Молекулярно-генетический и иммунологический анализ роли респираторных вирусов в этиологии и патогенезе бронхиальной астмы тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 14.00.36, кандидат медицинских наук Хаитов, Муса Рахимович

• Хаитов, Муса Рахимович
• кандидат медицинских наук
• 2004

Оглавление диссертации кандидат медицинских наук Хаитов, Муса Рахимович

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. В и русы-кандидаты.

1.2. Противовирусный иммунитет.

1.3. Механизмы развития бронхиальной гиперреактивности при вирус-индуцированной бронхиальной астме.

1.3.1. Особенности вирусной колонизации дыхательных путей.

1.3.2. Формирование бронхиальной гиперреактивности при вирус-индуцированных обострениях астмы.

1.3.3. Иммунный и воспалительный процессы при инфицировании респираторными вирусами.

1.3.3.1. Интерлейкины.

1.3.3.2. Эпителиальные клетки.

1.3.3.3. Эндотелиальные клетки.

1.3.3.4. Дендритные клетки.

1.3.3.5. Т-клетки.

1.3.3.6. NK-клетки.

1.3.3.7. Макрофаги.

1.3.4. Гранулоциты.

1.3.4.1. Нейтрофилы.

1.3.4.2. Эозинофилы.

1.3.4.3. Тучные клетки и базофилы.

1.4. Th1/Th2-6anaHC.

1.5. Влияние приобретенного иммунитета на вирус-индуцированные обострения бронхиальной астмы.

1.6. Респираторные вирусы и аллергическая сенсибилизация.

1.7. Бронхиальная астма и система HLA.

Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ.

2.1. Выделение ДНК.

2.2. Выделение РНК.

2.3. Выбор праймеров.

2.4. Получение кДНК.

2.5. Постановка полимеразной цепной реакции.

2.6. Электрофорез.

2.7. HLA-генотипирование.

2.8. Типирование локуса DRB1.

Глава 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ.

3.1. Создание ПЦР-диагностикумов для детекции РС-вирусной, риновирусной и аденовирусной инфекции.

3.2. Тестирование созданных ПЦР-диагностикумов на культуре и кДНК респираторных вирусов.

3.3. Изучение адекватности созданных ПЦР-диагностй кумов для исследования клинического материала.

3.4. Исследование роли респираторных вирусов в этиопатогенезе обострений атопической бронхиальной астмы.

3.5. HLA-генотипирование больных с вирус-индуцированными обострениями бронхиальной астмы.

Глава 4. ОБСУЖДЕНИЕ. выводы

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ дАТФ - дезоксиаденозинтрифосфат дГТФ - дезоксигуанозинтрифосфат

ДНК - дезоксирибонуклеиновая кислота дНТФ - дезоксинуклеозидтрифосфат дТТФ - дезокситимидинтрифосфат дЦТФ - дезоксицитозинтрифосфат кДНК - кодирующая дезоксирибонуклеиновая кислота

ЛОГ - липооксигеназа

ОРВИ - острая респираторная вирусная инфекция

ОФВ1 - объём форсированного выдоха

ПСВ - пиковая скорость выдоха

ПЦР - полимеразная цепная реакция

РНК - рибонуклеиновая кислота

PC-вирус - респираторно-синцитиальный вирус

ТФУ - трифторуксусная кислота

ЦОГ - циклооксигеназа

CD- кластер дифференцировки

DEPC - диэтилпропиокарбонат

EDTA - этилендиаминтетрауксусная кислота

GMC-SF - гранулоцитарно-макрофагальный колониестимулирующий фактор GUSCN - гуанидин тиоционат

HLA-лейкоцитарный антиген человека (от Human Leukocyte Antigen) ICAM - молекула межклеточной адгезии ( от Intercellular Adhesion Molecule)

IFN - интерферон IG - иммуноглобулин IL -интерлейкин LT - лейкотриен

MBP -главный основной белок эозинофилов (от Major Basic Protein)

NK-клетки - натуральные киллеры

PG - простогландин

Th1 - Т-хелпер 1-ого типа

Th2 - Т-хелпер 2-ого типа

MIP - макрофагальный воспалительный белок (от Macrophage Inflammatory Protein)

МНС - главный комплекс гистосовместимости (от Major Histocompatibility Complex)

RANTES - хемокин, экспедируемый и секретируемый нормальными Тклетками и регулируемый процессами активации (от - Regulated on Activation,

Normal T-cell Expressed and Secreted Chemokine)

TNF - фактор некроза опухоли (от Tumor Necrosis Factor)

VCAM - молекула адгезии сосудистых клеток ( от Vascular Cell Adhesion

Molecule)

Tc1 - цитотоксическая клетка 1-ого типа Тс2 - цитотоксическая клетка 2-ого типа

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Молекулярно-генетический и иммунологический анализ роли респираторных вирусов в этиологии и патогенезе бронхиальной астмы»

Актуальность проблемы

Связь между бронхиальной астмой и инфекцией дыхательных путей сложна и многообразна. Бактерии, вирусы и грибковая инфекция могут оказывать значительное влияние на течение аллергического заболевания. Механизмы данных процессов имеют сложную структуру, так как инфекционные агенты являются пусковыми агентами как клеточных, так и гуморальных реакций иммунной системы, участвуя в остром и хроническом воспалительных процессах при аллергии.

Хорошо известно, что вирусные инфекции являются важными факторами возникновения стридора у больных бронхиальной астмой. Первой мишенью респираторных вирусов является эпителий дыхательного тракта, клетки которого выделяют большое количество провоспалительных цитокинов и медиаторов, усиливая таким образом воспалительный процесс [70]. Установлено, что у больных с атопической бронхиальной астмой респираторная вирусная инфекция усиливает гиперреактивность бронхов [52].

С другой стороны имеются данные о том, что раннее инфицирование детей респираторными инфекциями предохраняет детей от развития аллергических заболеваний в будущем, что находит своё отражение в так называемой «Гигиенической гипотезе» [2]. В соответствии с данной гипотезой предполагается, что современный образ жизни в больших мегаполисах создаёт условия для низкого уровня контактов с различными микробными антигенами, следствием чего является нарушение нормального баланса 7 между симбионтной и патогенной микрофлорой. В то же время, у людей, меньше подверженных урбанизации и чаще встречающихся с различными антигенами, формируется нормальный тип реагирования на инфекционные агенты. В целом, согласно гигиенической гипотезе, редкие контакты с антигенами в детстве, приводят к формированию Th2 типа иммунного ответа, предрасполагающего к развитию атопии, а более частые контакты с антигенами формируют Th1 тип отвечаемости, что характеризуется нормальным иммунным ответом на инфекционные агенты. Однако исследования, подтверждающие данную гипотезу, полагаются на суррогатные маркеры воздействия респираторной инфекции такие, как посещения детских учреждений, размеры семьи, контакт с сельскохозяйственными животными [2].

