КЛИНИЧЕСКОЕ ЗНАЧЕНИЕ ОПРЕДЕЛЕНИЯ МАТРИКСНЫХ МЕТАЛЛЛОПРОТЕИНАЗ И ИХ ИНГИБИТОРОВ В ТКАНИ ПОЧКИ И МОЧЕ ПРИ ХРОНИЧЕСКОМ ГЛОМЕРУЛОНЕФРИТЕ тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 14.01.29, кандидат медицинских наук Ли, Ольга Александровна

• Ли, Ольга Александровна
• кандидат медицинских наук
• 2011

Оглавление диссертации кандидат медицинских наук Ли, Ольга Александровна

СПИСОК ПРИНЯТЫХ СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

Глава I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1 Механизмы формирования тубулоинтерстициального фиброза.

1.2 Деградация компонентов ЭЦМ.

1.2.1. Значение ММП/ТИМП в физиологических условиях и при развитии заболеваний почек.

1.2.2. Роль ПАИ-1 в регуляции протеолиза/фибринолиза и в механизмах фиброза.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «КЛИНИЧЕСКОЕ ЗНАЧЕНИЕ ОПРЕДЕЛЕНИЯ МАТРИКСНЫХ МЕТАЛЛЛОПРОТЕИНАЗ И ИХ ИНГИБИТОРОВ В ТКАНИ ПОЧКИ И МОЧЕ ПРИ ХРОНИЧЕСКОМ ГЛОМЕРУЛОНЕФРИТЕ»

Хронический гломерулонефрит (ХГН) относится к заболеваниям с неуклонно прогрессирующим течением, особенно у пациентов с высокоактивными протеинурическими его формами. Исследованиями последних десятилетий было показано, что в основе прогрессирования нефропатий любой природы, в том числе и ХГН, лежит развитие тубулоинтерстициального фиброза (ТИФ), который сегодня рассматривают как патоморфологическую основу почечной недостаточности (ПН) [45]. В этой связи особую актуальность приобретает изучение механизмов формирования ТИФ и разработка новых методов его торможения с целью пролонгирования додиализного этапа течения ХГН. В эксперименте было убедительно показано, что в основе формирования ТИФ лежит дисбаланс между синтезом и деградацией (протеолизом) компонентов экстрацеллюлярного матрикса (ЭЦМ). Главную роль в процессах расщепления компонентов ЭЦМ играют матриксные металлопротеиназы (ММП), протеолитическая активность которых регулируется системой ингибиторов, включающей тканевые ингибиторы ММП (ТИМП) и ингибитор активатора плазминогена I типа (ПАИ-1) [66,78,154]. Субстратом действия ММП, помимо матриксных белков, являются факторы роста и их рецепторы, молекулы клеточной адгезии, что, по-видимому, объясняет регулирующую функцию ММП не только в механизмах деградации/накопления ЭЦМ, но и опосредованно в межклеточных и клеточно-матриксных взаимодействиях [100,154,213,218].

В ряде экспериментальных и клинических работ было выявлено нарушение экспрессии факторов протеолиза при различных морфологических и клинических вариантах ХГН [32,50,142,154,184] , однако характер и степень выраженности изменений в системе ММП/ТИМП на разных этапах течения ХГН, их взаимосвязь с воспалительными и б фиброзными изменениями в тубулоинтерстиции почки до настоящего времени не уточнена. Пока единичны исследования, посвященные определению уровня компонентов системы протеолиза в моче больных ХГН [1,3,4,11,12,94,125,185], не изучена взаимосвязь нарушений экскреции этих факторов с клиническими признаками активности/прогрессирования ХГН, прежде всего, с протеинурией (ПУ). Вместе с тем, оценка механизмов локально-почечного протеолиза в почке у больных ХГН с помощью «мочевых» тестов раскрывает перспективы мониторирования ТИФ и на этом основании определения прогноза заболевания в целом.

Цель исследования

Оценить механизмы локально-почечного протеолиза у больных ХГН на основе определения экскреции с мочой и экспрессии в ткани почки матриксных металлопротеиназ и их ингибиторов, уточнить значение этих факторов как показателей активности и критериев прогноза ХГН.

Задачи исследования

У больных клинически активными протеинурическими формами ХГН:

1. Исследовать экскрецию с мочой основных компонентов системы протеолиза - матриксных металлопротеиназ 2 и 9 типов (ММП-2 и ММП-9) и факторов, регулирующих их активность - тканевого ингибитора матриксных металлопротеиназ типа 2 (ТИМП-2) и ингибитора активатора плазминогена I типа (ПАИ-1);

2. Изучить локализацию и степень экспрессии ММП-2, ММП-9 и ТИМП-2 в различных структурах почки;

3. Сопоставить уровень экскреции с мочой и экспрессии в ткани почки изучаемых биомаркеров с выраженностью воспалительной клеточной инфильтрации и площадью фиброза в интерстиции почки, оцененных с помощью морфометрии;

4. На основании проведенных клинико-морфологических сопоставлений уточнить значение выявляемых в моче ММП и их ингибиторов как показателей активности и критериев прогноза ХГН. Научная новизна исследования

Впервые в клинических условиях на разных стадиях течения ХГН у больных с умеренной протеинурией (ПУ), нефротическим синдромом (НС), преходящим нарушением функции почек и стойкой ПН проведена комплексная оценка механизмов локально-почечного протеолиза на основе определения в моче матриксных металлопротеиназ и регулирующих их активность ингибиторов.

Впервые мочевые показатели системы протеолиза сопоставлены с признаками клинической активности ХГН и особенностями экспрессии этих факторов в ткани почки в зависимости от выраженности интерстициального воспаления и фиброза. Подтверждено локально-почечное происхождение экскретируемых с мочой ММП, ТИМП и ПАИ-1 и показана возможность использования этих биомаркеров для оценки ТИФ в почке при ХГН и определения прогноза заболевания.

Практическая значимость

На основании полученных результатов исследования разработан неинвазивный метод мониторирования тубулоинтерстициального воспаления и фиброза в почке с использованием доступного материала - мочи, по уровню содержания в ней компонентов системы протеолиза - ММП, ТИМП и ПАИ-1.

Выявлен спектр мочевых биомаркеров, отражающий активность воспалительной реакции и интенсивность процессов фиброзирования в интерстиции почек, позволяющий выделять среди больных ХГН группу высокого риска формирования ТИФ и прогрессирования ПН и в зависимости от предполагаемой степени фиброза определять тактику лечения. 8

Внедрение результатов работы в практику

Разработанный на основе результатов настоящего исследования метод оценки выраженности воспаления и фиброза в почке с помощью мочевых биомаркеров апробирован в клинике нефрологии, внутренних и профессиональных болезней имени Е.М. Тареева (Университетская клиническая больница №3) Первого МГМУ имени И.М. Сеченова; основные положения диссертации включены в лекционный курс на кафедре нефрологии и гемодиализа ФППОВ Первого МГМУ имени И.М.Сеченова.

Основные положения, выносимые на защиту

1. У больных активными протеинурическими формами ХГН отмечается увеличение экскреции с мочой и экспрессии в ткани почки (преимущественно в тубулоинтерстиции) всех изученных компонентов системы протеолиза — ММП-2, ММП-9, ТИМП-2 и ПАИ-1, коррелирующее с уровнем протеинурии и величиной клеточно-воспалительной инфильтрации интерстиция почки.

