Культура изолированных клеток и тканей Hyoscyamus muticus L. как источник получения фармакологических соединений тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.14, кандидат наук Абделазиз Валла Мохамед Абделмаксуд

• Абделазиз Валла Мохамед Абделмаксуд
• кандидат наук
• 2019

Оглавление диссертации кандидат наук Абделазиз Валла Мохамед Абделмаксуд

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Общая характеристика Hyoscyamus muticus L

1.2 Ботанико-морфологические признаки вида Hyoscyamus muticus L

1.3 Химический состав Hyoscyamus muticus L

1.4 Физико-химические свойства алкалоидов

1.5 Распространение в растительном мире

1.6 Медицинская характеристика H. muticus L

2 Культура растительных клеток и тканей

2.1 Каллусогенез и суспензионные культуры

2.2 Практическое использование культуры клеток и тканей растений

2.3 Клональное микроразмножение

2.4 Получение вторичных метаболитов с помощью культуры клеток и тканей

2.5 Элиситоры

2.6 Влияние предшественников на синтез вторичных метаболитов в

культуре in vitro

ГЛАВА 2 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

2.1 Микроклональное размножение

2.1.1 Методы и условия проведения исследований

2.1.2 Культуральная среда и условия культивирования

2.1.3 Адаптация растений-регенератов

2.2 Получение и поддержание каллусных культур

2.3 Получение и поддержание суспензионных культур H. muticus L. in vitro

2.4 Приготовление препаратов для цитогенетического анализа

2.5. Определение содержания алкалоидов в суспензионной культуре H.

muticus L

2.6 Статистическая обработка результатов

ГЛАВА 3 РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1 Микроклональное размножение Hyoscyamus muticus L

3.1.1 Подбор условий стерилизации эксплантов

3.1.2 Влияние цитокининов на микроразмножение H. muticus L. in vitro

3.1.3 Влияние ауксинов на ризогенез H. muticus L. in vitro

3.1.4 Адаптация растений-регенератов

3.2 Получение каллусной культуры

3.2.1 Влияние гормонального состава питательной среды на индукцию

каллусной ткани

3.2.1.1 Влияние 2,4-Д и НУК на индукцию каллусной ткани

3.2.1.2 Влияние КН и 2,4-Д на индукцию каллусной ткани

3.2.1.3 Влияние БАП и НУК на индукцию каллусной ткани

3.3 Получение суспензионной культуры

3.4 Гистологическое исследование каллусной и суспензионной культуры Hyoscyamus muticus L

3.5 Определение содержания алкалоидов в культуре белены

египетской in vitro

Заключение

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТРАТУРЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

2,4-Д 2,4-дихлорфеноксиуксусная кислота

21Р К6-(2-изопентил) аденин

1Л жасминовая кислота

Ме1Л метил-жасмонат

ТЛ троповая кислота

БАП 6-бензиламинопурин

ВЭЖХ высокоэффективная жидкостная хроматография

ИМК индолил-3-масляную кислоту

ИУК индолил-3-уксусная кислота

КН кинетин

МС питательная среда Мурасиге и Скуга

НУК а-нафтилуксусная кислота

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Культура изолированных клеток и тканей Hyoscyamus muticus L. как источник получения фармакологических соединений»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы. Растения - это прекрасный источник натуральных биологически активных веществ. Эти вещества разлагаются в естественных условиях и, что самое главное, возобновляемы. Эффективная эксплуатация таких возобновляемых ресурсов становится все актуальнее для современного мира (Maroyi, 2013). Огромный потенциал синтеза растениями биологически активных веществ может быть использован как в фармацевтических целях, так и в пищевых. Медицинские растения - важнейший источник лекарств, спасающих жизни большинству населения планеты. Методы биотехнологии необходимы для отбора, размножения и сохранения чрезвычайно важных генотипов медицинских растений. Семейство Пасленовые содержит приблизительно 102 рода и 2460 видов, располагающиеся в основном в тропической зоне. От 60 до 70% этих видов синтезируют алкалоиды, которые играют важную роль в борьбе с паразитами и фитофагами. Также они обладают токсическими и инсектицидными эффектами (Eich, 2008). Solanaceae употребляют как в пищу, так и в медицинских нуждах по всему миру.

Тысячи видов растений растет в диких условиях в северной Африке. Некоторые из них на грани вымирания. Но ничего не предпринимается с целью сохранить эти виды. Исчезновение такого важного генетического ресурса сопровождается потерей знаний и накопленного предками опыта. До сих пор отсутствует полное описание растений, произрастающих в данном регионе. К растениям, используемым для получения фармацевтических средств, относятся Hyoscyamus muticus, Urginea maritima, Colchicum autumnale, Senna alexandrina, Plantago afra, Juniperus communis, Anacyclus pyrethrum и Citrullus colocynthis (Batanouny, 1999).

H. muticus L. (белена египетская) является представителем семейства Solanaceae, (Mahran, 1967). Она известна высоким содержанием алкалоидов. Основными алкалоидами являются скополамин и атропин, эффекты которых включают стимуляцию центральной нервной системы и одновременное

угнетение периферических нервов, характерное для парасимпатомиметиков. Они обладают спазмолитическими, антиастматическими,

антихолинергическими, наркотическими и анестезирующими свойствами (Tytgat, Guido, 2007; Fatma et al., 2009). Египетская белена постепенно вырождается в Египте из-за быстрого роста современной индустриализации. Это требует усилий по внедрению методов культуры in vitro в качестве инструмента для сохранения растения и в то же время улучшения его лекарственных свойств. H. muticus L. является ценным видом, поскольку общее содержание алкалоидов в нем выше, чем у других видов Hyoscyamus (Fatma et al., 2009). Эти алкалоиды синтезируются в корнях и затем транспортируются в надземные части растения (Pal Bais et al., 2001). Синтетическое производство этих алкалоидов является более дорогостоящим, чем их извлечение из растительного сырья, и поэтому они в настоящее время промышленно извлекаются из различных пасленовых растений, принадлежащих к родам Atropa, Duboisia, Datura и Hyoscyamus. Клональное микроразмножение - это практика быстрого размножения исходного растительного материала для получения большого количества растений с использованием современных методов культивирования клеток и тканей растений. Это метод вегетативного размножения, проводимый в лабораторных условиях, позволяет получить большое количество генетически однородного и здорового растительного материала, который можно использовать для создания искусственных посадок с целью сохранения и возобновления редких и исчезающих видов растений (Prakash et al., 2013). Он отличается высокой скоростью размножения, возможностью размножения растений в течение года, получением растений, «свободных» от вредителей и патогенных микроорганизмов в контролируемых условиях (Rout et al., 2000). Внимание мирового научного сообщества направлено на изучение возможностей клеточных культур как инструмента для микроклонального размножения растений, в особенности в садоводстве и сельском хозяйстве.

Выращивание in vitro несет в себе огромный потенциал для получения высококачественных растительных лекарств. Суспензионные культуры относят к удобным для производства фитохимических соединений системам (Neumann et al., 2009). Производство вторичных метаболитов in vitro в культуральных суспензиях известно для многих медицинских растений (Ruffoni et al., 2010). Возросший интерес исследователей к практическому использованию технологии in vitro даст возможность для биосинтеза широкого спектра полезных соединений с помощью культуры клеток и тканей. На различные соединения (алкалоиды, антрахиноны и растительные фенолы), синтезированные или модифицированные методом культуры тканей, возложены большие надежды.

Цель работы - настоящее исследование направлено на разработку технологий для сохранения вида H. muticus L. и получения тропановых алкалоидов в культуре in vitro.

Для достижения поставленной цели необходимо решить следующие задачи:

1. подобрать условия для микроклонального размножения H. muticus L. в культуре in vitro;

2. исследовать влияние культуральных сред различного гормонального состава растений на каллусообразующую способность разных типов эксплантов H. muticus L. в культуре in vitro;

3. получить суспензионную культуру H. muticus L.;

4. провести морфо-гистологический анализ каллусной и суспензионной культур H. muticus L.;

5. исследовать содержание алкалоидов в клетках и культуральной жидкости каллусных и суспензионных культур H. muticus L.;

6. оценить действие предшественников (троповая кислота) и метил-жасмоната на накопление тропановых алкалоидов в суспензионной культуре H. muticus L.

Научная новизна

Впервые из корневых эксплантов Hyoscyamus muticus L. получены каллусные и суспензионые культуры, продуцирующие тропановые алкалоиды и обладающие ризогенным потенциалом. Показано, что для получения хорошо пролиферирующей каллусной ткани целесообразно добавлять в состав питательной среды (0,5 мг/л) БАП в сочетании с (1,0 мг/л) НУК. Гистологические исследования продемонстрировали, что ризогенные каллусные и суспензионные культуры H. muticus L. имеют сложное строение и характеризуются наличием нодулярных структур, которые, по-видимому, необходимы для синтеза и накопления тропановых алкалоидов. Применение метил-жасмоната (100 и 200 мкМ) позволило повысить продуктивность скспензионной культуры H. muticus L., образующей атропина в четыре раза больше, чем у растений, и более чем в 5,5 раз больше по сравнению с корнем.

Разработан эффективный метод клонального микроразмножения H. muticus L., подобраны среды для размножения и укоренения побегов. Установлено, что необходимо чередование сред: для размножения эффективна среда с 1,0 мг/л кинетина, для укоренения - с 1,0 мг/л ИМК.

Научно-практическая значимость

Получен штамм культуры H. muticus L., продуктивность которого позволяет рекомендовать его к промышленному использованию. Показана возможность управления синтезом тропановых алкалоидов в культуре in vitro с помощью метил-жасмоната. Разработанная технология клонального микроразмножения позволит в короткие сроки размножить посадочный материал для создания искусственных посадок и восстановления природных популяций H. muticus L. Кроме того, результаты могут быть применены в учебном процессе для студентов, обучающихся по направлению «Агрономия» и «Биотехнология», при чтении лекций и проведении практических занятий по таким дисциплинам как: «Культура тканей и органов растений», «Сельскохозяйственная биотехнология», «Прикладная биотехнология», «Основы биотехнологии», «Физиология растений».

Методология и методы исследования. Экспериментальная часть диссертационной работы выполнена с использованием методов культуры клеток и тканей, а также биохимических анализов, которые проведены на современном оборудовании.

Публикации по теме диссертации. Основные результаты диссертации изложены в 11 публикациях, из которых 3 статьи опубликованы в журналах из списка ВАК РФ.

Апробация работы. Материалы диссертации были представлены на следующих международных и российских конференциях: годичном собрании Общества физиологов растений России «Научная конференция международным участием и школа молодых ученых» (Санк-Петербург, 2016), научной конференции с международным участием, посвященной памяти профессора В.Е. Петрова (Казань, КФУ, 2018), 70-й Всероссийской с международным участием школе-конференции молодых ученых «Биосистемы: организация, поведение, управление» (Нижний Новгород, 2017), XXV Международной конференции студентов, аспирантов и молодых ученых «Ломоносов» (Москва, 2018), 71-й Всероссийской с международным участием школе-конференции молодых ученых «Биосистемы: организация, поведение, управление» (Нижний Новгород, 2018), 22-й Международной Пущинской школе-конференции молодых ученых «Биология - наука XXI века» (Пущино, 2018), итоговой научной конференции сотрудников Казанского университета за 2017 год на секции «Актуальные проблемы биологии растений» (Казань, КФУ, 2018), 11-й Международной конференции «Биология клеток растений in vitro и биотехнология» (Минск, 2018).

Личный вклад автора. Все исследования на каждом этапе работы проведены диссертантом лично, на кафедре ботаники и физиологии растений Отделения биологии и биотехнологии Института фундаментальной медицины и биологии Казанского (Приволжского) федерального университета. Автором совместно с научным руководителем разработана программа, направление,

выбраны методы исследований, а также проведено обсуждение результатов и подготовка публикаций.

Структура диссертации. Диссертация изложена на 133 страницах, состоит из введения, литературного обзора, материалов и методов исследований, экспериментальной части (2 главы), выводов и списка цитированной литературы, который включает 271 источник. Диссертационная работа содержит 20 таблиц и 25 рисунков.

ГЛАВА 1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 1.1 Общая характеристика Hyoscyamus muticus L.

Белена египетская (Hyoscyamus muticus L.) - многолетнее травянистое растение рода Белена (Hyoscyamus) семейства Пасленовые (Solanaceae). Домен: Эукариоты (Eukaryota) Царство: Растения (Plantae, или Vegetabilia) Отдел: Цветковые (Magnoliophyta, или Angiospermae) Класс: Двудольные (Dicotylédones) Порядок: Пасленоцветные (Solanales) Семейство: Пасленовые (Solanaceae) Род: Белена (Hyoscyamus) Вид: Белена египетская (Hyoscyamus muticus)

1.2 Ботанико-морфологические признаки вида Hyoscyamus muticus L.

