Миогенные клетки - предшественники в составе стромы печени зародышей тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.05, кандидат биологических наук Шевелева, Ольга Николаевна

• Шевелева, Ольга Николаевна
• кандидат биологических наук
• 2012

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Шевелева, Ольга Николаевна

ОГЛАВЛЕНИЕ

ОСНОВНЫЕ ОБОЗНАЧЕНИЯ И СОКРАЩЕНИЯ

ВВЕДЕНИЕ

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Развитие скелетных мышц в эмбриогенезе

1.1.1 Происхождение скелетных мышц в эмбриогенезе млекопитающих

1.1.2 Регуляция ранней и терминальной миогенной дифференцировки

1.1.3 Формирование скелетной мускулатуры конечностей

1.2 Источники регенерации скелетных мышц

1.2.1 Сателлитные клетки

1.2.2 Стволовые клетки мышечного происхождения

1.3 Влияние адгезии и факторов роста на развитие скелетных мышц в эмбриогенезе и миогенную диффернцировку в условиях in vitro

1.3.1. Роль межклеточного взаимодействия в развитии скелетных мышц

1.3.2. Роль внеклеточного матрикса в развитии скелетных мышц в эмбриогенезе и при миогеннной дифференцировке в условиях in vitro

1.3.3. Влияние различных факторов роста на миогенную дифференцировку

1.4 Альтернативные источники скелетных мышц

1.4.1 Клеточные популяции, способные к спонтанной миогенной дифференцировке in vivo

1.4.2 Плюри-и мулътипотентные клетки, способные к индуцированной миогенной дифференцировке in vitro

1.4.3 Эктопические миогенные предшественники

Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Глава 3. РЕЗУЛЬТАТЫ СОБСТВЕННЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ

3.1 Исследование природы миотуб в первичных культурах клеток из печени 17-суточных зародышей

3.1.1 Морфологический анализ и динамика формирования миосимпластов в

культуре

2

3.1.2 Физиологические признаки миотуб в первичной культуре клеток из печени зародышей

3.1.3 Иммуноцитохимическое исследование на основные маркеры скелетных мышц миогенных структур в первичных культурах клеток из печени

зародышей

3.1.4 Оценка экспрессии генов мышечных маркеров в первичной культуре клеток из печени 17-суточных зародышей

3.2 Влияние белков внеклеточного матрикса на спонтанный миогенез в первичных культурах клеток из печени 17-суточных зародышей

3.2.1 Влияние фибронектинового покрытия на численность спонтанно образующихся миотуб в первичной культуре клеток из печени 17-суточных зародышей

3.2.2 Влияние коллагена I типа и ламинина на численность миотуб в первичной культуре клеток из печени 17-суточных зародышей

3.2.3 Адгезивные свойства миогенных предшественников в первичной культуре клеток из печени 17-суточных зародышей

3.3 Изучение миогенных потенций клеток из печени на разных сроках развития зародышей

3.3.1 Морфологический анализ и частота спонтанного образования миотуб в первичных культурах клеток из печени зародышей на 14, 15, 17 и 20-е сутки развития

3.3.2 Иммуноцитохимический анализ первичных культур клеток из печени 14, 15 и 20-суточных зародышей на основные маркеры скелетных мышц

3.3.3 Молекулярно-генетическое исследование миогенных потенций первичных культур клеток из печени на разных сроках развития зародышей

3.3.4 Миогенез в популяциях клеток из печени на разных сроках культивирования

3.3.5 Оценка содержания МСК в печени на разных сроках развития зародышей

3

3.4 Обнаружение миогенных предшественников в печени in situ

3.4.1 Спонтанное образование миотубоподобных структур из некультивированных стромальных клеток печени зародышей в условиях in vivo

3.4.2 Исследование криостатных срезов 15-ти, 17-ти и 20-ти суточных зародышей

3.4.3 ПЦР-анализ свежевыделенных суспензий клеток из печени зародышей на разных сроках развития

3.5 Индукция миогенной дифференцировки в культурах МСК из печени зародышей

3.5.1 Попытки индукции миогенной дифференцировки в культурах МСК из печени зародышей с помощью 5-азацитидина

3.5.2 Попытки индукции миогенной дифференцировки в культурах МСК из печени зародышей с помощью кондиционированной среды

3.6 Миогенные потенции клеток, полученных из селезенки 17 суточных зародышей

3.6.1 Морфологический анализ и динамика формирования миотуб в культуре93

3.6.2 Физиологические признаки миотуб в первичной культуре клеток из зародышевой селезенки

3.6.3 Иммуноцитохимическое исследование миогенных структур в первичных культурах клеток из зародышевой селезенки на основные маркеры скелетных мышц

3.6.4 Оценка экспрессии генов мышечных маркеров в свежевыделенной суспензии и первичной культуре клеток из селезенки

Глава 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

4.1 Исследование природы миотуб, спонтанно образующихся в

первичных культурах клеток из печени 17-суточных

зародышей

4.2 Влияние белков внеклеточного матрикса на спонтанный миогенез

в первичных культурах клеток из печени 17-суточных зародышей

4.3 Изучение миогенных потенций клеток из печени на разных сроках культивирования и на разных сроках развития

зародышей

4.4 Индукция миогенной дифференцировки в культурах МСК из печени зародышей

4.5 Гипотезы о происхождении миотуб в первичных культурах клеток из печени зародышей

4.6 Миогенные потенции клеток, полученных из селезенки 17-суточных зародышей

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

ОСНОВНЫЕ ОБОЗНАЧЕНИЯ И СОКРАЩЕНИЯ МСК - мезенхимные стромальные клетки ПЦР - полимеразная цепная реакция ЭСК - эмбриональные стволовые клетки EGF - epidermal growth factor, эпидермальный фактор роста FGF - fibroblast growth factor, фактор роста фибробластов HGF - hepatocyte growth factor, фактор роста гепатоцитов bHLH - basic helix-loop-helix, основной домен типа «спираль-петля-спираль» НМТ - histon metil transferase, гистонметилтрансфераза IGF - insulin-like growth factors, инсулиноподобные факторы роста ITS - insulin-transferrin-selenium, инсулин-трансферрин-селен MDSC - muscle-derived stem cells, стволовые клетки мышечного происхождения

