Изучение сферических частиц, образующихся при термической перестройке вируса табачной мозаики, и области их применения тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.02, кандидат биологических наук Трифонова, Екатерина Алексеевна

• Трифонова, Екатерина Алексеевна
• кандидат биологических наук
• 2013

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Трифонова, Екатерина Алексеевна

ОГЛАВЛЕНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Создание химерных вирусных частиц на основе вирусов растений

1.1. Химерные вирусные частицы на основе спиральных вирусов растений

1.2. Химерные вирусные частицы на основе икосаэдрических вирусов растений

2. Создание вирусоподобных частиц на основе вирусов растений

2.1. Вирусоподобные частицы на основе спиральных вирусов растений

2.2. Вирусоподобные частицы на основе икосаэдрических вирусов растений

3. Применение химерных вирусных и вирусоподобных частиц, полученных на

основе вирусов растений

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

1. Термическая перестройка вируса табачной мозаики и образование сферических частиц

2. Изучение биохимического состава сферических частиц, образующихся при термической перестройке ВТМ

3. Образование сферических частиц при термической перестройке различных форм белка оболочки ВТМ

4. Сравнительный анализ свойств и структуры белка оболочки в составе

нативного ВТМ и белка в составе сферических частиц

4.1. Белок, выделенный из СЧ, теряет способность к реполимеризации и образованию вирусоподобных частиц

4.2. Изучение возможности биодеградации белка в составе СЧ под воздействием протеолитических ферментов

4.3. Изучение антигенных и иммуногенных свойств сферических частиц

4.4. Определение плотности сферических частиц

4.5. Изучение структурных изменений, произошедших в белке, входящего в состав СЧ, по сравнению с белком оболочки в составе нативных вирионов ВТМ

5. Изучение стабильности сферических частиц

6. Изучение адсорбционных свойств СЧ

7. Характеристика структуры и свойств комплексов СЧ-целевой белок

8. Создание антигенно активных комплексов, полученных на основе СЧ, содержащих антигены вируса гриппа и вируса краснухи

9. Создание антигенно активных комплексов, состоящих из СЧ и двух различных антигенов, одновременно адсорбированных на поверхности

сферических частиц

Ю.Изучение иммуногенных свойств композиций СЧ-антиген,

стабилизированных и нестабилизированных формальдегидом

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

Названия вирусов:

ВЖМК - вирус желтой мозаики кабачка (ZYMV - Zucchini yellow mosaic virus)

ВИК - вирус иммунодефицита кошачьих (FIV - Feline immunodeficiency virus)

ВИЧ - вирус иммунодефицита человека первого типа (HIV - Human immunodeficiency virus)

BKKT - вирус карликовой кустистости томатов (ТВSV - Tomato bushy stunt virus)

ВМБ - вирус мозаики бамбука (BaMV - Bamboo mosaic virus)

BMKK - вирус мозаики коровьего горошка (CPMV - Cowpea mosaic virus)

BMJI - вирус мозаики люцерны (ALMV - Alfalfa mosaic virus)

ВМПап - вирус мозаики папайи (PapMV - Papaya mosaic virus)

ВМСг - вирус мозаики сорго (JGMV - Johnson grass mosaic virus)

BOM - вирус огуречной мозаики (CMV - Cucumber mosaic virus)

BOC - вирус оспы сливы (PPV - Plum pox virus)

ВПЖТ - вирус просветления жилок турнепса (TVCV - Turnip vein clearing virus)

BTM - вирус табачной мозаики (TMV - Tobacco mosaic virus)

ВХККГ - вирус хлоротической крапчатости коровьего горошка (CCMV -

Cowpea chlorotic mottle virus)

XBK - Х-вирус картофеля (PVX - Potato virus X)

YBK - Y-вирус картофеля (YVX - Potato virus Y)

CPV - canine parvovirus (парвовирус собак)

PhMV - Physalis mottle tymovirus (вирус крапчатости физалиса)

ROPV - Rabbit oral papillomovirus (вирус папилломы носоглотки кроликов) MRFV - Maize rayado fino virus (вирус полосатости кукурузы)

Другие сокращения:

АБТС - 2,2-азино-ди[3-этил] бензотиазолинсульфоновая кислота

ак. - аминокислотный остаток

АСМ - атомно-силовая микроскопия

БО - белок оболочки

БСА - бычий сывороточный альбумин

ВкР - В-клеточный рецептор

ВПЧ - вирусоподобные частицы

ГА - гемагглютинин

ГКГС - главный комплекс гистосовместимости (МНС - major

histocompatibility complex)

ДГФР - дегидрофолатредуктаза

ДК - дендритная клетка

ДНК - дезоксирибонуклеиновая кислота

ДРС - динамического рассеяния света

ДСН - додецилсульфат натрия

ЗФБ - зеленый флуоресцентный белок

ИФА - иммуноферментный анализ

КД - круговой дихроизм

кДа - килодальтон

кДНК - комплементарная ДНК

КР - комбинационное рассеяние

нм - нанометр

нт - нуклеотидный остаток

ОРТ - открытая рамка трансляции

ПААГ - полиакриламидный гель ПЭГ - полиэтиленгликоль

ПЭМ - просвечивающая электронная микроскопия РНК - рибонуклеиновая кислота сгРНК - субгеномная РНК СЧ - сферическая частица

СЧ_0.1 - СЧ, полученные из ВТМ с концентрацией 0.1 мг/мл 5 мг/мл

СЧ_5 - СЧ, полученные из ВТМ с концентрацией 5 мг/мл

ТЕМЕД - N,N,N',N' тетраметил этилен диамин

ФА - формальдегид

ФИТЦ - флуоресцеин изотиоционат

ХВЧ - химерные вирусные частицы

ЦБ - целевой белок

ЦФ - центрифугирование

ЭДТА - этилендиаминтетраацетат натрия

ЭМ - электронная микроскопия

ЭФП - электрофоретическая подвижность

CuAAC - Cu (I)-catalyzed azide alkyne cycloaddition (азид-алкиновое циклоприсоединение, катализируемое медью) DABCO - 1,4 диазобицикло-[2,2,2] октан

NTA - Nanoparticle tracking analysis (метод анализа траекторий наночастиц)

PBS - фосфатный буфер pi - изоэлектрическая точка

Thl -Т-хелперы 1 типа

Th2 - Т-хелперы 2 типа

TLR - Toll-like receptor (Толл-подобные рецепторы)

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Изучение сферических частиц, образующихся при термической перестройке вируса табачной мозаики, и области их применения»

ВВЕДЕНИЕ

Изучение структуры вирионов фитовирусов и вирусных белков оболочки, а также возможностей их модификации и структурной перестройки является важной задачей современной молекулярной вирусологии. Структурная модификация частиц вирусов растений может быть не только направлением защиты сельскохозяйственных растений, но также открывает возможности создания новых биотехнологий в медицине и ветеринарии.

Сегодня вирусы можно рассматривать не просто как инфекционные агенты, а как функциональные наночастицы, позволяющие получать новые материалы. Вирусы и вирусоподобные частицы (макромолекулярные структуры белка оболочки вируса, не содержащие инфекционный материал) широко применяют в различных областях биотехнологии: создание кандидатных вакцин, адресная доставка целевых веществ,

биоконтрастирование, микроэлектроника (Yusibov et al, 2006; Lico et al, 2008; Soto and Ratna, 2010; Leong et al, 2010; Liepold et al, 2007; Aljabali et al., 2012; Bruckman et al., 2013). При этом вирусы растений обладают безусловным преимуществом при получении новых функциональных и биологически активных материалов, в частности кандидатных вакцин, так как они не патогенны для млекопитающих, в том числе для человека (Lico et al, 2009). Большинство современных вакцин создаются на основе ослабленных и инактивированных форм инфекционных агентов. Живые вакцины обладают высокой протективной активностью, однако при этом, остается возможность их реверсии к патогенной форме. Инактивированные вакцины значительно безопаснее, но для индукции эффективного иммунного ответа требуется несколько актов ревакцинации (Jennings and Bachman, 2008). Субъединичные вакцины, основанные на индивидуальных пептидах и белках инфекционного агента, более безопасны, но существует проблема их низкой иммуногенности. Связывание антигенов патогенов с высокомолекулярным носителем

(платформой) может существенно повысить иммунный ответ и обеспечить защиту организма от инфекции (Ысо et а1., 2008).

Настоящая работа посвящена изучению структуры и свойств сферических частиц, образующихся при термической перестройке вируса табачной мозаики и его белка оболочки, и исследованию возможности их применения в качестве платформы для презентации биологически активных молекул, в частности антигенов инфекционных агентов человека, животных и растений.

Заключение диссертации по теме «Вирусология», Трифонова, Екатерина Алексеевна

выводы

1. Продемонстрировано, что при нагревании вируса табачной мозаики (ВТМ) до 94°С происходит термическая двухступенчатая перестройка белка оболочки (БО) вириона, и образуются биодеградируемые сферические частицы (СЧ) контролируемого размера, свободные от РНК. СЧ могут быть получены при термической денатурации различных форм БО ВТМ, не содержащих РНК вируса.

2. Получены сведения о том, что термическая перестройка БО вириона сопровождается переходом значительной части а-спиральных структур белка в неупорядоченные или ^-структуры и увеличением плотности образующихся частиц по сравнению с вирионами ВТМ.