2. При прогрессирующем течении ХГН с развитием стойкой почечной недостаточности уровень экскреции с мочой и экспрессии в ткани почки ММП-2 и ММП-9 снижается пропорционально степени креатининемии и площади ТИФ, и одновременно значительно повышается уровень в моче ПАИ-1, обладающего профиброгенным эффектом.

3. Определение уровня «мочевых биомаркеров» - ММП, ТИМП, ПАИ-1, является информативным неинвазивным тестом, отражающим выраженность протеинурического ремоделирования тубуло-интерстициальной ткани почек, и может применяться для оценки прогноза течения и выбора тактики лечения ХГН. J

Публикации

По материалам диссертации опубликовано 11 научных работ, содержащих основной материал диссертации.

Материалы работы доложены и обсуждены на VI конференции Российского диализного общества (РДО) с международным участием (г.Москва, июнь 2009 г.), на XLVIII и XLIX международных конгрессах Европейского общества нефрологов и Европейской ассоциации диализа и трансплантации (ERA-EDTA) (Милан, июнь 2009 г., Мюнхен, июнь 2010 г.), на итоговой научной конференции молодых исследователей с международным участием «Татьянин день» (Москва, январь 2010 г.), VII съезде научного общества нефрологов России (НОНР) (октябрь 2010 г.), на ежегодной конференции «Декабрьские чтения в клинике имени Е.М.Тареева» (декабрь 2010 г.).

Объем и структура диссертации

Диссертация изложена на 125 страницах печатного текста и состоит из введения, обзора литературы, глав «материалы и методы исследования», «результаты собственного исследования» и «обсуждение полученных результатов», заключения, выводов, практических рекомендаций и списка литературы. Список литературы содержит 236 источник, из которых 29 отечественных и 207 зарубежных. Диссертация иллюстрирована 21 рисунком, 7 таблицами.

Заключение диссертации по теме «Нефрология», Ли, Ольга Александровна

Выводы

1. У больных активными протеинурическими формами ХГН отмечается увеличение экскреции с мочой компонентов системы протеолиза: матриксных металлопротеиназ (ММП-2 и ММП-9) и регулирующих их активность ингибиторов — тканевого ингибитора металлопротеиназ (ТИМП-2) и ингибитора активатора плазминогена I типа (ПАИ-1). Степень увеличения этих показателей определяется особенностями клинического течения заболевания - уровнем суточной протеинурии (для ММП-2 11=0,76 р=0,04; для ММП-9 И=0,36 р=0,01; для ТИМП-2 11=0,60 р=0,000001), наличием преходящей почечной недостаточности (для ММП-2 Я=0,39 р=0,002; для ПАИ-1 Я=0,46 р=0,003), и не зависит от морфологического варианта ХГН

2. При иммуногистохимическом исследовании ткани почки у больных активными формами ХГН выявляется преимущественно в тубулоинтерстиции экспрессия ММП-2, ММП-9 и ТИМП-2, интенсивность которой прямо коррелирует с клинической активностью ХГН и выраженностью клеточной воспалительной инфильтрации интерстициальной ткани (для ММП-9 - И=0,60 р=0,00005; для ТИМП-2 -Я=0,77 р=0,00007)

3. При прогрессирующем течении ХГН с развитием стойкой почечной недостаточности характер нарушений протеолиза изменяется: экскреция с мочой и экспрессия в ткани почки ММП-2, ММП-9, ТИМП-2 снижается, в то же время уровень ПАИ-1 в моче продолжает расти пропорционально увеличению площади тубулоинтерстициального фиброза (для ММП-9 Я=-0,55 р=0,004, для ПАИ-1 11=0,61 р=0,006 ) и степени гиперкреатининемии (для ММП-2 К=-0,83 р=0,04; для ММП-9 К=-0,31 р=0,02; для ПАИ-111=0,68 р=0,002)

4. Сходство характера изменений молекулярных медиаторов ММП, ТИМП и ПАИ-1 в моче и ткани почки на разных стадиях течения ХГН подтверждает значение мочевых показателей как биомаркеров локально-почечных нарушений в системе протеолиза, отражающих выраженность воспалительной реакции и интенсивность накопления экстрацеллюлярного матрикса в тубулоинтерстициальной ткани почки.

5. Об активности воспалительной реакции в почке у больных ХГН свидетельствует однонаправленное увеличение уровня всех компонентов протеолитической системы в моче, тогда как на формирование ТИФ и риск развития у больных почечной недостаточности указывают разнонаправленные изменения - падение ММП, ТИМП при резком росте ПАИ-1. Прогрессирующий характер этих нарушений является неблагоприятным прогностическим признаком и обосновывает усиление нефропротективной терапии с применением лекарственных средств, воздействующих на механизмы фиброгенеза.

Практические рекомендации

Величина экскреции с мочой ММП-2, ММП-9, ТИМП-2, ПАИ-1 может быть использована в качестве информативного неинвазивного метода определения активности, прогноза ХГН и выбора тактики лечения:

1. однонаправленное увеличение экскреции с мочой больных ХГН ММП и их ингибиторов, коррелирующее с уровнем ПУ, отражает выраженность клеточно-воспалительной инфильтрации в тубулоинтерстиции почки у больных ХГН и может служить дополнительным критерием активности заболевания и показанием для активной иммуносупрессивной терапии

2. снижение экскреции с мочой ММП-2, ММП-9 при значительном увеличении уровня экскреции ПАИ-1 свидетельствует о нарушении механизмов локально-почечного протеолиза и ускорении формирования ТИФ, указывает на ' высокий риск развития почечной недостаточности и обосновывает усиление нефропротективной терапии с применением ингибиторов АПФ, блокаторов рецепторов ангиотензина II и других средств с антифиброгенным действием

3. мониторирование уровня изученных биомаркеров- ММП/ТИМП и ПАИ-1 в моче больных ХГН может применяться для оценки эффективности результатов лечения.

Список литературы диссертационного исследования кандидат медицинских наук Ли, Ольга Александровна, 2011 год

1. Бобкова И.Н. «Клеточно-молекулярные механизмы нефротоксического действия протеинурии: роль в прогрессировании хронического гломерулонефрита, пути воздействия» автореферат на соискание уч. степени д.м.н., 2007 г.

2. Бобкова И.Н. «Прокоагулянтная и фибринолитическая активность сосудистого эндотелия у больных волчаночным нефритом» автореферат на соискание к.м.н. 1996г.,

3. Бобкова И.Н., Козловская JI.B., Чеботарева Н.В. Мочевые тесты воспаления и фиброза в оценке прогрессирования хронического гломерулонефрита. Качество жизни 2006 - № 4 - том 15 - стр. 19-25

4. Бобкова И.Н., Чеботарева Н.В., Козловская JI.B. и соавт. Экскреция с мочой моноцитарного хемотаксического протеина-1 и трансформирующего фактора роста-ßl как показатель прогрессирования хронического гломерулонефрита. Тер архив 2006; 5: 9-14

5. Бобкова И.Н., Чеботарева Н.В., Рамеев В.В., Плиева O.K. и соавт. Роль эндотелиальной дисфункции в прогрессировании хронического гломерулонефрита, современные возможности ее коррекции. Тер. архив 2005; 6: 92-96

6. Богомазов С.Ю., Гладских О.П., Иванов A.A. и др. Цитокины и внеклеточный матрикс при экспериментальных гломерулопатиях. Архив Патологии 1997; 59 (6): 45-50

7. Бумблите И.А.Д. Ингибиторы активаторов плазминогена. Гематология и трансфузиология 1991; 11: 18-22 •