MEF - myocyte enhancer factor, миоцит-специфический связывающий фактор МНС - myosin heavy chain, тяжелая цепь миозина MLC - myosin light chain, легкая цепь миозина

MRF - myogenic regulatory factors, миогенные регуляторные факторы MSD - muscle specific domain, специфический мышечный домен NCAM - neural cell adhesion molecule, молекула адгезии нервных клеток PDGF - platelet-derived growth factor, фактор роста тромбоцитов SP - side population, побочная популяция

TGFp - transforming growth factor (3, трансформирующий фактор роста (3 VCAM - vascular cell adhesion molecule, молекула адгезии сосудистых клеток VEGF - vascular endothelial growth factor, фактор роста сосудов

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Миогенные клетки - предшественники в составе стромы печени зародышей»

ВВЕДЕНИЕ

Изучение происхождения и развития скелетных мышц в эмбриогенезе и поиск различных клеточных источников, способных к дифференцировке в миогенном направлении в условиях in vivo и in vitro, представляют собой актуальные направления биологии развития, клеточной и молекулярной биологии и, несомненно, имеют важное практическое значение. Несмотря на значительное число работ, посвященных развитию мышц в пре- и постнатальном онтогенезе, длительный исторический период изучения и существование большого числа модельных систем, многие аспекты миогенной дифференцировки по-прежнему остаются малоизученными.

Согласно существующим представлениям, все скелетные мышцы млекопитающих формируются из мезодермы сомитов, а точнее - из дермамиотома. Клетки медиальной части дермамиотома расслаиваются и дают начало области миотома, из которой в последствии образуются эпаксиальные мышцы (мышцы спины). Латеральная часть дермамиотома дает гипаксиальные мышцы, которые, в свою очередь, формируются из двух клеточных популяций - мигрирующей и немигрирующей. Немигрирующие клетки дают начало вентральным мышцам, из мигрирующих клеток в конечном итоге формируется мускулатура конечностей, языка и диафрагмы (Birchmeier et al., 2000). Кроме того, в центральной части дермамиотома существует популяция клеток, которые мигрируют в миотом, но продолжают делиться без экспрессии маркеров дифференцировки (Shi et al., 2006). Эта клеточная популяция в дальнейшем дает так называемые миосателлиты, или клетки-спутники, характерные для всех скелетных мышц и необходимые для их регенерации во взрослом организме.

С момента открытия сателлитных клеток Мауро в 1961 году они были

охарактеризованы с помощью молекулярно-генетических методов, изучены

их способность к самоподдержанию и потенции к дифференцировке. На

основании этих исследований миосателлиты традиционно считались

7

стволовыми клетками скелетных мышц. В дальнейшем было обнаружено, что популяция сателлитных клеток гетерогенна и включает в свой состав стволовые клетки мышечного происхождения, отличающихся от остальных миосателлитов плюрипотентными свойствами (Seale, Rudnicki, 2000). Помимо вышеназванных сателлитных клеток и мышечных стволовых клеток известны и другие источники скелетной миогенной дифференцировки: клетки немышечной природы и миогенные предшественники эктопической локализации.

К настоящему времени показана возможность миогенеза в культурах эмбриональных стволовых клеток и мезенхимных стромальных клеток (MCK) (Wakitani et al., 1995; Gang et al., 2004; Krupnick et al., 2004), однако надежный протокол для получения их направленной миогенной дифференцировки отсутствует.

В последние годы получил особое развитие поиск альтернативных источников миогенеза, связанный с обнаружением в различных тканях мультипотентных клеток, обладающих, в том числе и миогенными потенциями. К ним относят перициты и мезангиобласты, связанные со стенками кровеносных сосудов соответственно взрослого организма и зародыша, циркулирующие в крови CD133+ - клетки, а также SP - клетки (side-population cells), выделенные из костного мозга и скелетных мышц по способности исключать некоторые витальные красители (Peault et al., 2007).

К настоящему времени происхождение основных тканей в составе

органов зародыша достаточно хорошо изучено, что отраженно в

составленных для многих животных презумптивных картах, показывающих

происхождение и судьбу клеток в эмбриогенезе. Однако в последние годы

появляются свидетельства того, что эти карты не могут полностью

охарактеризовать потенции к дифференцировке всех клеток. В частности,

существует небольшое число работ, посвященных эктопической локализации

миогенных клеток в разных органах развивающегося и зрелого организма.

Так, миогенные предшественники обнаружены в составе тимуса и

8

поджелудочной железы половозрелых мышей (Grounds et al., 1992, Di Rocco et al., 2008) и во многих органах куриных эмбрионов (Gerhart et al., 2001).

В ходе культивирования стромальных клеток из печени зародышей в жидкостных культурах мы регулярно отмечали спонтанное образование многоядерных структур, морфологически сходных с миотубами и обладающих сократительной активностью. Динамика спонтанного образования миотубодобных структур в изучаемых нами культурах и адгезивные свойства миогенных клеток, в совокупности с анализом литературных данных, позволили нам предположить, что миотубы в первичной культуре стромальных клеток из печени зародышей происходят из предсуществующих в этом органе эктопических предшественников скелетных мышц.

Цель и задачи исследования. Все вышесказанное позволило нам наметить основную цель данной диссертационной работы - установить природу миотубоподобных структур, формирующихся in vitro, и определить положение миогенных клеток - предшественников в гистогенетическим ряду скелетных мышц.

Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи:

1. Охарактеризовать миотубоподобные структуры, обнаруживаемые в первичных культурах клеток из печени зародышей, и сравнить их с миотубами из мышц конечностей.

