Малая ядрышковая РНК U87 и ее ген-хозяин тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Макарова, Юлия Алексеевна

• Макарова, Юлия Алексеевна
• кандидат биологических наук
• 2006

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Макарова, Юлия Алексеевна

Основные обозначения и сокращения.

Введение.

1. Обзор литературы

Малые ядрышковые РНК.

1.1. C/D-семейство мякРНК.

1.2. Н/АСА-семейство мякРНК.

1.3. Малые РНК из телец Кахаля.

1.4. РНКаза Р и РНКаза MRP: эндонуклеазы, содержащие РНК.1В

1.4.1. РНКазаР.

1.4.2. РНКаза MRP.

1.5. Номенклатура мякРНК.

1.6. Гены мякРНК.

1.6.1. Гены мякРИОК позвоночных.

1.6.2. Гены мякРНК дрожжей.

1.6.3. Гены мякРНК растений.

1.6.4. Гены мякРИОК простейших.

1.6.5. Гены мякРИОК дрозофилы.

1.6.6. Гены мякРИОК архебактерий.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Малая ядрышковая РНК U87 и ее ген-хозяин»

Значительная часть транскрибируемых последовательностей генома не кодирует белок. В последние несколько лет интерес к таким последовательностям необычайно возрос благодаря обнаружению новых классов некодирующих РНК (нкРНК). Оказалось, что нкРНК выполняют в клетке удивительно широкий спектр функций с использованием неизвестных ранее механизмов. Они вовлечены в регуляцию транскрипции и трансляции, репрессию мобильных генетических элементов и другие регуляторные пути - процессы, участие в которых считалось ранее прерогативой белков. Описанные на сегодняшний день нкРНК по самым разным оценкам представляют собой только вершину айсберга. Обнаружение и изучение новых нкРНК позволит выявить и исследовать неизвестные ранее механизмы работы клетки и представляет поэтому фундаментальный интерес.

Одним из классов нкРНК являются малые ядрышковые РНК (мякРНК, англ. - small nucleolar RNAs, snoRNAs). Их функция была установлена совсем недавно и заключается в определении нуклеотидов рРНК, малых ядерных РНК и мРНК, которые будут модифицированы одним из двух способов: метилированием 2'-ОН группы рибозы или превращением уридина в псевдоуридин. Большинство мякРНК позвоночных кодируется очень необычным способом: их гены расположены в интронах генов белков, так что мякРНК образуются в результате сплайсинга мРНК "гена-хозяина".

К настоящему моменту получен ряд данных о том, что нарушения экспрессии мякРНК могут иметь тяжелые последствия для организма. Так, делеция генов обнаруженных недавно мякРНК (HBII-52 и HBII-85) играет существенную, если не ведущую роль в патогенезе т.н. синдрома Прадера-Вилли - наследственного заболевания человека. Поэтому обнаружение и изучение новых мякРНК может послужить первым шагом к лечению ряда тяжелых болезней, причины которых до последнего времени оставались неизвестными.

На сегодняшний день даже для картированных модифицированных нуклеотидов рРНК найдены не все мякРНК. Кроме того, далеко не все модификации клеточных РНК известны. Обнаружение новых мякРНК необходимо для создания полной картины работы клетки и для выяснения универсальности представления о том, что каждая модификация такого вида направляется мякРНК. Помимо этого, обнаружение новых мякРНК может расширить наши представления о распространении и роли модификаций, а изучение разнообразия и функций генов-хозяев позволит ответить на фундаментальный вопрос о биологическом смысле кодирования мякРНК интронами генов и о том, случаен ли выбор гена-хозяина.

Отправной точкой для данной работы послужило исследование созданной в нашей лаборатории кДНК-библиотеки малых РНК из альфа-РНП частиц печени крысы. Эти частицы были впервые обнаружены как компонент кислоторастворимых белков хроматина (IConstantinova et al., 1984). К настоящему времени показано, что альфа-РНП содержат ряд протеасомных антигенов и, очевидно, представляют собой РНК-содержащие ядерные протеасомы (Konstantinova et al., 1999). Препарат альфа-РНК был любезно предоставлен лабораторией И.М. Константиновой (Институт цитологии РАН). В составе альфа-РНК, помимо транскриптов короткого ретропозона Ш, генов 4,5Si и 4,5Sh РНК, родственных SINEs, нами была обнаружена новая РНК, названная U87.

Целью данной работы было изучение РНК U87 и ее гена-хозяина.

Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи:

1. Определить, к какому семейству малых РНК относится U87 РНК.

2. Определить, кодируется ли U87 РНК независимым геном, интроном известного гена или интроном нового гена-хозяина. В последнем случае планировалось определить, кодирует ли ген-хозяин белок или продуцирует нкРНК и исследовать локализацию транскрипта в клетке.

3. Сравнить структуру и уровень консервативности нуклеотидной последовательности гена-хозяина U87 РНК и других генов-хозяев.

В результате проведенного исследования идентифицирована новая мякРНК C/D-семейства, способная направлять 2'-0-метилирование гуанилового остатка в положении 3468 28S рРНК и названная U87. Обнаружено, что U87 мякРНК кодируется интроном нового гена, названного U87HG (host gene). Этот ген относится к 5'ТОР-семейству генов "домашнего хозяйства" и у грызунов, в отличие от гена человека, имеет множественные старты транскрипции. Показано, что сплайсированная и полиаденилир о ванная U87HG РНК не способна кодировать белок из-за отсутствия длинных открытых рамок считывания и является, таким образом, некодирующей РНК. Фракция U87HG РНК ассоциирована с рибосомами и потому является мишенью для механизма деградации, уничтожающего в ходе трансляции мРНК с нонсенс-мутациями (nonsense-mediated mRNA decay, NMD). Однако U87HG РНК слабо подвержена NMD, что резко отличает ее от другой некодирующей РНК -UHG. Предложена модель, объясняющая такое разное поведение этих РНК.

Показано, что нуклеотидная последовательность U87HG РНК млекопитающих заметно более консервативна по сравнению с последовательностями других некодирующих генов-хозяев мякРНК, что может указывать на наличие у U87HG функции помимо продуцирования U87 мякРНК.

Впервые прослежены тенденции изменчивости некодирующих генов-хозяев у разных классов позвоночных. В ходе этого анализа обнаружены три новые мякРНК C/D-семейства и предсказаны их функции.

Полученные результаты расширяют имеющиеся данные о мякРНК, а также позволяют поставить под сомнение сложившееся представление о нефункциональности экзонных последовательностей некодирующих генов-хозяев мякРНК. Кроме того, они вносят вклад в представление о тенденциях изменений гомологичных генов у позвоночных.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

МАЛЫЕ ЯДРЫШКОВЫЕ РНК

Малые ядрышковые РНК (мякРНК, англ. - small nucleolar RNAs, snoRNAs) впервые описаны в конце 60-х годов в клетках млекопитающих, однако существенный прогресс в данной области достигнут только к середине 90-х благодаря развитию адекватных экспериментальных подходов. К настоящему времени известно более 100 видов мякРНК, и этот список продолжает расти. Круг распространения мякРНК очень широк: они присутствуют у всех эукариот и даже у архебактерий, где, видимо из-за отсутствия ядрышка, были названы sRNAs (sno-like).

МякРНК относятся к стремительно растущей группе некодирующих РНК, которые выполняют в клетке удивительно широкий спектр функций. МякРНК локализованы в ядрышке, количество их разновидностей и копий таксонспецифично. Например, у позвоночных видов этих РНК примерно в два раза больше, чем у дрожжей. Кроме того, в клетке позвоночных число молекул каждого вида лежит в диапазоне от 104 до 105 , а у дрожжей от 102 до 103 (Maxwell & Fournier, 1995).

Почти все известные мякРНК необходимы для процессинга pPHK. 18S, 5.8S и 25/28S рРНК транскрибируются в ядрышке в составе пре-рРНК. При созревании в этот предшественник вносится несколько разрывов, в результате чего удаляются внешние и внутренние транскрибируемые спейсеры и высвобождаются молекулы рРНК. Одновременно с транскрипцией начинаются модификации нуклеотидов рРНК, происходящие, за единичными исключениями (Lapeyre & Pumshothaman, 2004), на стадии пре-рРНК, еще до завершения транскрипции (Bachellerie & Cavaille, 1997). Интересно, что модификации полностью отсутствуют в транскрибируемых спейсерах (Bachellerie & Cavaille, 1997). Две наиболее распространенные модификации - метилирование остатков рибозы по 2'-ОН и превращение уридина в псевдоуридин. Количество таких модифицированных нуклеотидов различно у разных таксонов: например, у позвоночных насчитывается примерно 100 участков модификаций каждого вида, а у дрожжей - около 50 (Weinstein & Steitz, 1999). Почти все мякРНК определяют сайты модификации рРНК, а также участвуют в разрезании пре-рРНК.

Нуклеотидные последовательности мякРНК обладают рядом консервативных элементов. В соответствии с этим практически все мякРНК входят в состав одного из двух семейств:

- C/D-семейства (box C/D snoRNAs), к которому относятся мякРНК, содержащие консервативные последовательности С и D; большинство этих РНК вовлечено в метилирование рибозы;

Н/АСА-семейства (box Н/АСА snoRNAs), в состав которого входят мякРНК, содержащие консервативные последовательности Н и АСА; почти все РНК этого семейства направляют псевдоуридилирование;

К мякРНК также относят РНК, входящую в состав РНКазы MRP и иногда похожую на нее РНК РНКазы Р.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Макарова, Юлия Алексеевна

Выводы:

1. Описана новая малая ядрышковая РНК C/D-семейства, названная U87 мякРНК. Анализ нуклеотидной последовательности U87 РНК свидетельствует о том, что она вовлечена в 2'-0-метилирование G-3468 28S рРНК.

2. U87 мякРНК кодируется интроном некодирующего белок гена-хозяина, названного U87HG. U87HG относится к 5'ТОР-семейству генов "домашнего хозяйства". В отличие от гена человека, U87HG грызунов имеет множественные старты транскрипции.

3. Значительная часть молекул U87HG РНК, несмотря на отсутствие протяженных открытых рамок считывания, ассоциирована с рибосомами, однако слабо подвержена зависимой от трансляции деградации.

4. Нуклеотидная последовательность U87HG РНК млекопитающих более консервативна по сравнению с известными последовательностями некодирующих генов-хозяев мякРНК, что может указывать на наличие у U87HG функции помимо продуцирования U87 мякРНК.

5. U87HG и два других аналогичных некодирующих гена-хозяина (UHG и gas5) изменяются сходным образом у разных классов позвоночных. В частности, у млекопитающих наблюдается тенденция к уменьшению числа копий генов мякРНК в интронах.

6. В интронах некодирующих генов-хозяев UHG и gas5 позвоночных обнаружены гены трех новых мякРНК семейства C/D и предсказаны их функции.

Благодарности

Автор выражает искреннюю благодарность своему научному руководителю, Д.А. Крамерову, за обучение навыкам, необходимым для выполнения данной работы, а также за бесконечное терпение. Автор благодарит И.К. Гоголевскую (ИМБ РАН) за ценный вклад в экспериментальную работу на начальном этапе, JI.H. Гаузе (ИБР РАН), В.А. Куличкову и И.М. Константинову (ИЦ РАН) за предоставление препаратов альфа-РНК печени крысы, М. Ростовскую, Д. Иванова и B.C. Прасолова (ИМБ РАН) за помощь в работе с клеточными культурами, а также А.С. Кондрашова (NIH, USA) за плодотворное обсуждение результатов.