8. Батурина Т.В., Сергеева Т.В. Цитокины и адгезивные молекулы в патогенезе хронического гломерулонефрита. Нефрология и диализ 2002; 4(3): 171-181

9. Ганусевич И.И. Роль матриксных металлопротеиназ (ММП) при-злокачественных новообразованиях. Онкология 2010; том 12, №1

10. Картамышева Н.Н, Чумакова 0:В., Кучеренко А.Г. Некоторые механизмы- формирования туболоинтерстициального компонента при хронических заболеваниях почек. Медицинский научный и учебно -методический журнал 2002; N б: 176-187

11. Козловская Л.В., Бобкова И.Н., Плиева O.K., Чеботарева Н.В., и соавт. Значение исследования в моче молекулярных медиаторов иммунного воспаления и фиброза в почке при хроническом гломерулонефрите. Терапевтический Архив 2004г .- N 9 стр. 84-87

12. Мухин H.A., Козловская JI.B, Бобкова И.Н., Плиева О.К, Чеботарева Н.В, Щербак A.B. Индуцируемые протеинурией механизмы ремоделирования тубулоинтерстиция и возможности нефропротекции при гломерулонефрите// Вестник РАМН 2005г. - N1 - стр. 3-8

13. Мухин H.A., Козловская Л.В., Бобкова И.Н., Рамеев В.В. Ключевая роль ремоделирования тубулоинтерстиция в прогрессировании хронических заболеваний почек. Архив патологии. 2004; 6: 16 -22.

14. Нанчикеева М.Л. Ранняя стадия поражения почек у больных гипертонической болезнью: клиническое значение, приниципы профилактики. Автореф. дис. докт. мед. наук. М.: 2010

15. Нанчикеева^ М.Л., Козловская Л.В., Фомин В.В:, Бобкова И.Н. Клиническое значение определения в моче маркеров эндотелильной дисфункции и фиброгенеза у больных артериальной гипертензией с поражением почек. Клиническая нефрология 2009; 4: 54-58

16. Нефрология. Учебное пособие для послевузовского образования. Под редакцией проф. Шилова Е.М. М.: Издательская группа «ГЭОТАР-Медиа». 2007. 682 С.

17. Пальцев М.А., Иванов A.A. Возможные механизмы развития гломерулосклероза при нефропатиях различного генеза. Архив Патологии 1994; 56 (6): 13-16.

18. Пальцев М.А., Иванов A.A. Межклеточные взаимодействия. -М. Медицина, 1995

19. Полянцева JI.P., Тареева И.Е., Бобкова И.Н., Подорольская JI.B. Активатор плазминогена тканевого типа у больных волчаночным нефритом. Терапевтический архив 1995; 5: 17-19

20. Ратнер М.Я. Современные представления о значении медиаторов в патогенезе фиброза почечного интерстиция. Терапевтический Архив 1997; 12: 87-88

21. Сергеева Т.В., Алексеевских Ю.Г., Гозалишвили Т.В., Раздолькина Т.И. Характер и значение тубуло-интерстициальных изменений при первичном гломерулонефрите у детей. Педиатрия 1997; 2: 49-52

22. Смыр К.В., Щербак А. В., Козловская JI. В. Фирсов H.H. Агрегационные свойства эритроцитов у больных хроническим гломерулонефритом. Клиническая фармакология и терапия 2008; 17(4): 4-7

23. Смыр К.В., Щербак A.B., Козловская Л.В., Соколова И.А Значение маркеров эндотелиальной дисфункции и гемореологических нарушений для оценки активности и прогноза хронического гломерулонефрита. Терапевтический архив 2010; №1: 47-51.

24. Соловьева Н.И. «Матриксные металлопротеиназы: регуляция активности и роль в процессе окогенеза.» Вопросы медицинской химии 2000; №5

25. Спирина Л.В., Кондакова И.В., Клишо Е.В., Какурина Г.В. «Металлопротеиназы как регуляторы неоангиогенеза в злокачественных новообразованиях» Сибирский онкологический журнал 2007; №1 (21): 68-71

26. Тареева И.Е. Нефрология. Москва: Медицина, 2000

27. Чеботарева Н. В. «Клиническое значение определения профиброгенных медиаторов в моче и ткани почки больныххроническим гломерулонефритом» автореферат на соискание уч. степени к.м.н., М.: 2005

28. Чеботарева Н.В., БобковаИ. Н., Варшавский В.А., Голицина Е.П. и соавт. Роль гладко-мышечного а-актина в развитии фиброза почек у больных хроническим гломерулонефритом. Терапевтический архив 2006; 5: 17-21.

29. Чеботарева Н.В., Бобкова И. Н., Козловская Л.В., Варшавский В.А. и соавт. Клиническое значение определения профиброгенных медиаторов в моче и ткани почки больных хроническим гломерулонефритом. Нефрология и диализ 2005; 5(3):387

30. Abbate М., Zoja С., Corna D. et al. In progressive nephropathies overload of tubular cells with filtered proteins translates glomerular permeability dysfunction into cellular signals of interstitial inflammation. J Am Soc Nephrol. 1998; 9: 1213-1224.

31. Ahmed A.K. Matrix Metalloproteinases and Their Inhibitors in Kidney Scarring: Culprits or Innocents. Journal of Health Science 2009; 55(4): 473483.

32. Alexopoulus E., Seron D., Hatley R.B. et al. Lupus nephritis: correlation of interstitial cells with glomerular function. Kidney Int. 1990; 37:100.

33. Anders HJ., Vielhauer V., Schlondorff D. Chemokines and chemokine receptors are involved in the resolution or progression of renal disease. Kidney Int. 2003; 63: 401-415.

34. Aresu L, Rastaldi Scanziani E, Baily J, Radaelli E, Pregel P, Valenza F: Epithelialmesenchymal transition (EMT) of renal tubular cells in canine glomerulonephritis. Virchows Arch 2007; 451: 937-942

35. Baricos W.H., Cortez S.L., Deboisblanc M., Xin S. Transforming growth factor (3 is a potent inhibitor of extracellular matrix degradation by cultured human mesangial cells. J Am Soc Nephrol. 1999; 10: 790-795.

36. Bariety J, Hill GS, Mandet G, Irinopoulou T. Glomerular epithelialmesenchymal transdifferentiation in pauci-immune; crescentic glomerulonephritis. Nephrol Dial Transplant 2003; .18: 1777- 1784.

37. Barnes JL, Mitchell RJ, Torres ES: Expression^ of plasminogen activator-inhibitor-1 (PAI-1) during cellular remodeling in proliferative glomerulonephritis in the rat. J Histochem Cytochem 1995; 43: 895 -905.

38. Bellehumeur C., Collette T., Maheux R., Mailloux J. Increased; soluble interleukin-1 receptor type II proteolysis in the endometrium of women with; endometriosis Hum. Reprod. 2005; 20: 1177-118473.

39. Bertaux B, Hornebeck W,. Eisen AZ, Dubertret Growth stimulation of human; keratinocytes by tissue inhibitor of metalioproteinases. Invest Dermatol; 1991; Oct; 97(4): 679-85.

40. Berteiii R., Valenti F., Oleggini R., Caridi G. Cell-specific regulation of al (III) and a2 (V) collagen by TGFßl in tubulointerstitial cell models. Nephrol Dial Transplant. 1998; 13(3): 573-579.

41. Bhuvarahamurthy V., Kristiansen G.O:, Johansen M. In situ gene expression and localization. of MMP1, MMP2, MM1J3, MMP9 and their inhibitors TIMP1 and: TIMP2 in human renal carcinoma, Oncol Rep,2006; 15:1379-13 84 .