2. Разработать надежный метод, позволяющий увеличить частоту спонтанного образования миотуб in vitro.

3. Изучить способность к пролиферации миогенных клеток в составе эмбриональной печени.

4. Провести иммуногистохимическое исследование клеток нативной печени для идентификации миогенных предшественников.

5. Изучить миогенные потенции стромальных клеток печени на разных стадиях развития животного и в разные сроки культивирования.

6. Исследовать возможное присутствие миогенных предшественников в другом кроветворном органе зародыша - селезенке.

7. Изучить возможность индукции миогенной дифференцировки в пассированных культурах МСК из печени 16-17 суточных зародышей под действием 5-азацитидина.

Научная новизна. Впервые показано, что в составе печени зародышей крысы существуют эктопические миогенные предшественники, которые, вероятно, не принадлежат к пулу миосателлитов и в условиях in vitro, по-видимому, могут спонтанно дифференцироваться в скелетно-мышечные миотубы. Скелетно-мышечная природа миотуб подтверждена экспрессией специфических маркеров скелетных мышц и данными ПЦР-анализа на гены, кодирующие маркеры ранних этапов миогенной дифференцировки.

Впервые проведен анализ миогенных потенций клеток печени на разных сроках онтогенеза. Показано, что миогенные потенции наиболее выражены на 16-17 сутки пренатального развития, слабо выражены на 14 и 20 сутки и полностью отсутствуют в постнатальный период развития, что коррелирует с кроветворной активностью печени и содержанием в ней МСК.

Показано, что 5-азацитидин не является надежным индуктором миогенной дифференцировки в культуре МСК из печени зародышей. Применение различных индукционных сред с разным содержанием 5-азацитидина и факторов роста показало, что индуцированная миогенная дифференцировка в культурах МСК из печени зародышей невозможна или происходит крайне редко. И, кроме того, в аналогичных условиях возможна дифференцировка в других направлениях, например, в адипогенном, что указывает на ненадежность использования 5-азацитидина в качестве индуктора направленной миогенной дифференцировки.

Теоретическое и практическое значение. Результаты данной работы

представляют значительный интерес для биологии развития и клеточной

биологии. Несмотря на обширные накопленные знания в области

10

пренатального развития млекопитающих, появляются все новые данные, которые меняют устоявшиеся представления об эмбриогенезе. Данная работа стоит в ряду исследований, посвященных обнаружению предшественников различных тканей в нетипичной локализации. Исследования в этой области позволят дополнить существующие знания о волнах миграции клеток в зародышах, о происхождении и развитии различных тканей и органов, о потенциях к дифференцировке клеток в период эмбрионального развития. Кроме того, обнаружение миогенных предшественников в печени зародышей и корреляция миогенных потенций печени с ее кроветворной активностью и содержанием в ее строме МСК могут способствовать изучению трофической и сигнальной функции этих клеток.

В данной диссертационной работе разработан надежный, легко воспроизводимый метод получения спонтанной миогенной дифференцировки в первичных культурах клеток из печени зародышей и селезенки, что представляется важным для проведения дальнейших исследований в этом направлении.

Попытки индуцировать миогенную дифференцировку в пассированных культурах стромальных клеток из печени зародышей позволяют более объективно судить о дифференцировочных потенциях МСК из этого источника и о влиянии различных веществ в составе индукционных сред на успешность дифференцировки. Эти данные в будущем следует учесть для усовершенствования методик направленной миогенной дифференцировки в культурах МСК. Таким образом, работа имеет и важное практическое значение, поскольку МСК, тем не менее, рассматриваются, как перспективный источник для получения миогенных клеток и использования их в регенеративной медицине (Chan et al., 2006).

Кроме того, обнаружение миогенных предшественников в составе стромы печени зародышей, возможно, позволит получить данные о происхождении опухолей, имеющих скелетно-мышечную природу.

Результаты исследования могут быть использованы при чтении курса лекций по биологии развития и биологии стволовых клеток, а также учитываться при проведении биомедицинских исследований.

Заключение диссертации по теме «Биология развития, эмбриология», Шевелева, Ольга Николаевна

Выводы

1. Миотубоподобные структуры, спонтанно образующиеся в первичной культуре МСК из печени зародышей, экспрессируют гены, характерные для скелетных мышц.

2. Применение фибронектинового и коллагенового покрытий значительно увеличивает частоту образования миотуб и их численность.

3. В первичной культуре клеток из печени зародышей идентифицированы пролиферирующие миобласты, тогда как клетки с признаками миосателлитов отсутствуют.

4. В нативной печени исходно присутствуют туоБ-положительные миогенные предшественники.

5. Наиболее полный спектр экспрессии генов - маркеров скелетно-мышечной дифференцировки характерен для культур клеток из печени 17-суточных зародышей по сравнению с более ранними (14 суток) и более поздними (20 суток) сроками развития. При пассировании миогенные потенции клеток из печени зародышей практически утрачиваются.

6. В первичных культурах клеток из селезенки 17-суточных зародышей так же наблюдается скелетно-мышечная дифференцировка, аналогичная таковой в культурах клеток из печени, что позволяет предполагать широкое «представительство» миогенных предшественников в эмбриональных немышечных тканях.

7. 5-азацитидин не эффективен как индуктор миогенной дифференцировки в культурах МСК из печени зародышей.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Шевелева, Ольга Николаевна, 2012 год

Список литературы

1. Балан О.В., Мюге Н.С., ОзернюкН.Д. Анализ экспрессии тяжелых цепей миозина в процессе дифференцировки in vitro сателлитных клеток и миобластов, выделенных из скелетных мышц крыс // Известия РАН. Серия биологическая. 2009. №3. С. 261-268.