Семейство Solanaceae включает в себя около 102 родов и 2460 видов, обитающих в основном в тропических районах. Они являются продуцентами сходных по химическому строению тропановых алкалоидов, которые имеют высокую фармакологическую ценность.

Hyoscyamus muticus L., широко известное как белена египетская -растение (рис. 1), распространенное в тропических и субтропических районах.

Белена египетская относится к многолетним травам и является устойчивым суккулентом сухих местообитаний, высотой более 1 метра. В зависимости от условий произрастания белены поверхность листьев может быть голая или опушенная. У растения длинный стебель, сильно разветвленные в верхней части. Нижние листья имеют величину 8-12*4,9 см. Листья - яйцевидные, острые, клиновидные или усеченные, как правило, с несколькими крупными зубцами. Черешок плотный и по длине может доходить до 30 и более см. Чашечка, как правило, 2-3 см, с короткими треугольными тупыми зубцами, становится сухими, сетчатыми и выпуклыми. Белый или зеленый венчик размером 2*2 см, имеет верхний выступ пурпурно-

фиолетового цвета. Пыльники 4 мм, а капсулы 6 мм (Вои^, 2002). Плод -цилиндрическая коробочка 1,5 см длиной, 6 мм шириной, заключенная в остающуюся чашечку, имеющую 5 широко треугольных зубчиков.

Рисунок 1. Белена египетская (Hyoscyamus тШсш Ь.)

1.3 Химический состав ИуоБеуатт тмИет Ь.

Трава белены египетской содержит 0,5%-1,4% алкалоидов.

Среди биологически активных соединений в белене содержатся гиосциамин, атропин, скополамин, относящиеся к группе алкалоидов, производных пиридина и пиперидина.

Алкалоиды, производные пиридина и пиперидина, делят на несколько групп:

Ч

Пиридин

1\1Н Пиперидин

- простые производные пиридина и пиперидина: лобелии (лобелия вздутая), кониин (болиголов пятнистый);

- бициклические неконденсированные системы: анабазин (анабазис безлистный), никотин (табак);

- бициклические конденсированные системы пиперидина и пирролидина (тропановые алкалоиды): скополамин, гиосциамин (растения семейства пасленовых) (Самылина с соавт., 2016).

Скополамин Гиосциамин

Тропановые алкалоидные молекулы характеризуются наличием бициклической аминогруппы тропанового кольца. Хотя эти алкалоиды встречаются в нескольких семействах, которые не связаны таксономически, сложные эфиры троповой кислоты, производные гидрокситиропана (например, гиосциамин и скополамин) образуются только у представителей пасленовых, белладонны, дурмана, дубонзии, белены и скополиы (Griffin, Lin, 2000).

Спаенные кольца шестичленного пиперидина и пятичленного пирролидина образуют азабициклооктановое ядро тропана - основу алкалоидов тропанового ряда. Синтез тропана происходит путем «надстройки» второго цикла из двух молекул ацетата к предсинтезированной молекуле метилпирролиния, образованной из L-орнитина, что сходно описанному ниже синтезу пирролидинового остатка никотина. Для ряда пасленовых, а именно красавки-белладонны Atropa belladonna, белены черной H. niger, дурмана Datura sp., основным действующим веществом является левовращающий гиосциамин, при выделении переходящий в оптически

неактивный рацемат атропин, биологическая активность которого сходна, но в 2 раза ниже, чем у первого. Фармакологические эффекты атропина обусловлены блокированием холинорецепторов, т.е. антагонизмом с нейромедиатором ацетилхолином, что снижает тонус блуждающего нерва и расслабляет гладкую мускулатуры глаз, бронхов, органов брюшной полости (Белодубровская с соавт., 2006). Другим ценным, но менее распространенным в природе тропановым алкалоидом является скополамин, используемый для блокады холинергических рецепторов подкорки (при операциях) и рвотного центра головного мозга (при морской и воздушной болезнях). Проблема получения дефицитного скополамина была решена благодаря метаболической инженерии, начало которой было заложено успешными практическими разработками группы японских ученых (Yun et al., 1992). Они интродуцировали ген гиосциамин^-гидроксилазы из белены черной в красавку-белладону и добились его сверхэкспрессии. В итоге трансгенные растения A. belladonna приобрели способность к усиленному синтезу и накоплению скополамина (рис. 2).

Гиосциамин Гидроксигиосциамин Скополамин

Рисунок. 2 Реакции образования скороламина из гиосциамина за счет окисления тропанового цикла (Сго1еаи & а!., 2000).

Таким образом, с помощью молекулярно-генетических подходов метаболической инженерии появилась возможность коммерческого синтеза фармакологически важных соединений (Абдрахимова, 2012).

1.4 Физико-химические свойства алкалоидов

В состав большинства алкалоидов входят углерод, водород, азот и кислород. Кроме того, некоторые алкалоиды содержат в своем составе еще и серу (алкалоиды кубышки желтой). Алкалоиды, в состав которых входит кислород, обычно кристаллические вещества (Куркин, 2004; Кудряшов с соавт., 2011).

Большинство кислородсодержащих алкалоидов - твердые кристаллические вещества, реже аморфные, без запаха, с горьким вкусом, как правило, бесцветные, лишь некоторые алкалоиды окрашены - берберин в желтый, сангвинарин в оранжевый цвет.

Небольшая группа бескислородных алкалоидов представлена летучими жидкостями, перегоняющимися с водой, с сильным неприятным запахом (кониин, никотин, пахикарпин). Алкалоиды оптически активны, большая часть вращает плоскость поляризованного луча влево.

Растворимость алкалоидов зависит от того, в какой форме они встречаются. Алкалоиды - основания хорошо растворимы в органических растворителях (исключение - кофеин) и нерастворимы в воде (исключение -кофеин, эфедрин, эргометрин).

Алкалоиды-соли хорошо растворимы в воде (исключение - хинина сульфат) и нерастворимы в органических растворителях (исключение -папаверина гидрохлорид, он растворим в хлороформе).

Благодаря основному характеру, алкалоиды при взаимодействии с кислотами образуют соли. Это свойство широко используется при выделении и очистке алкалоидов, их количественном определении и получении препаратов. Другим общим химическим свойством всех алкалоидов является образование осадков с солями тяжелых металлов, с комплексными соединениями, с некоторыми органическими соединениями кислого характера (кислота пикриновая, танин). Образующиеся комплексные соединения мало или совсем нерастворимы в воде. Эти свойства алкалоидов используются для их обнаружения. Кроме того, каждому алкалоиду присущи свои химические

свойства, зависящие от его строения (тип фенолов, сложных эфиров и т.п.) (Самылина с соавт., 2016).

Алкалоидоносные растения составляют примерно 10% всей мировой флоры. Считается, что выделено не менее 5000 индивидуальных алкалоидов.

Алкалоиды (от араб. alkali - «щелочь» и греч. eides - «подобный») - это гетероциклические соединения, содержащие в цикле один или несколько атомов азота, реже - кислорода. Атомы азота придают им щелочные свойства. Алкалоиды делят на протоалкалоидные, истинные алкалоиды и псевдоалкалоиды. Истинные алкалоиды содержат азот в гетероцикле, протоалкалоиды - не в гетероцикле, а псевдоалкалоиды синтезируются не из аминокислот, а по изопреноидному пути (Абдрахимова, 2012).

1.5 Распространение в растительном мире

Наиболее широко алкалоиды распространены среди покрытосеменных. Особенно ими богаты представители семейства пасленовых, маковых, лютиковых, бобовых, кутровых, логаниевых, рутовых и др. Алкалоиды обнаружены также у голосеменных, хвощей, папоротников, мхов и плаунов. В растениях алкалоиды, как правило, находятся в виде солей органических или минеральных кислот, растворенных в клеточном соке.

Содержание алкалоидов в растениях невелико и колеблется от тысячных долей процента до нескольких процентов. При содержании 1-3% алкалоидов сырье считается уже богатым алкалоидами. Только некоторые растения, например, культивируемые сорта хинного дерева, накапливают в коре 15-20% алкалоидов. Большинство растений содержит несколько алкалоидов. Чаще всего у одного растения количественно преобладает один или 2-3 алкалоида, содержание других - значительно меньше. Алкалоиды одного растения, как правило, имеют довольно близкое строение и образуют группу «родственных» алкалоидов (Гринкевич, Сафронич, 1983; Валиева, 2010).

У некоторых растений алкалоиды содержатся во всех частях в значительных количествах (красавка). Однако у большинства растений

алкалоиды преобладают только в каком-либо одном органе или части растения. Так, например, в чае китайском алкалоиды накапливаются в листьях, в дурмане индейском, чилибухе - в плодах или семенах, в раувольфии, безвременнике великолепном - в подземных органах.

Различные части растения отличаются не только по количественному содержанию алкалоидов, но и по качественному составу. Например, у термопсиса ланцетного в траве преобладает алкалоид термопсин, а в семенах - цитизин.

На образование и количественное содержание алкалоидов влияют фазы развития. В надземных частях растения максимальное количество алкалоидов выявляют в фазу цветения и плодоношения, в подземных органах - в фазу отмирания надземной части. Положительное влияние на образование алкалоидов имеют повышенная температура воздуха, дефицит воды, короткий световой день, увеличение высоты над уровнем моря, азотистые удобрения (Самылина с соавт., 2016).

1.6 Медидцинская характеристика H. muticus L.

При использовании в лечебных целях белена египетская имеет спазмолитическое, противоастматическое, антихолинергическое,

наркотическое и анестезирующее действие. Показано, что биологическая активность белены связана с присутствием в нем широко используемых тропановых алкалоидов - скополамина, гиосциамина и атропина (Basu, Chand, 1996; Grynkiewicz, Gadzikowska, 2008).

Хорошо зарекомендовал себя в офтальмологии, кардиологии, гастроэнтерологии и т.д. (Oksman-Caldentey, Arroo, 2000). Содержащий в лекарственном сырье гиосциамин, гиосцин и атропин используется при нервных расстройствах, астме и коклюше (Kieber, Schaller, 2014), гиосциамин и скополамин широко используются в качестве мидриатических, спазмолитических, обезболивающих, седативных свойств (Supria, 1998) и антихолинергических агентов, которые действуют на парасимпатическую

нервную систему (Endo, Yamada, 1985; Кудряшов с соавт., 2011). Например, скополамин, антимускариновый агент, действует как конкурентный ингибитор, имитируя ацетилхолин в нервных синапсах и угнетающих центральную нервную систему. Его наиболее мощная активность проявляется на радужке, цилиарном теле, а также секреторных (слюнных, бронхиальных и потовых) железах. H. muticus L. является ценным сырьем для получения алкалоида атропина и используется как болеутоляющее средство в форме настойки (tinctura Hyoscyami mutici), порошка (pulvis Hyoscyami mutici) (Светличная, Толок, 2003).

2 Культура клеток и тканей растений

Методы культуры изолированных органов, тканей и клеток растений in vitro в настоящее время широко используются для решения как теоретических, так и прикладных задач биотехнологии и физиологии растений. Культивируемые клетки представляют собой пластичные системы, обладающие способностью менять процессы дифференциации под воздействием определенных физических и химических факторов. Это свойство дает возможность подобрать условия для максимальной реализации морфогенетического потенциала культивируемого экспланта, заканчивающейся формированием растений - регенерантов (Гревцова с сотр., 2015).

Культура клеток высших растений представляет собой уникальную модель для исследования фундаментальных основ морфогенеза растений (Бутенко, 1991; Батыгина, 2000; Батыгина, Васильева, 2002). Морфогенетический потенциал растительной клетки проявляется в системах in vitro в более широком диапазоне, чем in vivo (Журавлев, Омелько, 2008), что позволяет использовать эти системы для решения широкого круга фундаментальных и прикладных задач (Полубоярова, 2011).

2.1 Каллусные и суспензионные культуры

В природе каллусообразование - естественная реакция на повреждение тканей растений. В культуре изолированных тканей при помещении экспланта (т.е. фрагмента ткани или органа) на питательную среду его клетки дедифференцируются, переходят к делению, образуя однородную недифференцированную массу - каллус.

Термин «каллус» происходит от латинского слова каллус, что означает «жесткий», а в медицине это относится к утолщению кожной ткани. Термин «каллус» первоначально использовался в связи с массивным ростом клеток и накоплением каллозы при поранении растений. Сегодня это слово используется более широко, а дезорганизованные клеточные массы все вместе называются каллусом.

