oligonucleotide arrays // Genome Res. — 1997. V. 7. - N. 6. - P. 606-614.

72. Sanger F., Nicklen S., Coulson A.R. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1977. - V. 74. - P. 5463-5467.

73. Smith L.M., Sanders J.Z., Kaiser R.J., Hughes P., Dodd C., Connell C.R., Heiner C., Kent S.B., Hood L.E. Fluorescence detection in automated DNA sequence analysis // Nature. 1986. - V. 321. - P. 674-679.

74. Yamakawa H., Ohara O. A DNA cycle sequencing reaction that minimizes compressions on automated fluorescent sequencers // Nucleic Acids Res. 1997. - V. 25. - P. 13111312.

75. Mitra R.D., Shendure J., Olejnik J., Edyta K.O., Church G.M. Fluorescent in situ sequencing on polymerase colonies // Anal. Biochem. 2003. - V. 320. - P. 55-65.

76. Seo T.S., Bai X., Kim D.H., Meng Q., Shi S., Ruparel H., Li Z., Turro N.J., Ju J. Four-color DNA sequencing by synthesis on a chip using photocleavable fluorescent nucleotides // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2005. - V. 102. - P. 5926-5931.

77. Ansorge W.J. Next-generation DNA sequencing techniques // New Biotechnology. -2009. -V. 25. N. 4. - P. 195-203.

78. Pandey V., Nutter R.C, Prediger E. Applied biosystems SOLiD™ System: ligation-based sequencing // In Next generation genome sequencing: towards personalized medicine, ed. by Janitz M. 2008. - Wiley-VCH. - pp. 282.

79. Maxam A.M., Gilbert W. A new method for sequencing DNA // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1977. - V. 74. - P. 560-564.

80. Ohara R., Tanaka A., Ohara O. Automated fluorescent DNA sequencing by a simplified solid-phase chemical sequencing method // Biotechniques. 1997. - V. 22. - P. 653656.

81. Isola N.R., Allman S.L., Golovlov V.V., Chen C.H. Chemical cleavage sequencing of DNA using matrix-assisted laser desorption/ionization time-of-flight mass spectrometry // Anal. Chem. 1999. - V. 71. - P. 2266-2269.

82. Eigen M., Rigler R. Sorting single molecules: application to diagnostics and evolutionary biotechnology// Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1994. - V. 91. - P. 5740-5747.

83. Nie S., Emory S.R. Probing Single Molecules and single nanoparticles by surface-enhanced Raman scattering // Science. 1997. - V. 275. - P. 1102-110.

84. Landegren U., Nilsson M., Kwok P.Y. Reading bits of genetic information: methods for single-nucleotide polymorphism analysis // Genome Res. 1998. - V. 8. - P. 769-776.

85. Lipson D., Raz T., Kieu A., Jones D.R., Giladi E., Thayer E., Thompson J.F., Le-tovsky S., Milos P., Causey M. Quantification of the yeast transcriptome by single-molecule sequencing // Nat. Biotechnol. 2009. - V. 27. - P. 652-658.

86. Heidenreich O., Sczakiel G. Oligonucleotides. In: Encyclopedia of molecular cell biology and molecular medicine, 2nd edition // Ed. By Meyers R.A. Wiley-VCH. - 2005. -V. 9.-P. 413-433.

87. Brucale M., Zuccheri G., Samori B. Mastering the complexity of DNA nanostmctures // Trends Biotechnol. 2006. - V. 24. -N. 5. - P. 235-243.

88. Rothemund P.W. Folding DNA to create nanoscale shapes and patterns // Nature. -2006. V. 440. - N. 7082. - P. 297-302.

89. Gray D:M., Tinoco I. Jr. A new approach to the study of sequence-dependent properties of polynucleotides // Biopolymers. 1970. - V. 9. - P. 223-244.

90. Breslauer K.J., Frank R., Dlocker H., Marky L.A. Predicting DNA duplex stability from the base sequence // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1986. - V. 83. - P. 3746-3750.

91. Ponnuswamy P.K., Gromiha M.M. On the conformational stability of oligonucleotide duplexes and tRNA molecules // J. Tlieor. Biol. 1994. - V. 169. - P. 419-432.

92. Sundaralingam M., Ponnuswamy P.K. Stability of DNA duplexes with Watson-Crick base pairs: a predicted model // Biochemistry. 2004. - V. 43. - P. 16467-16476.

93. Owczarzy R., You Y., Moreira B.G., Manthey J.A., Huang L., Behlke M.A., Walder J.A. Effects of sodium ions on DNA duplex oligomers: improved predictions of melting temperatures // Biochemistry. 2004. - V. 43. - P. 3537-3554.

94. Tan Z.J., Chen S.J. Nucleic acid helix stability: effects of salt concentration, cation valence and size, and chain length // Biophys. J. 2006. - V. 90. - P. 1175-1190.

95. SantaLucia J. Jr. A unified view of polymer, dumbbell and oligonucleotide DNA nearest-neighbor thermodynamics // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1998. - V. 95. - P. 14601465.

96. McTigue P.M., Peterson R.J., Kahn J.D. Sequence-dependent thermodynamic parameters for locked nucleic acid (LNA)-DNA duplex formation // Biochemistry. 2004. - V. 43. - P. 5388-405.

97. Shabih. S., Sajjad К., Arif A. Peptide nucleic acid (PNA) a review // J. Chem. Tech. & Biotech. - 2008. - V. 81. - P. 892-899.

98. Ahlborn C., Siegmund K., Richert C. Isostable DNA // J. Am. Chem. Soc. 2007. - V. 129.-P. 15218-15232.

99. Зенгер В. Принципы структурной организации нуклеиновых кислот // М.: Мир. -1987.

100. Кантор Ч., Шиммел П. Биофизическая химия // М.: Мир. 1984. - Т. I, 2, 3.

101. Luo R., Gilson H.S., Potter M.J., Gilson M.K. The physical basis of nucleic acid base stacking in water// Biophys. J. 2001. - V. 80- P. 140-148.

102. Crothers D.M., Zimm B.H. Theory of the melting transition of synthetic polynucleotides: evaluation of the stacking free energy // J. Мої. Biol. 1964. - V. 9. - P. 1-9.

103. Calladine C.R. Mechanics of sequence-dependent stacking of bases in B-DNA. // J. Мої. Biol. 1982.-V. 161.-P. 343-352.

104. Manyanga F., Home M.T., Brewood G.P., Fish D.J., Dickman R., Benight A.S. Origins of the "nucleation" free energy in the hybridization thermodynamics of short duplex DNA // J. Phys. Chem. 2009. - V. 113. - P. 2556-2563.

105. Breslauer K.J. Metods for obtaining thermodynamic data on oligonucleotide transition // In: Thermodynamic data for biochemistry and biotechnology. Chapter 15. Ed. Hinz H.-J. 1986:-P. 402-427.

106. Privalov P.L., Ptitsyn O.B., and Birshtein T.M. Determination of stability of the DNA double helix in an aqueous medium // Biopolymers. 1969. - V. 8,- - P. 559 -571.

107. Rouzina I., Bloomfield Y.A. Heat capacity effects on the melting of DNA. 1. General aspects // Biophys. J. 1999. - V. 77. - P. 3242-3251.

108. Jelesarov I, Bosshard HR. Isothermal titration calorimetry and differential scanning calorimetry as complementary tools to investigate the energetics of biomolecular recognition // J. Мої. Recognit. 1999. - V. 12. - P. 3-18.

109. Owczarzy R. Melting temperatures of nucleic acids: discrepancies in analysis // Biophys. Chem. 2005: - V. 117. - P. 207-215.

110. Tikhomirova A., Taulier N., Chalikian T.V. Energetics of nucleic acid stability: the effect of DeltaCP. //J. Am. Chem. Soc. 2004. - V. 126. - P. 16387-16394.

111. Rouzina I., Bloomfield V.A. Heat capacity effects on the melting of DNA. 2. Analysis of nearest-neighbor base pair effects // Biophys J. 1999. - V. 77. - P. 3252-3255.

112. Wu P., Nakano S., Sugimoto N. Temperature dependence of thermodynamic properties for DNA/DNA and RNA/DNA duplex formation // Eur. J. Biochem. 2002. - V. 269. -P. 2821-2830.

113. Petersheim M , Turner D.H. Base-stacking and base-pairing contributions to helix stability: thermodynamics of double-helix formation with CCGG, CCGGp, CCGGAp, ACCGGp, CCGGUp, and ACCGGUp // Biochemistry. 1983. - V. 22. - P. 256-263.

114. Patel D.J., Hilbers C.W. Proton nuclear magnetic resonance investigations of fraying in double-stranded d-ApTpGpCpApT in H20 solution // Biochemistry. 1975. - V. 14. - P. 2651-2656.

115. Petruska J., Goodman M.F., Boosalis M.S., Sowers L.C., Cheong C., Tinoco I. Jr. Comparison between DNA melting thermodynamics and DNA polymerase fidelity // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1988. - V. 85. - P. 6252-6256.

116. Liu L., Guo Q.X. Isokinetic relationship, isoequilibrium relationship, and enthalpy-entropy compensation // Chem. Rev. 2001. - V. 101. - P. 673-695.

117. Lumry R. Uses of enthalpy-entropy compensation in protein research // Biophys. Chem. 2003. - V. 105. - P. 545-557.

118. Breslauer K.J., Remeta D.P., Chou W.Y., Ferrante R., Curry J., Zaunczkowski D., Snyder J.G., Marky L.A. Enthalpy-entropy compensations in drug-DNA binding studies // Proc. Natl. Acad Sci. U. S. A. 1987. - V. 84. - P. 8922-8926.

119. Cornish-Bowden A. Enthalpy-entropy compensation: a phantom phenomenon // J. Biosci. 2002. - V. 27. - P. 121-126.

120. Petruska J., Goodman M.F. Enthalpy-entropy compensation in DNA melting thermodynamics // J. Biol Chem. 1995. - V. 270. - P. 746-750.

121. Sharp K. Entropy-enthalpy compensation: fact or artifact? // Protein Sci. 2001. - V. 10.-P. 661-667.

122. Starikov E.B., Norden B. Enthalpy-entropy compensation: a phantom or something useful? // Phys. Chem. B. 2007. - V. 111. - P. 14431-14435.

123. Гамет JI. Основы физической органической химии. Скорости, равновесия и механизмы реакций // Москва: «Мир» 1972. - 534 с.

