Изучение свойств и функций белка табака, эволюционно родственного белку BAP31 человека тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат наук Панкратенко Анна Владимировна

• Панкратенко Анна Владимировна
• кандидат наук
• 2020

Оглавление диссертации кандидат наук Панкратенко Анна Владимировна

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Белок ВАР31 млекопитающих и его гомологи Yet3p и Yetlp Saccharomyces cerevisia

1.1 Открытие ВАР31. Его распространение и внутриклеточная локализация

1.2 Строение ВАР31

1.3 Функции ВАР31 и его гомологов Yet1p, Yet3p

1.3.1 Роль ВАР31 в созревании, транспорте и деградации мембранных белков

1.3.2 Участие ВАР31 в регуляции клеточного цикла и поддержании гомеостаза клетки

1.3.3 Участие ВАР31 в процессах программируемой клеточной гибели

2. Плазмодесмы как особый тип контактов, характерный для растений

2.1. Белковые компоненты МК плазмодесм

2.1.1 Семейство VAP

2.1.2 Семейство SYT

2.1.3 Белки семейства MCTP

2.1.4. Роль белков цитоскелета

2.2. Роль липидов в функционировании МК плазмодесм

2.3 Взаимосвязь между функционированием МК и клеточной стенкой

2.4 Участие областей МК в развитии вирусной инфекции

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

1. Реактивы

2. Ферменты и наборы

3. Растительный материал

4. Векторы для клонирования и бактериальные штаммы

5. Получение конструкций, использованных в работе

5.1 Экспрессия генов рекомбинантных белков

5.2 Создание конструкций для транскрипции in vitro и сайт-направленный мутагенез

5.3 Создание конструкций для транзиентной экспрессии генов в растениях

6. Выделение тотальной РНК из растительной ткани

7. Получение кДНК

8. Амплификация фрагментов ДНК с помощью полимеразной цепной реакции (ПЦР)

9. Расщепление ДНК рестрикционными эндонуклеазами

10. Электрофорез в агарозном геле

11. Извлечение фрагментов ДНК из агарозного геля

12. Лигирование фрагментов ДНК

13. Получение компетентных клеток E. coli

14. Трансформация E. coli рекомбинантной плазмидной ДНК

15. Трансформация бактериальных клеток A. tumefaciens плазмидной ДНК

16. Работа с культурой A. tumefaciens

17. Конфокальная лазерная сканирующая микроскопия

18. Выделение плазмиды из суспензии бактерий E. coli

19. Экспрессия генов рекомбинантных белков

20. Хроматографическая очистка (Гис)6-белков на №2+-нитрилотриацетатной агарозе

21. Диализ белков и определение концентрации

22. Электрофорез белков в денатурирующих условиях в ПААГ с ДСН

23. Сшивка формальдегидом

24. Транскрипция in vitro

25. Определение концентрации РНК-транскриптов

26. Анализ РНК-связывающих свойств белков методом сдвига в агарозном геле

27. Субклеточное фракционирование

28. Перенос белков с полиакриламидных гелей на мембрану PVDF

29. Иммунодетекция белков, вестерн-блот

30. Биоинформатический анализ

31. Поверхностный плазмонный резонанс (ППР)

32. Скрининг в дрожжевой двугибридной системе

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

1. Идентификация белков, потенциально способных взаимодействовать с Nt-4/1,

в дрожжевой двугибридной (ДДГ) системе

2. Сравнение последовательностей HsBAP31 и NtPBL

3. Анализ взаимодействия Nt-4/1 и NtPBL in vitro

4. Внутриклеточная локализация NtPBL

5. Влияние сверх-экспрессии NtPBL на внутриклеточную локализацию Nt-4/1d90

6. Ко-локализация сверхэкспрессируемого NtPBL с полноразмерным белком Nt-4/1

7. Мембранная локализация Nt-4/1

8. Связывание гидрофильной области NtPBL со структурированной и неструктурированной РНК in vitro

9. Картирование областей NtPBL, участвующих в связывании РНК

10. Экспрессия гидрофильной области NtPBL в растениях влияет на развитие вирусной инфекции

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Изучение свойств и функций белка табака, эволюционно родственного белку BAP31 человека»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность работы. Среди патогенов, вызывающих болезни растений, одна из самых больших групп представлена вирусами. Для развития инфекции вирус использует и модифицирует хозяйские механизмы внутри- и межклеточного транспорта макромолекул, затрагивая при этом функционирование разнообразных клеточных белков, и глубокий анализ этих процессов невозможен без изучения свойств и функций данных белков в здоровых клетках. Несмотря на многолетние исследования в этой области, многое в ней до сих пор остается неясным.

Одним из малоизученных растительных белков, участвующим в процессах развития вирусной инфекции, является белок 4/1, изначально открытый у Arabidopsis thaliana как партнер транспортного белка тосповируса кольцевой гнилости томатов (von Bargen et al., 2001). По-видимому, 4/1 белок вовлечен в ряд клеточных ответов на биотические и абиотические стрессы, либо напрямую в транспорт вирусной инфекции (Solovyev et al., 20 1 3152); в растениях Nicotiana tabacum наиболее активная экспрессия 4/1 ассоциирована с проводящими тканями гипокотиля и жилок листа на определенных стадиях развития, что подразумевает его роль в регуляции дальнего транспорта (Solovyev et al., 20 1 3152). Гены 4/1 белков присутствуют в геномах наземных растений самых разных таксонов и обладают большим структурным сходством (Morozov et al., 2015).

Вероятно, сеть взаимодействий, элементом которой является 4/1, играет важную регуляторную роль в развитии и жизнедеятельности растений. Изучение ее функциональных элементов может иметь большую ценность для развития области фитовирусологии, молекулярной биологии и физиологии растений. Важным этапом в этих исследованиях является идентификация и характеризация белков, с которыми взаимодействует 4/1. Исследованию одного из таких белков и посвящена настоящая работа.

Степень разработанности темы. Объектом исследования диссертационной работы является белок табака PBL (plant BAP-like), эволюционно родственный белку ВАР31 млекопитающих.

Белок BAP31 был впервые обнаружен в В-лимфоцитах мыши как полипептид, способный образовывать специфичный комплекс с мембранным иммуноглобулином mIgD (Kim et al, 1994). Дальнейшие исследования показали, что ВАР31 является мембранным белком, локализованым в эндоплазматическом ретикулуме (ЭПР), аппарате Гольджи и (у некоторых клеток) в плазматической мембране (Bell et al, 2001; Wang et al., 2008; Kim et al, 2014). ВАР31 имеет 3 трансмембранных домена в N-концевой части белка и coiled-coil vDED домен в гидрофильной С-концевой части, обращенной в цитоплазму клетки (Quistgaard et al., 2013).

Протеолиз цитоплазматической части ВАР31 приводит к образованию про-апоптического фрамгента р20 (Wang et al, 2003; Iwasawa et al, 2011; Namba et al., 2013). Помимо участия в процессах программируемой клеточной гибели, ВАР31 участвует в поддержании митохондриального гомеостаза, являясь одним из связующих элементов в зонах мембранных контактов ЭПР и митохондрии (Iida et al., 2015; Namba, 2019). Белок также участвует в контроле качества и сортировке целого ряда мембранных белков, сопровождая их во время пост-трансляционного созревания в ЭПР, антероградного транспорта или ЭПР-ассоциированной деградации (Stojanovic et al, 2005; Zhang and Williams, 200б; Dejgaard et al, 2010).

Несмотря на большое количество данных, полученных о свойствах и функциях ВАР31, а также его голомологов Yet1p и Yet3p у дрожжей (Wilson and Barlowe, 2010), на сегодняшний день в мировой литературе нет никаких публикаций, посвященных характеристике ВАР-подобных белков растений.

Цель работы : идентифицировать и охарактеризовать свойства белка-партнера 4/1. Задачи:

1. Идентифицировать белок, способный наиболее эффективно взаимодействовать с 4/1 Nicotiana tabacum в условиях дрожжевой двугибридной системы.

2. Изучить внутриклеточную локализацию, структуру и способность к ди/олигомеризации идентифицированного белка.

3. Подтвердить способность идентифицированного белка взаимодействовать с Nt-4/1 in vivo и in vitro.

4. Проанализировать РНК-связывающие способности идентифицированного белка.

5. Изучить влияние вирус-опосредованной экспрессии идентифицированного белка на рост и развитие растений.

Научная новизна. В данной работе был впервые идентифицирован белок Nicotiana tabacum PBL (Protein Bap Like), установлено его структурное сходство с белком BAP31 человека.

Впервые показано, что белок NtPBL локализуется в эндомембранной системе клетки, преимущественно в эндоплазматическом ретикулуме.

Впервые показаны РНК-связывающие свойства NtPBL, в частности, высокоафинное связывание предшественников микроРНК, и определены области белка, участвующие в этом связывании.

Впервые охарактеризовано взаимодействие NtPBL с Nt-4/1 in vitro методом поверхностного плазмонного резонанса и in vivo методом конфокальной лазерной сканирующей микроскопии.

Установлено, что транзиентная экспрессия NtPBL влияет на фенотип вирусной инфекции в растениях и приводит к патологиям развития, сходным с симптоматикой при нарушениях в регуляции микроРНК.

Научная и практическая значимость. Сведения о локализации NtPBL в эндомембранной системе клетки и его РНК-связывающих свойствах открывают новые направления в исследовании взаимосвязи между функционированием эндоплазматического ретикулума и ответом растения на атаку патогена. Полученные данные дополняют представления о молекулярной биологии растений и могут быть использованы в различных областях фундаментальной науки: физиологии растений, фитовирусологии и др. Результаты диссертационной работы также могут иметь большое значение для изучения регуляторных функций микроРНК и механизмов развития вирусной инфекции на уровне растительной клетки.

Личный вклад автора. Личный вклад соискателя состоит в анализе литературных данных, планировании и проведении экспериментов, обработке полученных экспериментальных данных, анализе результатов и подготовке публикаций.

