Изучение регуляторной функции С-концевого сегмента рековерина тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.10, кандидат химических наук Колпакова, Татьяна Валерьевна

• Колпакова, Татьяна Валерьевна
• кандидат химических наук
• 2012

Оглавление диссертации кандидат химических наук Колпакова, Татьяна Валерьевна

ОГЛАВЛЕНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Роль кальциевых сигналов в нейронах

2. Общая характеристика нейрональных Са2+-связывающих белков

3. Кальмодулин

4. Нейрональные кальциевые сенсоры (НКС)

4.1. Тканевая и клеточная локализация НКС

4.2. Первичная структура и посттрансляционное модифицирование НКС

4.3. Са -связывающие центры НКС

4.4. Пространственная структура НКС

4.4.1. Структура бескальциевых форм НКС

044.4.2. Механизм Са -миристоильного переключателя НКС

4.4.3. Структура Са2+-связанных форм НКС

4.5. Особенности функционирования НКС

4.5.1. Чувствительность НКС к Са2+и1У^2+

4.5.2. Взаимодействие НКС с мембранами и их внутриклеточная локализация

4.5.3. НКС: участие во внутриклеточных процессах и белки-мишени

4.5.4. Структурные аспекты взаимодействия НКС с их мишенями

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

1. Получение С-концевых делеционных мутантов рековерина

2. Исследование термостабильности С-концевых делеционных мутантов рековерина

3. Исследование Са2+-зависимых свойств С-концевых делеционных мутантов рековерина

4. Исследование способности С-концевых делеционных мутантов рековерина взаимодействовать с родопсинкиназой

5. Исследование способности С-концевых делеционных мутантов рековерина ингибировать активность родопсинкиназы

6. Исследование способности С-концевых делеционных мутантов рековерина экспонировать гидрофобный карман

7. Химерный белок рековерина и GCAP2: получение, термостабильность и способность ингибировать родопсинкиназу

8. Молекулярное моделирование комплекса рековерина с N-концевым доменом родопсинкиназы

9. С-концевые точечные мутанты рековерина: получение и функциональные свойства

10. Регуляция функционирования рековерина и других НКС с участием С-

концевого сегмента: возможные механизмы

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

1. Материалы и реактивы

2. Получение мутантов рековерина и N-концевого домена родопсинкиназы

2.1. Получение генетических конструкций, кодирующих мутанты рековерина и N-концевого домена родопсинкиназы

2.2. Экспрессия генов рековерина дикого типа и его мутантных форм, выделение и очистка рекомбинантных белков

2.3. Определение содержания примеси немиристоилированной формы в препаратах рековерина дикого типа и его мутантных форм

2.4. Экспрессия генов GST, GST-N-RK и GST-N-RKF3A, очистка и выделение рекомбинантных белков

2.5. Экспрессия гена GCAP2, выделение и очистка рекомбинантного белка

3. Определение температурных зависимостей параметров собственной флуоресценции рековерина дикого типа и его мутантных форм

4. Определение количества кальция, связанного с рековерином дикого типа и его мутантными формами

5. Связывание рековерина дикого типа и его мутантных форм с

фоторецепторными мембранами

5.1. Выделение наружных сегментов палочек сетчатки

5.2. Получение отмытых мочевиной фоторецепторных мембран

5.3. Приготовление кальциевых буферов

5.4. Связывание различных форм рековерина с отмытыми мочевиной

фоторецепторными мембранами

6. Связывание рековерина дикого типа и его мутантных форм с GST-N-RK и GST-N-RKF3A

6.1. Аффинное соосаждение рековерина дикого типа и его мутантных форм с GST-N-RK

6.2. Спектроскопия поверхностного плазмонного резонанса

6.2.1 Иммобилизация GST-N-RK и GST-N-RK на поверхности

сенсорного чипа

6.2.2. Определение констант диссоциации комплексов рековерина дикого типа и его мутантных форм с GST-N-RK и GST-N-RKF3A

8. Ингибирование родопсинкиназы под действием рековерина дикого типа и его мутантных форм

8.1. Очистка родопсинкиназы из НСП

8.2. Измерение активности родопсинкиназы в присутствии рековерина дикого типа или его мутантных форм

9. Взаимодействие рековерина дикого типа и его мутантных форм с фенилсефарозой

10. Молекулярное моделирование комплексов рековерина дикого типа или его мутантных форм с N-концевым 16-звенным пептидом родопсинкиназы