Исследования в которых были проанализированы конкретные случаи инфицирования респираторными вирусами, свидетельствуют об обратном: раннее инфицирование респираторными вирусными инфекциями, в особенности PC-вирусом предрасполагает к развитию у ребёнка бронхиальной астмы и аллергической сенсибилизации [98].

Эпидемиологические исследования последних лет свидетельствуют о том, что распространенность бронхиальной астмы среди населения составляет 4 - 8%, достигая 30% в некоторых популяциях. В детской популяции этот процент повышается до 5-10%, во взрослой — колеблется в пределах 5%. В последние годы в России, как и во всем мире, отмечается тенденция к увеличению заболеваемости бронхиальной астмой и ее более тяжелому течению [2, 11].

По данным официальной медицинской статистики, легкие формы бронхиальной астмы составляют около 20%, средней тяжести — 70% и тяжелые — 10% [7, 170].

В Санкт-Петербурге в 1975-1984 гг. смертность при бронхиальной астме в среднем за год составила 0, 075 на100000 детского населения, а в 1985-1994 гг. — уже 0, 2 на 100000 [11]. Эпидемиологические исследования свидетельствуют о том, что критическим является препубертатный и пубертатный периоды, т.к. около 80% смертей при бронхиальной астме приходится на возрастной интервал 11-16 лет [7]. Летальный исход, как правило, наступает у больных с тяжелой, длительно текущей бронхиальной астмой.

ОРВИ остаются одной из самых актуальных проблем здравоохранения в нашей стране: на их долю приходится около 90% всей инфекционной заболеваемости. При этом наносится ущерб как здоровью населения, так и экономике страны. В России ежегодно регистрируется от 27, 3 до 41, 2 млн. случаев этих заболеваний [3, 7, 11].

По данным разных авторов, до 60 % обострений бронхиальной астмы у детей и от 40 до 50 % обострений бронхиальной астмы у взрослых связано с ОРВИ [98, 118]. Появилось основание для характеристики обострений бронхиальной астмы, ассоциированных с ОРВИ, термином вирус-индуцированная астма. Кроме того, стало известно, что вирус-индуцированная астма, протекает достаточно тяжело, так как сезонные колебания активности тех или иных вирусов тесно связаны с показателями госпитализации больных с бронхиальной астмой, особенно у детей [97].

Сходные данные получены при изучении смертности больных с бронхиальной астмой [35].

Респираторные вирусные инфекции оказывают неоднозначное влияние на развитие бронхиальной астмы. В начальные периоды жизни ОРВИ могут как предрасполагать к развитию ОРВИ, так и иметь протективный по отношению к бронхиальной астме эффект.

Исследования, проведённые ранее, ввиду своей несовершенности, приносили крайне противоречивые результаты [126]. В частности применялись недостаточно чувствительные методы изучения вирус-специфических антител и вирусных культур [123]. Известно, что серотипировать или выделить респираторные вирусы (особенно риновирусы) культуральными методами крайне сложно [25]. По данным различных исследователей, доля вирусных инфекций в развитии приступов бронхиальной астмы колебалась от 0 до 30% [148]. Появление гораздо более точного и информативного метода ПЦР-диагностики, основанного на детекции генетического материала инфекционного агента, дало возможность для углублённого изучения влияния респираторных вирусов на возникновение и течение бронхиальной астмы [45, 118, 123]. Данная методика позволила повысить уровень детекции вирусных агентов в 4-7 раз [63]. Значительно снизился уровень неидентифицированных образцов вирусов [79]. Кроме того, удалось повысить степень выявления смешанных инфекций, что необходимо для ясного представления об этиологии вирус-индуцированных приступов астмы [79]. Очень важным является тот факт, что ПЦР-диагностика значительно быстрее и дешевле, чем упомянутые выше методы идентификации вирусных агентов и может успешно применяться в клинике.

На сегодняшний день имеется значительное количество исследований по изучению ассоциаций между бронхиальной астмой (в целом) и системой HLA [161, 174, 175, 176]. Однако четких и достоверных данных явно недостаточно. Очевидно, что изучение особенностей распределения HLA аллелей с использованием новых методов и принципов иммуногенетического анализа у больных вирус-индуцированной бронхиальной астмой даст возможность более точно установить HLA-маркеры предрасположенности к бронхиальной астме.

Всё вышеизложенное определяет актуальность данной работы.

Цель и задачи исследования

Цель настоящей работы состояла в создании ПЦР-диагностикумов для детекции риновирусной, аденовирусной и респираторно-синцитиальной вирусной инфекции для изучения роли респираторных вирусов в этиологии и патогенезе атопической бронхиальной астмы на основании молекулярно-генетических подходов.

В соответствии с намеченной целью в процессе работы предполагалось решение следующих задач:

1. Изучить адекватность созданных ПЦР-диагностикумов для обследования клинического материала и внедрить их в клиническую практику.

2. Провести исследование материала, взятого от больных атопической бронхиальной астмой детей в период обострения, на предмет детекции

11 респираторных вирусов при помощи созданных нами ПЦР-диагностикумов.

3. Установить удельный вес каждого исследуемого респираторного вируса в провокации обострения атопической бронхиальной астмы у детей.

4. Провести HLA-генотипирование обследованных нами больных с вирус-индуцированной бронхиальной астмой для установления ассоциаций между вирус-индуцированной бронхиальной астмой и системой HLA.

Научная новизна

Изучение генетической структуры риновирусов, аденовирусов и РСвирусов было проведено на основании анализа базы данных NCBI

Национальный центр биотехнологической информации, США). В соответствие с полученными данными были подобраны праймеры, комплиментарные консервативным и в тоже время специфичным нуклеотидным последовательностям для каждого респираторного вируса.

Были созданы оригинальные ПЦР-диагностикумы для детекции риновирусов, аденовирусов и РС-вирусов.