3. Выявлена высокая стабильность СЧ к воздействию различных внешних факторов.

4. Показано, что СЧ обладают значительно более высокой иммуногенностью по сравнению с нативным вирусом.

5. Продемонстрированы уникальные адсорбционные свойства СЧ. На основе СЧ in vitro созданы антигенно активные комплексы с антигенами патогенов человека, животных и растений.

6. Установлено, что СЧ проявляют свойства эффективного адъюванта и активно стимулируют иммунный ответ на антиген, адсорбированный на их поверхности.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Показано, что при нагревании спиральных частиц ВТМ до 94°С происходит перестройка вирусного белка оболочки и формируются сферические частицы, контролируемого размера, отдаленно антигенно родственные вирионам ВТМ, обладающие более высокой плотностью, чем вирионы фитовирусов со спиральной структурой, свободные от вирусной РНК и биодеградируемые, в отличие от ВТМ. Обнаружено, что сферические частицы могут быть получены из различных форм БО, не содержащих генетический материал вируса, в том числе из препаратов А-белка и мономерной формы БО. Это позволяет утверждать, что спиральная структура БО в вирионе или вирусоподобных частицах не является определяющей при термической перестройке БО в СЧ. С использованием ряда физико-химических методов получены данные о структурных различиях белка оболочки ВТМ в составе нативного вируса и белка, входящего в состав сферических частиц. Продемонстрировано, что в отличие от нативного БО ВТМ белок, из которого состоят сферические частицы, имеет в своем составе меньшее количество ос-спиралей и большее количество Р-структур. Кроме того, было показано, что СЧ взаимодействуют с тиофлавином Т, что может являться признаком амилоидоподобной структуры сферических частицах.

Продемонстрирована высокая стабильность СЧ к воздействию различных внешних факторов. Сферические частицы не изменяют формы, размеры и степень агрегации, по сравнению с исходными, при: 1. замораживании (-20 °С) и последующем оттаивании; 2. повторном нагревании до 98°С и охлаждении; 3. при осаждении центрифугированием (до 10 ООО g) и ресуспендировании осадка; 4. при хранении в течение года (4°С) в воде. Показано, что СЧ обладают более высокой иммуногенностью по сравнению с нативными вирионами ВТМ. Можно утверждать, что СЧ уникальны по своим свойствам и структуре и не имеют аналогов среди вирусов, вирусоподобных частиц и других биологических объектов.

Впервые показано, что СЧ обладают исключительными адсорбционными свойствами. На основе СЧ in vitro созданы антигенно и иммуногенно активные комплексы с антигенными детерминантами патогенов человека, животных и растений, отличающихся по аминокислотному составу и молекулярной массе, в том числе с антигенами таких актуальных для медицины инфекционных агентов, как вирус гриппа и вирус краснухи. Получены сведения об определяющей роли электростатических и гидрофобных взаимодействий при образовании комплекса СЧ-антиген. Продемонстрировано, что связанные с поверхностью СЧ чужеродные белки способны реагировать со специфическими антителами и, следовательно, сохраняют свои антигенные свойства в составе полученных комплексов. Установлено, что СЧ проявляют свойства эффективного адъюванта и активно стимулируют иммунный ответ на антиген, адсорбированный на их поверхности. Иммуногенные комплексы, полученные на основе СЧ, могут быть использованы для создания кандидатных вакцин нового типа, которые будут полностью биобезопасными, так как они создаются на основе белковых структур фитовируса, а также для получения дешевых диагностических антител.

На основании опубликованных по данной работе статей, недавно группой Dr. Steinmetz были получены комплексы СЧ-гадолиний, которые обладают значительно более высокой релаксационной эффективностью в сравнении с другими вирусными платформами, модифицированными гадолинием (Gd), что позволяет рассматривать их как перспективную платформу для разработки парамагнитных контрастных веществ для магнитно-резонансной томографии (Bruckman et al., 2013). Группа этих авторов заинтересована в использовании СЧ для диагностики атеросклероза

Michael A. Bruckman, Development of a viral nanoparticle for biomedical applications, 244th ACS National Meeting & Exposition, August 19-23, 2012, Philadelphia, Pennsylvania, Academic Employment Initiative - EVE Session; M. A. Bruckman, N. F. Steinmetz, Development and Application of a Rod and Sphere-Shaped Viral Nanoparticle MRI Contrast Agent for Atherosclerosis Diagnosis, Biotech Conference&Expo, May 12-16, 2013, Washington, DC). Японские ученые иммобилизовали на поверхности СЧ золотые наночастицы размером 15 нм и планируют использовать полученные комплексы в наноэлектронике и медицине (Shama Shah, Sachin Shah and Jonathan Heddle, Wild-type Tobacco Mosaic Virus (TMV) as a Scaffold for Gold Nanoparticle Fabrication, the 6th international conference Gold-2012, September 5-8, 2012, Tokyo, Japan).

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Трифонова, Екатерина Алексеевна, 2013 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Атабеков И.Г. Применение вирусных структур в качестве инструментов нанотехнологий. //Российские Нанотехнологии. 2008. Т. 3. С. 130-139.

2. Котляров Р.Ю., Марданова Е.С., Равин Н.В., Свешников К.Г., Скрябин К.Г. Рекомбинантный вирусный вектор для продукции в растениях белка El вируса краснухи (варианты) и система экспрессии белка El вируса краснухи в клетках растения (варианты). // Патент РФ № 2390563 от 27.05.2010.

3.Ярославов А.А, Каплан И.Б., Ерохина Т.Н., Морозов С.Ю., Соловьев А.Г., Лещинер А.Д., Рахнянская А.А., Малинин А.С., Степанова JI.A., Киселев О.И., Атабеков И.Г. Новый способ получения биологически активных нанокомплексов путем нековалентной конъюгации белков с вирусными частицами. // Биоорганическая химия. 2011. Т. 37. С. 496-503.

4. Acosta-Ramírez Е., Pérez-Flores R., Majeau N., Pastelin-Palacios R., Gil-Cruz C., Ramírez-Sal daña M., Manjarrez-Orduño N., Cervantes-Barragán L., Santos-Argumedo L., Flores-Romo L., Becker I., Isibasi A., Eeclerc D., López-Macías C. Translating innate response into long-lasting antibody response by the intrinsic antigen-adjuvant properties of papaya mosaic virus. // Immunology. 2007. V. 124. P. 186-197.

5. Agrawal A., Manchester M. Differential uptake of chemically modified cowpea mosaic virus nanoparticles in macrophage subpopulations present in inflammatory and tumor microenvironments. // Biomacromolecules. 2012. V. 13. P. 3320-3326.

6. Aljabali A.A.A., Barclay J.E., Steinmetz N.F., Lomonossoff G.P., Evans D.J. Controlled immobilization of active enzymes on the cowpea mosaic virus. // Nanoscale. 2012. V. 4. P. 5640-5645.

7. Aljabali A.A.A., Shah S.N., Evans-Gowing R., Lomonossoff G.P., Evans D.J. Chemically-coupled-peptide-promoted virus nanoparticle templated mineralization. // Integrative Biology. 2010. V. 3. P. 119-125.

8. Aljabali A.A.A., Shukla S., Lomonossoff G.P., Steinmetz N.F. Evans D.J. CPMV-DOX Delivers. // Molecular Pharmaceutics. 2013. V. 10. P. 3-10.

9. Anderer F.A. Recent studies on the structure of tobacco mosaic virus. // Advances in Protein Chemistry. 1963. V. 18. P. 1-36.

10. Arazi T., Shiboleth Y.M., Gal-On A. A nonviral peptide can replace the entire N terminus of zucchini yellow mosaic potyvirus coat protein and permits viral systemic infection. // Journal of Virology. 2001. V. 75. P. 6329-6336.

11. Arutyunyan A.M., Rafikova E.R., Drachev V.A., Dobrov E.N. Appearance of "beta-like" circular dichroism spectra on protein aggregation that is not accompanied by transition to beta-structure. // Biochemistry (Mosc). 2001. V. 66. P. 1378-1380.

12. Ashton L., Lau K., Winder C.L., Goodacre R. Raman spectroscopy: lighting up the future of microbial identification. // Future Microbiology. 2011. V. 6. P. 991 -997

13. ASTM Standard E2834. Standard Guide for Measurement of Particle Size Distribution of Nanomaterials in Suspension by Nanoparticle Tracking Analysis (NTA). // ASTM International, West Conshohocken, PA. DOI: 10.1520/E2834-12. www.astm.org.

14. Atabekov J.G., Rodionova N.P., Karpova O.V., Kozlovsky S.V., Novikov V.K., Arkhipenko M.V. Translational activation of encapsidated potato virus X RNA by coat protein phosphorylation. // Virology. 2001. V. 286. P. 466-474.

15. Baratova L.A., Fedorova N.V., Dobrov E.N., Lukashina E.V., Kharlanov A.N., Nasonov V.V., Serebryakova M.V., Kozlovsky S.V., Zayakina O.V., Rodionova N.P. N-terminal segment of potato virus X coat protein subunits is glycosylated and mediates formation of a bound water shell on the virion surface. // European Journal of Biochemistry. 2004. V. 271. P. 3136-3145.