124. Gromiha М.М. Structure based sequence dependent stiffness scale for trinucleotides: a direct method // J. Biol. Phys. 2000. - V. 26. - P. 43-50.

125. Gray D.M. Derivation of nearest-neighbor properties from data on nucleic acid oligomers. I. Simple sets of independent sequences and the influence of absent nearest neighbors // Biopolymers. 1997. - V. 42. - P. 783-793.

126. Gray D.M. Derivation of nearest-neighbor properties from data on nucleic acid oligomers. II. Thermodynamic parameters of DNA:RNA hybrids and DNA duplexes // Biopolymers. 1997. - V. 42. - P. 795-810.

127. Vologodskii A.V., Amirikyan B.R., Lyubchenko Y.L., Frank-Kamenetskii M.D. Allowance for heterogeneous stacking in the DNA helix-coil transition theory // J. Biomol. Struct. Dyn. — 1984.-V. 2.-P. 131-148.

128. Allawi H.T., SantaLucia J. Jr. Thermodynamics and NMR of internal GT mismatches in DNA//Biochemistry. 1997.-V 36.-P. 10581-10594.

129. Freier S.M., Kierzek R., Jaeger J.A., Sugimoto N., Caruthers M.H., Neilson Т., Turner D.H. Improved free-energy parameters for predictions of RNA duplex stability // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1986. - V. 83. - P. 9373-9377.

130. Sugimoto N., Nakano S., Yoneyama M., Honda K. Improved thermodynamic parameters and helix initiation factor to predict stability of DNA duplexes. // Nucleic Acids Res. -1996. -V. 24.-P. 4501-4505.

131. Gray D.M., Hamilton F.D., Vaughan M.R. The analysis of circular dichroism spectra of natural DNAs using spectral components from synthetic DNAs //Biopolymers. 1978. -V. 17.-P. 85-106.

132. Goldstein R.F., Benight A.S. How many numbers are required to specify sequence-dependent properties of polynucleotides // Biopolymers. 1992. - V. 32. - P. 1679-1693.

133. Owczarzy R., Vallone P.M., Gallo F.J., Paner T.M., Lane M.J., Benight A.S. Predicting sequence-dependent melting stability of short duplex DNA oligomers // Biopolymers. -1997. -V. 44.-P. 217-239.

134. Nakano S., Kanzaki Т., Sugimoto N. Influences of ribonucleotide on a duplex conformation and its thermal stability: study with the chimeric RNA-DNA strands // J. Am. Chem. Soc. 2004. - V. 126. - P. 1088-1095.

135. Doktycz M.J., Morris M.D., Dormady S.J., Beattie K.L., Jacobson K.B. Optical melting of 128 octamer DNA duplexes. Effects of base pair location and nearest neighbors on thermal stability. // J. Biol. Chem. 1995. - V. 270. - P. 8439-8445.

136. Allawi H.T., SantaLucia J. Jr. Thermodynamics of internal CT mismatches in DNA // Nucleic Acids Res. 1998. - V. 26. - P. 2694-2701.

137. Peyret N., Seneviratne P.A., Allawi H.T., SantaLucia J. Jr. Nearest-neighbor thermodynamics and NMR of DNA sequences with internal AA, CC, GG, and TT mismatches // Biochemistry. 1999. - V. 38. - P. 3468-3477.

138. Santa-Lucia J. Jr., Peyret N. Method and system for predicting nucleic acid hybridization thermodynamics ans computer-readeble storage medium for use therein // US Patent application publication. № US 2003/0224357 Al. Pub. Date: Dec. 4. 2003.

139. Bommarito S., Peyret N., SantaLucia J. Jr. Thermodynamic parameters for DNA sequences with dangling ends // Nucleic Acids Res. 2000. - V. 28. - P. 1929-1934.

140. Tanaka F., Kameda A., Yamamoto M., Ohuchi A. Thermodynamic parameters based on a nearest-neighbor model for DNA sequences with a single-bulge loop // Biochemistry. 2004. - V. 43. - P. 7143-7150.

141. Peyret N. Prediction of nucleic acid hybridization: parameters and algorithms // Ph.D. Thesis. Wayne State University. Detroit. - MI. 2000.

142. Watkins N.E. Jr, SantaLucia J. Jr. Nearest-neighbor thermodynamics of deoxyinosine pairs in DNA duplexes // Nucleic Acids Res. 2005. - V. 33. - P. 6258-6267.

143. Martin F.H., Castro M.M., Aboul-ela F., Tinoco I. Jr. Base pairing involving deoxyinosine: implications for probe design // Nucleic Acids Res. 1985. - V. 13. - P. 89278938.

144. Kozerski L., Mazurek A.P., Kawecki R., Bocian W., Krajewski P., Bednarek E., Sit-kowski J., Williamson M.P., Moir A.J., Hansen P.E. A nicked duplex decamer DNA with a PEG(6) tether //Nucleic Acids Res. 2001. - V. 29. - P. 1132-1143.

145. Kalnik M.W., Chang C.N., Grollman A.P., Patel D.J. NMR studies of abasic site* £ DNA duplexes: deoxyadenosine stacks into the helix opposite the cyclic analogue ot deoxyribose // Biochemistry. 1988. - V. 27. - P. 24-31.

146. Ke S.H., Wartell R.M. Influence of neighboring base pairs on the stabilityofbase bulges and base pairs in a DNA fragment // Biochemistry. 1995. - V. 34. - P- 459 " 4600.f-tig

147. Wang Y.H., Griffith J. Effects of bulge composition and flanking sequence o5J kinking of DNA by bulged bases // Biochemistry. 1991. - V. 30. - P. 1358-1363.

148. Feig M., Zacharias M., Pettitt B.M. Conformations of an adenine bulge in a DX^^ tamer and its influence on DNA structure from molecular dynamics simulations // Bi°P ^ J.-2001,-V. 81.-P. 352-370.

149. Bourde'lat-Parks B.N., Wartell R.M. Thermodynamic stability of DNA tandei** mlS" matches // Biochemistry. 2004. - V. 43. - P. 9918-9925.

150. Ke S.-H., Wartell R.M. The thermal stability of DNA fragments with tandem я*1®" matches at a d(CXYG>d(CY4X4G) site // Nucleic Acids Res. 1996. - V. 24. - P- 7° 712.

151. Chou S.-H., Chin K.-H., Wang A. H.-J. Unusual DNA duplex and hairpin motifs // Nucleic Acids Res. 2003. - V. 31. - P. 2461-2474.

152. Rumney S. IV, Kool E.T. Structural optimization of non-nucleotide loop replace!*161118 for duplex and triplex DNAs //J. Am. Chem. Soc. 1995. - V. 117. - P. 5635-5646.

153. Gao H., Chidambaram N„ Chen B.C., Pelham D.E., Patel R., Yang M., Zhou L., A., Cohen J.S. Double-stranded cyclic oligonucleotides with non-nucleotide Bioconjug. Chem. 1994. - V. 5. - P. 445-453.

154. Geci I., Filichev V.V., Pedersen E.B. Synthesis of twisted intercalating nucleic possessing acridine derivatives. Thermal stability studies // Bioconjug.Chem. 200f5-17.-P. 950-957.of

155. Boczkowska M., Guga P., Stec W.J. Stereodefined phosphorothioate analogu-^®^ . DNA: relative thermodynamic stability of the model PS-DNA/DNA and PS-DNA/^^ complexes // Biochemistry. 2002. - V. 41. - РГ 12483-12487.

156. Xu Y., Kino K., Sugiyama H. The conformational study of two carbocyclic sides: why carbocyclic nucleic acids (CarNAs) form more stable duplexes with RNA-DNA does // J. Biomol. Struct. Dyn. 2002. - V. 20. - P. 437-446.

157. Schlegel M.K., Peritz A.E., Kittigowittana K., Zhang L., Meggers E. Duplex foX^*3*^ tion of the simplified nucleic acid GNA // Chembiochem. 2007. - V. 8. - P. 927-932.

158. Arghavani M.B., SantaLucia J. Jr., Romano L.J. Effect of mismatched complemer^^-^^. strands and 5-change in sequence context on the thermodynamics and structur^^ benzoa.pyrene-modified oligonucleotides // Biochemistry. 1998. - V. 37. - P. ' 8583.

159. Takiya T., Seto Y., Yasuda H., Suzuki T., Kawai K. An empirical approach for thermal stability (Tm) prediction of PNA/DNA duplexes // Nucleic Acids Symp. Ser. (Oxf). -2004. V. 48. - P. 131-132.

160. Giesen U., Kleider W., Berding C., Geiger A., Oram H., Nielsen P.E. A formula for thermal stability (Tm) prediction of PNA/DNA duplexes // Nucleic Acids Res. 1998. - V. 26. - P. 5004-5006.

161. Almarsson O., Bruice T.C. Peptide nucleic acid (PNA) conformation and polymorphism in PNA-DNA and PNA-RNA hybrids // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1993. - V. 90. - P. 9542-9546.

162. Amrane S., Mergny J.L. Length and pH-dependent energetics of (CCG)n and (CGG)n trinucleotide repeats // Biochimie. 2006. - V. 88. - P. 1125-1134.

163. Williams M.C., Wenner J.R., Rouzina I., Bloomfield V.A. Effect of pH on the overstretching transition of double-stranded DNA: evidence of force-induced DNA melting // Biophys. J. 2001. - V. 80. - P. 874-881.

164. Brown T., Leonard G.A., Booth E.D. Influence of pH on .the conformation andiStabil-ity of mismatch base-pairs in DNA // J. Мої: Biol. 1990. - V. 212. - P. 437-440.

165. Piskur J., Rupprecht A. Aggregated DNA in ethanol solution // FEBS Lett. 1995. - V. 375.-P. 174-178.

166. Spink C.H., Chaires J.B. Effects of hydration, ion release, and excluded volume on the melting of triplex and duplex DNA // Biochemistry. 1999. - V. 38: - P. 496-508. •

167. Tarahovsky Y.S., Rakhmanova V.A., Epand R.M., MacDonald R.C. High temperature stabilization of DNA in complexes with cationic lipids // Biophys. J. 2002. - V. 82. - P. 264-273.

168. Evstigneev M.P., Mykhina Y.V., Davies D.B. Complexation of daunomycin* with a DNA oligomer in the presence of an aromatic vitamin (B2) determined'by NMR spectroscopy // Biophys. Chem. 2005. - V. 118. - P. 118-127.