Анализ взаимодействия NtPBL и Nt-4/1 методом поверхностного плазмонного резонанса проводился в сотрудничестве с Е.Ю. Зернием (НИИ ФХБ им. А.Н. Белозерского). Исследование РНК-связывающих свойств NtPBL выполнялось совместно с А.К. Атабековой (Биологический факультет Московского Государственного Университета имени М.В. Ломоносова). Анализ в дрожжевой двугибридной системе был выполнен компанией «Hybrigenics Services».

Методология и методы исследования. Исследования выполнены с использованием современных методов молекулярной биологии, биоинформатики, биохимии и микробиологии. Идентификация белка-партнера Nt-4/1 проводилась методом скрининга в дрожжевой двугибридной системе (компания «Hybrigenics Services»). Анализ аминокислотных последовательностей белков выполнялся с помощью веб-сервисов ProtScale (http://web.expasy.org/protscale/), Heliquest (http://heliquest.ipmc.cnrs.fr/) и др. Взаимодействие белков NtPBL и Nt-4/1 было проанализировано in vitro методом поверхностного плазмонного резонанса. Внутриклеточная локализация NtPBL и его взаимодействие с Nt-4/1 in vivo были исследованы методом конфокальной лазерной сканирующей микроскопии. Анализ РНК-связывающей способности NtBPL был выполнен с использованием методов сдвига в агарозном геле и сайт-направленного мутагенеза. В работе также использовались такие

методы исследования, как вестерн-блот, субклеточное фракционирование, ПЦР, транскрипция in vitro и др. Работа выполнена с использованием современного оборудования.

Положения, выносимые на защиту:

1. Белок PBL N. benthamiana является партнером белка 4/1 N. tabacum в условиях дрожжевой двугибридной системы.

2. Белок PBL N. tabacum, практически идентичный своему гомологу NbPBL, содержит три трансмембранных домена, а также протяженный гидрофильный участок, способный к ди- и олигомеризации. NtPBL является интегральным белком эндомембранной системы клетки, локализуясь преимущественно в эндоплазматическом ретикулуме.

3. NtPBL способен взаимодействовать с Nt-4/1 in vitro, что подтверждается методом поверхностного плазмонного резонанса.

4. Сверх-экспрессия NtPBL в клетке приводит к изменению внутриклеточной локализации белка Nt-4/1, а также его делеционного мутанта Nt-4/1d90. Взаимодействие происходит с участием гидрофильного конца NtPBL.

5. NtPBL обладает РНК-связывающей активностью. Составной РНК-связывающий сайт располагается в гидрофильной области белка, с наибольшей эффективностью связывает предшественники микроРНК и с меньшей - РНК вироида PSTVd. В связывании пре-микроРНК задействованы два остатка лизина, располагающиеся в наиболее дистальном С-концевом участке NtPBL.

5. Вирус-опосредованная экспрессия NtPBL-C в растениях приводит к замедлению их роста и деформации листьев.

Степень достоверности и апробация результатов. Достоверность результатов подтверждается их воспроизводимостью в нескольких повторных экспериментах, наличием положительных и отрицательных контролей.

По теме диссертационной работы было опубликовано 3 статьи в рецензируемых журналах, рекомендованных для защиты в диссертационном совете МГУ, и 3 тезиса докладов на российских и международных конференциях.

Результаты работы были представлены на конференциях: 4-м международном симпозиуме «Plant Signaling and Behavior» (Россия, Санкт-Петербург, 2016), IV Российском симпозиуме с международным участием «Фитоиммунитет и клеточная сигнализация у растений» (Россия, Казань, 2016), конференции EMBO Workshop "Plasmodesmata, Intercellular communication in development and disease" (Германия, Берлин, 2017), Международной научной конференции "XII

чтения памяти академика Юрия Анатольевича Овчинникова" VIII Российском симпозиуме "Белки и пептиды" (Россия, Москва, 2017).

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Белок ВАР31 млекопитающих и его гомологи Yet3p и Yetlp Saccharomyces cerevisiae 1.1 Открытие ВАР31. Его распространение и внутриклеточная локализация

Впервые белок BAP31 (B cell antigen receptor associated protein of 31 kDa), наряду с родственным ему белком BAP29 (B cell antigen receptor associated protein of 29 kDa), был обнаружен при изучении свойств мембранного иммуноглобулина IgD (mIgD) в В-лимфоцитах мыши. BAP31 представлял собой негликозилированный полипептид, способный образовывать специфичный комплекс с mIgD (Kim et al, 1994).

В ходе дальнейших исследований белков ВАР31 мыши и человека было установлено, что они имеют высокую степень сходства (идентичность аминокислотных остатков составляет 95%), что свидетельствует об эволюционной консервативности ВАР31. Теоретически или экспериментально было выявлено присутствие гомологов ВАР31 и в других эукариотических организмах. В частности, геном Saccharomyces cerevisiae кодирует три гомологичных ему белка Yet1p, Yet2p и Yet3p (Annaert et al, 1997; Toikkanen et al, 2006).

Изучение локализации BAP31 в различных тканях человека и приматов с использованием моноклональных антител показало, что ВАР31 присутствует в В- и Т-лимфоцитах, клетках Пуркинье, аденоцитах передней доли гипофиза, эпителии щитовидной железы, коре надпочечников, текальных и фолликулярных клетках яичника, однако не наблюдается в кровеносных сосудах и скелетной мускулатуре, что, вероятно, свидетельствует о его участии в секреторных процессах; при анализе методом Нозерн-блоттинга экспрессия мРНК BAP31 регистрировалась во всех исследуемых образцах тканей и культурах клеток мыши (Manley and Lennon, 2001; Adachi et al, 1996).

На сегодняшний день уже точно установлено, что ВАР31 является мембранным белком, локализованным в эндоплазматическом ретикулуме. Его присутствие обнаруживалось в зоне ЭПР-ассоциированной деградации белков (Wakana et al, 2008; Wang et al, 2008), а также в переходной мембранной зоне между ЭПР и аппаратом Гольджи (промежуточный ЭПР-АГ компартмент) (Annaert et al, 1997; Abe et al, 2009) и непосредственно в мембранах АГ (Bell et al, 2001). Кроме того, ряд работ показал, что в некоторых клетках также присутствует пул плазматического ВАР31 (Zen et al, 2004; Bartee et al, 2010; Kim et al, 2015). BAP31 существует во внутриклеточных мембранах в виде гомодимеров (Schamel et al., 2003, Abe et al., 2009) или в составе различных белковых комплексов.

1.2 Строение ВАР31

ВАР31 представляет собою мембранный белок, состоящий из двух приблизительно равных по размеру частей: гидрофобной N-концевой, которая включает в себя три трансмембранных домена, и гидрофильной С-концевой, которая обращена в цитоплазму клетки. В состав трансмембранных доменов включено несколько заряженных аминокислот. Цитоплазматический участок BAP31 (далее - ВАР31-С) при рН=7,0 на 63% находится в состоянии а-спирали. Установлено, что 67 аминокислотных остатков ВАР31-С образуют так называемый vDED (variant of DED) домен, который за счет высокого содержания лейцина (14%) сходен по последовательности с DED доменами других белков, однако отличается от них по своей структурной организации. В широком диапазоне значений рН vDED домен имеет coiled-coil структуру, чья термическая стабильность повышается при увеличении кислотности среды (42,1°С при рН=7,0 и 53,1°С при рН=4,2). vDED домен содержит большое количество заряженных групп, которые распределены по его поверхности более или менее равномерно, не считая небольшого С-концевого кластера кислых аминокислотных остатков (Quistgaard et al, 2013).

В С-конце цитоплазматического участка ВАР31 расположены дилизиновый мотив типа ККХХ, который характерен для белков, локализованных в мембране ЭПР (Teasdale and Jackson, 1996), а также последовательность YDRL, которая, как установлено, способна взаимодействовать с адапторным комплексом АР-2, с помощью которого к плазмалемме рекрутируется клатрин (Ohno et al, 1995).

Следует отметить, что в основе coiled-coil организации белкового домена лежит серия последовательных гептадных повторов, в первом ('a') и четвертом ('d') положении которых располагаются гидрофобные аминокислоты. При димеризации coiled-coil доменов эти аминокислотные остатки образуют гидрофобное ядро. Для vDED домена ВАР31 характерно то, что в крайнем N-терминальном гептадном повторе 'a' позиция занята гидрофильным остатком аспарагина (Asn-181). Известно, что при таком положении аспарагина при мультимеризации белка преимущественно происходит образование ди-, а не три- и тетрамеров. (Gonzalez et al., 1996; Akey et al, 2001). О способности vDED домена ВАР31 к димеризации свидетельствует и тот факт, что стабильность цитоплазматического участка ВАР31 возрастает при увеличении концентрации белка в растворе. Это было подтверждено в ходе экспериментов, проведенных исследовательской группой E.M. Quistgaard (2013), где показано, что vDED домен ВАР31 в растворе присутствует в виде димеров и мономеров (но не в форме олигомеров).

vDED домен фланкирован двумя протеолитическими сайтами, по которым может происходить расщепление белка при активации каспазы-8 или каспазы-3 (Ng et al., 1997). Было показано, что в ряде случаев в человеческих клетках протеолиз осуществляется только

по дистальному сайту; при этом происходит удаление пептида длиной 8 С-концевых аминокислот (включая ККХХ мотив), который, вероятно, также имеет в клетке определенные функции (так, его эктопическая экспрессия приводила к перераспределению маннозидазы II из цистерн аппарата Гольджи и препятствовала транспорту вирусных гликопротеинов от ЭПР к АГ; Маайа et al., 2000). Интересно, что белок ВАР31 мыши не имеет дистального сайта протеолиза et al., 1997).

1.3 Функции ВАР31 и его гомологов УеПр, Уе13р

1.3.1 Роль ВАР31 в созревании, транспорте и деградации мембранных белков

Белок ВАР31 участвует в контроле качества и сортировке целого ряда мембранных белков, сопровождая их во время пост-трансляционного созревания в ЭПР, антероградного транспорта или ЭПР-ассоциированной деградации.

