Обнаружение и характеристика некодирующих РНК в рибосомном межгенном спейсере человека тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Садова Анастасия Александровна

• Садова Анастасия Александровна
• кандидат наук
• 2023

Оглавление диссертации кандидат наук Садова Анастасия Александровна

Введение

Глава 1. Обзор литературы

1.1. Структурно-функциональная организация рибосомных генов человека

1.2. Участие рибосомных генов в образовании гетерохроматина

1.3. Регуляция экспрессии рибосомных генов

1.4. Транскрипция рибосомного межгенного спейсера

1.5. Нарушение синтеза рибосом при наследственных заболеваниях

1.6. Экспрессия рибосомных генов в опухолевых клетках

Глава 2. Материалы и Методы

2.1. Работа с эукариотическими клетками

2.1.1. Культуры клеток

2.1.2. Индукция стресса в клеточных линиях

2.2. Работа с РНК

2.2.1. Выделение тотальной РНК

2.2.2. Выделение polyA+ и polyA- фракций РНК

2.2.3. Фракционирование РНК с помощью экстракции из агарозного геля

2.2.4. Выделение РНК из полиакриламидного геля

2.2.5. In vitro полиаденилирование РНК

2.2.6. Обработка РНК РНКазой R

2.2.7. Обратная транскрипция

2.2.8. Синтез полноразмерной двуцепочечной кДНК

2.2.9. Быстрая амплификация концевых фрагментов кДНК (RACE)

2.2.10. LCMS-анализ РНК

2.3. Работа с ДНК

2.3.1. Выделение геномной ДНК

2.3.2. Дизайн праймеров и проведение ПЦР

2.3.3. ДНК-электрофорез

2.3.4. Определение эффективности праймеров

2.3.5. Количественная ПЦР

2.3.6. Клонирование ДНК

2.4. Работа с прокариотическими клетками

2.4.1. Приготовление компетентных клеток E. coli

2.4.2. Скрининг бактериальных колоний

2.4.3. Выделение плазмидной ДНК

2.5. Перенос и гибридизация нуклеиновых кислот

2.5.1. Подготовка РНК-зондов

2.5.2. Нозерн-блот

2.5.3. Подготовка ДНК-зондов

2.5.4. Саузерн-блот

2.6. Работа с белками

2.6.1. Аффинная очистка белков (RNA pull-down)

2.6.2. Электрофорез белков

2.6.3. Масс-спектрометрический анализ

2.7. Биоинформатическая обработка данных

Глава 3. Результаты

3.1. Биоинформатический анализ предпромоторной области

3.2. ПЦР-анализ предпромоторной области

3.3. Экспрессия предпромоторной области в клеточных линиях человека

3.4. Определение ориентации транскрипции предпромоторной области

3.5. Качественный анализ транскриптов

3.5.1. Антисмысловой 300-нуклеотидный транскрипт

3.5.2. Длинные смысловые и антисмысловые транскрипты

3.5.3. Фракционирование РНК по размеру

3.5.4. Транскрипт полиаденилируется, но не гидролизуется

3.5.5. Два в одном

3.5.6. Транскрипт может содержать модифицированные нуклеотиды

3.6. Анализ экспрессии исследуемой области

3.6.1. Экспрессия АВС в различных условиях

3.6.2. Экспрессия ABC под воздействием агентов, блокирующих транскрипцию

3.7. Возможные белковые партнеры транскриптов

Глава 4. Обсуждение

Заключение

Выводы

Список сокращений

Список литературы

Приложение А

Введение

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Обнаружение и характеристика некодирующих РНК в рибосомном межгенном спейсере человека»

Актуальность темы исследования

Рибосомные гены, кодирующие рибосомные РНК (рРНК) - главные компоненты рибосом, играют важную роль в обеспечении жизнедеятельности клеток организма. Больше двух десятилетий назад была расшифрована последовательность рибосомной ДНК (рДНК), но вопросы о структурных и функциональных особенностях её повторяющихся элементов, составляющих рибосомный межгенный спейсер (рМГС), остаются открытыми. Эти последовательности не являются «мусорной» ДНК, как считалось ранее, а имеют большое значение для регуляции роста и пролиферации клеток, и принимают участие в их дифференцировке [1]. В случае нарушения работы рибосомных генов под угрозой находится весь организм, поскольку кроме формирования рибосом, эти области ДНК отвечают за нормальное функционирование генома за счет регуляции процессов образования гетерохроматина и контроля экспрессии различных групп генов [2]. Показано, что в перерождающихся клетках ядрышки, главным компонентом которых являются гены, кодирующие рРНК, морфологически отличаются от таковых в здоровых клетках, что свидетельствует о перераспределении гетерохроматина в ядре и возможном подавлении транскрипции генов, ответственных за нормальное функционирование клеток [3]. Поскольку точный механизм этого переключения остается до конца неизвестным, представляется крайне важным исследовать особенности функционирования рДНК и проанализировать значимость некодирующих участков рибосомных генов в норме и при патологии. Подобные исследования актуальны не только с точки зрения фундаментальной науки, но также могут иметь значение для практического применения: в настоящее время ведется поиск возможных маркеров онкологических заболеваний, которые могли бы оказаться полезными при диагностике опухоли, прогнозировании патогенеза, разработке терапевтических подходов [4].

В последнее время большое внимание сконцентрировано на исследовании профиля экспрессии некодирующих РНК (нкРНК) в опухолях человека различного происхождения и изменений этого профиля в зависимости от степени злокачественности [5]. При этом с каждым годом растет количество новых открываемых не кодирующих белки транскриптов, что, несомненно, усложняет задачу исследователя, поскольку в этом случае речь идет о подборе и дизайне целой панели таких нкРНК, изменение экспрессии которых может быть характерно для той или иной опухоли и стадии ее развития [6].

В то же время, некодирующие транскрипты, образующиеся в области рибосомного межгенного спейсера, представляют огромный научный и практический интерес, поскольку

могут играть важную роль в регуляции экспрессии рибосомных генов. Данное предположение обосновано тем, что профиль их экспрессии, как и профиль экспрессии рРНК, отличается в здоровых и опухолевых клетках, что может быть использовано для ранней диагностики опухоли и прогноза развития ее злокачественности [7]. С другой стороны, у млекопитающих показан синтез регуляторных транскриптов в предпромоторной области рДНК, которые стимулируют дифференцировку клеток или специфический ответ на изменение условий среды [8, 9]. Аналогичные молекулы у человека были предсказаны на основе бионформатического анализа данных секвенирования ДНК и транскриптомного анализа, и их поиск ведется в настоящее время.

Несомненно, исследование некодирующих РНК, происходящих из рибосомных генов, позволит также дополнить картину, иллюстрирующую фундаментальные процессы жизнедеятельности, начиная от контроля синтеза белка и закачивая дифференцировкой клеток и формированием тканей.

Цель

Охарактеризовать некодирующие РНК, синтезирующиеся в предпромоторной области рибосомного межгенного спейсера человека: уточнить локализацию в рДНК последовательности, кодирующей транскрипты, определить размеры транскриптов, сравнить их экспрессию в опухолевых клеточных линиях, культурах глиом и клетках неопухолевого происхождения, проанализировать изменение экспрессии целевых транскриптов в различных условиях, определить возможные белки-партнеры и предположить функцию изучаемых молекул.

Задачи

1. Проанализировать последовательность ДНК в предпромоторной области рибосомных генов человека и сравнить ее с регуляторными элементами в гомологичных областях других млекопитающих. Определить наличие и оценить представленность некодирующих транскриптов, образующихся в предпромоторной области рДНК, в опухолевых клеточных линиях, культурах глиом и клетках неопухолевого происхождения.

2. Уточнить размер и локализацию транскрибируемой области, направление синтеза транскриптов в рибосомном межгенном спейсере человека, а также установить последовательность транскриптов и оценить их свойства.

3. Провести анализ экспрессии целевых транскриптов в клеточных линиях в различных условиях: при снижении кислотности среды, индукции окислительного стресса, тепловом и холодовом шоке, а также при использовании ингибиторов транскрипции.

4. Выделить и проанализировать белки, которые связываются с исследуемыми молекулами.

Научная новизна

В данной работе был проведен анализ предпромоторной области рДНК человека и предсказаны регуляторные элементы, гомологичные спейсерному промотору и промотору рибосомных генов у других млекопитающих. Была показана транскрипция участков, расположенных вблизи точки начала транскрипции рибосомных генов, определена длина и ориентация выявленных транскриптов. Методологические подходы, использованные в работе, позволили охарактеризовать некоторые свойства обнаруженных молекул. Выявлена дифференциальная экспрессия участков исследуемой области рибосомного межгенного спейсера в условно-нормальных клеточных культурах, культурах глиобластомы человека и опухолевых клеточных линиях. Показаны изменения экспрессии обнаруженных некодирующих транскриптов в различных условиях. Анализ синтеза исследуемых молекул при индукции транскрипционного стресса даёт основания предполагать участие РНК-полимеразы I в транскрипции рДНК в антисмысловом направлении, а также регуляторную роль РНК-полимеразы II в созревании обнаруженных транскриптов. На основе анализа белков-партнёров, для которых удалось показать возможность связывания с исследуемыми РНК, сделаны предположения о функциональной роли обнаруженных транскриптов.

Теоретическая и практическая значимость исследования

Полученные данные дополняют существующие исследования об экспрессии некодирующих РНК, в особенности, локализующихся в предпромоторном регионе рибосомных генов человека и животных. Обнаружение в рМГС регуляторных последовательностей и участков, кодирующих регуляторные молекулы, расширяет и углубляет фундаментальные знания об этих обширных, но малоизученных областях генома. Результаты проведенной работы дают основания предполагать сходные механизмы регуляции экспрессии рибосомных генов у человека и других млекопитающих. Выявленные в ходе исследования дифференциальные паттерны экспрессии участков обнаруженного транскрипта в здоровых и опухолевых клетках глиобластомы могут в дальнейшем служить диагностическим признаком одной из самых агрессивных опухолей мозга, или использоваться для прогноза продолжительности жизни пациента. Усовершенствования методов, использованных и описанных в настоящей работе, расширяют инструментарий молекулярной биологии и могут использоваться для характеристики небольших некодирующих РНК.

Методология и методы исследования

Данная работа выполнена на современном оборудовании и с применением методов молекулярной и клеточной биологии. В исследовании использованы методы выделения нуклеиновых кислот, обратной транскрипции и амплификации, ПЦР в реальном времени,

клонирования, нозерн-блот гибридизация и RACE, а также методы биоинформатического анализа. Некоторые методы, такие как выделение нуклеиновых кислот из гелей, были успешно модифицированы для выполнения отдельных задач исследования, и высокая повторяемость результатов свидетельствует об их пригодности в молекулярно-биологических исследованиях.

Положения, выносимые на защиту:

1. В предпромоторной области рДНК человека обнаружена последовательность, которая, предположительно, является дополнительным спейсерным промотором (SpP2), так как имеет высокое сходство с существующими промоторами (спейсерным и рибосомных генов человека) и содержит потенциальные сайты узнавания для факторов транскрипции.

2. Предпромоторная область рибосомного межгенного спейсера экспрессируется в клетках человека неопухолевого происхождения, иммортализованных клеточных линиях и в опухолевых клеточных культурах.

3. Отдельные участки предпромоторной области рибосомного межгенного спейсера имеют разную интенсивность экспрессии в опухолевых культурах и клетках нормы HEK293, при этом паттерн экспрессии схож в клетках нормы неопухолевого происхождения и опухолевой культуре, полученной из глиобластомы пациента с положительным прогнозом выживаемости.

4. Предпромоторная область рибосомного межгенного спейсера человека транскрибруется с образованием нескольких смысловых и антисмысловых транскриптов, при этом антисмысловые транскрипты подвергаются процессингу с образованием РНК длиной около 300 нуклеотидов - AIAS41.