1.6.7. Заключение

Обычно у крупных таксонов, например, у позвоночных и растений, одна и та же мякРНК кодируется разными способами. Однако в пределах такого таксона мякРНК, как правило, кодируется одним способом. Например, мякРНК U23 кодируется 12 интроном гена нуклеолина у всех классов позвоночных. Тем не менее нередки случаи, когда мякРНК меняет генов-хозяев. Так, мякРНК U15 у человека кодируется интронами гена рибосомного белка S3, а у X. laevis — интронами гена рибосомного белка S1. Кроме того, мякРНК, подобно U14 мякРНК X. laevis, может иметь разных генов-хозяев у одного вида (Maxwell & Fournier, 1995). Такие данные позволили предположить, что мякРНК произошли от мобильных элементов. Однако у генов мякРНК отсутствуют предсказываемые таким сценарием концевые повторы (Maxwell & Fournier, 1995).

Возникает еще один вопрос: почему в пределах одного организма разные мякРНК кодируются различными способами. Ответ пока кажется очевидным только для независимо экспрессирующихся генов: так, у позвоночных все независимые гены кодируют мякРНК, участвующие в разрезании рРНК и потому жизненно необходимые. Хотя даже в этом случае все не так очевидно: у позвоночных две обнаруженных недавно мякРНК, кодируемых независимыми генами, направляют метилирование мяРНК (Tycowski et al., 2004), а у дрожжей большинство генов мякРНК независимые. Неясно также, в чем заключается биологический смысл (если он существует), того, что многие ортологичные мякРНК кодируются в разных крупных таксонах по-разному. Самым простым было бы предположение о том, что выбор способа кодирования случаен, однако оно не согласуется с наблюдаемым для мякРНК позвоночных феноменом: большинство генов-хозяев так или иначе вовлечены в трансляцию (см. раздел 1.7.). Непонятно, наконец, с чем вообще связано такое разнообразие организации генов мякРНК - среди других групп генов на сегодняшний день неизвестно ничего похожего.

Известно, что полицистронная организация генов позволяет координировано регулировать их экспрессию. У растений мякРНК организованы в кластеры, а у позвоночных локализованы в интронах генов, кодирующих в основном белки трансляционного аппарата. Эти гены, таким образом, тоже кодируют несколько продуктов, и поэтому тоже в некотором роде являются полицистонными. Похоже, что проблема координированной экспрессии функционально связанных генов у этих таксонов решается по-разному. Следует отметить, что для успешного процессинга почти всех генов мякРНК позвоночных необходим сплайсинг, тогда как у растений процессинг мякРНК не зависит от сплайсинга, что позволяет разнообразить организацию генов мякРНК. В условиях, когда сплайсинг угнетен, (например, при тепловом шоке (Bond, 1988)) мякРНК растений продолжают образовываться. Возможно, такая повышенная по сравнению с позвоночными устойчивость продуцирования мякРНК связана с тем, что растения в гораздо большей степени, чем животные, подвержены экстремальным нагрузкам.

1.7. Гены- хозяева мякРНК позвоночных

Большинство генов, из интронов которых образуются мякРНК, кодируют белки, необходимые для трансляции (факторы инициации и элонгации, белки рибосом и т.д.), или вовлеченные в функционирование ядрышка. Такое расположение представляется неслучайным и необходимо, вероятно, для координации экспрессии транскриптов РНК-полимераз I и II: интенсивность транскрипции рРНК и в конечном итоге образование рибосом оказываются связанными с уровнем транскрипции мРНК (Maxwell & Fournier, 1995).

Почти все гены-хозяева мякРНК позвоночных принадлежат к так называемому 5'ТОР семейству (5'- terminal oligopyrimidine) генов домашнего хозяйства (Pelczar & Filipowicz, 1998). К этому семейству относятся гены рибосомных белков и факторов транскрипции. Первым нуклеотидом в их мРНК является цитозин, за которым следует короткий (4-13 н.) тракт пиримидиновых остатков. Такое строение в сочетании со специфическими последовательностями, входящими в 5'-нетранслируемую область мРНК, позволяет координирование экспрессировать гены семейства в ответ на внешние сигналы (например, ростовые факторы). В результате происходит увеличение интенсивности трансляции (Amaldi & Pierandrei-Amaldi, 1997).

Интересно, что обнаружено несколько относящихся к 5-ТОР семейству генов-хозяев мякРНК (UHG, U17HG, U19H, gas5 и U50HG), экзоны которых содержат на всем протяжении множественные стоп-кодоны и поэтому не способны кодировать белок (Tycowski et al., 1996; Bortolin & Kiss, 1998; Pelczar & Filipowicz, 1998; Smith & Steitz, 1998; Tanalca et al., 2000). В ходе транскрипции из интронов образуются мякРНК, а некодирующий транскрипт гена-хозяина полиаденилируется и либо остается в ядре (U19H РНК), либо выходит в цитоплазму. Для двух транскриптов (UHG и gas5) показана ассоциация с рибосомами. Эти "мРНК" подвергаются быстрой деградации, зависимой от активности трансляционного аппарата. Это не единственный пример, когда гены мякРНК локализованы в интронах некодирующих генов, хотя таких случаев известно немного. Так, мякРНК RBII-36 крысы, экспрессирующаяся только в мозге и лишенная участков, комплементарных рРНК или мяРНК, кодируется интроном некодирующей РНК Bsr, экспрессирующейся только в нервной системе (Cavaille et al., 2001). Другим примером служит подверженный импринтингу ген SNURF-SNURPN, экспрессирующийся с отцовского аллеля во всех тканях (Gray et al., 1999). Его длина составляет около 450 Icb, а количество экзонов превышает 150. В дицистронной мРНК последовательно закодированы белок SNURF (англ. SNRPN upstream reading frame (экзоны 1-3) и сплайсосомный белок SmN (экзоны 4-10). Все оставшиеся экзоны некодирующие, а в их интронах расположены гены мякРНК, по одному гену на интрон: интроны 21- 52 содержат 27 копий мякРНК HBII-85, а интроны 63- 142 содержат 47 копий мякРНК HBII-52. Еще пять мякРНК, представленные меньшим числом копий, присутствуют в других интронах. Все эти мякРНК лишены участков, комплементарных рРНК или мяРНК и экспрессируются преимущественно или исключительно в головном мозге. 3'-концевая некодирующая часть гигантского транскрипта служит антисенс-РНК для транскрибирующегося в противоположном направлении белкового гена UBE3A (Runte et al., 2001). Делеция гена SNUIIP-SNTJRPN вместе со всеми некодирующими экзонами и мякРНК служит причиной большинства случаев (Ohta et al., 1999) т.н. синдрома Прадера-Вилли (Prader-Willi syndrome) - тяжелого наследственного заболевания, характеризующегося умственной отсталостью, ожирением, гипотонией мышц и рядом других признаков. В последнее время получен ряд данных о том, что делеция мякРНК, в частности, HBII-85 играет существенную, если не ведущую роль в патогенезе этого заболевания (см., например, (Ding et al., 2005, Schule et al., 2005)).

Еще одна кодируемая этим геном мякРНК, HBII-52/MBII-52 (даны названия гомологов у человека/мыши), содержит протяженный участок (18 н.), полностью комплементарный фрагменту экспрессирующейся только в головном мозге мРНК гена серотонинового рецептора 5-НТ2С (Cavaille et al., 2000). Интересно, что гены и MBII-52, и 5-НТ2С экспрессируются в мозге, но совместная их экспрессия наблюдается только в некоторых отделах. Потенциальной мишенью 2'-0-метилирования, которое могла бы направлять мякРНК HBII-52/MBII-52, служит адениловый остаток, который обычно подвергается редактированию и превращается в инозин (I). Совсем недавно (Vitali et al., 2005) для мыши получены убедительные свидетельства того, что MBII-52 действительно осуществляет такое метилирование и что при этом существенно снижается эффективность дезаминирования A-I. То есть 2'-0-метилирование снижает эффективность редактирования. При трансляции I прочитывается как G. Вероятно, таким образом осуществляется тонкая регуляция взаимодействия серотонинового рецептора с G-белком. Интересно, что мыши, нокаутные по гену 5-НТ2С, имеют дефекты, похожие на наблюдаемые при PWS.

В самое последнее время обнаружено следующее. Известно, что в результате альтернативного сплайсинга образуются две изоформы мРНК 5-НТ2С. Они отличаются размером пятого и шестого экзонов. Только длинная форма мРНК способна продуцировать функциональный рецептор. Во второй части пятого экзона (Vb, рис. 8) расположена последовательность (сайленсер), которая препятствует включению Vb в состав мРНК и, соответственно, происходит образование короткой формы мРНК 5-НТ2С. В составе Vb расположены 5 нуклеотидов, которые подвергаются редактированию. Редактирование обеспечивает включение Vb в состав мРНК. и в результате образуется полноразмерная форма. а

AUG ш И И ♦

5' - GGATJCG AUGUAGCA U.'.CGU УССР

А в ЕС

3' -СС

UAA(D)

IAGCC.

5-HT2CR нРНК

-5'

HBII-52

Рис. 8. МякРНК HBII-52 и мРНК серотонинового реценгора 5-НТ2С способны к комплементарным взаимодействиям, (а). Структура мРНК рецептора 5-ИТ2С человека, Р и D - проксимальный и дистальный сайты сплайсинга. IJAA{P) и UAA(D)- стоп кодом ы. используемые при альтернативном сплайсинге. Экзоны обозначены прямоугольниками (белый соответствует подверженному альтернативному сплайсингу экзону Vb). Номера экзонов даны римскими цифрами. Показаны образующиеся изоформы мРНК и соответствующие им белки. Обозначены кодируемые последовательностью Vb аминокислоты, расположенные во второй внутриклеточной петле рецептора, (б). Комплементарные взаимодействия между мякРНК HBII-52 и мРНК 5-IIT2C. Пять нуклеотидов (сайты А Е), подверженных редактированию (происходит дезаминирование А с образованием I), обозначены черными стрелками. Белой стрелкой отмечен проксимальный сайт сплайсинга (Р). Ьокс Г) выделен прямоугольником. По (Kishore & Stamm, 2006).

Однако редактирование снижает чувствительность рецептора 5-НТ2С к серотоннну в 10-100 раз. Обнаружено, что мякРНК HB1I-52/MBI1-52, антисенс-элемент которой комплементарен фрагменту Vb, обеспечивает включение Vb и соответственно образование длинной формы мРНК НВП-52/МВП-52 независимо от редактирования (Kishore & Stamm, 2006). Продукт такой нередактированной мРНК обладает высокой чувствительностью к серотонину. В норме клеточная популяция мРНК 5-НТ2С содержит как редактированные, так и нередактированиые формы. Очевидно, это необходимо для регуляции чувствительности нервных клеток к серотонину. В мозге людей, больных PWS, не только отсутствует мякРНК HBII-52, но и значительно снижено количество мРНК 5-НТ2С с нередактированной последовательностью Vb (Kishore & Stamm, 2006). Последнее обстоятельство, очевидно, вносит вклад в патогенез PWS. Благодаря проведенным исследованиям открывается путь для поиска стратегии лечения этой тяжелой болезни.