2. Кожевникова М. Н., Микаелян А. С., Паюшина О. В., Старостин

B. И. Сравнительная характеристика мезенхимных стромальных клеток из костного мозга крысы на ранних и поздних этапах культивирования // Известия РАН. 2008. Серия биол. №2: 156-162

3. Паюшина О.В., Буторина H.H., Никонова Т.М., Кожевникова М.Н., Шевелева О.Н., Старостин В.И. Сравнительное исследование клонального роста и дифференцировки мезенхимных стромальных клеток из печени зародышей крысы на разных сроках пренатального развития // Цитология. 2011. Т. 53. №11. С. 859-867.

4. Паюшина О.В., Хныкова О.Н., Буторина H.H., Кожевникова М.Н., Старостин В.И. Спонтанный миогенез в первичной культуре эмбриональной печени крысы // Доклады академии наук. 2009. Т. 45. № 1.

C. 120-122.

5. Пирс Э. Гистохимия. - М.: Изд-во ин. лит-ры, 1962, 962 с.

6. Румянцев П.П. Некоторые особенности гистогенеза миокарда в сравнении со скелетной мускулатурой // Проблемы современной эмбриологии. Изд. Московского университета. 1964. С. 441-446.

7. Стрелков Р. Б. Таблицы Стрелкова и экспресс-метод статистической обработки данных // М.: ПАИМС. 1999,96 с.

8. Шевелева О.Н., Паюшина О.В., Кожевникова М.Н., Буторина Н.Н., Старостин В.И. Спонтанный и индуцированный миогенез при культивировании клеток из печени зародышей крысы // Цитология. 2011. Т. 53. №11. С. 874-883.

9. Armand AS, Laziz I, Chanoine С. FGF6 in myogenesis // Biochim Biophys Acta. 2006. V.l763(8). P.773-778.

10. Asakura A., Komaki M., Rudnicki M. Muscle satellite cells are multipotential stem cells that exhibit myogenic, osteogenic, and adipogenic differentiation I I Differentiation. 2001. V. 68. P. 245-253.

11. Asakura A, Seale P, Girgis-Gabardo A, Rudnicki MA. Myogenic specification of side population cells in skeletal muscle // J Cell Biol. 2002. V. 159. P. 123-134.

12. Bajanca F., Luz M., Raymond K., Martins G.G., Sonnenberg A., Tajbakhsh S., Buckingham M., Thorsteinsdottir S. Integrin alpha6betal-laminin interactions regulate early myotome formation in the mouse embryo // Development. 2006. V. 133. P. 1635-1644.

13. Bandow K, Ohnishi T, Tamura M, Semba I, Daikuhara Y. Hepatocyte growth factor/scatter factor stimulates migration of muscle precursors in developing mouse tongue // J Cell Physiol. 2004. V. 201(2). P. 236-243.

14. Barton P.J., Buckingham M.E. The myosin alkali light chain proteins and their genes // Biochem. J. 1985. V. 231. P. 249-261.

15. Beauchamp J.R., Morgan J.E., Pagel C.N., Partridge T.A. Dynamics of myoblast transplantation reveal a discrete minority of precursors with stem cell-like properties as the myogenic source // J. Cell Biol. 1999. V. 144. P. 1113— 1122.

16. Beauchamp J.R., Heslop L., YuD.S., Tajbakhsh S., Kelly R.G., Wernig A., Buckingham M.E., Partridge T.A., Zammit P.S. Expression of CD34 and Myf5 defines the majority of quiescent adult skeletal muscle satellite cells // J. Cell Biol. 2000. V. 151. P. 1221-1234.

17. Birchmeier C., Brohmann H. Genes that control the development of migrating muscle precursor cells // Curr. Opin. Cell. Biol. 2000. V. 12. P. 725730.

18. Blau H.M., Epstein C.J. Manipulation of myogenesis in vitro: reversible inhibition by DMSO // Cell. 1979. V. 17. P. 95-108.

19. Bockman D.E. Myoid cells in adult human thymus // Nature. 1968. V. 218. P. 286-287.

20. Boettiger D, Enomoto-Iwamoto M, Yoon HY, Hofer U, Menko AS, Chiquet-Ehrismann R. Regulation of integrin alpha 5 beta 1 affinity during myogenic differentiation // Dev Biol. 1995. V.169(l). P.261-272.

21. Braun T, Bober E, Rudnicki MA, Jaenisch R, Arnold HH. MyoD expression marks the onset of skeletal myogenesis in Myf-5 mutant mice // Development 1994. V.120. P.3083-3092.

22. Braun T., Winter B., Bober E., Arnold H.H. Transcriptional activation domain of the muscle-specific gene-regulatory protein myf5 // Nature. 1990. V. 346. P. 663-665.

23. Bryson-Richardson R.J., Currie P.D. The genetics of vertebrate myogenesis // Nat. Rev. Genet. 2008. V. 9. P. 632-646.

24. Buckingham M., Bajard L., Chang T., Daubas P., Hadchouel J., Meilhac S., Montarras D., Rocancourt D., Relaix F. The formation of skeletal muscle: from somite to limb // J. Anat. 2003. V. 202. P. 59-68.

25. Burkin DJ, Kaufman SJ. The alpha7betal integrin in muscle development and disease // Cell Tissue Res. 1999. V. 296(1). P. 183-190.

26. Buskin J.N., Hauschka S.D. Identification of a myocyte nuclear factor that binds to the muscle-specific enhancer of the mouse muscle creatine kinase gene // Mol. Cell. Biol. 1989. V. 9. P. 2627-2640.

27. Campagnoli C., Roberts I., Kumar S., Bennett P. R., Bellantuono I., Fisk N. M. Identification of mesenchymal stem/progenitor cells in human first-

trimester fetal blood, liver, and bone marrow // Blood. 2001. V. 98. P. 23962402.

28. Chan J, O'Donoghue K, Gavina M, Torrente Y, Kennea N, Mehmet H, Stewart H, Watt DJ, Morgan JE, Fisk NM. Galectin-1 induces skeletal muscle differentiation in human fetal mesenchymal stem cells and increases muscle regeneration I I Stem Cells. 2006. V. 24(8). P. 1879-1891.