16. Baratova L.A., Grebenshchikov N.I., Shishkov A.V., Kashirin I.A., Radavsky J.L., Jarvekiilg L., Saarma M. The topography of the surface of potato virus X: tritium planigraphy and immunological analysis. // Journal of General Virology. 1992. V. 73. P. 229-235.

17. Batten J.S., Yoshinari S., Hemenway C. Potato virus X: a model system for virus replication, movement and gene expression. // Molecular plant pathology. 2003. V. 4. P. 125-131.

18. Belanger H., Fleysh N., Cox S., Bartman G., Deka D., Trudel M., Koprowski H., Yusibov V. Human respiratory syncytial virus vaccine antigen produced in plants. // FASEB Journal. 2000. V. 14. P. 2323-2328.

19. Bendahmane M., Koo M., Karrer E., Beachy R.N. Display of epitopes on the surface of tobacco mosaic virus: impact of charge and isoelectric point of the epitope on virus-host interactions. // Journal of Molecular Biology. 1999. V. 290. P. 9-20.

20. Betti C., Lico C., Maffi D., D'Angeli S., Altamura M.M., Benvenuto E., Faoro F., Baschieri S. Potato virus X movement in Nicotiana benthamiana: new details revealed by chimeric coat protein variants. // Molecular Plant Pathology. 2012. V. 13. P. 198-203.

21. Blum A.S., Soto C.M., Wilson C.D., Brower T.L., Pollack S.K., Schull T.L., Chatterji A., Lin T., Johnson J.E., Amsink C., Franzon P., Shashidhar R., Ratna B.R. An engineered virus as a scaffold for three-dimensional self-assembly on the nanoscale. // Small. 2005. V. 1. P. 702-706.

22. Blum A.S., Soto C.M., Wilson C.D., Cole J.D., Kim M., Gnade B., Chatterji A., Ochoa W.F., Lin T., Johnson J.E., Ratna B.R. Cowpea mosaic virus as a scaffold for 3-D patterning of gold nanoparticles. //Nano Letters. 2004. V. 4. P. 867-870.

23. Blum A.S., Soto C.M., Wilson C.D., Whitley J.L., Moore M.H., Sapsford K.E., Lin T., Chatterji A., Johnson J.E., Ratna B.R. Templated self-assembly of quantum dots from aqueous solution using protein scaffolds. // Nanotechnology. 2006. V. 17. P. 5073-5079.

24. Borovsky D., Rabindran S., Dawson W.O., Powell C.A., Iannotti D.A., Morris T.J., Shabanowitz J., Hunt D.F., DeBondt H.L., DeLoof A. Expression of Aedes trypsin-modulating oostatic factor on the virion of TMV: A potential larvicide. // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2006. V. 103. P. 18963-18968.

25. Brennan F.R., Bellaby T., Helliwell S.H., Jones T.D., Kamstrup S., Dalsgaard K., Flock J.I., Hamilton W.D.O. Chimeric plant virus particles administered nasally or orally induce systemic and mucosal immune responses in mice. // Journal of virology. 1999b. V. 73. P. 930-938.

26. Brennan F.R., Jones T.D., Gilleland L.B., Bellaby T., Xu F., North P.C., Thompson A., Staczek J., Lin T., Johnson J.E., Hamilton W.D.O., Gilleland H.E.Jr. Pseudomonas aeruginosa outer-membrane protein F epitopes are highly immunogenic in mice when expressed on a plant virus.//Microbiology. 1999c. V.145. P. 211-220.

27. Brennan F.R., Jones T.D., Longstaff M., Chapman S., Bellaby T., Smith H., Xu F., Hamilton W.D.O., Flock J.I. Immunogenicity of peptides derived from a fibronectin-binding protein of S. aureus expressed on two different plant viruses. // Vaccine. 1999a. V. 17. P. 1846-1857.

28. Brown A., Parsons L., Culver J. Viral engineered MEMS. // Proceedings Power MEMS. 2009. P. 475-477.

29. Bruckman M.A., Hern S., Jiang K., Flask C., Yu X., Steinmetz N. Tobacco mosaic virus and spheres as supramolecular high-relaxivity MRI contrast agents. // Journal of Materials Chemistry B. 2013. V. 1. P. 1482-1490.

30. Bruckman M.A., Kaur G., Lee L.A., Xie F., Sepulveda J., Breitenkamp R., Zhang X., Joralemon M., Russell Т., Emrick Т., Wang Q. Surface modification of tobacco mosaic virus with "click" chemistry. // ChemBioChem. 2008. V. 9. P. 519523.

31. Brunei F.M., Lewis J.D., Destito G., Steinmetz N.F., Manchester M., Stuhlmann H., Dawson P.E. Hydrazone ligation strategy to assemble multifunctional viral nanoparticles for cell imaging and tumor targeting. // Nano Letters. 2010. V. 10. P. 1093-1097.

32. Brunner R., Jensen-Jarolim E., Pali-Scholl I. The ABC of clinical and experimental adjuvants - A brief overview. // Immunology Letters. 2010. V. 128. P. 29-35.

33. Butler P.J. Self-assembly of tobacco mosaic virus: the role of an intermediate aggregate generating both specificity and speed. // Philosophical Transactions of the Roal Society of London. Series B, Biological Sciences. 1999. V. 354. P. 537-550.

34. Butler P.J.J., Klug, A. The assembly of a virus. // Scientific American. 1978. V. 239. P. 62-69.

35. Cañizares M.C., Nicholson L., Lomonossoff G.P. Use of viral vectors for vaccine production in plants. // Immunology and Cell Biology. 2005. V. 83. P. 263270.

36. Carette N., Engelkamp H., Акра E., Pierre S.J., Cameron N.R., Christianen P.C., Maan J.C., Thies J.C., Weberskirh R„ Rowan A.E., Nolte R.J., Michon Т., Van Hest J.C. A virus-based biocatalyst. //Nature nanotechnology. 2007. V. 2. P. 226-229.

37. Caspar D.L.D. Assembly and stability of the tobacco mosaic virus particle. // Advances in Protein Chemistry. 1963. V. 18. P. 37-121.

38. Catty D. // Antibodies. A Practical Approach. 1989. V. 2.

39. Chandran D., Shahana P.V., Rani G.S., Sugumar P., Shankar C.R., Srinivasan V.A. Display of neutralizing epitopes of Canine parvovirus and T-cell epitope of the fusion protein of Canine distemper virus on chimeric tymovirus-like particles and its use as a vaccine candidate both against Canine parvo and Canine distemper. // Vaccine. 2010. V. 28. P. 132-139.

40. Chatterji A., Burns L.L., Taylor S.S. Lomonossoff G.P., Johnson J.E., Lin T., Porta C. Cowpea mosaic virus: from the presentation of antigenic peptides to the display of active biomaterials. // Intervirology. 2002. V. 45. P. 362-370.

41. Chatterji A., Ochoa W., Shamieh L., Salakian S.P., Wong S.M., Clinton G., Ghosh P., Lin T., Johnson J.E. Chemical conjugation of heterologous proteins on the surface of cowpea mosaic virus. // Bioconjugate Chemistry. 2004b. V. 15. P. 807-813.

42. Chatterji A., Ochoa W.F., Paine M., Ratna B.R., Johnson J.E., Lin T. (2004a) New addresses on an addressable virus nanoblock: uniquely reactive lys residues on cowpea mosaic virus. // Chemistry and Biology. 2004a. V. 11. P. 855-863.

43. Chen T.H., Chen T.H., Hu C.C., Liao J.T., Lee C.W., Lin M.Y., Liu H.J., Wang M.Y., Lin N.S., Hsu Y.H. Induction of protective immunity in chickens immunized with plant-made chimeric bamboo mosaic virus expressing very virulent bursal disease virus antigen. // Virus Research. 2012. V. 166. P. 109-115.

44. Choundry S., Kakkar V., Suman P., Chakrabarti K., Vrati S., Gupta S.K. Immunogenicity of zona pellucida glycoprotein-3 and spermatozoa YLP(12) peptides presented on Johnson grass mosaic virus-like particles. // Vaccine. 2009. V. 27. P. 2948-2953.

45. Dalsgaard K., Uttenthal E., Jones T.D., Xu F., Merryweather A., Hamilton W.D.O., Langeveld J.P.M., Boshuizen R.S., Kamstrup S., Lomonossoff G.P., Porta C., Vela C., Casal J.I., Meloen R.H., Rodgers P.B. Plant-derived vaccine protects target animals against a virus disease. // Nature Biotechnology. 1997. V. 15. P. 248-252.

46. Demir M., Stowell M.H.B. A chemoselective biomolecular template for assembling diverse nanotubular materials. // Nanotechnology. 2002. V. 13. P. 541544.

47. Denis J., Acosta-Ramirez E., Zhao Y., Hamelin M.E., Koukavica I., Baz M., Abed Y., Savard C., Paré C., Lopez Macias C., Boivin G., Leclerc D. Development of a universal influenza A vaccine based on the M2e peptide fused to the papaya mosaic virus (PapMV) vaccine platform. // Vaccine. 2008. V. 26. P. 3395-3403.