1.8. Транскрипция генов мякРНК

Транскрипцию самостоятельных генов осуществляют РНК-полимераза II (например, U3, U8 и U13PHK) и РНК-полимераза III (РНК РНКазы MRP, U3 РНК растений). 5'- концы транскриптов имеют 2,2,7-триметилгуанозиновый кэп или у-монометилфосфат, соответственно. МякРНК, кодирующиеся в интронах или экпрессирующиеся в составе полицистронного транскрипта, имеют немодифицированные 5'-концы. Такие мякРНК вырезаются из предшественника, после чего их концы формируются с участием экзонуклеаз.

3'- конец всех известных мякРНК не модифицирован (Maxwell & Fournier, 1995). .

1.9. Созревание и транспорт мякРНК

Существует несколько путей созревания мякРНК. Это связано прежде всего с различной организацией их генов, транскрибирующихся независимо в виде моно- и полицистроиных транскриптов или локализованных в интронах. В любом случае в предшественнике мякРНК после действия специфических эндонуклеаз или после разрезания последовательности нитрона в точке ветвления образуются свободные 5'- и 3'-концы. Они подвергаются атаке 5'- 3' и 3-5' экзонуклеаз, в результате активности которых формируются концы зрелых мякРНК. Полной экзонуклеолитической деградации мякРНК препятствует связывание с ними коровых белков.

Начальные стадии процессинга независимо транскрибирующихся генов осуществляют эндонуклеазы. У дрожжей большинство генов мякРНК именно такие и входят в состав моно-и полицистроиных транскриптов. Большинство этих транскриптов содержит сайты узнавания эндорибонуклеазы Rntlp (Chanfreau et al., 1998), рис. 6. Rntlp обладает эндонуклеазной активностью по отношению к двуцепочечной РНК и по этому признаку относится к семейству, объединяющему белки с общим названием РНКазы III (Elela et al., 1996). РНКазы этого семейства присутствуют у всех живых организмов и участвуют в процессинге рРНК, тРНК, мРНК, микроРНК, а также могут инициировать деградацию мРНК (Carmell & Hannon, 2004). Помимо мякРНК, Rntlp осуществляет процессинг рРНК и некоторых мяРНК (U5 и U2) (Abou Elela & Ares, 1998, Chanfreau et al., 1998). В ходе процессинга мякРНК Rntlp нарезает как полицистронные транскрипты (Chanfreau et al.,

1998), так и моноцистронные транскрипты (Kufel et al., 2000), рис. б. После ее действия остаются свободные концы незрелой мякРНК, которые укорачиваются экзонуклеазами: 5'-коцевая область подвергается атаке 5-3' экзонуклеаз Ratlp и Xrnlp (Petfalsld et al., 1998), a3'-концевая часть процессируется экзосомой, в частности, ее компонентом Rrp6p (Allmang et al., 1999). Экзосомы представляют собой комплексы большого числа (не менее 10) клеточных 3'-5' экзонуклеаз; они присутствуют как в ядре, так и в цитоплазме (van Hoof & Parker, 1999) и осуществляют формирование 3'-концов концов многих клеточных РНК, деградацию мРНК в цитоплазме и деградацию межцистронных последовательностей пре-рРНК (Butler, 2002).

Некоторые мякРНК дрожжей не содержат последовательностей, узнаваемых Rntlp. Формирование свободных 5'- и З'-концов у предшественников таких РНК осуществляют белки, которые вносят разрыв в РНК при разрезании/полиаденилировании мРНК (Fatica et al., 2000).

Процессинг мякРНК, кодируемых интронами, осуществляется двумя способами. Для созревания большей части мякРНК необходим сплайсинг и последующий гидролиз 2'-5' фосфодиэфирной связи в точке ветвления. Образовавшийся продукт (мякРНК с прилегающими к ней последовательностями) подвергается атаке экзонуклеаз и в результате формируется зрелая мякРНК (Kiss & Filipowicz, 1995), рис.б. Процессинг небольшого числа интронных мякРНК, в том числе у позвоночных (Caffarelli et al., 1994), не зависит от сплайсинга: сайты для экзонуклеаз образуются в результате действия на несплайсированную пре-мРНК эндонуклеаз (рис.б). Например, у дрожжей в этом процессе участвует Rntlp, которая вносит разрывы в стебель, формируемый интронными последовательностями, фланкирующими ген мякРНК, а экзонуклеолитическая деградация осуществляется, как и в случае независимых генов, Rati, Xrnl (Petfalsld et al., 1998) и экзосомой (Allmang et al.,

1999). В этом случае образование мякРНК и мРНК являются альтернативными путями, и возникает вопрос, каким образом осуществляется выбор между ними. Для дрожжей, где почти все немногочисленные интронные мякРНК процессируются таким образом, показано, что 5 из б этих мякРНК лишены концевого стебля. Фланкирующие их последовательности способны к комплементарному взаимодействию, однако в результате образуется неканонический субстрат для Rntlp, так что узнавать она его может только в присутствии белка мякРНП Noplp (см. раздел 1.10.1). Таким образом, процессинг мякРНК происходит только при наличии белков мякРНП, в противном случае происходит сплайсинг и образуется мРНК гена-хозяина (Giorgi et al., 2001). Другие эксперименты также свидетельствуют о том, что коровые белки мякРНП могут принимать активное участие в процессинге (Filipowicz & Pogacic, 2002).

Созревание интронных мякРНК происходит рядом с их генами (Samarsky et al., 1998), тогда как продессинг полицистронных транскриптов может происходить в тельцах Кахаля и в ядрышке (Shaw et al., 1998).

После созревания мякРНК и присоединения ряда белков образовавшийся РНП комплекс направляется в ТК (Narayanan et al., 19996). Там продолжается сборка и созревание некоторых мякРНП, например, U3 (Gerbi et al., 2003), и некоторых мякРНК растений (Filipowicz & Pogacic, 2002). Кроме того, в ТК удерживаются дефектные мякРНП (Narayanan et al., 19996). Наконец, собранные мякРНП транспортируются в ядрышко, хотя некоторые этапы созревания могут проходить и в нем (Filipowicz & Pogacic, 2002).

1.10. Формирование РНП

МякРНК in vivo всегда обнаруживаются в комплексе с белками, образуя т.н. малые ядерные рибонуклеопротеидные частицы (мякРНП). Часть мякРНП ассоциирована с созревающими рРНК (коэффициент седиментации комплекса - 70-90S), часть находится в свободном виде (10-15S) (Maxwell & Fournier, 1995).

1.10.1. Белки C/D мякРНП

Зрелые C/D мякРНК образуют стабильный комплекс с четырьмя консервативными белками, каждый из которых необходим для роста дрожжей (Filipowicz & Pogacic, 2002) (здесь и далее через слеш даны названия белка позвоночных и белка дрожжей): 15,5 кДа белком/8пи13р, NOP56/Nop56p, NOP58/Nop58p и с фибрилларином/Noplp (рис.9).

Все эти белки связываются с C/D-мотивом, стабилизируя мякРНК и предохраняя их концы от деградации экзонуклеазами (Kiss, 2004). Кроме того, эти белки необходимы для ядрышковой локализации C/D мякРНП, хотя эффекты, наблюдаемые при отсутствии каждого из них, несколько различны: удаление белков Noplp или Snul3p нарушает ядрышковую локализацию сильнее, чем удаление Nop56p или Nop58p (Verheggen et al., 2001).

Белок 15,5 кДа/ЭшйЗр относится к семейству РНК-связывающих белков, в состав которого входят также несколько рибосомных белков и белок NHP2, ассоциированный с Н/АСА мякРНП. Помимо C/D мякРНП, Snul3p, обнаружен в сплайсосомном комплексе, образованном U4/U6-U5 мяРНП, где, как и в C/D мякРНК. тоже связывается с K-turn мотивом (см. раздел 1.1.) U4 мяРНК (Watkins el al., 2000; Klein et al., 2001). фибрилл api

NOP58 (фибрилларин дискерин дискерин

15,5кДа

CAR1

GAR1

ANANNA

Бокс С

5'3' С/ОмякРНП

Бокс Н Бокс АСА

Н/АСА мякРНП

Рис.9. Строение СУП и Н/АСА мякРНП. Показано взаимодействие консервативных последовательностей мякРНК с белками и антисенс-элементов с рРНК, но (Brown et al., 2003) с изменениями.

Два других белка C/D мякР11П, NOP56/Nop56p и NOP58/Nop58p, являются гомологами (Gaulicr el al., 1997), рис. 10 и имеют сходство с белком 61кДа/Ргр31р, также входящим в состав U4/U6-U5 комплекса мяР1 III (Watkins et al., 2000).

В настоящее время неясно, имеет ли структурное сходство C/D- и мяРНП функциональное значение. Возможно, что после сплайсинга мРНК гена-хозяина Snul3p перемещается из сплайсосомы в формирующийся мякРНП комплекс. В связи с этим интересно отметить, что расстояние от конца гена мякРНК до точки ветвления является критическим для образования мякР1 IK (Iiirose & Steitz, 2001).

Реакцию метилирования осуществляет, очевидно, фибрилларин/Noplp, хотя ни для животных, ни для дрожжей это не было прямо показано (Filipowicz & Pogacic, 2002). Фибрилларин содержит домен, связывающий S-аденозилметионин, который служит донором метальных групп. Кроме того, аминокислотная последовательность и третичная структура фибрилларина имеет сходство с известными мети лтрансфе разам и. Наконец, демонстрация метилтрансферазной активности гомолога фибрилларина у архебактерий служит убедительным доводом в пользу аналогичной активности фибрилларина у эукариот (Omer et al., 2002).

1.10.2. Сборка C/D мякРНП

Для того чтобы началась сборка C/D мякРНП, в ходе сворачивания предшественника мякРНК должен образоваться C/D-мотив. Затем с C/D-мотивом связывается белок 15,5 кДа/SnulSp, который, видимо, взаимодействует непосредственно с петлей K-turn-мотива (Watlcins et al., 2000). Для связывания этого белка необходима целостность обеих двуцепочечных участков C/D- мотива, а их нуклеотидная последовательность не важна (Watlcins et al., 2002). Вероятно, связывание белка 15,5 кДа/8пи13р вызывает конформационные изменения мякРНК, так что она становится способной связывать остальные белки мякРНП (Watlcins et al., 2002). Таким образом, сборка C/D мякРНП является иерархическим процессом, включающим в себя несколько этапов.

Для мякРНК позвоночных, кодируемых интронами, показано, что связывание 15,5 кДа белка происходит во время сплайсинга, а именно, в течение так называемой стадии комплекса С1, когда с пре-мРНК связаны только U2, U5 и U6 мяРНП. Вероятно, белки сплайсосомы рекрутируют 15,5 кДа белок или убирают какие-то факторы, препятствовавшие его связыванию. Показано, что связывание 15,5 кДа белка и последующая сборка мякРНК происходят только тогда, когда мякРНК находится на оптимальном расстоянии (около 70 н.) от точки ветвления. Вероятно, это связано с тем, что при слишком близком расположении (50 и. и меньше) от точки ветвления белки мякРНП конкурируют за сайты связывания с белками сплайсосомы, а при слишком большом расстоянии (200 н. и больше), вероятно, сплайсосома уже не в состоянии рекрутировать 15,5 кДа белок (Hirose et al, 2003).