29. Cinnamon Y., Ben-Yair R., Kalcheim C. Differential effects of N-cadherin-mediated adhesion on the development of myotomal waves // Development. 2006. V. 133. P. 1101-1112.

30. Collins C.A., Gnocchi V.F., White R.B., Boldrin L., Perez-Ruiz A., Relaix F, Morgan J.E., ZammitP.S. Integrated functions of Pax3 and Pax7 in the regulation of proliferation, cell size and myogenic differentiation // PLoS One. 2009. V. 4. P. e4475.

31. Cossu G., Tajbakhsh S., Buckingham M. How is myogenesis initiated in the embryo? // Trends Genet. 1996. V. 12. P. 218-223.

32. Costa M.L., Escaleira R., Cataldo A., Oliveira F., Mermelstein C.S. Desmin: molecular interactions and putative functions of the muscle intermediate filament protein // Braz. J. Med. Biol. Res. 2004. V. 37. P. 1819-1830.

33. Cusella De Angelis M.G., Balconi G., Bernasconi S., Zanetta L., Boratto R., Galli D., Dejana E., Cossu G. Skeletal myogenic progenitors in the endothelium of lung and yolk sac // Exp. Cell Res. 2003. V. 290. P. 207-216.

34. Dagher R, Helman L. Rhabdomyosarcoma: an overview // Oncologist. 1999. V. 4(1). P. 34-44

35. Danisovic L., Varga I., Polak S., Ulicna M., Bohmer D., VojtassakJ. Morphology of in vitro expanded human muscle-derived stem cells // Biomed. Pap. Med. Fac. Univ. Palacky Olomouc Czech Repub. 2008. V. 152. P. 235-238.

36. De Angelis L., Berghella L., Coletta M., Lattanzi L., Zanchi M., Cusella-De Angelis M.G., Ponzetto C., Cossu G. Skeletal myogenic progenitors originating from embryonic dorsal aorta coexpress endothelial and myogenic markers and contribute to postnatal muscle growth and regeneration // J. Cell Biol. 1999. V. 147. P. 869-878.

37. Dellavalle A., Sampaolesi M., Tonlorenzi R., Tagliafico E., Sacchetti B., PeraniL., Innocenzi A., GalvezB.G., Messina G., MorosettiR., Li S., Belicchi M., Peretti G., Chamberlain J.S., Wright W.E., Torrente Y., Ferrari S., Bianco P., Cossu G. Pericytes of human skeletal muscle are myogenic precursors distinct from satellite cells //Nat. Cell Biol. 2007. V. 9. P. 255-267.

38. Dickson G, Peck D, Moore SE, Barton CH, Walsh FS. Enhanced myogenesis in NCAM-transfected mouse myoblasts // Nature. 1990. V. 344(6264) P. 348-351.

39. Di Rocco G., Tritarelli A., Toietta G., Gatto /., Iachininoto M.G., Pagani F., Mangoni A., Straino S., Capogrossi M.C. Spontaneous myogenic differentiation of Flk-1-positive cells from adult pancreas and other nonmuscle tissues // Am. J. Physiol. Cell. Physiol. 2008. V. 294. P. 604-612.

40. Dominici M., Le Blanc K., Mueller I., Slaper-Cortenbach I., Marini F., Krause D., Deans R., Keating A., Prockop D., Horwitz E. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells // The International Society for Cellular Therapy posi-tion statement. Cytotherapy. 2006. V. 8. P.315-317.

41. Duband J.L., Dufour S., Hatta K., Takeichi M., Edelman G.M., Thiery J.P. Adhesion molecules during somitogenesis in the avian embryo // J. Cell Biol. 1987. V. 104. P. 1361-1374.

42. Duprez D. Signals regulating muscle formation in the limb during embryonic development // Int. J. Dev. Biol. 2002. V. 46. P. 915-925.

43. Eberli D, Soker S, Atala A, Yoo JJ. Optimization of human skeletal muscle precursor cell culture and myofiber formation in vitro II Methods. 2009 V. 47(2). P. 98-103.

44. Edmondson D.G., Cheng T.C., Cserjesi P., Chakraborty T., Olson E.N. Analysis of the myogenin promoter reveals an indirect pathway for positive autoregulation mediated by the muscle-specific enhancer factor MEF-2 // Mol. Cell. Biol. 1992. V. 12. P. 3665-3677.

45. Enomoto MI, Boettiger D, Menko AS. Alpha 5 integrin is a critical component of adhesion plaques in myogenesis // Dev Biol. 1993. V.155(l). P. 180-197.

46. Florini JR, Ewton DZ, Magri KA, Mangiacapra FJ. IGFs and muscle differentiation // Adv Exp Med Biol. 1993. V. 343. P. 319-326.

47. Floss T, Arnold HH, Braun T. A role for FGF-6 in skeletal muscle regeneration// Genes Dev. 1997. V.l 1(16). P.2040-2051.

48. Frank N.Y., Kho A.T., Schatton T., Murphy G.F., Molloy M.J., Zhan Q., Ramoni M.F., Frank M.H., Kohane I.S., Gussoni E. Regulation of myogenic progenitor proliferation in human fetal skeletal muscle by BMP4 and its antagonist Gremlin//Muscle Nerve. 1995. V. 18. P. 1417-1426.

49. Friedenstein A. J., Piatetzky-Shapiro I. /., Petrakova K. V. Osteogenesis in transplants of bone marrow cells // J. Embryol. Exp. 1966. Morphol. V. 16. P. 381-390.

50. Gang E.J., Jeong J.A., Hong S.H., Hwang S.H., Kim S. W., Yang LH., Ahn €., Han H., Kim H. Skeletal myogenic differentiation of mesenchymal stem cells isolated from human umbilical cord blood // Stem Cells. 2004. V. 22. P. 617-624.