5. Индукция транскрипционного стресса с использованием альфа-аманитина, блокирующего активность РНК-полимеразы II, приводит к повышению экспрессии AIAS41 РНК, а также к генерации минорных антисмысловых транскриптов сходной длины, нехарактерных для физиологических условий.

6. Обнаруженная некодирующая РНК AIAS41 обладает необычными свойствами: свободным 3'-концом, частичной устойчивостью к РНКазе R, модифицированными нуклеотидами, препятствующими обратной транскрипции.

7. Антисмысловые РНК, экспрессирующиеся в исследуемой области, имеют сродство к различными наборам белков в нормальных условиях и при индукции транскрипционного стресса.

Степень достоверности и апробации результатов

Результаты работы были опубликованы в зарубежных и российских рецензируемых научных журналах. Поставленная цель достигнута, достоверность полученных результатов

подтверждается повторяемостью экспериментов, достаточным объемом выбранных объектов исследования, целесообразными методами статистической обработки и использованием современных технологий. Работа выполнена при финансовой поддержке Минобрнауки России, грант № 075-15-2020-809 (13.1902.21.0030).

Личный вклад автора

Автор внесла существенный личный вклад в получение изложенных в диссертации новых научных данных. Автором выполнен основной объем работы, принято участие в разработке стратегии научного исследования и написании статей.

Публикации

1) Kupriyanova NS, Netchvolodov KK, Sadova AA, Cherepanova MD, Ryskov AP. Non-canonical ribosomal DNA segments in the human genome, and nucleoli functioning. Gene. 2015;572(2):237-242. https://doi.org/10.1016/j.gene.2015.07.019

2) Anastasia Sadova, Kirill Netchvolodov, Natalia Kupriyanova, A Handy MCR Modification for PCR Cloning into Plasmid Vectors // International Journal of Biotechnology and Bioengineering. - 2016 October; 2(2): 80-83.

3) Sadova AA, Kupriyanova NS, Pavlova GV. Mapping and Quantification of Non-Coding RNA Originating from the rDNA in Human Glioma Cells. Cancers. 2020; 12(8):2090. https://doi.org/10.3390/cancers12082090

4) Sadova AA, Panteleev DY, Pavlova GV. Zooming in: PAGE-Northern Blot Helps to Analyze Anti-Sense Transcripts Originating from Human rIGS under Transcriptional Stress. Non-Coding RNA. 2021; 7(3):50. https://doi.org/10.3390/ncrna7030050

5) Садова А.А., Пантелеев Д.Ю., Павлова Г.В. Строение, экспрессия и неканонические функции рДНК человека: роль некодирующих регионов. Молекулярная биология, 2023; 57(3): 1-32.

Структура и объем работы

Диссертация состоит из следующих разделов: введение, обзор литературы, материалы и методы, результаты, обсуждение, заключение, выводы, список сокращений и список литературы. Работа изложена на 102 страницах, включает 3 таблицы, 29 рисунков, а также Приложения с таблицами и рисунками.

Глава 1. Обзор литературы

1.1. Структурно-функциональная организация рибосомных генов человека

Рибосомные гены - последовательности ДНК, кодирующие рРНК - составляют значительную часть генома человека и формируют в ядре клетки особую зону синтеза рибосом, называемую ядрышко [10]. Четыре вида рибосомных РНК эукариот кодируются двумя типами рДНК: 5 S рДНК располагается на хромосоме 1, транскрибируется РНК-полимеразой III (PolIII) и кодирует лишь 5S рРНК, в то время как 18S, 28S и 5.8S рРНК транскрибируются РНК-полимеразой I (PolI) в виде единого предшественника 45 S рРНК, который затем подвергается процессингу [11]. Последовательности, кодирующие 45S рРНК, имеют длину около ~13 т.п.н. и локализованы на коротких плечах пяти акроцентрических хромосом: 13, 14, 15, 21 и 22, образуя кластеры, в которых гены расположены один за другим в ориентации «голова-к-хвосту» и разделены участками длиной около 30 т.п.н., называемыми рибосомными межгенными спейсерами (рМГС) [12]. Кластеры рибосомных генов - тандемные повторы - формируют так называемые ядрышковые организаторы (NORs, nucleolus organizer regions), которые вместе с другими участками генома и многочисленными белками определяют структуру и морфологию ядрышка (Рисунок 1) [1].

5S рДНК и 45S рДНК относятся к повторяющимся областям генома: у человека обнаруживается более 200 копий 5 S и более 400 копий 45 S рРНК кодирующих последовательностей. Ранее сообщалось о корреляции числа копий 5S и 45S рДНК [13], однако это сообщение было опровергнуто [14]. Копийность рДНК является вариабельной не только среди эукариот, но и внутри человеческих популяций, а также может изменяться в результате злокачественного перерождения клеток [15]. Интересно отметить, что кроме числа копий, к вариабельности склонна и последовательность каждого рДНК-повтора. Вместе эти два явления приводят к нестабильности локуса, которая, с одной стороны, является причиной патологии, а с другой - частью нормальной физиологии клетки [16].

К З'-области рДНК, кодирующей 28S рРНК, прилегают так называемые R-повторы, содержащие Sal-боксы, необходимые для терминации транскрипции рРНК (Рисунок 1) [17]. Показано, что при участии РНК-полимеразы I и фактора терминации транскрипции TTF-1 (transcription termination factor 1) Sal-боксы функционируют также как барьеры репликативных вилок (RFB, replication fork barrier), причем в клетках человека, в отличие от других млекопитающих, эти RFB останавливают репликативные вилки независимо от направления их движения [18].

Рибосомный межгенный спейсер содержит множество регуляторных последовательностей, способных к связыванию с различными белками и к образованию некодирующих РНК [19]. К ним относят микросателлитные последовательности и А1и-повторы, консервативные у человека и приматов, псевдоген еёе27 и многочисленные сайты связывания транскрипционного фактора с-Мус [20, 21].

Рисунок 1. Схема организации рибосомных генов человека на пяти акроцентрических хромосомах. ЯО -ядрышковые организаторы; рМГС - рибосомный межгенный спейсер; LINE - длинные диспергированные повторы. [рисунок автора на основе последовательности U13369.1 в базе данных GenBank]

1.2. Участие рибосомных генов в образовании гетерохроматина

Регионы, кодирующие 45S рРНК, являются одними из самых транскрипционно активных участков генома, однако немалая их часть упакована в конститутивный гетерохроматин. Формирование гетерохроматина ядрышка оказывает влияние на упаковку в неактивный хроматин и других областей генома: удаление части последовательностей рДНК может приводить к снижению образования гетерохроматина во всем ядре клетки и уменьшению подавления экспрессии тех или иных генов [2].

Предполагается, что, соседствуя с прицентромерными (у мышей) или прителомерными (у человека) областями, рибосомные гены могут распространять образование гетерохроматина на эти участки генома, формируя перинуклеолярный гетерохроматин [22]. При этом с ядрышком оказываются ассоциированы не только теломерные повторы и сателлитная ДНК центромер, но и «молчащие» участки большинства хромосом человека, которые были названы NADs (Nucleolar-associated domains) - ассоциированными с ядрышком доменами [23]. В NAD идентифицировано более тысячи генов, и, хотя они относятся к разным семействам (например, гены обонятельных рецепторов, рецепторов Т-клеток и иммуноглобулинов), они все же обладают важными общими чертами: эти гены входят в состав больших генных кластеров и их экспрессия тканеспецифична

[24]. Методом Hi-C была показана ассоциация 45 S рДНК с генами, продукты которых локализуются в митохондриях, а также с генами, кодирующими белки рибосом [25].

Образование гетерохроматина в ядрышке главным образом регулируется хроматин-ремоделирующим комплексом NoRC (см. далее «Регуляция экспрессии рибосомных генов»), в составе которого ключевым является белок TIP5 [26]. Подавление экспрессии этого белка приводит к нарушению формирования гетерохроматина не только внутри ядрышка, но и перинуклеолярного гетерохроматина, включающего центромерные и перицентромерные участки хромосом [27]. При нокдауне всего комплекса наблюдается нарушение сегрегации хромосом в митозе, что ведет к хромосомным аберрациям и дестабилизации генома [28].

С TIP5 взаимодействует множество белков и регуляторных молекул, локализующихся как в ядрышке, так и в нуклеоплазме, и участвующих в ремоделировании хроматина. Например, PARP1 - поли-(АДФ-рибоза)-полимераза 1 - контактирует с TIP5 посредством промоторной РНК (пРНК). После связывания этого комплекса с неактивными промоторами рибосомных генов PARP1 модифицирует гистоны и другие белки хроматина с помощью поли-АДФ-рибозы, вызывая эпигенетически наследуемое подавление экспрессии этих участков рДНК [29]. Однако если PARP1 локализуется в нуклеоплазме, то это, напротив, способствует формированию так называемого открытого хроматина и активирует транскрипцию [30]. Этот фермент контролирует активное состояние промоторов генов плюрипотентности в стволовых клетках, поэтому при его нокдауне наблюдаются признаки дифференцировки [31]. Вообще, PARP1, как и все семейство поли-(АДФ-рибоза)-полимераз, обладает множеством функций от регуляции экспрессии генов и управления механизмом репарации ДНК до участия в процессах воспаления и апоптоза [32]. Тот факт, что PARP1 обнаруживается в активно транскрибируемых участках генома и при этом присутствует в неактивном гетерохроматине ядрышка, говорит о многогранной роли этого фермента и подтверждает сложный характер взаимодействий между доменами хроматина ядерных структур [33].

Ещё одним партнером TIP5 является Tau, ядерная форма которого ассоциирована с перицентромерным хроматином и отвечает за его стабилизацию [34]. Обнаружено, что Tau колокализуется с TIP5, а его нокдаун приводит к снижению количества репрессивных гистоновых меток в ядрышковом гетерохроматине и способствует увеличению транскрипции рибосомных генов [35].

Противоположный эффект на экспрессию рибосомных генов оказывает нуклеолин (NCL) - белок, обладающий множеством различных функций [36]. Он препятствует связыванию TIP5 и других белков хроматин-ремоделирующего комплекса NoRC с промоторной областью рДНК, тем самым активируя транскрипцию рРНК [37]. Увеличение экспрессии нуклеолина является маркером онкологических заболеваний [38, 39].

1.3. Регуляция экспрессии рибосомных генов

Инициация транскрипции 45 S рРНК происходит в результате связывания белка UBF (upstream binding factor) - главного транскрипционного фактора РНК-полимеразы I - с элементом UCE (upstream control element) в промоторной области рДНК. UBF стимулирует инициацию транскрипции путем вытеснения гистона H1, «расплетания» ДНК и привлечения РНК-полимеразы I [40]. Именно уровень этого белка в клетке определяет активность доступных для транскрипции промоторов рДНК, а в его отсутствие экспрессия рибосомных генов подавляется [41]. Для формирования полного преинициаторного комплекса необходимо связывание с коровым промотором (core promoter element, CP) комплекса белков SL1, в состав которого входят TBP (TATA-binding protein) и ассоциированные с ним многочисленные факторы TAFi s (TBP-associated factors) [42]. Последние отвечают за рекрутинг фермента и его специфическое взаимодействие с последовательностью промотора, а также за привлечение дополнительных факторов транскрипции [43]. Таким образом, представление об РНК-полимеразе I как о холоферменте, состоящим из многих белков, необходимых как для инициации транскрипции, так и для элонгации, определяет возможность сложноорганизованного регулирования экспрессии рибосомных генов (Рисунок 2 А) [44].