Каллусная ткань - это неорганизованная пролиферативная масса клеток, полученных из изолированных растительных клеток, тканей или органов при выращивании асептически на искусственной питательной среде в контролируемых экспериментальных условиях.

Основные этапы получения каллусных культур включают отбор подходящего экспланта, оптимизацию процедуры стерилизации экспланта, индукцию, поддержание и массовое размножение каллусной культуры. Хотя все части растения могут быть использованы для инициации каллусной культуры, тем не менее, важно выбрать наиболее подходящий родительский тип растения и органа, который содержит интересующее биологически активное соединение (соединения) в больших количествах и высокого качества. Количество и качество представляющего интерес биологически активного (ых) соединения (й) сильно зависит от вида растения, стадии и места его развития, а также от типа органа растения (также называемого эксплантатом). Регуляторы роста (фитогормоны, которые представляют собой комбинацию ауксинов и цитокининов), которые добавляются в культуральную среду, также необходимо учитывать при создании высокоэффективной каллусной культуры, которая хорошо растет и стабильно

воспроизводится. Как тип, так и концентрация регуляторов роста влияют на рост и морфологию каллуса, а также на синтез вторичных метаболитов (Evans et al2003; George et al, 2007; Gutzeit, Ludwig-Müller, 2014).

Таким образом, уже на начальном этапе необходимы подготовительные работы по выявлению наиболее эффективных клеточных линий каллуса, которые необходимо в дальнейшем поддерживать и массово использовать. После отбора линии каллусных клеток каллусы переносят из чашки Петри в встряхиваемую колбу, содержащую жидкую культуральную среду. При последующем культивировании в шейкере размер агрегатов каллусных клеток становится меньше. Это улучшает перемешивание клеток за счет увеличения удельной поверхности роста и обеспечивает более высокую скорость роста клеток во встряхиваемой колбе, чем в чашке Петри. Последовательная процедура гомогенизации, описанная Eibl с соавторами (2009) сокращает время, необходимое для обеспечения однородно растущей и высокопродуктивной суспензионной культуры растений. Кроме того, важно упомянуть, что культуральную среду можно модифицировать, изменяя концентрации фитогормонов, а также уровеньй азота, фосфора и сахарозы (Bhojwani, Dantu, 2013; Murthy et al., 2014). Кодичество клеток в суспензионных культурах растений удваиваются за 2-4 дня и состоят из сотен клеток. Образование агрегатов, в основном связанное с образованием внеклеточных полисахаридов в старых культурах, может изменить консистенцию культуральной среды, ограничить перемешивание клеток и уменьшить рост клеток и образование нужных продуктов (Eibl et al., 2009). Кроме того, с увеличением времени культивирования может возникнуть генетическая нестабильность клеток в культуре, вызванная сомаклональными вариациями, и снижение или полная утрата способности к синтезу необходимого соединений (Georgiev et al., 2009). Наличие рабочего банка клеток, содержащего криоконсервированную клеточную линию производственной суспензии, снижает риск сомаклональных вариаций из-за сокращения интервалов субкультивирования. Как и в случае суспензионных

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Абделазиз Валла Мохамед Абделмаксуд, 2019 год

СПИСОК ЛИТРАТУРЫ

1. Абдрахимова, Й. Р. Вторичные метаболиты растений: физиологические и биохимические аспекты / Й. Р. Абдрахимова, А. И. Валиева. - Казань: Казанский университет. - 2012. - 40 с.

2. Бабикова, А. В. Растение как объект биотехнологии. / А. В. Бабикова, Т. Ю. Горпенченко, Ю. Н. Журавлев // Комаровские чтения. - 2007. - C. 184-211.

3. Батыгина, Т. Б. Размножение растений / Т. Б. Батыгина, В. Е. Васильева.

- СПб.: изд-во СПбГУ, 2002. - 232 с.

4. Батыгина, Т. Б. Эмбриоидогения — новый тип вегетативного размножения / Т. Б. Батыгина // Эмбриология цветковых растений. Терминология и концепции. - СПб.: Мир и семья, 2000. Т. 3. Системы репродукции. - С. 628-634.

5. Белодубровская, Г. А. Лекарственное сырье растительного и животного происхождения Фармакогнозия / Г. А. Белодубровская. Спец Лит. - 2006. 845 с.

6. Бутенко Р. Г. Биология клеток высших растений in vitro и биотехнологии на их основе / Р. Г. Бутенко. - М.: ФБК-ПРЕСС, 1991. - 160 с.

7. Бутенко, Р. Г. Культура изолированных тканей и физиология морфогенеза растений / Р. Г. Бутенко. - М.: Наука, 1964. - 274 с.

8. Бутенко, Р. Г. Культура клеток растений и биотехнология / Р. Г. Бутенко.

- М.: Наука, 1986. - С. 3-20.

9. Валиева, Н. Г. Лекарственные растения источники биологически активных веществ / Н. Г. Валиева // Ученые записки Казанской государственной академии ветеринарной медицины им. Н.Э. Баумана. - 2010.

- Т. 203. - С. 44-48.

10. Вовк, В. В. Оптимизация селекционного процесса и ускоренное размножение межвидовых ремонтантных форм малины методом in vitro: Автореф. дисс. канд. с.-х. наук: 06.01.05 / В. В. Вовк; Брянск. - 2000. - 20 с.

11. Высоцкий, В. А. Культура изолированных тканей и органов плодовых растений: оздоровление и микроклональное размножение / В. А. Высоцкий //

Сельскохозяйственная биология: Ежемесячный научно-теоретический журнал. - 1983. № 7. - C. 42-47.

12. Гревцова, С. А. Очиток супротиволистный-биотехнологические аспекты получения каллусных культур / С. А. Гревцова, Э. И. Рехвиашвили, М. Ю. Кабулова, М. К. Айлярова // Apriori. Серия: естественные и технические науки: электрон. науч. Журн. - 2015. № 5. - C. 1-8.

13. Гринкевич, Н. И. Химический анализ лекарственных растений / Н. И. Гринкевич, Л. Н. Сафронич. - М.: Высшая школа, 1983. - 176 с.

14. Деменко, В. И. Микроклональное размножение плодовых и ягодных культур / В. И. Деменко. Методические указания к практич. занятиям по плодоводству. - М.: МСХА, 1997. - 35 с.

15. Журавлев, Ю. Н. Морфогенез у растений in vitro / Ю. Н. Журавлев, А. М. Омелько // Физиология растений. - 2008. - Т. 55. - С. 643-664.

16. Запрометов, М. Н. Вторичный метаболизм и его регуляция в культурах клеток и тканей растений / М. Н. Запрометов // Культура клеток растений. Под ред. Бутенко Р.Г. - М.: Наука, 1981. - С. 37-50.

17. Калашникова, Е. А. Лабораторный практикум по сельскохозяйственной биотехнологии / Е. А. Калашникова, М. Ю. Чередниченко, Н. П. Карсункина [др.]. - М.: Изд-во РГАУ-МСХА. - 2014. - 147 с.

18. Крамаренко, Л. А. Клональное микроразмножение Armeniace vulgaris / Л. А. Крамаренко, Н. В. Катаева, А. К. Скворцов // Биология культивируемых клеток и биотехнология. - Новосибирск. - 1988. - С. 321-323.

19. Кудряшов, А. П. Выделение и очистка алкалоидов из Nicotiana tabacum и Chelidonium majus / А. П. Кудряшов, О. А. Кирштейнер, О. Д. Бондарук // Труда БГУ. - 2011. - Т. 6. - № 2. - С. 87-92.

20. Кунах, В. А. Биотехнология лшарських рослин / В. А. Кунах // Генетичш та фiзiолого-бiохiмiчнi основи. - К.: логос. - 2005. - C. 526-548.

21. Куркин, В. А. Фармакогнозия: Учебное пособие для студентов фармацевтических вузов / В. А. Куркин. Самара: ООО «Офорт», ГОУ ВПО «СамГМУ Росздрава, 2004. - 1180 с.

22. Лотова, Л. И. Морфология и анатомия высших растений / Л. И. Лотова. Эдиториал УРСС, 2001. -528 с.

23. Матушкина, О. В. Особенности микроклонального размножения перспективных клоновых подвоев яблони на этапе пролиферации / О. В. Матушкина // Новые сорта и технологии возделывания плодовых и ягодных культур для садов интенсивного типа. - Орел: внииспк. - 2000. - С. 141-142.

24. Муравлёв, А. А. Методические рекомендации по получению растений in vitro из соматической ткани рапса / А. А. Муравлёв, М. В. Баевская, О. П. Стрижак, А. Е. Фомина // Кормопроизводство. - 2010. - № 9. - C. 3-7.

25. Муратова, С. А. Совершенствование метода клонального микроразмножения актинидии и лимонника китайского / С. А. Муратова, Д. Г. Шорников, М. Б. Янковская, Р. В. Папихин // Современное садоводство-Contemporary horticulture. - 2010. - № 1. - C. 96-100.

26. Мурашкина, И. А. Использование культуры клеток растений в биотехнологии лекарственных средств / И. А. Мурашкина, И. Б. Васильев, В. В. Гордеева. Иркутстк.: Гбоу Впо Игму Минздрава России. - 2015. - 83 с.

27. Носов, А. М. Регуляция синтеза вторичных соединений в культуре клеток растений / А. М. Носов // Биология культивируемых клеток и биотехнология растений. - М. Наука. - 1991. - C. 5-20.

28. Носов, В. В. Современное состояние агрострахования с государственной поддержкой в Российской Федерации / В. В. Носов // ЭТАП экономическая теория, анализ, практика. - 2011. - С. 142-153.

29. Носов, Н. А. Виртуальная реальность / Н. А. Носов // Вопросы философии. - 1999. - Т. 10. - C. 152-164.

30. Острикова, О. В. Эффективность клонального микроразмножения сортов и подвойных форм вишни в зависимости от состава питательной среды / О. В. Острикова, А. В. Горбачева, О. Н. Улицкая // Актуальные проблемы естественнонаучного образования, защиты окружающей среды и здоровья человека. - 2016. - Т. 4. - № 4. - С. 278-283.

31. Плаксина, Т. В. Культура изолированных зародышей как один из методов селекции вишни на Алтае / Т. В. Плаксина // Адаптивный подход в земледелии, селекции и семеноводстве с.-х. культур в Сибири. - Новосибирск. - 1996. - С. 75-76.

32. Полубоярова, Т. В. Особенности морфогенеза некоторых видов луков под рода Melanocrommyum в культуре in vitro: автореферат дис. ..кандидата биологических наук / Т. В. Полубоярова; Центр. сиб. ботан. сад СО РАН, г. Новосибирск. - 2011. - 17 с.

33. Роговая, В. В. Особенности микроклонального размножения косточковых культур в условиях in vitro / В. В. Роговая, М. А. Гвоздев // Известия Российского государственного педагогического университета им. АИ Герцена. - 2005. - Т. 5. - № 13. - C. 291-302.

34. Самыгин, Г. А. Сравнение разных методов для оценки жизнеспособности клеток суспензионных и каллусных культур / Г. А. Самыгин, Л. А. Волкова, А. С. Попов // Физиология растений. - 1985. - Т. 32. - № 4. - C. 813.

35. Самылина, И. А. Фармакогностическое Изучение Лекарственного Растительного Сырья-Основа Создания Офс И Фс Для Государственной Фармакопеи Российской Федерации Xiii Издания / И. А. Самылина, В. А. Куркин, Г. П. Яковлев // Сеченовский вестник. - 2016. - C. 3-5.

36. Светличная, Е. И. Этимологический словарь латинских ботанических названий лекарственных растений / Е. И. Светличная, И. А. Толок. Харьков: НФаУ: Золотые страницы, 2003. - 288 с.

37. Сорокина, И. К. Основы биотехнологии растений / И. К. Сорокина, Н. И. Старичкова, Т. Б. Решетникова, Н. А. Гринь. - М.: УМК биологическрго факультета СГУ им. Н. Г. Чернышевского, 2002. - 45 с.

38. Таварткиладзе, О. К. Размножение ежевики в культуре in vitro / О. К. Таварткиладзе, Н. А. Вечернина // Известия Алтайского государственного университета. - 2007. - № 3. - C. 28-30.

39. Трушечкин, В. Г. Клональное микроразмножение косточковых культур в системе производства оздоровленного посадочного материала / В. Г.