169. Nakano S., Karimata H., Ohmichi T., Kawakami J., Sugimoto N. The effect of molecular crowding with nucleotide length and cosolute structure on DNA duplex stability // J. Am. Chem. Soc. 2004. - V. 126. - P. 14330-14331.

170. Gu X.B., Nakano S., Sugimoto N. The effect of the structure of cosolutes on the DNA duplex formation//Nucleic Acids Symp. Ser. (Oxf). 2006. - V. 50. - P. 205-206.

171. De Xammar Oro J.R., Grigera J.R. On the thermal stability of DNA in solution of mixed solvents // J. Biol. Phys. 1995. - V. 21. - P. 151-154.

172. Hutton J.R. Renaturation kinetics and thermal stability of DNA in aqueous solutions of formamide and urea // Nucleic Acids Res. 1977. - V. 4. - P. 3537-3555.

173. Blake R.D., Delcourt S.G. Thermodynamic effects of formamide on DNA stability // Nucleic Acids Research. 1996. - V. 24. - P. 2095-2103.

174. Anastassopoulou J. Metal-DNA interactions // J. Mol. Structure. 2003. - V. 651. - P. 19-26.

175. Nakano S., Fujimoto M., Нага H., Sugimoto N. Nucleic acid duplex stability: influence of base composition on cation effects // Nucleic Acids Res. 1999. - V. 27. - P. 29572965.

176. Korolev N., Lyubartsev A.P., Nordenskiold L. Application of polyelectrolyte theories for analysis of DNA melting in the presence ofNa+ and Mg2+ ions // Biophys. J. 1998. -V. 75.-P. 3041-3056.

177. Doktycz M.J. Nucleic Acids: thermal stability and denaturation. Encyclopedia of life // Sciences. 2002. - Oak Ridge.

178. Франк-Каменецкий М.Д. Рассмотрение перехода спираль-клубок в гомополиме-рах методом наиболее вероятного распределения // Молекулярн. биол. 1968. - Т. 2. -С. 408-419.

179. Ландо Д.Ю., Иванова М.А., Ахрем А.А. Влияние изменения стехиометрии комплекса ДНК-лиганд при тепловой денатурации ДНК на параметры перехода спираль-клубок // Молекулярн. биол. 1980. - Т. 14. - С. 1281-1288.

180. Сорокин В.А., Гладченко Г.О., Галкин В.Л., Волчок И.В., Благой Ю.П. Теории «конденсации» и «скрепок» при описании перехода спираль-клубок ДНК: сравнительный анализ // Биофизика. 1996. - Т. 41. - С. 1214-1220.

181. Ахрем А.А., Ландо Д.Ю., Крот В.И. Исследование плавления нуклеопротеидов 1. Теория перехода спираль-клубок ДНК в присутствии белков с кооперативным характером взаимодействия при обратимом связывании // Молекулярн. биол. 1976. -Т. 10.-С. 1332-1340.

182. Ахрем А.А., Ландо Д.Ю. Влияние лигандов с избирательным характером взаимодействия на переход спираль-клубок ДНК // Молекулярн. биол. 1979. - Т. 13. - С. 1098-1108.

183. Owczarzy R., Dunietz I., Behlke M.A., Klotz I.M., Walder J.A. Thermodynamic treatment of oligonucleotide duplex-simplex equilibria // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. -2003.-V. 100.-P. 14840-14845.

184. Frank-Kamenetskii M.D., Lukashin A.V., Anshelevich V.V. Application of polyelectrolyte theory to the study of the B-Z transition in DNA // J. Biomol. Struct. Dyn. 1985. -V. 3. - P. 35- 42.

185. Korolev N., Lyubartsev A.P., Rupprecht A., Nordenskiold L. Competitive binding of Mg(2+), Ca(2+), Na(+), and K(+) ions to DNA in oriented DNA fibers: experimental and Monte Carlo-simulation results // Biophys. J. 1999. - V. 77. - P. 2736-2749.

186. Feig M., Pettitt B.M. Sodium and chlorine ions as part of the DNA solvation shell // Biophys. J. 1999. - V. 77. - P. 1769-1781.

187. Korolev N., Lyubartsev A.P., Laaksonen A., Nordenskiold L. A molecular dynamics simulation study of polyamine- and sodium-DNA. Interplay between polyamine binding and DNA structure // Eur. Biophys J. 2004. - V. 33. - P. 671-682.

188. Manning G.S. The molecular theory of polyelectrolyte solutions with applications to the electrostatic properties of polynucleotides // Q. Rev. Biophys. 1978. - V. 11. — P. 179246.т¡сок литературы

189. Франк-Каменецкий М.Д., Аншелевич В.В., Лукашин A.B. Полиэлектролитная модель ДНК // УФН. 1987. - Т. 151. - С. 595-618.

190. Wilson R.W., Rau D.C., Bloomfield V.A. Comparison of polyelectrolyte theories of the binding of cations to DNA // Biophys. J. 1980. - V. 30. - P. 317-325.

191. Stigter D. Evaluation,of the counterion condensation theory of polyelectrolytes // Biophys. J. 1995. - V. 69. - P. 380-388.

192. Rouzina I., Bloomfield V.A. Competitive electrostatic binding of charged ligands to polyelectrolytes: practical approach using the non-linear Poisson-Boltzmann equation // Biophys. Chem. 1997. - V. 64. - P. 139-155.

193. Kankia B.I., Buckin V., Bloomfield V.A. Hexamminecobalt(III)-induced condensation of calf thymus DNA: circular dichroism and hydration measurements // Nucleic Acids Res. 2001. - V. 29. - P. 2795-2801.

194. Schildkraut С., Lifson S. Dependence of the melting temperature of DNA on salt concentration // Biopolymers. 1965. - V. 3. - P. 195-208.

195. Wetmur J.G. DNA probes: applications of the principles of nucleic acid hybridization // Crit. ReV. Biochem. Mol. Biol. 1991. - V. 26. - P. 227-259.

196. Frank-Kamenetskii M.D. Simplification of the empirical relationship between melting temperature of DNA, its GC content and concentration of sodium ions in solution // Biopolymers. 1971. - V.10. - P. 2623-2624.

197. Marmur J., Doty P.' Determination of the base composition-of deoxyribonucleic acid from its thermal denaturation temperature // J. Mol. Biol. 1962. - V. 5. - P. 109-118.

198. SantaLucia J. Jr., Allawi H.T., Seneviratne P.A. Improved nearest-neighbor parameters for predicting DNA duplex stability. // Biochemistry. 1996. - V. 35. - P. 3555-3562.

199. Mitsuhashi M. Technical Report: Part 1. Basic requirements for designing-optimal oligonucleotide probe sequences // J. Clin. Lab. Anal. 1996. - V. 10. - P. 277-284.

200. Tan Z.J., Chen S.J. RNA helix stability in mixed Na7Mg2f solution // Biophys. J. -2007.-V. 92.-P. 3615-3632.

201. Stein V.M., Bond J.P., Capp M.W., Anderson C.F., Record M.T. Jr. Importance of coulombic end effects on cation accumulation near oligoelectrolyte B-DNA: a demonstration using 23Na NMR // Biophys. J. 1995. - V. 68. - P. 1063-1072.

202. Newton C.R., Graham A., Heptinstall L.E., Powell S.J., Summers C., Kalsheker N., Smith J. C., Markham A.F. Analysis of any point mutation in DNA. The amplification refractory mutation system (ARMS) // Nucleic Acids Res. 1989. - V. 17. - P. 2503-2516.

203. Huang M.M., Arnheim N., Goodman M.F. Extension of base mispairs by Taq DNA polymerase: implications for single nucleotide discrimination in PCR // Nucleic Acids Res. 1992. - V. 20. - P. 4567—4573.

204. Barany F. Genetic disease detection and DNA amplification using cloned thermostable ligase//Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1991. -V. 88.-P. 189-193.

205. Liu Q., Thorland E.C., Heit J.A., Sommer S.S. Overlapping PCR for bidirectional PCR amplification of specific alleles: a rapid one-tube method for simultaneously differentiating homozygotes and heterozygotes // Genome Res. 1997. - V. 7. - P. 389-398.

206. Chen X., Zehnbauer В., Gnirke A., Kwok P.Y. Fluorescence energy transfer detection-as a homogeneous DNA'diagnostic method // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1997. - V. 94.-P. 10756-10761.

207. Deng J.Y., Zhang XE„ Mang Y., Zhang Z.P., Zhou Y.F., Liu.Q., Lu H.B., Fu Z.J. Oligonucleotide ligation assay-based DNA chip for multiplex detection of single nucleotide polymorphism// Biosens. Bioelectron. 2004. - V. 19. - P. 1277-1283.

208. Girigoswami A., Jung C., Mun H.Y., Park H.G. PCR-free mutation detection of BRCA1 on a zip-code microarray using ligase chain reaction // J. Biochem. Biophys. Methods. 2008. - V. 70. - P. 897-902.

209. Abravaya K., Carrino J.J., Muldoon S., Lee H-.H. Detection of point mutations with a modified ligase chain reaction (Gap-LCR) // Nucleic Acids Res. 1995. - V. 23. - P. 675682.

210. Ayyadevara S., Thaden A.A., Reis R.J.S. Discrimination of primer З'-nucleotide mismatch by Taq DNA polymerase during polymerase chain reaction // Anal. Biochem. -2000.-V. 284.-P. 11-18.

211. Thweatt R., Goldstein S., Reis R.J.S. A universal primer mixture for sequence determination at the 3' ends of cDNAs // Anal. Biochem. 1990. - V. 190: - P. 314-316.

212. Suss В., Flekna G., Wagner M., Hein I. Studying the effect of single mismatches in primer and probe binding regions on amplification curves and quantification in real-time PCR//J. Microbiol. Methods. 2009. - V. 76. - P. 316-319.

213. Liang P., Pardee B.A. Differential display of eukaryotic messenger RNA by means of the polymerase chain reaction // Science. 1992. - V. 257. — P. 967-971.

214. Christopherson C., Sninsky J., Kwok S. The effects of internal primer-template mismatches on RT-PCR: HIV-1 model studies // Nucleic Acids Res. 1997. - V. 25. - P. 654658.1. C'mivoK jiimepciinypi'1

215. Bra D., Martin-Laurent F., Philippot L. Quantification of the detrimental effect of a single primer-template mismatch by real-time PCR using the 16S rRNA gene as an example // Appl. Environ. Microbiol. 2008. - V. 74. - P. 1660-1663.