Поскольку геном человека содержит большое количество копий рибосомных генов, а экспрессируется лишь часть из них, последовательности рДНК в дифференцированных клетках упакованы в гетерохроматин, образование которого регулируется сочетаниями модификаций гистонов. Профиль гистоновых модификаций неодинаков в различных клеточных популяциях. Например, в эмбриональных стволовых клетках, кератиноцитах, эндотелиальных и опухолевых клетках на участке 28-29 т.п.н. рМГС и в предпромоторной области присутствует H3K4me2, а распределение H3K27me3 во всех четырех линиях кардинально отличается [45]. Ремоделирование хроматина в ядрышке - результат сложной и согласованной работы нескольких белковых комплексов [46].

Ядрышковый ремоделирующий комплекс (NoRC, nucleolar remodeling complex) состоит из субъединицы SNF2h (sucrose-nonfermenting protein 2 homolog), обладающей АТФазной активностью, и белка TIP5 (TTF-I-interacting protein 5), имеющего домен для связывания ДНК и взаимодействующего с фактором терминации транскрипции TTF-I. Именно TTF-I, связываясь с проксимальным элементом промотора, рекрутирует другие компоненты NoRC. Комплекс осуществляет подавление экспрессии нижележащего рибосомного гена за счет сдвига нуклеосомы относительно промотора, что препятствует инициации транскрипции на данном участке [26, 47]. При этом к промотору привлекаются ферменты, ответственные за метилирование ДНК (DNMT1 и DNMT3b) и деацетилирование гистонов (HDAC1), что приводит

к образованию гетерохроматина в этой области и долговременному сайленсингу рибосомных генов (Рисунок 2Б)Рисунок 2 [8].

Таким образом, КоЯС отвечает за формирование конститутивного гетерохроматина, который эпигенетически наследуется клетками в процессе дифференцировки [48]. Здесь необходимо отметить, что метилирование ДНК в области промоторов и энхансеров рДНК у млекопитающих является своеобразным маркером молчащих рибосомных генов, а также старения клеток; и на основе этих данных можно судить о возрасте организма и даже предсказывать продолжительность жизни [49].

Рисунок 2. Схема регуляции экспрессии рДНК. А - Преинициаторный комплекс (PIC) РНК-полимеразы I. Сборка PIC осуществляется за счет взаимодействия UBF, который связывается с элементом UCE, комплекса SL1, ассоциированного с коровым промотором через TBP, а также транскрипционного фактора TIF-IA и РНК-полимеразы I. Кроме TBP в состав SL1 входят факторы специфичности TAFI (по [50]). Б - Сборка комплекса NoRC на промоторе рДНК: TTF-1 узнает T0, привлекает в комплекс TIP5, ассоциированный с ним белок Snf2, затем включаются деацетилаза гистона Н4 (HDAC1) и ДНК-метилтрансфераза (Dnmt). Дополнительно белок TIP5 может рекрутироваться к промоторной РНК, комплементарно взаимодействующей с промоторной областью рДНК. Таким образом, NoRC обеспечивает репрессию транскрипции рДНК, поскольку UBF не может связаться с промотором, и транскрипция блокирована (по [51]). В - Сборка комплекса NuRD, опосредованная TTF-1, происходит после взаимодействия дефосфорилированного белка CHD4 и некодирующей РНК PAPAS, активация которых может быть вызвана повышением температуры (по [52]). В условиях недостатка глюкозы активируется деацетилаза SIRT1, которая после взаимодействия с TTF-1 рекрутирует другие белки комплекса eNoSC, осуществляющие образование гетерохроматина в этой области (по [53]).

Более сложно устроен комплекс NuRD (nucleosome remodeling and deacetylation), состоящий из нескольких субъединиц и осуществляющий обратимый сайленсинг рибосомных генов в дифференцированных клетках (Рисунок 2В). В состав NuRD входит множество белков: деацетилазы гистонов, АТФ-зависимые хеликазы, а также белки, не имеющие каталитической активности, но взаимодействующие с ДНК. Как и NoRC, NuRD привлекается на промотор рДНК белком TTF-I, связанным с То; но, в отличие от долговременного подавления экспрессии, возникающего при воздействии NoRC, NuRD временно останавливает транскрипцию рибосомных генов, при этом рДНК остается доступной для транскрипционных факторов [54]. Так, при взаимодействии этого комплекса с белком CSB (Cockayne syndrome group B) на рДНК показано привлечение метилтрансфераз гистонов, вносящих модификации, характерные для активно транскрибирующихся генов [55].

Экспрессия рДНК изменяется не только в ходе дифференцировки клеток, но также демонстрирует высокую пластичность в ответ на такие стимулы окружающей среды, как доступность питательных веществ и факторов роста [56].

Специализированный трехкомпонентный комплекс eNoSC (energy-dependent nucleolar silencing complex), обратимо подавляющий экспрессию рибосомных генов в условиях недостатка глюкозы, состоит из белка SIRT1, гистон-метилтрансферазы SUV39H1 и нуклеометилина NML (nucleomethylin). Сборка комплекса на рДНК, как в случае с NoRC и NuRD, опосредуется TTF-I. Возрастание уровня НАД+ в клетке (маркер низкоэнергетического состояния) напрямую активирует SIRT1, который деацетилирует гистон H3 в области промотора рДНК, переводя рибосомный ген в неактивное состояние (Рисунок 2В) [57]. Этот путь регулирует не только биосинтез рРНК и рибосом, но определяет дальнейшую судьбу клетки, находящейся в состоянии недостатка питания. Снижение содержания РНК в ядрышке в результате действия eNoSC вызывает транслокацию белка MYBBP1A из ядрышка в нуклеоплазму и активацию белка р53 -«стража генома», ответственного за запуск репарации ДНК, арест клеточного цикла и инициацию апоптоза [58].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Садова Анастасия Александровна, 2023 год

Список литературы

1. McStay B. Nucleolar organizer regions: genomic 'dark matter' requiring illumination // Genes Dev, Vol. 30, No. 14, 2016. pp. 1598-1610.

2. Paredes S., Maggert K. Ribosomal DNA contributes to global chromatin regulation // Proc Natl Acad Sci U S A, Vol. 106, No. 42, 2009. pp. 17829-17834.

3. Stçpinski D. The nucleolus, an ally, and an enemy of cancer cells // Histochemistry and Cell Biology, Vol. 150, No. 6, 2018. pp. 607-629.

4. Rajesh Y., Pal I., Banik P., Chakraborty S., Borkar S., Dey G., Mukherjee A., Mandal M. Insights into molecular therapy of glioma: current challenges and next generation blueprint // Acta Pharmacologica Sinica, Vol. 38, No. 5, 2017. pp. 591-613.

5. Moore L., Kivinen V., Liu Y., Annala M., Cogdell D., Liu X., Liu C., Sawaya R., Yli-Harja O., Shmulevich I., et al. Transcriptome and small rna deep sequencing reveals deregulation of mirna biogenesis in human glioma // The Journal of Pathology, No. 229(3), 2013. pp. 449-59.

6. Brower J., Clark P., Lyon W., Kuo J. Micrornas in cancer: glioblastoma and glioblastoma cancer stem cells // Neurochemistry International, No. 77, 2014. pp. 68-77.

7. Hosgood H., Hu W., Rothman N., Klugman M., Weinstein S., Virtamo J., Albanes D., Cawthon R., Lan Q. Variation in Ribosomal DNA copy number is associated with lung cancer risk in a prospective cohort study // Carcinogenesis, Vol. 40, No. 8, 2019. pp. 975-978.

8. Santoro R., Grummt I. Epigenetic mechanism of rRNA gene silencing: temporal order of NoRC-mediated histone modification, chromatin remodeling, and DNA methylation // Mol Cell Biol, Vol. 25, No. 7, 2005. pp. 2539-2546.

9. Savic N., Bär D., Leone S., Frommel S., Weber F., Vollenweider E., Ferrari E., Ziegler U., Kaech A., Shakhova O., Cinelli P., Santoro R. LncRNA maturation to initiate heterochromatin formation in the nucleolus is required for exit from pluripotency in eSCS // Cell Stem Cell, Vol. 15, No. 6, 2014. pp. 720-34.

10. McConkey E., Hopkins J. The relationship of the nucleolus to the synthesis of ribosomal rna in hela cells // Proceedings of the National Academy of Sciences, Vol. 51, 1964. pp. 1197-204.

11. Schwarzacher H., Wachtler F. The nucleolus // Anatomy and embryology, Vol. 188, No. 6, 1993. pp. 515-36.

12. Gonzalez I., Sylvester J. Complete sequence of the 43-kb human ribosomal dna repeat: analysis of the intergenic spacer // Genomics, Vol. 27, No. 2, 1995. pp. 320-8.

13. Gibbons J., Branco A., Godinho S., Yu S., Lemos B. Concerted copy number variation balances ribosomal DNA dosage in human and mouse genomes // PNAS, Vol. 112, No. 8, 2015. pp. 2485-2490.

14. Hall A., Turner T., Queitsch C. Thousands of high-quality sequencing samples fail to show meaningful correlation between 5S and 45S ribosomal DNA arrays in humans // Sci Rep. 2021. T. 11. № 1. C. 449.

15. Wang M., Lemos B. Ribosomal dna copy number amplification and loss in human cancers is linked to tumor genetic context, nucleolus activity, and proliferation // PLoS Genetics, Vol. 13, No. 9, 2017. P. e1006994.

16. Smirnov E., Chmurciakova N., Liska F., Bazantova P., Cmarko D. Variability of Human rDNA // Cells. 2021. Vol. 10. No. 2.

17. Erickson J., Schmickel R. A molecular basis for discrete size variation in human ribosomal dna // Am J Hum Genet, Vol. 37, 1985. pp. 311-325.

18. Akamatsu Y., Kobayashi T. The human rna polymerase i transcription terminator complex acts as a replication fork barrier that coordinates the progress of replication with rrna transcription activity // Mol Cell Biol, Vol. 35, 2015. pp. 1871-1881.

19. Jacob M., Audas T., Mullineux S., Lee S. Where no RNA polymerase has gone before: novel functional transcripts derived from the ribosomal intergenic spacer // Nucleus, Vol. 3, No. 4, 2012. pp. 315-319.

20. Netchvolodov K., Boiko A., Ryskov A., Kupriyanova N. Evolutionary divergence of the pre-promotor region of ribosomal DNA in the great apes // DNA Sequence, Vol. 15, No. 5, 2006. pp. 378-91.

21. Agrawa S., Ganley A. The conservation landscape of the human ribosomal RNA gene repeats // PLoS One, Vol. 13, No. 12, 2018. P. e0207531.

22. Guetg C., Santoro R. Formation of nuclear heterochromatin: the nucleolar point of view // Epigenetics, Vol. 7, No. 8, 2012. pp. 811-814.

23. van Koningsbruggen S., Gierlinski M., Schofield P., Martin D., Barton G., Ariyurek Y., den Dunnen J., Lamond A. High-resolution whole-genome sequencing reveals that specific chromatin domains from most human chromosomes associate with nucleoli // Mol Biol Cell, Vol. 21, No. 21, 2010. pp. 3735-3748.

24. Nemeth A., Conesa A., Santoyo-Lopez J., Medina I., Montaner D., Peterfia B., Solovei I., Cremer T., Dopazo J., Längst G. Initial genomics of the human nucleolus // PLoS Genet, Vol. 6, No. 3, 2010. P. e1000889.

25. Yu S., Lemos B. The long-range interaction map of ribosomal DNA arrays // PLoS Genet, Vol. 14, No. 3, 2018. P. e1007258.

26. Strohner R., Nemeth A., Jansa P., Hofmann-Rohrer U., Santoro R., Längst G., Grummt I. NoRC - a novel member of mammalian ISWI-containing chromatin remodeling machines // The EMBO journal, Vol. 20, No. 17, 2001. pp. 4892-4900.

27. Guetg C., Lienemann P., Sirri V., Grummt I., Hernandez-Verdun D., Hottiger M., Fussenegger M., Santoro R. The NoRC complex mediates the heterochromatin formation and stability of silent rRNA genes and centromeric repeats // EMBO J, Vol. 29, No. 13, 2010. pp. 2135 -2146.