48. Denis J., Majeau N., Acosta-Ramirez E., Savard C., Bedard M.C., Simard S., Lecours K., Bolduc M., Paré C., Willems B., Shoukry N., Tessier P., Lacasse P., Lamarre A., Lapointe R., Lopez Macias C., Leclerc D. Immunogenicity of papaya mosaic virus - like particles fused to a hepatitis C virus epitope: evidence for the critical function of multimerization. // Virology. 2007. V. 363. P. 59-68.

49. Destito G., Schneemann A., Manchester M. Biomedical nanotechnology using virus-based nanoparticles. // Current Topics in Microbiology and Immunology. 2009. V. 327. P. 95-122.

50. Diaz-Avalos R., Caspar D. L. D. Structure of the stacked-disk aggregate of tobacco mosaic virus protein. // Biophysical Journal. 1998. V. 74. P. 595-603.

51. Diaz-Avalos R., Caspar D.L. Hyperstable stacked-disk structure of tobacco mosaic virus protein: electron cryomicroscopy image reconstruction related to atomic models. // Journal of Molecular Biology. 2000. V. 297. P. 67-72.

52. Donelly M.L., Luke G., Mehrota A., Li X., Hughes L.E., Gani D., Ryan M.D. Analysis of the aphthovirus 2A/2B polyprotein ' cleavage ' mechanism indicates not a proteolytic reaction, but a novel translational effect: a putative ribosomal ' skip '. // Journal of Geneneral Virology. 2001. V. 82. P. 1013-1025.

53. Donini M., Lico C., Baschieri S., Conti S., Magliani W., Polonelli L., Benvenuto E. Production of an Engineered Killer Peptide in Nicotiana benthamiana by using a Potato virus X Expression System. // Applied and environmental microbiology. 2005. V. 71. P. 6360-6367.

54. Douglas T., Strable E., Willits D., Aitouchen A., Libera M., Young M. Protein engineering of a viral cage for constrained nanomaterials synthesis. // Advanced Materials. 2002. V. 14. P. 415-418.

55. Durrani Z., Mclnerney T.L., McLain L., Jones T., Bellaby T., Brennan F.R., Dimmock N.J. Intranasal immunization with a plant virus expressing a peptide from HIV-1 gp41 stimulates better mucosal and systemic HIV-1-specific IgA and IgG than oral immunization. // Journal of Immunological Methods. 1998. V. 220. P. 93-103.

56. Ebeling W., Hennrich N., Klockow M., Metz H., Orth H.D., Lang H. Proteinase K from Tritirachium album Limber. // European Journal of Biochemistry.

1974. v.47. p. 91-97.

57. Edwards S.J., Hayden M.B., Hamilton R.C., Haynes J.A., Nisbet I.T., Jagadish M.N. High level production of potyvirus-like particles in insect cells infected with recombinant baculovirus. // Archives of Virology. 1994. V. 136. P. 375-380.

58. El Moustaine D., Perrier V., Smeller L., Lange R., Torrent J. Full-length prion protein aggregates to amyloid fibrils and spherical particles by distinct pathways. // The FEBS Journal. 2009. V. 275. P. 2021-2031.

59. Erokhina T.N., Zinovkin R.A., Vitushkina M.V., Jelkmann W., Agranovsky A. A. Detection of beet yellows closterovirus methyltransferase-like and helicase-like proteins in vivo using monoclonal antibodies. // Journal of General Virology. 2000. V. 81. P. 597-603.

60. Featherstone C. Vaccines by agriculture. // Molecular medicine today. 1996. V. 2. P. 278-281.

61. Fernández-Fernández M.R., Martínez-Torrecuadrada J.L., Casal J.I., García J.A. Development of an antigen presentation system based on plum pox potyvirus. // FEBS Letters. 1998. V. 427. P. 229-235.

62. Fernández-Fernández M.R., Martínez-Torrecuadrada J.L., Roncal F., Domínguez E., García J.A. Identification of immunogenic hot spots within plum pox potyvirus capsid protein for efficient antigen presentation. // Journal of Virology. 2002. V. 76. P. 12646-12653.

63. Fiers W., De Fillette M., Birkett A., Neirynck S., Min Jou W. A "universal" human influenza A vaccine. // Virus Research. 2004. V. 103. P. 173-176.

64. Filipe V., Hawe A., Jiskoot W. Critical evaluation of Nanoparticle tracking analysis (NTA) by Nanosight for the measurement of nanoparticles and protein aggregates. // Pharmaceutical research. 2010. V. 27. P. 796-810.

65. Fitchen J., Beachy R.N., Hein M.B. Plant virus expressing hybrid coat protein with added murine epitope elicits autoantibody response. // Vaccine. 1995. V. 13. P. 1051-1057.

66. Fox J.M., Wang G., Speir J.A., Olson N.H., Johnson J.E., Baker T.S., Young M.J. Comparison of the native CCMV virion with in vitro assembled CCMV virions by cryoelectron microscopy and image reconstruction. // Virology. 1998. V. 244. P. 212-218.

67. Fraenkel-Conrat H. Degradation of tobacco mosaic virus with acetic acid // Virology. 1957. V. 4. P. 1-4.

68. Fraenkel-Conrat H., Singer B. Virus reconstitution and the proof of the existence of genomic RNA. // Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological sciences. 1999. V. 354. P. 583-586.

69. Fraenkel-Conrat H., Singer B., Tsugita A. Purification of viral RNA by means of bentonite. //Virology. 1961. V. 14.P. 54-58.

70. Fujiyama K., Saejung W., Yanagihara I., Nakado J., Misaki R., Honda T., Watanabe Y., Seki T. In Planta Production of Immunogenic Poliovirus Peptide Using Tobacco Mosaic Virus-Based Vector system. // Journal of Bioscience and Bioengineering. 2006. V. 101. P. 398-402.

71. Gilleland H.E., Gilleland L.B., Staczek J., Harty R.N., García-Sastre A., Palese P., Brennan F.R., Hamilton W.D., Bendahmane M., Beachy R.N. Chimeric animal and plant viruses expressing epitopes of outer membrane protein F as a combined vaccine against Pseudomonas aeruginosa lung infection // FEMS Immunology Medical Microbiology. 2000. V. 27. P. 291-297.

72. Gillitzer E., Suci P., Young M., Douglas T. Controlled ligand display on a symmetrical protein-cage architecture through mixed assembly. // Small. 2006. V. 2. P. 962-966.

73. Gillitzer E., Willits D., Young M., Douglas T. Chemical modification of a viral cage for multivalent presentation. // Chemical Communications. 2002. P. 23902391.

74. Guttenplan J.B., Calvin, M. Tertiary and quaternary structure of tobacco mosaic virus and protein. I. Effect of pH on fluorescence and 2-p-toluidinylnaphthalene-6-sulfonate binding. // Biochimica et Biophysica Acta. 1973. V. 322. P. 294-300

75. Hamamoto H., Sugiyama Y., Nakagawa N., Hashida E., Matsunaga Y., Takemoto S., Watanabe Y., Okada Y. A new tobacco mosaic virus vector and its use for the systemic production of angiotensin-I-converting enzyme inhibitor in transgenic tobacco and tomato. // Biotechnology (NY). 1993. V. 11. P. 930-932.

76. Hammer N.D., Wang X., McGuffie B.A., Chapman M.R. Amyloids: Friend or Foe?//Journal of Alzheimer's Disease. 2008. V.13. P. 407-419.

77. Hammond J.M., Sproat K.W., Wise T.G., Hyatt A.D., Jagadish M.N., Coupar B.E. Expression of the potyvirus coat protein mediated by recombinant vaccinia vims and assembly of potyvirus-like particles in mammalian cells. // Archives of Virology. 1998. V. 143. P. 1433-1439.

78. Hammond R.W., Hammond J. Maize ray ado fmo virus capsid proteins assemble into virus-like particles in Escherichia coli. // Virus Research. 2010. V. 147. P. 208-215.

79. Hampson A.W. Vaccines for pandemic influenza. The history of our current vaccines, their limitations and the requirements to deal with a pandemic threat. // Annals academy of medicine. 2008. V. 37. P. 510-517.

80. Hanafi L.A., Bolduc M., Gagne M.E., Dufour F., Langelier Y., Boulassel M.R., Routy J.R., Leclerc D., Lapointe R. Two distinct chimeric potexviruses share antigenic cross-presentation properties of MHC class I epitopes. // Vaccine. 2010. V. 28. P. 5617-5626.

81. Hart R.G. Morphological changes accompanying thermal denaturation of Tobacco mosaic virus. // Biochimica et Biophysica Acta. 1956. V. 20. P. 388-389.

82. Haynes J., Cunningham J., von Seefried A., Lennick M., Garvin R.T., and Shen S. Development of a genetically-engineered, candidate polio vaccine employing the self-assembling properties of the tobacco mosaic virus coat protein. // Nature Biotechnology. 1986. V. 4. P. 637-641.

83. Hema M., Nagendrakumar S.B., Yamini R., Chandran D., Rajendra L, Thiagarajan D., Parida S., Paton D.J., Srinivasan V.A. Chimeric tymovirus-like particles displaying foot-and-mouth disease virus non-structural protein epitopes and its use for detection of FMDV-NSP antibodies. // Vaccine. 2007. V. 25. P. 4784-4794.