Интересно, что некоторые мякРНК расположены очень далеко (около 300 н.) от точки ветвления, но несмотря на это их процессинг проходит нормально (Hirose & Steitz, 2001). Оказалось, что последовательности, фланкирующие гены всех этих РНК, способны образовывать особенно длинные двуцепочечные участки длиной 12 п.н. и более. С предшественником мякРНК, стабилизированным такой структурой, 15,5 кДа белок и, очевидно, прочие коровые белки C/D РНП, могут связываться даже в отсутствие сплайсинга, хотя образования мяк РНК, естественно, не происходит. Таким образом, протяженный двуцепочечный участок, образуемый предшественником мякРНК, компенсирует неоптимальное положение мякРНК в интроне (Hirose et al., 2003).

Для связывания остальных трех белков C/D мякРНП с мякРНК абсолютно необходима не только целостность двуцепочечных участков C/D-мотива, но и нуклеотидная последовательность спирали 2, включающей в себя элементы С и D (рис. 26): любые изменения в ней, даже сохраняющие комплементарные взаимодействия, приводят к практически полной потере способности этих белков мякРНП связываться с мякРНК. Таким образом, последовательности С и D, формирующие спираль 2, необходимы для связывания остальных коровых белков мякРНП.

Детали процесса ассоциации этих белков с мякРНК все еще до конца не ясны, однако известно, что фибрилларин связывается с последовательностью D, a NOP58 - с последовательностью С, причем их связывание происходит независимо друг от друга (Cahill et al., 2002). Ассоциация фибрилларина с последовательностью D согласуется с его ролью метилтрансферазы, поскольку сайт метилирования определяется расстоянием именно от последовательности D. Связывание NOP56, который, как показано, не необходим для стабильности мякРНП, происходит только после связывания фибрилларина (Lafontaine & Tollervey, 2000), причем непосредственного взаимодействия NOP56 с C/D-мотивом не обнаружено (Cahill et al., 2002). Очевидно, NOP56 ассоциирует с C/D-мотивом за счет белок-белковых взаимодействий.

Следует отметить, что C/D мякРНК помимо последовательностей С и D содержат последовательности С1 и D', расположенные в центральной части молекулы и часто сближенные за счет образования шпильки (см. раздел 1.1). В связи с этим разумным выглядело бы предположение о том, что C/D мякРНК содержат две копии C/D-мотива и связывают два набора белков, обладая, таким образом, модульной структурой. Это предположение поддерживалось тем, что многие мякРНК обладают двумя антисенс-элементами, или только одним, но расположенным около элемента D'. Следовательно, предполагаемый C'/D'-мотив должен направлять реакцию метилирования, что и было продемонстрировано (Kiss-Laszlo et al., 1998). Однако C'/D'-мотив значительно менее консервативен по сравнению с C/D-мотивом: элементы С', D' и фланкирующие последовательности обычно вырождены и не способны формировать K-turn-мотив, необходимый для связывания белка 15,5 кДа/SnulBp и последующего формирования РНП. Действительно, показано, что 15,5 кДа белок взаимодействует только с C/D-мотивом, но не с C'/D'-мотивом (Szewczak et al., 2002). Не обнаружено и связывания с C'/D'-мотивом белка NOP58 (Cahill et al., 2002). Только NOP56 и фибрилларин способны связываться с C'/D'-мотивом: NOP56 - с элементом С', а фибрилларин - с С' и D' (Cahill et al., 2002). Таким образом, C/D мякРНП имеют асимметричную структуру (рис.9).

Интересно, что даже когда внутренние последовательности мякРНК способны формировать полноценный C'/D'-мотив, 15, 5 кДа белок все равно не может связаться с ним (Szewczak et al., 2002). Возможно, это связано с тем, что фибрилларин и Nop56 взаимодействуют в том числе с теми нуклеотидами C'/D'-мотива, которые необходимы для связывания 15, 5 кДа белка и таким образом перекрывают доступ 15,5 кДа белку к сайту связывания (Henras et al., 2004). Поскольку непосредственно в метилировании участвует только фибрилларин, для осуществления модификации, возможно, не требуется стабильного связывания всех коровых белков с C'/D'-мотивом. Фибрилларин же связан и с C/D, и с C'/D'-мотивом, так что C/D мякРНП скорее всего содержат две молекулы фибрилларина (Cahill et al., 2002).

Таким образом, к C/D и C'/D'-мотивам предъявляются, очевидно, разные требования: C'/D'-мотив должен только направлять метилирование, тогда как C/D-мотив обеспечивает еще и стабильность и ядрышковую локализацию мякРНП. Вероятно, такое распределение функций обусловливает асимметричное строение C/D мякРНП.

Эта ситуация удивительным образом контрастирует с наблюдаемой в архебактериях, где и с C/D, и с C'/D'-мотивами связывается по полному набору белков C/D мякРНП. Следует отметить, что у архебактерий боксы С' и D' почти никогда не бывают вырожденными (Henras et al., 2004).

1.10.3. Белки Н/АСА мякРНП

Как и C/D мякРНК, зрелые Н/АСА мякРНК тоже ассоциированы с четырьмя консервативными белками (Watkins et al., 1998; Henras et al., 1998): GARl/Garlp, дискерином (dyskerin)/Cbf5p, NHP2/Nhp2p и NOPlO/NoplOp (рис. 9) Все они прямо взаимодействуют с мякРНК (Dragon et al., 2000), необходимы для роста дрожжей и, за исключением GARl/Garlp, необходимы для стабильности мякРНК (Meier, 2005).

Центральный домен GARl/Garlp) прямо связывает мякРНК, а концевые домены, содержащие Gly/Arg повторы, благодаря которым белок получил свое название (Girard et al., 1992), стабилизируют связывание мякРНК с пре-рРНК и вовлечены в белок-белковые взаимодействия (Lafontaine & Tollervey, 1998). Удаление GAR1 ингибирует псевдоуридилирование (Bousquet-Antonelli et al., 1997), однако не влияет на аккумуляцию мякРНП.

Дискерин (NAP57)/Cbf5p является, очевидно, псевдоуридин-синтазой^ хотя, как и в случае с фибрилларином, прямо это показано не было. Дискерин содержит два мотива, присутствующих в большинстве псевдоуридин-синтаз (рис. 10) и имеет на протяженном участке 34% гомологию с псевдоуридин-синтазой E.coli TruB (Meier, 2005). Кроме того, при точечных мутациях этого белка уровень псевдоуридилирования рРНК резко снижается (нокаут у дрозофил и мышей приводит к эмбриональным деталям). Мутации в нем вызывают синдром преждевременного старения (dyskeratosis congenita) - наследственную болезнь, сопровождающуюся пойкилодермией (дистрофическим изменением кожи), дистрофией ногтей и рядом других симптомов (Mason el al., 2005).

Роль еще двух небольших основных коровых белков - NHP2/Nhp2p и NOPlO/NoplOp - до сих пор не вполне ясна, хотя оба необходимы для функционирования Н/АСА мякРНП. NHP2 впервые был выделен как связанный с хроматином негистоновый белок (Meier, 2005) и является гомологом 15,5 кДа белка C/D мякРНП, а также рибосомного белка L30. NOPIO (Henras et al„ 1998), хотя консервативен подобно прочим коровым белкам мякРНП, не содержит известных мотивов, не имеет гомологов среди коровых белков мякРНП и имеет длину всего 64 ак.

Интересно, что в составе C/D и Н/АСА мякР1 III присутствуют белки, содержащие одни и те же домены и даже гомологичные белки (рис. 10).

15.5К

NOP58 NOP56

Белки C/D мякРНП ш

Белки Н/АСА мякРНП

NHP2 NAP571

ТОО 200 МО 400 500 фибриппарин нет ил трансферам

GAR1

NOP1QI

Рис.10. Схема аминокислотных последовательностей белков C/D и Н/АСА мякРНП. Участки, обогащенные лизином, обозначены буквой К на зеленом фоне. RGG -глицин-аргинин-богатый домен. Желтым отмечен домен, характерный для метилтрансфераз. ¥ на красном фоне обозначены два серииовых кластера — мотивы, присутствующие в большинстве псевдоуридилаз. PUA - домен, общий у псевдоуридилаз и некоторых трансгликозилаз. Для белков NOP56 и NOP58, а также NHP2 и 15, 5 кДа белка приведены величины попарного сходства последовательностей, %. Масштаб, в котором нарисованы все последовательности, указан под последовательностью дискерина (NAP57). По (Meier, 2005).

Общие домены имеют псевдоуридин-синтаза дискерин (NAP57) и белки C/D РНП NOP56 и NOP58, а также метилтрансфераза фибрилларин и GAR1, Наиболее интересным представляется сходство белка NI1P2 с 15,5 кДа белком C/D мякРНП, который связывается с K-turn мотивом. Эти белки имеют ортолога в архебактериях - рибосомный белок L7Ae, который является коровым белком архебактериальных C/D и П/АСА мякРПГ! (Meter, 2005). Предположение о том, что в составе Н/АСА мякРНК тоже присутствует К-turn-мотив, ожидает своей проверки.

1.10.4. Сборка Н/АСА мякРНП

В отличие от C/D мякРНП, сборка которых проходит в несколько этапов, белки II/ACA мякРНП могут ассоциировать друг с другом в отсутствие РНК (Henras et а)., 2004): GAR1 и

NOP 10 способны связывать днскерин независимо друг от друга, а для связывания NHP2 дискерин должен предварительно ассоциировать с NOP 10. Для связывания Н/АСА РНК и у позвоночных, и у дрожжей достаточно тримера дискерин/NOP 10/NHP2 (Meier, 2005).

Как видно на электронных микрофотографиях очищенных дрожжевых Н/АСА мякРНП, каждая Н/АСА РНК ассоциирована с двумя наборами белков - очевидно, с каждой шпилькой связано по четыре коровых белка (Watkins et al., 1998).

1.10.5. Белки, участвующие в биогенезе C/D и Н/АСА мякРНП

Сборка мякРНП происходит котранскрипционно (Ballarino et al., 2005). И в сборку, и в транспорт мякРНП вовлечены вспомогательные белки, которые не связаны со зрелыми мякРНП и не необходимы для их функционирования. Пока известно менее десяти таких белков (Meier, 2005), наиболее изученные описаны ниже.

С мякРНК C/D-семейства слабо ассоциированы два структурно родственных нуклеоплазматических белка: TIP48 (известный также как TIP49b, RUVBL2, р50, ТАР54В и Reptin42) и TIP49 (известный также как TIP49a, RUVBL1, р55 и ТАР54) (Filipowicz & Pogacic, 2002). Эти белки обладают ДНК-хеликазной активностью и вовлечены в большое количество процессов, в частности, в репарацию и транскрипцию (Newman et al., 2000). Кроме того, они вовлечены в сборку и транспорт мякРНП. В частности, дрожжевой ортолог ТГР48 необходим для аккумуляции C/D и Н/АСА мякРНК, а также для ядрышковой локализации белков Noplp и Garlp - коровых компонентов мякРНП (Filipowicz & Pogacic, 2002).