216. Day J.P., Bergstrom D., Hammer R.P., Barany F. Nucleotide analogs facilitate base conversion with 3' mismatch primers // Nucleic Acids Res. 1999. - V. 27. - P. 1810-1818.

217. Mendelman L.V., Petruska J., Goodman M.F. Base mispair extension kinetics. Comparison of DNA polymerase alpha and reverse transcriptase // J. Biol. Chem. 1990. - V-265. - P. 2338-2346.

218. Tong J., Cao W., Barany F. Biochemical properties of a high fidelity DNA ligase from Thermus species AK16D // Nucleic Acids Res. 1999. - V. 27. - P. 788-794.

219. Pritchard C.E., Southern E.M. Effects of base mismatches on joining of short oligode-oxynucleotides by DNA ligases //Nucleic Acids Res. 1997. - V. 25. - P. 3403-3407.

220. Housby J.N., Southern E.M. Fidelity of DNA ligation: a novel experimental approach based on the polymerisation of libraries of oligonucleotides //Nucleic Acids Res. 1998. -V. 26. - P. 4259-4266.

221. James K.D., Boles A.R., Henckel D., Ellington A.D. The fidelity of template-directed oligonucleotide ligation and its relevance to DNA computation // Nucleic Acids Res. -1998.-V. 26.-P. 5203-5211.

222. Sriskanda V., Shuman S. Specificity and fidelity of strand joining by Chlorella virus DNA ligase // Nucleic Acids Res. 1998. - V. 26. - P. 3536-3541.

223. Luo J., Bergstrom D.E., Barany F. Improving the fidelity of Thermus thermophihts DNA ligase // Nucleic Acids Res. 1996. - V. 24. - P. 3071-3078.

224. Nakatani M., Ezaki S., Atomi H., Imanaka T. Substrate recognition and fidelity of strand joining by an archaeal DNA ligase // Eur. J. Biochem. 2002. - V. 269. - P. 650— 656:

225. Wu D.Y., Wallace R.B. Specificity of the nick-closing activity of bacteriophage T4 DNA ligase // Gene. 1989. - V. 76. - P. 245-254.

226. Bhagwat A.S., Sanderson R.J., Lindahl T.S. Delayed DNA joining at 3'-mismatches by human DNA ligases // Nucleic Acids Res. 1999. - V. 27. - P. 4028^033.

227. Shuman S. Vaccinia vims DNA ligase: specificity, fidelity, and inhibition // Biochemistry. 1995. -V. 34.-P. 16138-16147.

228. Alexander R.C., Johnson A.K., Thorpe J.A., Gevedon T., Testa S.M. Canonical nucleosides can be utilized by T4 DNA ligase as universal template bases at ligation junctions // Nucleic Acids Res. 2003. - V. 31. - P. 3208-3216.

229. Aoi Y., Yoshinobu T., Tanizawa K., Kinoshita K., Iwasaki H. Ligation errors in DNA computing // BioSystems. 1999. - V. 52. - P. 181-187.

230. Steitz T.A. Structure of DNA polymerase I Klenow fragment bound to duplex DNA- // Curr. Opin. Struct. Biol. 1993. - V. 3. - P. 31-38.

231. Delarue M., Poch O., Tordo N., Moras D., Argos P. An attempt to unify the structure of polymerases // Protein Eng. 1990. - V. 3. - P. 461-467.

232. Loh E., Loeb L.A. Mutability of DNA polymerase I: implications for the creation of mutant DNA polymerases // DNA Repair. 2005. - V. 4. - P. 1390-1398.

233. Strerath M., Gloeckner C., Liu D., Schnur A., Marx A. Directed DNA polymerase evolution: effects of mutations in motif C on the mismatch-extension selectivity of therm.u-S aquaticus DNA polymerase // Chembiochem. 2007. - V. 8. - P. 395-401.4.2*5

234. Kim Y, Eom SH, Wang J, Lee D, Suh SW, Steitz ТА. Crystal Structure of Thermus aquaticus DNA polymerase //Nature. V. 376. - P. 612-616.

235. Subramanya H.S., Doherty A.J., Ashford S.R., Wigley D.B. Crystal structure of an ATP-dependent DNA ligase from bacteriophage T7 // Cell. 1996. - V. 85. - P. 607-615.

236. Doherty A.J., Suh S.W. Structural and mechanistic conservation in DNA ligases // Nucleic Acids Res. 2000. - V. 28. - P. 4051-4058.

237. Shuman S. Closing the gap on DNA ligase // Structure. 1996. - V. 4. - P. 653-656.

238. Martin I.A., MacNeill S.A. ATP-dependent DNA ligases // Genome Biol. 2002. - V. 3.-P. 1-7.

239. Pascal J.M., O'Brien P.J., Tomkinson A.E., Ellenberger T. Human DNA ligase I completely encircles and partially unwinds nicked DNA // Nature. 2004. - V. 4321 - P. 473478.

240. Cherepanov A.V., de Vries S. Dynamic mechanism of nick recognition by DNA ligase // Eur. J. Biochem. 2002. - V. 269. -N. 24. - P. 5993-5999.

241. Doublie S., Tabor S., Long A.M., Richardson C.C., Ellenberger T. Crystal structure of a bacteriophage T7 DNA replication complex at 2.2 A resolution // Nature. 1998. - V. 391.-P. 251-258.

242. Franklin M.C., Wang J., Steitz T.A. Structure of the replicating complex of a pol alpha family DNA polymerase // Cell. 2001. - V. 105. - P. 657-667.

243. Kiefer J.R., Mao C., Braman J.C., Beese L.S. Visualizing DNA replication in a cata-lytically active Bacillus DNA polymerase crystal // Nature. 1998. - V. 391. - P. 304-307.

244. Drew H.R., Wing R.M., Takano T., Broka C., Tanaka S., Itakura K., Dickerson R.E. Structure of a B-DNA dodecamer: conformation and dynamics // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1981. - V. 78. - P. 2179-2183.

245. Odell M., Sriskanda V., Shuman S., Nikolov D.B. Crystal structure of eukaryotic DNA ligase-adenylate illuminates the mechanism of nick sensing and strand joining // Мої. Cell. 2000. - V. 6. - P. 1183-1193.

246. Johnson A., O'Donnell M. DNA ligase: getting a grip to seal the deal // Curr. Biol. -2005. V. 15. - P. R90-R92.

247. Nandakumar J., Nair P.A., Shuman S. Last stop on the road to repair: structure of E. coli DNA ligase bound to nicked DNA-adenylate // Мої. Cell. 2007. - V. 26. - P. 257271.

248. Nair P.A., Nandakumar J., Smith P., Odell M., Lima C.D., Shuman S. Structural basis for nick recognition by a minimal.pluripotent DNA ligase // Nat. Struct. Мої. Biol. 2007. - V. 14. - P. 770-778.

249. Lu X.J., Shakked Z., Olson W.K. A-form conformational motifs in ligand-bound DNA structures // J. Мої. Biol. 2000. - V. 300. - P. 819-840.

250. Seeman N.C., Rosenberg J.M., Rich A. Sequence-specific recognition of double helical nucleic acids by proteins // Proc. Natl. Acad .Sci. U. S. A. 1976. - V. 73. - P. 804808.

251. Kirnkel T.A., Bebenek K. DNA replication fidelity // Annu. Rev. Biochem. 2000. -V. 69. - P. 497-529.1. С 'писок.штературь/

252. Eom S.H., Wang J., Steitz T.A. Structure of Taq polymerase with DNA at the polymerase active site // Nature. 1996. - V. 382. - P. 278-281.

253. Hendrickson C.L., Devine K.G., Benner S.A. Probing minor groove recognition contacts by DNA polymerases and reverse transcriptases using 3-deaza-2'-deoxyadenosine // Nucleic Acids Res. 2004. - V. 32. - N. 7. - P. 2241-2250.

254. Polesky A.H., Steitz T.A., Grindley N.D.F., Joyce C.M. Identification of residues critical for the polymerase activity of the Klenow fragment of DNA polymerase I from Escherichia coli//J. Biol. Chem. 1990. - V. 265. -N. 24. - P. 14579-14591.

255. Polesky A.H., Dahlberg M.E., Benkovic S.J., Grindley N.D.F., Joyce C.M. Side chains involved in catalysis of the polymerase reaction of DNA polymerase I from Escherichia coli // J. Biol. Chem. 1992. - V. 267. - N. 12. - P. 8417-8428.

256. Braithwaite D.K., Ito J. Compilation, alignment, and phylogenetic relationships of DNA polymerases // Nucleic Acids Res. 1993: - V. 21. - N. 4. - P. 787-802.

257. Doherty A.J., Dafforn T.R. Nick recognition-by DNA ligases // J. Mol Biol. 2000. -V. 296. - P. 43-56.

258. Odell M., Shuman S. Footprinting of Chlorella vims DNA ligase bound at a nick in duplex DNA. // J. Biol. Chem: 1999. - V. 274. - P. 14032-14039.

259. Ng P., Bergstrom D.E. Protein-DNA footprinting by endcapped duplex oligodeoxyri-bonucleotides // Nucleic Acids Res. 2004. - V. 32. - P! el07.

260. Wang L.K., Nair P.A., Shuman S. Stnicture-guided mutational analysis of the OB, HhH, and BRCT domains of Escherichia coli DNA ligase // J. Biol. Chem. 2008. - V. 283.-P. 23343-23352.

261. Wang L.K., Zhu H., Shuman S. Structure-guided Mutational Analysis of the Nucleotidyltransferase Domain of Escherichia coli DNA Ligase (LigA) // J. Biol. Chem. 2009. -V. 284. - P. 8486-8494.

262. Doherty A.J., Serpell L.C., Ponting C.P. The helix-hairpin-helix DNA-binding motif: a structural basis for non-sequence-specific recognition of DNA // Nucleic Acids Res. -1996. V. 24. - P. 2488-2497.

263. Shao X., Grishin N.V. Common fold in helix-hairpin-helix proteins // Nucleic Acids Res. 2000. - V. 28. - P. 2643-2650.

264. Liu P., Burdzy A., Sowers L.C. DNA ligases ensure fidelity by interrogating minor groove contacts // Nucleic Acids Res. 2004. - V. 32. - P. 4503-4511.