84. Holder P.G., Finley D.T., Stephanopoulos N., Walton R., Clark D.S., Francis M.B. Dramatic thermal stability of virus - polymer conjugates in hydrophobic solvents.//Langmuir. 2010. Vol. 26. P. 17383-17388.

85. Homer R.B., Goodman R.M. Circular dichroism and fluorescence studies on potato virus X and its structural components. // Biochimica et Biophysica Acta. 1975. V. 378. P. 296-304.

86. Ivanov K.I., Ivanov P.A., Timofeeva E.K., Dorokhov Y.L., Atabekov J.G. The immobilized movement proteins of two tobamoviruses form stable ribonucleoprotein complexes with full-length viral genomic RNA. // FEBS Letters. 1994. V. 346. P. 217-220.

87. Jagadish M.N., Hamilton R.C., Fernandez C.S., Schoofs P., Davern K.M., Kalnins H., Ward C. W., Nisbet I.T. High level production of hybrid potyvirus-like particles carrying repetitive copies of foreign antigens in Escherichia coli. // Biotechnology (NY). 1993b. V. 11. P. 1166-1170.

88. Jagadish M.N., Huang D., Ward C.W. Site-directed mutagenesis of a potyvirus coat protein and its assembly in Escherichia coli. // Journal of General Virology. 1993a. V. 74. P. 893-896.

89. Jagadish M.N., Ward C.W, Gough K.H, Tulloch P.A, Whittaker L.A, Shukla D.D. Expression of potyvirus coat protein in Escherichia coli and yeast and its assembly into virus-like particles. // Journal of General Virology. 1991. V. 72. P. 1543-1550.

90. Jennings G.T., Bachman M. F. The coming of age of virus-like particle vaccines. //Biological Chemistry. 2008. V. 389. P. 521-536.

91. Jiang L., Li Q., Li M., Zhou Z., Wu L., Fan J., Zhang Q„ Zhu H., Xu Z. A modified TMV-based vector facilitates the expression of longer foreign epitopes in tobacco. // Vaccine. 2006. V. 24. P. 109-115.

92. Joelson T., Akerblom L., Oxelfelt P., Strandberg B., Tomenius K., Morris T.J. Presentation of a forein peptide on the surface of tomato bushy stunt virus. // Journal of General Virology. 1997. V. 78. P. 1213-1217.

93. Johnson J.E., Lin T., Lomonossoff G.P. Presentation of heterologous peptides on plant viruses: genetics, structures and function. // Annual Review of Phytopathology. 1997. V. 35. P. 67-86

94. Kalnciema I., Skrastina D., Ose V., Pumpens P., Zeltins A. Potato virus Y-like particles as a new carrier for the presentation of foreign protein stretches. // Molecular Biotechnology. 2012. V. 52. P. 129-139.

95. Karpova O.V., Ivanov K.I., Rodionova N.P., Dorokhov Yu.L., Atabekov J.G. Nontranslatability and dissimilar behavior in plants and protoplasts of viral RNA and movement protein complexes formed in vitro. // Virology. 1997. V. 230. P. 1121.

96. Klem M.T., Willits D., Young M., Douglas T. 2-D Array formation of genetically engineered viral cages on Au surfaces and imaging by atomic force microscopy. // Journal of the American Chemical Society. 2003. V. 125. P. 1080610807.

97. Klug A. The tobacco mosaic virus particle: structure and assembly. // Philosophical Transactions of the Roal Society of London. Series B, Biological Sciences. 1999. V. 354. P. 531-536.

98. Koo M., Bendahmane M., Lettieri G.A., Paoletti A.D., Lane T.E., Fitchen J.H., Buchmeier M.J., Beachy R.N. Protective immunity against murine hepatitis virus (MHV) induced by intranasal or subcutaneous administration of hybrids of tobacco mosaic virus that carries an MHV epitope. // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 1999. V. 96. P. 7774-7779.

99. Krebs M.R., Devlin G.L., Donald A.M. Amyloid fibril-like structure underlies the aggregate structure across the pH range for beta-lactoglobulin. // Biophysical Journal. 2009. V. 96. P. 5013-2019.

100. Lacasse P., Denis J., Lapointe R., Leclerc D., Lamarre A. Novel plant virus-based vaccine induces protective cytotoxic T-lymphocyte-mediated antiviral immunity through dendritic cell maturation. // Journal of Virology. 2008. V. 82. P. 785-794.

101. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. //Nature. 1970. V. 227. P. 680-685.

102. Lamb R.A., Zebedee S.L., Richardson C.D. Influenza virus M2 protein is an integral membrane protein expressed on the infected-cell surface. // Cell. 1985. V. 40. P. 627-633.

103. Langer F., Eisele Y.S., Fritschi S.K., Staufenbiel M., Walker L.C. Soluble A(3 seeds are potent inducers of cerebral (3-amyloid deposition. // The Journal of Neuroscience. 2011. V. 31. P. 14488-14495.

104. Lauffer M. A., Stevens C. L. Structure of the tobacco mosaic virus particle; polymerization of tobacco mosaic virus protein. // Advances in Virus Research. 1968. V. 13. P. 1-63.

105. Lauffer M.A., Price W.C. Thermal denaturation of tobacco mosaic virus. // The Journal of Biological Chemistry. 1940. V. 133. P. 1-15.

106. Leclerc D., Beauseigle D., Denis J., Morin H., Paré C., Lamarre A., Lapointe R. Proteasome-independent major histocompatibility complex class I cross -presentation mediated by papaya mosaic virus-like particles leads to expansion of specific human T cells. // Journal of Virology. 2007. V. 81. P. 1319-1326.

107. Leong H.S. Steinmetz N.F., Ablack A., Destito G., Zijlstra A., Stuhlmann H., Manchester M., Lewis J.D. Intravital imaging of embryonic and tumor neovasculature using viral nanoparticles. //Nature Protocols. 2010. V. 5. P. 1406-1417.

108. LeVine III H. Thioflavine T interactions with amyloid (3-sheet structures. // Amyloid. 1995, V. 2. P. 1-6.

109. Lewis J.D., Destito G., Zjilstra A., Gonzalez M.J., Quigley J., Manchester M., Stuhlmann H. Viral nanoparticles (VNPs) as tools for intravital vascular imaging. //Nature Medicine. 2006. V. 12. P. 354-360.

110. Li Q., Jiang L., Li M., Li P., Zhang Q., Song R., Xu Z. Morphology and stability changes of recombinant TMV particles caused by a cysteine residue in the foreign peptide fused to the coat protein. // Journal of Virological Methods. 2007. V. 140. P. 212-217.

111. Li Q., Li M., Jiang L., Zhang Q., Song R., Xu Z. TMV recombinants encoding fused foreign transmembrane domains to the CP subunit caused local necrotic response on susceptible tobacco. // Virology. 2006. V. 348. P. 253-259.

112. Lico C., Capuano F., Renzone G., Donnini M., Marusic C., Scaloni A., Benvenuto E., Baschieri S. Peptide display on Potato virus X: molecular features of the coat protein-fused peptide affecting cell-to-cell and phloem movement of chimeric virus particles. // Journal of General Virology. 2006. V. 87. P. 3103-3112.

113. Lico C., Chen Q., Santi L. Viral vectors for production of recombinant proteins in plants. // Journal of Cellular Physiology. 2008. V. 216. P. 366-377.

114. Lico C., Mancini C., Italiani P., Betti C., Boraschi D., Benvenuto E., Baschieri S. Plant-produced potato virus X chimeric particles displaying an influenza virus-derived peptide activate specific CD8+ T cells in mice. // Vaccine. 2009. V. 27. P. 5069-5076.

115. Liepold L., Anderson S., Willits D., Oltrogge L., Frank J.A., Douglas T., Young M. Viral capsids as MRI contrast agents. // Magnetic Resonance in Medicine. 2007. V. 58. P. 871-879.

116. Lim A.A., Tachibanaa S., Watanabe Y., Wong S.M. Expression and purification of a neuropeptide nocistatin using two related plant viral vectors. // Gene. 2002. V. 289. P. 69-79.

117. Lin T., Johnson J.E. Structure of picorna-like plant viruses: implications and applications. // Advances in Virus Research. 2003. V. 62. P. 167-239.

118. López-Moya J.J., Fernández-Fernández M.R., Cambra M., García, J.A. Biotechnological aspects of plum pox virus. // Journal of Biotechnology. 2000. V. 76. P. 121-136.

119. Maidment B.W.Jr., Papsidero L.D., Chu T.M. Isoelectric focusing - a new approach to the study of immune complexes. // Journal of Immunological Methods. 1980. V. 35.P.297-306.

120. Makin O.S., Atkins E., Sikorski P., Johansson J., Serpell L.C. Molecular basis for amyloid fibril formation and stability. // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2005. V. 102. P. 315-320.

121. Marconi G., Albertini E., Barone P., De Marchis F., Lico C., Marusic C., Rutili D., Veronesi F., Porceddu A. In planta production of two peptides of the Classical Swine Fever Virus (CSFV) E2 glycoprotein fused to the coat protein of potato virus X. // BMC Biotechnology. 2006. V. 6. P. 29.

122. Marusic C., Rizza P., Lattanzi L., Mancini C., Spada M., Belardelli F., Benvenuto E., Capone I. Chimeric plant virus particles as immunogens for inducing murine and human immune responses against human immunodeficiency virus type 1. // Journal of Virology. 2001. V. 75. P. 8434-8439.