В ядрышке и тельцах Кахаля присутствует белок Noppl40, который курсирует между этими органеллами и между ядрышком и цитоплазмой. Он взаимодействует с C/D и Н/АСА мякРНП и, видимо, участвует в их сборке и транспорте. По крайней мере, в дрожжах его гомолог необходим для аккумулирования Н/АСА РНК и для удержания C/D РНК в ядрышке (Filipowicz & Pogacic, 2002).

Белок SMN (survival of motoneurons), мутации в котором вызывают спинальную мышечную атрофию (spinal muscular atrophy), взаимодействует с коровыми белками C/D и Н/АСА мякРНП, фибрилларином и GAR1, и, вероятно, вовлечен в сборку мякРНП. Помимо этого SMN является одним из важнейших белков, вовлеченных в сборку РНП, которые участвуют в биогенезе рибосом, а также в сплайсинге и транскрипции (Filipowicz & Pogacic, 2002). Следует отметить, что этот такой важный для высших эукариот белок отсутствует в дрожжах: по крайней мере, его гомолог у них не обнаружен (Meier, 2005).

В отличие от мякРНК, направляющих модификации нуклеотидов, мякРНК, участвующие в процессинге рРНК обычно ассоциированы с более многочисленным набором белков. Например, U3 РНП, участвующий в образовании 18S рРНК из предшественника, помимо четырех обычных коровых белков содержит еще один дополнительный, и некоторую часть времени связан еще по меньшей мере с семью другими белками (Filipowicz & Pogacic, 2002).

1.11. Модификации рРНК и их роль

1.11.1. Виды модификаций РНК у разных таксонов

Модификации нуклеотидов РНК разнообразны и нередко встречаются в клетке. Наибольшее количество модифицированных нуклеотидов содержится в тРНК, в рРНК и в мяРНК, хотя встречаются они и в мРНК - например, инозин, образующийся из аденина в результате редактирования, и 2'-0-метилированные нуклеотиды. По сравнению с бактериями, у эукариот модифицированные нуклеотиды, в частности, в рРНК, встречаются значительно чаще (Таблица 2).

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Макарова, Юлия Алексеевна, 2006 год

1. Abou Elela S, Ares M, Jr. 1998. Depletion of yeast RNase III blocks correct U2 3' end formationand results in polyadenylated but functional U2 snRNA. Embo J17:3738-3746.

2. Accardo MC, Giordano E, Riccardo S, Digilio FA, Iazzetti G, Calogero RA, Furia M. 2004. Acomputational search for box C/D snoRNA genes in the Drosophila melanogaster genome. Bioinformatics 20:3293-3301.

3. Agrawal MG, Bowman LH. 1987. Transcriptional and translational regulation of ribosomalprotein formation during mouse myoblast differentiation. J Biol Chem 262:4868-4875.

4. Allmang C, Kufel J, Chanfreau G, Mitchell P, Petfalski E, Tollervey D. 1999. Functions of theexosome in rRNA, snoRNA and snRNA synthesis. Embo J /5:5399-5410.

5. Amaldi F, Pierandrei-Amaldi P. 1997. TOP genes: a translationally controlled class of genesincluding those coding for ribosomal proteins. Prog Mol Subcell Biol /5:1-17.

6. Atzorn V, Fragapane P, Kiss T. 2004. U17/snR30 is a ubiquitous snoRNA with two conservedsequence motifs essential for 18S rRNA production. Mol Cell Biol 24:1769-1778.

7. Bachellerie JP, Cavaille J. 1997. Guiding ribose methylation of rRNA. Trends Biochem Sci22:257-261.

8. Badis G, Fromont-Racine M, Jacquier A. 2003. A snoRNA that guides the two most conservedpseudouridine modifications within rRNA confers a growth advantage in yeast. Rnci 9:771779.

9. Balakin AG, Smith L, Fournier MJ. 1996. The RNA world of the nucleolus: two major familiesof small RNAs defined by different box elements with related functions. Cell 56:823-834.

10. Ballarino M, Morlando M, Pagano F, Fatica A, Bozzoni I. 2005. The cotranscriptional assemblyof snoRNPs controls the biosynthesis of H/ACA snoRNAs in Saccharomyces cerevisiae. Mol Cell Biol 25:5396-5403.

11. Blanchard SC, Puglisi JD. 2001. Solution structure of the A loop of 23S ribosomal RNA. Proc

12. Natl Acad Sci USA 95:3720-3725.

13. Boffelli D, Nobrega MA, Rubin EM. 2004. Comparative genomics at the vertebrate extremes.1. Nat Rev Genet 5:456-465.

14. Bond U. 1988. Heat shock but not other stress inducers leads to the disruption of a sub-set ofsnRNPs and inhibition of in vitro splicing in HeLa cells. Embo J 7:3509-3518.

15. Bonnerot C, Pintard L, Lutfalla G. 2003. Functional redundancy of Spblp and a snR52dependent mechanism for the 2'-0-ribose methylation of a conserved rRNA position in yeast. Mol Cell /2:1309-1315.

16. Bortolin ML, Ganot P, Kiss T. 1999. Elements essential for accumulation and function of smallnucleolar RNAs directing site-specific pseudouridylation of ribosomal RNAs. Em bo J 75:457-469.

17. Bortolin ML, Kiss T. 1998. Human U19 intron-encoded snoRNA is processed from a longprimary transcript that possesses little potential for protein coding. Rna 4:445-454.

18. Bousquet-Antonelli C, Henry Y, G'Elugne J P, Caizergues-Ferrer M, Kiss T. 1997. A smallnucleolar RNP protein is required for pseudouridylation of eukaryotic ribosomal RNAs. EmboJ16:4770-4776.

19. Brennan CM, Steitz JA. 2001. HuR and mRNA stability. Cell Mol Life Sci 55:266-277.

20. Brown JW, Clark GP, Leader DJ, Simpson CG, Lowe T. 2001. Multiple snoRNA gene clustersfrom Arabidopsis. Rna 7:1817-1832.

21. Brown JW, Echeverria M, Qu LH. 2003. Plant snoRNAs: functional evolution and new modesof gene expression. Trends Plant Sci 5:42-49.

22. Bugl H, Fauman EB, Staker BL, Zheng F, Kushner SR, Saper MA, Bardwell JC, Jakob U. 2000.

23. RNA methylation under heat shock control. Mol Cell 6:349-360.

24. Burge C, Karlin S. 1997. Prediction of complete gene structures in human genomic DNA. J Mol1. Biol 268:78-94.

25. Butler JS. 2002. The yin and yang of the exosome. Trends Cell Biol 12:90-96.

26. Caetano-Anolles G. 2002. Tracing the evolution of RNA structure in ribosomes. Nucleic Acids1. Res 30:2575-2587.

27. Caffarelli E, Arese M, Santoro B, Fragapane P, Bozzoni I. 1994. In vitro study of processing ofthe intron-encoded U16 small nucleolar RNA in Xenopus laevis. Mol Cell Biol 14:29662974.

28. Cahill NM, Friend K, Speckmann W, Li ZH, Terns RM, Terns MP, Steitz JA. 2002. Sitespecific cross-linking analyses reveal an asymmetric protein distribution for a box C/D snoRNP. Embo /27:3816-3828.

29. Carmell MA, Harmon GJ. 2004. RNase III enzymes and the initiation of gene silencing. Nat

30. Struct Mol Biol 77:214-218.

31. Carmo-Fonseca M. 2002. New clues to the function of the Cajal body. EMBO Rep 3:126-121.

32. Cavaille J, Buiting K, Kiefmann M, Lalande M, Brannan CI, Horsthemke B, Bachellerie JP,

33. Brosius J, Huttenhofer A. 2000. Identification of brain-specific and imprinted smallnucleolar RNA genes exhibiting an unusual genomic organization. Proc Natl Acad Sci U S A 97:14311-14316.

34. Cavaille J, Vitali P, Basyulc E, Huttenhofer A, Bachellerie JP. 2001. A novel brain-specific box

35. C/D small nucleolar RNA processed from tandemly repeated introns of a noncoding RNA gene in rats. J Biol Chem 276:26374-26383.

36. Chanfreau G, Legrain P, Jacquier A. 1998. Yeast RNase III as a key processing enzyme in smallnucleolar RNAs metabolism. J Mol Biol 284:975-988.

37. Chanfreau G, Rotondo G, Legrain P, Jacquier A. 1998. Processing of a dicistronic smallnucleolar RNA precursor by the RNA endonuclease Rntl. Embo J17:3726-3737.

38. Chang DD, Clayton DA. 1987. A mammalian mitochondrial RNA processing activity containsnucleus-encoded RNA. Science 235:1178-1184.

39. Charette M, Gray MW. 2000. Pseudouridine in RNA: what, where, how, and why. IUBMB Life49:341-351.

40. Chen CL, Liang D, Zhou H, Zhuo M, Chen YQ, Qu LH. 2003. The high diversity of snoRNAsin plants: identification and comparative study of 120 snoRNA genes from Oryza sativa. Nucleic Acids Res 57:2601-2613.

41. Cheng J, Belgrader P, Zhou X, Maquat LE. 1994. Introns are cis effectors of the nonsensecodon-mediated reduction in nuclear mRNA abundance. Mol Cell Biol 14:6311-6325.

42. Child SJ, Miller MK, Geballe AP. 1999. Translational control by an upstream open readingframe in the HER-2/neu transcript. J Biol Chem 274:24335-24341.

43. Chomczynski P, Sacchi N. 1987. Single-step method of RNA isolation by acid guanidiniumthiocyanate- phenol-chloroform extraction. Anal Biochem 162:156-159.

44. Darzacq X, Jady BE, Verheggen C, Kiss AM, Bertrand E, Kiss T. 2002. Cajal body-specificsmall nuclear RNAs: a novel class of 2'-0-methylation and pseudouridylation guide RNAs. Embo J 21:2146-2156.

45. Davis DR, Poulter CD. 1991. 1H-15N NMR studies of Escherichia coli tRNA(Phe) from hisTmutants: a structural role for pseudouridine. Biochemistry 50:4223-4231.

46. Decatur WA, Fournier MJ. 2002. rRNA modifications and ribosome function. Trends Biochem1. Sci 27:344-351.

47. Dennis PP, Omer A, Lowe T. 2001. A guided tour: small RNA function in Archaea. Mol1. Microbiol 40:509-519.

48. Ding F, Prints Y, Dhar MS, Johnson DIC, Garnacho-Montero C, Nicholls RD, Francke U. 2005.1.ck of Pwcrl/MBII-85 snoRNA is critical for neonatal lethality in Prader-Willi syndrome mouse models. Mamm Genome 76:424-431.

49. Dostie J, Dreyfuss G. 2002. Translation is required to remove Y14 from mRNAs in thecytoplasm. Curr Biol 72:1060-1067.