265. Morales J.C., Kool E.T. Functional hydrogen-bonding map of the minor groove binding tracks of six DNA polymerases // Biochemistry. 2000. - V. 39. - P. 12979-12988.1. Список :штс}нчпуры

266. Thompson Е.Н., Bailey M.F., van der Schans E.J., Joyce C.M., Millar D.P. Determinants of DNA mismatch recognition within the polymerase domain of the KlenoW fra8" ment//Biochemistry. 2002. - V. 41. - P. 713-722.

267. Summerer D., Rudinger N.Z., Detmer I., Marx A. Enhanced fidelity in mismatch extension by DNA polymerase through directed combinatorial enzyme design // Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 2005. - V. 44. - P. 4712-4715.

268. Feng H. Mutational analysis of bacterial NAD+-dependent DNA ligase: role of motif1. in ligation catalysis // Acta Biochim. Biophys. Sin. 2007. - V. 39. - P. 608-616.

269. Feng H., Parker J.M., Lu J., Cao W. Effects of deletion and site-directed mutations on ligation steps of NAD+-dependent DNA ligase: a biochemical analysis of BRCAl C-terminal domain // Biochemistry. 2004. - V. 43. - P; 12648-12659.

270. Cha R.S., Zarbl H., Keohavong P., Thilly W.G. Mismatch amplification mutation-assay (MAMA): application to the c-H-ras gene // PGR Methods Appl. 1992. - V. 2- -14-20.

271. Rust S., Funke H., Assmann G. Mutagenically separated PCR (MS-PCR): a liighly specific one step procedure for easy mutation detection // Nucleic Acids Res. 1993. - v • 21. - P. 3623-3629.

272. Зыкова E.C., Патрушев Л.И., Каюшин, А.Л., Коростелева, М.Д., МирошНиКОВ' А.И., Бокарев, И.Н., Леонтьев, С.Г., Кошкин, В.М., Северин, Е.С. Новые аллель-сиецифические ираймеры для обнаружения мутации Leiden в экзоне 10 гена фактора

273. V при тромбофилиях // Биоорган, химия. 1997. - Т. 23. - С. 205-210.

274. Nielsen P.E. Peptide nucleic acid: a versatile tool in genetic diagnostics andmolecularbiology // Curr. Opin. Biotechnol. 2001. - V. 12. - P. 16-20.

275. Oram H., Jakobsen M.H., Koch Т., Vuust J., Borre M.B. Detection of the faotor V Leiden mutation by direct allele-specific hybridization of PCR amplicons to photoirttr*10'31-lized locked nucleic acids // Clin. Chem. 1999. - V. 45. - P. 1898-1905.

276. Nguyen H.K., Fournier O., Asseline U., Dupret D., Thuong N.T. Smoothing the thermal stability of DNA duplexes by using modified nucleosides and chaotropic ag^nts Nucleic Acids Res. 1999. - V. 27. - P. 1492-1498.

277. Hacia J.G., Woski S.A., Fidanza J., Edgemon K., Hunt N., McGall G., Fodor

278. Collins F.S. Enhanced high density oligonucleotide array-based sequence analysis "usu^s modified nucleoside triphosphates //Nucleic Acids Res. 1998. - V. 26. - P. 4975-4S>^2

279. Guo Z., Liu Q., Smith L.M. Enhanced discrimination of single nucleotide pophisms by artificial mismatch hybridization // Nat. Biotechnol. 1997. - V. 15. - F*^ 331335.4.29

280. Zirvi M., Bergstrom D.E., Saurage A.S., Hammer R.P., Barany F. Improved fidelity of thermostable ligases for detection of microsatellite repeat sequences using nucleoside analogs //Nucleic Acids Res. 1999. - V. 27. - P. e41.

281. Latorra D., Campbell K., Wolter A., Hurley J.M. Enhanced allele-specific PCR discrimination in SNP genotyping using 3' locked nucleic acid (LNA) primers // Hum. Mutat. -2003.-V. 22.-P. 79-85.

282. Giusto D.A.D., King G.C. Strong positional preference in the interaction of LNA oligonucleotides with DNA polymerase and-proofreading exonuclease activities: implications for genotyping assays // Nucleic Acids Res. 2004. - V. 32. - P. e32.

283. Kennedy B, Arar K., Reja V, Henry R.J. Locked nucleic acids for optimizing displacement probes for quantitative real-time PCR // Anal. Biochem. 2006. - V. 348. - P. 294-299.

284. Ballantyne K.N., van Oorschot R.A.H., Mitchell R.J. Locked nucleic acids in PCR primers increase sensitivity and performance // Genomics. 2008. - V. 91. - P. 301-305.

285. Strand H., Ingebretsen O.C., Nilssen O. Real-time detection and quantification of mitochondrial mutations with oligonucleotide primers containing locked nucleic acid // Clin. Chim. Acta. 2008. - V. 390. - P. 126-133.

286. Koizumi M., Morita K., Takagi M., Yasumo H., Kasuya A. Improvement of single nucleotide polymorphism genotyping by allele-specific PCR using primers modified with an ENA residue // Anal. Biochem. 2005. - V. 340. - P. 287-294.

287. Summerer D., Marx A. Differential minor groove interactions between DNA polymerase and sugar backbone of primer and template strands // J. Am. Chem. Soc. 2002. -V. 124.-P. 910-911.

288. Strerath M., Gaster J., Marx A. Recognition of remote mismatches by DNA polymerases // Chembiochem. 2004. - V. 5. - P. 1585-1588.

289. Strerath M., Gaster J., Summerer D., Marx A. Increased single-nucleotide discrimination of PCR by primer probes bearing hydrophobic 4'C modifications // Chembiochem. -2004. -V. 5. P. 333-339.

290. Kranaster R., Marx A. Increased single-nucleotide discrimination in allele-specific polymerase chain reactions through' primer probes bearing nucleobase and 2'-deoxyribose modifications // Chemistry. 2007. - V. 13. - P. 6115-6122.

291. Zhang J., Li K. Single-base discrimination mediated by proofreading 31-phosphorothioate-modified primers // Mol. Biotechnol. 2003. - V. 25. - P. 223-227.

292. Hu Y.J., Li Z.F., Diamond A.M. Enhanced discrimination of single nucleotide polymorphism in genotyping by phosphorothioate proofreading allele-specific amplification // Anal. Biochem. 2007. - V. 369. - P. 54-59.

293. Wilson W.D., Ratmeyer L., Zhao M., Strekovski L., Boykin D. The search for structure-specific nucleic acid-interactive drugs: effects of compound structure on RNA versus DNA interaction strength // Biochemistry. 1993. - V. 32. - P. 4098-4104.

294. Puri N., Chattopadhyaya J. The physico-chemical properties of 5'-Polyarene tethered. DNA Conjugates and their duplexes with complementary RNA // Nucleosides and-Nucleo-tides. 1999. - V. 18. - P. 2785-2818.

295. Годовикова T.C., Зарытова В.Ф., Халимская Л.М. Реакционноспособные фосфа-миды моно- и динуклеотидов // Биоорган, химия. 1986. - Т. 12. - С. 475-781.

296. Williams A.P., Longfellow C.E., Freier S.M., Kierzek R., Turner D.H. Laser temperature-jump, spectroscopic, and thermodynamic study of salt effects on duplex formation by dGCATGC // Biochemistry. 1989. - V. 28. - 4283-4291.

297. Гурьянова E.H., Гольдштейн И.П., Ромм И.П. Физикохимические свойства ЭДА-комплексов // В кн.: Донорно-акцепторная связь. М. "Химия". — 1973. - С. 94-310.

298. Пожарский А.Ф. Теоретические основы химии гетероциклов / М. "Химия". — 1985. С. 53-102.пт ок .аппаратуры

299. Saraiya A.A., Lamichhane T.N., Chow C.S., SantaLucia J.Jr., Cunningham P.R. Identification and role of functionally important motifs in the 970 loop of Escherichia coli 16S ribosomal RNA // J. Mol. Biol. 2008. - V. 376. - P. 645-657.

300. Komatsu Y., Kanzaki I., Ohtsuka E. Enhanced folding of hairpin ribozymes with replaced domains // Biochemistry. 1996. - V. 35. - P. 9815-9820.

301. Lane A., Ebel S., Brown T. Properties of multiple G.A mismatches in stable oligonucleotide duplexes // Eur. J. Biochem. 1994. - V. 220. -P. 717-727.

302. Li Y., Zon G., Wilson W.D: NMR and molecular modeling evidence for a G-A mismatch base pair in a purine-rich DNA duplex // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1991. - V. 88. P. 26-30

303. Lane A., Martin S.R., Ebel S., Brown T. Solution conformation of a deoxynucleotide containing tandem G*A mismatched base pairs and 3'-overhanging ends in d(GTGAACTT)2 //Biochemistry. 1992. - V. 31. - P. 12087-12095.

304. Varani G. Exceptionally stable,nucleic acid hairpins // Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 1995;- V. 24. P. 379-404.

305. Goodchild J. Enhancement of ribozyme catalytic activity by a contiguous oligode-oxynucleotide (facilitator) and by 2'-0-methylation // Nucleic Acids Res. 1992. - V. 20. -P. 4607-4612.

306. Parinov S., Barsky V., Yershov G., Kirillov E., Timofeev E., Belgovskiy A., Mirzabe-kov A. DNA sequencing by hybridization to microchip octa- and decanucleotides extended by stacked pentanucleotides // Nucleic Acids Res. 1996. - V. 24. - P. 2998-3004.

307. Maldonado-Rodriguez R., Espinosa-Lara M., Loyola-Abitia P., Beattie W.G., Beattie K.L. Mutation detection by stacking hybridization on genosensor arrays // Molecular Biotechnology. 1999. - V. 11. - P. 13-25.

308. Добриков М.И., Гайдамаков C.A., Кошкин A.A., Власов В.В. Фотомодификация ДНК каталитической двухкомпонентной системой олпгонулеотидов, несущих остатки бензантрацена и перфторарилазида //Докл. РАН. 1996. - Т. 351. - С. 687-691.

309. Kieleczawa J., Dunn J.J., Studier F.W. DNA sequencing by primer walking with strings of contiguous hexamers // Science. 1992. - V. 258. - P. 1787-1791.

310. Azhikina T.L., Potapov V.K., Veselovskaia S.V., Miasnikov V.A., Sverdlov E.D. Combinations of short oligonucleotides with increase duplex formation stability as combined primers for sequencing // Dokl. Akad. Nauk. 1993. - V. 6. - P. 751-753.

311. Engler M.J., Richardson C.C. DNA ligases // In: The Enzymes. Ed. Boyer, P. D. -New York: Academic Press. 1982. - V. 15. - P. 3-29.