123. McCormick A.A., Corbo T.A., Wykoff-Clary S., Nguyen L.V., Smith M.L., Palmer K.E., Pogue G.P. TMV-peptide fusion vaccines induce cell-mediated immune responses and tumor protection in two murine models. // Vaccine. 2006. Vol. 24. P. 6414-6423.

124. McCormick A.A., Palmer K.E. Genetically engineered tobacco mosaic virus as nanoparticle vaccines. // Expert Review of Vaccines. 2008. V. 7. P. 33-41.

125. Mckinney R.M., Spillane J.T., Pearce G.W. A simple method for determining the labeling efficiency of fluorescein isothiocyanate products. // Analytical biochemistry. 1966. V. 14. P. 421-428.

126. McLain L., Durrani Z., Wisniewski L.A., Porta C., Lomonossoff G.P., Dimmock N.J. Stimulation of neutralizing antibodies to human immunodeficiency virus type 1 in three strains of mice immunized with a 22 amino acid peptide of gp41 expressed on the surface of a plant virus. // Vaccine. 1996. V. 14. P. 799-810.

127. McLain L., Porta C., Lomonossoff G.P., Durrani Z., Dimmock N.J. Human immunodeficiency virus type 1-neutralizing antibodies raised to a glycoprotein 41 peptide expressed on the surface of a plant virus. // AIDS Research and Human Retroviruses. 1995. V. 11. P. 327-334.

128. Medintz I.L., Sapsford K.E., Konnert J.H., Chatterji A., Lin T., Johnson J.E., Mattoussi H. Decoration of discretely immobilized cowpea mosaic virus with luminescent quantum dots. //Langmuir. 2005. V. 21. P. 5501-5510.

129. Meshcheryakova Yu.A., Eldarov M.A., Migunov A.I., Stepanova L.A., Repko I.A., Kiselev C.I., Lomonossoff G.P., Skryabin K.G. Cowpea mosaic virus chimeric particles bearing the ectodomain of matrix protein 2 (M2E) of the influenza A virus: production and characterization. // Molecular Biology. 2009. V. 43. P. 685694.

130. Montague N.P., Thuenemann E.C., Saxena P., Saunders K., Lenzi P., Lomonossoff G.P. Recent advances of cowpea mosaic virus-based particle technology. // Human Vaccines. 2011. V. 7. P. 383-390.

131. Morin H., Tremblay M. H., Plante E., Paré C., Majeau N., Hogue R., Leclerc D. High avidity binding of engineered papaya mosaic virus virus-like particles to resting spores of Plasmodiophora Brassicae. // Journal of Biothechonology. 2007. V. 128. P. 423-434.

132. Namba K., Pattanayek R., Stubbs G. Visualization of protein-nucleic acid interactions in a virus. Refined structure of intact tobacco mosaic virus at 2.9 Á resolution by X-ray fiber diffraction. // Journal of Molecular Biology. 1989. V. 208. P. 307-325

133. Natilla A., Hammond R.W. Analysis of the solvent accessibility of cysteine residues on maize rayado fino virus virus-like particles produced in Nicotiana benthamiana plants and cross-linking of peptides to VLPs. // Journal of visualized experiments. 2013. doi: 10.3791/50084.

134. Natilla A., Hammond R.W. Maize rayado fino virus virus-like particles expressed in tobacco plants: A new platform for cysteine selective bioconjugation peptide display. // Journal of Virological Methods. 2011. V. 178. P. 209-215.

135. Natilla A., Piazzolla G., Nuzzaci M., Saldarelli P., Tortorella C., Antonaci S., Piazzolla P. Cucumber mosaic virus as carrier of a Hepatitis C virus-derived epitope. //Archives of Virology. 2004. V. 149. P. 137-154.

136. Negrouk v., Eisner G., Midha S., Lee H.I., Bascomb N., Gleba Y. Affinity purification of streptavidin using tobacco mosaic virus particles as purification tags. // Analytical Biochemistry. 2004. V. 333. P. 230-235.

137. Nilsson M.R. Techniques to study amyloid fibril formation in vitro. // Methods. 2004. V. 34. P. 151-160.

138. Noad R, Roy P. Virus-like particles as immunogens. // TRENDS in Microbiology. 2003. V. 11. P. 438-444.

139. Novikov V.K., Atabekov J.G. A study of the mechanism controlling the host range of plant virus. I. Virus-specific receptors of Chenopodium amaranticolor. // Virology. 1970. V. 41. P. 101-107.

140. Nuzzaci M., Bochicchio I., De Stradis A., Vitti A., Natilla A., Piazzolla P. Structural and biological properties of Cucumber mosaic virus particles carrying hepatitis C virus-derived epitopes. // Journal of Virological Methods. 2009. V. 155. P. 118-121.

141. Nuzzaci M., Piazzolla G., Vitti A., Lapelosa M., Tortorella C., Stella I., Natilla A., Antonaci S., Piazzolla P. Cucumber mosaic virus as a presentation system for a double hepatitis C virus-derived epitope. // Archives of Virology. 2007. V. 152. P. 915-928.

142. Nuzzaci M., Vitti A., Condelli V., Lanorte M.T., Tortorella C., Boscia D. In vitro stability of Cucumber mosaic virus nanoparticles carrying a Hepatitis C virus-derived epitope under simulated gastrointestinal conditions and in vivo efficacy of an edible vaccine. //Journal of Virological Methods. 2010. V. 165. P. 211-215.

143. O'Brien G.J., Bryant C.J, Voogd C, Greenberg H.B, Gardner R.C, Bellamy A.R. Rotavirus VP6 expressed by PVX vectors in Nicotiana benthamiana coats PVX rods and also assembles into viruslike particles. // Virology. 2000. V. 270. p. 444-453.

144. Ooi A., Tan S., Mohamed R., Rahman N.A., Othman R.Y. The full-length clone of cucumber green mottle mosaic virus and its application as an expression system for Hepatitis B surface antigen. // Journal of Biotechnology. 2006. V. 121. P. 471-481.

145. Oster G. Studies on the sonic treatment of tobacco mosaic virus. // The Journal of General Physiology. 1947. V. 31. P. 89-102.

146. Oster G. The isoelectric points of some strains of tobacco mosaic virus. // Journal of Biological Chemistry. 1951. V. 190. P. 55-59.

147. Palmer K.E., Benko A., Doucette S.A., Cameron T.I, Foster T., Hanley K.M., McCormick A.A., McCulloch M., Pogue G.P., Smith M.L., Christensen N.D. Protection of rabbits against cutaneous papillomavirus infection using recombinant tobacco mosaic virus containing L2 capsid epitopes. // Vaccine. 2006. V. 24. P. 55165525.

148. Phelps J.P., Dang N., Rasochova L. Inactivation of cowpea mosaic virus-like particles displaying peptide antigens from Bacillus anthracis. // Journal of Virological Methods. 2007a. V. 141. P. 146-153.

149. Phelps J.P., Dao P., Jin H., Rasochova L. Expression and self-assembly of cowpea chlorotic mottle virus-like particles in Pseudomonas fluorescens. // Journal of Biotechnology. 2007b. V. 128. P. 290-296.

150. Piazzolla G., Nuzzaci M., Tortorella C., Panella E., Natilla A., Boscia D. De Stradis A., Piazzolla P., Antonaci S. Immunogenic properties of a chimeric plant virus expressing a hepatitis C virus (HCV)-derived epitope: new prospects for an HCV vaccine. // Journal of Clinical Immunoljgy. 2005. V. 25 P. 142-152.

151. Piazzolla G, Nuzzaci M, Vitti A, Napoli N, Schiavone M, Piazzolla P, Antonaci S, Tortorella C. Apoptotic effects of a chimeric plant virus carrying a mimotope of the hepatitis C virus hypervariable region 1: role of caspases and endoplasmic reticulum-stress. // Journal of Clinical Immunology. 2012. V. 32. P. 866876.

152. Porta C, Spall V.E, Findlay K.C, Gergerich R.C, Farrance C.E, Lomonossoff G.P. Cowpea mosaic virus-based chimaeras: effects of inserted peptides on the phenotype, host-range and transmissibility of the modified viruses. // Virology. 2003. V. 310. P. 50-63.

153. Porta C, Spall V.E, Loveland J, Johnson J.E, Barker P.J, Lomonossoff G.P. Development of cowpea mosaic virus as a high-yielding system for the presentation of foreign peptides. // Virology. 1994. V. 202. P. 949-955.

154. Portney N.G, Singh K, Chaudhary S, Destito G, Schneemann A, Manchester M, Ozkan M. Organic and inorganic nanoparticle hybrids. // Langmuir. 2005. V. 21. P. 2098-2103.

155. Prasuhn D.E.Jr., Yeh R.M, Obenaus A, Manchester M, Finn M.G. Viral MRI contrast agents: coordination of Gd by native virions and attachment of Gd complexes by azide-alkyne cycloaddition. // Chemical Communication. 2007. P. 1269-1271.

156. Raja K.S, Wang Q, Finn M.G. Icosahedral virus particles as polyvalent carbohydrate display platforms. // ChemBioChem. 2003. V. 4. P. 1348-1351.