11. Аналитические процедуры

11.1. Электрофорез ДНК в агарозном геле

11.2. Электрофорез в ПААГ

11.3. Иммуноблоттинг

11.4. Определение концентрации белков

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВАРТАВг2

BSA

[С а ]своб. DTT ЕС50 EDC

EF1, EF2, EF3, EF4

EF-hand

EDTA

EGTA

GCAP GST

GST-N-RK

GST-N-RK

f3a

GST-N-RK

1-16

HEPES

2+

IC

50

1,2-бис(о-амино-5-бромфенокси)этан-^^№№-тетрауксусной кислоты тетракалиевая соль Бычий сывороточный альбумин Концентрация свободного кальция Дитиотреит

Полумаксимальный эффект 1 -этил-3 -(3 - диметиламинопропил)карбодиимид гидрохлорид

Первый, второй, третий и четвертый Caz связывающие центры типа EF-hand Са -связывающий центр типа EF-hand Этилендиаминтетрауксусная кислота бис-(2-аминоэтиловый) эфир этиленгликоль-N,N,N',N'-TeTpayKcycHoM кислоты Белок активатор гуанилатциклазы Глутатион-Б-трансфераза

N-концевой домен родопсинкиназы, полученный в виде химерного белка с GST

N-концевой домен родопсинкиназы, содержащий точечную замену F3A, полученный в виде химерного белка с GST

Фрагемент первых 16-ти аминокислотных остатков родопсинкиназы, полученный в виде химерного белка с GST

4-(2-гидроксиэтил)-1 -пиперазинэтансульфоновая кислота

Полумаксимальный эффект ингибирования

КСЫР

К0

Ку4

Мг

N08-1 N08-1

N118 ММГОАг

1-16

1-25

Ыс

2-х

Ис

к192а

Ис

р19(ю

Кс'

0191а

Яс

У193С

Ис Ив

wт

Белок, взаимодействующий с калиевым каналом Константа диссоциации

Потенциал-зависимые калиевые каналы семейства Кл4

Молекулярная масса Нейрональный кальциевый сенсор-1 Нейрональный кальциевый сенсор-1 в дрожжах ЗсМгоБасскаготусеБ ротЪе Гидроксисукцинимид

Рецептор, селективный к ^метил-Б-аспартату Пептидный фрагмент, состоящий из первых 16 аминокислотных остатков ^концевого домена ро-допсинкиназы

Пептидный фрагмент, состоящий из первых 25 аминокислотных остатков ^концевого домена ро-допсинкиназы

Мутант рековерина, содержащий х-1 N-кoнцeвыx аминокислотных остатков

Мутант рековерина с аминокислотной заменой К192 А

Мутант рековерина с аминокислотной заменой Р19(Ю

Мутант рековерина с аминокислотной заменой ()191А

Мутант рековерина с аминокислотной заменой У1930

Рековерин дикого типа

Химерный белок рековерина и белка активатора гуанилатциклазы

8Б8 Додецилсульфат натрия

вРИ-спектроскопия Спектроскопия поверхностного плазмонного резонанса

Т\уееп 20 полиоксиэтилен (20) сорбитанмонолаурат

У1ЫР Визининоподобный белок

УССС Потенциал-зависимые Са2+-евые каналы

Абоо Оптическая плотность при длине волны 600 нм

дц Долгосрочная депрессия

ДП Долгосрочное потенцирование

иптг Изопропилтио-Р-Б-галактозид

нкс Нейрональный кальциевый сенсор

нсп Наружный сегмент палочки сетчатки

ОЕ Оптические единицы

ПААГ Полиакриламидный гель

ПЦР Полимеразная цепная реакция

Р.е. Резонансные единицы

РСА Рентгеноструктурный анализ

Трис Трис(гидроксиметил)аминометан

ЯМР- Спектроскопия ядерного магнитного резонанса

спектроскопия

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Изучение регуляторной функции С-концевого сегмента рековерина»

ВВЕДЕНИЕ

Ключевые аспекты функционирования нейронов регулируются за счет изменений концентрации внутриклеточного кальция, которые в зависимости от своей интенсивности и продолжительности активируют различные сигнальные каскады, приводящие к конкретным физиологическим эффектам. Разнообразие этих эффектов является результатом действия белков семейства нейрональных кальциевых сенсоров (НКС), способных распознавать сигналы кальция и преобразовывать их в широкий спектр клеточных ответов. За счет этой способности ИКС вовлечены в сигнальные механизмы, обеспечивающие нормальную жизнедеятельность нейронов, начиная от роста и выживаемости, и заканчивая сенсорной функцией, нейротрансмиссией и всеми этапами синаптической пластичности. Более того, нарушение экспрессии и(или) функционирования НКС приводит к активации патогенетических сигнальных механизмов, ассоциированных с целым рядом заболеваний центральной нервной системы.