Так, исследования Аппаег! et al. (1997) показали, что ВАР31 играет важную роль на ранних этапах внутриклеточного транспорта целлубревина, представителя семейства белков 8упар1оЬгеут/УАМР, локализующегося в мембране секреторных везикул и участвующего в их слиянии с плазмалеммой клетки. Ассоциация ВАР31 и целлубревина является высокоспецифичной и происходит, по-видимому, с участием их трансмембранных доменов, однако также требует и электростатического взаимодействия между молекулами (высокие концентрации КС1 приводили к нарушению ассоциации между белками). В норме зрелый целлубревин и ВАР31 локализовались в различных компартментах клетки: целлубревин входил в состав эндосом, расположенных дистальнее АГ, в то время как ВАР31 содержался в ЭПР и промежуточном ЭПР-АГ компартменте. Полное удаление цитоплазматической части ВАР31 останавливало экспорт целлубревина, как и самого ВАР31, из ЭПР (но не влияло на транспорт трансферрина, в норме ко-локализующегося с целлубревином в эндосомальных везикулах); кроме того, это вызывало образование на периферии клетки сравнительно крупных мембранных структур, содержащих маркер промежуточного ЭПР-АГ компартмента р58. При этом изменение или делеция 24 С-терминальных аминокислотных остатков ВАР31-С не вызывали подобного эффекта (Аппаег! et al, 1997). По-видимому, это свидетельствует, во-первых, о важности цитоплазматической части ВАР31 для процессов, связанных с экспортом целлубревина, и, во-вторых, о том, что ряд белков экспортируется из ЭПР другим, не ВАР31-опосредованным путем.

Необходимость взаимодействия с ВАР31 для дальнейшего транспорта к месту назначения была показана и для молекул главного комплекса гистосовместимости I класса. Молекула МНС I класса образована тремя компонентами, трансмембранной тяжелой цепью, Р2-микроглобулином и пептидом, состоящим обычно из 8-10 аминокислот, которые

последовательно собираются в ЭПР (Zhang and Williams, 2006). Эксперименты на основе ферстеровского переноса энергии с использованием флуоресцирующих белков YFP и CFP показали, что ВАР31 ассоциируется с молекулами MHC класса I (HLA-A2) в ЭПР и транспортируется вместе с ними в промежуточный ЭПР-АГ компартмент. При связывании молекулами HLA-A2 пептида, имеющего к ним высокое сродство, возрастала интенсивность образования комплекса с ВАР31 и увеличивался антероградный транспорт молекул HLA-A2. Сверхэкспрессия ВАР29 ингибировала этот процесс, свидетельствуя о регуляторной роли его взаимодействия с ВАР31 (Abe et al., 2009). Интересно отметить, что в недавнем исследовании Niu et al. (2017) приводятся данные о возможном участии ВАР31 в активации и пролиферации Т-лимфоцитов, что поднимает вопрос о роли этого белка в модерации иммунного ответа.

Функциональное значение гетеродимера ВАР29/ВАР31 проявляется также в его взаимодействии с мембранным иммуноглобулином mIgD, входящим в состав BCR рецептора В-лимфоцитов. Исследования Schamel et al. (2003) показали, что связывание гетеродимера BAP29/BAP31 с тяжелой цепью mIgD предшествует её связыванию с другим компонентом BCR, гетеродимером Ig-a/Ig-P, причем в образующейся структуре mIgD ассоциирован с высокомолекулярным комплексом из нескольких гетеродимеров ВАР29/ВАР31. ВАР31 и ВАР29 связываются с незрелой молекулой mIgD одновременно через её трансмембранный домен, который участвует в удерживании незрелой формы mIgD в ЭПР. Эксперименты с использованием химерных белков показали, что при высоком уровне экспрессии химерный белок, содержащий трансмембранный домен mIgD, несмотря на работу механизма удерживания приблизительно в четверти случаев экспонировался на поверхность, однако ко-экспрессия с ВАР29 и ВАР31 полностью подавляла транспорт "незрелых" молекул к плазмалемме. Таким образом, можно утверждать, что гетеродимер ВАР29/ВАР31 является одним из компонентов системы контроля качества белков, благодаря которой поверхности клетки достигают только зрелые формы BCR (Schamel et al, 2003).

ВАР31 необходим для транспорта к поверхности клетки тетраспанинов CD81 и CD9, причем его про-апоптическая производная р20ВАР31, напротив, ингибирует транспорт CD9 (Stojanovic et al., 2005). Было также показано, что ВАР31 взаимодействует с семейством мембранных убиквитин-лигаз MARCH (Membrane Associated RING-CH), представители которого модулируют внутриклеточное движение и обновление пула мембранных белков-мишеней. ВАР31 является субстратом для убиквитин-лигазы MARCH-VIII, экспрессия которой в трансдуцированных клетках вызывала уменьшение пула плазматического BAP31, по-видимому, либо за счет деградации молекул, интегрированных в клеточную мембрану, либо за счет ингибирования транспорта ВАР31 к плазмалемме. В то же самое время, были получены

данные о том, что сам ВАР31 участвует во внутриклеточном транспорте нескольких MARCH белков, взаимодействуя с ними через трансмембранные домены; в частности, уменьшение уровня экспрессии ВАР31 приводило к снижению содержания MARCH-VIII в клеточной мембране. Следует отметить, что мишенями MARCH-VIII и MARCH-IV, с которой также может взаимодействовать ВАР31, являются молекулы MHC класса I и тетраспанин CD81, что, вероятно, свидетельствует о сложной системе взаимодействий между этими белками (Bartee et al, 2004; Bartee et al, 2010).

Было показано, что ВАР31 способен к внутриклеточной миграции между периферийной и околоядерной зонами ЭПР, не являющимися промежуточными ЭПР-АГ компартментами. В процессах перемещения ВАР31 задействована система микротрубочек клетки; за миграцию белка к околоядерной зоне ЭПР и возвращению в периферийный компартмент отвечают соответственно третий и второй трансмембранные домены ВАР31. Кроме того, при частичной замене цитоплазматической петли между вторым и третьим трансмембранным доменами ВАР31 на ее гомологичный участок ВАР29 снижается эффективность перемещения ВАР31 в околоядерный компартмент, что может свидетельствовать о потенциальном участии этой петли в процессах миграции ВАР31. Следует отметить, что при отсутствии дилизинового мотива миграция ВАР31 не нарушалась (Wakana et al., 2008). Возможно, что в процессах перемещения ВАР31 также могут быть задействованы и другие элементы цитоскелета, поскольку показано, что ВАР31 способен взаимодействовать с у-актином и миозином В, двумя компонентами актомиозинового комплекса (Ducret et al., 2003).

Миграция ВАР31, по-видимому, также тесно связана с активностью малой ГТФазы Arf1, которая отвечает за формирование COPI-везикул. Обработка клеток брефелдином А (BFA), подавляющим активность Arf1, приводила к циклической миграции ВАР31 между периферийным и околоядерным компартментами ЭПР; в клетках с конститутивно активной Arf1 происходило накопление ВАР31 в околоядерной зоне ЭПР и наблюдалась ко-локализация этих двух белков. При этом в околоядерную зону перемещался также и белок Derlin-1. Было показано, что при восстановлении клеток после их обработки BFA наблюдалась совместная с ВАР31 миграция ряда белков ЭПР, таких как SERCA, BiP и кальнексин (Wakana et al., 2008). Перемещение ВАР31 происходило независимо от процессов перестройки аппарата Гольджи (Wakana et al, 2008). В то же самое время, было показано, что при отсутствии ВАР31 в клетках человека в значительном проценте случаев происходили изменение морфологии ЭПР, в частности, увеличение размеров цистерн, и дезорганизация АГ, что свидетельствует о важной роли ВАР31 во взаимовлиянии ЭПР и АГ (Cacciagli et al., 2013).

Ряд данных свидетельствует о том, что ВАР31 принимает участие в транслокации белков при их ко-трансляционном переносе или ЭПР-ассоциированной деградации, входя в состав

функционального ядра 8ее61-транслокона. По-видимому, ВАР31 взаимодействует с Sec61ß, TRAM и TRAP белками, причем эта ассоциация носит Са2+/М§2+-зависимый характер (Dejgaard et al., 2010, Wang et al., 2008). Участие в транслокации было показано и для белков Yetlp и Yet3p, дрожжевых гомологов ВАР31.

Yet1p и Yet3p имеют структуру, аналогичную ВАР31. Белки образуют Yet-комплекс, вероятно, взаимодействуя в области coiled-coil доменов своих цитоплазматических участков; это взаимодействие необходимо для поддержания стабильности и правильной внутриклеточной локализации как Yet1p, так и Yet3p (Wilson and Barlowe, 2010). Оба белка отсутствуют как в промежуточном ЭПР-АГ компартменте, так и в АГ, и, в отличие от ВАР31 человека (Abe et al., 2009), не входят в состав COPII везикул. Таким образом, маловероятно, что Yet1p и Yet3p задействованы в процессах экспорта белков из ЭПР (Wilson and Barlowe, 2010).

Yet-комплекс участвует в процессах транслокации белков, ассоциируясь с Sec-комплексом ЭПР (Wilson and Barlowe, 2010; Wilson et al., 2011). Существует несколько сайтов ассоциации Yet и Sec. Показано, что Yet по-разному взаимодействует с компонентами Бес-комплекса (субкомплексами Sec61 и Sec63); в этом процессе участвуют цитоплазматический участок Yet3p, а также Sec71p субъединица комплекса Sec63. Интересно, что ее отсутствие не препятствует взаимодействию между Sec63 и Sec61, однако нарушает связывание между Sec61 и Yet (Wilson and Barlowe, 2010).