Исследование клинического материала, собранного от группы детей, обратившихся а поликлинику № 89 Западного Административного Округа г.

Москвы с симптомами ОРВИ, продемонстрировали, что разработанные ПЦРдиагностикумы адекватны для обследования клинического материала.

Были проведены исследования клинического материала, полученного от детей в период обострения бронхиальной астмы, методом ПЦР.

Обследовано 129 образцов материала от детей больных бронхиальной астмой. Из них 28 образцов служили отрицательным контролем. У 35 детей в

12 период обострения обнаружено присутствие генетического материала исследуемых респираторных вирусов, что составило 34,7% всех обследованных детей (в одном образце была детектирована микст-инфекция, а именно PC-вирус и риновирус)

При этом в большинстве случаев удалось диагностировать риновирусную инфекцию - 29 образцов (28,7% от всех исследованных образцов), аденовирусы - 3 образца (3,0%), PC-вирус - 2 образца (2,0 %), смешанная инфекция 1 образец (1,0 %).

Таким образом, в общем количестве положительных образцов наибольший удельный вес имеет риновирусная инфекция- 82,9%, аденовирус - 8,5%, PC-вирус - 5,7%, смешанная инфекция - 2,9%. Ни в одном из образцов отрицательного контроля искомые респираторные вирусы обнаружены не были.

HLA-генотипирование наших пациентов выявило повышенную частоту встречаемости специфичности HLA-DRB1*13 и пониженную частоту встречаемости специфичностей HLA-DRB1*04 и *11 у пациентов с вирус-индуцированной бронхиальной астмой по сравнению с контрольной группой. Кроме того наблюдалось повышение уровня HLA-DRB1 гомозигот в основной группе - 21% по сравнению с контрольной группой - 14%.

Проведенные исследования выявили важную роль респираторных вирусов в возникновении приступов бронхиальной астмы. На основании полученных результатов был сделан вывод о том, что наиболее значимым этиологическим агентом вирус-индуцированной бронхиальной астмы является риновирус. Впервые было проведено HLA-генотипирование больных с вирус-индуцированной бронхиальной астмой.

13

Практическая значимость

Практическая значимость данной работы определяется следующим: на сегодняшний день в мире отсутствуют коммерчески доступные ПЦР-диагностикумы для детекции респираторных вирусов. Имеющиеся экспериментальные ПЦР-диагностикумы используются лишь для научно-исследовательских целей и не применяются в клинике. Для решения данной проблемы были разработаны и подготовлены к внедрению в клиническую практику оригинальные ПЦР-диагностикумы, обеспечивающие быструю, относительно дешёвую и достоверную диагностику респираторных вирусных инфекций.

Заключение диссертации по теме «Аллергология и иммулология», Хаитов, Муса Рахимович

Выводы

1. Разработаны и протестированы оригинальные ПЦР-диагностикумы для детекции риновирусов, аденовирусов и PC-вирусной инфекции.

2. Продемонстрирована адекватность созданных ПЦР-диагностикумов для исследования клинического материала.

3. Показана причинная роль респираторных вирусов в развитии приступов атопической бронхиальной астмы у детей.

4. Основным этиологическим агентом обострения атопической бронхиальной астмы у детей из исследованных респираторных вирусов является риновирус.

5. Выявлены предпосылки для выделения вирус-индуцированной астмы в отдельную подгруппу атопической бронхиальной астмы.

6. Наибольший удельный вес вирус-индуцированная астма имеет в зимний период.

7. Данные, полученные по HLA-генотипированию детей с вирус-индуцированной бронхиальной астмой свидетельствуют о возможности создания новых методов диагностики и лечения атопической бронхиальной астмы.

Список литературы диссертационного исследования кандидат медицинских наук Хаитов, Муса Рахимович, 2004 год

1. Алексеев Л.П., Яздовский В.В., Дедов И.И. Генетические маркеры инсулинзависимого сахарного диабета (история проблемы, настоящее, перспективы). Клин. Мед., 1992, т. 10, с. 5-10.

2. Национальные институты здоровья США. Глобальная стратегия лечения и профилактики бронхиальной астмы. Пересмотр 2002, с. 22-34.

3. Белоусов Ю.Б., Карпов О.И., Леонова М.В., Ефременкова О.В. Клинико-экономическая оценка средств, применяемых для профилактики и лечения ОРВИ. Качественная клиническая практика, спецвыпуск "Профилактика и лечение ОРВИ", 2002, с. 24.

4. Лопатина О.А., Плетнёва Е.А. Респираторно-синцитиальная инфекция. Мед. Реф. Журн., 1989, т. 3, с. 50-54.

5. Петров Р.В., Хаитов P.M. Исскуственные антигены и вакцины. М.: Медицина, 1988, 228 с.

6. Семенов Б.Ф., Хозинский В.В. Аутоиммунитет при вирусных инфекциях. Итоги науки и техники. Вирусология, 1993, т. 26, с. 5-44.

7. Слепушкин А.Н., Власова Л.Н. Профилактика гриппа и ОРВИ. РМЖ, 2001, т. 9, с. 16-17.

8. Солдатов Д.Г. Вирус-индуцированная бронхиальная астма. В к.н.: «Бронхиальная астма» под редакцией А.Г. Чучалина, т.2, с. 83-117.

9. Хаитов P.M. Физиология иммунной системы. М., ВИНИТИ РАН, 2001, 224с.

10. Ю.Хаитов P.M., Алексеев Л.П. Геномика HLA: Новые возможности молекулярной генетики человека в диагностике и терапии. Молекулярная медицина, 2003, т. 1, с. 17-31.

11. Чучалин А.Г. Национальная программа «Бронхиальная астма у детей. Стратегия лечения и профилактика». 1998, РМЖ, т. 2, № 2.

12. Alper CM, Doyle WJ, Skoner DP, et al. Prechallenge antibodies: moderators of infection rate, signs, and symptoms in adults experimentally challenged with rhinovirus type 39. Laryngoscope, 1996, v .106, p. 1298-1305.

13. Angelini B, Van Deusen BS, Doyle WJ, Seroky J, Cohen S, Skoner DP. Lower airway responses to rhinoviriuses of healthy subjects with and without allergy. J. Allergy Clin. Immunol., 1997, v. 99, p. 618-619.