50. Dragon F, Pogacic V, Filipowicz W. 2000. In vitro assembly of human H/ACA small nucleolar

51. RNPs reveals unique features of U17 and telomerase RNAs. Mol Cell Biol 20:3037-3048.

52. Elela SA, Igel H, Ares M, Jr. 1996. RNase III cleaves eukaryotic preribosomal RNA at a U3snoRNP-dependent site. Cell 55:115-124.

53. Etheridge KT, Banik SS, Armbmster BN, Zhu Y, Terns RM, Terns MP, Counter CM. 2002.

54. The nucleolar localization domain of the catalytic subunit of human telomerase. J Biol Chem 277:24764-24770.

55. Fatica A, Morlando M, Bozzoni I. 2000. Yeast snoRNA accumulation relies on a cleavagedependent/polyadenylation-independent З'-processing apparatus. Embo J 79:6218-6229.

56. Filipowicz W, Pogacic V. 2002. Biogenesis of small nucleolar ribonucleoproteins. Curr Opin1. Cell Biol 14:319-327.

57. Filippini D, Renzi F, Bozzoni I, Caffarelli E. 2001. U86, a novel snoRNA with anunprecedented gene organization in yeast. Biochem Biophys Res Commun 288:16-21.

58. Freeman JE, Stirling D, Russell AL, Wolf CR. 1992. cDNA sequence, deduced amino acidsequence, predicted gene structure and chemical regulation of mouse Cyp2el. Biochem J 281 (Pt3):689-695.

59. Gall JG. 2000. Cajal bodies: the first 100 years. Annu Rev CellDev Biol 76:273-300.

60. Gall JG, Bellini M, Wu Z, Murphy C. 1999. Assembly of the nuclear transcription andprocessing machinery: Cajal bodies (coiled bodies) and transcriptosomes. Mol Biol Cell 70:4385-4402.

61. Ganot P, Bortolin ML, Kiss T. 1997. Site-specific pseudouridine formation in preribosomal

62. RNA is guided by small nucleolar RNAs. Cell 5P:799-809.

63. Gautier T, Berges T, Tollervey D, Hurt E. 1997. Nucleolar KKE/D repeat proteins Nop56p and

64. Nop58p interact with Noplp and are required for ribosome biogenesis. Mol Cell Biol 77:7088-7098.

65. Gerbi SA, Borovjagin AV, Lange TS. 2003. The nucleolus: a site of ribonucleoproteinmaturation. Curr Opin Cell Biol 75:318-325.

66. Gibbs RA et al. 2004. Genome sequence of the Brown Norway rat yields insights intomammalian evolution. Nature 428:493-521.

67. Giordano E, Peluso I, Senger S, Furia M. 1999. minifly, a Drosophila gene required forribosome biogenesis. J Cell Biol /44:1123-1133.

68. Giorgi C, Fatica A, Nagel R, Bozzoni I. 2001. Release of U18 snoRNA from its host intronrequires interaction of Noplp with the Rntlp endonuclease. Embo J20:6856-6865.

69. Girard JP, Lehtonen H, Caizergues-Ferrer M, Amalric F, Tollervey D, Lapeyre B. 1992. GAR1is an essential small nucleolar RNP protein required for pre-rRNA processing in yeast. Embo J 11:673-682.

70. Gray ТА, Saitoh S, Nicholls RD. 1999. Ал imprinted, mammalian bicistronic transcript encodestwo independent proteins. Proc Natl Acad Sci USA 96:5616-5621.

71. Green R, Noller HF. 1996. In vitro complementation analysis localizes 23S rRNAposttranscriptional modifications that are required for Escherichia coli 50S ribosomal subunit assembly and function. Rna 2:1011-1021.

72. Green R, Noller HF. 1999. Reconstitution of functional 50S ribosomes from in vitro transcriptsof Bacillus stearothermophilus 23S rRNA. Biochemistry 35:1772-1779.

73. Greenwood SJ, Schnare MN, Gray MW. 1996. Molecular characterization of U3 smallnucleolar RNA from the early diverging protist, Euglena gracilis. Curr Genet 30:338-346.

74. Hartmann E, Hartmann RK. 2003. The enigma of ribonuclease P evolution. Trends Genet19:561-569.

75. Hellmann I, Zollner S, Enard W, Ebersberger I, Nickel B, Paabo S. 2003. Selection on humangenes as revealed by comparisons to chimpanzee cDNA. Genome Res /3:831-837.

76. Henras A, Henry Y, Bousquet-Antonelli C, Noaillac-Depeyre J, Gelugne JP, Caizergues-Ferrer

77. M. 1998. Nhp2p and Nop 1 Op are essential for the function of H/ACA snoRNPs. Embo J /7:7078-7090.

78. Henras AK, Capeyrou R, Henry Y, Caizergues-Ferrer M. 2004. Cbf5p, the putativepseudouridine synthase of H/ACA-type snoRNPs, can form a complex with Garlp and NoplOp in absence of Nhp2p and box H/ACA snoRNAs. Rna /0:1704-1712.

79. Henras AK, Dez C, Henry Y. 2004. RNA structure and function in C/D and H/ACA s(no)RNPs.

80. Curr Opin Struct Biol /4:335-343.

81. Higgins DG, Bleasby AJ, Fuchs R. 1992. CLUSTAL V: improved software for multiplesequence alignment. Comput Appl Biosci 8:189-191.

82. Hinnebusch AG. 1997. Translational regulation of yeast GCN4. A window on factors thatcontrol initiator-trna binding to the ribosome. J Biol Chem 272:21661-21664.

83. Hirose T, Shu MD, Steitz JA. 2003. Splicing-dependent and -independent modes of assemblyfor intron-encoded box C/D snoRNPs in mammalian cells. Mol Cell 12:113-123.

84. Hirose T, Steitz JA. 2001. Position within the host intron is critical for efficient processing ofbox C/D snoRNAs in mammalian cells. Proc Natl Acad Sci USA 95:12914-12919.

85. Huang ZP, Zhou H, Liang D, Qu LH. 2004. Different expression strategy: multiple intronicgene clusters of box H/ACA snoRNA in Drosophila melanogaster. J Mol Biol 341:669-683.

86. Inoue H, Nojima H, Okayama H. 1990. High efficiency transformation of Escherichia coli withplasmids. Gene 96:23-28.

87. Jady BE, Bertrand E, Kiss T. 2004. Human telomerase RNA and box H/ACA scaRNAs share acommon Cajal body-specific localization signal. J Cell Biol 164:647-652.

88. Jady BE, Kiss T. 2001. A small nucleolar guide RNA functions both in 2'-0-ribose methylationand pseudouridylation of the U5 spliceosomal RNA. Embo J 20:541-551.

89. Jarrous N. 2002. Human ribonuclease P: subunits, function, and intranuclear localization. Rna5:1-7.

90. Jiang W, Middleton K, Yoon HJ, Fouquet C, Carbon J. 1993. An essential yeast protein,

91. CBF5p, binds in vitro to centromeres and microtubules. Mol Cell Biol 13:4884-4893.

92. Kessler O, Chasin LA. 1996. Effects of nonsense mutations on nuclear and cytoplasmic adeninephosphoribosyltransferase RNA. Mol Cell Biol 16:4426-4435.

93. Khaitovich P, Tenson T, Kloss P, Mankin AS. 1999. Reconstitution of functionally active

94. Thermus aquaticus large ribosomal subunits with in vitro-transcribed rRNA. Biochemistry 35:1780-1788.

95. King TH, Liu B, McCully RR, Fournier MJ. 2003. Ribosome structure and activity are alteredin cells lacking snoRNPs that form pseudouridines in the peptidyl transferase center. Mol Cell 11:425-435.

96. Kirloiess EF, Bafna V, Halpern AL, Levy S, Remington K, Rusch DB, Delcher AL, Pop M,

97. Wang W, Fraser CM, Venter JC. 2003. The dog genome: survey sequencing and comparative analysis. Science 307:1898-1903.

98. Kishore S, Stamm S. 2006. The snoRNA HBII-52 regulates alternative splicing of the serotoninreceptor 2C. Science 311:230-232.

99. Kiss-Laszlo Z, Henry Y, Kiss T. 1998. Sequence and structural elements of methylation guidesnoRNAs essential for site-specific ribose methylation of pre-rRNA. Embo J17:797-807.

100. Kiss AM, Jady BE, Bertrand E, Kiss T. 2004. Human box H/ACA pseudouridylation guide

101. RNA machinery. Mol Cell Biol 24:5797-5807.

102. Kiss AM, Jady BE, Darzacq X, Verheggen C, Bertrand E, Kiss T. 2002. A Cajal body-specificpseudouridylation guide RNA is composed of two box H/ACA snoRNA-like domains. Nucleic Acids Res 30:4643-4649.

103. Kiss Т. 2004. Biogenesis of small nuclear RNPs. J Cell Sci 117:5949-5951.

104. Kiss T, Filipowicz W. 1995. Exonucleolytic processing of small nucleolar RNAs from premRNA introns. Genes Dev 9:1411-1424.

105. Kiss T, Marshallsay C, Filipowicz W. 1991. Alteration of the RNA polymerase specificity of

106. U3 snRNA genes during evolution and in vitro. Cell 65:517-526.

107. Klein DJ, Schmeing TM, Moore PB, Steitz ТА. 2001. The kink-turn: a new RNA secondarystructure motif. Embo J 20:4214-4221.

108. Konstantinova IM, Kulichkova VA, Evteeva IN, Mittenberg AG, Volkova IV, Ermolaeva JB,

109. Gause LN. 1999. The specific endoribonuclease activity of small nuclear and cytoplasmic alpha-RNPs. FEBS Lett 4(52:407-410.

110. Konstantinova IM, Turoverova LV, Petukhova OA, Vorob'ev VI. 1984. Cortisone-inducedsmall RNP tightly bound to chromatin. FEBSLett 177:241-245.

111. Korf I, Flicek P, Duan D, Brent MR. 2001. Integrating genomic homology into gene structureprediction. Bioinformcitics 17 Suppl i:S140-148.

112. Kozak M. 1986. Point mutations define a sequence flanking the AUG initiator codon thatmodulates translation by eukaryotic ribosomes. Cell 44:283-292.

113. Kozak M. 1987. Effects of intercistronic length on the efficiency of reinitiation by eucaryoticribosomes. Mol Cell Biol 7:3438-3445.

114. Kozak M. 2001. Constraints on reinitiation of translation in mammals. Nucleic Acicls Res29:5226-5232.

115. Kruszka K, Barneche F, Guyot R, Ailhas J, Meneau I, Schiffer S, Marchfelder A, Echeverria

116. M. 2003. Plant dicistronic tRNA-snoRNA genes: a new mode of expression of the small nucleolar RNAs processed by RNase Z. Embo J22:621-632.

117. Kuersten S, Goodwin EB. 2003. The power of the 3' UTR: translational control anddevelopment. Nat Rev Genet 4:626-637.

118. Kufel J, Allmang C, Chanfreau G, Petfalski E, Lafontaine DL, Tollervey D. 2000. Precursorsto the U3 small nucleolar RNA lack small nucleolar RNP proteins but are stabilized by La binding. Mol Cell Biol 20:5415-5424.

119. Lafontaine DL, Bousquet-Antonelli C, Henry Y, Caizergues-Ferrer M, Tollervey D. 1998. Thebox H + АСА snoRNAs carry Cbf5p, the putative rRNA pseudouridine synthase. Genes Dev 12:527-537.