157. Rioux G, Babin C, Majeau N, Leclerc D. Engineering of papaya mosaic virus (PapMV) nanoparticles through fusion of the HAI 1 peptide to several putative surface-exposed sites. // PLoS one. 2012. V. 7. e31925.

158. Royston E., Ghosh A., Kofinas P., Harris M.T., Culver J.N. Self-assembly of virus structured high surface area nano-materials and their application as battery electrodes. // Langmuir. 2008. V. 23. P. 906-912.

159. Saini M., Vrati S. A Japanese encephalitis virus peptide present on Johnson grass mosaic virus-like particles induces virus-neutralizing antibodies and protects mice against lethal challenge. // Journal of Virology. 2003. V. 77. P. 3487-3494.

160. Sainsbury F., Cañizares M. C., Lomonossoff G. P. Cowpea mosaic virus: the plant virus-based biotechnology workhorse. // Annual Review Phytopathology. 2010. V. 48. P. 437-455.

161. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis // Molecular Cloning a Laboratory Manual, 2nd edn. Cold Spring Harbor, New York: Cold Spring Harbor Laboratory. 1989.

162. Sanchez-Navarro J., Miglino R., Ragozzino A., Bol J.F. Engineering of alfalfa mosaic virus RNA 3 into an expression vector. // Archives of Virology. 2001. V. 146. P. 923-939

163. Santa Cruz S., Chapman S., Roberts A.G., Roberts I.M., Prior D.A.M., Oparka K.J. Assembly and movement of a plant virus carrying a green fluorescent protein overcoat. // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 1996. V. 93. P. 6286-6290.

164. Sapsford K.E., Soto C.M., Blum A.S., Chatterji A., Lin T., Johnson J.E., Ligler F.S., Ratna B.R. A cowpea mosaic virus nanoscaffold for multiplexed antibody conjugation: application as an immunoassay tracer. // Biosensors Bioelectronics. 2006. V. 21. P. 1668-1673.

165. Saunders K., Sainsbury F., Lomonossoff G.P. Efficient generation of cowpea mosaic virus empty virus-like particles by the proteolytic processing of precursors in insect cells and plants. // Virology. 2009. V. 393. P. 329-337.

166. Savard C., Guerin A., Drouin K., Bolduc M., Laliberte-Gagne M.E., Dumas M.C., Majeau N. Leclerc D. Improvement of the trivalent inactivated flu vaccine using PapMV nanoparticles. // PLoS One. 2011. V. 6. e21522.

167. Savard C., Laliberte-Gagne M.E., Babin C., Bolduc M., Guerin A., Drouin K., Forget M.A., Majeau N., Lapointe R., Leclerc D. Improvement of the PapMV nanoparticle adjuvant property through an increased of its avidity for the antigen [influenza NP], //Vaccine. 2012. V. 30. P. 2535-2542.

168. Schlick T.L., Ding Z., Kovacs E.W., Francis M.B. Dual-surface modification of the tobacco mosaic virus. // Journal of the American Chemical Society. 2005. V. 127. P. 3718-3723.

169. Scholthof H.B., Scholthof K.B., Jackson A.O. Plant virus gene vectors for transient expression of foreign proteins in plants. // Annual Review of Phytopathology. 1996. V. 34. P. 299-323.

170. Schubert D., Krafczyk B. Circular dichroism studies on the reversible depolymerization of tobacco mosaic virus protein. // Biochimica et Biophysica Acta. 1969. V.188. P. 155-157

171. Schultz-Cherry S., Jones J. Influenza vaccines: the good, the bad, and the eggs. // Advances in Virus Research. 2010. V. 77. P. 63-84.

172. Sehgal O.P., Jean J., Bhalla R.B., Soong M.M., Krause G.F. Correlation between buoyant density and ribonucleic acid content in viruses. // Phytopathology. 1959. V. 60. P. 1778-1784.

173. Semenova A.A., Goodilin E.A., Brazhe N.A., Ivanov V.K., Baranchikov A.E., Lebedev V.A., Goldt A.E., Sosnovtseva O.V., Savilov S.V., Egorov A.V., Brazhe A.R., Parshina E.Y., Luneva O.G., Maksimov G.V., Tretyakov Y.D. Planar SERS nanostructures with stochastic silver ring morphology for biosensor chips. // Journal of Materials Chemistry. 2012. V. 22. P. 24530-24544.

174. Sen Gupta S., Kuzelka J., Sing P., Lewis W.G., Manchester M., Finn M.G. Accelerated bioorthogonal conjugation: a practical method for the ligation of diverse functional molecules to a polyvalent virus scaffold. // Bioconjugate Chemistry. 2005. V. 16. P. 1572-1579.

175. Shanks M., Lomonossoff G.P. Co-expression of the capsid proteins of the cowpea mosaic virus in insect cells leads to the formation of virus-like particles. // Journal of General Virology. 2000. V. 81. P. 3093-3097.

176. Shie M., Dobrov E.N., Tikchonenko T.I. A comparative study of tobacco mosaic virus and cucumber virus 4 by laser raman spectroscopy. // Biochemical and biophysical research communications. 1978. V. 81. P. 907-914.

177. Shingu Y., Yokomizo S., Kimura M., Ono Y., Yamaguchi I., Hammomoto H. Conferring cadmium resistance to mature tobacco plants through metal-adsorbing particles of tomato mosaic virus vector. // Plant Biothechnology Journal. 2006. V. 4. P. 281-288.

178. Shukla S., Ablack A.L., Wen A.M., Lee K.L., Lewis J.D. Increased tumor homing and tissue penetration of the filamentous plant viral nanoparticle potato virus X. //Molecular Pharmaceutics. 2013. V. 10. P. 33-42.

179. Siegal A., Hudson W. Equilibrium centrifugation of two strains of tobacco mosaic virus in density gradients. // Biochimica et Biophysica Acta. 1959. V. 34. P. 254-255.

180. Silva D.G., Cooper P.D., Petrovsky N. Inulin-derived adjuvants efficiently promote both Thl and Th2 immune responses. // Immunology and Cell Biology. 2004. V. 82. P. 611-616.

181. Skryabin K.G., Morozov S.Yu., Kraev A.S., Rozanov M.N., Chernov B.K., Lukasheva L.I., Atabekov J.G. Conserved and variable elements in RNA genomes of potexviruses. //FEBS Letters. 1988. V. 240. P. 33-40.

182. Skuzeski J.M., Nichols L.M., Gesteland R.F., Atkins J.F. The signal for a leaky UAG stop codon in several plant viruses includes the two downstream codons. // Journal of Molecular Biology. 1991. V. 218. P. 365-373.

183. Smith K.M., Lauffer M.A. // Advances in Virus Research. 1968. V. 13. P. 42-45.

184. Smith M.L., Lindbo J.A., Dillard-Tem S., Brosio P.M., Lasnik A.B., McCormick A.A., Nguyen L.V., Palmer K.E. Modified tobacco mosaic virus particles as scaffolds for display of protein antigens for vaccine applications // Virology. 2006. V. 348. P. 475-488.

185. Smolenska L., Roberts I.M., Learmoth D., Porter A.J., Harris W.J., Wilson T.M., Santa Cruz S. Production of a functional single chain antibody attached to the surface of a plant virus. // FEBS Letters. 1998. V. 441. P. 379-382.

186. Snapper C.M., Mond J.J. Towards a comprehensive view of immunoglobulin class switching. // Immunology Today. 1993. V. 14. P. 15-17.

187. Soto C.M., Blum A.S., Wilson C.D., Lazorcik J., Kim M., Gnade B., Ratna B.R. Separation and recovery of intact gold-virus complex by agarose electrophoresis and electroelution: application to the purification of cowpea mosaic virus and colloidal gold complex. // Electrophoresis. 2004. V. 25. P. 2901-2906.

188. Soto C.M., Ratna B.R. Virus hybrids as nanomaterials for biotechnology. // Current Opinion in Biotechnology. 2010. Vol. 21. P. 426-438.

189. Sreerama N., Woody R.W. Computation and Analysis of Protein Circular Dichroism Spectra. //Numerical Computer Methods. 2004. V. 383. P. 318-351.

190. Staczek J., Bendahmane M., Gilleland L.B., Beachy R.N., Gilleland H.E.Jr. Immunization with a chimeric tobacco mosaic virus containing an epitope of outer membrane protein F of Pseudomonas aeruginosa provides protection against challenge with P. aeruginosa. // Vaccine. 2000. V. 18. P. 2266-2274.

191. Steinmetz N.F., Ablack A.L., Hickey J.L., Ablack J., Manocha B., Mymryk J.S., Luyt L.G., Lewis J.D. Intravital imaging of human prostate cancer using viral nanoparticles targeted to gastrin-releasing peptide receptors. // Small. 2011. V. 7. P. 1664-1672.

192. Steinmetz N.F., Mertens M.E., Taurog R.E., Johnson J.E, Commandeur U., Fisher R., Manchester M. Potato virus X a novel platform for potential biomedical applications. // Nano Letters. 2010. V. 10. P. 305-312.

193. Strable E., Finn M.G. Chemical modification of viruses and virus-like particles. // Current Topics in Microbiology and Immunology. 2009. V. 327. P. 1-21.