312. Brams J., Michelson A.M., van Hold K.E. Adenylate oligomers in single- and doublestrand conformation // J. Mol. Biol. 1966. - V. 15. - P. 467-488.

313. Kandimalla E.R., Manning A., Lathan C., Byrn R.A., Agrawal S. Design, biochemical, biophysical and biological properties of cooperative antisense oligonucleotides // Nucleic Acids Res. 1995. - V. 23. - P. 3578-3584.

314. Lane M.J., Paner Т., Kashin I., Faldasz B.D., Li В., Gallo F J., Benight A.S. The thermodynamic advantage of DNA oligonucleotide 'stacking hybridization' reactions: energetics of a DNA nick//Nucleic Acids Res. 1997. - V. 25. - P. 611-616.

315. Marky L.A., Breslauer K.J. Calculating thermodynamic data for transitions of any molecularity from equilibrium melting curves // Biopolymers. 1987. - V.26. - P. 16011620.

316. Zhong M., Kallenbach N.R. formation and thermodynamics of DNA "necks". Models for three-arm branch formation in a duplex // J. Mol. Biol. 1993. - V. 230. - P. 766-778.

317. Koval V.V., Lokteva N.A., Karnaukhova S.L., Fedorova O.S. perative binding of oligonucleotides to adjacent sites of single-stranded DNA: sequence composition dependence at the junction // J. Biomol. Struct. Dyn.- 1999. V. 17. - P. 259-265.

318. Walter A.E., Turner D.H., Kim J., Lyttle M.H., Muller P., Mathews D.H., Zuker M. Coaxial stacking of helixes enhances binding of oligoribonucleotides and' improves predictions of RNA folding // Proc. Natl. Acad. U. S. A. 1994. - V. 91. - P. 9218-9222.

319. Norberg J., Nilsson L. Potential of mean force calculations of the stacking-unstacking process in single-stranded deoxyribodinucleoside monophosphates // Biophysical J. — 1995. V. 69. - P. 2277-2285.

320. Guckian K.M., Schweitzer B.A., Ren R.X., Sheils C.J., Tahmassebi D.C., Kool E.T. Factors contributing to aromatic stacking in water: evaluation in the context of DNA // J. Am. Chem. Soc. 2000. - V. 122. - P. 2213-2222.

321. Aymami A., Coll M., van der Marel G.A., van Boom J.H., Wang A.H.-J., Rich A. Molecular structure of nicked DNA: a substrate for DNA repair enzymes // Proc. Natl. Sei. U. S. A. 1990. - V. 87. P. 2526-2530.

322. Roll С., Ketterle С., Faibis V., Fazakerley G.V., Boulard Y. Conformations of nicked and gapped DNA structures by NMR and molecular dynamic simulations in water // Biochemistry. 1998. - V. 37. - P. 4059-4070.

323. Vasiliskov V.A., Prokopenko D.V., Mirzabekov A.D. Parallel multiplex thermodynamic analysis of coaxial base stacking in DNA duplexes by oligodeoxyribonucleotide microchips // Nucleic Acids Res. 2001. - V. 29. - P. 2303-2312.

324. Fotin A.V., Drobyshev A.L., Proudnikov D.Y., Perov A.N., Mirzabekov A.D. Parallel thermodynamic analysis of duplexes on oligodeoxyribonucleotide microchips // Nucleic Acids Res. 1998.- V. 26.-P. 1515-1521.

325. Yakovchuk P., Protozanova Е., Frank-Kamenetskii M.D. Base-stacking and base-pairing contributions into thermal stability of the DNA double helix // Nucleic Acids Res. 2006: - V. 34. - P. 564—574.

326. Lyng R., Hard T., Norden В. Induced CD of DNA intercalators: electric dipole allowed transitions // Biopolymers. 1987. - V. 26. - P. 1327-1345.

327. Lyng R., Rodger A., Norden В. The CD of ligand-DNA systems. 2. Poly(dA-dT) B-DNA// Biopolymers. 1992. - V. 32. - P. 1201-1214.

328. Cantor C.R., Warshaw M.M., Shapiro H. Oligonucleotide interactions. III. Circular dichroism studies of the conformation of deoxyoligonucleotides // Biopolymers. 1970. -V. 9.-P. 1059-1077.

329. Warshaw M.M., Cantor C.R. Oligonucleotide interactions. IV. Conformational differences between deoxy- and ribonucleoside phosphates // Biopolymers. 1970. - V. 9. - P. 1079-1103.

330. Powers R., Gorenstein D.G. Two-dimensional 1H and 31P NMR spectra and restrained molecular dynamics structure of a covalent CPI-CDPI2-oligodeoxyribonucleotide decamer complex // Biochemistry. 1990. - V. 29. - P. 9994-10008.

331. Иванов В.И. Круговой дихроизм и структура комплементарных нуклеиновых кислот // Молекулярн. биол. 1973. - Т. 7. - С. 104-140.

332. Johnson W.C. Jr. Circular dichroism and its empirical application to biopolymers // Methods Biochem. Anal. 1985. - V. 31. - P. 61-163.

333. Bhattacharryya A., Lilley D.MJ. The contrasting structures of mismatched DNA sequences containing looped-out bases (bulges) and multiple mismatches (bubbles) // Nucleic Acids Res. 1989. - V. 17. - P. 6821-6840.

334. Joshua-Tor L., Frolow F., Appella E., Hope H., Rabinovich D., Sussman J.L. Three-dimensional structures of bulge-containing DNA fragments // J. Мої. Biol. 1992. - V. 225. - P. 397-431.

335. Rice J.A., Crothers D.M. DNA bending by the bulge defect // Biochemistry. 1989. -V. 28.-P. 4512-4516.

336. Kalnik M.W., Chang C.-N., Johnson F., Grollman A.P., Patel D.J. NMR studies of abasic sites in DNA duplexes: deoxyadenosine stacks into the helix opposite acyclic lesions //Biochemistry. 1988. - V. 28. - P. 3373-3383.

337. Koo H.S., Wu H.M., Crothers D.M. DNA bending at adenine thymine tracts // Nature. 1986. - V. 320. - P. 501-506.

338. Haran Т.Е., Kahn L.D., Crothers D.M. Sequence elements responsible for DNA curvature // J. Мої. Biol. 1994. - V. 244. - P. 135-143.

339. Liu-Johnson H.N., Gartenberg M.R., Crothers D.M. The DNA binding domain and bending angle of E. coli CAP protein // Cell. 1986. - У. 47. - P. 995-1005.

340. Thompson J.F., Landy A. Empirical estimation of protein-induced DNA bending angles: applications to lambda site-specific recombination complexes // Nucleic Acids Res.1988.-V. 16.-P. 9687-9705.

341. Lumpkin O.J., Zimm B.H. Mobility of DNA in gel electrophoresis // Biopolymers. -1982.-V. 21.-P. 2315-2316.

342. Lilley D.M.J. Kinking of DNA and RNA by base bulges // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1995. - V. 92. - P. 7140-7142.

343. Dornberger U., Hillisch A., Gollmick F.A., Fritzsche H., Diekmann S. Solution structure of a five-adenine bulge loop within a DNA duplex // Biochemistry. 1999. - V. 38. -P. 12860-12868.

344. Luebke K.J., Tinoco I. Sequence effects on RNA bulge-induced helix bending and a conserved five-nucleotide bulge from the group I introns // Biochemistry. 1996. - V. 35. -P. 11677-11684.

345. Rosen M.A., Live D., Patel D.J. Comparative NMR study of A(n)-bulge loops in DNA duplexes: intrahelical stacking of A, A-A, and A-A-A bulge loops // Biochemistry. 1992. -V. 31. - P. 4004-4014.

346. Gryaznov S.M., Lloyd D.H. Separation of nucleic acid components on polyacrylamide gel columns // Nucleic Acids Res. 1993. - V. 21. - P. 5909-5915.

347. You Y., Tataurov A.V., Owczarzy R. Measuring thermodynamic details of DNA hybridization using fluorescence // Biopolymers. 2011. - V. 95. - P. 472-486:

348. Vesnaver G., Breslauer K.J. The contribution of DNA single-stranded order to the thermodynamics of duplex formation // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1991. - V. 88. - P. 3569-3573.

349. Wu Pr, Sugimoto N. Transition characteristics and thermodynamic analysis of DNA duplex formation: a quantitative consideration- for the extent of duplex association // Nucleic Acids Res. 2000. - V. 28. - P. 4762-4768.

350. Пышная И.А. «Мостиковые» олигонуклеотиды как перспективные инструменты в антпсенс технологии и ДНК-диагностике // Дисс. канд. хим. наук: 02.00.10. Защищена 03.02.06. Утв. 12.05.06. Новосибирск. 2006. 150 с.

351. Goobes R., Minsky A. Contextual equilibrium effects in DNA molecules // J. Biol. Chem. 2001. - V. 276. - P. 16155-16160.

352. Letsinger R.L., Chaturvedi S.K., Farooqui F., Salunkhe M. Use of hydrophobic sub-stituents in controlling self-assembly of oligonucleotides // J. Am. Chem. Soc. 1993. - V. 115.-P. 7535-7536.

353. Ying L., Wallace Mil., Klenerman D. Two-state model of conformational fuctuational a DNA hairpin-loop // Chem. Phys. Let: 2001. - V. 334. - P. 145-150.

354. Ohmichi Т., Nakamuta H., Yasuda K., Sugimoto N. Kinetic property of bulged helix formation: analysis of kinetic behavior using nearest-neighbor parameters // J. Am. Chem. Soc. 2000. - V. 122. - P. 11286-11294.

355. Reuben J., Shporer M., Gabbay E.J. The alkali ion-DNA interaction as reflected in the nuclear relaxation rates of Na+ and Rb+ // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1975. - V. 72. -P. 245-247.

356. Williams A.P., Longfellow C.E., Freier S.M., Kierzek R., Turner D.H. Laser temperature-jump, spectroscopic, and thermodynamic study of salt effects on duplex formation by dGCATGCt // Biochemistry. 1989. - V. 28. - P. 4283-4291.

357. Mathupala S.P., Sloan A.E. "In-gel" purified ditags direct synthesis of highly efficient SAGE Libraries // BMC Genomics. 2002. - V. 3. - P. 20.

358. Долинная Н.Г., Шабарова З.А. Химическое лигирование как метод сборки дву-тяжевых нуклеиновых кислот; модификация, исследование локальной структуры // Изв. Акад. Наук. Серия хим. 1996. - № 8. - С. 1889-1911.