Трушечкин, В. А. Высоцкий, С. А. Корнацкий // Биология культивируемых клеток и биотехнология. - Новосибирск. - 1988. - С. 319-320.

40. Туровская, Н. И. Микроклональное размножение малины / Н. И. Туровская, О. В. Стрыгина // Садоводство и виноградарство. - 1990. - Т. 8. -C. 26-29.

41. Упадышев, М. Т. Клональное микроразмножение плодовых и ягодных культур на безагаровой питательной среде / М. Т. Упадышев // Плодоводство и ягодоводство России. - М., - Т. IV. - 1997. - С. 69-74.

42. Фаустов, В. В. Микроклональное размножение вишни. Известия ТСХА /

B. В. Фаустов, Е. В. Олешко, И. В. Жаркова, З. М. Асадулаев, Х. В. Шарафутдинов, Х. Исмаил // Известия ТСХА. - М. - 1988. - Т. 5. - C. 131-148.

43. Федотова, И. Э. Оптимизация технологии микроклонального размножения отдалённых гибридов вишни / И. Э. Федотова, Е. Хархардина // Ученые записки Орловского государственного университета. Серия: Естественные, технические и медицинские науки. - 2010. - № 2. - С. 268-273.

44. Федотова, И. Э. Развитие эксплантов отдаленных гибридов вишни при клональном микроразмножении / И. Э. Федотова, О. В. Острикова, Е. Л. Хархардина // Плодоводство и ягодоводство России. - 2017. - Т. 48. - № 2. -

C. 295-298.

45. Шевелуха, В. С. Сельскохозяйственная биотехнология: учебник / В. С. Шевелуха, Е. А. Калашникова, Е. С. Воронин. - 3-е изд., перераб и доп. - М.: Высш. шк., - 2008. - 710 с.

46. Abdullah, M. A. Establishment of cell suspension cultures of Morinda elliptica for the production of anthraquinones / M. A. Abdullah, A. M. Ali, M. Marziah, N. H. Lajis, A. B. Ariff // Plant Cell, Tissue and Organ Culture. - 1998. - Vol. 54. - P. 173-182.

47. Aboshama, H. Direct somatic embryogenesis of pepper (Capsicum annuum L.) / H. Aboshama // World J. Agric. Sci. - 2011. - Vol. 7. - P. 755-762.

48. Adhikari, S. R. Induction and proliferation of in vitro mass of callus of Withania somnifera (L.) Dunal / S. R. Adhikari, B. Pant // Research in Plant Sciences. - 2013. - Vol. 1. - N. (3). - P. 58-61.

49. Afroz, F. In vitro shoot proliferation and plant regeneration of Physalis minima L.-a perennial medicinal herb / F. Afroz, A. S. Hassan, L. S. Bari, R. Sultana, N. Begum, M. A. A. Jahan, R. Khatun // Bangladesh Journal of Scientific and Industrial Research. - 2009. - Vol. 44. - P. 453-456.

50. Ahmad, S. In vitro production of alkaloids: Factors, approaches, challenges and prospects / S. Ahmad, M. Garg, E. T. Tamboli, M. Z. Abdin, S. H. Ansari // Pharmacognosy reviews. - 2013. - Vol. 7. - N. (13). - P.27.

51. Aijaz, A. Effect of elicitation on the production of phyto-constituents through plant tissue culture technique - a review / A. Aijaz, S. Jain, A. Hariharan // Int J Drug Discov Herb Res. - 2011. - Vol. 1. - P. 84-90.

52. Ajungla, L. Influence of biotic and abiotic elicitors on accumulation of hyoscyamine and scopolamine in root cultures of Datura metel L. / L. Ajungla, P. P. Patil, R. B. Barmukh, T. D. Nikam // Indian J Biotechnol. - 2009. - Vol. 8. - P. 317-322.

53. Akula, R. Influence of abiotic stress signals on secondary metabolites in plants / R. Akula, G. A. Ravishankar // Plant signaling & behavior. - 2011. - Vol. 6. - N. (11). - P. 1720-1731.

54. Ali, M. Elicitation of antioxidant secondary metabolites with jasmonates and gibberellic acid in cell suspension cultures of Artemisia absinthium L. / M. Ali, B. H. Abbasi, G. S. Ali // Plant Cell, Tissue and Organ Culture (PCTOC). - 2015. -Vol. 120. - P. 1099-1106.

55. Aljibouri, A. M. J. Alkaloids Production from Callus of Hyoscyamus niger L. in Vitro / A. M. J. Aljibouri, K. W. Al-samarraei, A. S. Abd, D. M. Mageed, A. J. A. Ali // Journal of Life Sciences. - 2012. - Vol. 6. - N. (8). - P. 874.

56. Al-utbi, S. D. Extraction and Identification of alkaloids from wild and in vitro germinated plants of Datura metel L. / S. D. Al-utbi, N. J. Al-salihi, S. Al-kanany //. - 2013. - Vol. 2. - N. (2). - P. 65-74.

57. Alves, G. M. Micropropagation of the Brazilian endemic bromeliad Vriesea reitzii trough nodule clusters culture / G. M. Alves, L. L. Vesco, M. P. Guerra // Sci. Horticulturae. - 2006. - Vol. 110. - P. 204-207.

58. Aly, U. I. Impact of culture conditions on alkaloid production from undifferentiated cell suspension cultures of Egyptian henbane / U. I. Aly, H. M. El-Shabrawi, M. Hanafy // Australian Journal of Basic and Applied Sciences. - 2010.

- Vol. 4. - P. 4717-4725.

59. Aminnejad, M. Effect of plant growth regulators and explant types on in vitro direct plant regeneration of Hyoscyamus reticulatus L. / M. Aminnejad, B. Hosseini, A. Qaderi // International Journal of Advanced Research. - 2015. - Vol. 3. - P. 457462.

60. Andreea, N. Effect of auxine and cytokinine on callus induction in potato (Solanum tuberosum L.) explants / N. Andreea, G. Campeanu, N. Chiru, D. Karacsonyi // Agric. Stiinta si practica. - 2009. - Vol. 19. - P. 47-50.

61. Ayyadurai, V. Standardization of efficient in vitro callus Induction protocol for Solanum pubescens Willd / V. Ayyadurai, K. Ramar // International Journal of Research in Pharmacy and Pharmaceutical Sciences. - 2016. - Vol. 1. - P. 1-3.

62. Baba, I. A. In vitro propagation of Withania Somnifera (L.) Dunal (Ashwagandha) an endangered medicinal plant / I. A. Baba, A. Alia, R. Saxena, A. Itoo, S. Kumar, M. Ahmad // International Journal of Pharmaceutical Science Invention. - 2013. - Vol. 2. - P. 6-11.

63. Bahmanzadegan, F. Determination of hyoscyamine and scopolamine in four Hyoscyamus species from Iran / F. Bahmanzadegan, A. Sefidkon, Sonboli // Iranian J. of Pharmaceutica Research. - 2009. - Vol. 8. - P. 65-70.

64. Baldi, A. Evaluation of in-vitro Cultured Cells of Withania somniferafor Antioxidant Activity / A. Baldi, W. Hussain, Y. Tailor // Current Trends in Biotechnology and Pharmacy. - 2010. - Vol. 4. - P. 589.

65. Baskaran, P. An efficient micropropagation system for Eclipta alba - a valuable medicinal herb / P. Baskaran, N. Jayabalan // In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant. - 2005.

- Vol. 41. - P. 532-539.

66. Batanouny, K. H. The Wild Medicinal Plaiyts in North Africa: History and Prbsent Status / K. H. Batanouny // Acta Hort. - 1999. - Vol. 500. - P. 183-188.

67. Batista, D. Adventitious shoot mass production of hop (Humulus lupulus L.) var. Eroica in liquid medium from organogenic nodule cultures / D. Batista, L. Ascensa~o, M. Joa~o Sousa, M. Salome' Pais // Plant Sci. - 2000. - Vol. 15. - P. 4757.

68. Beena, M. R. In vitro Propagation of the rare medicinal plant Ceropegia candelabrum L. through Somatic embryogenesis / M. R. Beena, K. P. Martin // Society for In Vitro Biology. - 2003. - Vol. 39. - P. 510-513.

69. Bendif, H. The effect of growth regulators and explants on callus induction in four cultivars of potato (Solanum tuberosum L.) / H. Bendif, K. Adouni, M. Boudjeniba // Journal of Bioressources Valorization. - 2017. - Vol. 2. - P. 34-41.

70. Besher, S. Production of tropan alkaloids in the in vitro and callus cultures of Hyoscyamus aureus and their genetic stability assessment using ISSR markers / S. Besher, Y. Al-Ammouri, R. Murshed // Physiology and Molecular Biology of Plants. - 2014. - Vol. 20. - P. 343-349.

71. Betekhtin, A. Nuclear genome stability in long-term cultivated callus lines of Fagopyrum tataricum (L.) / A. Betekhtin, M. Rojek, J. Jaskowiak, A. Milewska-Hendel, J. Kwasniewska, Y. Kostyukova, E. Kurczynska, N. Rumyantseva, R. Hasterok // Gaertn PLoS One. - 2017. - Vol. 12. - P. 1-17.

72. Bhat, M. A. In vitro regeneration of Solanum nigrum with enhanced solasodine production / M. A. Bhat, A. Mujib, A. Junaid, M. Mohamooduafar // Biologia Plantarum. - 2010. - Vol. 54. - N. (4). - P. 757- 760.

73. Bhojwani, S. S. Production of industrial phytochemicals. In: Bhojwani SS, Dantu PK (eds) Plant tissue culture / S. S. Bhojwani, P. K. Dantu // Springer India, New Delhi. - 2013. - P. 275-286.

74. Blum, B. Cosmetic preparation and method for preparing the same. Greb T, Lohmann JU / B. Blum, C. Schürch, D. Schmid, F. Zülli // Plant stem cells. Curr Biol. - 2013. - Vol. 26. - P. 816-821.

75. Böhm, H. Secondary metabolism in cell cultures of higher plants and problems of differentiation / H. Böhm // Secondary metabolism and cell differentiation. Springer. - 1977. - Vol. 23. - P. 103-123.

76. Borkowska, B. Micropropagation of sour cherry cultivar / B. Borkowska // Schattenmorelle. - Fruit Sc. Rep. Skiernlewice. - 1983. - Vol. 10. - P. 59-66.

77. Boulos, L. Flora of Egypt / L. Boulos // (Verbenaceae - Compositae). - 2002.

- Vol. 3. - P. 48-50.

78. Bourgaud, F. Production of plant secondary metabolites: a historical perspective / F. Bourgaud, A. Gravot, S. Milesi, E. Gontier // Plant science. - 2001.

- Vol. 161. - P. 839-851.

79. Butcher, D. Secondary products in tissue cultures / D. Butcher // Applied and fundamental aspects of plant cell, tissue, and organ culture. Springer, Berlin Heidelberg New York. - 1977. - P. 668-693.

80. Castro, A. Callus induction and bioactive phenolic compounds production from Byrsonima verbascifolia L. DC. (Malpighiaceae) / A. Castro, K. Braga, Sousa F. Coimbra, M. R. Chagas // Revista Ciencia Agronomica. - 2016. - Vol. 47. - N (1).

- P. 143-151.

81. Chamnipa, N. Improvement of 20-hydroxyecdysone production in cell suspension cultures of Vitex glabrata R.Br. by precursor and elicitors feeding / N. Chamnipa, P. Thanonkeo, S. Thononkeo, N. Siri // Journal of Biotechnology. -2010. - Vol. 150. - P. 483- 483.

82. Chodisetti, B. Gymnemic acid enhancement in the suspension cultures of Gymnema sylvestre by using the signaling molecules-methyl jasmonate and salicylic acid / B. Chodisetti, K. Rao, S. Gandi, A. Giri // In Vitro Cellular & Developmental Biology-Plant. - 2015. - Vol. 51. - P. 88-92.

83. Corchete, P. Proteome alterations monitored by DIGE analysis in Silybum marianum cell cultures elicited with methyl jasmonate and methyl B cyclodextrin / P. Corchete, R. Bru // Journal of proteomics. - 2013. - Vol. 85. - P. 99-108.

84. Cossio, F. Moltiplicazione "in vitro" di quattro cultivar di ciliegio acido / F. Cossio // Frutticoltura. - 1981. - Vol. 43. - P. 19-24.

85. Croteau, R. Natural products. InBiochemistry and Molecular Biology of Plants (Buchanan, B., Gruissem, W. and Jones, R., eds) / R. Croteau, T. M. Kutcahn, N. G. Lewis // Rockville, MD: AmericanSociety of Plant Physiologists. - 2000. - P. 12501318.