120. Lafontaine DL, Tollervey D. 1998. Birth of the snoRNPs: the evolution of the modificationguide snoRNAs. Trends Biochem Sci 23:383-388.

121. Lafontaine DL, Tollervey D. 2000. Synthesis and assembly of the box C+D small nucleolar

122. RNPs. Mol Cell Biol 20:2650-2659.

123. Lapeyre B, Purushothaman SK. 2004. Spblp-directed formation of Gm2922 in the ribosomecatalytic center occurs at a late processing stage. Mol Cell 16:663-669.

124. Le Hir H, Izaurralde E, Maquat LE, Moore MJ. 2000. The spliceosome deposits multipleproteins 20-24 nucleotides upstream of mRNA exon-exon junctions. Embo J 19:6860-6869.

125. Lee SY, Rasheed S. 1990. A simple procedure for maximum yield of high-quality plasmid

126. DNA. Biotechniques 9:616-619.

127. Lemieux R, Beaud G. 1982. Expression of vaccinia virus early mRNA in Ehrlich ascites tumorcells. 2. Part of the polysomes at an early stage of virus infection are not bound to the cytoskeleton. Eur J Biochem 129:213-219.

128. Lercher MJ, Urrutia AO, Hurst LD. 2002. Clustering of housekeeping genes provides a unifiedmodel of gene order in the human genome. Nat Genet 37:180-183.

129. Li SG, Zhou H, Luo YP, Zhang P, Qu LH. 2005. Identification and functional analysis of 20

130. Box H/ACA small nucleolar RNAs (snoRNAs) from Schizosaccharomyces pombe. J Biol Chem 280:16446-16455.

131. Liang XH, Uliel S, Hury A, Barth S, Doniger T, Unger R, Michaeli S. 2005. A genome-wideanalysis of C/D and H/ACA-like small nucleolar RNAs in Trypanosoma brucei reveals a trypanosome-specific pattern of rRNA modification. Rna 77:619-645.

132. Lincoln AJ, Monczak Y, Williams SC, Johnson PF. 1998. Inhibition of CCAAT/enhancerbinding protein alpha and beta translation by upstream open reading frames. J Biol Chem 273:9552-9560.

133. Lowe TM, Eddy SR. 1999. A computational screen for methylation guide snoRNAs in yeast.1. Science 253:1168-1171.

134. Lukowiak AA, Narayanan A, Li ZH, Terns RM, Terns MP. 2001. The snoRNA domain ofvertebrate telomerase RNA functions to localize the RNA within the nucleus. Rna 7:18331844.

135. Luukkonen BG, Tan W, Schwartz S. 1995. Efficiency of reinitiation of translation on humanimmunodeficiency virus type 1 mRNAs is determined by the length of the upstream open reading frame and by intercistronic distance. J Virol 69:4086-4094.

136. Maden BE. 1990. The numerous modified nucleotides in eukaryotic ribosomal RNA. Prog

137. Nucleic Acid Res Mol Biol 39:241-303.

138. Makalowski W, Boguski MS. 1998. Evolutionary parameters of the transcribed mammaliangenome: an analysis of 2,820 orthologous rodent and human sequences. Proc Natl Acad Sci USA 95:9407-9412.

139. Maquat LE. 2004. Nonsense-mediated mRNA decay: splicing, translation and mRNPdynamics. Nat Rev Mol Cell Biol 5:89-99.

140. Mason PJ, Wilson DB, Bessler M. 2005. Dyskeratosis congenita ~ a disease of dysfunctionaltelomere maintenance. Curr Mol Med 5:159-170.

141. Mathews DH, Sabina J, Zuker M, Turner DH. 1999. Expanded sequence dependence ofthermodynamic parameters improves prediction of RNA secondary structure. J Mol Biol 255:911-940.

142. Mattick JS. 2005. The functional genomics of noncoding RNA. Science 309:1527-1528.

143. Maxwell ES, Fournier MJ. 1995. The small nucleolar RNAs. Annu Rev Biochem 64:Ю1-9ЪА.

144. Mazumder B, Seshadri V, Fox PL. 2003. Translational control by the З'-UTR: the ends specifythe means. Trends Biochem Sci 28:91-98.

145. Meier UT. 2005. The many facets of Н/АСА ribonucleoproteins. Chromosoma 114:1-14.

146. Meijer HA, Thomas AA. 2002. Control of eukaryotic protein synthesis by upstream openreading frames in the 5'-untranslated region of an mRNA. Biochem J 367:1-11.

147. Menon KP, Neufeld EF. 1994. Evidence for degradation of mRNA encoding alpha-Liduronidase in Hurler fibroblasts with premature termination alleles. Cell Mol Biol (Noisy-le-grand) 40:999-1005.

148. Mishra RK, Eliceiri GL. 1997. Three small nucleolar RNAs that are involved in ribosomal

149. RNA precursor processing. Proc Natl Acad Sci USA 94:4972-4977.

150. Mitchell JR, Cheng J, Collins K. 1999. A box H/ACA small nucleolar RNA-like domain at thehuman telomerase RNA 3' end. Mol Cell Biol 79:567-576.

151. Morris DR, Geballe AP. 2000. Upstream open reading frames as regulators of mRNAtranslation. Mol Cell Biol 20:8635-8642.131. (a) Narayanan A, Lukowiak A, Jady BE, Dragon F, Kiss T, Terns RM, Terns MP. 1999.

152. Newby MI, Greenbaum NL. 2001. A conserved pseudouridine modification in eukaryotic U2snRNA induces a change in branch-site architecture. Rna 7:833-845.

153. Newman DR, ICuhn JF, Shanab GM, Maxwell ES. 2000. Box C/D snoRNA-associatedproteins: two pairs of evolutionarily ancient proteins and possible links to replication and transcription. Rna (5:861-879.

154. Newton K, Petfalski E, Tollervey D, Caceres JF. 2003. Fibrillarin is essential for earlydevelopment and required for accumulation of an intron-encoded small nucleolar RNA in the mouse. Mol Cell Biol 23:8519-8527.

155. Noensie EN, Dietz HC. 2001. A strategy for disease gene identification through nonsensemediated mRNA decay inhibition. Nat Biotechnol /9:434-439.

156. Noon ICR, Bruenger E, McCloskey JA. 1998. Posttranscriptional modifications in 16S and 23SrRNAs of the archaeal hyperthermophile Sulfolobus solfataricus. J Bacteriol 180:28832888.

157. Ofengand J, Malhotra A, Remme J, Gutgsell NS, Del Campo M, Jean-Charles S, Peil L, Kaya

158. Y. 2001. Pseudouridines and pseudouridine synthases of the ribosome. Colcl Spring Harb Symp Quant Biol (5(5:147-159.

159. Ogurtsov AY, Roytberg MA, Shabalina SA, ICondrashov AS. 2002. OWEN: aligning longcollinear regions of genomes. Bioinformatics 75:1703-1704.

160. Ohta T, Gray ТА, Rogan PIC, Buiting K, Gabriel JM, Saitoh S, Muralidhar B, Bilienska B,

161. Krajewska-Walasek M, Driscoll DJ, Horsthemke B, Butler MG, Nicholls RD. 1999. Imprinting-mutation mechanisms in Prader-Willi syndrome. Am J Hum Genet (54:397-413.

162. Omer AD, Lowe TM, Russell AG, Ebhardt H, Eddy SR, Dennis PP. 2000. Homologs of smallnucleolar RNAs in Archaea. Science 288:517-522.

163. Omer AD, Ziesche S, Ebhardt H, Dennis PP. 2002. In vitro reconstitution and activity of a C/Dbox methylation guide ribonucleoprotein complex. Proc Natl Acad Sci USA 99:5289-5294.

164. Parker R, Simmons T, Shuster EO, Siliciano PG, Guthrie C. 1988. Genetic analysis of smallnuclear RNAs in Saccharomyces cerevisiae: viable sextuple mutant. Mol Cell Biol 5:31503159.

165. Peculis B. 1997. RNA processing: pocket guides to ribosomal RNA. Curr Biol 7:R480-482.

166. Pelczar P, Filipowicz W. 1998. The host gene for intronic U17 small nucleolar RNAs inmammals has no protein-coding potential and is a member of the 5'-terminal oligopyrimidine gene family. Mol Cell Biol 75:4509-4518.

167. Peri S, Pandey A. 2001. A reassessment of the translation initiation codon in vertebrates.1. Trends Genet 77:685-687.

168. Pesole G, Liuni S, Grillo G, Licciulli F, Mignone F, Gissi C, Saccone C. 2002. UTRdb and

169. UTRsite: specialized databases of sequences and functional elements of 5' and 3' untranslated regions of eukaryotic mRNAs. Update 2002. Nucleic Acids Res 50:335-340.

170. Petfalsld E, Dandekar T, Henry Y, Tollervey D. 1998. Processing of the precursors to smallnucleolar RNAs and rRNAs requires common components. Mol Cell Biol 75:1181-1189.

171. Pierandrei-Amaldi P, Campioni N, Cardinali B. 1991. Experimental changes in the amount ofmaternally stored ribosomes affect the translation efficiency of ribosomal protein mRNA in Xenopus embryo. Cell Mol Biol 37:221-238.

172. Poyry ТА, Kaminski A, Jackson RJ. 2004. What determines whether mammalian ribosomesresume scanning after translation of a short upstream open reading frame? Genes Dev 18:6275.

173. Qu LH, Henras A, Lu YJ, Zhou H, Zhou WX, Zhu YQ, Zhao J, Henry Y, Caizergues-Ferrer

174. M, Bachellerie JP. 1999. Seven novel methylation guide small nucleolar RNAs are processed from a common polycistronic transcript by Ratlp and RNase III in yeast. Mol Cell Biol 19:1144-1158.

175. Rajavel ICS, Neufeld EF. 2001. Nonsense-mediated decay of human HEXA mRNA. Mol Cell1. Biol 21:5512-5519.

176. Raska I, Andrade LE, Ochs RL, Chan EK, Chang CM, Roos G, Tan EM. 1991. Immunologicaland ultrastructural studies of the nuclear coiled body with autoimmune antibodies. Exp Cell Res 195:21-31.

177. Renalier MH, Joseph N, Gaspin C, Thebault P, Mougin A. 2005. The Cm56 tRNAmodification in archaea is catalyzed either by a specific 2'-0-methylase, or a C/D sRNP. Rna 77:1051-1063.

178. Richard P, Darzacq X, Bertrand E, Jady BE, Verheggen C, Kiss T. 2003. A common sequencemotif determines the Cajal body-specific localization of box H/ACA scaRNAs. Embo J 22:4283-4293.

179. Runte M, Huttenhofer A, Gross S, Kiefmann M, Horsthemke B, Buiting К 2001. The IC

180. SNURF-SNRPN transcript serves as a host for multiple small nucleolar RNA species and as an antisense RNA for UBE3A. Hum Mol Genet 70:2687-2700.

181. Russell AG, Schnare MN, Gray MW. 2004. Pseudouridine-guide RNAs and other Cbf5passociated RNAs in Euglena gracilis. Rna 70:1034-1046.