42. Bohle A, Muller G.A., Wehrmann W. et al. Pathogenesis of chronic renal failure in the primary glomerulopathies, renal vasculopathies and chronic interstitial nephritides. Kidney Int. 1996; 54: 2-9.

43. Border W.A., Noble N.A. Transforming growth factor-P in tissue fibrosis// N.Eng. J. Med. 1994; 331:. 1286-1292.

44. Bottinger E.P., Bitzer M. TGF-p signaling in renal disease. J Am Soc Nephrol. 2002; 13: 2600-2610.

45. Caron A., Desrosies R.R., Beliveau R. Ischemia injury alters endothelial cell properties of kidney cortex: stimulation of MMP-9. Exp Cell Res 2005; 310:105-116.

46. Caron A., Desrosies R.R., Langlois S. Ischemia-reperfusion injury stimulates gelatinase expression and activity in kidney glomeruli. Can J Physiol Pharmacol 2005; 83: 287-300

47. Catania J.M., Chen G., Parrish A.R. Role of matrix metalloproteinases in renal pathophysiologies. Am J Physiol Renal Physiol 2007; 292: 905-911

48. Cheng S, Pollock AS, Mahimkar R, Olson JL. Matrix metalloproteinase 2 and basement membrane integrity: A unifying mechanism for progressive renal injury. FASEB J 2006; 20: 1898-1900.

49. Cheng S., Lovett D.H. Gelatinase A (MMP-2) Is Necessary and Sufficient for Renal Tubular Cell Epithelial-Mesenchymal Transformation. American Journal of Pathology. 2003; 162: 1937-1949

50. Christensen E.I., Birn H. Megalin and cubilin: Synergistic endocyte receptors in renal tubule. Am J Physiol 2001; 280: 562-573.

51. Clutter S. D., Fortney J., Gibson L. F. MMP-2 is required for bone marrow stromal cell support of pro-B-cell chemotaxis Exp. Hematol. 2005; 33:11921200.

52. Covington M.D., Burgbardt R.C., Parrish A.R. Ischemia-induced cleavage of cagherins in NRK cells requires MT1-MMP (MMP-14). Am J Physiol Renal Physiol 2006; 290:43-51.

53. Dallas S.L., Rosser J.L., Mundy G.R., Bonewald L.F. Proteolysis of latent transforming growth factor-(3 (TGF-3)-binding protein-1 by osteoclasts. A cellular mechanism for release of TGF-(3 from bone matrix J. Biol. Chem. 2002; 277:21352-21360.

54. Danilewicz M., W^growska-Danilewicz M. Differential glomerular immunoexpression of matrix metalloproteinases MMP-2 and MMP-9 in idiopathic IgA nephropathy and Schoenlein-Henoch nephritis. Folia Histochemica et Cytobiologica. V. 48. 2010;1: 63-67

55. David-S., Biancone L., Caserta C. et al. Alternative pathway complement activation induces proinflammatory activity in human proximal tubular epithelial cells. Nephrol Dial Transplant. 1997; 12: 51-56

56. Degryse, B, Sier CF, Resnati M, Conese M, and Blasi F. PAI-1 inhibits urokinase-induced chemotaxis by internalizing the urokinase receptor. FEBS Lett. 2001; 505: 249-254.

57. Djamali A, Reese S, Yracheta J, Oberley T, Hullett D, Becker B: Epithelial-to-mesenchymal transition and oxidative stress in chronic allograft nephropathy. Am J Transplant 2005; 5: 500-509.

58. Douthwaite JA, Johnson TS, Haylor JL, Watson P. Effects of transforming growth factor-(3 on renal extracellular matrix components and their regulating proteins. J Am Soc Nephrol.- 1999; 10: 2109-2119.

59. Ebihara I., Nakamura T., Shimada N., Koide H. Increased plasmametalloproteinase-9 concentration precede development ofimicroalbuminuria in non-insulin-dependent diabetes mellitus. Am J Kidney Dis 1998; 32: 544-550

60. Eddy A.A. Proteinuria and interstitial injury. Nephrol Dial Transplant. 2004; 19:277-281

61. Eddy A.A. Role of cellular infiltrates in response to proteinuria. Am J Kidney Dis. 2001; 37(2): 25-29.

62. Eddy A.A., Fogo B. Plasminogen activator inhibitor-1 in chronic kidney disease: evidence and mechanisms of action. J Am Soc Nephrol. 2006; 17: 2999-3012.

63. Eddy A.A. Plasminogen activator inhibitor-1 and the kidney. Am J Physiol Renal Physiol 2002; 283(2): 209-220

64. Emmert-Buck M.R., Emonard H.P., Corcoran M.L., Krutzsch H.C. Cell surface binding of TIMP-2 and pro-MMP-2/TIMP-2 complex. FEBS Lett. 1995; 364, 28-32.

65. Ewens K.G., George R.A., Sharma K. Assessment of 115 candidate genes for diabetic nephropathy by transmission/disequilibrium test. Diabetes 2005; 54: 3305-3318

66. Fan J.M., Ng Y.Y., Hill P.A. et al. Transforming growth factor beta regulates tubular epithelial-myofibroblasts transdifferentiation in vitro. Kidney Int. 1999; 56(4): 1455-1467

67. Fata J.E., Leco K.J., Oorehead R.A., Martin D.C. TIMP-1 is important for epithelial proliferation and branching morphogenesis during mouse mammary development. Dev. Biol. 1999; 211: 238-254.

68. Flaumenhaft R., Abe M., Mignatti P., Rifkin D.B. Basic fibroblast growth factor-induced activation of latent transforming growth factor P in endothelial cells: regulation of plasminogen activator activity. J Cell Biol. 1992; 118:901-909.

69. Fogo A.B. Renal fibrosis: not just PAI-1 in the sky. J Clin Invest 2003; 112 (3): 326-328

70. Fujimoto S., Hamai K., Sato Y., Yamamoto Y. Neutral metalloproteinases in human urine from normal patients and renal disease patients. Nephrology. 2007; 2: 329-337

71. Fujisawa G., Okada K., Muto S., Fujita N. Spironolactone prevents early renal injuiy in streptozotocin-induced diabetic rats. Kidney Int 2004; 66 : 1493 -1502.

72. Gliraee-Kermani M., Wiggins R., Wolber F., Goyal M. Fibronectin is the major fibroblast chemoattractant in rabbit, anti-glomerular basement membrane disease. Am J Pathol. 1996; 148: 961-967.

73. Gomes D.E., Alonso D.F., Yoshiji H;, Thorgeirsson U.P: Tissue inhibitors of metalloproteinases: structure, regulation and biological functions. Eur J Cell Biol 1997; 74 (2): 111-122

74. González-Avila G., Vadillo-Ortega F., Péroz-Tamayo R. Experimental: diffuse^^ interstitial renalifibrosis. A■.biochemical-^approach. Isab Invest. 1988: Aug:59(2): 245-52

75. Goumenos D.S., Tsamandas A.C., Oldroyd S., Sotsiou F. Transforming growth factor J31 and myofibroblasts: a potential , pathway towards renal scarring in human glomerular disease. Nephron. 2001; 87 (3): 240-248;

76. Grandaliano. G., Gesualdo L., Ranieri E., Monno R. Tissue factor, plasminogen^ activator inhibitorrl, and thrombin receptor expression in human crescentic glomerulonephritis. Am J Kidney Dis . 2000; 35: 726 -738.