359. Miyoshi D., Wang Z.-M., Karimata H., Sugimoto N. DNA nanowire sensitive to the surrounding condition // Nucleic Acid Symp. Ser. 2005. - V. 49. - P. 43-44.

360. Kushon S.A., Jordan J P., Seifert J.L. Nielsen H., Nielsen P.E., Armitage B.A. Effect of secondary structure on the thermodynamics and kinetics of PNA hybridization to DNA hairpins// J. Am. Chem. Soc. 2001. - V. 123.-P. 10805-10813.

361. Breslauer K.J. Extracting thermodynamic data from equilibrium melting curves for oligonucleotide order-disorder transitions // Methods Mol. Biol. 1994. V. 26. - P. 347372.

362. Gupta N.K., Ohtsuka E., Weber H., Chang S.H., Khorana H.G. Studies on polynucleotides. LXXXVII. The joining of short deoxyribopolynucleotides by DNA-joining enzymes // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1968. - V. 60. - P. 285-292.

363. Olivera B.M., Lehman I.R. Enzymic joining of polynucleotides. 3. The polydeoxyade-nylate-polydeoxythymidylate homopolymer pair // J. Mol. Biol. 1968. - V. 36 - P. 261274.

364. Королева O.H., Друца'В.Л. Контролируемое соединение олигодезоксирибонук-леотидов ДНК-лигазой фага Т4 // Молекулярн.биол. 1988. - Т. 22. — С. 1632-1641.

365. Shilov I.A., Koroleva O.N., Drutsa V.L. Features of connecting short oligonucleotides with phage T4 DNA ligase // Mol. Biol. (Mosk). 1993. - V. 27. - P. 647-654.

366. Cai L., Ни C., Shen S., Wang W., Huang W. Characterization of bacteriophage T3 DNA ligase // J. Biochein. (Tokyo). 2004. - V. 135. - P. 397-403.

367. Lehman I.R. DNA ligase: structure, mechanism, and function // Science. 1974. - V. 186. - P. 790-797.

368. Nilsson S.V., Magnusson G. Sealing of gaps in duplex DNA by T4 DNA ligase // Nucleic Acids Res. 1982. - V. 10. - P. 1425-1437.

369. Rossi R., Montecucco A., Ciarrocchi G., Biamonti G. Functional characterization of the T4 DNA ligase: a new insight into the mechanism of action // Nucleic Acids Res. -1997.-V. 25. P. 2106-2113.

370. Raae A.J., Kleppe R.K., Kleppe K. Kinetics and effect of salts and polyamines on T4 polynucleotide ligase // Eur. J. Biochem. 1975. - V. 60. - P.'437-443.

371. Варфоломеев С.Д., Гуревич К.Г. Биокинетика. Практический курс // М.: Фаир-Пресс. 1999.

372. Cherepanov A.V., de V.S. Kinetics and thermodynamics of nick sealing by T4 DNA ligase // Eur. J. Biochem. 2003. V. 270. - P. 4315-4325.

373. Harada K., Orgel L.E. Unexpected substrate specificity of T4 DNA ligase revealed by in vitro selection // Nucl. Acids Res. 1993. - V.21. - P. 2287-2291.

374. Bonora G.M., Ivanova E., Zarytova V., Burcovich В., Veronese F.M. Synthesis and characterization of high-molecular mass polyethylene glycol-conjugated oligonucleotides // Bioconjugate Chem. 1997. - V. 8. - P. 793-797.

375. Southern E., Mir K., Shchepilov M. Molecular interactionson microarrays// Nature Genetics. 1999. - V.21. - P. 5-9.

376. Калачиков C.M., Адаричев B.A., Дымшиц Г.М. Иммобилизация ДНК на микропористых мембрана с помощью УФ-облучения // Биоорган, химия. 1992. - V. 18. -Р. 52-62.

377. Saiki R.K., Walsh P.S., Levenson C.H., Erlich H.A. Genetic analysis of amplified DNA with immobilized sequence-specific oligonucleotide probes // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1989. - V. 86. - P. 6230-6234.

378. Kerem В., Rommens J.M., Buchanan J.A., Markiewicz D., Cox Т.К., Chakravarti A., Buchwald M., Tsui L.C. Identification of the cystic fibrosis gene: genetic analysis // Science. 1989. - V. 245.- P. 1073-1080.

379. Jobling, M. A., & Tyler-Smith, C. The human Y chromosome: an evolutionary marker comes of age // Nature. 2003. - V. 4. - P. 598-612.

380. Лактионов П.П., Мальшакова B.C., Морозкин E.C., Пышный Д.В., Власов В.В. Способ анализа неизвестных последовательностей одноцепочечных нуклеиновых кислот // Патент РФ № 2322508 от 20.04.2008.

381. Каргинов В.А, Зеленин С.М., Бондарь А.А., Николаева Е.С., НаумовВ.А. Конструирование зондов для детекции РНК вируса гепатита А на основе бактериофага М13 // Мол. генетика микробиология вирусология. 1988. — С. 39-42.

382. Wei Z., Tung С.-Н., Zhu Т., Dickerhof W.A., Breslauer К.J., Georgopoulos D.E., Lei-bowitz M.J., Stein S. Hybridization properties of oligonucleotide pairs bridged by polyar-ginine peptides // Nucleic Acids Res. 1996. -V. 24. - P. 655-661.

383. Maxam, A.M., Gilbert W. Sequencing end-labeled-DNA with base-specific chemical cleavage // Methods Enzymol. 1980. - V. 65. - P. 499-560.

384. Durand М., Peloille S., Thuong N.T., Maurizot J.С. Triple-helix formation by an oligonucleotide containing one (dA)12 and two (dT)12 sequences bridged by two hexaethyl-ene glycol chains // Biochemistry. 1992. - V. 31. - P. 9197-9204.

385. Ma M.Y.-X., Reid L.S., Climie S.C., Lin W.C., Kuperman R„ Sumner-Smith M., Barnett R.W. Design and synthesis of RNA miniduplexes via a synthetic linker approach // Biochemistry. 1993. - V. 32. - P. 1751-1758.

386. Wei Z., Tung C.-H., Zhu Т., Stein S. Synthesis of oligoarginine-oligonucleotide conjugates and oligoarginine-bridged oligonucleotide pairs // Bioconjugate Chem. 1994. - V. 5. - P. 468-474.

387. Home D.A., Dervan Р.В. Recognition of mixed-sequence duplex DNA by alternatestrand triple-helix formation // J. Amer. Chem. Soc. 1990. - V. 112. - P. 2435-2437.

388. Федорова О.A , Готтих М.Б., Романова E.A., Орецкая Т.С., Долинная М.Г., Ша-барова З.А. Циклические олигонуклеотиды. Гибридизационные свойства и способность вызывать расщепление РНК РНКазой Н // Молекулярн. биол. 1995. Т. 29. С. 1161-1167.

389. Lewis F.D., Wu Т., Burch E.L., Bassani D.N., Yang J.-S., Schneider S., Jager W., Letsinger R.L. Hybrid oligonucleotides containing stilbene units. Excimer fluorescence and photodimerization // J. Am. Chem. Soc. 1995. - V. 117. - P. 8785-8792.

390. Toulme, J.-J. Artificial regulation of gene expression by complementary oligonucleotides // An overview. In: Antisense RNA and DNA. J.A.H. Murray. Ed. Wiley-Liss. New York.-P. 175-194.

391. Назаркина Ж.К., Пышный Д.В., Пышная И.А., Лаврик О.И., Ходырева С.Н. Использование модифицированных флэп-структур для исследования белков системы эксцизионной репарации оснований //Биохимия. 2005. - Т. 70. - С. 1613-1622.

392. Clark J.M. Novel non-template nucleotide addition reactions catalyzed by prokaryotic and eukaryotic DNA polymerases //Nucleic Acids Res. 1988. - V. 16. - P. 9677-9686.

393. Друца В.Л., Беднарек П.З., Королева, O.H. Особенности репликации синтетических олигонуклеотидов с неприродными звеньями // Биоорган, химия. 1994. - Т. 20,-С. 1206-1217.

394. Choi J.Y., Lim S., Kim E.J., Jo A., Guengerich F.P. Translesion synthesis across abasic lesions by human B-family and Y-family DNA polymerases a, 5, x\, i, к, and REV1 // J. Mol. Biol. 2010. - V. 404. - P. 34-44.

395. Prakash S., Johnson R.E., Prakash L. Eukaryotic translesion synthesis DNA polymerases: specificity of structure and function // Annu. Rev. Biochem. 2005. - V. 74. — P. 317-353.

396. Obeid S., Baccaro A., Welte W., Diederichs K., Marx A. Structural basis for the synthesis of nucleobase modified DNA by Thermus aquaticus DNA polymerase // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A.-2010.-V. 107. P. 21327-21331.

397. Li Y., Waksman G. Crystal structures of a ddATP-, ddTTP-, ddCTP, and ddGTP-trapped ternary complex of Klentaql: insights into nucleotide incorporation and selectivity //Protein Sci.-2001.-V. 10.-P. 1225-1233.

398. Wlassoff W.A., Dymshits G.M., Lavrik O.I. A model for DNA polymerase translocation: worm-like movement of DNA within the binding cleft // FEBS Lett. 1996. - V. 390. - P. 6-9.

399. Proudnikov D., Mirzabekov A. Chemical methods of DNA and RNA fluorescent labeling // Nucleic Acids Res. 1996 - V. 24. P. 4535-4542.

400. Meijler M.M., Zelenko O:, Sigman D.S. Chemical mechanism of DNA scission by (1,10-phenanthroline)copper. Carbonyl oxygen of 5-methylenefuranone is derived from water// J. Am. Chem. Soc. 1997. - V. 119. - P. 1135-1136.

401. Smylie K.J., Cantor C.R., Denissenko M.F. Analysis of sequence variations in several human genes using phosphoramidite bond DNA fragmentation and chip-based MALDI-TOF//Genome Res. 2004. - V. 14. - P! 134-141.

402. Bjourson A.J., Stone C.E., Cooper J.E. Combined subtraction hybridization and polymerase chain reaction amplification procedure for isolation of strain-specific Rhizobium DNA sequences // Appl. Environ. Microbiol. 1992. - V. 58. - P. 2296-2301.