Примером сигнального каскада с участием НКС является передача зрительного сигнала в фоторецепторной клетке (фототрансдукция). Центральным элементом Са2+ -зависимой регуляции фототрансдукции является НКС рековерин, функция которого заключается в придании процессу де-сенситизации зрительного рецептора родопсина чувствительности к ионам кальция. При высокой концентрации кальция, характерной для темнового состояния фоторецепторной клетки, рековерин ингибирует фосфорилиро-вание родопсина, катализируемое родопсинкиназой. В ответ на световой стимул происходит снижение концентрации кальция в цитоплазме фоторецепторной клетки, рековерин теряет способность ингибировать родопсин-киназу, в результате чего происходит фосфорилирование родопсина, инициирующее быстрое выключение фотовозбужденного рецептора.

Белки семейства НКС, включая рековерин, обладают высокой степенью структурного сходства. Гомология распространяется на структуру их

Са2+-связывающих центров, а также гидрофобного кармана, который, как считается, образует основной и единственный структурный мотив, отвечающий за связывание ИКС с их мишенями. Этим наблюдениям противоречит тот факт, что каждый НКС способен реагировать на изменение концентрации внутриклеточного кальция в своем узком диапазоне и в ответ на это с высокой специфичностью распознавать и эффективно модулировать активность разных сигнальных партнеров. Несмотря на интенсивные исследования НКС, проводимые в последнее время, взаимосвязь между структурной организацией этих белков и специфичностью их регулятор-ной активности до сих пор остается неустановленной. Кроме того, обнаружение новых мишеней для НКС усложняет решение этой проблемы. В связи с этим актуальной задачей является поиск регуляторных элементов в структуре НКС, которые могли бы обеспечивать уникальность функциональных свойств каждого из этих белков. Мы предположили, что одним из таких элементов может быть С-концевой сегмент - последовательность, которая среди НКС отличается вариабельностью структуры всех уровней. В настоящей работе исследована роль С-концевого сегмента в обеспечении эффективности и специфичности Са -зависимого функционирования НКС рековерина.

Заключение диссертации по теме «Биоорганическая химия», Колпакова, Татьяна Валерьевна

выводы

1. Удаление участка С-концевого сегмента рековерина, состоящего из 14-ти С-концевых аминокислотных остатков, не приводит к нарушению целостности структуры белка.

2. Аминокислотные остатки 191(ЗКУКЕК196 в С-концевом сегменте рековерина принимают участие в настройке его чувствительности к ионам кальция и, как следствие, в регуляции Са2+-миристоильного переключателя белка.

3. Образование контактов между С-концевым сегментом рековерина и 14-концевым 15-звенным участком родопсинкиназы, включая катион-тс взаимодействие К192кс-Р3кк, стабилизирует связывание родопсинкиназы с гидрофобным карманом рековерина, тем самым обеспечивая эффективное ингибирование фермента.

4. Замена С-концевого сегмента рековерина на соответствующую последовательность другого нейронального кальциевого сенсора, вСАР2, ослабляет ингибирование родопсинкиназы рековерином.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Колпакова, Татьяна Валерьевна, 2012 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. McCue, H.V., Haynes, L.P. and Burgoyne, R.D. (2010) The Diversity of Calcium Sensor Proteins in the Regulation of Neuronal Function. Cold Spring Harb Perspect. Biol 2(8), a004085.

2. Braunewell, K.-H. (2005) The darker side of Ca2+ signaling by neuronal Ca2+-sensor proteins: From Alzheimer's disease to cancer. Trends Pharmacol. Sci. 26, 345-351.

3. Berridge, M.J. (2010) Calcium hypothesis of Alzheimer's disease. Pflugers Arch. 459, 441^49.

4. Seaton, G., Hogg, E.L., Jo, J., Whitcomb, D.J. and Cho, K. (2011) Sensing change: the emerging role of calcium sensors in neuronal disease. Seminars in Cell andDecelopmental biology 22, 530-535.