86. Dal Toso, R. Echinacea angustifolia cell culture extract / R. Dal Toso, F. Melandri // Nutrafoods. - 2011b. - Vol. 10. - P. 19-24.

87. Dal Toso, R. Plant cell culture technology: a new ingredient source / R. Dal Toso, F. Melandri // Pers CARE. - 2010. - Vol. 28. - P. 35-38.

88. Dal Toso, R. Sustainable sourcing of natural food ingredients by plant cell cultures / R. Dal Toso, F. Melandri // Agro Food Ind Hi Tech. - 2011a. - Vol. 22. -P. 30-32.

89. De Luca, V. The cell and developmental biology of alkaloid biosynthesis / V. De Luca, B. St Pierre // Trends Plant Sci. - 2000. - Vol. 5. - P. 168-173.

90. Deno, H. Scopolamine production by root cultures of Duboisia myoporoides: II. Establishment of a hairy root culture by infection with Agrobacterium rhizogenes / H. Deno, H. Yamagata, T. Emoto, T. Yoshioka, Y. Yamada, Y. Fujita // Journal of plant physiology. - 1987. - Vol. 131. - N. (3-4). - P. 315-323.

91. Dhoot, G. Organization and alkaloid production in tissue cultures of Hyoscyamus niger / G. Dhoot, G. Henshaw // Annals of Botany. - 1977. - Vol. 41. - N. (5). - P. 943-949.

92. Dos Santos, M. R. A. Growth pattern of friable calluses from leaves of Capsicum annuum var. annuum cv. Iberaba Jalapeño / M. R. A. Dos Santos, C. A. De Souza, E. S. Paz // Revista Ciência Agronómica. - 2017. - Vol. 48. - P. 523-530.

93. Ebel, J. Early events in the elicitation of plant defence / J. Ebel, A. Mithöfer // Planta. - 1998. - Vol. 206. - P. 335-348.

94. Eibl, R. Disposable bioreactors for plant liquid cultures at litre-scale / R. Eibl, S. Werner, D. Eibl // Eng. Life Sci. - 2009. - Vol. 9. - P. 156-164.

95. Eich, E. Solanaceae y Convolvulaceae. Secondary metabolites: biosynthesis / E. Eich // chemotaxonomy, biological and economics significance. Springer. Alemania. - 2008. - 625 p.

96. Elaleem, K. G. A. Effect of plant growth regulators on callus induction and plant regeneration in tuber segment culture of potato (Solanum tuberosum L.) cultivar Diamant / K. G. A. Elaleem, R. S. Modawi, M. M. Khalafalla // African Journal of Biotechnology. - 2009. - Vol. 8. - N. (11). - P. 2529-2534.

97. Ellis, D. D. Taxol production in nodule cultures of Taxus / D. D. Ellis, E. L. Zeldin, M. Brodhagen, W. A. Russin, B. H. McCown // J. Natural Prod. - 1996. -Vol. 59. - P. 246-250.

98. El-Rahman, R. A. Production of scopolamine and hyoscyamine in calli and regenerate cultures of Datura metel (L.) / R. A. El-Rahman, H. El-Wakil, A. A. Gabal, H. Khlifa // J. of App. Sci. Res. - 2008. - Vol. 4. - N. (12). - P. 1858-1866.

99. Endo, T. Alkaloid production in cultured roots of three species of Duboisia / T. Endo, Y. Yamada // Phytochemistry. - 1985. - Vol. 24. - P. 1233-1236.

100. Endress, R. Plant cells as producers of secondary compounds / R. Endress // In: Plant Cell Biotechnology, Springer-Verlag, Berlin. - 1994. - P. 121-251.

101. Evans, D. E. Plant cell culture / D. E. Evans, J. O. D. Coleman, A. Kearns // BIOS Scientific Publishers, London. - 2003. - 185 p.

102. Ewais, E. Studies on callus induction, phytochemical constituents and antimicrobial activity of Solanum nigrum L.(Solanaceae) / E. Ewais, S. Desouky, E. Eshazly // Nature and Science. - 2015. - Vol. 13. - P. 133-138.

103. Färber, K. Selective desensitization ofjasmonate- and pH-dependent signaling in the induction of benzophenanthridine biosynthesis in cells of Eschscholzia californica / K. Farber, B. Schumann, O. Miersch, W. Roos // Phytochemistry. -2003. - Vol. 62. - P. 491-500.

104. Fatma, F. Leaf spot disease of Hyoscyamus muticus (Egyptian henbane) caused by Cladosporium herbarum / F. Fatma, Abdel-Motaal, Magdi A. El-Sayed, Soad A. El-Zayat, Mortada S. M. Nassar, Shin-ichi Ito // J Gen Plant Pathol. - 2009. - Vol. 75. - P. 437-439.

105. Fortes, A. M. Organogenic nodule formation in hop: A tool to study morphogenesis in plants with biotechnological and medicinal applications / A. M.

Fortes, F. Santos, M. S. Pais // Journal of Biomedicine and Biotechnology. - 2010.

- P. 1-16.

106. Freese, B. Biotech industry 'plant-made pharmaceutical' (PMP) risk profile / B. Freese, R. Caplan // Washington, DC: U.S. PIRG. Available on the World Wide Web: http:// www.uspirg.org/reports/RiskyBusiness.pdf. - 2004.

107. Fremont, F. Cell culture: an innovative approach for production of plant actives / F. Fremont // cell culture plant actives. - 2017.

108. Gadzovska, S. The influence of salicylic acid elicitation of shoots, callus, and cell suspension cultures on production of naphtodianthrones and phenylpropanoids in Hypericum perforatum L. / S. Gadzovska, S. Maury, A. Delaunay, M. Spasenoski, D. Hagege, D. Courtois, C. Joseph // Plant Cell, Tissue and Organ Culture (PCTOC).

- 2013. - Vol. 113. - P. 25-39.

109. Garcia-Brugger, A. Early signaling events induced by elicitors of plant defenses / A. Garcia-Brugger, O. Lamotte, E. Vandelle, S. Bourque, D. Lecourieux, B. Poinssot, D. Wendehenne, A. Pugin // Molecular plant-microbe interactions. -2006. - Vol. 19. - P. 711-724.

110. Gaviraj, E. Effect of Precursors and Organic Compounds on Alkaloid Production in Transformed Root Cultures of Catharanthus roseus. var. nirmal / E. Gaviraj, C. Veeresham // Pharmaceutical biology. - 2006. - Vol. 44. - P. 371-377.

111. Gayathri, N. In vitro micropropagation of Capsicum Chinense Jacq. (Naga King Chili) / N. Gayathri, M. Gopalakrishnan, T. Sekar // Asian Journal of Plant Science and Research. - 2015. - Vol. 5. - P. 13-18.

112. George, E. F. Plant propagation by tissue culture / E. F. George, M. A. Hall, G. J. De Klerk // Springer Netherlands, Dordrecht. - 2007. - 479 p.

113. Georgiev, M. I. Bioprocessing of plant cell cultures for mass production of targeted compounds / M. I. Georgiev, J. Weber, A. Maciuk // Appl Microbiol Biotechnol. - 2009. - Vol. 83. - P. 809-823.

114. Goldhaber-Pasillas, G. D. Jasmonic acid effect on the fatty acid and terpenoid indole alkaloid accumulation in cell suspension cultures of Catharanthus roseus / G.

D. Goldhaber-Pasillas, N. R. Mustafa, R. Verpoorte // Molecules. - 2014. - Vol. 19.

- P. 10242-10260.

115. Greb, T. Plant stem cells / T. Greb, J. U. Lohmann // Curr Biol. - 2016. - Vol. 26. - P. 816-821.

116. Griffin, W. J. Chemotaxonomy and geographical distribution of tropane alkaloids / W. J. Griffin, G. D. Lin // Phytochemistry. - 2000. - Vol. 53. - N. (6). -P. 623-637.

117. Grynkiewicz, G. Tropane alkaloids as medicinally useful natural products and their synthetic derivatives as new drugs / G. Grynkiewicz, M. Gadzikowska // Pharmacological Reports. - 2008. - Vol. 60. - N. (4). - P. 439-463.

118. Gundlach, H. Jasmonic acid is a signal transducer in elicitor-induced plant cell cultures / H. Gundlach, M. J. Muller, T. M. Kutchan, M. H. Zenk // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 1992. - Vol. 89. - P. 2389-2393.

119. Gutzeit, H. Plant natural products: synthesis, biological functions and practical applications / H. Gutzeit, J. Ludwig-Müller // Weinheim, Wiley Blackwell. - 2014.

- 434 p.

120. Hanur, V. In-Vitro Organogenesis in Tomato (Solanum Lycopersicum) Using Kinetin / V. Hanur, B. Krishnareddy // Adv Plants Agric Res. - 2016. - Vol. 4. - P. 6-8.

121. Haque, S. M. An improved micropropagation protocol for the recalcitrant plant Capsicum-a study with ten cultivars of Capsicum spp. (C. annuum, C. chinense, and C. frutescens) collected from diverse geographical regions of India and Mexico / S. M. Haque, B. Ghosh // The Journal of Horticultural Science and Biotechnology. -2018. - Vol. 93. - P. 91-99.

122. Harisaranraj, R. Production of reserpine in somatic embryos of Rauwolfia serpentina cultured in bioreactors by the induction of elicitor (Methyl Jasmonate) / R. Harisaranraj, K. Suresh, S. S. Babu // Glob J Biotechnol Biochem. - 2009. - Vol. 4. - P. 143-147.

123. Harish, M. Efficient in vitro callus induction and regeneration of different tomato cultivars of India / M. Harish, S. Rajeevkumar, R. Sathishkumar // Asian Journal of Biotechnology. - 2010. - Vol. 2. - P. 178-184.

124. Hartmann, H. T. Plant propagation principles and practices 4 Ed / H. T. Hartmann, D. F. Kester // Prentice Hall, IWC. England, New Jersey. - 1983. - 276 p.

125. Hartmann, T. Reinvestigation of the alkaloid composition of Atropa belladonna plants, root cultures, and cell suspension cultures / T. Hartmann, L. Wirre, F. Oprach, G. Toppel // Planta Med. - 1986. - Vol. 52. - P. 390-395.

126. Hashimoto, T. Effects of culture conditions on tropane alkaloid formation in Hyoscyamus niger suspension cultures / T. Hashimoto, Y. Yamada // Agricultural and biological chemistry. - 1987. - Vol. 51. - P. 2769-2774.

127. Hashimoto, T. Production of tropane alkaloids in genetically engineered root cultures / T. Hashimoto, D. J. Yun, Y. Yamada // Phytochemistry. - 1993. - Vol. 32. - N. (3). - P. 713-718.

128. Hashimoto, T. Tropane alkaloid production in Hyoscyamus root cultures / T. Hashimoto, Y. Yukimune, Y. Yamada // Journal of Plant Physiology. - 1986. - Vol. 124. - N. (2). - P. 61-75.

129. Hashimoto, Y. Histochemistry of alkaloids / Y. Hashimoto, K. Kawanishi, M. Ichimaru // In: The Alkaloids: Chemistry and pharmacology (Ed. by A. Brossi). -1990. - Vol. 39. - P. 165-193.

130. Hong, M. L. K. Detection of elicitation effect on Hyoscyamus niger L. root cultures for the root growth and production of tropane alkaloids / M. L. K. Hong, A. Bhatt, N. S. Ping, C. L. Keng // Rom Biotech Lett. - 2012. - Vol. 17. - P. 73407351.

131. Hong, M. L. K. Optimization of root proliferation medium for Hyoscyamus niger L. / M. L. K. Hong, A. Bhatt, N. Shuping, C. L. Keng // Journal of Medicinal Plants Research. - 2010. - Vol. 4. - P. 2710-2718.

132. Hosseini, N. Simultaneous determination of atropine and scopolamine in different parts of Hyoscyamus arachnoideus Pojark plants by high-performance

liquid chromatography (HPLC) / N. Hosseini, S. N. Ebrahimi, P. Salehi, B. Asghari, M. Ahmadi // J. Med. Plants Res. - 2011. - Vol. 5. - P. 3552-3557.

133. Hussein, E. A. Callus culture of Flaveria trinervea, growth curve, phytochemical screening and antibacterial activity / E. A. Hussein, E. M. Aqlan // Egyptian J. Biotechnol. - 2007. - Vol. 26. - P. 76-91.

134. Hussein, E. A. Callus from leaf and stem explants of Cordia africana Lam., exceeded the mother plant parts in antibacterial activity / E. A. Hussein // Bull. Fac. Appl. Sci., Taiz Univ. - 2009. - Vol. 1. - P. 41-49.