14. Aquilina AT, Hall WJ, Douglas RG, Utell MJ. Airway reactivity in subjects with viral upper respiratory tract infections: the effects of exercise and cold air. Am. Rev. Respir. Dis., 1980, v. 122, p. 3-10.

15. Arruda E., Mifflia ТЕ, Gwaltney JM, Jr, Winther B, Hayden FG. Localization of rhinovirus replication in vitro with in situ hybridization. J. Med. Virol., 1991, v. 54, p. 634-638

16. Auger I, Lepecuchel L, Roudier J. Interaction between heat-shock protein 73 and HLA-DRB1 alleles associated or not with rheumatoid arthritis. Arthritis Rheum., 2002., 46, p. 929-33.

17. Avila PC, Abisheganaden JA, Wong H. Effects of allergic inflammation of the nasal mucosa on the severity of rhinovirus 16 cold. J. Allergy Clin. Immunol., 2000, v. 105, p. 923-932.

18. Bacon KB, Premack BA, Gardner P, Schall TJ. Activation of dual T cell signalling pathways by the chemokine RANTES. Science, 1995, v. 269, p. 1727-1730.

19. Balfour-Lynn IM, Valman HB, Wellings R, Webster AD, Taylor GW, Silverman M. Tumour necrosis factor-alpha and leukotriene E4 production in wheezy infants. Clin. Exp. Allergy, 1994, v. 24, p. 121-126.

20. Bardin PG, Sanderson G, Robinson BS, Holgate ST, Tyrrell AJ. Experimental rhinovirus infection in volunteers. Eur. Respir. J, 1991, v. 9, p. 2250-2255.

21. Barnes PJ, Chung KF, Page CP. Inflammatory mediators of asthma: an update. Pharm. Rev., 1998, v. 50, p. 515-596.

22. Bates PJ, Sanderson G, Holgate ST, Johnston SL. A comparison of RT-PCR, in situ hybridization and in situ RT-PCR for the detection of rhinovirus infection in paraffin sections. J. Virol. Methods, 1997, v. 67, p. 153-60.

23. Beasley R, Coleman ED, Hermon Y. Viral respiratory tract infection and exacerbation of asthma in adult patients. Thorax, 1988, v.43, p. 679-83.

24. Becker S, Reed W, Henderson FW, Noah TL. RSV infection of human airway epithelial cells causes production of the chemokine RANTES. Am. J. Physiol., 1997, v. 272, p. 512-20.

25. Becker S., Quay J, Soukup J. Cytokine (tumor necrosis factor, IL-6, and IL-8) production by respiratory syncytial virus-infected human alveolar macrophages. J. Immunol., 1991, v. 147, p. 4307-4312.

26. Biron CA. Role of early cytokines, including alpha and beta interferons (IFN-alpha/beta), in innate and adaptive immune responses to viral infections. Sem. Immunol., 1998;v. 10, p. 383-390.

27. Bitko V. Velazquez A, Yang L, Yang YC, Barik S. Transcriptional induction of multiple cytokines by human respiratory syncytial virus requires activation of NF-кВ and is inhibited by sodium salicylate and aspirin. Virology, 1997, v.232, p. 369-78.

28. Bloemen PG, van den Tweel MC, Henricks PA, Engels F, Wagenaar SS, Rutten A.A, Nijkamp FP. Expression and modulation of adhesion molecules on human bronchial epithelial cells. Am. J. Respir. Cell Biol., 1993, v. 9, p. 586593.

29. Boom R, Sol C, Beld M, Weel J, Goudsmit J, Wertheim-van Dillen P. Improved silica-guanidiniumthiocyanate DNA isolation procedure based on selectivebinding of bovine alpha-casein to silica particles. J Clin Microbiol., 1999, v. 37, p. 615-9.

30. Calhoun WJ., Dick EC, Schwartz LB, Busse WW. A common cold virus, rhinovirus 16, potentiates airway inflammation after segmental antigen bronchoprovocation in allergic subjects. J. Clin. Invest. 1994, v.94, p. 22002208.

31. Calhoun WJ., Swenson CA, Dick EC, Schwartz LB, Lemanske RF, Busse WW. Experimental rhinovirus 16 infection potentiates histamine release after antigen bronchoprovocation in allergic subjects. Am. Rev. Respir. Dis. 1991, v. 144, p. 1267-1273.

32. Campbell MJ, Holgate ST, Johnston SL. Trends in asthma mortality. BMJ. 1998, v. 315, p. 1012.

33. Cannon MJ., Openshaw PJ, Askonas BA. Cytotoxic T cells clear virus but augment lung pathology in mice infected with respiratory syncytial virus. J. Exp. Med., 1988, v. 168, p. 1163-1168.

34. Carrington M, Nelsen GW., Martin MP, Kissner T, Vlahov D, Goedert JJ., Kaslow R, Buchvinder S, Hoots K, O'Brien S. HLA and HIV-1: Heterozygote advantage and B*35-Cw*04 disadvantage.J. Science, 1999, v. 283, № 5408, p. 1748-1752.

35. Costello RW, Schofield BH, Kephart GM, Gleich GJ, Jacoby DB, Fryer AD. Localization of eosinophils to airway nerves and effect on neuronal M1 muscarinic receptor function. Am. J. Physiol., 1997, v. 273, p. 9344.

36. Coyle AJ, Erard F, Bertrand C, Walti S, Pircher H, Le Gros G. Virus Specific CD8+ cells can switch to interleukin 5 production and induce airway eosinofilia. J. Exp. Med., 1995, v. 181, p. 1229-33.

37. Coyle AJ, Tyers M, Church D. Upregulation of chemokine receptors on bronchial epithelial cells in vitro following rhinovirus 14 infection. Am. J. Respir. Crit. Care Med., 1998, v. 157, p. 200.

38. Croft M, Carter L, Swain SL, Dutton SW. Generation of polarized antigen spesific CD8+ effector populations: reciprocal action of IL-4 and IL-12 in promoting type 2 versus type 1 cytokine profiles. J. Exp. Med., 1994, v. 180, p. 1715-28.

39. Damle NK, Aruffo A. Vascular cell adhesion molecule 1 induces T-cell antigen receptor-dependent activation of CD4+T lymphocytes. Natl. Acad. Sci. USA, 1991, v. 88, p. 6403-6407.