5. Burgoyne, R.D. (2007) Neuronal calcium sensor proteins: generating diversity in neuronal Ca signalling. Nat. Rev. Neurosci. 8(3), 182-193.

6. Augustine, G.J., Santamaría, F. and Tanaka, K. (2003) Local calcium signaling in neurons. Neuron 40, 331-346.

7. Berridge, M.J. (2009) Inositol trisphosphate and calcium signalling mechanisms. Biochim Biophys Acta 1793(6), 933-40.

8. Sabatini, B.L. and Regehr, W.G. (1996) Timing of neurotransmission at fast synapses in the mammalian brain. Nature 384, 170-172.

9. Catterall, W.A. and Few, A.P. (2008) Calcium channel regulation and presynaptic plasticity. Neuron 59, 882-901.

10. Yang, S.N., Tang, Y.G. and Zucker, R.S. (1999) Selective induction of LTP and LTD by postsynaptic [Ca2+]¡ elevation. J. Neurophysiol. 81, 781-787.

11. Bito, H., Deisseroth, K. and Tsien, R.W. (1997) Ca2+-dependent regulation in neuronal gene expression. Curr. Opin. Neurobiol. 7, 419-429.

12. Hara, M.R. and Snyder, S.H. (2006) Cell signaling and neuronal death. Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. 47, 117-141.

13. Ikura, M. and Ames, J.B. (2006) Genetic polymorphism and protein conformational plasticity in the calmodulin superfamily: two ways to promote multifunctionality. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 103, 1159-1164.

14. Yanez, M., Gil-Longo, J. and Campos-Toimil, M. (2012) Calcium binding proteins. Adv. Exp. Med. Biol. 740, 461-482.

15. Mendez, A., Burns, M.E., Sokal, I., Dizhoor, A.M., Baehr, W., Palczewski, K., Baylor, D.A. and Chen, J. (2001). Role of guanylate cyclase-activating proteins (GCAPs) in setting the flash sensitivity of rod photoreceptors. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 98, 17.

16. Rizo, J. and Sudhof, T.C. (1998) C2-domains, structure and function of a universal Ca2+-binding domain. J. Biol. Chem. 273 (26), 15879-15882.

17. Lewit-Bentley, A. and Rety, S. (2000) EF-hand calcium-binding proteins. Curr. Opin. Struct. Biol. 10, 637-643.

18. Shao, X., Fernandez, I., Sudhof, T.C. and Rizo, J. (1998) Solution structures of the Ca2+-free and Ca2+-bound C2A domain of synaptotagmin I: Does Ca2+ induce a conformational change? Biochem. 37, 16106-16115.

19. Fernandez, I., Arac, D., Ubach, J., Gerber, S.H., Shin, O.-H., Gao, Y., Anderson, R.G., Sudhof, T.C. and Rizo, J. (2001) Three-dimensional structure of the synaptotagmin 1 C2B-domain: Synaptotagmin 1 as a phospholipid binding machine. Neuron 32, 1057-1069.

20. Chapman, E.R. (2008) How does synaptotagmin trigger neurotransmitter release? Annu. Rev. Biochem. 77, 615-641.

21. Uversry, V.N. and Narizhneva, N.V. (1998) Biochemistry (Moscow) 63, 420-433.

22. Wingard, J.N., Chan, J., Bosanac, I., Haeseleer, F., Palczewski, K., Ikura, M. and Ames, J.B. (2005) Structural analysis of Mg2+ and Ca2+ binding to CaBPl, a neuron-specific regulator of calcium channels. J. Biol. Chem. 280(45), 3746137470.

23. Li, C., Pan, W., Braunewell, K.H. and Ames, J.B. (2011) Structural analysis of Mg2+ and Ca2+ binding, myristoylation and dimerization of the neuronal cal-

cium sensor and visinin-like protein 1 (VILIP-1). J. Biol. Chem. 286(8), 63546366.

24. Falke, J.J., Drake, S.K., Hazard, A.L. and Peersen, O.B. (1994) Molecular tuning of ion binding to calcium signaling proteins. Quart. Rev. Biophys. 27, 219-290.

25. Ames, J.B., Porumb, T., Tanaka, T., Ikura, M. and Stryer, L. (1995) Amino-terminal myristoylation induces Cooperative calcium binding to recoverin. J. Biol. Chem. 270 (9), 4526-4533.