135. Hussein, E. A. Phytochemical screening, total phenolics, antioxidant and antibacterial activities of callus from Brassica nigra L. hypocotyls explants / E. A. Hussein, A. M. Taj-Eldeen, A. S. Al-Zubairy, A. S. Al- Hakimi, A. Al-Dubai // International J. Pharmacol. - 2010. - Vol. 6. - N (4). - P. 446-453.

136. Ibrahim, A. Alkaloid production and organogenesis from callus of Hyoscyamus muticus L. in vitro / A. Ibrahim, E.K. Abd, A. Nower, M. Abdel, E.A. Abd // Journal of Applied Sciences Research. - 2009. - P. 82-92.

137. Ignatov, A. Elicitation of dihydrobenzophenanthridine oxidase in Sanguinaria canadensis cell cultures / A. Ignatov, W. G. Clark, S. D. Cline, M. Psenak, R. J. Krueger, C. J. Coscia // Phytochemistry. - 1996. - Vol. 43. - P. 1141-1144.

138. Imseng, N. Industrial scale suspension culture of living cells. In: Meyer HP, Schmidhalter DR (eds) Suspension culture of plant cells under heterotrophic conditions / N. Imseng, S. Schillberg, C. Schürch, N. Schmid, K. Schütte, G. Gorr, D. Eibl, R. Eibl// Wiley Blackwell. - 2014. - P. 224-258.

139. Iranbakhsh, A. Growth and production optimization of tropane alkaloids in Datura stramonium cell suspension culture / A. Iranbakhsh, M. Oshagi, M. Ebadi // Pakistan Journal of Biological Sciences. - 2007. - Vol. 10. - N. (8). - P. 1236-1242.

140. James, D. Micropropagation of red raspberry and the influence of phloroglucinol / D. James, V. Knight, I. Thurbon // Scientia Horticulturae. - 1980. - Vol. 12. - P. 313-319.

141. Julliard, J. Hormonal requirement and tissue competency for shoot organogenesis in two cultivars of Brassica napus / J. Julliard, L. Sossountzov, Y. Habricot, G. Pelletier // Physiologia Plantarum. - 1992. - Vol. 84. - P. 521-530.

142. Jung, G. Use of genetic transformation by the Ri T-DNA of Agrobacterium rhizogenes to stimulate biomass and tropane alkaloid production in Atropa belladonna and Calystegia sepium roots grown in vitro / G. Jung, D. Tepfer // Plant Science. - 1987. - Vol. 50. - N. (2). - P. 145-151.

143. Kamada, H. Alkaloid production by hairy root cultures in Atropa belladonna / H. Kamada, N. Okamura, M. Satake, H. Harada, K. Shimomura // Plant cell reports. - 1986. - Vol. 5. - N. (4). - P. 239-242.

144. Kavitha, M. S. Direct Multiple Shoot Regeneration from Shoot Tip and Nodal Explants of Solanum Nigrum L. A Medicinal Herb / M. S. Kavitha, E. G. Wesely, P. Mehalingam, Tamil Nadu. // Journal of Ornamental and Horticultural Plants. -2012. - Vol. 2. - N. (2). - P. 65-72.

145. Kayum, M. In vitro plantlets regeneration system for protocol development in tomato / M. Kayum // MS Thesis, Dept. of Crop Botany, Bangladesh Agricultural University, Memensingh. - 2004.

146. Kelly, A. Observation on the Role of Cytokinins in Micropropagation and Juvenility / A. Kelly // Combined Proc. Int. Plant Propagators' Soc. - 1989. - Vol. 38. - P. 266-269.

147. Khalafalla, M. M. Callus formation and organogenesis of potato (Solanum tuberosum L.) cultivar Almera / M. M. Khalafalla, K. G. A. Elaleem, R. S. Modawi // Journal of Phytology. - 2010. - Vol. 2. - N. (5). - P. 40-46.

148. Kieber, J. J. Cytokinins / J. J. Kieber, G. E. Schaller // The Arabidopsis Book / American Society of Plant Biologists. - 2014. - Vol. 12. - P. 1-35.

149. Kolar, A. B. In vitro regeneration and flower induction on Solanum nigrum L. from Pachamalai hills of Eastern Ghats / A. B. Kolar, L. Vivekanandan // Plant Tissue Culture and Biotechnology. - 2008. - Vol. 18. - P. 43-48.

150. Kumar, S. Micropropagation of Actinidia deliciosa from axillary buds / S. Kumar, S. Chander, H. Gupta, D. R. Sharma // Phytomorphology. - 1998. - Vol. 48.

- N. (3). - P. 303-307.

151. Kumar, S. S. In vitro micro propagation and antimicrobial activity of Solanum trilobatum / S. S. Kumar, M. Sakthivel, L. Karthik // Asian J Plant Sci Res. - 2011.

- Vol. 1. - P. 48-56.

152. Kwaaitaal, M. A. The SERK1 gene isexpressed in procambium and immature vascular cells / M. A. Kwaaitaal, S. C. de Vries // J. Exp. Bot. - 2007. - Vol. 58. -P. 2887-2896.

153. Lashin, I. I. Evaluation of Secondary Metabolites in Callus and Tissues of Physalis peruviana / I. I. Lashin, M. H. Elhaw // International Journal of Modern Botany. - 2016. - Vol. 6. - P. 10-17.

154. Lawrence, N. Cryopreservation of plant cells and tissues / N. Lawrence // Bachelor thesis, Federal University of Technology, Owerri. - 2015.

155. Lee, E. J. Auxin and cytokinin affect biomass and bioactive compound production from adventitious roots of Eleutherococcus koreanum / E. J. Lee, M. K. Kim, K. Y. Paek // Korean Journal of Horticultural Science and Technology. - 2010.

- Vol. 28. - P. 678- 684.

156. Lee, E. J. Enhancement strategies of bioactive compound production in adventitious root cultures of Eleutherococcus koreanum Nakai subjected to methyl jasmonate and salicylic acid elicitation through airlift bioreactors / E. J. Lee, S. Y. Park, K. Y. Paek // Plant Cell Tiss Organ Cult. - 2015. - Vol. 120. - P. 1-10.

157. Lee, E. K. Cultured cambial meristematic cells as a source of plant natural products / E. K. Lee, Y. W. Jin, J. H. Park, Y. M. Yoo, S. M. Hong, R. Amir, Z. Yan, E. Kwon, A. Elfick, S. Tomlinson, F. Halbritter, T. Waibel, B. W. Yun, G. J. Loake // Nat Biotechnol. - 2010a. - Vol. 28. - P. 1213-1217.

158. Lee, E. K. Plant cell lines and methods of isolating the same / E. K. Lee, Y. Jin, J. Park, I. Oh, M. Lim, G. Loake // Patent W02012052854. - 2012.

159. Lee-Parsons, C. W. T. Enhancement of ajmalicine production in Catharanthus roseus cell cultures with methyl jasmonate is dependent on timing and dosage of

elicitation / C. W. T. Lee-Parsons, S. Erturk, J. Tengtrakool // Biotechnol Lett. -2004. - Vol. 26. - P. 1595-1599.

160. Li, J. Chemical and pharmacological researches on Hyoscyamus niger / J. Li, S. Ji, X. Yu, J. Sun, Q. Men, T. Kang // Chinese Herbal Medicines. - 2011. - Vol. 3. - P. 117-126.

161. Ling, A. P. K. Effects of precursor supplementation on the production of triterpens by Centella asiatica callus cultures / A. P. K. Ling, M. Mahmood, N. Mohd Fadzillah, S. K. Daud // Pakistan Journal of Biological Sciences. - 2005. -Vol. 8. - P. 1160-1169.

162. Loake, V. I. P. Cambial meristematic cells: a sustainable platform for the production of plant-derived anticancer drugs. In: Malik S (ed) Biotechnology and production of anticancer compounds / V. I. P. Loake, M. Ochoa-Villareal // Springer International Publishing, Cham. - 2017. - P. 143-156.

163. Loredo-Carrillo, S. E. Establishment of callus from Pyrostegia venusta (Ker Gawl.) Miers and effect of abiotic stress on flavonoids and sterols accumulation / S. E. Loredo-Carrillo, M. de Lourdes Santos-Diaz, E. Leyva, M. del Socorro Santos-Diaz // J. Plant Biochem. Biotechnol. - 2013. - Vol. 22. - P. 312-318.

164. Louis, K. S. Cell viability analysis using trypan blue: manual and automated methods / K. S. Louis, A. C. Siegel // In Mammalian cell viability. Humana Press. -2011. - P. 7-12.

165. Mahran, G. H. Medicinal plants / G. H. Mahran // Anglo Egyptian Bookshop. Cairo, Egypt. - 1967. - Vol. 1. - 431 p.

166. Malik, S. Biotechnological approaches to the production of shikonins: a critical review with recent updates / S. Malik, S. Bhushan, M. Sharma, P. S. Ahuja // Critical reviews in biotechnology. - 2016. - Vol. 36. - P. 327-340.

167. Mangang, R. In vitro callus induction of placental tissues of Capsicum chinense Jacq. cv. 'Umorok' using different concentrations and combinations of growth hormones / R. Mangang // International Journal of Interdisciplinary and Multidisciplinary Studies. - 2014. - Vol. 1. - P. 63-66.

168. Mano. Production of tropane alkaloids by hairy root cultures of Scopolia japonica / Y. Mano, S. Nabeshima, C. Matsui, H. Ohkawa // Agricultural and Biological Chemistry. - 1986. - Vol. 50. - N. (11). - P. 2715-2722.

169. Maroyi, A. Traditional use of medicinal plants in south-central Zimbabwe: review and perspectives / A. Maroyi // Journal of ethnobiology and ethnomedicine. - 2013. - Vol. 9. - N. (1). - P. 1-18.

170. Martin, K. P. Rapid propagation of Holostemma ada-kodien Schult., a rare medicinal plant through axillary bud multiplication and indirect organogenesis / K. P. Martin // Plant cell Reports. - 2002. - Vol. 21. - P. 112-117.

171. McCown, B. H. Nodule culture: a developmental pathway with high potential for regeneration, automated micropropagation, and plant metabolite production from woody plants. In: Genetic manipulation of woody plants / B. H. McCown, E. L. Zeldin, H. A. Pinkalla, R. R. Dedolph // Springer. - 1988. - P. 149-166.

172. Mohamed, S. V. Effect of cytokinins on the proliferation of multiple shoots in horse gram (Macrotyloma uniflorum (L.) Verdc.) / S. V. Mohamed, M. Jawahar, M. Thiruvengadam, M. Jeyakumar, N. Jayabalan // Jour. Plant Biotech. - 1999. - Vol. 1. - P. 79-83.

173. Moon, S. H. Differential induction of meristematic stem cells of Catharanthus roseus and their characterization / S. H. Moon, J. Venkatesh, J. W. Yu, S. W. Park // C R Biol. - 2015. - Vol. 338. - P. 745-756.

174. Mulabagal, V. Plant cell cultures-an alternative and efficient source for the production of biologically important secondary metabolites / V. Mulabagal, H. S. Tsay // Int J Appl Sci Eng. - 2004. - Vol. 2. - P. 29-48.

175. Mulder-Krieger, T. Production of essential oils and flavours in plant cell and tissue cultures. A review / T. Mulder-Krieger, R. Verpoorte, A. B. Svendsen, J. Scheffer // Plant Cell, Tissue and Organ Culture. - 1988. - Vol. 13. - P. 85-154.

176. Murashige, T. Plant propagation through tissue culture / T. Murashige // Ann. Rev. Plant Physiol. - 1974. - Vol. 25. - P. 135-166.

177. Murthy, H. N. Production of secondary metabolites from cell and organ cultures: strategies and approaches for biomass improvement and metabolite

accumulation / H. N. Murthy, E. J. Lee, K. Y. Paek // Plant Cell Tissue Organ Cult. - 2014. - Vol. 118. - P. 1-16.

178. Murthy, H. N. The safety assessment of food ingredients derived from plant cell, tissue and organ cultures: a review / H. N. Murthy, M. I. Georgiev, S. Y. Park, V. S. Dandin, K. Y. Paek // Food Chem. - 2015. - Vol. 176. - P. 426-432.

179. Namdeo, A. Plant cell elicitation for production of secondary metabolites: a review / A. Namdeo // Pharmacogn Rev. - 2007. - Vol. 1. - P. 69-79.