403. Muller K.M., Stebel S.C., Knall S., Zipf G., Bernauer H.S:, Arndt K.M. Nucleotide exchange and excision technology (NExT) DNA shuffling: a robust method for DNA fragmentation and directed evolution // Nucleic Acids Res. 2005. - V. 33. P. el 17.

404. Timofeev E., Mirzabekov A. Binding specificity and stability of duplexes formed by modified oligonucleotides with a 4096-hexanucleotide microarray // Nucleic Acids Res. — 2001. -V. 29. P. 2626-2634.

405. Sigman D.S. Chemical nucleases //Biochemistry. 1990. - V. 29. P. 9097-9105.

406. Zhang Y., Price B.D., Tetradis S., Chakrabarti S., Maulik G., Makrigiorgos G.M Reproducible and inexpensive probe preparation for oligonucleotide arrays // Nucleic Acids Res.-2001.-V. 29. P. ебб.

407. Bukh J., Purcell R.H., Miller R.H. Sequence analysis of the 5' noncoding region of hepatitis С virus // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1992. - V. 89. - P. 4942-4946.

408. Ильина E.H., Артемов E.K., Говорун B.M., Иванова JI.M., Иваников И.О. Гено-типирование РНК вируса гепатита С аллельспецифичной амплификацией // Кремлевская медицина. Клинический вестник. -2002. — Т. 1. — С. 38-41.

409. Гущин А.Е., Носкова О.М., Шипулин Г.А. Разработка набора реагентов "Ампли-сенс HCV-генотип" для определения субтипов la, lb, 2а, За вируса гепатита С // Вопросы вирусологии. — Т. 3. С. 45-48.

410. Mathews D.H., Burkard М.Е., Freier S.M., Wyatt J.R., Turner D.H. Predicting oligonucleotide affinity to nucleic acid targets // RNA. 1999. - V. 5. - P. 1458-1469.

411. Nguyen' H.K., Southern E.M. Minimising the secondary structure of DNA targets by incorporation of a modified deoxynucleoside: implications for nucleic acid analysis by hybridization // Nucleic Acids Res. 2000. - V. 28. P. 3904-3909.

412. Stevenson R., Ingram, A. Leung H., McMillan D.C., Graham D. Quantitative SERRS immunoassay for the detection of human PSA // Analyst. 2009. - V. 134. - P. 842-844.

413. Котова Е.Ю., Крейдлин Э.Я., Барский B.E., Мирзабеков А.Д. Изучение оптических свойств флуорохромов, перспективных для использования в биологических микрочипах // Молекулярн. биол. 2000. - Т. 34. - С. 237-245.

414. Peng Н., Soeller С., Cannell М.В., Bowmaker G.A., Cooney R.P., Travas-Sejdic J. Electrochemical detection of DNA hybridization amplified by nanoparticles // Biosens. Bioelectron. 2006. - V. 21. - P. 1727-1732.

415. Langer P.R. Waldrop A.A., Ward D.C. Enzymatic synthesis of biotin-labeled polynucleotides: novel nucleic acid affinity probes // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1981. - V. 78. - P. 6633-6637.

416. Benters R., Niemeyer C.M., Drutschmann D., Blohm D., Wohrle D. DNA microarrays with РАМАМ dendritic linker systems // Nucleic Acids Res. 2002. - V. 30. - P. elO.

417. Urdea M.S. Branched DNA signal amplification // Nature biotechnology. 1994. -V.12. - P. 926-928.

418. Wang J., Liu G., Merkoci A. Electrochemical coding technology for simultaneous detection of multiple DNA targets // Anal. Chim. Acta. 2003. - V. 482. - P. 149-153.

419. He L., Musick M.D., Nicewarner S.R., Salinas F.G., Benkovic S.J., Natan M.J., Keating C.D. Colloidal Au-enhanced surface plasmon resonance for ultrasensitive detection of DNA Hybridization // J. Am. Chem. Soc. 2000. V. 122. P. 9071-9077.

420. Tobe V.O., Taylor S.L., Nickerson D.A. Single-well genotyping of diallelic sequence variations by a two-color ELISA-based oligonucleotide ligation assay // Nucleic Acids Res. 1996. - V. 24. - P. 3728-3732.

421. Schuler Т., Nykytenko A., Csaki A., Moller R„ Fritzsche W., Popp J. UV cross-linking of unmodified DNA on glass surfaces // Anal. Bioanal. Chem. 2009. - V. 395. - P. 1097-1105.

422. Dubiley S., Kirillov E., Mirzabekov A. Polymorphism analysis and gene detection by minisequencing on an array of gel-immobilized primers // Nucleic Acids Res. — 1999. V. 27.-P.el9.

423. Bassler H.A., Flood S.J.A., Litvak K.J., Marmaro J., Knorr R., Batt C.A. Use of a fluorogenic probe in a PCR-based assay for the detection of Listeria monocytogenes // Appl Environ Microbiol. 1995. - P. 3724-3728.

424. Lawyer F.C., Stoffel S., Saiki R.K., Myambo K., Drummond R., Gelfand D.H. Isolation, characterization, and expression in Escherichia coli of the DNA polymerase gene from Thermus aquaticus// J. Biol. Chem. 1989. - V. 264. - P. 6427-6437.

425. Котова E., Крейндлин Э., Барский В. и Мирзабеков А. Изучение оптических свойств флуорохромов, перспективных для использования в биологических микрочипах // Молекулярн. биол. 2000. - Т. 34. - С. 304-309.

426. Liu W., Wu J., Li E., Selamat E. Emission characteristics of fluorescent labels with respect to temperature changes and subsequent effects on DNA microchip studies // Appl Environ Microbiol. 2005. - V. 71. - P. 6453-6457.

427. Moreira B.G., You Y., Behlke M.A., Owczarzy R. Effects of fluorescent dyes, quenchers, and dangling ends on DNA duplex stability // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2005. - V. 327. - P. 473-484.

428. Борисова B:B., Пышная.И.А., Пышный Д.В., Франк JI.A. Высокочувствительный и быстрый метод выявления ДНК-фрагментов с использованием фотопротеина обе-лина как репортёра // Биоорган, химия. 2008. - Т. 34. - С.792-798.

429. Tyagi S., Kramer F.R. Molecular beacons: probes that fluoresce upon hybridization // Nat. Biotech. 1996. - V. 14. - P. 303-308.

430. Drutsa V.L., Zarytova V.F., Knorre D.G., Lebedev A.V., Sokolova N.I., Shabarova Z.A. Investigation of activation of phosphate groups in mono- and oligonucleotides with mesitoyl chloride //Nucleic Acids Res. 1978. - V. 5. - P. 185-193.

431. Шишкина, И.Г., Левина, A.C., Зарытова, В.Ф. Аффинные сорбенты, содержащие нуклеиновые кислоты и их сорбенты // Успехи химии. 2001. - Т. 70. - С. 581-607.

432. Liu X., Wang H., Herron J.N., Prestwich G.D. Photopatterning of antibodies on biosensors // Bioconjugate Chem. 2000. - V. 11. - P. 755-761.

433. Reichmuth P., Sigrist H., Badertscher M., Morf W.E., de Rooij N.F., Pretsch E. Immobilization of biomolecules on polyurethane membrane surfaces // Bioconjugate Chem. 2002.-V. 13.-P. 90-96.

434. Kosh Т., Jacobsen N., Fensholdt J., Boas U , Fenger M., Jakobsen M.H. Photochemical immobilization of anthraquinone conjugated oligonucleotides and PCR amplicons on solid surfaces // Bioconjugate Chem. 2000. - V. 11. - P. 474-483.

435. Church G.M., Gilbert W. Genomic sequencing. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. -1984.-V. 81.-P. 1991-1995.

436. К 1/fuJ YW Mr(/- C^p. j-OL. луиу (м^мл-^а^ссел^mic ok литературы

437. Gudnason H., Dufva M., Bang D., Wolff A. An inexpensive and simple method for thermally stable immobilization of DNA on an unmodified glass surface: UV linking of poly(T) 10-poly(C) 10-tagged DNA probes // BioTechniques. 2008. - V. 45. - P. 261-271.

438. Beaucage S.L. Strategies in the preparation of DNA oligonucleotide arrays for diagnostic applications // Curr. Med. Chem. 2001. - V. 8. - P. 1213-1244.

439. Зарытова В.Ф., Иванова Е.М., Романенко В.П. Синтез олигонуклеотидов в хлороформе триэфирным методом // Биоорг. химия. 1983. - Т. 9. - С. 516-521.

440. Веньяминова А. Г., Горн В. В., Зенкова М. А*., Комарова Н. И., Репкова Ml Н. Автоматический Н-фосфонатный синтез олигорибонуклеотидов с использованием 2'-0-тетрагидропиранильной защитной группы // Биоорган, химия. 1990. - Т. 16. — С. 941-950.

441. Berkner K.L., Folk W.R. Polynucleotide kinase exchange reaction: quantitave assay for restriction endonuclease-generated 5'-phosphoroyl termini in DNA // J. Biol. Chem. -1977.-V. 252.-P. 3176-84.

442. Барам Г.И., Бунева B.H., Добрикова Е.Ю., Петров В.Н. Множественность аффи-ной модификации РНКазы при алкилировании ее реакционноспособным аналогом 5'-дезоксирибонуклеотида// Биоорган. Химия. 1986. - Т. 12. - С. 613-620.

443. Handbook of Biochemistry, and Molecular Biology: Nucleic Acids // Fasman, G.D., Ed., Cleveland: CRC Press. 1975. -V. 1. - pp. 589.

444. Дегтярев C.X., Белавин П.А, Шишкина И.Г., Зарытова В.Ф., Гаврюченкова Л.П., Морозов С.Н. Иммобилизованные олигонуклеотиды как афинные сорбенты для эндонуклеаз рестрикции // Биоорган, химия. 1989. - Т. 15. - С. 358-362.

445. Горожанкин А.В., Иванова Е.М., Кобец Н.Д. Синтез олигодезоксириботимиди-лата, содержащего алкилирующую группу и остаток биотина, для направленной модификации хроматина// Биоорган, химия. 1993. - Т. 19. - С. 81-85.

446. Коробко ВГ, Грачев СА. Определение нуклеотидной последовательно-сти в ДНК модифицированным химическим методом // Биоорган, химия. -1977. -Т. 3. С. 1420-1422.

447. Xu Y., Kool Е.Т. Chemical and enzymatic properties of bridging 5'-S-phosphorothioester linkages in DNA // Nucleic Acids Res. 1998. - V. 26. - P. 3159-3164.