51. Gerhart J., Bast B., Neely C., lern S., Amegbe P., Niewenhuis R., Miklasz S., Cheng P.F., George-Weinstein M. MyoD-positive myoblasts are present in mature fetal organs lacking skeletal muscle // J. Cell Biol. 2001. V. 155. P. 381-392.

52. Germani A, EH Carlo A, Mangoni A, Straino S, Giacinti C, Turrini P, Biglioli P, Capogrossi MC. Vascular endothelial growth factor modulates skeletal myoblast function // Am J Pathol. 2003. V. 163. P. 1417-1428.

53. Gong Z, Niklason LE. Use of human mesenchymal stem cells as alternative source of smooth muscle cells in vessel engineering // Methods Mol Biol. 2011. V. 698. P.279-294.

54. Goodell M.A., Brose K, Paradis G., Conner A.S., Mulligan R.C. Isolation and functional properties of murine hematopoietic stem cells that are replicating in vivo II J. Exp. Med. 1996. V. 183. P. 1797-1806.

55. Gornostaeva S.N., Rzhaninova A.A., Gol'dstein D.V. Myogenesis in hemopoietic tissue mesenchymal stem cell culture I I Bull. Exp. Biol. Med. 2006. V. 141. P. 493-499.

56. Gossler A., Hrabe de Angelis M. Somitogenesis // Curr Top Dev Biol. 1998. V. 38. P. 225-287.

57. Gnocchi V.F., White R.B., Ono Y., Ellis J.A., Zammit P.S. Further characterisation of the molecular signature of quiescent and activated mouse muscle satellite cells // PLoS One. 2009. V. 4. P. e5205.

58. Gros J., Manceau M., Thome F., Marcelle C. A common somitic origin for embryonic muscle progenitors and satellite cells // Nature. 2005. V. 435. P. 954—958.

59. Grounds MD, Garrett KL, Beilharz MW. The transcription of MyoDl and myogenin genes in thymic cells in vivo II Exp Cell Res. 1992 V. 198(2) P. 357-361.

60. Hauschka SD, Königsberg IR. The influence of collagen on the development of muscle clones// Proc Natl Acad Sei USA. 1966. V. 55(1). P. 119-126.

61. Hewitt J., Lu X., Gilbert L., Nanes M.S. The muscle transcription factor MyoD promotes osteoblast differentiation by stimulation of the Osterix promoter I I Endocrinology. 2008. V. 149. P. 3698-3707.

62. Hinterberger T.J., Sassoon D.A., Rhodes S.J., Konieczny S.F. Expression of the muscle regulatory factor MRF4 during somite and skeletal myofiber development// Dev. Biol. 1991. V. 147. P. 144-156.

63. Horst D., Ustanina S., Sergi C., Mikuz G., Juergens H., Braun T., Vorobyov E. Comparative expression analysis of Pax3 and Pax7 during mouse myogenesis // Int. J. Dev. Biol. 2006. V. 50. P. 47-54.

64. Jin P, Rahm M, Claesson-Welsh L, Heldin CH, Sejersen T. Expression of PDGF A-chain and beta-receptor genes during rat myoblast differentiation // J Cell Biol. 1990. V. 110(5). P.1665-1672.

65. in't Anker P., Noort W. A., Scherjon S. A., Kleijburg-van der Keur C., Kruisselbrink A. B., Bezooijen R. L., Beekhuizen W., Willemze R., Kanhai H, Fibbe W. E. Mesenchymal stem cells in human second-trimester bone marrow, liver, lung and spleen ex-hibit a similar immunophenotype but a heterogeneous multiline-age differentiation potential // Haematologica. 2003. V.88. P.845-852.

66. Kaufinan S.J., Foster R.F. Replicating myoblasts express a muscle-specific phenotype // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1988. V. 85. P. 9606-9610.

67. Krupnick A.S., Balsara K.R., Kreisel D., Riha M., Gelman A.E., Estives M.S., Amin K.M., RosengardB.R., Flake A.W. Fetal liver as a source of autologous progenitor cells for perinatal tissue engineering // Tissue Eng. 2004. V. 10. P. 723-735.

68. Kuang S., Chargé S.B., Seale P., Huh M., Rudnicki M.A. Distinct roles for Pax7 and Pax3 in adult regenerative myogenesis // J. Cell Biol. 2006. V. 172. P. 103-113.

69. Kühl U, Ocalan M, Timpl R, von der Mark K. Role of laminin and fibronectin in selecting myogenic versus fibrogenic cells from skeletal muscle cells in vitro // Dev Biol. 1986. V. 117(2) P.628-635.

70. Kuqi S., Kuqi Z., Schmid S., Seitz G., Müller I., Dufke A., Leimig T., Murti G., Jurecic R., Schümm M., Lang P., Bruchelt G., Bader P., Klingebiel T., Niethammer D., Handgretinger R. Efficient in vitro generation of adult multipotent cells from mobilized peripheral blood CD 133+ cells // Cell Prolif. 2008. V. 41. P. 12-27.

71. Labovsky V, Hof er EL, Feldman L, Fernández Vallone V, García Rivello H, Bayes-Genis A, Hernando Insúa A, Levin MJ, Chasseing NA. Cardiomyogenic differentiation of human bone marrow mesenchymal cells: Role of cardiac extract from neonatal rat cardiomyocytes // Differentiation. 2010. V. 79(2). P. 93-101.

72. Lagha M, Kormish JD, Rocancourt D, Manceau M, Epstein JA, Zaret KS, Relaix F, Buckingham ME. Pax3 regulation of FGF signaling affects the

progression of embryonic progenitor cells into the myogenic program I I Genes Dev. 2008. V. 22(13). P. 1828-1837.

73. Lange C, Bossier P, Lioznov MV, Bruns H, Kluth D, Zander AR, Fiegel HC. Liver-specific gene expression in mesenchymal stem cells is induced by liver cells I I World J Gastroenterol. 2005. V.l 1(29). P. 4497-4504.