77. Gross J:, Lapiere C.M. Collagenolytic activity in amphibian tissues: a tissue culture assay. Proc. Natl. Acad. Sci.USA., 1962; Vol. 48: 1014-1022

78. Guedez L, Stetler-Stevenson WG, Wolff L, Wang J. In vitro suppression of programmed cell death of B cells by tissue inhibitor of metalloproteinases-1.

79. Clin Invest. 1998 Dec 1;102(11):2002-2010

80. Guedez L., Mansoor A., Birkedal-Hansen B., Lim M.S. Tissue inhibitor;of: metalloproteinases 1 regulation of interleukin-10 in B-cell differentiation and lymphomagenesis. Blood. 2001; 97:1796-1802

81. Hamano K., Iwano M., Akai Y., Sato H. Expression of glomerular plasminogen activator inhibitor type 1 in glomerulonephritis. Am J Kidney Dis. 2002; 39: 695-705

82. Harendza S., Schneider A., Helmchen U. Extracellular matrix deposition andcell proliferation in a model of chronic glomerulonephritis in the rat. Nephrol Dial Transplant 1999; 14: 2873-2879

83. Hayakawa T., Yamashita K., Ohuchi E., Shinagawa A. Cell growth-promoting activity of tissue inhibitor of metalloproteinases-2 (TIMP-2). J. Cell Sci. 1994; 107: 2373-2379

84. Hayakawa T., Yamashita K., Tanzawa K., Uchijima E. Growth-promoting activity of tissue inhibitor of metalloproteinases-1 (TIMP-1) for a wide range of cells. A possible new growth factor in serum. FEBS Lett. 1992; 29: 29-32

85. Hertig A., Anglicheau D., Verine J., Pallet N. Early epithelial phenotypic changes predict graft fibrosis. J Am Soc Nephrol 2008; 19: 1584- 1591

86. Hiraoka N., Allen E., Apel I.J., Gyetko M.R. Matrix metalloproteinases regulate neovascularization by acting as pericellular fibrinolysins. Cell 1998; 95:365-77

87. Hirata H., Okayama N., Naito K. Association of gaplotype of metalloproteinase (MMP) -1 and MMP-3 polymorphisms wilh renal cell carcinoma. Carcinogenesis 2004; 25: 2379-2384

88. Horstrup J.H., Gehrmann M., Schneider B., Ploger A. Elevation of serum and urine levels of TIMP-1 and tenascin in patients with renal disease. Nephrol Dial Transplant. 2002; 17: 1005-1013

89. Huang Y. A mutant, noninhibitory plasminogen activator inhibitor type 1 decreases matrix accumulation in experimental glomerulonephritis. J. Clin. Invest. 2003; 112:379-388

90. Huang Y., Noble N. An unexpected rol of plasminogen activator inhibitortype 1 (PAI-1) in renal fibrosis. Kidney Int 2005; 67: 2502-2503 ,i

91. Imai, K., Hiramatsu, A., Fukushima, D., Pierschbacher, M. D. Degradation of decorin by matrix metalloproteinases: identification of the cleavage sites, kinetic analyses and transforming growth factor-|31 release Biochem. J. 1997; 322:809-814

92. Inada A., Nagai K., Arai H. Establishment of a diabetic mouse model with progressive diabetic nephropathy. Am J Paihol. 2005; 167: 327-336.

93. Ishikawa A., Ohta N., Ozono S., Kawabe K., Kitamura T. Inhibition of plasminogen activator inhibitor-1 by angiotensin II receptor blockers on cyclosporine-treated renal allograft recipients. Transplant Proc 2005; 37 : 994 -996

94. Ito A., Mukaiyama A., Itoh Y., Nagase H. Degradation of interleukin lbeta by matrix metalloproteinases. J Biol Chem. 1996; 271(25):14657-60

95. Iwano M., Plieth D., Danoff T.M., Xue C. Evidence that fibroblasts derive from epithelium during tissue fibrosis. J Clin Invest. 2002; 110: 341— 350

96. Jalalah S. M., Furness P. N., Barker G., Thomas M .Inactive matrix metalloproteinase 2 is a normal constituent of human glomerular basement membrane. An immuno-electron microscopic study. Journal of Pathology. 2000; 191: 61-66

97. Kalluri R., Neilson E.G. Epitelial-mesenchimal transition and its implications for fibrosis. J Clin Invest. 2003; 112: 1776-1784

98. Kanauchi M., Nisbioka H., Nakashima Y. Role of tissue inhibitors of metalloproteinase in diabetic nephropathy. Nippon Jinzo Gakkai Shi 1996; 38:.124.128

99. Khanna A., Plummer M., Bromberek G., Bresnahan B. Expression of TGF-J3 and fibrogenic genes in transplant recipients with tacrolimus and; cyclosporine nephrotoxicity.Kidney International 2000; 62:, 2257—2263

100. Kitching A.R., Holdsworth S.R., Ploplis V.A., Plow E.F. Plasminogen and plasminogen activators protect against renal injury in crescentic glomeru 1 onephritis. J Exp Med 1997; 185: 963 -968

101. Knowlden J, Martin J, Davies M, Williams JD (1995) Metalloproteinase generation by human glomerular epithelial cells. Kidney Int 41:1682-1689

102. Kopp J.B., Factor V.M., Mozes M., Nagy P. Transgenic mice with increased plasma levels, of TGF-B 1 develop progressive renal disease: Lab Invest 1996; 74: 991-1003

103. Kugler A., Hemmerlein В., Thelen P. Expression of metalloproteinase 2 and 9 and their inhibitors in renal cell carcinoma. J Urol 1998; 160; 1914-1918113 . Kana N. The Role of Matrix metalloproteinase-9 in Mesangial Proliferative

104. Glomerulonephritis during Childhood; Medical Journal of Osaka University

105. Japanese Edition. 2000; 52: 195-202112 .

106. Kana N. The Role of Matrix metalloproteinase-9 in Mesangial Proliferative Glomerulonephritis during Childhood. Medical Journal of Osaka University Japanese Edition. 2000; 52: 195-202

107. Lan H.Y. Tubular epithelial-myofibroblast transdifferentiation mechanisms in proximal tubule cells. Curr Opin Nephrol Hypertens 2003; 12: 25-29

108. Lelong B., LegallicieiT B., Piedagnel R., Ronco P.M. Do matrix metalloproteinases MMP-2 and MMP-9 (getatinases) play a role in renal development, physiology and glomerular diseases? Cuit Opin Nephrol Hypertens 2001; 10: 7-12.