28. Postepska-Igielska A., Krunic D., Schmitt N., Greulich-Bode K., Boukamp P., Grummt I. The chromatin remodelling complex NoRC safeguards genome stability by heterochromatin formation at telomeres and centromeres // EMBO rep, Vol. 14, No. 8, 2013. pp. 704-710.

29. Guetg C., Scheifele F., Rosenthal F., Hottiger M., Santoro R. Inheritance of Silent rDNA Chromatin Is Mediated by PARP1 via Noncoding RNA // Molecular Cell, No. 45, 2012. pp. 790-800.

30. Krishnakumar R., Kraus W. PARP-1 regulates chromatin structure and transcription through a KDM5B-dependent pathway // Mol Cell, Vol. 39, No. 5, 2010. pp. 736-749.

31. Roper S., Chrysanthou, S., Senner C., Sienerth A., Gnan S., Murray A., Masutani M., Latos P., Hemberger M. ADP-ribosyltransferases Parp1 and Parp7 safeguard pluripotency of ES cells // Nucleic Acids Res, Vol. 42, No. 14, 2014. pp. 8914-8927.

32. Schreiber V., Dantzer F., Amé J.C., de Murcia G. Poly(ADP-ribose): novel functions for an old molecule // Nature Rev, Vol. 7, 2006. pp. 517-528.

33. Nalabothula N., Al-jumaily T., Eteleeb A., Flight R., Xiaorong S., Moseley H., Rouchka E., Fondufe-Mittendorf Y. Genome-Wide Profiling of PARP1 Reveals an Interplay with Gene Regulatory Regions and DNA Methylation // PLoS One, Vol. 10, No. 8, 2015. P. e0135410.

34. Mansuroglu Z., Benhelli-Mokrani H., Marcato V., Sultan A., Violet M., Chauderlier A., Delattre L., Loyens A., Talahari S., Bégard S., et al. Loss of Tau protein affects the structure, transcription and repair of neuronal pericentromeric heterochromatin // Sci Rep, Vol. 6, 2016. P. 33047.

35. Maina M., Bailey L., Wagih S., Biasetti L., Pollack S., Quinn J., Thorpe J., Doherty A., Serpell L. The involvement of tau in nucleolar transcription and the stress response // Acta Neuropathol Commun., Vol. 6, No. 1, 2018. P. 70.

36. Ginisty H., Sicard H., Roger B., Bouvet P. Structure and functions of nucleolin // Journal of cell science. 1999. Vol. 112. No. Pt 6. pp. 761-772.

37. Cong R., Das S., Ugrinova I., Kumar S., Mongelard F., Wong J., Bouvet P. Interaction of nucleolin with ribosomal RNA genes and its role in RNA polymerase I transcription. // Nucleic Acids Res. 2012. Vol. 40. No. 19. pp. 9441-54.

38. Guo X., Xiong L., Yu L., Li R., Wang Z., Ren B., Dong J., Li B., Wang D. Increased level of nucleolin confers to aggressive tumor progression and poor prognosis in patients with hepatocellular carcinoma after hepatectomy // Diagn Pathol. 2014. Vol. 9. P. 175.

39. Ezzatifar F., Rafiei A., Jeddi-Tehrani M. Nucleolin; A tumor associated antigen as a potential lung cancer biomarker // Pathology, research and practice. 2022. Vol. 240. P. 154160.

40. Kuhn A., Grummt I. Dual role of the nucleolar transcription factor UBF: trans-activator and antirepressor // Proc Natl Acad Sci, Vol. 89, 1992. pp. 7340-7344.

41. Sanij E., Poortinga G., Sharkey K., Hung S., Holloway T., Quin J., Robb E., Wong L., Thomas W., Stefanovsky V., et al. UBF levels determine the number of active ribosomal RNA genes in mammals // J Cell Biol, Vol. 183, No. 7, 2008. pp. 1259-1274.

42. Hannan K., Hannan R., Rothblum L. Transcription by RNA polymerase I // Frontiers in Bioscience, Vol. 3, 1998. pp. 376-398.

43. Grummt I. Regulation of mammalian ribosomal gene transcription by RNA polymerase I // Progress in Nucleic Acid Research and Molecular Biology, Vol. 62, 1999. pp. 109-54.

44. Grummt I. Wisely chosen paths - regulation of rRNA synthesis // FEBS Journal, Vol. 277, 2010. pp. 4626-4639.

45. Zentner G., Saiakhova A., Manaenkov P., Adams M., Scacheri P. Integrative genomic analysis of human ribosomal DNA // Nucleic Acids Res, Vol. 39, No. 12, 2011. pp. 4949-4960.

46. Srivastava R., Srivastava R., Ahn S. The epigenetic pathways to ribosomal DNA silencing // Microbiol Mol Biol Rev, Vol. 80, No. 3, 2016. pp. 545-563.

47. Li J., Längst G., Grummt I. NoRC-dependent nucleosome positioning silences rRNA genes // EMBO J, Vol. 25, No. 24, 2006. pp. 5735-5741.

48. Li J., Santoro R., Koberna K., Grummt I. The chromatin remodeling complex NoRC controls replication timing of rRNA genes // EMBO J, Vol. 24, No. 1, 2005. pp. 120-127.

49. Wang M., Lemos B. Ribosomal DNA harbors an evolutionarily conserved clock of biological aging // Genome Res, Vol. 29, No. 3, 2019. pp. 325-333.

50. Tanaka Y., Tsuneoka M. Control of Ribosomal RNA Transcription by Nutrients // In: Gene Expression and Regulation in Mammalian Cells - Transcription Toward the Establishment of Novel Therapeutics. London: IntechOpen, 2018.

51. Matthews D., Olson M. What is new in the nucleolus?: workshop on the nucleolus: new perspectives // EMBO Rep, Vol. 7, No. 9, 2006. pp. 870-873.

52. Zhao Z., Senturk N., Song C., Grummt I. lncRNA PAPAS tethered to the rDNA enhancer recruits hypophosphorylated CHD4/NuRD to repress rRNA synthesis at elevated temperatures // Genes Dev, Vol. 32, No. 11-12, 2018. pp. 836-848.

53. Grummt I., Ladurner A. A metabolic throttle regulates the epigenetic state of rDNA // Cell, Vol. 133, No. 4, 2008. pp. 577-80.

54. Xie W., Ling T., Zhou Y., Feng W., Zhu Q., Stunnenberg H., Grummt I., Tao W. The chromatin remodeling complex NuRD establishes the poised state of rRNA genes characterized by bivalent histone modifications and altered nucleosome positions // Proc Natl Acad Sci, Vol. 109, No. 21, 2012. pp. 8161-8166.

55. Yuan X., Feng W., Imhof A., Grummt I., Zhou Y. Activation of RNA polymerase I transcription by cockayne syndrome group B protein and histone methyltransferase G9a // Mol Cell, Vol. 27, No. 4, 2007. pp. 585-95.

56. Salifou K., Ray S., Verrier L., Aguirrebengoa M., Trouche D., Panov K., Vandromme M. The histone demethylase JMJD2A/KDM4A links ribosomal RNA transcription to nutrients and growth factors availability // Nat Commun, Vol. 7, 2016. P. 10174.

57. Murayama A., Ohmori K., Fujimura A., Minami H., Yasuzawa-Tanaka K., Kuroda T., Oie S., Daitoku H., Okuwaki M., Nagata K., et al. Epigenetic control of rDNA loci in response to intracellular energy status // Cell, Vol. 133, No. 4, 2008. pp. 627-39.

58. Kumazawa T., Nishimura K., Kuroda T., Ono W., Yamaguchi C., Katagiri N., Tsuchiya M., Masumoto H., Nakajima Y., Murayama A., Kimura K., Yanagisawa J. Novel nucleolar pathway connecting intracellular energy status with p53 activation // J Biol Chem, Vol. 286, No. 23, 2011. pp. 20861-20869.

59. Yan Q., Zhu C., Guang S., Feng X. The Functions of Non-coding RNAs in rRNA Regulation // Front Genet, Vol. 10, 2019. P. 290.

60. Jacob M., Audas T., Uniacke J., Trinkle-Mulcahy L., Lee S. Environmental cues induce a long noncoding RNA-dependent remodeling of the nucleolus // Mol Biol Cell, Vol. 24, No. 18, 2013. pp.2943 - 2953.

61. Bierhoff H., Schmitz K., Maass F., Ye J., Grummt I. Noncoding transcripts in sense and antisense orientation regulate the epigenetic state of ribosomal RNA genes // Cold Spring Harb Symp Quant Biol, Vol. 75, 2010. pp. 357-64.

62. Schmitz K., Mayer C., Postepska A., Grummt I. Interaction of noncoding RNA with the rDNA promoter mediates recruitment of DNMT3b and silencing of rRNA genes // Genes& Development, Vol. 24, No. 20, 2010. pp. 2264-2269.

63. Mayer C., Neubert M., Grummt I. The structure of NoRC-associated RNA is crucial for targeting the chromatin remodelling complex NoRC to the nucleolus // EMBO Reports, Vol. 9, No. 8, 2008. pp. 774-80.

64. Bierhoff H., Dammert M., Brocks D., Dambacher S., Schotta G., Grummt I. Quiescence-induced LncRNAs trigger H4K20 trimethylation and transcriptional silencing // Mol Cell, Vol. 54, No. 4, 2014. pp. 675-682.

65. Li D., Zhang J., Wang M., Li X., Gong H., Tang H., Chen L., Wan L., Liu Q. Activity dependent LoNA regulates translation by coordinating rRNA transcription and methylation // Nature Communications, Vol. 9, No. 1, 2018. pp. 1726-1739.

66. Caudron-Herger M., Pankert T., Seiler J., Németh A., Voit R., Grummt I., Rippe K. Alu element-containing RNAs maintain nucleolar structure and function // EMBO J, Vol. 34, No. 22, 2015. pp.2758-2774.

67. Xing Y., Yao R., Zhang Y., Guo C., Jiang S., Xu G., Dong R., Yang L., Chen L. SLERT Regulates DDX21 Rings Associated with Pol I Transcription // Cell, Vol. 169, No. 4, 2017. pp. 664-678.

68. Morgan G., Reeder R., Bakken A. Transcription in cloned spacers of Xenopus laevis ribosomal DNA // Proceedings of the National Academy of Sciences, Vol. 80, 1983. pp. 6490-94.

69. Kuhn A., Grummt I. A novel promoter in the mouse rDNA spacer is active in vivo and in vitro // EMBO Journal, Vol. 6, 1987. pp. 3487-92.

70. Pirogov S., Gvozdev V., Klenov M. Long Noncoding RNAs and Stress Response in the Nucleolus // Cells. 2019. Vol. 8. No. 7. P. 668.

71. Abraham K., Khosraviani N., Chan J., et al. Nucleolar RNA polymerase II drives ribosome biogenesis // Nature. 2020. Vol. 585. pp. 298-302.

72. Li Y., Wang H., Wan F., Liu F., Liu J., Zhang N., Jin S., Li J. Deep sequencing analysis of small non-coding RNAs reveals the diversity of micrornas and pirnas in the human epididymis // Gene, Vol. 497, No. 2, Li Y, Wang HY, Wan FC, Liu FJ, Liu J, Zhang N, Jin SH, Li JY 2012. pp. 3305.

73. Ma X X., Liu H., Zheng Y., Dai Y., Lingling E., Zhang R., Zhang S. Genome-wide screening of different expressed genes and its potential associations with aging dental pulp stem cells // Comb. Chem. High Throughput Screen. 2022.

74. Audas T., Jacob M., Lee S. Immobilization of proteins in the nucleolus by ribosomal intergenic spacer noncoding RNA // Mol Cell. 2012. Vol. 45. No. 2. pp. 147-157.

75. Mayer C., Schmitz K., Li J., Grummt I., Santoro R. Intergenic transcripts regulate the epigenetic state of rRNA genes // Molecular Cell, Vol. 22, No. 3, 2006. pp. 351-61.