74. Linker C, Lesbros C, Gros J, Burrus LW, Rawls A, Marcelle C. beta-Catenin-dependent Wnt signalling controls the epithelial organisation of somites through the activation of paraxis // Development. 2005. V. 132. P. 3895-3905.

75. Li H, Capetanaki Y. Regulation of the mouse desmin gene: transactivated by MyoD, myogenin, MRF4 and Myf5 I I Nucleic Acids Res. 1993. V.21.P. 335-343.

16. Li W., Gollapudi K., Patterson D., Huang G., Tuan R. Cell-based therapies for musculoskeletal repair // Stem cells anthology. Ed. B.Carloson. Elsevier Inc. 2008. Ch. 27. P. 317 - 333.

77. Li Y, Foster W, Deasy BM, Chan Y, Prisk V, Tang Y, Cummins J, Huard J. Transforming growth factor-betal induces the differentiation of myogenic cells into fibrotic cells in injured skeletal muscle: a key event in muscle fibrogenesis // Am J Pathol. 2004. V. 164(3). P.1007-1019

78. Li Z, Mericskay M., Agbulut O., Butler-Browne G., Carlsson L., Thornell L.E., Babinet C., Paulin D. Desmin is essential for the tensile strength and integrity of myofibrils but not for myogenic commitment, differentiation, and fusion of skeletal muscle // J. Cell Biol. 1997. V. 139. P. 129-144.

79. Liu Y., Song J., Liu W., Wan Y., Chen X., Hu C. Growth and differentiation of rat bone marrow stromal cells: does 5-azacytidine trigger their cardiomyogenic differentiation? // Cardiovasc. Res. 2003. V. 58. P. 460-468.

80. Luth E.S., Jun S.J., Wessen M.K., Liadaki K., Gussoni E., Kunkel L.M. Bone marrow side population cells are enriched for progenitors capable of myogenic differentiation // J. Cell Sci. 2008. V. 121. P. 1426-1434.

81. Majumdar MK, Thiede MA, Mosca JD, Moorman M, Gerson SL. Phenotypic and functional comparison of cultures of marrow-derived mesenchymal stem cells (MSCs) and stromal cells // J Cell Physiol. 1998. V. 176(1). P. 57-66.

82. MacCalman CD, Bardeesy N, Holland PC, Blaschuk OW. Noncoordinate developmental regulation of N-cadherin, N-CAM, integrin, and fibronectin mRNA levels during myoblast terminal differentiation // Dev Dyn. 1992. V. 195(2). P. 127-132.

83. von der Mark K, Ocalan M. Antagonistic effects of laminin and fibronectin on the expression of the myogenic phenotype // Differentiation. 1989. V.40(2). P.150-157.

84. Mauro A., Adams W.R. The structure of the sarcolemma of the frog skeletal muscle fiber // J. Biophys. Biochem. Cytol. 1961. Y. 10. P. 177-185

85. Messina G., Cossu G. The origin of embryonic and fetal myoblasts: a role of Pax3 and Pax7 // Genes Dev. 2009. V. 23. P. 902-905.

86. Miller J.B. Myogenic programs of mouse muscle cell lines: expression of myosin heavy chain isoforms, MyoDl, and myogenin // J. Cell Biol. 1990. V. 111. P. 1149-1159.

87. Minasi M.G., Riminucci M., De Angelis L., Borello U., Berarducci B., Innocenzi A., Caprioli ASirabella D., Baiocchi M., De Maria R., Boratto R., Jaffredo T., Broccoli V., Bianco P., Cossu G. The meso-angioblast: a multipotent, self-renewing cell that originates from the dorsal aorta and differentiates into most mesodermal tissues // Development. 2002. V. 129. P. 2773-2783.

88. McKinnellI. W., Ishibashi J., Le GrandF., Punch V.G., Addicks G.C., Greenblatt J.F., Dilworth F.J., Rudnicki M.A. Pax7 activates myogenic genes by recruitment of a histone methyltransferase complex I I Nat. Cell Biol. 2008. V. 10. P.77-84.

89. Nakahara K, Bruder S. P., Haynesworth S. E., Holecek J. J, Ba-ber M. A, Goldberg V. M, Caplan A. /. Bone and cartilage formation in diffusion chambers by subcultured cells derived from the periosteum // Bone. 1990. V.ll. P.181-188.

90. Narusawa M., Fitzsimons R.B., Izumo S., Nadal-Ginard B., Rubinstein N.A., Kelly A.M. Slow myosin in developing rat skeletal muscle // J. Cell Biol. 1987. V. 104. P. 447-459.

91. Noort W. A., KrugerM., WilpshaarJ., WiillemzeR., FalkenburgJ. H. F. A candidate mesenchymal stem cell from human fetal lung tissue // Blood. 1999. V. 94. P. 42a (abstract).

92. Oh IH. Mesenchymal stromal cells: new insight on their identity and potential role in cell therapy // Korean J Hematol. 2010 V. 45(4). P.219-221.

93. Olson E.N. MyoD family: a paradigm for development? // Genes Dev. 1990. V. 4. P. 1454-1461.

94. Ostrovsky D., Sanger J. W, Lash J. W. Somitogenesis in the mouse embryo // Cell Differ. 1988. V. 23. P. 17-25.

95. Packard D.S. Jr, Meier S. An experimental study of the somitomeric organization of the avian segmental plate // Dev. Biol. 1983. V. 97. P. 191-202.

96. Parker CJ, Shawcross SG, Li H, Wang QY, Herrington CS, Kumar S, MacKie RM, Prime W, Rennie IG, Sisley K, Kumar P. Expression of PAX 3 alternatively spliced transcripts and identification of two new isoforms in human tumors of neural crest origin // Int J Cancer. 2004. V. 108(2): P. 314-320.