40. Dekker JW, Nizankowska E, Schmitz-Schumann M, Pile K, Bochenek G, Dyczek A, Cookson WO, Szczeklik A Aspirin-induced asthma and HLA-DRB1 and HLA-DPB1 genotypes. Clin. Exp. Allergy, 1997, v. 27, p. 574-7.

41. Dick EC, Blumer CR, Evans AS. Epidemiology of infections with rhinoviruses type 43 and 5 in a group of University of Wisconsin student families. Am. J. Epidemiol., 1967, v. 86, p. 386-400.

42. Dick EC, Inhorn SL. Rhinoviruses, Textbook of pediatric infectious diseases, 3rd ed., 1992, p.1507-1532.

43. Doherty PC, Hou S, Tripp RA. CD8+ T-cell memory to viruses. Curr. Opin. Immunol., 1994, v. 6, p. 545-552.

44. Domachowske JB, Dyer KD, Adams AG, Leto TL, Rosenberg HF. Eosinophil cationic protein/RNase 3 is another RNase A-family ribonuclease with direct antiviral activity. Nucleic Acids Res., 1998, v 26, p. 3358- 3363.

45. Duff AL, Pomeranz ES, Gelber LE. Risk factors for acute wheezing in infants and children: viruses, passive smoke, and IgE antibodies to inhalant allergen. Pediatrics, 1993; v. 92, p. 535-540.

46. Einarsson O, Geba GP, Zhu Z, Landry M, Elias JA. lnterleukin-11: stimulation in vivo and in vitro by respiratory viruses and induction of airways hyperresponsiveness. J. Clin. Invest., 1996 , v.97, p. 915-924.

47. Ellis SA, Palmer M, McMichael AJ. Human trofoblast and the choriocarcinoma cell line be Wo express a truncated HLA class I molecule.J. Immunol. 1990, v. 144, p. 731-735.

48. Empey DW, Laitinen LA, Jacobs L, Gold WM, Nadel JA. Mechanisms of bronchial hyperreactivity in normal subjects after upper respiratory tract infection. Am. Rev. Respir. Dis., 1976, v. 113, p 131-139.

49. Erdman DD, Xu W, Gerber SI, Gray GC, Schnurr D, Kajon AE, Anderson LJ. Molecular epidemiology of adenovirus type 7 in the United States, 1966-2000. Emerg Infect Dis., 2002;v. 8, p. 269-77.

50. Erlich HA, Higuchi R, Lichtenwalter K, Reynolds R, Sensabaugh G. Reliability of the HLA-DQ alpha PCR-based oligonucleotide typing system.J Forensic Sci., 1990, v. 35, p.1017-9.

51. Everard ML, Swarbrick A, Wrightham M, Mcintyre J, Dunkley C, James PD, Sewell HF, Milner AD. Analysis of cells obtained by bronchial lavage of infants with respiratory syncytial virus infection. Arch. Dis. Child., 1994, v. 71: p. 428432

52. Fahy JV, Kim KW, Liu J, Boushey HA. Prominent neutrophilic inflammation in sputum from subjects with asthma exacerbation. J. Allergy Clin. Immunol., 1995, v.95, p. 843-852.

53. Fiedler MA, Wernke-Dollries K, Stark JM, Inhibition of viral replication reverses respiratory syncytial virus-induced NF-кВ activation and interleukin-8 gene expression in A549 cells. J. Virol. 1996, v. 70, 9079-82 140.

54. Fields B, Knipe DM, Howley PM. Virology 3rd Ed., Lippincott-Raven, 1996, Chapters 67-68.

55. Folkerts G, Nijkamp FP. Virus-induced airway hyperresponsiveness. Role of inflammatory cells and mediators. Am. J. Respir. Crit. Care Med., 1995, v. 151, p. 1666-1673.

56. Folkerts G, Verheyen A, Janssen M, Nijkamp FP. Virus-induced airway hyperresponsiveness in the guinea pig can be transferred by bronchoalveolar cells. J. Allergy Clin. Immunol., 1992, v. 90, p. 364-72.

57. Fraenkel DJ, Bardin PG, Sanderson G, Lampe F, Johnston SL, Holgate ST. Lower airway inflammation during rhinovirus colds in normal and in asthmatic subjects. Am J Respir. Crit. Care Med. 1995, v 151, p. 879-886.

58. Fryer AD, Jacoby DB. Function of pulmonary M2 muscarinic receptors in antigen challenged guinea-pigs is restored by heparin and poly-L-glutamate. J. Clin. Invest., 1992, v. 90, p.2292-8.

59. Garofalo RJ, Kimpen LL, Welliver RC, Ogra PL. Eosinophil degranulation in the respiratory tract during naturally acquired respiratory syncytial virus infection. J. Pediatr. 1992, v. 120, p. 28-32.

60. Geerts SJ, Pottgens H, Limburg M, van Rood JJ. Predisposition for atopy or allergy linked to HLA. Lancet. 1975, v. 1, p. 461.

61. Gergely P. New Immunological Aspects of Reumatoid Arthritis. Allergology & Clinical Immunology International. 2000, v. 2, p. 77-81.

62. Gergely P, Szegedi G, Fekete B, Szabo G, Petranyi G. Lymphocyte surface immunoglobulins in autoimmune diseases.Lancet. 1973, v. 7801, p. 482-3.

63. Gern JE, Busse WW The effects of rhinovirus infections on allergic airway responses. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 1995, v. 152, p. 40-45.

64. Gern JE, Busse WW. Association of rhinovirus infections with asthma. Clinical Microbiology Reviews, 1999, v. 12, p. 9-18.

65. Gern JE, Busse WW. Role of T cells in virus-induced asthma, In Liggett SB, Meyers DA(ed.), The genetics of asthma. Marcel Dekker, p.39-66.

66. Gern JE, Dick EC, Kelly EA, Vrtis R, Klein B. Rhinovirus-specific T cells recognize both shared and serotype-restricted viral epitopes. J. Infect. Dis., 1997, v. 175, p. 1108-1114.

67. Gern JE, Dick EC, Lee WM, Murray S, Meyer K, Handzel ZT, Busse WW. Rhinovirus enters but does not replicate inside monocytes and airway macrophages. J. Immunol., 1996, v. 156, p. 621-627.