109. Lenz O., Elliot S.J., Stetler-Stevenson W.G. Matrix metalloproteinases in renal development and disease. J Am Soc Nephrol 2000; 11: 574-581

110. Li G., Fridman R., Kim H. R. Tissue inhibitor of metalloproteinase-1 inhibits apoptosis of human breast epithelial cells. Cancer Res. 1999; 59: 6267-6275

111. Li J, Qu X, Bertram JF: Endothelial-myofibroblast transition contributes to the early development of diabetic renal interstitial fibrosis in streptozotocin-induced diabetic mice. Am J Pathol 2009; 175: 1380-1388

112. Lim M. S., Guedez L., Stetler-Stevenson W.G., Stetler-Stevenson M. Tissue inhibitor of metalloproteinase-2 induces apoptosis in human T lymphocytes. Ann. N.Y. Acad. Sci. 1999; 878: 522-523

113. Liu Y. Renal fibrosis: new insights into the pathogenesis and therapeutics. Kidney Int. 2006; 69: 213-217

114. Liu Y. Epithelial to mesenchymal transition in renal fibrogenesis: pathologic significance, molecular mechanism and therapeutic intervention. J Am Soc Nephrol. 2004; 15: 1-12

115. Liu Y. New Insights into Epithelial-Mesenchymal Transition in Kidney Fibrosis J Am Soc Nephrol 2010; 21: 212-222

116. Liu Y., Rajur K., Tolbert E., Dworkin L.D. Endogenous hepatocyte growth factor ameliorates chronic renal injury by activating matrix degradation pathways. Kidney Int 2000; 58: 2028-2043

117. Lods N., Ferrari P., Frey F. J, Kappeler A. Angiotensin-Converting Enzyme Inhibition but not Angiotensin II Receptor Blockade Regulates Matrix Metalloproteinase Activity in Patients with Glomerulonephritis. Am Soc Nephrol 2003; 14: 2861-2872

118. Lopez-Casillas F., Payne H. M., Andres J. L., Massague J. PGlycan can act as a dual modulator of TGF-|3 access to signaling receptors: mapping of ligand binding and GAG attachment sites J. Cell Biol. 1994; 124: 557-568

119. Ma L.J., Mao S.L., Taylor K.L., Kanjanabuch T. Prevention of obesity and insulin resistance in mice lacking plasminogen activator inhibitor 1. Diabetes 2004; 53 : 336-346

120. Ma L.J., Naito T., Han J.Y., Fogo A.B. Plasminogen activator inhibitor-1 (PAI-1) deficiency prevents the development of glomerulosclerosis in the subtotal nephrectomy (5/6 Nx) in the mouse. J Am Soc Nephrol 2005; 16 : 653A

121. Ma L.J., Yang H., Gaspert A., Carlesso G. Transforming growth factor-beta-dependent and -independent pathways of induction of tubulointerstitial fibrosis in beta6(-/—) mice. Am J Pathol 2003; 163: 1261 -1273

122. Mackensen S., Grand K.E., Sindjie M., Bohle A. Influence of the renal cortical interstitium on the serum creatinine clearance in different chronic sclerosing interstitial nephritides. Nephron 1979; 24: 30-34

123. Mackensen-Haen R., Eissele R., Bohle A. Contribution on the correlation between morphometric parameters gained from the renal cortex and renal function in IgA nephritis. Lab Invest 1988; 59: 239-244

124. Maeda S., Haneda M., Guo B., Koya D. Dinucleotide repeat polymorphism ofmatrix metalloproteinase-9 gene is associated with diabetic nephropathy. Kidney Internation, 2001; 60: 1428-1434

125. Magil A.B. Tubulointerstitial, lesions in human membranous , glomerulonephritis: Relationship to proteinuria. Am J Kidney Dis 1995; 25: 375-379'

126. Marti H.P. Role of matrix metalloproteinases in the progression of renal lesioa

127. Press Med 2000; 29: 811-817136: Marti H.P., Lee L., Kashgarian M., Lovett D.H. Transforming growth factor-B 1 stimulates glomerular mesangial cell synthesis of the 72-kd type IV collagenase. Am J Pathol 1994; 144: 82-94

128. Martin J., Eynstone L., Davies M., Steadman R. Induction of matrixmetalloproteinases by glomemlar mesangial cells stimulated by proteins of the extracellular matrix J Am Sex: Nephrol 2001; 12: 88-96

129. Masszi A., Ciano C.D., Gabor S., Sirokmany G. Central role for Rho in TGF-(31-induced a-smooth muscle actin expression during epithelial -mesenchymal transition. Am J Physiol Renal Physiol. 2003; 284: 911-924

130. Matsuo S., Lopez-GuisaJ.M., Cai X., Okamura D.M. Multifunctionality of PAI-1 in fibrogenesis: Evidence from' obstructive nephropathy in- PAI-1-overexpressing mice. Kidney Int 2005; 67 : 2221 -2238

131. McLennan S.V., Kelly D.J., Cox A J. Decreased matrix degradation in diabetic nephropathy: effects of ACE inhibition on the expression and activities of matrix metal lop roteinases. Diabetologia 2002; 45: 268-275

132. McMillan J.I., Riordan J.W., Couser W.G. Characterisation of a glomerular epithelial cell matrix metalloproteinase as matrix metalloproteinase-9 with enhanced expression in a model of membranous nephropathy. J Clin Invest 1996; 97:1094-1101

133. McQuibban G.A., Gong J.H., Tam E.M., McCulloch C.A. Inflammation dampened by gelatinase A cleavage of monocyte chemoattractant protein-3 Science 2000; 289: 1202-1206

134. McQuibban G.A., Gong J.H., Wong J.P., Wallace J.L. Matrix metalloproteinase processing of monocyte chemoattractant proteins generates CC chemokine receptor antagonists with anti-inflammatory properties in vivo Blood 2002; 100: 1160-1167

135. McQuibban G.A., Butler G.S., Gong J.H., Bendall L. Matrix metalloproteinase activity inactivates the CXC chemokine stromal cell-derived factor-1 J. Biol. Chem. 2001; 276: 43503-43508

136. Miyake H., Hara I., Gohji K. Relative expression of matrix metalloproteinase-2and tissue inhibitor of metalloproteinase-2 in mouse renal cell carcinoma cells regulates their metastatic potential. Clin Cancer Res 1999; 5: 2824-2829

137. Mohan M.J., Seaton T., Mitchell J., Howe A. The tumor necrosis factor-« converting enzyme (TACE): a unique metalloproteinase with highly defined substrate selectivity Biochemistry 2002; 41: 9462-9469

138. Moll S., Menoud P.A., Fulpius T., Pastore Y. Induction of plasminogen activator inhibitor type 1 in murine lupus-like glomerulonephritis. Kidney Int 1995; 48:1459-1468

139. Muller G.A., Marcovic-Lipkovski J., Frank J. The role of interstitial cells in the progression of renal diseases. J Am Soc Nephrol 1992; 2: 198

140. Munger J.S., Harpel J., Gleizes P.E., Mazzieri R. Latent transforming growth factor-|3: structural features and mechanism of activation. Kidney Int. 1997; 51: 1376-1382.

141. Murphy A.N., Unsworth E.J. Stetler-Stevenson W.G. Tissue inhibitor of metalloproteinases-2 inhibits bFGF-induced human microvascular endothelial cell proliferation. Cell Physiol. 1993; 157(2): 351-358

142. Murphy G., Nagase H. Progress in matrix metalloproteinase research. Molecular Aspects of Medicine. 2008; 29: 290-308

143. Nagase H., Brew K. Engineering of tissue inhibitor of metalloproteinases mutants as potential therapeutics. Arthritis Res. 2002; 4: 51-61

144. Nagase H., Woessner J.F. Matrix metalloproteinases. J Biol Chem. 1999; 274 (31): 21491-21494

145. Nakamura S., Nakamura I., Ma L., Vaughan D.E. Plasminogen activator inhibitor-1 expression is regulated by the angiotensin type 1 receptor in vivo. Kidney Int 2000; 58 : 251 -259

146. Nemeth J.A., Goolsby C.L. TIMP-2, a growth-stimulatory protein from SV40-transformed human fibroblasts. Exp. Cell Res. 1993; 207: 376-382

147. Ng Y.Y., Huang T.P., Yang W.C. Tubular epithelial-myofibroblast transdifferentiation in progressive tubulointerstitial fibrosis in 5/6 nephrectomized rats. Kidney Int. 1998; 54: 864-876

148. Nicholas S.B., Aguiniga E., Ren Y., Kim J. Plasminogen activator inhibitor-1 deficiency retards diabetic nephropathy. Kidney Int 2005; 67 : 1297 -1307