76. McStay B., Grummt I. The epigenetics of rRNA genes: from molecular to chromosome biology // Annual Review of Cell and Developmental Biology, Vol. 24, 2008. pp. 131-57.

77. Mars J.C., Sabourin-Felix M., Tremblay M., Moss T. A deconvolution protocol for ChIP-seq reveals analogous enhancer structures on the mouse and human ribosomal RNA genes // G3, Vol. 8, No. 1, 2017. pp. 303-314.

78. Shiao Y., Lupascu S., Gu Y., Kasprzak W., Hwang C., Fields J., Leighty R., Quiñones O., Shapiro B., Alvord W., Anderson L. An intergenic non-coding RNA correlated with expression of the rRNA and frequency of an rRNA single nucleotide polymorphism in lung cancer cells // PLoS One, Vol. 4, No. 10, 2009. P. e7505.

79. Vacík T., Kereiche S., Raska I., Cmarko D., Smirnov E. Life time of some RNA products of rDNA intergenic spacer in HeLa cells // Histochem Cell Biol. 2019. Vol. 152. No. 4. pp. 271-280.

80. Todd M., Huh M., Picketts D. The sub-nucleolar localization of PHF6 defines its role in rDNA transcription and early processing events // Eur J Hum Genet. 2016. Vol. 24. No. 10. pp. 14531459.

81. Warmerdam D., Wolthuis R. Keeping ribosomal DNA intact: a repeating challenge // Chromosome Research, Vol. 27, No. 1-2, 2019. pp. 57-72.

82. Machwe A., Orren D.K., Bohr V.A. Accelerated methylation of ribosomal RNA genes during the cellular senescence of Werner syndrome fibroblasts // FASEB J, Vol. 14, No. 12, 2000. pp. 1715-1724.

83. Zeng J., Libien J., Shaik F., Wolk J., Hernández A. Nucleolar PARP-1 Expression Is Decreased in Alzheimer's Disease: Consequences for Epigenetic Regulation of rDNA and Cognition // Neural Plasticity, Vol. 2016, 2016. P. 8987928.

84. Pietrzak M., Rempala G., Nelson P., Zheng J., Hetman M. Epigenetic silencing of nucleolar rRNA genes in Alzheimer's disease // PLoS One. 2011. Vol. 6. No. 7. P. e22585.

85. Teschler S., Gotthardt J., Dammann G., Dammann R. Aberrant DNA Methylation of rDNA and PRIMA1 in Borderline Personality Disorde // Int J Mol Sci., Vol. 17, No. 1, 2016. P. E67.

86. McGowan P., Sasaki A., Huang T., Unterberger A., Suderman M., Ernst C., Meaney M., Turecki G., Szyf M. Promoter-wide hypermethylation of the ribosomal RNA gene promoter in the suicide brain // PLoS One. 2008. Vol. 3. No. 5. P. e2085.

87. Hallgren J., Pietrzak M., Rempala G., Nelson P., Hetman M. Neurodegeneration-associated instability of ribosomal DNA // Biochim Biophys Acta, Vol. 1842, No. 6, 2014. pp. 860868.

88. Lyapunova N., Porokhovnik L., Kosyakova N., Mandron I., Tsvetkova T. Effects of the copy number of ribosomal genes (genes for rRNA) on viability of subjects with chromosomal abnormalities // Gene, Vol. 611, 2017. pp. 47-53.

89. Ravaioli F., Zampieri M., Morandi L., Pirazzini C., Pellegrini C., De Fanti S., Gensous N., Pirazzoli G., Sambati L., Ghezzo A. u gp. DNA methylation analysis of ribosomal DNA in adults with Down syndrome. // Front. Genet. 2022. T. 13. C. 792165.

90. Chestkov I.V., Jestkova E.M., Ershova E.S., Golimbet V.E., Lezheiko T.V., Kolesina N.Y., Porokhovnik L.N., Lyapunova N.A., Izhevskaya V.L., Kutsev S.I., al. E. Abundance of ribosomal RNA gene copies in the genomes of schizophrenia patients // Schizophr. Res., Vol. 197, 2018. pp. 305-314.

91. Ershova E., Malinovskaya E., Golimbet V., Lezheiko T., Zakharova N., Shmarina G., Veiko R., Umriukhin P., Kostyuk G., Kutsev S., et al. Copy number variations of satellite III (1q12) and ribosomal repeats in health and schizophrenia // Schizophr. Res. 2020. Vol. 223. pp. 199-212.

92. Umriukhin P., Ershova E., Filev A., Agafonova O., Martynov A., Zakharova N., Veiko R., Porokhovnik L., Kostyuk G., Kutsev S., Veiko N., Kostyuk S. The psychoemotional stress-induced changes in the abundance of SatIII (1q12) and telomere repeats, but not ribosomal DNA, in human leukocytes. // Genes (Basel). 2022. T. 13. № 2. C. 343.

93. Кондратьева E., Ершова E., Воронкова А., Шмарина Г., Красовский С., Жекайте Е., Петрова Н., Мельяновская Ю., Одинаева Н., Вейко Н., Костюк С. Вариация числа копий

рибосомных генов в геномах больных муковисцидозом. // Мед. генет. 2021. Т. 20. № 2. С. 4960.

94. Вейко Н., Шубаева Н., Цветкова Т., Мандрон И., Малиновская Т., Сперанский А., Ляпунова Н. Особенности количественных характеристик комплекса рибосомных генов у пациентов с тяжелыми формами ревматоидного артрита. // Мед. генет. 2005. Т. 4. № 4. С. 74.

95. Zamanpoor M., Ghaedi H., Omrani M. The genetic basis for the inverse relationship between rheumatoid arthritis and schizophrenia // Mol. Genet. Genom. Med. 2020. Vol. 8. No. 11. P. e1483.

96. Porokhovnik L., Lyapunova N. Dosage effects of human ribosomal genes (rDNA) in health and disease // Chromosome Res.: Internat. J. Mol., Supramol. Evol. Aspects Chromosome Biol. 2019. Vol. 27. No. 1-2. pp. 5-17.

97. Malinovskaya E., Ershova E., Golimbet V., Porokhovnik L., Lyapunova N., Kutsev S., Veiko N., Kostyuk S. Copy Number of Human Ribosomal Genes With Aging: Unchanged Mean, but Narrowed Range and Decreased Variance in Elderly Group // Front Genet, Vol. 9, 2018. P. 306.

98. Veiko N., Ershova E., Veiko R., Umriukhin P., Kurmyshev M., Kostyuk G., Kutsev S., Kostyuk S. Mild cognitive impairment is associated with low copy number of ribosomal genes in the genomes of elderly people. // Front. Genet. 2022. Vol. 13. P. 967448.

99. Holdt L., Stahringer A., Sass K., Pichler G., Kulak N., Wilfert W., Kohlmaier A., Herbst A., Northoff B., Nicolaou A., et al. Circular non-coding RNA ANRIL modulates ribosomal RNA maturation and atherosclerosis in humans // Nat Commun, Vol. 7, 2016. P. 12429.

100. Narla A., Ebert B. Ribosomopathies: human disorders of ribosome dysfunction // Blood, Vol. 115, No. 16, 2010. pp. 3196-3205.

101. Mills E., Green R. Ribosomopathies: There's strength in numbers. // Science, Vol. 358, 2017. P. 6363.

102. Calo E., Gu B., Bowen M., Aryan F., Zalc A., Liang J., Flynn R., Swigut T., Chang H., Attardi L., Wysocka J. Tissue-selective effects of nucleolar stress and rDNA damage in developmental disorders // Nature, Vol. 554, No. 7690, 2018. pp. 112-117.

103. Von Walden F., Gantelius S., Liu C., Borgstrom H., Bjork L., Gremark O., Stâl P., Nader G., Ponté N. Muscle contractures in patients with cerebral palsy and acquired brain injury are associated with extracellular matrix expansion, pro-inflammatory gene expression, and reduced rRNA synthesis // Muscle & nerve. 2018. Vol. 58. No. 2. pp. 277-285.

104. Hwang Y., Han D., Kim K., Min S., Kowall N., Yang L., Lee J., Kim Y., Ryu H. ESET methylates UBF at K232/254 and regulates nucleolar heterochromatin plasticity and rDNA transcription // Nucleic Acids Res, Vol. 42, No. 3, 2014. pp. 1628-1643.

105. Xie Q., Li C., Song X., Wu L., Jiang Q., Qiu Z., Cao H., Yu K., Wan C., Li J., et al. Folate deficiency facilitates recruitment of upstream binding factor to hot spots of DNA double-strand breaks of rRNA genes and promotes its transcription // Nucleic Acids Research, Vol. 45, No. 5, 2017. pp. 2472-2489.

106. Hetman M., Slomnicki L. Ribosomal biogenesis as an emerging target of neurodevelopmental pathologies. // J Neurochem. 2019. Vol. 148. No. 3. pp. 325-347.

107. Smirnov E., Chmurciakova N., Cmarko D. Human rDNA and Cancer // Cells. 2021. Vol. 10. No. 12. P. 3452.

108. Valori V., Tus K., Laukaitis C., Harris D., LeBeau L., Maggert K. Human rDNA copy number is unstable in metastatic breast cancers // Epigenetics, Vol. 15, No. 1-2, 2019. pp. 85-106.

109. Xu B., Li H., Perry J., Singh V., Unruh J., Yu Z., Zakari M., McDowell W., Li L., Gerton J. Ribosomal DNA copy number loss and sequence variation in cancer // PLOS Genetics, Vol. 13, No. 6, 2017. P. e1006771.

110. Baskaran S., Mayrhofer M., Kultima H., Bergström T., Elfineh L., Cavelier L., Isaksson A., Nelander S. Primary glioblastoma cells for precision medicine: a quantitative portrait of genomic (in)stability during the first 30 passages // Neuro-Oncology, Vol. 20, No. 8, 2018. pp. 1080-1091.

111. Belin S., Beghin A., Solano-Gonzalez E., Bezin L., Brunet-Manquat S., Textoris J., Prats A., Mertani H., Dumontet C., Diaz J. Dysregulation of ribosome biogenesis and translational capacity is associated with tumor progression of human breast cancer cells // PLoS One, Vol. 4, No. 9, 2009. P. e7147.

112. Rajput P., Shukla S., Kumar V. The HBx oncoprotein of hepatitis B virus potentiates cell transformation by inducing c-Myc-dependent expression of the RNA polymerase I transcription factor UBF // Virol J, Vol. 12, 2015. P. 62.

113. Grandori C., Gomez-Roman N., Felton-Edkins Z., Ngouenet C., Galloway D., Eisenman R., White R. c-Myc binds to human ribosomal DNA and stimulates transcription of rRNA genes by RNA polymerase I // Nat Cell Biol, Vol. 7, 2005. pp. 311-318.

114. Hannan K., Hannan R., Smith S., Jefferson L., Lun M., Rothblum L. Rb and p130 regulate RNA polymerase I transcription: Rb disrupts the interaction between UBF and SL-1 // Oncogene, Vol. 19, 2000. pp. 4988-4999.

115. Frescas D., Guardavaccaro D., Bassermann F., Koyama-Nasu R., Pagano M. JHDM1B/FBXL10 is a nucleolar protein that represses transcription of ribosomal RNA genes // Nature, Vol. 450, No. 7167, 2007. pp. 309 -313.

116. Lozzio C., Lozzio B. Human chronic myelogenous leukemia cell-line with positive Philadelphia chromosome // Blood, Vol. 45, No. 3, 1975. pp. 321-34.

117. Foltankova V., Legartova S., Kozubek S., Bartova E. Tumor-specific histone signature and DNA methylation in multiple myeloma and leukemia cells // Neoplasma, Vol. 59, No. 4, 2012. pp. 450-462.