180. Narayan, P. In vitro multiplication of important medicinal plant Solanum Nigrum L. / P. Narayan, B. Ranjit, K. Vijay // Recent Research in Science and Technology. - 2010. - Vol. 2. - N. (7). - P. 33-35.

181. Neumann, K. H. Plant cell and tissue culture-A tool in Biotechnology: Basics and Application / K. H. Neumann, A. Kumar, J. Imani // Springer Science & Business Media. - 2009. - 333 p.

182. Ochoa-Villarreal M. Cambial meristematic cells: a platform for the production of plant natural products / M. Ochoa-Villarreal, S. Howat, M. O. Jang, I. S. Kim, Y. W. Jin, E. K. Lee, G. J. Loake // New Biotechnol. - 2015. - Vol. 32. - P. 581-587.

183. Oksman-Caldentey, K. Regulation of tropane alkaloid metabolism in plants and plant cell cultures / K. Oksman-Caldentey, R. Arroo // Metabolic engineering of plant secondary metabolism. Springer. - 2000. - P. 253-281.

184. Otroshy, M. The effect of different cytokinin in propagation of Capsicum annuum L. by in vitro nodal cutting / M. Otroshy, K. Moradi, N. M. Khayam // Trakia Journal of Sciences. - 2011. - Vol. 9. - P. 21-30.

185. Padmapriya, H. An efficient protocol for in vitro propagation of Solanum nigrum L. from nodal explants / H. Padmapriya, A. V. P. Karthikeyan, G. Jahir Hussain, C. Karthi, P. Velayutham // J Ag Tech. - 2011. - Vol. 7. - N. (4). - P. 1063-1073.

186. Pal Bais, H. Root-specific metabolism: The biology and biochemistry of underground organs / H. Pal Bais, V. M. Loyola-Vargas, H. E. Flores, J. M. Vivanco // In Vitro Cell Dev. Biol. Plant. - 2001. - Vol. 37. - P. 730-741.

187. Palacio, L. Phenolic compound production by Larrea divaricata Cav. plant cell cultures and effect of precursor feeding / L. Palacio, J. J. Cantero, R. Cusido, M. Goleniowski // Process Biochemistry. - 2011. - Vol. 46. - P. 418-422.

188. Pandhure, N. In vitro Multiplication of Important Medicinal Plant Solanum nigrum L. / N. Pandhure, R. Bansode, V. Kothekar // Recent Research in Science and Technology. - 2010. Vol. 2. - N. (7). - P. 33-35.

189. Papry, M. In vitro regeneration protocol development via callus formation from leaf explants of tomato (Solanum lycopersicon Mill.) / M. Papry, S. Ahsan, S. Shahriyar, M. A. Sathi, P. Howlader, M. Robbani, S. Akram, M. J. H. Biswas // Tropical Plant Research. - 2016. - Vol. 3. - P. 162-171.

190. Pasquali, G. Metabolic engineering of cell cultures versus whole plant complexity in production of bioactive monoterpene indole alkaloids: recent progress related to old dilemma / G. Pasquali, D. D. Porto, A. G. Fett-Neto // J. Biosci. Bioeng. - 2006. - Vol. 101. - P. 287-296.

191. Patnaik, J. Micropropagation of Hemidesmus indicus (L.) R. Br. through axillary bud culture / J. Patnaik, P.K. Chand // Plant Cell Rep. - 1996. - Vol. 15. -P. 427-430.

192. Payne, J. Production of hyoscyamine by hairy root cultures of Datura stramonium / J. Payne, J. D. Hamill, R. J. Robins, M. J. C. Rhodes MJC // Plant Med. - 1987. - Vol. 53. - P. 474-478.

193. Pieron, S. Nodule culture, a possible morphogenetic pathway in Cichorium intybus L. propagation / S. Pieron, M. Belaizi, P. H. Boxus // Sci. Horticulturae. -1993. - Vol. 53. - P. 1-11.

194. Poubko, J. M. The pharmacological properties of anisodamine / J. M. Poubko, S. I. Baskin, E. Moor // J. Appl. Taxicol. - 2006. - Vol. 27. - P. 116-121.

195. Prakash, B. Effect of different media on in vitro seed germination and protocorm formation of Vanda tessellata (Roxb.) Hook. Ex. G, an endangered medicinal orchid. / B. Prakash, S. Khan, R. T. Bais // researcher journal. - 2013. -Vol. 5. - N. (4). - P. 19-22.

196. Preethi, D. Efficient Protocol for Indirect Shoot Regeneration from Leaf Explants of Stevia rebaudiana (Bert.) An Important Calorie Free Biosweetner / D. Preethi, T. Sridhar, C. Naidu // Journal of Phytology. - 2011. - Vol. 3. - N. (5). - P. 56-60.

197. Putalun, W. Enhanced plumbagin production from in vitro cultures of Drosera burmanii using elicitation / W. Putalun, O. Udomsin, G. Yusakul, T. Juengwatanatrakul, S. Sakamoto, H. Tanaka // Biotechnology letters. - 2010. - Vol. 32. - P. 721-724.

198. Radman, R. Elicitation of plants and microbial cell systems / R. Radman, T. Saez, C. Bucke, T. Keshavarz // Biotechnology and Applied Biochemistry. - 2003.

- Vol. 37. - P. 91-102.

199. Rahman, M. d. Razmnozevanje Solanum Surattense Bum. Z Uporabo Internodijskih Eksplantov / M. D. Rahman, Mahabubur, N. A. Muhammad, M. D. Zohurul Islam, S. S. Rubaiyat // Acta agriculturae Slovenica. - 2011. - Vol. 97. - N. (1). - P. 11-17.

200. Ramirez-Estrada, K. Elicitation, an effective strategy for the biotechnological production of bioactive high-added value compounds in plant cell factories / K. Ramirez-Estrada, H. Vidal-Limon, D. Hidalgo, E. Moyano, M. Golenioswki, R. M. Cusido, J. Palazon // Molecules. - 2016. - Vol. 21. - P. 182.

201. Rao, S. R. Plant cell cultures: Chemical factories of secondary metabolites / S. R. Rao, G. A. Ravishankar // Biotechnology Advances. - 2002. - Vol. 20. - P. 101153.

202. Rates, S. M. K. Plants as source of drugs / S. M. K. Rates // Toxicon, Oxford.

- 2001. - Vol. 39. - P. 603-613.

203. Ray, B. Plant Regeneration from Seedling Derived Explants through Callus of Eggplant (Solanum melongena L) / B. Ray, L. Hassan, S. Sarker // The Agriculturists. - 2010. - Vol. 8. - P. 98-107.

204. Rout, G. R. In vitro manipulation and propagation of medicinal plants / G. R. Rout, S. Samantaray, P. Das // Biotechnology advances. - 2000. - Vol. 18. - N. (2).

- P. 91-102.

205. Ruffoni, B. Plant cell cultures: bioreactors for industrial production. In Bio-farms for nutraceuticals / B. Ruffoni, L. Pistelli, A. Bertoli, L. Pistelli // Springer, Boston, MA. - 2010. - P. 203-221.

206. Ruzic, D. Effect of paclobutrazol on in vitro rooting of sour cherry cv. Sumadinka (Prunus cerasus L.) / D. Ruzic // Journal of Fruit and Ornamental Plant Research (Poland). - 1996. - Vol. 4. - P. 11-20.

207. Sabater-Jara, A. B. Synergistic effect of cyclodextrins and methyl jasmonate on taxane production in Taxus x media cell cultures / A. B. Sabater-Jara, M. Onrubia, E. Moyano, M. Bonfill, J. Palazón, M. A. Pedreño, R. M. Cusidó // Plant biotechnology journal. - 2014. - Vol. 12. - P. 1075-1084.

208. Saeed, S. Impacts of methyl jasmonate and phenyl acetic acid on biomass accumulation and antioxidant potential in adventitious roots of Ajuga bracteosa Wall ex Benth., a high valued endangered medicinal plant / S. Saeed, H. Ali, T. Khan, W. Kayani, M. A. Khan // Physiology and Molecular Biology of Plants. -2017. - Vol. 23. - P. 229-237.

209. Sahin, G. Calcium and magnesium elimination enhances accumulation of cardenolides in callus cultures of endemic Digitalis species of Turkey / G. Sahin, S. K. Verma, E. Gurel // Plant Physiology and Biochemistry. - 2013. - Vol. 73. - P. 139-143.

210. Sahoo, Y. Micropropagation of Vitex negundo L., a woody aromatic medicinal plant shrub, through high frequency axillary shoot proliferation / Y. Sahoo, P. K. Chan // Plant Cell Rep. - 1998. - Vol. 18. - P. 301-307.

211. Sakthivel, S. Tissue Culture Studies in Tomatto (Lycopersicon Esculantum, PKM1) from Cotyledonary Leaf Explants / S. Sakthivel, V. Manigandan // International Journal of Chemical and Pharmaceutical Sciences. - 2011. - Vol. 2. -N. (3). - P. 22-25.

212. Samuelson, G. Drugs of natural origin: a textbook of Pharmacognosy / G. Samuelson // Taylor & Francis Group. - 1999. - 219 p.

213. San José, M. C. Effect of indole-3-butyric acid on root formation in Alnus glutinosa microcuttings / M. C. San José, L. Romero, L. V. Janeiro // Silva Fenn. -2012. - Vol. 46. - N. (5). - P. 643-654.

214. Sanatombi, K. In vitro regeneration and mass multiplication of Capsicum annuum L. / K. Sanatombi, G. J. Sharma // Journal of Food Agriculture and Environment. - 2006. -Vol. 4. - P. 205.

215. Sanatombi, K. Micropropagation of Capsicum annuum L. / K. Sanatombi, G. Sharma // Notulae Botanicae Horti Agrobotanici Cluj-Napoca. - 2007. - Vol. 35. -P. 57.

216. Schmid, D. Plant stem cell extract for longevity of skin and hair / D. Schmid, C. Schurch, P. Blum, E. Belser, F. Zulli // SOFW J. - 2008. - Vol. 134. - P. 30-35.

217. Schuetz, M. Xylem tissue specification, patterning, and differentiation mechanisms / M. Schuetz, R. Smith, B. Ellis // J. Exp. Bot. - 2013. - Vol. 64. - P. 11-31.

218. Schumacher, H. M. Cryopreservation of plant cell lines / H. M. Schumacher, M. Westphal, E. Heine-Dobbernack // Methods Mol Biol. - 2015. - Vol. 1257. - P. 423-429.

219. Schurch, C. Potential of plant cells in culture for cosmetic application / C. Schurch, P. Blum, F. Zulli // Phytochem Rev. - 2008. - Vol. 7. - P. 599-605.

220. Sciutti, R. Water loss and photosynthesis of plum plantlets is influenced by relative humidity during rooting in vitro / R. Sciutti, S. Morini // J. hortic. Sci. -1995. - Vol. 70. - N. (2). - P. 221-228.

221. Sepehr, F. M. Effects of nutritional factors on the formulation of anthraquinones in callus cultures of Rheum ribes / F. M. Sepehr, M. Ghorbanli // Plant Cell, Tissue and Organ Culture. - 2002. - Vol. 68. - P. 171-175.

222. Sevon, N. Agrobacterium rhizogenes mediated transformation: Root cultures as a source of alkaloids / N. Sevon, K. M. Oksman-Caldentey // Planta Medica. -2002. - Vol. 68. - P. 859-868.

223. Shah, S. Callus induction, in vitro shoot regeneration and hairy root formation by the assessment of various plant growth regulators in tomato (Solanum

lycopersicum Mill.) / S. Shah, S. Ali, S. Jan, J. Din, G. Ali // Journal of Animal and Plant Sciences. - 2015. - Vol. 25. - P. 528-538.

224. Shekhawat, M. Direct Shoots Regeneration from Nodal Meristems of Brugmansia suaveolens (Humb. & Bonpl. ex Willd.) Bercht. & J. Presl. / Shekhawat, M. // The Pharma Innovation. - 2012. - Vol. 1. - N. (9). - P. 50-56.

225. Shim, K. M. Accumulation of cell bio mass anthraquinones, phenolics, and flavonoids as affected by auxin, cytokinin, and medium salt strength in cell suspension culture of Morinda citrifolia / K. M. Shim, E. J. Hahn, W. K. Jeon, K. Y. Paek // Korean Journal of Horticultural Science and Technology. - 2010. - Vol. 28. - P. 288-294.

226. Shimomura, K. Tropane alkaloids in the adventitious and hairy root cultures of solanaceous plants / K. Shimomura, M. Sauerwein, K. Ishimaru // Phytochemistry. - 1991. - Vol. 30. - N. (7). - P. 2275-2278.