Было показано, что активная транслокация способствовала усилению ассоциации между этими комплексами, причем Yet преимущественно связывался с комплексами Sec, непосредственно в ней задействованными; снижение доступности субстрата транслокации, напротив, приводило к уменьшению образования Yet-Sec. Уровень ассоциации также изменялся при развитии стресса ЭПР (индукция реакции несвернутых белков с помощью агента DTT приводила к двукратному усилению экспрессии Yet в клетках S. cerevisiae), а также при недостатке инозитола (в частности, при мутации по гену IRE1, который кодирует серин-треониновую киназу и эндорибонуклеаузу Ire1p, участвующую в реакции несвернутых белков) (Wilson and Barlowe, 2010).

Yet-комплекс S. cerevisiae также участвует в регуляции биосинтеза инозитола через взаимодействие с собранным комплексом Scs2p-Opi1p. Белок Scs2p является представителем семейства VAP белков, гомологичен белку VAP27 растений, локализуется в ЭПР, в частности, в зоне мембранных контактов между ЭПР и плазмалеммой и участвует в регуляции метаболизма фосфолипидов (Wilson et al, 2011; Tilsner et al., 2016). Opi1p, подавляющий экспрессию гена инозитол-1-фосфатсинтазы INO1, при дефиците инозитола взаимодействует с MSP (major sperm protein) доменом Scs2p через FFAT-мотив; это приводит к физической

изоляции Opi1p на поверхности ЭПР и де-репрессии гена INO1. Было показано, что ассоциация между комплексами Yet и Scs2p-Opi1p возрастает в условиях дефицита инозитола, а также что мутанты по генам YET1 и YET3 являются ауксотрофами по инозитолу; в частности, штамм yet3A характеризуется нарушениями в процессе релокализации Opi1p из ядра в ЭПР. Таким образом, можно говорить об участии белков Yet1p и Yet3p в процессах дерепрессии INO1 (Wilson et al, 2011).

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Панкратенко Анна Владимировна, 2020 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Abe, F., Prooyen, N.V., Ladasky, J.J., Edidin, M. (2009) Interaction of Bap31 and MHC class I molecules and their traffic out of the endoplasmic reticulum. J Immunol., 182:4776-4783

2. Adachi, T., Schamel, W.W.A., Kim, K.M., Watanabe, T., Becker, B., Nielsen, P.J., Reth, M. (1996) The specificity of association of the IgD molecule with the accessory proteins BAP31/BAP29 lies in the IgD transmembrane sequence. EMBO J., 15:1534-1541

3. Aimon, S., Callan-Jones, A., Berthaud, A., Pinot, M., Toombes, G.E.S., Bassereau, P. (2014) Membrane shape modulates transmembrane protein distribution. Dev Cell., 28:212-218

4. Akey, D.L., Malashkevich V.N., Kim, P.S. (2001) Buried Polar Residues in Coiled-Coil Interfaces. Biochemistry, 40:6352-6360

5. Alpy, F., Rousseau, A., Schwab, Y., Legueux, F., Stoll, I., Wendling, C., Spiegelhalter, C., Kessler, P., Mathelin, C., Rio, M.C., Levine, T.P., Tomasetto, C. (2013) STARD3/STARD3NL and VAP make a novel molecular tether between late endosomes and the ER. J Cell Sci., 126:5500-5512

6. Amari, K., Di Donato, M., Dolja, V.V., Heinlein, M. (2014) Myosins VIII and XI Play Distinct Roles in Reproduction and Transport of Tobacco Mosaic Virus. PLOS Pathog., 10:e1994448

7. Annaert, W.G., Becker, B., Kistner, U., Reth, M., Jahn, R. (1997) Export of Cellubrevin from the Endoplasmic Reticulum Is Controlled by BAP31. J Cell Biol., 139:1397-1410

8. Axtell, M.J., Jan, C., Rajagopalan, R., Bartel, D P. (2006) A Two-Hit Trigger for siRNA Biogenesis in Plants. Cell, 127:565-577

9. Baluska, F., Samaj, J., Napier, R., Volkmann, D. (1999) Maize calreticulin localizes preferentially to plasmodesmata in root apex. Plant J., 19:481-488

10. Baoukina, S., Ingolfsson, H.I., Marrink, S.J., Tieleman, D.P. (2018) Curvature-Induced Sorting of Lipids in Plasma Membrane Tethers. Adv. Theory Simul., 1, 1800034

11. Barajas, D., Xu, K., de Castro Martin, I.F., Sasvari, Z., Brandizzi, F., Risco, C., Nagy, P.D. (2014) Co-opted oxysterol-binding ORP and VAP proteins channel sterols to RNA virus replication sites via membrane contact sites. PLoS Pathog., 10:e1004388

12. Bartee, E., Eyster, C.A., Viswanathan, K., Mansouri, M., Donaldson, J.G., Früh, K. (2010) Membrane-Associated RING-CH proteins associate with Bap31 and target CD81 and CD44 to lysosomes. PLoS One., 5:e15132

13. Bartee, E., Mansouri, M., Hovey Nerenberg, B.T., Gouveia, K., Früh, K. (2004) Downregulation of major histocompatibility complex class I by human ubiquitin ligases related to viral immune evasion proteins. J Virol., 28:1109-1120

14. Bayer, E.M., Mongrand, S., Tilsner, J. (2014) Specialized membrane domains of plasmodesmata, plant intercellular nanopores. Front Plant Sci., 5:507

15. Bayer, E.M., Sparkes, I., Vanneste, S., Rosado, A. (2017) From shaping organelles to signalling platforms: the emerging functions of plant ER-PM contact sites. Curr Opin Plant Biol., 40:89-96

16. Bell, A.W., Ward, M.A., Blackstock, W.P., Freeman, H.N., Choudhary, J.S., Lewis, A.P., Chotai, D., Fazel, A., Gushue, J.N., Paiement, J., Palcy, S., Chevet, E., Lafreniere-Roula, M., Solari, R., Thomas, D.Y., Rowley, A., Bergeron, J.J. (2001) Proteomics characterization of abundant Golgi membrane proteins. J Biol Chem., 276:5152-5165

17. Benitez-Alfonso, Y., Jackson, D. (2009) Redox homeostasis regulates plasmodesmal communication in Arabidopsis meristems. Plant Signal Behav., 4:655-659

18. Bian, X., Saheki, Y., De Camilli, P. (2018) Ca2+ releases E-Syt1 autoinhibition to couple ERplasma membrane tethering with lipid transport. EMBO J., 37:219-234

19. Brault, ML., Petit, J.D., Immel, F., Nicolas, W.J., Glavier, M., Brocard, L., Gaston, A., Fouche, M., Hawkins, T.J., Crowet, J.M., Grison, M.S., Germain, V., Rocher, M., Kraner, M., Alva, V., Claverol, S., Paterlini, A., Helariutta, Y., Deleu, M., Lins, L., Tilsner, J., Bayer, E.M. (2019) Multiple C2 domains and transmembrane region proteins (MCTPs) tether membranes at plasmodesmata. EMBO Rep., 20:e47182

20. Breckenridge, D.G., Stojanovic, M., Marcellus, R.C., Shore, G.C. (2003) Caspase cleavage product of BAP31 induces mitochondrial fission through endoplasmic reticulum calcium signals, enhancing cytochrome c release to the cytosol. J Cell Biol., 160:1115-1127

21. Bürstenbinder, K., Möller, B., Plötner, R., Stamm, G., Hause, G., Mitra, D., Abel, S. (2017) The IQD Family of Calmodulin-Binding Proteins Links Calcium Signaling to Microtubules, Membrane Subdomains, and the Nucleus. Plant Physiol., 173:1692-1708

22. Cacciagli, P., Sutera-Sardo, J., Borges-Correia, A., Roux, J.C., Dorboz, I., Desvignes, J.P., Badens, C., Delepine, M., Lathrop, M., Cau, P., Levy, N., Girard, N., Sarda, P., Boespflug-Tanguy, O., Villard, L. (2013) Mutations in BCAP31 cause a severe X-linked phenotype with deafness, dystonia, and central hypomyelination and disorganize the Golgi apparatus. Am J Hum Genet., 93:579-586

23. Cannon, K.S., Woods, B.L., Crutchley, J.M., Gladfelter, A.S. (2019) An amphipathic helix enables septins to sense micrometer-scale membrane curvature. J Cell Biol., 218:1128-1137

24. Chang, C.L., Hsieh, T.S., Yang, T.T., Rothberg, K.G., Azizoglu, D.B., Volk, E., Liao, J.C., Liou, J. (2013) Feedback regulation of receptor-induced Ca2+ signaling mediated by E-Syt1 and Nir2 at endoplasmic reticulum-plasma membrane junctions. Cell Rep., 5:813-825

25. Chapman E.J., Prokhnevsky A.I., Gopinath K., Dolja V.V., Carrington J.C. (2004)

Viral RNA silencing suppressors inhibit the microRNA pathway at an intermediate step. Genes Dev., 18:1179-1186

26. Chellappan, P., Vanitharani, R., Fauquet, C.M. (2005) MicroRNA-binding viral protein interferes with Arabidopsis development. Proc Natl Acad Sci USA., 102:10381-10386

27. Chen, X. (2012) Small RNAs in development - insights from plants. Curr Opin Genet Dev., 22:361-367

28. Chichkova, N.V., Tuzhikov, A.I., Taliansky, M., Vartapetian, A.B. (2012) Plant phytaspases and animal caspases: structurally unrelated death proteases with a common role and specificity. Physiol Plant., 145:77-84

29. Chou, P.Y., Fasman, G.D. (1974) Prediction of protein conformation. Biochemistry, 13:222-245

30. Chung, J., Torta, F., Masai, K., Lucast, L., Czapla, H., Tanner, L.B., Narayanaswamy, P., Wenk, M.R., Nakatsu, F., De Camilli, P. (2015) PI4P/phosphatidylserine countertransport at ORP5- and ORP8-mediated ER-plasma membrane contacts. Science, 349:428-432

31. Cymer, F., von Heijne, G., White, S.H. (2015) Mechanisms of integral membrane protein insertion and folding. J Mol Biol., 427:999-1022