97. Peault B., Rudnicki M., Torrente Y., Cossu G., Tremblay J.P., Partridge T., Gussoni E., Kunkel L.M., Huard J. Stem and progenitor cells in skeletal muscle development, maintenance, and therapy // Mol. Ther. 2007. V. 15. P. 867-877.

98. Qu-Petersen Z., Deasy B., Jankowski R, Ikezawa M., Cummins J., PruchnicR., Mytinger J., Cao B., Gates C., WernigA, Huard J. Identification of a novel population of muscle stem cells in mice: potential for muscle regeneration // J. Cell Biol. 2002. V. 157. P. 851-864.

99. Relaix F., Montarras D., Zaffran S., Gayraud-Morel B., Rocancourt D., Tajbakhsh S., Mansouri A., Cumano A., Buckingham M. Pax3 and Pax7 have

distinct and overlapping functions in adult muscle progenitor cells // J. Cell Biol. 2006. V. 172. P. 91-102.

100. Rose O., Rohwedel J., Reinhardt S., Bachmann M., Cramer M., Rotter M., Wobus A., Starzinski-Powitz A. Expression of M-cadherin protein in myogenic cells during prenatal mouse development and differentiation of embryonic stem cells in culture //Dev. Dyn. 1994. V. 201. P. 245-259.

101. Rudnicki M.A., Le Grand F., McKinnell I., Kuang S. The molecular regulation of muscle stem cell function I I Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. V. 2008. V. 73. P. 323-331.

102. Safadi A, Livne E, Reznick AZ. Characterization of alkaline and acid phosphatases from skeletal muscles of young and old rats // Arch Gerontol Geriatr. 1997. V. 24(2). P.183-189

103. Salvatori G, Lattanzi L, Coletta M, Aguanno S, Vivarelli E, Kelly R, Ferrari G, Harris AJ, Mavilio F, Molinaro M, et al Myogenic conversion of mammalian fibroblasts induced by differentiating muscle cells // J Cell Sci. 1995 V.108.P. 2733-2739.

104. Seale P, Polesskaya A, Rudnicki MA. Cell Cycle. Adult stem cell specification by Wnt signaling in muscle regeneration // 2003.V. 2(5) P. 418-419.

105. Seale P, Rudnicki M. A new look at the origin, function, and "stem-cell" status of muscle satellite cells //Dev Biol. 2000. V. 218(2) P. 115-124.

106. Shi X., Garry D.J. Muscle stem cells in development, regeneration, and disease // Genes Dev. 2006. V. 20. P. 1692-1708.

107. Skuk D., Tremblay J.P. Implantation of myogenic cells in sceletal muscles // Stem cells anthology. Ed. B.Carloson. Elsevier Inc. 2008. Ch. 26. P. 307-315.

108. Smerdu V, Souhup T. Demonstration of myosin heavy chain isoforms in rat and humans: the specificity of seven available monoclonal antibodies used in immunohistochemical and immunoblotting methods // Eur J Histochem. 2008. V. 52(3). P.179-190.

109. Sun Q, Zhang Y, Yang G, Chen X, Zhang Y, Cao G, Wang J, Sun Y, Zhang P, Fan M, Shao N, Yang X. Transforming growth factor-beta-regulated miR-24 promotes skeletal muscle differentiation // Nucleic Acids Res. 2008. V.36(8) P.2690-2699.

110. Sun Z., Chen Z., Wang B. In vitro differentiation of rat mesenchymal stem cells into skeletal muscle cells induced by myoblast differentiation factor and 5-azacytidine // Zhongguo Xiu Fu Chong Jian Wai Ke Za Zhi. 2007. V. 21(12). P. 1371-1375 (abstract)

111. Suzuki M, Angata K, Nakayama J, Fukuda M. Polysialic acid and mucin type o-glycans on the neural cell adhesion molecule differentially regulate myoblast fusion // J Biol Chem. 2003. V. 278(49) P. 49459-49468.

112. Tam P.P. The control of somitogenesis in mouse embryos // J. Embryol. Exp. Morphol. 1981. V. 65. P. 103-128.

113. Tamaki T., Okada Y, Uchiyama Y, Tono K., Masuda M., Wada M., Hoshi A., Ishikawa T., Akatsuka A. Clonal multipotency of skeletal muscle-

derived stem cells between mesodermal and ectodermal lineage // Stem Cells. 2007. V. 25. P. 2283-2290.

114. Thomson J.A., Itskovitz-Eldor J., Shapiro S.S., Waknitz M.A., Swiergiel J. J., Marshall V.S., Jones J.M. Embryonic stem cell lines derived from human blastocysts // Science. 1998. V. 282. P. 1145-1147.

115. Van Den Heuvel R., Versele S., Schoeters G., Vanderborght O. Stromal stem cells (CFU-f) in yolk sac, liver, spleen and bone marrow of pre-and postnatal mice // Br. J. Haematology. 1987. V. 66. P. 15-20.

116. Wagner W, Roderburg C, Wein F, Diehlmann A, Frankhauser M, Schubert R, Eckstein V, Ho AD. Molecular and secretory profiles of human mesenchymal stromal cells and their abilities to maintain primitive hematopoietic progenitors // Stem Cells. 2007. V. 25(10) P. 2638-2647.

117. Wagers AJ, Weissman IL. Plasticity of adult stem cells // Cell. 2004. V. 116(5). P.639-648.

118. Wakitani S, Saito T, Caplan AI. Myogenic cells derived from rat bone marrow mesenchymal stem cells exposed to 5-azacytidine // Muscle Nerve. 1995. V. 18(12). P. 1417-1426.

119. Weintraub H. The MyoD family and myogenesis: redundancy, networks, and thresholds // Cell. 1993. V. 75. P. 1241-1244.

120. Wilschut KJ, Haagsman HP, Roelen BA. Extracellular matrix components direct porcine muscle stem cell behavior // Exp Cell Res. 2010 V. 316(3). P. 341-352.