68. Gern JE, Galagan DM, Jarjour NN, Kelly EA, Busse WW. Cytokine and rhinovirus 16 RNA in the lower airway of experiementally infected subjects. Am. J. Respir. Crit. Care Med., 1996, v. 153; p. 17.

69. Gern JE, Vrtis R, Grindle KA, Swenson C, Busse WW. Relationship of upper and lower airway cytokines to outcome of experimental rhinovirus infection. Am. J. Respir. Crit. Care Med., 2000, v.1622, p. 226-231.

70. Gern JE, Vrtis R, Kelly EA, Dick EC, Busse WW. Rhinovirus produces nonspecific activation of lymphocytes through a monocyte-dependent mechanism. J. Immunol., 1996, v. 157, p.1605-1612.

71. Gern JE, Calhoun WJ, Swenson C, Shen G, Busse WW. Rhinovirus infection preferentially increases lower airway responsivenes in allergic subjects. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 1997, v. 155, p. 1872-1876.

72. Gilbert LL, Dakhama A, Bone BM. Diagnosis of viral respiratory tract infections in children by using a reverse transcription-PCR panel. J. Clin. Microbiol. 1996, v. 34, p. 140-143.

73. Gleich GJ. Mechanisms of eosinophil-associated inflammation. J. Allergy Clin. Immunol., 2000, v. 105, p. 651-663.

74. Grunstein MM, Hakonarson H, Maskeri N, Chuang S. Autocrine cytokine signaling mediates effects of rhinovirus on airway responsiveness. Am. J. Physiol. 2000, v 278, p. 1146-1153.

75. Halperin SA., Eggleston PA, Beasley P, Suratt P, Hendley JO, Grischel DJ, Gwaltney JM, Jr. Exacerbations of asthma in adults during experimental rhinovirus infection. Am. Rev. Respir. Dis., 1985, v 132, p 976-980.

76. Hastings GZ, Francis MJ, Rowlands DJ, Chain BM. Epitope analysis of the T cell response to a complex antigen: proliferative responses to human rhinovirus capsids. Eur. J., Immunol., 1993, v. 23, p. 2300-2305.

77. Hayden FG, Albrecht JK, Kaiser DL, Gwaltney JM, Jr. Prevention of natural colds by contact prophylaxis with intranasal alpha2-interferon. N. Engl. J. Med., 1986, v. 314, p. 71-75.

78. Heymann PW, Rakes GP, Hogan AD, Ingram JM, Hoover GE, Platts-Mills ТА. Assessment of eosinophils, viruses and IgE antibody in wheezing infants and children. Int. Arch. Allergy Immunol., 1995, v.107, p. 380-382.

79. Horn ME, Brain CE, Gregg I. Respiratory viral infections in childhood. A survey in general practice. J. Hyg., 1974, v. 157, p. 157-168.

80. Hussell T, Baldwin CJ, O'Garra A, Openshaw PJ. CD8+ T cells control Th2-driven pathology during pulmonary respiratory syncytial virus infection. Eur. J. Immunol., 1997v. 27, p. 3341-9.

81. Igarashi Y, SkonerDP, Doyle WJ, White MV, Fireman P, Kaliner MA. Analysis of nasal secretions during experimental rhinovirus upper respiratory infections. J. Allergy Clin. Immunol., 1993, v. 92, p. 722-731.

82. Jacoby DB, Gleich GJ, Fryer AD. Human eosinophil major basic protein is an endogenous allosteric antagonist at the inhibitory muscarinic M2 receptor. J. Clin. Invest., 1993, v. 91, p.1314-18.

83. Janeway CA. Functions of the MHC: Presentation of Antigens to T cells. Plenary report at ASHI 23-rd Annual Meeting, 1997, p. 27 42.

84. Johnston SL. Mechanisms of asthma exacerbation. Clin. Exp. Allergy, 1998, suppl. 5, p. 181-6.

85. Johnston SL, Papi A, Monick MM, Hunninghake GW. Rhinoviruses induce interleukin-8 mRNA and protein production in human monocytes. J. Infect. Dis., 1997, v. 175, p. 323-329.

86. Johnston SL, Papi LA, Bates PJ, Mastronarde JG, Monick MM, Hunninghake GW. Low grade rhinovirus infection induces a prolonged release of IL-8 in pulmonary epithelium. J. Immunol., 1998, v. 160, p. 6172-6181.

87. Johnston SL. Viruses and asthma. Allergy, 1998, v.53, p. 922-932.

88. Kameyoshi Y, Dorschner A, Mallet Al, Christophers E, Schroder JM. Cytokine RANTES released by thrombin-stimulated platelets is a potent attractant for human eosinophils. J. Exp. Med., 1992, v. 176, p. 587-592.

89. Kellner G, Popow-Kraupp T, Kundi M, Binder C, Kunz C. Clinical manifestations of respiratory tract infections due to respiratory syncytial virus and rhinoviruses in hospitalized children. Acta Paediatr. Scand., 1989, v 78, p. 390-394.

90. Kim YK, Oh HB, Oh SY, Cho SH, Kim YY, Min К HLA-DRB1*07 may have a susceptibility and DRB1*04 a protective effect upon the development of a sensitization to house dust mite Dermatophagoides pteronyssinus. Clin. Exp. Allergy, 2001, v. 31, p. 110-5.

91. Ladenius AR, Folkerts G, van der Linde HJ, Nijkamp FP. Potentiation by viral respiratory infection of ovalbumin-induced guinea pig tracheal hyperresponsiveness: role for tachykinins. Br. J. Pharmacol., 1995, v. 115, p. 1048-52.

92. Laitinen LA., Kava T. Bronchial reactivity following uncomplicated influenza A infection in healthy subjects and in asthmatic patients. Eur.J. Respir. Dis., 1980, v. 10, p. 51-58.

93. Laitinen, L. A., R. B. Elkin, D. W. Empey, L. Jacobs, J. Mills, and J. A. Nadel. Bronchial hyperresponsiveness in normal subjects during attenuated influenza virus infection. Am. Rev. Respir. Dis., 1991, v. 143. p. 358-361.

94. Lemanske RF, Dick EC, Swenson CA, Vrtis RF, Busse WW. Rhinovirus upper respiratory infection increases airway hyperreactivity and late asthmatic reactions. J. Clin. Invest. 1989, v.83, p. 1-10.