149. Nishida M., Hamaoka K. Macrophage Phenotype and Renal Fibrosis in Obstructive Nephropathy. Nephron Exp Nephrol 2008; 110: 31-36

150. Nishitani Y., Iwano M., Yamaguchi Y., Harada K. Fibroblast-specific protein 1 is a specific prognostic marker for renal survival in patients with IgAN. Kidney Int 2005; 68: 1078-1085

151. Norman J.T., Lewis M.P. Matrix metalloproteinases (MMPs) in renal fibrosis. Kidney Int 1996; 49:S61-S63

152. Oda T., Jung Y.O., Kim H., Cai X. PAI-1 deficiency attenuates thefibrogenic response to ureteral obstruction. Kidney Int 2001; 30: 587 -596

153. Oda T., Kim H., Wing D., Lopez-Guisa J. Effects of genetic PAI-1 deficiency in mice with protein-overload proteinuria. J Am Soc Nephrol 1999;10 : 578A

154. Oh J., Seo D.W., Diaz T., Wei B.Tissue inhibitors of metalloproteinase 2 inhibits endothelial cell migration through increased expression of RECK. Cancer Res 2004; 9062-9069

155. Okada H., Danoff T.M., Kalluri R., Neilson E.G. The early role of FSP1 in epithelial-mesenchymal transformation. Am J Physiol. 1997; 273: 563-574

156. Okon K. Tubulo-interstitial changes in glomerulopathy. Prognostic significance. Pol J Pathol: 2003; 54:163-169.

157. Orlando S., Sironi M., Bianchi G., Drummond A. H. Role of metalloproteases in the release of the IL-1 type II decoy receptor J. Biol. Ghem. 1997; 272: 31764-31769

158. Overall C.M., McQuibban G.A., Clark-Lewis I. Discovery of Chemokine Substrates for Matrix Metalloproteinases by Exosite Scanning: A New Tool for Degradomics. Biological Chemistry. 383: 1059-1066

159. Petitclerc E., Boutaud A., Prestayko A., Xu J. New functions for noncollagenousdomains of human collagen type IV. Novel integrin ligands inhibiting angiogenesis and tumor growth in vivo. J. Biol.Chem. 2000; 275: 8051-61

160. Poncelet A.C., Schnaper H.W. Regulation of mesangial cell collagen turnover by transforming growth factor-pi. Am J Physiol Renal Physiol. 1998; 275:458-466.

161. Preissner K.T., Kanse S.M., May A.E. Urokinase receptor: A molecular organizer in cellular communication. Curr Opin Cell Biol 2000; 12: 621 — 628

162. Ranieri E., Gesualdo L., Grandaliano G. The role of a-smooth muscle actin and plateled-derived growth factor-ß receptor in the progression of renal damage in human IgA nephropathy. J Nephrol. 2001; 14: 253-262.

163. Rastaldi M.P., Ferrario F., Giardino L., Dell'Antonio G. Epithelialmesenchymal transition of tubular epithelial cells in human renal biopsies. Kidney Int. 2002; 62: 137-146

164. Remuzzi G.A unifying hypothesis for renal scarring linking protein trafficking to the different mediators of injury. Nephrol Dial Transplant 2000; 15(6): 58-60

165. Rerolle J.P., Hertig A., Nguyen G. Plasminogen activator inhibitor I is a potential target in renal fibrogenesis. Kidney Int. 2000; 58: 1841-1850

166. Risdon R.A., Sloper J.C., Wardener H.E. Relationship between renal function and histologic changes in renal-biopsy specimens from patientswith persistents glomerular nephritis. Lancet. 1968; 2: 363-370.

167. Roberts A.B. Molecular and cell biology of TGF-beta. Miner Electrolyte Metab. 1998; 24(2-3): 111-119

168. Romanic A.M., Burns-Kurtis C.L., Ao Z. Upregulated expression of humanmembrane type-5 matrix metalloproteinase in kidneys from diabetic patients. Am J Physiol Renal Physiol. 2001; 281; 309-317

169. Rondeau E., Mougenot B., Lacave R., Peraldi M.N. Plasminogen activator inhibitor 1 in renal fibrin deposits of human nephropathies. Clin Nephrol. 1990; 33 : 55 -60

170. Rossini M., Cheunsuchon B., Donnert E., Ma L.J. Immunolocalization of fibroblast growth factor-1 (FGF-1), its receptor (FGFR-1), and fibroblast-specific protein-1 (FSP-1) in inflammatory renal disease. Kidney Int. 2005; 68:2621-2628

171. Ruiz S., Henschen-Edman A.H., Nagase H., Tenner A.J. Digestion of Clq collagen-like domain with MMPs-1,-2,-3, and -9 further defines thesequence involved in the stimulation of neutrophil superoxide production. J Leukoc Biol. 1999; 66:416-22.

172. Sanders J. F., Goor H., Hanemaaijer R., Kallenberg C. G. M. Renal expression of matrix metalloproteinases in human ANCA-associated glomerulonephritis. Nephrol Dial Transplant 2004; 19: 1412-1419

173. Sanders J.F., Huitema M.G., Hanemaaijer R., van Goor H. Urinaiy matrix metalloproteinases reflect renal damage in anti-neutrophil cytoplasm autoantibody-associated vasculitis. Am J Physiol Renal Physiol. 2007; 293: 1927-1934

174. Schainuk L., Striker G., Cutler R. Structural-functional correlations in renal disease. Hum Pathol. 1970; 1: 631-641

175. Schonbeck U., Mach F., Libby P. Generation of biologically active IL-1 p by matrix metalloproteinases: a novel caspase-1-independent pathway of IL-1 p processing J. Immunol. 1998; 161: 3340-3346

176. Schreiner G.F. Renal toxicity of albumin and other lipoproteins. Curr Opin Nephrol Hypertens 1995; 151: 369-373

177. Segerer S., Nelson P., Schlondorff D. Chemokines, Chemokine Receptors and renal disease: from basic science to pathophysiologic and therapeutic studies. J Am Soc Nephrol 2000; 11: 152-176

178. Seo D.W., Li H., Guedez L., Wingfield P.T. TIMP-2 mediated inhibition of angiogenesis: An MMP-independent mechanism. Cell. 2003; 11: 171-180

179. Sherief M.H., Lou S.H., MiuraM. Matrix metalloproteinase activity in urinepatients with renal cell carcinoma leads to degradation of extracellular matrix proteins: possible use as screening assay. J Urol 2003; 169: 1530-1534

180. Sheu B.C., Hsu S.M., Ho H.N., Lien H.C. A novel role of metalloproteinase in cancer-mediated immunosuppression Cancer Res. 2001; 61:237-24274

181. Simonson M.S. Phenotypic transitions and fibrosis in diabetic nephropathy. Kidney Int 2007; 71: 846-854

182. Smith M.R., Kung H., Durum S.K., Colburn N.H. TIMP-3 induces cell death by stabilizing TNF-alpha receptors on the surface of human colon carcinoma cells. Cytokine. 1997; 9(10): 770-80

183. Steinmann N.K., Ziswiller R., Kung M. Inhibition of matrix metalloproteinases attenuates anti-Thy 1.1 nephritis. J Am Soc Nephrol 1998; 9; 397-407.