32. Dalal, J., Lewis, D.R., Tietz, O., Brown, E.M., Brown, C.S., Palme, K., Muday, G.K., Sederoff, H.W. (2016) ROSY1, a novel regulator of gravitropic response is a stigmasterol binding protein. J Plant Physiol., 196-197:28-40

33. Dang, E., Yang, S., Song, C., Jiang, D., Li, Z., Fan, W., Sun, Y., Tao, L., Wang, J., Liu, T., Zhang,

C., Jin, B., Wang, J., Yang, K. (2018) BAP31, a newly defined cancer/testis antigen, regulates proliferation, migration, and invasion to promote cervical cancer progression. Cell Death Dis., 9:791

34. De Almeida, R.F., Joly, E. (2014) Crystallization around solid-like nanosized docks can explain the specificity, diversity, and stability of membrane microdomains. Front Plant Sci., 5:72

35. De Saint-Jean, M., Delfosse, V., Douguet, D., Chicanne, G., Payrastre, B., Bourguet, W., Antonny, B., Drin, G. (2011) Osh4p exchanges sterols for phosphatidylinositol 4-phosphate between lipid bilayers. J Cell Biol., 195:965-978

36. Deeks, M.J., Calcutt, J.R., Ingle, E.K., Hawkins, T.J., Chapman, S., Richardson, A.C., Mentlak,

D.A., Dixon, M R., Cartwright, F., Smertenko, A.P., Oparka, K., Hussey, P.J. (2012) A superfamily of actin-binding proteins at the actin-membrane nexus of higher plants. Curr Biol., 22:1595-1600

37. Dejgaard, K., Theberge, J.F., Heath-Engel, H., Chevet, E., Tremblay, M.L., Thomas, D.Y. (2010) Organization of the Sec61 translocon, studied by high resolution native electrophoresis. J Proteome Res., 9:1763-1771

38. Delom, F., Fessart, D., Chevet, E. (2007) Regulation of calnexin sub-cellular localization modulates endoplasmic reticulum stress-induced apoptosis in MCF-7 cells. Apoptosis, 12:293-305

39. De Storme, N., Geelen, D. (2014) Callose homeostasis at plasmodesmata: molecular regulators and developmental relevance. Front Plant Sci., 5:138

40. Dickson, E.J., Jensen, J.B., Hille, B. (2016) Regulation of calcium and phosphoinositides at endoplasmic reticulum-membrane junctions. Biochem Soc Trans., 44:467-473

41. Ding, B., Itaya, A. (2007) Viroid: a useful model for studying the basic principles of infection and RNA biology. Mol Plant Microbe Interact., 20:7-20

42. Ding, B., Turgeon, R., Parthasarathy, M.V. (1992) Substructure of freeze-substituted plasmodesmata. Protoplasma, 169:28-41

43. Drin, G., Casella, J.F., Gautier, R., Boehmer, T., Schwartz, T.U., Antonny, B. (2007) A general amphipathic alpha-helical motif for sensing membrane curvature. Nat Struct Mol Biol., 14:138-146

44. Ducret, A., Nguyen, M., Breckenridge, D.G., Shore, G.C. (2003) The resident endoplasmic reticulum protein, BAP31, associates with gamma-actin and myosin B heavy chain. Eur J Biochem. 270:342-349

45. Dufourc, E.J. (2008) Sterols and membrane dynamics. J Chem Biol., 1:63-77

46. Eisenberg-Bord, M., Shai, N., Schuldiner, M., Bohnert, M. (2016) A tether is a tether is a tether: tethering at membrane contact sites. Dev Cell., 29:395-409

47. Epel, B.L. (2009) Plant viruses spread by diffusion on ER-associated movement-protein-rafts through plasmodesmata gated by viral induced host beta-1,3-glucanases. Semin Cell Dev Biol., 20:1074-1081

48. Ernst, W.L., Shome, K., Wu, C.C., Gong, X., Frizzell, R.A., Aridor, M. (2016) VAMP-associated Proteins (VAP) as Receptors That Couple Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator (CFTR) Proteostasis with Lipid Homeostasis. J Biol Chem., 291:5206-5220

49. Eskes, R., Desagher, S., Antonsson, B., Martinou, J.C. (2000) Bid induces the oligomerization and insertion of Bax into the outer mitochondrial membrane. Mol Cell Biol., 20:929-935

50. Faulkner, C., Akman, O.E., Bell, K., Jeffree, C., Oparka, K. (2008) Peeking into pit fields: a multiple twinning model of secondary plasmodesmata formation in tobacco. Plant Cell, 20:1504-1518

51. Faulkner, C., Maule, A. (2011) Opportunities and successes in the search for plasmodesmal proteins. Protoplasma, 248:27-38

52. Fernandez-Busnadiego, R., Saheki, Y., De Camilli, P. (2015) Three-dimensional architecture of extended synaptotagmin-mediated endoplasmic reticulum-plasma membrane contact sites. Proc Natl Acad Sci USA., 112:E2004-2013

53. Fernandez-Calvino, L., Faulkner, C., Walshaw, J., Saalbach, G., Bayer, E., Benitez-Alfonso, Y., Maule, A. (2011) Arabidopsis plasmodesmal proteome. PLoS One., 6:e18880

54. Foreman, J., Demidchik, V., Bothwell, J.H., Mylona, P., Miedema, H., Torres, M.A., Linstead, P., Costa, S., Brownlee, C., Jones, J.D., Davies, J.M., Dolan, L. (2003) Reactive oxygen species produced by NADPH oxidase regulate plant cell growth. Nature, 422:442-446

55. Gautier, R., Douguet, D., Antonny, B., Drin, G. (2008) HELIQUEST: a web server to screen sequences with specific alpha-helical properties. Bioinformatics., 24:2101-2102

56. Geiger, R., Andritschke, D., Friebe, S., Herzog, F., Luisoni, S,, Heger, T,, Helenius, A. (2011) BAP31 and BiP are essential for dislocation of SV40 from the endoplasmic reticulum to the cytosol. Nat Cell Biol., 13:1305-1314

57. Ghai, R., Du, X., Wang, H., Dong, J., Ferguson, C., Brown, A.J., Parton, R.G., Wu, J.W., Yang, H. (2017) ORP5 and ORP8 bind phosphatidylinositol-4,5-biphosphate (PtdIns(4,5)P2) and regulate its level at the plasma membrane. Nat Commun., 8:757

58. Gonzalez, L.J., Brown, R.A., Richardson, D., Alber, T. (1996) Crystal structures of a single coiled-coil peptide in two oligomeric states reveal the basis for structural polymorphism. Nat Struct Biol., 3:1002-1009

59. Gonzalez-Solis, A., Cano-Ramirez, D.L., Morales-Cedillo, F., Tapia de Aquino, C., Gavilanes-Ruiz, M. (2014) Arabidopsis mutants in sphingolipid synthesis as tools to understand the structure and function of membrane microdomains in plasmodesmata. Front Plant Sci., 5:3

60. Graber, Z.T., Shi, Z., Baumgart, T. (2017) Cations induce shape remodeling of negatively charged phospholipid membranes. Phys Chem Chem Phys., 19:15285-15295

61. Grison, M.S., Brocard, L., Fouillen, L., Nicolas, W., Wewer, V., Dormann, P., Nacir, H., Benitez-Alfonso, Y., Claverol, S., Germain, V., Boutte, Y., Mongrand, S., Bayer, E.M. (2015) Specific membrane lipid composition is important for plasmodesmata function in Arabidopsis. Plant Cell., 27:1228-1250

62. Grison, M.S., Kirk, P., Brault, M.L., Wu, X.N., Schulze, W.X., Benitez-Alfonso, Y., Immel, F., Bayer, E.M. (2019) Plasma Membrane-Associated Receptor-like Kinases Relocalize to Plasmodesmata in Response to Osmotic Stress. Plant Physiol., 181:142-160

63. Groenendyk, J., Zuppini, A., Shore, G., Opas, M., Bleackley, R.C., Michalak, M. (2006) Caspase 12 in calnexin-deficient cells. Biochemistry, 45:13219-13226

64. Gronnier, J., Germain, V., Gouguet, P., Cacas, J.L., Mongrand, S. (2016) GIPC: Glycosyl Inositol Phospho Ceramides, the major sphingolipids on earth. Plant Signal Behav., 11:e1152438

65. Grosjean, K., Mongrand, S., Beney, L., Simon-Plas, F., Gerbeau-Pissot, P. (2015) Differential effect of plant lipids on membrane organization: specificities of phytosphingolipids and phytosterols. J Biol Chem., 290:5810-5825

66. Gui, J., Liu, C., Shen, J., Li, L. (2014) Grain setting defect1, encoding a remorin protein, affects the grain setting in rice through regulating plasmodesmatal conductance. Plant Physiol., 166:14631478

67. Ham, B.K., Li, G., Kang, B.H., Zeng, F., Lucas, W.J. (2012) Overexpression of Arabidopsis plasmodesmata germin-like proteins disrupts root growth and development. Plant Cell., 24:3630-3648

68. Hanada, K. (2018) Lipid transfer proteins rectify inter-organelle flux and accurately deliver lipids at membrane contact sites. J Lipid Res., 59:1341-1366

69. Haraguchi, T., Tominaga, M., Matsumoto, R., Sato, K., Nakano, A., Yamamoto, K., Ito, K. (2014) Molecular characterization and subcellular localization of Arabidopsis class VIII myosin, ATM1. J Biol Chem., 289:12343-12355

70. Held, K., Pascaud, F., Eckert, C., Gajdanowicz, P., Hashimoto, K., Corratgé-Faillie, C., Offenborn, J.N., Lacombe, B., Dreyer, I., Thibaud, J.B., Kudla, J. (2011) Calcium-dependent modulation and plasma membrane targeting of the AKT2 potassium channel by the CBL4/CIPK6 calcium sensor/protein kinase complex. Cell Res., 21:1116-1130