95. Levandowski RA, Weaver CW, Jackson GG. Nasal secretion leukocyte populations determined by flow cytometry during acute rhinovirus infection. J. Med. Virol., 1988, v. 25, p. 423-432.

96. Lipman M.C. MHC Class II and HIV pathogenesis: Lots of Data, few conclusions. Eur.J.Clin.Invest., 2001. v.31, №11, p. 926-927.

97. Mackie PL. The classification of viruses infecting the respiratory tract. Paediatr Respir Rev., 2003, v. 4, p. 84-90.

98. Mallia P, Johnston SL.Respiratory viruses: do they protect from or induce asthma? Allergy, 2002, v. 57, p. 1118-1129.

99. Matsukura S, Kokubu F, Tomita T. Expression of RANTES by normal airway epithelial cells after influenza virus A infection. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol., 1998, v. 18, p. 255-64.

100. Message SD, Johnston SL. The immunology of virus infection in asthma. Eur. Respir. J., 2001, v. 18, p. 1-13.

101. Moffatt MF, Schou C, Faux JA, Abecasis GR, James A, Musk AW, Cookson WO .Association between quantitative traits underlying asthma and the HLA-DRB1 locus in a family-based population sample. Eur. J. Hum. Genet., 2001 , v. 9, p. 341-6.

102. Monto AS, Cavallaro J J. The Tecumseh study of respiratory illness. Patterns of occurrence of infection with respiratory pathogens. Am. J. Epidemiol., 1971, v 94, p. 280-289.

103. Naclerio RM, Proud D, Lichtenstein LM, Kagey-Sobotka A, Hendley JO, Sorrentino J, Gwaltney JM. Kinins aregenerated during experimental rhinovirus colds. J. Infect., 1988, Dis., v. 157, p. 133-142.

104. Nicholson KG, Kent J, Ireland DC. Respiratory viruses and exacerbations of asthma in adults. BMJ, 1993, v.307, p. 982-986.

105. Pattemore PK, Johnston SL, Bardin PG. Viruses as precipitants of asthma symptoms, Part I. Epidemiology. Clin. Exp. Allergy, 1992, v. 22, p. 325-336.

106. Peebles RS Jr, Hartert TV, Sheller JR. Viral infections in asthma. Compr Ther., 1998, v. 24, p.511-8.

107. Peritt D, Robertson S, Gri G, Showe L, Aste-Amezaga M, Trinchieri G. Differentiation of human NK cells into NK1 and NK2 subsets. J. Immunol., 1998, v. 161, p. 5821-5824.

108. Proud D, Gwaltney JM, Jr, Hendley JO, Dinarello CA, Gillis S, Schleimer PR. Increased levels of interleukin-1 are detected in nasal secretions of volunteers during experimental rhinovirus colds. J. Infect. Dis., 1994, v. 169, p. 10071013.

109. Proud D, Naclerio RM, Gwaltney JM, Hendley JO Kinins are generated in nasal secretions during natural rhinovirus colds. J. Infect. Dis., 1990, v. 161, p. 120-123.

110. Rager KJ, Langland JO, Jacobs BL, Proud D, Marsh DG, Imani F. Activation of antiviral protein kinase leads to immunoglobulin E class switching in human В cells. J. Virol. 1998, v. 72, p. 1171-1176.

111. Rajni R, Sood A, Goswami R. Attenuation of autoreactive Th1 cells in-vitro using altered peptide ligands in diabetes of the young. Tissue antigens. XIII International Congress on Histocompatibility and Immunogenetics, Seattle, 2002, p.20.

112. Rimmelzwaan GF, Osterhaus ME. Cytotoxic T lymphocyte memory: role in cross-protective immunity against influenza? Vaccine, 1995, v. 13, p. 703-705.

113. Romagnani S. Induction of Th1 and Th2 responses. Immunol. Today, 1992, v.13, p. 379-81.

114. Roman M, Calhoun WJ, Hinton KL. Respiratory syncitial virus infection in infants is associated with predominant Th-2-like response. Am. J. Respir. Crit. Care Med., 1997, v. 156, p. 190-95.

115. Rothlein R., Czajkowski M, O'Neill MM, Marlin SD, Mainolfi E, Merluzzi VJ. Induction of intercellular adhesion molecule 1 on primary and continuous cell lines by pro-inflammatory cytokines. J. Immunol., 1988, v. 141, p. 1665-1669.

116. Sanders SP, Siekierski ES, Porter JD, Richards SM, Proud D. Nitric oxide inhibits rhinovirus-induced cytokine production and viral replication in a human respiratory epithelial cell line. J. Virol., 1998, v. 72, p. 934-942.

117. Sarawar SR, Doherty PC. Concurrent production of interleukin-2, interleukin-10, and gamma interferon in the regional lymph nodes of mice with influenza pneumonia. J. Virol., 1994, v. 68, p. 3112-3119.

118. Sargent CA, Dunham I, Trowsdale, Campbell RD. Human major histocompatibility complex contains genes for the major heat shock protein HSP70. Proc Natl Acad Sci USA, 1989, v. 86, p. 1968-72.

119. Savard M, Belanger С, Tremblay MJ. EBV suppresses prostaglandin E2 biosynthesis in human monocytes. J. Immunol., 2000, v. 164, p. 6467-73.

120. Schuster A, Fahy JV, Ueki I, Nadel JA. Cystic fibrosis sputum induces a secretory response from airway gland serous cells that can be prevented by neutrophil protease inhibitors. Eur. Respir. J., 1995, v. 8, p. 10-14.

121. Senechal H, Geny S, Desvaux FX, Busson M, Mayer C, Aron Y, Oster JP, Bessot JC, Peltre G, Pauli G, Swierczewski E. Analysis of hsp70 gene polymorphism in allergic asthma. Allergy, 1999, v. 54, p. 165-70.

122. Sethi SK, Bianko A, Allen JT, Knight RA, Spiteri MA. IFN-x down regulates the rhinovirus-induced expression of intercellular adhesion molecule-1 (ICAM-1) on human airway epithelial cells. Clin. Exp. Immunol., 1997, v.110, p 362-9.

123. Shwarze J, Hamelmann E, Bradley KL, Takeda K, Gelfand EW. Respiratory syncitial virus results in airway hyperresponsiveness and enhanced airway sensitization to allergen. J.CIin.lnvest, 1997, v. 100, p. 226-233.