118. Giard D., Aaronson S., Todaro G., Arnstein P., Kersey J., Dosik H., Parks W. In vitro cultivation of human tumors: establishment of cell lines derived from a series of solid tumors // J Natl Cancer Inst, Vol. 51, No. 5, 1973. pp. 1417-1423.

119. Heremans H., Billiau A., Cassiman J., Mulier J., de Somer P. In vitro cultivation of human tumor tissues. II. Morphological and virological characterization of three cell lines // Oncology. 1978. Vol. 35. No. 6. pp. 246-252.

120. Staehlke S., Rebl H., Nebe B. Phenotypic stability of the human MG-63 osteoblastic cell line at different passages // Cell Biol Int. 2019. Vol. 43. No. 1. pp. 22-32.

121. Pautke C., Schieker M., Tischer T., et al. Characterization of osteosarcoma cell lines MG-63, Saos-2 and U-2 OS in comparison to human osteoblasts // Anticancer Res. 2004. Vol. 24. No. 6. pp. 3743-3748.

122. Czekanska E., Stoddart M., Richards R., Hayes J. In search of an osteoblast cell model for in vitro research // Eur Cell Mater. 2012. Vol. 24. pp. 1-17.

123. Soule H., Vazguez J., Long A., Albert S., Brennan M. A human cell line from a pleural effusion derived from a breast carcinoma // J Natl Cancer Inst, Vol. 51, No. 5, 1973. pp. 1409-1416.

124. Lee A., Oesterreich S., Davidson N. MCF-7 cells - changing the course of breast cancer research and care for 45 years // J Natl Cancer Inst, Vol. 107, No. 7, 2015. P. djv073.

125. Johnston R., D'Costa Z., Ray S., Gorski J., Harkin D., Mullan P., Panov K. The identification of a novel role for BRCA1 in regulating RNA polymerase I transcription // Oncotarget, Vol. 7, No. 42, 2016. pp. 68097-68110.

126. Kaighn M., Narayan K., Ohnuki Y., Lechner J., Jones L. Establishment and characterization of a human prostatic carcinoma cell line (PC-3) // Investigative Urology, Vol. 17, No. 1, Kaighn ME, Narayan KS, Ohnuki Y, Lechner JF, Jones LW 1979. pp. 16-23.

127. Zhang D., Park D., Zhong Y., Lu Y., Rycaj K., Gong S., Chen X., Liu X., Chao H., Whitney P., et al. Stem cell and neurogenic gene-expression profiles link prostate basal cells to aggressive prostate cancer // Nat Commun, Vol. 7, 2016. P. 10798.

128. Yan Y., Chen Z., Xiao Y., Wang X., Qian K. Long non-coding RNA SNHG6 is upregulated in prostate cancer and predicts poor prognosis // Mol Biol Rep, Vol. 46, No. 3, 2019. pp. 2771-2778.

129. Фритц Э., Перси К., Джек Э., Шанмугаратнам К., Собин Л, Паркин Д., Уилан Ш. Международная классификация болезней - онкология (МКБ-О). 3-е изд. СПб: «Вопросы онкологии», 2017. 352 с.

130. Goodenberger M., Jenkins R. Genetics of adult glioma // Cancer Genetics, Vol. 205, No. 12, 2012. pp. 613-21.

131. Smoll N., Hamilton B. Incidence and relative survival of anaplastic astrocytomas // Neuro Oncology, Vol. 16, No. 10, 2014. pp. 1400-1407.

132. Bleeker F., Molenaar R., Leenstra S. Recent advances in the molecular understanding of glioblastoma // Journal of Neuro-Oncology, Vol. 180, No. 1, 2012. pp. 11-27.

133. Gallego O. Nonsurgical treatment of recurrent glioblastoma // Current Oncology, Vol. 22, No. 4, 2015. pp. е273-81.

134. M0ller H., Rasmussen A., Andersen H., Johnsen K., Henriksen M., Doroux M. A systematic review of microrna in glioblastoma multiforme: micro-modulators in the mesenchymal mode of migration and invasion // Molecular Neurobiology, Vol. 47, No. 1, 2013. pp. 131-44.

135. Holmberg Olausson K., Nister M., Lindstrom M. Loss of nucleolar histone chaperone NPM1 triggers rearrangement of heterochromatin and synergizes with a deficiency in DNA methyltransferase DNMT3a to drive ribosomal DNA transcription // The Journal of Biological Chemistry, Vol. 289, 2014. pp. 34601-34619.

136. Graham F., Smiley J., Russell W., Nairn R. Characteristics of a human cell line transformed by DNA from human adenovirus type 5 // J. Gen. Virol., Vol. 36, No. 1, 1977. pp. 59-74.

137. Dumont J., Euwart D., Mei B., Estes S., Kshirsagar R. Human cell lines for biopharmaceutical manufacturing: history, status, and future perspectives // Critical Reviews in Biotechnology. 2016. Vol. 36. No. 6. pp. 1110-1122.

138. Vasile F., Dossi E., Rouach N. Human astrocytes: structure and functions in the healthy brain // Brain Struct Funct, Vol. 225, No. 5, 2017. pp. 2017-2029.

139. Sada A., Tumbar T. New Insights into Mechanisms of Stem Cell Daughter Fate Determination in Regenerative Tissues. Vol 300. // In: International Review of Cell and Molecular Biology. Elsevier, 2013. pp. 1-50.

140. Ревищин А.В., Александрова М.А., Подгорный О.В., Марей М.В., Полтавцева Р.А., Корочкин Л.И., Степанов Г.А., Сухих Г.Т. Нейральные стволовые клетки плода человека в мозге крыс: влияние предварительного культивирования и трансплантации // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 2005. Vol. 139. No. 2. pp. 182-184.

141. Павлова Г.В., Охотин В.Е., Корочкин Л.И., Ревищин А.В. Геномная регуляция судьбы нейральных стволовых клеток млекопитающих // Генетика. 2008. Vol. 44. No. 3. pp. 293 -304.

142. Александрова М.А., Полтавцева Р.А., Марей М.В., Ревищин А.В., Сабурина И.Н., Дубровина И.В., Корочкин Л.И., Сухих Г.Т. Транплантация культивированных нейральных прогениторных клеток человека в мозг крысы: миграция и дифференцировка // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 2001. Vol. 131. No. 10. pp. 455-458.

143. Александрова М.А., Ревищин А.В., Полтавцева Р.А., Черкасова Л.В., Клещинов В.Н., Корочкин Л.И., Сухих Г.Т. Трансплантация стволовых/прогениторных клеток мозга человека в мозг взрослых крыс // Онтогенез. 2003. Vol. 34. No. 3. pp. 167-173.

144. Aranda P., LaJoie D., Jorcyk C. Bleach gel: a simple agarose gel for analyzing RNA quality // Electrophoresis. 2012. Vol. 33. No. 2. pp. 366-369.

145. Xiao M., Wilusz J. An improved method for circular RNA purification using RNase R that efficiently removes linear RNAs containing G-quadruplexes or structured 3' ends // Nucleic Acids Res. 2019. Vol. 47. No. 16. pp. 8755-8769.

146. Boccaletto P., Stefaniak F., Ray A., Cappannini A., et al. MODOMICS: a database of RNA modification pathways. 2021 update // Nucleic Acids Research. 2022. Vol. 50. No. D1. pp. D231-D235.

147. Ye J., Coulouris G., Zaretskaya I., Cutcutache I., Rozen S., Madden T. Primer-BLAST: A tool to design target-specific primers for polymerase chain reaction // BMC Bioinformatics. 2012. Vol. 13. P. 134.

148. Leppek K., Stoecklin G. An optimized streptavidin-binding RNA aptamer for purification of ribonucleoprotein complexes identifies novel ARE-binding proteins // Nucleic Acids Res. 2014. Vol. 42. No. 2. P. e13.

149. Shevchenko A., Tomas H., Havlis J., Olsen J., Mann M. In-gel digestion for mass spectrometric characterization of proteins and proteomes // Nature protocols. 2006. Vol. 1. pp. 28562860.

150. The UniProt Consortium. UniProt: the universal protein knowledgebase in 2021 // Nucleic Acids Res. 2021. Vol. 49.

151. Katoh K., Standley D. MAFFT multiple sequence alignment software version 7: improvements in performance and usability // Mol. Biol. Evol. 2013. Vol. 30. No. 4. pp. 772-780.

152. Altschul S., Gish W., Miller W., Myers E., Lipman D. Basic local alignment search tool // Journal of Molecular Biology. 1990. Vol. 215. No. 3. pp. 403-410.

153. Betley J., Frith M., Graber J., Choo S., Deshler J. A ubiquitous and conserved signal for RNA localization in chordates // Current Biology. 2002. Vol. 12. pp. 1756-61.

154. Loots G., Ovcharenko I. rVista 2.0: evolutionary analysis of transcription factor binding sites // Nucleic Acids Research. 2004. Vol. 32. pp. 217-221.

155. Lee T., Chang W., Hsu J., Chang T., Shien D. GPMiner: an integrated system for mining combinatorial cis-regulatory elements in mammalian gene group // BMC Genomics. 2012. Vol. 13 Suppl 1. No. Suppl 1. P. S3.

156. Liao Y., Wang J., Jaehnig E., Shi Z., Zhang B. WebGestalt 2019: gene set analysis toolkit with revamped UIs and APIs // Nucleic Acids Research. 2019. Vol. gkz401.

157. Gillespie M., Jassal B., Stephan R., et al. The reactome pathway knowledgebase 2022 // Nucleic Acids Research. 2021. Vol. gkab1028.

158. Warde-Farley D., Donaldson S., Comes O., Zuberi K., et al. The GeneMANIA prediction server: biological network integration for gene prioritization and predicting gene function // Nucleic Acids Res. 2010. Vol. 38. pp. W214-20.

159. Rodchenkov I., Babur O., Luna A., Aksoy B., et al. Pathway Commons 2019 Update: integration, analysis and exploration of pathway data // Nucleic Acids Research. 2020. Vol. 48. No. D1. pp. D489-D497.

160. Safran M., Rosen N., Twik M., BarShir R., et al. The GeneCards Suite // In: Practical Guide to Life Science Databases. Singapore: Springer, 2022. pp. 27-56.

161. Kupriyanova N., Ryskov A. Discrepancy in the regulation of ribosomal RNA expression between primates and other vertebrates // Global Journal of Biochemistry, Vol. 2, No. 4, 2011. pp. 271-282.

162. Усманова Н., Казаков В., Томилин Н. Ретропозоны Alu-семейства из цис-регуляторных модулей промоторов генов DNAse II и CAML влияют на генную экспрессию в клетках A549 и НЕК293 // Цитология, 2008. pp. 249-255.

163. Daskalova E., Baev V., Rusinov V., Minkov I. 3'UTR-located ALU elements: donors of potential miRNA target sites and mediators of network miRNA-based regulatory interactions // Evol Bioinform Online, Vol. 2, 2007. pp. 103-120.

164. Bagshaw A. Functional Mechanisms of Microsatellite DNA in Eukaryotic Genomes // Genome Biol Evol, Vol. 9, No. 9, 2017. pp. 2428-2443.

165. Yang D., Hurley L. Structure of the biologically relevant G-quadruplex in the c-MYC promoter // Nucleosides, nucleotides & nucleic acids, 2006. pp. 951-968.

166. Bugaut A., Balasubramanian S. 5'-UTR RNA G-quadruplexes: translation regulation and targeting // Nucleic acids research, Vol. 40, No. 11, 2012. pp. 4727-4741.

167. Sun D. Chromatin Immunoprecipitation Assay to Analyze the Effect of G-Quadruplex Interactive Agents on the Binding of RNA Polymerase II and Transcription Factors to a Target Promoter Region // Methods in molecular biology (Clifton, N.J.). 2019. Vol. 2035. pp. 233-242.