194. Strable E., Johnson J.E., Finn M.G. Natural nanochemical building blocks: icosahedral virus particles organized by attached oligonucleotides. // Nano Letters. 2004. V. 4. P. 1385-1389.

195. Suci P.A., Berglund D.L., Liepold L., Brumfield S., Pitts B., Davidson W., Oltrogge L., Hoyt K.O., Codd S., Stewart P.S., Young M., Douglas T. High-density targeting of a viral multifunctional nanoplatform to a pathogenic, biofilm-forming bacterium. // Chemistry&Biology. 2007a. V. 14. P. 387-398.

196. Suci P.A., Varpness Z., Gillitzer E., Douglas T., Young M. Targeting and photodynamic killing of a microbial pathogen using protein cage architectures functionalized with a photosensitizer. // Langmuir. 2007b. V. 23. P. 12280-12286.

197. Sugiyama Y., Hamamoto H., Takemoto S., Watanabe Y., Okada Y. Systemic production of foreign peptides on the particle surface. // FEBS Letters. 1995. V. 359. P. 247-250.

198. Sureshbabu N., Kirubagaran R., Jayakumar R. Surfactant-induced conformational transition of amyloid beta-peptide. // European Biophysics Journal. 2009. V. 38. P. 355-367.

199. Takamatsu N., Watanabe Y, Yanagi H, Meshi T, Shiba T, Okada Y. Production of enkephalin in tobacco protoplasts using tobacco mosaic virus RNA vector. // FEBS Letters. 1990. V. 269. P. 73-76.

200. Taylor K.M, Lin T, Porta C, Mosser A.G, Giesing H.A, Lomonossoff G.P, Johnson J.E. Influence of three dimensional structure on the immunogenicity of a peptide expressed on the surface of a plant virus. // Journal of Molecular Recognition. 2000. V. 13. P. 71-82.

201. Teoh P.G, Ooi A.S., AbuBakar S, Othman R.Y. Virus-specific read-through codon preference affects infectivity of chimeric cucumber green mottle mosaic viruses displaying a dengue virus epitope. // Journal of Biomedicine and biotechnology. 2009. V. 2009. P. 781712.

202. Tollin P, Bancroft J.B, Richardson J.F, Payne N.C, Beveridge T.J. Diffraction studies of papaya mosaic virus. // Virology. 1979. V. 98. P. 108-115.

203. Tremblay M, Majeau N, Gagne M.L, Lecours K, Morin H, Duvignaud J, Bolduc M, Chouinard N, Pare C, Gange S, Leclerc D. Effect of mutations K97A and E128A on RNA binding and self assembly of papaya mosaic potexvirus coat protein. //FEBS Journal. 2006. V. 273. P. 14-25.

204. Turpen T.H. Tobacco mosaic virus and the virescence of biothechnology. // Philosophical Transactions of the Roal Society of London. Series B. 1999. V. 354. P. 665-673.

205. Turpen T.H, Reinl S.J, Charoenvit Y, Hoffman S.L, Fallarme V, Grill L.K. Malarial epitopes expressed on the surface of recombinant tobacco mosaic virus. //Biotechnology (NY). 1995. V. 13. P. 53-57.

206. Tyulkina L.G, Skurat E.V, Frolova O.Yu, Komarova E.M, Karger E.M, Atabekov I.G. New viral vector for superproduction of epitopes of vaccine proteins in plants. // Acta Naturae. 2011. V. 4. P. 73-82.

207. Usha R., Rohll J.B., Spall V.E., Maule A.J., Johnson J.E., Lomonossoff G.P.. Expression of an animal virus antigenic site on the surface of a plant virus particle. // Virology. 1993. V. 197. P. 366-374.

208. Ushde K., Fisher R., Commandeur U. Expression of multiple foreign epitopes presented as synthetic antigens on the surface of potato virus X particles. // Archives of Virology. 2005. V. 150. P. 327-340.

209. Ushde-Holzem K., Fisher R., Commandeur U. Genetic stability of recombinant potato virus X virus vectors presenting foreign epitopes. // Archives of Virology. 2007. V. 152. P. 805-811.

210. Ushde-Holzem K., Schlosser V., Viazov S., Fischer R., Commandeur U. Immunogenic properties of chimeric potato virus X particles displaying the hepatitis C virus hypervariable region I peptide R9. // Journal of Virological Methods. 2010. V. 166. P. 12-20.

211. Verde C., Malorni A., Parente A. The primary structure of papaya mosaic virus coat protein: a revision. // Journal of Protein Chemistry. 1989. Vol. 8. P. 795805.

212. Virudachalam R., Harrington M., Markeley J.L. Thermal stability of cowpea mosaic virus components: differential scanning calorimetry studies. // Virology. 1985. V. 146. P. 138-140.

213. Vitti A., Piazzolla G., Condelli V., Nuzzaci M., Lanorte M.T., Boscia D., De Stradis A., Antonaci S., Piazzolla P.,Tortorella C. Cucumber mosaic virus as the expression system for a potential vaccine against Alzheimer's disease. // Journal of Virological. 2010. V. 169. P. 332-340.

214. Volkova E.G., Kurchashova S.Y., Polyakov V.Y., Sheval E.V. Self-organization of cellular structures induced by the overexpression of nuclear envelope proteins: a correlative light and electron microscopy study. // Journal of Electron Microscopy. 2010. V. 60. P. 57-71.

215. Wang Q., Kaltgrad E., Lin T., Johnson J.E., Finn M.G. Natural supramolecular building blocks: wild-type cowpea mosaic virus. // Chemistry & Biology. 2002a. V. 9. P. 805-811.

216. Wang Q., Lin T., Johnson J.E., Finn M.G. Natural supramolecular building blocks: cysteine added mutants of cowpea mosaic virus. // Chemistry & Biology. 2002b. V. 9. P. 813-819.

217. Wang Q., Lin T., Tang L., Johnson J.E., Finn M.G. Icosahedral virus particles as addressable nanoscale building blocks. // Angewandte Chemie (International Edition in English). 2002c. V. 41. P. 459-462.

218. Wang Q., Raja K.S., Janda K.D., Lin T., Finn M.G. Blue fluorescent antibodies as reporters of steric accessibility in virus conjugates. // Bioconjugate Chemistry. 2003. Vol. 14. P. 38-43.

219. Wellink J., Verver J., Lent J.V., Kämmen A.V. Capsid proteins of cowpea mosaic virus transiently expressed in protoplasts form virus-like particles. // Virology. 1996. V. 224. P. 352-355.

220. Werner S., Marillonnet S., Hause G., Klimyuk V., Gieba Y. Immunoabsorbent nanoparticles based on a tobamovirus displaying protein A. // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2006. V. 103. P. 1768-17683.

221. Wittmann H.G. Darstellung und physikochemiche Peptidketten des Tabakmosaikvirus. //Experientia. 1959. V. 15. P. 174-175.

222. Wu L, Jiang L, Zhou Z, Fan J, Zhang Q, Zhu H, Han Q, Xu Z. Expression of foot-and-mouth disease virus epitopes in tobacco by a tobacco mosaic virus-based vector. // Vaccine. 2003. V. 21. P. 4390-4398.

223. Wu Z, Chen K, Yildiz I, Dirksen A, Fisher R, Dawson P.E, Steinmetz N.F. Development of viral nanoparticles for efficient intracellular delivery. // Nanoscale. 2012. Vol. 4. P. 3567-3576.

224. Yang C.D, Liao J. T, Lai C.Y, Jong M.H, Liang C.M, Lin Y.L, Lin N.S, Hsu Y.H, Liang S.M. Induction of protective immunity in swine by recombinant bamboo mosaic virus expressing foot-and-mouth disease virus epitopes. // BMC Biotechnology. 2007. V. 7. P. 62.

225. Yi H., Nisar S, Lee S.Y, Powers M.A, Bentley W.E, Payne G.F, Ghodssi R, Rubloff G.W, Harris M.T, Culver J.N. Patterned assembly of genetically modified viral nanotemplates via nucleic acid hybridization. //Nano Letters. 2005. V. 5. P. 1931-1936.

226. Yin Z, Nguyen H.G, Chowdhury S, Bentley P, Bruckman M.A, Miermont A, Gildersleeve J.C, Wang Q, Huang X. Tobacco mosaic virus as a new carrier for tumor associated carbohydrate antigens. // Bioconjugate Chemistry. 2012. V. 23. P. 1694-1703.

227. Yusibov V, Mett V, Mett V, Davidson C, Musiychuk K, Gilliam S, Farese A, Macvittie T, Mann D. Peptide-based candidate vaccine against respiratory syncytial virus. //Vaccine. 2005. V. 23. P. 2261-2265.

228. Yusibov V, Rabindran S, Commandeur U, Twyman R.M, Fischer R. The potential of plant virus vectors for vaccine production. // Drugs R. D. 2006. V. 7. P. 203-217.

229. Zaitlin M., Israel H.W. Tobacco mosaic virus (type strain). // CMI/AAB Descriptions of Plant Viruses. 1975. № 151.

230. Zelada A.M., Calamante G., de la Paz Santangelo M., Bigi F., Verna F., Mentaberry A., Cataldi A. Expression of tuberculosis antigen ESAT-6 in Nicotiana tabacum using a potato virus X-based vector. // Tuberculosis (Edinb.). 2006. V. 86. P. 263-267.