71. Hemsley, P.A. (2015) The importance of lipid modified proteins in plants. New Phytol., 205:476489

72. Hepler, P.K. (2016) The Cytoskeleton and Its Regulation by Calcium and Protons. Plant Physiol., 170:3-22

73. Himschoot, E., Pleskot, R., Van Damme, D., Vanneste, S. (2017) The ins and outs of Ca2+ in plant endomembrane trafficking. Curr Opin Plant Biol., 40:131-137

74. Ho, C.M., Paciorek, T., Abrash, E., Bergmann, D.C. (2016) Modulators of Stomatal Lineage Signal Transduction Alter Membrane Contact Sites and Reveal Specialization among ERECTA Kinases. Dev Cell., 38:345-357

75. Hunter, K., Kimura, S., Rokka, A., Tran, H.C., Toyota, M., Kukkonen, J.P., Wrzaczek, M. (2019) CRK2 Enhances Salt Tolerance by Regulating Callose Deposition in Connection with PLDa1. Plant Physiol., 180:2004-2021

76. Iida, R., Ueki, M., Yasuda, T. (2015) Identification of interacting partners of Human Mpv17-like protein with a mitigating effect of mitochondrial dysfunction through mtDNA damage. Free Radic Biol Med., 87:336-345

77. Ishikawa, K., Tamura, K., Fukao, Y., Shimada, T. (2019) Structural and functional relationships between plasmodesmata and plant endoplasmic reticulum-plasma membrane contact sites consisting of three synaptotagmins. New Phytol., doi:10.1111/nph.16391. [Epub ahead of print]

78. Iwasawa, R., Mahul-Mellier, A.L., Datler, C., Pazarentzos, E., Grimm, S. (2011) Fis1 and Bap31 bridge the mitochondria-ER interface to establish a platform for apoptosis induction. EMBO J., 30:556-568

79. Javanainen, M., Martinez-Seara, H., Vattulainen, I. (2017) Nanoscale membrane domain formation driven by cholesterol. Sci Rep., 7:1143

80. Jia, C.C., Du, J., Liu, X., Jiang, R., Huang, Y., Wang, T., Hou, Y., Wang, B. (2018) B-Cell Receptor-Associated Protein 31 Regulates the Expression of Valosin-Containing Protein Through Elf2. Cell Physiol Biochem., 51:1799-1814

81. Kagiwada, S., Hashimoto, M. (2007) The yeast VAP homolog Scs2p has a phosphoinositide-binding ability that is correlated with its activity. Biochem Biophys Res Commun., 364:870-876

82. Kammula, E.C., Mötter, J., Gorgels, A., Jonas, E., Hoffmann, S., Willbold, D. (2012) Brain transcriptome-wide screen for HIV-1 Nef protein interaction partners reveals various membrane-associated proteins. PLoS One., 7:e51578

83. Kasschau, K.D., Xie, Z., Allen, E., Llave, C., Chapman, E.J., Krizan, K.A., Carrington, J.C. (2003) P1/HC-Pro, a viral suppressor of RNA silencing, interferes with Arabidopsis development and miRNA unction. Dev Cell., 4:205-217

84. Kim, K.M., Adachi, T., Nielsen, P.J., Terashima, M., Lamers, M.C., Köhler, G., Reth, M. (1994) Two new proteins preferentially associated with membrane immunoglobulin D. EMBO J., 13:37933800

85. Kim, W.T., Choi, H.S., Hwang, H.J., Jung, H.S., Ryu, C.J. (2015) Epitope Mapping of Antibodies Suggests the Novel Membrane Topology of B-Cell Receptor Associated Protein 31 on the Cell Surface of Embryonic Stem Cells: The Novel Membrane Topology of BAP31. PLoS One, 10:e0130670

86. Kim, H., Kwon, H., Kim, S., Kim, M.K., Botella, M.A., Yun, H.S., Kwon, C. (2016) Synaptotagmin 1 Negatively Controls the Two Distinct Immune Secretory Pathways to Powdery Mildew Fungi in Arabidopsis. Plant Cell Physiol., 57:1133-1141

87. Kim, W.T., Seo, C.H., Min, L.H., Jang, Y.J., Ryu, C.J. (2014) B-cell receptor-associated protein 31 regulates human embryonic stem cell adhesion, stemness, and survival via control of epithelial cell adhesion molecule. Stem Cells, 32:2626-2641

88. Knight, A.E., Kendrick-Jones, J. (1993) A myosin-like protein from a higher plant. J Mol Biol., 231:148-154

89. Knox, K., Wang, P., Kriechbaumer, V., Tilsner, J., Frigerio, L., Sparkes, I., Hawes, C., Oparka, K. (2015) Putting the Squeeze on Plasmodesmata: A Role for Reticulons in Primary Plasmodesmata Formation. 168:1563-1572

90. Konrad, S.S., Ott, T. (2015) Molecular principles of membrane microdomain targeting in plants. Trends Plant Sci., 20:351-361

91. Krammer, P H. (2000) CD95's deadly mission in the immune system. Nature, 407:789-795

92. Kraner, M.E., Müller, C., Sonnewald, U. (2017) Comparative proteomic profiling of the choline transporter-like1 (CHER1) mutant provides insights into plasmodesmata composition of fully developed Arabidopsis thaliana leaves. Plant J., 92:696-709

93. Kriechbaumer, V., Botchway, S.W., Slade, S.E., Knox, K., Frigerio, L., Oparka, K., Hawes, C. (2015) Reticulomics: Protein-Protein Interaction Studies with Two Plasmodesmata-Localized Reticulon Family Proteins Identify Binding Partners Enriched at Plasmodesmata, Endoplasmic Reticulum, and the Plasma Membrane. Plant Physiol., 169:1933-1945

94. Kuijpers, M., van Dis, V., Haasdijk, E.D., Harterink, M., Vocking, K., Post, J.A., Scheper, W., Hoogenraad, C.C., Jaarsma, D. (2013) Amyotrophic lateral sclerosis (ALS)-associated VAPB-P56S inclusions represent an ER quality control compartment. Acta Neuropathol Commun., 1:24

95. Kumar, M., Gromiha, M.M., Raghava, G.P. (2008) Prediction of RNA binding sites in a protein using SVM and PSSM profile. Proteins, 71:189-194

96. Kyte, J., Doolittle, R.F. (1982) A simple method for displaying the hydropathic character of a protein. J Mol Biol, 157:105-132

97. Lahiri, S., Toulmay, A., Prinz, W.A. (2015) Membrane contact sites, gateways for lipid homeostasis. Curr Opin Cell Biol., 33:82-87

98. Lazareva, E.A., Lezzhov, A.A., Komarova, T.V., Morozov, S.Y., Heinlein, M., Solovyev, A.G. (2017) A novel block of plant virus movement genes. Mol Plant Pathol., 18:611-624

99. Lee, J.Y., Frank, M. (2018) Plasmodesmata in phloem: different gateways for different cargoes. Curr Opin Plant Biol., 43:119-124

100. Lee, J.Y., Wang, X., Cui, W., Sager, R., Modla, S., Czymmek, K., Zybaliov, B., van Wijk, K., Zhang, C., Lu, H., Lakshmanan, V. (2011) A plasmodesmata-localized protein mediates crosstalk between cell-to-cell communication and innate immunity in Arabidopsis. Plant Cell., 23:3353-3373

101. Leijon, F., Melzer, M., Zhou, Q., Srivastava, V., Bulone, V. (2018) Proteomic Analysis of plasmodesmata from populus cell suspension cultures in relation With callose biosynthesis. Front Plant Sci., 9:1681

102. Levy, A., Zheng, J.Y., Lazarowitz, S.G. (2015) Synaptotagmin SYTA forms ER-plasma membrane junctions that are recruited to plasmodesmata for plant virus movement. Curr Biol., 25:2018-2025

103. Li, Y., Jain, N., Limpanawat, S., To, J., Quistgaard, E.M., Nordlund, P., Thanabalu, T., Torres, J. (2015) Interaction between human BAP31 and respiratory syncytial virus small hydrophobic (SH) protein. Virology, 482:105-110

104. Liu, L., Li, J. (2019) Communications Between the Endoplasmic Reticulum and Other Organelles During Abiotic Stress Response in Plants. Front Plant Sci., 10:749

105. Liu, L., Li, C., Song, S., Teo, Z.W.N., Shen, L., Wang, Y., Jackson, D., Yu, H. (2018) FTIP-Dependent STM Trafficking Regulates Shoot Meristem Development in Arabidopsis. Cell Rep., 23:1879-1890

106. Liu, L., Liu, C., Hou, X., Xi, W., Shen, L., Tao, Z., Wang, Y., Yu, H. (2012) FTIP1 is an essential regulator required for florigen transport.