168. Shen J., Varshney D., Simeone A., Zhang X., Adhikari S., Tannahill D., Balasubramanian S. Promoter G-quadruplex folding precedes transcription and is controlled by chromatin // Genome biology. 2021. Vol. 22. No. 1. P. 143.

169. Ellegren H. Microsatellites: simple sequences with complex evolution // Nature Reviews Genetics, Vol. 5, 2004. pp. 435-445.

170. Yandava C., Gastier J., Pulido J., Brody T., Sheffield V., Murray J., Buetow K., Duyk G. Characterization of Alu repeats that are associated with trinucleotide and tetranucleotide repeat microsatellites // Genome Res, Vol. 7, No. 7, 1997. pp. 716-724.

171. Tobar-Tosse F., Velez P., Ocampo-Toro E., Moreno P. Structure, clustering and functional insights of repeats configurations in the upstream promoter region of the human coding genes // BMC Genomics, Vol. 19, 2018. P. 862.

172. Li M., Bozzacco L., Hoffmann H., et al. Interferon regulatory factor 2 protects mice from lethal viral neuroinvasion // J Exp Med, Vol. 213, No. 13, 2016. pp. 2931-2947.

173. Zhao M., Tan Y., Peng Q., et al. IL-6/STAT3 pathway induced deficiency of RFX1 contributes to Th17-dependent autoimmune diseases via epigenetic regulation // Nat Commun, Vol. 9, No. 1, 2018. P. 583.

174. Jain P., Lavorgna A., Sehgal M., Gao L., Ginwala R., Sagar D., Harhaj E., Khan Z. Myocyte enhancer factor (MEF)-2 plays essential roles in T-cell transformation associated with HTLV-1 infection by stabilizing complex between Tax and CREB // Retrovirology, Vol. 12, 2015. P. 23.

175. Singh-Taylor A., Molet J., Jiang S., et al. NRSF-dependent epigenetic mechanisms contribute to programming of stress-sensitive neurons by neonatal experience, promoting resilience // Mol Psychiatry., Vol. 23, No. 3, 2018. pp. 648-657.

176. Revilla-I-Domingo R., Bilic I., Vilagos B., et al. The B-cell identity factor Pax5 regulates distinct transcriptional programmes in early and late B lymphopoiesis // EMBO J, Vol. 31, No. 14, 2012. pp. 3130-3146.

177. Vulto-van Silfhout A., Rajamanickam S., Jensik P., et al. Mutations affecting the SAND domain of DEAF1 cause intellectual disability with severe speech impairment and behavioral problems // Am J Hum Genet, Vol. 94, No. 5, 2014. pp. 649-661.

178. Andrews N. The NF-E2 transcription factor. // Int J Biochem Cell Biol, Vol. 30, No. 4, 1998. pp. 429-32.

179. Maddox J., Shakya A., South S., et al. Transcription factor Oct1 is a somatic and cancer stem cell determinant // PLoS Genet, Vol. 8, No. 11, 2012. P. e1003048.

180. Hollern D., Honeysett J., Cardiff R., Andrechek E. The E2F transcription factors regulate tumor development and metastasis in a mouse model of metastatic breast cancer // Mol Cell Biol, Vol. 34, No. 17, 2014. pp. 3229-3243.

181. Lambert M., Jambon S., Depauw S., David-Cordonnier M. Targeting Transcription Factors for Cancer Treatment // Molecules, Vol. 23, No. 6, 2018. P. 1479.

182. Thul P., Äkesson L., Wiking M., Mahdessian D., et al. A subcellular map of the human proteome // Science, Vol. 356, No. 6340, 2017. P. eaal3321.

183. Uhlen M., Zhang C., Lee S., Sjöstedt E., et al. A pathology atlas of the human cancer transcriptome. // Science, Vol. 357, No. 6352, 2017.

184. Brown T., Mackey K. Analysis of RNA by northern blot hybridization // Curr Protoc Hum Genet. 2001. Vol. Appendix 3.

185. Scicchitano M., Dalmas D., Bertiaux M., et al. Preliminary comparison of quantity, quality, and microarray performance of RNA extracted from formalin-fixed, paraffin-embedded, and unfixed frozen tissue samples // J Histochem Cytochem. 2006. Vol. 54. pp. 1229-1237.

186. Pandey P., Rout P., Das A., Gorospe M., Panda A. RPAD (RNase R treatment, polyadenylation, and poly(A)+ RNA depletion) method to isolate highly pure circular RNA // Methods. 2019. Vol. 155. pp. 41-48.

187. Ghidini A., Ander C., Winqvist A., Strömberg R. An RNA modification with remarkable resistance to RNase A // Chemical communications (Cambridge, England). 2013. Vol. 49. No. 79. pp. 9036-9038.

188. Chu L., Hsieh T., Golzarroshan B., Chen Y., Agrawal S., Yuan H. Structural insights into RNA unwinding and degradation by RNase R // Nucleic Acids Res. 2017. Vol. 45. No. 20. pp. 12015-12024.

189. Meyer B., Wurm J., Kötter P., et al. The Bowen-Conradi syndrome protein Nep1 (Emg1) has a dual role in eukaryotic ribosome biogenesis, as an essential assembly factor and in the methylation of ¥1191 in yeast 18S rRNA // Nucleic Acids Res. 2011. Vol. 39. No. 4. pp. 1526-1537.

190. Dannfald A., Favory J., Deragon J. Variations in transfer and ribosomal RNA epitranscriptomic status can adapt eukaryote translation to changing physiological and environmental conditions // RNA Biol. 2021. Vol. 18. No. sup1. pp. 4-18.

191. Garcia J., Costa V., Carvalho A. Amanita phalloides poisoning: Mechanisms of toxicity and treatment // Food Chem Toxicol. 2015. Vol. 86. pp. 41-55.

192. Wu L., Pan J., Thoroddsen V., Wysong D., Blackman R., Bulawa C., Gould A., Ocain T., Dick L., Errada P., et al. Novel small-molecule inhibitors of RNA polymerase III // Eukaryot Cell. 2003. Vol. 2. No. 2. pp. 256-64.

193. Mottamal M., Zheng S., Huang T., Wang G. Histone deacetylase inhibitors in clinical studies as templates for new anticancer agents // Molecules. 2015. Vol. 20. No. 3. pp. 3898-3941.

194. Lobo J., Guimaräes-Teixeira C., Barros-Silva D., Miranda-Gonçalves V., Camilo V., Guimaräes R., Cantante M., Braga I., Mauricio J., Oing C., et al. Efficacy of HDAC Inhibitors Belinostat and Panobinostat against Cisplatin-Sensitive and Cisplatin-Resistant Testicular Germ Cell Tumors // Cancers (Basel). 2020. Vol. 12. No. 10. P. 2903.

195. Sobell H. Actinomycin and DNA transcription // Proc Natl Acad Sci U S A. 1985. Vol. 82. No. 16. pp. 5328-5331.

196. Cortes C., Veiga S., Almacellas E., Hernández-Losa J., Ferreres J., Kozma S., Ambrosio S., Thomas G., Tauler A. Effect of low doses of actinomycin D on neuroblastoma cell lines // Mol Cancer. 2016. Vol. 1.

197. Tacar O., Sriamornsak P., Dass C. Doxorubicin: an update on anticancer molecular action, toxicity and novel drug delivery systems // J Pharm Pharmacol. 2013. Vol. 65. No. 2. pp. 15770.

198. Colis L., Peltonen K., Sirajuddin P., Liu H., Sanders S., Ernst G., Barrow J., Laiho M. DNA intercalator BMH-21 inhibits RNA polymerase I independent of DNA damage response // Oncotarget. 2014. Vol. 5. No. 12. pp. 4361-9.

199. Chatel-Chaix L., Germain M., Motorina A., Bonneil É., Thibault P., Baril M., Lamarre D. A host YB-1 ribonucleoprotein complex is hijacked by hepatitis C virus for the control of NS3-dependent particle production // Journal of virology. 2013. T. 87. № 21. C. 11704-11720.

200. Tsofack S., Garand C., Sereduk C., Chow D., Aziz M., Guay D., Yin H., Lebel M. NONO and RALY proteins are required for YB-1 oxaliplatin induced resistance in colon adenocarcinoma cell lines // Molecular cancer. 2011. Vol. 10. P. 145.

201. Kourtidis A., Necela B., Lin W., Lu R., Feathers R., Asmann Y., Thompson E., Anastasiadis P. Cadherin complexes recruit mRNAs and RISC to regulate epithelial cell signaling // The Journal of cell biology. 2017. Vol. 216. No. 10. pp. 3073-3085.

202. Shav-Tal Y., Zipori D. PSF and p54(nrb)/NonO--multi-functional nuclear proteins // FEBS letters. 2002. Vol. 531. No. 2. pp. 109-114.

203. Lee M., Sadowska A., Bekere I., Ho D., Gully B., Lu Y., Iyer K., Trewhella J., Fox A., Bond C. The structure of human SFPQ reveals a coiled-coil mediated polymer essential for functional aggregation in gene regulation // Nucleic acid research. 2015. Vol. 43. No. 7. pp. 3826-3840.

204. Izumi H., McCloskey A., Shinmyozu K., Ohno M. Ip54nrb/NonO and PSF promote U snRNA nuclear export by accelerating its export complex assembly // Nucleic acids research. 2014. Vol. 42. No. 6. pp. 3998-4007.

205. Huang C., Das U., Xie W., Ducasse M., Tucker H. Altered stoichiometry and nuclear delocalization of NonO and PSF promote cellular senescence // Aging. 2016. Vol. 8. No. 12. pp. 33563374.

206. Patton J., Porro E., Galceran J., Tempst P., Nadal-Ginard B. Cloning and characterization of PSF, a novel pre-mRNA splicing factor // Genes & development. 1993. Vol. 7. No. 3. pp. 393-406.

207. Stagsted L., O'Leary E., Ebbesen K., Hansen T. The RNA-binding protein SFPQ preserves long-intron splicing and regulates circRNA biogenesis in mammals // eLife. 2021. Vol. 10. P. e63088.

208. Fox A., Lamond A. Paraspeckles // Cold Spring Harbor perspectives in biology. 2010. Vol. 2. No. 7. P. a000687.

209. Mircsof D., Langouet M., Rio M., et al. Mutations in NONO lead to syndromic intellectual disability and inhibitory synaptic defects // Nat Neurosci. 2015. Vol. 18. No. 12. pp. 17311736.

210. Zhang Z., Carmichael G. The fate of dsRNA in the nucleus: a p54(nrb)-containing complex mediates the nuclear retention of promiscuously A-to-I edited RNAs // Cell. 2001. Vol. 106. No. 4. pp. 465-475.

211. Peng R., Dye B., Pérez I., Barnard D., Thompson A., Patton J. PSF and p54nrb bind a conserved stem in U5 snRNA // RNA. 2002. Vol. 8. No. 10. pp. 1334-1347.

212. Marrella S., Brown K., Mansouri-Noori F., Porat J., Wilson D., Bayfield M. An interdomain bridge influences RNA binding of the human La protein // J Biol Chem. 2019. Vol. 294. No. 5. pp. 1529-1540.

213. Heise T., Sommer G. RNA-Binding Protein La Mediates TGFß-Induced Epithelial to Mesenchymal Transition and Cancer Stem Cell Properties // Cancers (Basel). 2021. Vol. 13. No. 2. P. 343.

214. Chen C., Gherzi R., Andersen J., et al. Nucleolin and YB-1 are required for JNK-mediated interleukin-2 mRNA stabilization during T-cell activation // Genes Dev. 2000. Vol. 14. No. 10. pp. 1236-1248.

215. Capowski E., Esnault S., Bhattacharya S., Malter J. Y box-binding factor promotes eosinophil survival by stabilizing granulocyte-macrophage colony-stimulating factor mRNA // J Immunol. 2001. Vol. 167. No. 10. pp. 5970-5976.