124. Skoner DP, Doyle WJ, Seroky J, Fireman P. Lower airway responses to influenza A virus in healthy allergic and nonallergic subjects. Am. J. Respir. Crit. Care Med., 1996, v 154, p 661-664.

125. Skoner DP, Doyle WJ, Seroky J, Vandeusen MA, Fireman P. 1996. Lower airway responses to rhinovirus 39 in healthy allergic and nonallergic subjects. Eur. Respir. J., 1996, v. 9, p. 1402-1406.

126. Sokhandan M, McFadden ER, Huang YT, Mazanec MB. The contribution of respiratory viruses to severe exacerbations of asthma in adults. Chest, 1995, v.107, p. 1570-75.

127. Stellato C, Beck LA, Gorgone GA, Proud D, Schall TJ, Ono SJ, Lichtenstein LM, Schleimer RP. Expression of the chemokine RANTES by a human bronchial epithelial cell line. J. Immunol., 1995, v. 155, p. 410-418.

128. Sterk PJ. Virus-induced airway hyperresponsiveness in man. Eur. Respir. J., 1993, v.6, p. 894-902.

129. Subauste MC, Jacoby DB, Richards SM, Proud D. Infection of a human respiratory epithelial cell line with rhinovirus Induction of cytokine release and modulation of susceptibility to infection by cytokine exposure. J. Clin. Invest., v. 96, p. 549-557.

130. Summers QA, Higgins PG, Barrow IG, Tyrrell DA, Holgate ST. Bronchial reactivity to histamine and bradykinin is unchanged after rhinovirus infection in normal subjects. Eur. Respir. J., 1992, v.5, p. 313-317.

131. Tang W, Geba GP, Zheng T.Targeted expression of IL-11 in the murine airway causes lymphocytic inflammation, bronchial remodeling and airways obstruction. J. Clin. Invest., 1996, v. 98, p. 2845-53.

132. Tang W., Geba GP, Zheng T, Ray P, Homer RJ, Kuhn C, Flavell RA, Elias JA. Targeted expression of IL-11 in the murine airway causes lymphocytic inflammation, bronchial remodeling, and airways obstruction. J. Clin. Invest.,1996, v. 98, p. 2845-2853.

133. Taylor AN Role of human leukocyte antigen phenotype and exposure in development of occupational asthma Curr. Opin. Allergy Clin. Immunol. 2001, v. 1,p.157-61.

134. Terajima M, Yamaha M, Sekizava К et al. Rhinovirus infection of primary cultures of human tracheal epithelium: role of ICAM-1 and IL-15. Am J Physiol,1997, v.159, p. 328-34.

135. Teran L, Seminario MC, Shute JK, et al. RANTES, MlP-la and the eosinophil product MBP are released into upper respiratory secretions during virus-induced asthma exacerbations in children. J. Infect. Dis., 1999, v. 179, p. 67781.

136. Teran LM, Johnston SL, Schroder J, Church MK, Holgate ST. Role of nasal interleukin-8 in neutrophil recruitment and activation in children with virus-induced asthma. Am. J. Respir. Crit. Care Med., 1997, v. 155, p. 1362-6.

137. Teran LM, Noso N, Carroll M, Davies DE, Holgate S, Schroder JM. Eosinophil recruitment following allergen challenge is associated with the release of the chemokine RANTES into asthmatic airways. J Immunol., 1996, v. 157, p. 1806-12.

138. Trigg CJ, Nicholson KJ, Wang JH, Ireland DC, Jordan S, Duddle JM, Hamilton S, Daview RJ. Bronchial inflammation and the common cold: a comparison of atopic and non-atopic individuals. Clin. Exp. Allergy, 1996 , v.26, p. 665-676.

139. Turner RB. The role of neutrophils in the pathogenesis of rhinovirus infections. Pediatr. Infect. Dis. J., 1990, v. 9, p. 832-835.

140. Volovitz B, Faden H, Ogra PL. Release of leukotriene C4 in respiratory tract during acute viral infection. J. Pediatr., 1988, v. 112, p. 218-222.

141. Wegner CD, Gundel RH, Reilly P, Haynes N, Letts LG, Rothlein R. Intercellular adhesion molecule-1 (ICAM-1) in the pathogenesis of asthma. Science, 1990, v. 247, p. 456—458.

142. Wennergren G, Kristjansson S. Relationship between respiratory syncitial virus bronchiolitis and future obstructive airway diseases. Eur. Respir. J., 2001, v. 18, p. 1044-1058.

143. Winther BJ, Greve JM, Gwaltney JM Jr, Innes DJ, Eastham JR, McClelland A, Hendley JO. Surface expression of intercellular adhesion molecule 1 on epithelial cells in the human adenoid. J. Infect. Dis., 1997, v. 176, p. 523-525.

144. World Health organization. The world health report. 1998, p. 70-71.

145. Woszczek G, Kowalski ML, Borowiec M. Association of asthma and total IgE levels with human leucocyte antigen-DR in patients with grass allergy. Eur. Respir. J., 2002, v.20, p.79-85.

146. Zhang L, Redington AE, Holgate ST. RANTES: A novel mediator of allergic inflammation. Clin. Exp. Allergy, 1994, v. 24, p.899-904.

147. Zhonghua JH, He HX. Association between asthma and the polymorphism of HLA-DQ genes. Za Zhi, 2001, v.24, p. 139-41.

148. Zhonghua YX, Yi CX. Comparative study of HLA-DRB1 allele in patients with chronic bronchitis and bronchial asthma. Za Zhi, 1999, v. 16, p.371-3.

149. Zhonghua YX. HLA-DRB alleles polymorphism in susceptibility to asthma in Beijing Chinese. Za Zhi, 1998. v. 78, p. 591-4.

150. Zhonghua YX. Relationship between HLA-DQA1, -DQB1 genes polymorphism and susceptilibity to bronchial asthma among Northern Hans. Za Zhi, 2002, v.82, p. 379-83.

151. Zhu Z, Tang W, Gwaltney JM Jr, Wu Y, Elias JA. Rhinovirus stimulation of interleukin-8 in vivo and in vitro: role of NF-kappaB. Am. J. Physiol., 1997, v. 273, p. 814-24.

152. Zhu Z., Tang W, Ray A. Rhinovirus stimulation of interleukine-6 in vivo and in vitro, J. Clin. Invest., 1996, v. 97, p. 421-30.