PLoS Biol., 10:e1001313

107. Liu, Y., Schiff, M., Marathe, R., Dinesh-Kumar, S.P. (2002) Tobacco Rar1, EDS1 and NPR1/NIM1 like genes are required for N-mediated resistance to tobacco mosaic virus. Plant J., 30:415-429

108. Li vi, C.M., Klus, P., Delli, Ponti, R., Tartaglia, G.G. (2016) catRAPID signature: identification of ribonucleoproteins and RNA-binding regions. Bioinformatics, 32:773-775

109. Lu, F.H., Tian, Z., Zhang, W.H., Zhao, Y.J., Li, H.L., Ren, H., Zheng, H.S., Liu, C., Hu, G.X., Tian, Y., Yang, B.F., Wang, R., Xu, C.Q. (2010) Calcium-sensing receptors regulate cardiomyocyte Ca2+ signaling via the sarcoplasmic reticulum-mitochondrion interface during hypoxia/reoxygenation. J Biomed Sci., 17:50

110. Lupas, A., Van Dyke, M., Stock, J. (1991) Predicting coiled coils from protein sequences. Science, 252:1162-1164

111. Määttä, J., Hallikas, O., Welti, S., Hilden, P., Schröder, J., Kuismanen, E. (2000) Limited caspase cleavage of human BAP31. FEBS Lett., 484:202-206

112. Makowski, S.L., Kuna, R.S., Field, S.J. (2020) Induction of membrane curvature by proteins involved in Golgi trafficking. Adv Biol Regul., 75:100661

113. Manley, H.A., Lennon, V.A. (2001) Endoplasmic reticulum membrane-sorting protein of lymphocytes (BAP31) is highly expressed in neurons and discrete endocrine cells. J Histochem Cytochem., 49:1235-1243

114. Marsh D. (2010) Liquid-ordered phases induced by cholesterol: a compendium of binary phase diagrams. Biochim Biophys Acta., 1798:688-699

115. Martens, S., Kozlov, M.M., McMahon, H.T. (2007) How synaptotagmin promotes membrane fusion. Science, 316:1205-1208

116. McMahon, H.T., Boucrot, E. (2015) Membrane curvature at a glance. J Cell Sci., 128:1065-1070

117. Michaud, M., Jouhet, J. (2019) Lipid Trafficking at Membrane Contact Sites During Plant Development and Stress Response. Front Plant Sci., 10:2

118. Milovanovic, D., Honigmann, A., Koike, S., Göttfert, F., Pähler, G., Junius, M., Müllar, S., Diederichsen, U., Janshoff, A., Grubmüller, H., Risselada, H.J., Eggeling, C., Hell, S.W., van den Bogaart, G., Jahn, R. (2015) Hydrophobic mismatch sorts SNARE proteins into distinct membrane domains. Nat Commun., 6:5984

119. Morozov, S.Y., Milyutina, I.A., Bobrova, V.K., Ryazantsev, D.Y., Erokhina, T.N., Zavriev, S.K., Agranovsky, A.A., Solovyev, A.G., Troitsky, A.V. (2015) Structural evolution of the 4/1 genes and proteins in non-vascular and lower vascular plants. Biochimie, 119:125-136

120. Morvan, O., Quentin, M., Jauneau, A., Mareck, A., Morvan, C. (1998) Immunogold localization of pectin methylesterases in the cortical tissues of flax hypocotyl. Protoplasma, 292:175-184

121. Murphy, S.E., Levine, T.P. (2016) VAP, a Versatile Access Point for the Endoplasmic Reticulum: Review and analysis of FFAT-like motifs in the VAPome. Biochim Biophys Acta., 1861(8 Pt B):952-961

122. Musetti, R., Buxa, S.V., De Marco, F., Loschi, A., Polizzotto, R., Kogel, K.H., van Bel, A.J. (2013) Phytoplasma-triggered Ca(2+) influx is involved in sieve-tube blockage. Mol Plant Microbe Interact., 26:379-386

123. Namba, T. (2019) BAP31 regulates mitochondrial function via interaction with Tom40 within ER-mitochondria contact sites. Sci Adv., 5:eaaw1386

124. Namba, T., Tian, F., Chu, K., Hwang, S.Y., Yoon, K.W., Byun, S., Hiraki, M., Mandinova, A., Lee, S.W. (2013) CDIP1-BAP31 complex transduces apoptotic signals from endoplasmic reticulum to mitochondria under endoplasmic reticulum stress. Cell Rep., 5:331-339

125. Ng, F.W., Nguyen, M., Kwan, T., Branton, P.E., Nicholson, D.W., Cromlish, J.A., Shore, G.C. (1997) p28 Bap31, a Bcl-2/Bcl-XL- and procaspase-8-associated protein in the endoplasmic reticulum. J Cell Biol., 139:327-338

126. Nicolas, W.J., Grison, M.S., Trépout, S., Gaston, A., Fouché, M., Cordelières, F.P., Oparka, K., Tilsner, J., Brocard, L., Bayer, E.M. (2017) Architecture and permeability of post-cytokinesis plasmodesmata lacking cytoplasmic sleeves. Nat Plants., 3:17082

127. Niu, K., Xu, J., Cao, Y., Hou, Y., Shan, M., Wang, Y., Xu, Y., Sun, M., Wang, B. (2017) BAP31 is involved in T cell activation through TCR signal pathways. Sci Rep., 7:44809

128. Ohno, H., Stewart, J., Fournier, M.C., Bosshart, H., Rhee, I., Miyatake, S., Saito, T., Gallusser, A., Kirchhausen, T., Bonifacino, J.S. (1995) Interaction of tyrosine-based sorting signals with clathrin-associated proteins. Science, 269:1872-1875

129. Olkkonen, V.M. (2015) OSBP-Related Protein Family in Lipid Transport Over Membrane Contact Sites. Lipid Insights, 8:1-9

130. Orgel, J.P. (2006) Surface-active helices in transmembrane proteins. Curr Protein Pept Sci., 7:553-560

131. Overall, R.L., Blackman, L.M. (1996) A model of the macromolecular structure of plasmodesmata. Trends Plant Sci., 1:307-311

132. Paul, L.K., Rinne, P.L., van der Schoot, C. (2014) Refurbishing the plasmodesmal chamber: a role for lipid bodies? Front Plant Sci., 5:40

133. Pérez-Sancho, J., Vanneste, S., Lee, E., McFarlane, H.E., Esteban Del Valle, A., Valpuesta, V., Friml, J., Botella, M.A., Rosado, A. (2015) The Arabidopsis synaptotagmin1 is enriched in endoplasmic reticulum-plasma membrane contact sites and confers cellular resistance to mechanical stresses. Plant Physiol., 168:132-143

134. Perraki, A., Binaghi, M., Mecchia, M.A., Gronnier, J., German-Retana, S., Mongrand, S., Bayer, E., Zelada, A.M., Germain, V. (2014) StRemorin1.3 hampers Potato virus X TGBp1 ability to increase plasmodesmata permeability, but does not interfere with its silencing suppressor activity. FEBS Lett., 588:1699-1705

135. Petit, J.D., Immel, F., Lins, L., Bayer, E.M. (2019) Lipids or Proteins: Who Is Leading the Dance at Membrane Contact Sites? Front Plant Sci., 10:198

136. Pitzalis, N., Heinlein, M. (2017) The roles of membranes and associated cytoskeleton in plant virus replication and cell-to-cell movement. J Exp Bot., 69:117-132

137. Platre, M.P., Noack, L.C., Doumane, M., Bayle, V., Simon, M.L.A., Maneta-Peyret, L., Fouillen, L., Stanislas, T., Armengot, L., Pejchar, P., Caillaud, M.C., Potocky, M., Copie, A., Moreau, P., Jaillais, Y. (2018) A Combinatorial Lipid Code Shapes the Electrostatic Landscape of Plant Endomembranes. Dev Cell., 45:465-480.e11

138. Prinz, W.A., Toulmay, A., Balla, T. (2020) The functional universe of membrane contact sites. Nat Rev Mol Cell Biol., 21:7-24

139. Quistgaard, E.M., Löw, C., Moberg, P., Guettou, F., Maddi, K., Nordlund, P. (2013) Structural and biophysical characterization of the cytoplasmic domains of human BAP29 and BAP31. PLoS One, 8:e71111

140. Regan, J.A., Laimins, L.A. (2008) Bap31 is a novel target of the human papillomavirus E5 protein. J Virol., 82:10042-10051

141. Reinisch, K.M., De Camilli, P. (2016) SMP-domain proteins at membrane contact sites: Structure and function. Biochim Biophys Acta., 1861(8 Pt B):924-927

142. Sager, R., Lee, J.Y. (2014) Plasmodesmata in integrated cell signalling: insights from development and environmental signals and stresses. J Exp Bot., 65:6337-6358

143. Salmon, M.S., Bayer, E.M. (2013) Dissecting plasmodesmata molecular composition by mass spectrometry-based proteomics. Front Plant Sci., 3:307

144. Schamel, W.W., Kuppig, S., Becker, B., Gimborn, K., Hauri, H.P., Reth, M. (2003) A high-molecular-weight complex of membrane proteins BAP29/BAP31 is involved in the retention of membrane-bound IgD in the endoplasmic reticulum. Proc Natl Acad Sci USA, 100:9861-9866

145. Schapire, A.L., Voigt, B., Jasik, J., Rosado, A., Lopez-Cobollo, R., Menzel, D., Salinas, J., Mancuso, S., Valpuesta, V., Baluska, F., Botella, M.A. (2008) Arabidopsis synaptotagmin 1 is required for the maintenance of plasma membrane integrity and cell viability. Plant Cell, 20:33743388

146. Schauder, C.M., Wu, X., Saheki, Y., Narayanaswamy, P., Torta, F., Wenk, M.R., De Camilli, P., Reinisch, K.M. (2014) Structure of a lipid-bound extended synaptotagmin indicates a role in lipid transfer. Nature, 510:552-555

147. Siao, W., Wang, P., Voigt, B., Hussey, P.J., Baluska, F. (2016) Arabidopsis SYT1 maintains stability of cortical endoplasmic reticulum networks and VAP27-1-enriched endoplasmic reticulum-plasma membrane contact sites. J Exp Bot., 67:6161-6171

148. Simon, M L., Platre, M.P., Assil, S., van Wijk, R., Chen, W.Y., Chory, J., Dreux, M., Munnik, T., Jaillais, Y. (2014) A multi-colour/multi-affinity marker set to visualize phosphoinositide dynamics in Arabidopsis. Plant J., 77:322-337

149. Simon, ML., Platre, M.P., Marques-Bueno, M.M., Armengot, L., Stanislas, T., Bayle, V., Caillaud, M.C., Jaillais, Y. (2016) A PtdIns(4)P-driven electrostatic field controls cell membrane identity and signalling in plants. Nat Plants., 2:16089

150. Simpson, C., Thomas, C., Findlay, K., Bayer, E., Maule, A.J. (2009) An Arabidopsis GPI-anchor plasmodesmal neck protein with callose binding activity and potential to regulate cell-to-cell trafficking. Plant Cell, 21:581-594

151. Soitamo, A.J., Jada, B., Lehto, K. (2011) HC-Pro silencing suppressor significantly alters the gene expression profile in tobacco leaves and flowers. BMC Plant Biol., 11:68