216. Raffetseder U., Frye B., Rauen T., et al. Splicing factor SRp30c interaction with Y-box protein-1 confers nuclear YB-1 shuttling and alternative splice site selection // J Biol Chem. 2003. Vol. 278. No. 20. pp. 18241-18248.

217. Gaudreault I., Guay D., Lebel M. YB-1 promotes strand separation in vitro of duplex DNA containing either mispaired bases or cisplatin modifications, exhibits endonucleolytic activities and binds several DNA repair proteins // Nucleic Acids Res. 2004. Vol. 32. No. 1. P. 31.

218. Chattopadhyay R., Das S., Maiti A. Regulatory role of human AP-endonuclease (APE1/Ref-1) in YB-1-mediated activation of the multidrug resistance gene MDR1 // Mol Cell Biol. 2008. Vol. 28. No. 23. pp. 7066-7080.

219. Shurtleff M., Yao J., Qin Y. Broad role for YBX1 in defining the small noncoding RNA composition of exosomes // Proc Natl Acad Sci U S A. 2017. Vol. 114. No. 43. pp. E8987-E8995.

220. Kossinova O., Gopanenko A., Tamkovich S., et al. Cytosolic YB-1 and NSUN2 are the only proteins recognizing specific motifs present in mRNAs enriched in exosomes // Biochim Biophys Acta Proteins Proteom. 2017. Vol. 1856. No. 6. pp. 664-673.

221. Lim J., Ha M., Chang H., et al. Uridylation by TUT4 and TUT7 marks mRNA for degradation // Cell. 2014. Vol. 159. No. 6. pp. 1365-1376.

222. Grosset C., Chen C., Xu N., Sonenberg N., Jacquemin-Sablon H., Shyu A. A mechanism for translationally coupled mRNA turnover: interaction between the poly(A) tail and a c-fos RNA coding determinant via a protein complex // Cell. 2000. Vol. 103. No. 1. pp. 29-40.

223. Kim S., Kee H., Eom G., et al. Characterization of a novel WHSC1-associated SET domain protein with H3K4 and H3K27 methyltransferase activity // Biochem Biophys Res Commun. 2006. Vol. 345. No. 1. pp. 318-323.

224. Dallas P., Pacchione S., Wilsker D., Bowrin V., Kobayashi R., Moran E. The human SWI-SNF complex protein p270 is an ARID family member with non-sequence-specific DNA binding activity // Mol Cell Biol. 2000. Vol. 20. No. 9. pp. 3137-3146.

225. Loyola A., Huang J., LeRoy G., et al. Functional analysis of the subunits of the chromatin assembly factor RSF // Mol Cell Biol. 2003. Vol. 23. No. 19. pp. 6759-6768.

226. Bochar D., Savard J., Wang W. A family of chromatin remodeling factors related to Williams syndrome transcription factor // Proc Natl Acad Sci U S A. 2000. Vol. 97. No. 3. pp. 10381043.

227. Cavellan E., Asp P., Percipalle P., Farrants A. The WSTF-SNF2h chromatin remodeling complex interacts with several nuclear proteins in transcription // J Biol Chem. 2006. Vol. 281. No. 24. pp. 16264-16271.

228. Rospert S., Dubaquie Y., Gautschi M. Nascent-polypeptide-associated complex // Cell Mol Life Sci. 2002. Vol. 59. No. 10. pp. 1632-1639.

229. Kogan G., Gvozdev V. Multifunctional nascent polypeptide-associated complex (NAC) // Molecular Biology. 2014. Vol. 48. pp. 189-196.

230. Cardiello J., Sanchez G., Allen M., Dowell R. Lessons from eRNAs: understanding transcriptional regulation through the lens of nascent RNAs // Transcription. 2020. Vol. 11. No. 1. pp. 3-18.

231. Zheng G., Qin Y., Clark W., et al. Efficient and quantitative high-throughput tRNA sequencing // Nat Methods. 2015. Vol. 12. No. 9. pp. 835-837.

232. Prokhorova E., Zamaraev A., Kopeina G., Zhivotovsky B., Lavrik I. Role of the nucleus in apoptosis: signaling and execution // Cell Mol Life Sci. 2015. Vol. 72. No. 23. pp. 4593-4612.

233. Batista P., Chang H. Long noncoding RNAs: cellular address codes in development and disease // Cell. 2013. Vol. 152. No. 6. pp. 1298-1307.

234. Kobayashi T. A new role of the rDNA and nucleolus in the nucleus—rDNA instability maintains genome integrity // Bioessays, No. 30, 2008. pp. 267-272.

235. O'Sullivan J., Pai D., Cridge A., Engelke D., Ganley A. The nucleolus: a raft adrift in the nuclear sea or the keystone in nuclear structure? // Biomol Concepts, Vol. 4, No. 3, 2013. pp. 277286.

Приложение А

Таблица А 1 Последовательности праймеров, использованных в работе.

Название Последовательность (5' - 3') прямого праймера (1) Последовательность (5' - 3') обратного праймера (г) Ожидаемый размер ампликона, пн

А ОТТТСОТССТТТТОАОАСАОАОТ ОТОООСОСАТСАСАООАООТС 254

В ТССААСТСССОАССТССТОТ ТОСАОАОАТАСАСОТТОТСОТТО 194

АВ АСОССТООСТТООСТОАТОТ СООТСОТСАСОСССОТСАТ 142

С СААСОАСААСОТОТАТСТСТОСА ТАСОСТСООТТСАТТТАСАСАСА 208

Б АТОТОТОТАААТОААССОАОСОТА ТАСАСАААОТАААСТТСТОАААСА 328

Е ООАОТОТТТСАОААОТТТАСТТТОТО АОАСАСАСООАОАООСАОААТ 208

Б СОТОТОТСТОСАОСОАСС ОАААОСОАААССОТОАОТСОА 243

И АОАТОТАООТОТСТОТОТТАТАС ОТАТААСАСАОАСАССТАСАТСТ -

Ю836 ОСАССТСТССООАААСАТТО СТТААССАСОСАСССАСОАА 150

Ю842 ОСОАТССТТТСТООСОАОТС СОООАОССООААОСАТТТТС 143

Ю828 СССТТССАСОАОАОТОАОААО ООАОСТТАТСООООАААТАООА 207

188 ТТТСТСОАТТССОТОООТОО СССООАСАТСТААОООСАТС 211

58 ООССАТАССАСССТОААСО САОСАСССООТАТТСССАО 107

ОАРБН1 АССОТСААООСТОАОААСО ОСАТСОССССАСТТОАТТТТ 95

ОАРБН2 ССАТООООААООТОААООТС АОТОАТООСАТООАСТОТОО 548

ТВР ТСССАТОАСССССАТСАСТС АТАТТСООСОТТТСОООСА 145

78Ь ТОССТОТАОТСССАОСТАСТ ОАСООООТСТСОСТАТОТТО 278

78Ь ЯТ ОАТСОООТОТССОСАСТАА ОТТТТОАССТОСТССОТТТСС 118

М13 ОТААААСОАСООССАОТ САООАААСАОСТАТОАС -

5КАСЕ ОСШАШОСОАиОААШААСАСШСОииШСШОСШШАШААА -

адаптер

3'ЯАСЕ ОСОАОСАСАОААТТААТАСОАСТСАСТАТАООТ12^ -

адаптер

3'RACE ОСОАОСАСАОААТТААТАСОАСТ -

праймер

Рисунок А 1. Значения порогового цикла (О:) для ОАРБИ и областей А, В, С, Б в повторностях проестированных клеточных линиях и культурах (№иВЬ, НаБП; ИЕК293, Б32, N42, 854, 840, О01, 8иЯР2, 8МР1).

Таблица А 2 Последовательности РНК-зондов, использовавшихся в работе

Название Последовательность 5'— 3' Длина, н

As guuucguccuuuugagacagaguuucacucuuguuuccacggcuagagugcaauggcgcgaucuuggcucaccgca ccuuccgccucccggguucgagcgcuucuccugccuccagccucccgauuagcggggauugacagggaggcaccccc acgccuggcuuggcugauguuuguguuuuuaguaggcacgccgugucucuccauguugcucaggcuggucuccaac ucccgaccuccugugaugcgcccac 254

Bs uccaacucccgaccuccugugaugcgcccaccucggccucucgaagugcugggaugacgggcgugacgaccgugccc ggccuguugacucauuucgcuuuuuuauuucuuucguuuccacgcguuuacuuauauguauuaauguaaacguuuc uguacgcuuauaugcaaacaacgacaacguguaucucugca 194

Cs caacgacaacguguaucucugcauugaauacucuugcguaugguaaauacguaucgguuguauggaaauagacuucu guaugauagauguaggugucuguguuauacaaauaaauacacaucgcucuauaaagaagggaucgucgauaaagacg uuuauuuuacguaugaaaagcgucguauuuauguguguaaaugaaccgagcgua 208

ABCs guuucguccuuuugagacagaguuucacucuuguuuccacggcuagagugcaauggcgcgaucuuggcucaccgca ccuuccgccucccggguucgagcgcuucuccugccuccagccucccgauuagcggggauugacagggaggcaccccc acgccuggcuuggcugauguuuguguuuuuaguaggcacgccgugucucuccauguugcucaggcuggucuccaac ucccgaccuccugugaugcgcccaccucggccucucgaagugcugggaugacgggcgugacgaccgugcccggccug uugacucauuucgcuuuuuuauuucuuucguuuccacgcguuuacuuauauguauuaauguaaacguuucuguacg cuuauaugcaaacaacgacaacguguaucucugcauugaauacucuugcguaugguaaauacguaucgguuguaugg aaauagacuucuguaugauagauguaggugucuguguuauacaaauaaauacacaucgcucuauaaagaagggaucg ucgauaaagacguuuauuuuacguaugaaaagcgucguauuuauguguguaaaugaaccgagcgua 602

ABCas uacgcucgguucauuuacacacauaaauacgacgcuuuucauacguaaaauaaacgucuuuaucgacgaucccuucu uuauagagcgauguguauuuauuuguauaacacagacaccuacaucuaucauacagaagucuauuuccauacaaccg auacguauuuaccauacgcaagaguauucaaugcagagauacacguugucguuguuugcauauaagcguacagaaac guuuacauuaauacauauaaguaaacgcguggaaacgaaagaaauaaaaaagcgaaaugagucaacaggccgggcacg gucgucacgcccgucaucccagcacuucgagaggccgaggugggcgcaucacaggaggucgggaguuggagaccagc cugagcaacauggagagacacggcgugccuacuaaaaacacaaacaucagccaagccaggcgugggggugccucccug ucaauccccgcuaaucgggaggcuggaggcaggagaagcgcucgaacccgggaggcggaaggugcggugagccaaga ucgcgccauugcacucuagccguggaaacaagagugaaacucugucucaaaaggacgaaac 602

7SLas ugccuguagucccagcuacucgggaggcugaggugggaggaucgcuugagcccaggaguucugggcuguagugcgc uaugccgaucggguguccgcacuaaguucggcaucaauauggugaccucccgggagcgggggaccaccagguugccu aaggaggggugaaccggcccaggucggaaacggagcaggucaaaacucccgugcugaucaguagugggaucgcgccu gugaauagccacugcacuccagccugagcaacauagcgagaccccguc 278

Рисунок А 2. Контроль перекрестной гибридизации зондов. А) Дот-блот гибридизация зондов Bs и 7SLas на соответствующие in vitro транскрипты. На нейлоновые мембраны наносили по 0,5 мкл in vitro транскриптов (~200 нг 7SL in vitro РНК и ~100 нг ABCas in vitro), гибридизацию проводили при 68 °С. Б) Электрофорез и нозерн-блот гибридизация in-vitro синтезированных транскриптов 7SL (1) и ABCas (2) с зондом Bs при указанных температурах. На электрофорез наносили по ~25нг 7SL in vitro транскрипта и по ~5нг ABCas in vitro транскрипта