227. Shivanna, M. Regeneration of Biophytum sensitivum (Linn.) DC. through organogenesis and somatic embryogenesis / M. Shivanna, M. Vasanthakumari, M. Mangala //. - 2009. - Vol. 8. - P. 127-131.

228. Shivaraj, G. Rapid and efficient plant regeneration of eggplant (Solanum melongena L.) from cotyledonary leaf explants / G. Shivaraj, S. Rao // - 2011. -Vol. 10. - N. (1). - P. 125-29.

229. Shohael, A. M. Methyl jasmonate induced overproduction of eleutherosides in somatic embryos of Eleutherococcus senticosus cultured in bioreactors / A. M. Shohael, H. N. Murthy, E. J. Hahn, K. Y. Paek // Electronic Journal of Biotechnology. - 2007. - Vol. 10. - P. 633-637.

230. Shukla, A. K. Influence of cellular differentiation and elicitation on intermediate and late steps of terpenoid indole alkaloid biosynthesis in Catharanthus roseus / A. K. Shukla, A. K. Shasany, R. K. Verma, M. M. Gupta, A. K. Mathur, S. P. Khanuja // Protoplasma. - 2010. - Vol. 242. - P. 35-47.

231. Siddikee, M. A. Enhancement of Growth and Salt Tolerance of Red Pepper Seedlings (Capsicum annuum L.) by regulating stress ethylene synthesis with halotolerant bacteria containing 1-aminocyclopropane-1-carboxylic acid deaminase

activity / M. A. Siddikee, B. R. Glick, P. S. Chauhan, W. Jong Yim, T. Sa // Plant Physiology and Biochemistry. - 2011. - Vol. 49. - P. 427-434.

232. Silvestrini, A. Effects of alkaloid precursor feeding on a Camptotheca acuminata cell line / A. Silvestrini, G. Pasqua, B. Botta, B. Monacelli, R. Van Der Heijden, R. Verpoorte // Plant Physiology and Biochemistry. - 2002. - Vol. 40. - P. 749-753.

233. Sivanandhan, G. Increased production of withanolide A, withanone, and withaferin A in hairy root cultures of Withania somnifera (L.) Dunal elicited with methyl jasmonate and salicylic acid / G. Sivanandhan, G. K. Dev, M. Jeyaraj, M. Rajesh, A. Arjunan, M. Muthuselvam, M. Manickavasagam, N. Selvaraj, A. Ganapathi // Plant Cell, Tissue and Organ Culture (PCTOC). - 2013. - Vol. 114. -P. 121-129.

234. Soni, P. In vitro multiplication and phyto-chemical analysis of a valuable medicinal plant Withania somnifera L. Dunal / P. Soni, A. Bahadur, U. Tiwari, V. Kanungo // Indian Journal of Innovations and Developments. - 2012. - Vol. 1. - P. 225-228.

235. Sood, H. Cultured cambial meristematic cells - a sustainable route towards in vitro production of phytochemicals / H. Sood // Adv Cell Sci Tissue Cult. - 2017. -Vol. 1. - P. 1-2.

236. Spollansky, T. C. Effect of jasmonic acid and aluminium on production of tropane alkaloids in hairy root cultures of Brugmansia candida / T. C. Spollansky, S. I. Pitta-Alvarez, A. M. Giulietti // Electronic Journal of Biotechnology. - 2000. -Vol. 3. - P. 31-32.

237. Sridhar, T. M. An efficient callus induction and plant regeneration of Solanum nigrum (L.)-An important antiulcer medicinal plant / T. M. Sridhar, C. V. Naidu // Journal of Phytology. - 2011. . - Vol. 3. - N. (5). - P. 23-28.

238. Srivastava, S. Hairy root culture for mass-production of high-value secondary metabolites / S. Srivastava, A. K. Srivastava // Critical Reviews in Biotechnology. -2007. - Vol. 27. - P. 29-43.

239. Subbiah, K. In vitro conservation of Ceropegia intermedia - an endemic plant of south India / K. Subbiah, K. Chadipiralla, A. Varimadugu, P. Thammineni // African J. Biotech. - 2009. - Vol. 8. - N. (17). - P. 4052-4057.

240. Sundari, M. S. Micropropagation and in vitro flowering in Solanum nigrum Linn. a medicinal plant / M. S. Sundari, A. Benniamin, V. S. Manickam // - 2010. -Vol. 1. - P. 29-32.

241. Supria, K. B. Hand Book of Medical Plants / K. B. Supria // Poiter Publishers, India. - 1998. - 607 p.

242. Szora, A. Production of biologically active phenolic acids in Aronia melanocarpa (Michx.) Elliott in vitro cultures cultivated on different variants of the Murashige and Skoog medium / A. Szora, H. Kiert // Pl. Growth Reg. - 2014. - Vol. 72. - N (1). - P. 51-58.

243. Tabata, M. Organization and alkaloid production in tissue cultures of Scopolia parviflora / M. Tabata, H. Yamamoto, N. Hiraoka, M. Konoshima // Phytochemistry. - 1972. - Vol. 11. - N. (3). - P. 949-955.

244. Thaweesak, J. Elicitation effect on production of plumbagin in in vitro culture of Drosera indica L. / J. Thaweesak, S. Seiichi, T. Hiroyuki, P. Waraporn // Journal of Medicinal Plants Research. - 2011. - Vol. 5. - P. 4949-4953.

245. Thengane, S. R. Influence of medium composition on callus induction and camptothecin (s) accumulation in Nothapodytes foetida / S. R. Thengane, D. K. Kulkarni, V. A. Shrikhande, S. P. Joshi, K. B. Sonawane, K. V. Krishnamurthy // Plant Cell, Tissue and Organ Culture. - 2003. - Vol. 72. - P. 247-251.

246. Tytgat, G. N. Hyoscine butylbromide / G. N. Tytgat, N. Guido // Drugs. - 2007. - Vol. 67. - P. 1343-1357.

247. Uppalapati, S. R. The phytotoxin coronatine and methyl jasmonate impact multiple phytohormone pathways in tomato / S. R. Uppalapati, P. Ayoubi, H. Weng, D. A. Palmer, R. E. Mitchell, W. Jones, C. L. Bender // Plant J. - 2005. - Vol. 42. -P. 201-217.

248. Usama, A. I. Impact of Culture Conditions on Alkaloid Production from Undifferentiated Cell Suspension Cultures of Egyptian Henbane / A. I. Usama, M. E. Hattem, H. Moemen // Plant Cell. - 2010. - Vol. 4. - N. (10). - P. 4717-4725.

249. Vanisree, M. Studies on the production of some important secondary metabolites from medicinal plants by plant tissue cultures / M. Vanisree, C. Y. Lee, S. F. Lo, S. M. Nalawade, C. Y. Lin, H. S. Tsay // Bot. Bull. Acad. Sin. - 2004. -Vol. 45. - P. 1-22.

250. Velayutham, P. In vitro Regeneration, Pharmacognosy and Antimicrobial Activities of Cichorium intybus L. / P. Velayutham, // Ph.D. Thesis submitted to Bharathidasan University, Tiruchirappall. - 2003.

251. Verpoorte, R. Engineering secondary metabolite production in plants / R. Verpoorte, J. Memelink J // Current Opinion in Biotechnology. - 2002. - Vol. 13. -P. 181-187.

252. Vinod, A. Micropropagation of Leptadenia reticulata: A medicinal plant / A. Vinod, N. S. Shekhawat, R. P. Singh // In vitro cell Dev. Boil. - 2003. - Vol. 39. -N. (2). - P. 180-185.

253. Wang, X. D. Ontogeny of embryogenic callus in Medicago truncatula: the fate of the pluripotent and totipotent stem cells / X. D. Wang, K. Nolan, R. Irwanto, M. Sheahan, R. Rose // Ann. of Botany. - 2011. - Vol. 107. - P. 599-609.

254. Wang, Y. D. Induction studies of methyl jasmonate and salicylic acid on taxane production in suspension cultures of Taxus chinensis var. mairei / Y. D. Wang, Y. J. Yuan, J. C. Wu. Biochem Eng J. - 2004. - Vol. 19. - P. 259-265.

255. Wasternack, C. Jasmonates: an update on biosynthesis, signal transduction and action in plant stress response, growth and development / C. Wasternack //Annals of botany. - 2007. - Vol. 100. - N. (4). - P. 681-697.

256. Wasternack, C. Jasmonates: Biosynthesis, perception, signal transduction and action in plant stress response, growth and development. An update to the 2007 review in Annals of Botany / C. Wasternack, B. Hause // Ann. Bot. - 2013. - Vol. 111. - P. 1021-1058.

257. Wethereil, M. Cross-cultural studies of minimal groups: Implications for the social identity theory of intergroup relations / M. Wetherell // Social identity and intergroup relations. - 1982. - P. 207-240.

258. Whitmer, S. Influence of precursor availability on alkaloid accumulation by transgenic cell line of Catharanthus roseus / S. Whitmer, C. Canel, D. Hallard, C. Goncalves, R. Verpoorte // Plant Physiology. - 1998. - Vol. 116. - P. 853-857.

259. Wright, M. J. Tissue fixation and staining by osmium tetraoxide: a possible role for alkaloids / M. J. Wright, M. Schröder, A. Nielson // J. Histochem. Cytochem. -1981. - Vol. 29. - P. 1347-1348.

260. Wu, J. Production of ginseng and its bioactive components in plant cell culture: Current technological and applied aspects / J. Wu, J. J. Zhong // Journal of Biotechnology. - 1999. - Vol. 68. - P. 89-99.

261. Yamada, Y. Production of tropane alkaloids in cultured cells of Hyoscyamus niger / Y. Yamada, T. Hashimoto // Plant cell reports. - 1982. - Vol. 1. - N. (3). -P. 101-103.

262. Yogananth, N. Comparative Analysis of Solasodine from in vitro and in vivo Cultures of Solanum nigrum Linn / N. Yogananth, R. Bhakyaraj, A. Chanthuru, S. Parvathi, S. Palanivel // Kathmandu University Journal of Science, Engineering and Technology. - 2009. - Vol. 5. - N. (1). - P. 99-103.

263. Yoshimatsu, K. Efficient shoot formation on internodal segments and alkaloid formation in the regenerates of Cephalis ipecacuanha / K. Yoshimatsu, K. Shimomura // Plant Cell Rep. - 1991. - Vol. 9. - P. 567-570.

264. Yun, D. J. Metabolic engineering of medicinal plants: transgenic Atropa belladonna with an improved alkaloid composition / D. J. Yun, T. Hashimoto, Y. Yamada // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1992. - Vol. 89. - P. 11799-11803.

265. Zhang, L. Engineering tropane biosynthetic pathway in Hyoscyamus niger hairy root cultures / L. Zhang, R. Ding, Y. Chai, M. Bonfill, E. Moyano, K. Oksman-Caldentey, T. Xu, Y. Pi, Z. Wang, H. Zhang, G. Kai, Z. Liao, X. Sun, K. Tang // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2004. - Vol. 101. - N. (17). - P. 6786-6791.

266. Zhang, R. A point mutation at cysteine 189 blocks the water permeability of rat kidney water channel CHIP28k / R. Zhang, A. N. van Hoek, J. Biwersi, A. S. Verkman // Biochemistry. - 1993. - Vol. 32. - N. (12). - P. 2938-2941.

267. Zhao, J. Biotechnol. / J. Zhao, L. C. Davis, R. Verpoorte // AdV. - 2005. - Vol. 23. - P. 283-333.

268. Zhao, J. Improved beta thujaplicin production in Cupressus lusitanica suspension cultures by fungal elicitor and methyl jasmonate / J. Zhao, K. Fujita, J. Yamada, K. Sakai // Applied Microbiology and Biotechnology. - 2001. - Vol. 55. -P. 301-305.

269. Zhou, P. Effects of P-cyclodextrin and methyl jasmonate on the production of vindoline, catharanthine, and ajmalicine in Catharanthus roseus cambial meristematic cell cultures / P. Zhou, J. Yang, J. Zhu, S. He, W. Zhang, R. Yu, J. Zi, L. Song, X. Huang //Applied microbiology and biotechnology. - 2015. - Vol. 99. -P. 7035-7045.

270. Ziaratnia, S. Elicitation of 7-methyljuglone in Drosera capensis / S. Ziaratnia, K. Kunert, N. Lall // South African Journal of Botany. - 2009. - Vol. 75. - P. 97103.

271. Zimmerman, R. Tissue culture of fruit trees and other fruit plants / R. Zimmerman // Combined Proceedings International Plant Propagators' Society. -1978.