152. Solovyev, A.G., Makarova, S.S., Remizowa, M.V., Lim, H.S., Hammond, J., Owens, R.A., Kopertekh, L., Schiemann, J., Morozov, S.Y. (2013) Possible role of the Nt-4/1 protein in macromolecular transport in vascular tissue. Plant Signal Behav., 8:e25784

153. Solovyev, A.G., Minina, E.A., Makarova, S.S., Erokhina, T.N., Makarov, V.V., Kaplan, I.B., Kopertekh, L., Schiemann, J., Richert-Pöggeler, K.R., Morozov, S.Y. (2013) Subcellular localization and self-interaction of plant-specific Nt-4/1 protein. Biochimie, 95:1360-1370

154. Stojanovic, M., Germain, M., Nguyen, M., Shore, G.C. (2005) BAP31 and its caspase cleavage product regulate cell surface expression of tetraspanins and integrin-mediated cell survival. J Biol Chem., 280:30018-30024

155. Su, S., Liu, Z., Chen, C., Zhang, Y., Wang, X., Zhu, L., Miao, L., Wang, X.C., Yuan, M. (2010) Cucumber mosaic virus movement protein severs actin filaments to increase the plasmodesmal size exclusion limit in tobacco. Plant Cell, 22:1373-1387

156. Teasdale, R.D., Jackson, M.R. (1996) Signal-mediated sorting of membrane proteins between the endoplasmic reticulum and the Golgi apparatus. Annu Rev Cell Dev Biol., 12:27-54

157. Thomas, C.L., Bayer, E.M., Ritzenthaler, C., Fernandez-Calvino, L., Maule, A.J. (2008) Specific targeting of a plasmodesmal protein affecting cell-to-cell communication. PLoS Biol., 6:e7

158. Tilsner, J., Nicolas, W., Rosado, A., Bayer, E.M. (2016) Staying Tight: Plasmodesmal Membrane Contact Sites and the Control of Cell-to-Cell Connectivity in Plants. Annu Rev Plant Biol., 67:337-364

159. Toikkanen, J.H., Fatal, N., Hilden, P., Makarow, M., Kuismanen, E. (2006) YET1, YET2 and YET3 of Saccharomyces cerevisiae encode BAP31 homologs with partially overlapping functions. J Biol Sci., 6:446-456

160. Vaddepalli, P., Herrmann, A., Fulton, L., Oelschner, M., Hillmer, S., Stratil, T.F., Fastner, A., Hammes, U.Z., Ott, T., Robinson, D.G., Schneitz, K. (2014) The C2-domain protein QUIRKY and the receptor-like kinase STRUBBELIG localize to plasmodesmata and mediate tissue morphogenesis in Arabidopsis thaliana. 141:4139-4148

161. Van Vliet, A.R., Giordano, F., Gerlo, S., Segura, I., Van Eygen, S., Molenberghs, G., Rocha, S., Houcine, A., Derua, R., Verfaillie, T., Vangindertael, J., De Keersmaecker, H., Waelkens, E., Tavernier, J., Hofkens, J., Annaert, W., Carmeliet, P., Samali, A., Mizuno, H., Agostinis, P. (2017) The ER Stress Sensor PERK Coordinates ER-Plasma Membrane Contact Site Formation through Interaction with Filamin-A and F-Actin Remodeling. Mol Cell., 65:885-889.e6

162. Von Bargen, S., Salchert, K., Paape, M., Piechulla, B., Kellmann, J.W. (2001) Interactions between the tomato spotted wilt virus movement protein and plant proteins showing homologies to myosin, kinesin and DnaJ-like chaperones. Plant Physiol Bioch., 39:1083-1093

163. Von Heijne, G. (2007) Formation of transmembrane helices in vivo - is hydrophobicity all that matters? J Gen Physiol., 129:353-356

164. Wakana, Y., Takai, S., Nakajima, K., Tani, K., Yamamoto, A., Watson, P., Stephens, D.J., Hauri, H.P., Tagaya, M. (2008) Bap31 is an itinerant protein that moves between the peripheral endoplasmic reticulum (ER) and a juxtanuclear compartment related to ER-associated Degradation. Mol Biol Cell., 19:1825-1836

165. Walia, RR., Caragea, C., Lewis, B.A., Towfic, F., Terribilini, M., El-Manzalawy, Y., Dobbs, D., Honavar, V. (2012) Protein-RNA interface residue prediction using machine learning: an assessment of the state of the art. BMC Bioinformatics, 13:89

166. Wang, P., Hawkins, T.J., Richardson, C., Cummins, I., Deeks, M.J., Sparkes, I., Hawes, C., Hussey, P.J. (2014) The plant cytoskeleton, NET3C, and VAP27 mediate the link between the plasma membrane and endoplasmic reticulum. Curr Biol., 24:1397-1405

167. Wang, B., Heath-Engel, H., Zhang, D., Nguyen, N., Thomas, D.Y., Hanrahan, J.W., Shore, G.C. (2008) BAP31 interacts with Sec61 translocons and promotes retrotranslocation of CFTRDeltaF508 via the derlin-1 complex. Cell, 133:1080-1092

168. Wang, L., Mai, Y.X., Zhang, Y.C., Luo, Q., Yang, H Q. (2010) MicroRNA171c-targeted SCL6-II, SCL6-III, and SCL6-IV genes regulate shoot branching in Arabidopsis. Mol Plant, 3:794-806

169. Wang, B., Nguyen, M., Breckenridge, D.G., Stojanovic, M., Clemons, P.A., Kuppig, S., Shore, G.C. (2003) Uncleaved BAP31 in association with A4 protein at the endoplasmic reticulum is an inhibitor of Fas-initiated release of cytochrome c from mitochondria. J Biol Chem., 278:14461-14468

170. Wang, P., Richardson, C., Hawkins, T.J., Sparkes, I., Hawes, C., Hussey, P.J. (2016) Plant VAP27 proteins: domain characterization, intracellular localization and role in plant development. New Phytol., 210:1311-1326

171. Wang, X., Sager, R., Cui, W., Zhang, C., Lu, H., Lee, J.Y. (2013) Salicylic acid regulates Plasmodesmata closure during innate immune responses in Arabidopsis. Plant Cell, 25:2315-2329

172. Wei, M.C., Lindsten, T., Mootha, V.K., Weiler, S., Gross, A., Ashiya, M., Thompson, C.B., Korsmeyer, S.J. (2000) tBID, a membrane-targeted death ligand, oligomerizes BAK to release cytochrome c. Genes Dev., 14:2060-2071

173. Wilson, J.D., Barlowe, C. (2010) Yetlp and Yet3p, the yeast homologs of BAP29 and BAP31, interact with the endoplasmic reticulum translocation apparatus and are required for inositol prototrophy. J Biol Chem., 285:18252-18261

174. Wilson, J.D., Thompson, S.L., Barlowe, C. (2011) Yet1p-Yet3p interacts with Scs2p-Opi1p to regulate ER localization of the Opi1p repressor. Mol Biol Cell., 22:1430-1439

175. Wong, L.H., Gatta, A.T., Levine, T.P. (2019) Lipid transfer proteins: the lipid commute via shuttles, bridges and tubes. Nat Rev Mol Cell Biol., 20:85-101

176. Xie, M., Zhang, S., Yu, B. (2015) microRNA biogenesis, degradation and activity in plants. Cell Mol Life Sci., 72:87-99

177. Xu, J.L., Li, L.Y., Wang, Y.Q., Li, Y.Q., Shan, M., Sun, S.Z., Yu, Y., Wang, B. (2018) Hepatocyte-specific deletion of BAP31 promotes SREBP1C activation, promotes hepatic lipid accumulation, and worsens IR in mice. J Lipid Res., 59:35-47

178. Xu, K., Nagy, P.D. (2014) Expanding use of multi-origin subcellular membranes by positivestrand RNA viruses during replication. Curr Opin Virol., 9:119-126

179. Yamaji, T., Kumagai, K., Tomishige, N., Hanada, K. (2008) Two sphingolipid transfer proteins, CERT and FAPP2: their roles in sphingolipid metabolism. IUBMB Life, 60:511-518

180. Yamazaki, T., Kawamura, Y., Minami, A., Uemura, M. (2008) Calcium-dependent freezing tolerance in Arabidopsis involves membrane resealing via synaptotagmin SYT1. Plant Cell, 20:33893404

181. Yu, C.H., Guo, G.Q., Nie, X.W., Zheng, G.C. (2004) Cytochemical localization of pectinase activity in pollen mother cells of tobacco during meiotic prophase I and its relation to the formation of secondary plasmodesmata and cytoplasmic channels. Acta Bot Sin., 46:1443-1453

182. Zamyatnin, A.A., Solovyev, A.G., Sablina, A.A., Agranovsky, A.A., Katul, L., Vetten, H.J., Schiemann, J., Hinkkanen, A.E., Lehto, K., Morozov, S.Y. (2002) Dual-colour imaging of membrane protein targeting directed by poa semilatent virus movement protein TGBp3 in plant and mammalian cells. J Gen Virol., 83(Pt 3):651-662

183. Zavaliev, R., Dong, X., Epel, B.L. (2016) Glycosylphosphatidylinositol (GPI) Modification Serves as a Primary Plasmodesmal Sorting Signal. Plant Physiol., 172:1061-1073

184. Zavaliev, R., Levy, A., Gera, A., Epel, B.L. (2013) Subcellular dynamics and role of Arabidopsis P-1,3-glucanases in cell-to-cell movement of tobamoviruses. Mol Plant Microbe Interact., 26:10161030

185. Zen, K., Utech, M., Liu, Y., Soto, I., Nusrat, A., Parkos, C.A. (2004) Association of BAP31 with CD11b/CD18. Potential role in intracellular trafficking of CD11b/CD18 in neutrophils. J Biol Chem., 279:44924-44930

186. Zhang, Y., Williams, D.B. (2006) Assembly of MHC class I molecules within the endoplasmic reticulum. Immunol Res., 35:151-162