182. Ryskov AP, Ivanov PL, Kramerov DA, Georgiev GP. 1983. Mouse ubiquitous B2 repeat inpolysomal and cytoplasmic poly(A)+RNAs: uniderectional orientation and 3'-end localization. Nucleic Acids Res 77:6541-6558.

183. Samarsky DA, Balakin AG, Fournier MJ. 1995. Characterization of three new snRNAs from

184. Saccharomyces cerevisiae: snR34, snR35 and snR36. Nucleic Acids Res 23:2548-2554. 160.Samarsky DA, Fournier MJ. 1999. A comprehensive database for the small nucleolar RNAs from Saccharomyces cerevisiae. Nucleic Acids Res 27:161-164.

185. Samarsky DA, Fournier MJ, Singer RH, Bertrand E. 1998. The snoRNA box C/D motif directsnucleolar targeting and also couples snoRNA synthesis and localization. Embo J 77:37473757.

186. Schramm L, Hernandez N. 2002. Recruitment of RNA polymerase III to its target promoters.1. Genes Dev 16:2593-2620.

187. Shaw PJ, Beven AF, Leader DJ, Brown JW. 1998. Localization and processing from apolycistronic precursor of novel snoRNAs in maize. J Cell Sci 111 (Pt 15): 2121-2128.

188. Sirum-Connolly K, Peltier JM, Crain PF, McCloskey JA, Mason TL. 1995. Implications of afunctional large ribosomal RNA with only three modified nucleotides. Biochimie 77:30-39.

189. Smale ST, Kadonaga JT. 2003. The RNA polymerase II core promoter. Annu Rev Biochem72:449-479.

190. Smith CM, Steitz JA. 1998. Classification of gas5 as a multi-small-nucleolar-RNA (snoRNA)host gene and a member of the 5'-terminal oligopyrimidine gene family reveals common features of snoRNA host genes. Mol Cell Biol 75:6897-6909.

191. Smith NG, Eyre-Walker A. 2003. Human disease genes: patterns and predictions. Gene375:169-175.

192. Solovyev VV, Salamov AA, Lawrence CB. 1995. Identification of human gene structure usinglinear discriminant functions and dynamic programming. Proc Int Conf Intell Syst Mol Biol 3:367-375.

193. Speckmann WA, Terns RM, Terns MP. 2000. The box C/D motif directs snoRNA 5'-caphypermethylation. Nucleic Acids Res 28:4467-4473.

194. Spirin, A S. 1999. Initiation of translation. In Ribosomes, p.237, Kluwer Academic Pub.

195. Starostina NG, Marshburn S, Johnson LS, Eddy SR, Terns RM, Terns MP. 2004. Circular box

196. C/D RNAs inPyrococcus furiosus. Proc Natl Acacl Sci USA 707:14097-14101.

197. Szewczak LB, DeGregorio SJ, Strobel SA, Steitz JA. 2002. Exclusive interaction of the 15.5kD protein with the terminal box C/D motif of a methylation guide snoRNP. Chem Biol 9:1095-1107.

198. Takai D, Jones PA. 2002. Comprehensive analysis of CpG islands in human chromosomes 21and 22. Proc Natl Acacl Sci USA 99:3740-3745.

199. Tanalca R, Satoh H, Moriyama M, Satoh K, Morishita Y, Yoshida S, Watanabe T, Nakamura

200. Y, Mori S. 2000. Intronic U50 small-nucleolar-RNA (snoRNA) host gene of no protein-coding potential is mapped at the chromosome breakpoint t(3;6)(q27;ql5) of human B-cell lymphoma. Genes Cells 5:277-287.

201. Thermann R, Neu-Yilik G, Deters A, Frede U, Wehr K, Hagemeier C, Hentze MW, Kulozik

202. AE. 1998. Binary specification of nonsense codons by splicing and cytoplasmic translation. Embo J17:3484-3494.

203. Tollervey D. 1996. Small nucleolar RNAs guide ribosomal RNA methylation. Science273:1056-1057.

204. Tollervey D, Kiss T. 1997. Function and synthesis of small nucleolar RNAs. Curr Opin Cell1. Biol 9:337-342.

205. Tollervey D, Lehtonen H, Jansen R, Kern H, Hurt EC. 1993. Temperature-sensitive mutationsdemonstrate roles for yeast fibrillarin in pre-rRNA processing, pre-rRNA methylation, and ribosome assembly. Cell 72:443-457.

206. Туе K, Steitz JA. 1989. U3, U8 and U13 comprise a new class of mammalian snRNPslocalized in the cell nucleolus. Embo J8:3113-3119.

207. Tycowski KT, Aab A, Steitz JA. 2004. Guide RNAs with 5' caps and novel box C/D snoRNAlike domains for modification of snRNAs in metazoa. Curr Biol 74:1985-1995.

208. Tycowski KT, Shu MD, Steitz JA. 1996. A mammalian gene with introns instead of exonsgenerating stable RNA products. Nature 379:464-466.

209. Tycowski KT, Steitz JA. 2001. Non-coding snoRNA host genes in Drosophila: expressionstrategies for modification guide snoRNAs. Eur J Cell Biol 80:119-125.

210. Tycowski KT, You ZH, Graham PJ, Steitz JA. 1998. Modification of U6 spliceosomal RNA isguided by other small RNAs. Mol Cell 2:629-638.

211. Verheggen С, Mouaikel J, Thiry M, Blanchard JM, Tollervey D, Bordonne R, Lafontaine DL,

212. Bertrand E. 2001. Box C/D small nucleolar RNA trafficking involves small nucleolar RNP proteins, nucleolar factors and a novel nuclear domain. Embo J20:5480-5490.

213. Villa T, Ceradini F, Bozzoni I. 2000. Identification of a novel element required for processingof intron-encoded box C/D small nucleolar RNAs in Saccharomyces cerevisiae. Mol Cell Biol 20:1311-1320.

214. Vision TJ, Brown DG, Tanlcsley SD. 2000. The origins of genomic duplications in

215. Arabidopsis. Science 290:2114-2117.

216. Vitali P, Basyulc E, Le Meur E, Bertrand E, Muscatelli F, Cavaille J, Huttenhofer A. 2005.

217. ADAR2-mediated editing of RNA substrates in the nucleolus is inhibited by C/D small nucleolar RNAs. J Cell Biol 169:145-153.

218. Vitali P, Royo H, Seitz H, Bachellerie JP, Huttenhofer A, Cavaille J. 2003. Identification of 13novel human modification guide RNAs. Nucleic Acids Res 37:6543-6551.

219. Wagner E, Lylclce-Andersen J. 2002. mRNA surveillance: the perfect persist. J Cell Sci115:3033-3038.

220. Walden WE, Godefroy-Colbum T, Thach RE. 1981. The role of mRNA competition inregulating translation. I. Demonstration of competition in vivo. J Biol Chem 256:1113911746.

221. Wang XQ, Rothnagel JA. 2004. 5'-untranslated regions with multiple upstream AUG codonscan support low-level translation via leaky scanning and reinitiation. Nucleic Acids Res 32:1382-1391.

222. Watlcins NJ, Dickmanns A, Luhrmann R. 2002. Conserved stem II of the box C/D motif isessential for nucleolar localization and is required, along with the 15.5K protein, for the hierarchical assembly of the box C/D snoRNP. Mol Cell Biol 22:8342-8352.

223. Watlcins NJ, Gottschalk A, Neubauer G, ICastner B, Fabrizio P, Mann M, Luhrmann R. 1998.

224. Cbf5p, a potential pseudouridine synthase, and Nhp2p, a putative RNA-binding protein, are present together with Garlp in all H BOX/ACA-motif snoRNPs and constitute a common bipartite structure. Rna 4:1549-1568.

225. Watlcins NJ, Segault V, Charpentier B, Nottrott S, Fabrizio P, Bachi A, Wilm M, Rosbash M,

226. Branlant C, Luhrmann R. 2000. A common core RNP structure shared between the small nucleoar box C/D RNPs and the spliceosomal U4 snRNP. Cell 703:457-466.

227. Weinstein LB, Steitz JA. 1999. Guided tours: from precursor snoRNA to functional snoRNP.

228. Curr Opin Cell Biol 77:378-384.

229. Widerak M, Kern R, Mallei A, Richarme G. 2005. U2552 methylation at the ribosomal A-siteis a negative modulator of translational accuracy. Gene 347:109-114.

230. Wilkie GS, Dickson KS, Gray NK. 2003. Regulation of mRNA translation by 5'- and З'-UTRbinding factors. Trends Biochem Sci 28:182-188.

231. Willingham AT, Orth AP, Batalov S, Peters EC, Wen BG, Aza-Blanc P, Hogenesch JB,

232. Schultz PG. 2005. A strategy for probing the function of noncoding RNAs finds a repressor ofNFAT. Science 309:1570-1573.

233. Xiao S, Scott F, Fierke CA, Engelke DR. 2002. Eukaryotic ribonuclease P: a plurality ofribonucleoprotein enzymes. Annu Rev Biochem 71:165-189.

234. Xie X, Lu J, Kulbokas EJ, Golub TR, Mootha V, Lindblad-Toh 1С, Lander ES, Kellis M. 2005.

235. Systematic discovery of regulatory motifs in human promoters and 3' UTRs by comparison of several mammals. Nature 434:338-345.

236. Yamashita R, Suzuki Y, Nakai K, Sugano S. 2003. Small open reading frames in 5'untranslated regions of mRnas. CR Biol 326:981-991.

237. Yang CY, Zhou H, Luo J, Qu LH. 2005. Identification of 20 snoRNA-like RNAs from theprimitive eukaryote, Giardia lamblia. Biochem Biophys Res Commun 328:1224-1231.

238. Yu YT, Shu MD, Steitz JA. 1998. Modifications of U2 snRNA are required for snRNPassembly and pre-mRNA splicing. Embo J 17:5183-5195.

239. Zambetti G, Wilming L, Fey EG, Penman S, Stein J, Stein G. 1990. Differential association ofmembrane-bound and non-membrane-bound polysomes with the cytoskeleton. Exp Cell Res 191:246-255.

240. Zebarjadian Y, King T, Fournier MJ, Clarke L, Carbon J. 1999. Point mutations in yeast CBF5can abolish in vivo pseudouridylation of rRNA. Mol Cell Biol 19:1461-1412.

241. Zhang J, Maquat LE. 1997. Evidence that translation reinitiation abrogates nonsense-mediatedmRNA decay in mammalian cells. Embo J16:826-833.

242. Zhu Y, Tomlinson RL, Lukowiak AA, Terns RM, Terns MP. 2004. Telomerase RNAaccumulates in Cajal bodies in human cancer cells. Mol Biol Cell 75:81-90.

243. Zuker M. 2003. Mfold web server for nucleic acid folding and hybridization prediction.

244. Nucleic Acids Res 31:3406-3415.

245. Рэфф P, Кофмен Т. 1986. Эмбрионы, гены и эволюция, с.317. Москва: "Мир".

246. У U 2 X D1 о 2 X у и 2 X У и 21. X ^ ф го ф гош id го ш X гоо го л О О го л ис; о а з с; о а 3ф 0 а а ф о а о3* и 2 и у и 2 И1. X 1. Ф гош X гоо го л ис; о а зф о а о,1. У и 2 х