184. Sternlicht M.D., Werb Z. How matrix metalloproteinases regulate cell* behavior. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 2001; 17: 463-516

185. Sternlicht M.D., Werb Z. ECM proteinases in guidebook to the extracellular matrix, anchor and adhesion proteins. Oxford, UK: Oxford Univ. Press. 1999: 503-62

186. Stetler-Stevenson W. G., Bersch N.D, Golde W. Tissue inhibitor of metalloproteinase-2 (TIMP-2) has erythroid-potentiating activity. FEBS Lett. 1992; 296: 231-234

187. Stetler-Stevenson W.G. Tissue Inhibitors of Metalloproteinases in Cell Signaling: Metalloproteinase-Independent Biological Activities. Sci. Signal. 2008;

188. Strutz F., Muller G. A. Renal fibrosis and the origin of the renal fibroblast. Nephrology Dialysis Transplantation 2006; 21(12): 3368-3370

189. Strutz F., Muller G.A. Transdifferentiation comes of age. Nephrol Dial Transplant. 2000. 15: 1729-1731

190. Sutton T.A., Kelly K.J., Mang H.E. Minocycline reduces renal microvascularleakage in a rat model of ischemic renal injury. Am J Physiol Renal Physiol 2005; 288: 91-97

191. Tam E.M., Morrison C.J., Wu Y.I., Stack M. S. Membrane protease proteomics: isotope-coded affinity tag MS identification of undescribed MTl-matrix metalloproteinase substrates Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2004; 101: 6917-6922

192. Tashiro K., Koyanagi I., Ohara I., Ito T. Levels of urinary matrixmetalloproteinase-9 (MMP-9) and renal injuries in patients with type 2121diabetic nephropathy. Journal of Clinical Laboratory Analysis. 2004;18:206-210

193. Turk J., Pollock A.S., Lee L.K. Matrix metalloproteinase 2 (geiatinase A) regulates glomerular mesangial cell proliferation and differentiation. Am Soc Biochem Molecular Biol 1996; 271 (25): 15 074-15 083

194. Uchio K., Manabe N. TamuraK. Decreased matrix metalloproteinases.activityin the kidney of hereditary nephrotic mice (1CGN strain): Nephron 2000; 86: 145-151

195. Urushihara M;, Kagami S;, Kuhara T., Tamaki T .Glomerular distribution andgelatinolytic activity of matrix metalloproteinases in; human glomerulonephritis . Nephrol Dial Transplant.2002; 17: 1189-1196

196. Valente P., Fassina G. Melchiori A., Masiello L. TIMP-2 overexpression reduces invasion and angiogenesis and protects B16F10 melanoma cells from apoptosis. Int. J. Cancer. 1998; 75: 246-25

197. Van den Steen P.E., Proost P., Wuyts A., Van Damme J. Neutrophil, geiatinase B potentiates interleukin-8 tenfold by aminoterminal processing,, whereas it degrades CTAP-III, PF-4, and GRO-a- and leaves RANTES and MCP-2 intact Blood 2000; 96: 2673-2681

198. Van Lint P., Libert C. Chemokine and cytokine processing by matrix metalloproteinases and its effect on leukocyte migration and inflammation. Journal of Leukocyte Biology. 2007; 82: 1375-1381

199. Viedt C., Dechend R., Fei J. MCP-1 induces inflammatory activation of human tubular epithelial cells: involvement of the transcription factors, nuclear factor kB and Activating protein-1. J Sm Soc Nephrol 2002; 13: 1534-1547

200. Viedt C., Orth S. Monocyte chemoattractant protein-1 (MCP-1) in the kidney: does it more than simply attract monocytes? Nephrol Dial Transplant 2002; 17: 2043-2047

201. Visse R., Nagase H. Matrix metalloproteinases and tissue inhibitors of metalloproteinases: structure, function and biochemistry. Circ Res 2003; 92: 827-839

202. Vongwiwatana A., Tasanarong A., Rayner D.C., Melk A. Epithelial to mesenchymal transition during late deterioration of human kidney transplants: The role of tubular cells in fibrogenesis. Am J Transplant 2005; 5:1367-1374

203. Vu T. H., Werb Z. Matrix metalloproteinases: effectors of development and normal physiology. Genes Dev. 2000; 14: 2123-2133

204. Woolley D.E., Glanville R.W., Crossley M.J., Evanson J.M. Purification of rheumatoid synovial collagenase and its action on soluble and insoluble collagen. Eur. J. Biochem 1975; 54 (2): 611-622.

205. Xu Y., Hagege J., Mougenot B., Sraer J.D. Different expression of the plasminogen activation system in renal thrombotic microangiopathy and the normal human kidney. Kidney Int 1996; 50: 2011-2019

206. Yamamoto T., Noble N.A., Cohen A.H., Nast C.C. Expression of transforming growth factor |3 isoforms in human glomerular diseases. Kidney Int 1996; 49:461-469

207. Yamamoto T., Noble N.A., Miller D.E., Border W.A. Sustained expression ofTGF-|31 underlies development of progressive kidney fibrosis. Kidney Int 1994; 5: 916-927

208. Yamate J., Sato K., Ide M., Nakanishi M. Participation of different macrophage population and myofibrobiastic cells in chronically developed renal interstitial fibrosis after cisplatin-induced renal injury in rats. Vet Pathol 2002; 39: 322-333

209. Yanagisawa K., Osada H., Masuda A., Kondo M. Induction of apoptosis by Smad3 and down-regulation of Smad3 expression in response to TGF-beta in human normal lung epithelial cells. Oncogene 1998; 17: 1743-1747

210. Yang J, Liu Y. Dissection of key events in tubular epithelial to myofibroblast transition and its implications in renal interstitial fibrosis. Am J Pathol 2001; 159: 1465-1475

211. Yang J., Shultz R.W., Mars W.M., Wegner R.E. Disruption of tissue-type plasminogen activator gene in mice reduces renal interstitial fibrosis in obstructive nephropathy. Clin Invest 2002; 110(10): 1525-38

212. Yoshida Y., Shiiki H., Iwano M., Uyama H. Enhanced expression of Plasminogen Activator Inhibitor 1 in Patients with Nephrotic Syndrome. Nephron 2001; 88: 24-29

213. Yu L., Border W.A., Anderson I., McCourt M. Combining TGF-beta inhibition and angiotensin II blockade results in enhanced antifibrotic effect. Kidney Int 2004; 66 : 1774-1784

214. Yu Q., Stamenkovic I. Cell surface-localized matrix metalloproteinase-9 proteolytically activates TGF-(3 and promotes tumor invasion and angiogenesis Genes Dev. 2000; 14: 163-176d?

215. Zager R.A., Schimpf B.A., Bredl C.L. Inorganic iron effects on in vitro hypoxic proximal tubular cell injury. J Clin Invest 1993; 91: 702-708

216. Zeisberg E.M., Potenta S.E., Sugimoto H., Zeisberg M. Fibroblasts in kidney fibrosis emerge via endothelial-to-mesenchymal transition. J Am Soc Nephrol 2008; 19: 2282-2287

217. Zhang G., Kernan K.A., Collins S.J., Cai X. Plasmin(ogen) promotes renalinterstitial fibrosis by promoting epithelial-to-mesenchymal transition: role of plasmin-activated signals. J Am Soc Nephrol 2007; 18: 846-859

218. Zhang G., Kim H., Cai X., Lopez-Guisa J. Urokinase receptor modulates cellular and angiogenic responses in obstructive uropathy. J Am Soc Nephrol 2003; 14 : 1254-1271

219. Zoja C., Donadelli R., Colleoni S. Protein overload stimulates RANTES production by proximal tubular cells depending on NF-kappaB activation. Kidney Int 1998; 53: 1608-1615