26. Haeseleer, F., Imanishi, Y., Sokal, I., Filipek, S. and Palczewski, K. (2002) Calcium-binding proteins: intracellular sensors from the calmodulin superfami-ly. Biochem. Biophys. Res. Comm. 290, 615-623.

27. Burgoyne, R.D., O'Callaghan, D.W., Hasdemir, B., Haynes, L.P. and Tepikin, A.V. (2004) Neuronal calcium sensor proteins: multitalented regulators of neuronal function. Trends Neurosci. 27, 203-209.

28. Chattopadhyaya, R., Meador, W.E., Means, A.R. and Quiocho, F.A. (1992). Calmodulin structure refined at 1.7 A resolution. J. Mol. Biol. 228, 1177-1192.

29. Tadross, M.R., Dick, I.E. and Yue, D.T. (2008) Mechanism of local and

4- OA-

global Ca sensing by calmodulin in complex with a Ca channel. Cell 133, 1228-1240.

30. Shifman, J.M., Choi, M.H., Mihalas, S., Mayo, S.L. and Kennedy, M.B. (2006) Ca27calmodulin-dependent protein kinase II (CaMKII) is activated by calmodulin with two bound calciums. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 103, 1396813973.

31. Johnson, J.D., Snyder, C., Walsch, M. and Flynn, M. (1996) Effects of myosin light chain kinase and peptides in Ca2+-exchange with the N- and C-terminal Ca -binding sites of calmodulin. J.Biol. Chem. 271, 761-767.

32. Fallon, J.L., Hailing, D.B., Hamilton, S.L. and Quiocho, F.A. (2005) Structure of calmodulin bound to the hydrophobic IQ domain of the cardiac Ca(v)1.2 calcium channel. Structure 13, 1881-1886.

33. Persechini, A. and Cronk, B. (1999) The relationship between the free concentrations of Ca2+ and Ca2+-calmodulin in intact cells. J. Biol Chem. 274, 6827-6830.

34. Lisman, J., Schulman, H. and Cline, H. (2002) The molecular basis of CaMKII function in synaptic and behavioural memory. Nature Rev. Neurosci. 3, 175-190.

35. Ehlers, M.D., Zhang, S., Bernhardt, J.P. and Huganir, R.L. (1996) Inactiva-tion of NMD A receptors by direct interaction of calmodulin with the NR1 subunit. Cell 84, 745-755.

36. Hogan, P.G., Chen, L., Nardone, J. and Rao, A. (2003) Transcriptional regulation by calcium, calcineurin, and NFAT. Genes 17, 2205-2232.

37. Hilfiker, S., Pieribone, V.A., Czernik, A.J., Kao, H.T., Augustine, G.J. and Greengard, P. (1999) Synapsins as regulators of neurotransmitter release. Philos. Trans. R. Soc. London (Biol.) 354, 269-279.

38. Zuhlke, R.D., Pitt, G.S., Deisseroth, K., Tsien, R.Y. and Reuter, H. (1999) Calmodulin supports both inactivation and facilitation of L-type calcium channels. Nature (London) 399, 159-162.

39. Fanger, C.M., Ghanshani, S., Logsdon, N.J., Rauer, H., Kalman, K., Zhou, J., Beckingham, K., Chandy, K.G., Cahalan, M.D. and Aiyar, J. (1996) Calmodulin mediates calcium-dependent activation of the intermediate conductance KCa channel, lKCal. J. Biol Chem. 274, 5746-5754.

40. Burgoyne, R.D. and Haynes, L.P. (2012) Understanding the physiological roles of the neuronal calcium sensor proteins. Molecular brain 5, 2.

41. Дижур, A.M., Некрасова, Э.Н. и Филиппов, П.П. (1991) Новый специфичный для фоторецепторных клеток белок с молекулярной массой 26 кДа, способный связываться с иммобилизованным делипидизированным родопсином. Биохимия 56, 225-229.

42. Pongs, О., Lindemeier, J., Zhu, X.R., Theil, Т., Endelkamp, D., Krah-Jentgens, I., Lambrecht, H.-G., Koch, K.-W., Schwemer. J. and Rivosecchi, R. (1993) Frequenin - a novel calcium-binding protein that modulates synaptic efficacy in the Drosophila nervous system. Neuron 11, 15-28.

43. Gierke, P. (2004) Expression analysis of members of the neuronal calcium sensors protein family: combining bioinformatics and Western blot analysis. Biochem. Biophys. Res. Comm. 323, 38-43.

44. Pruunsild, P. and Timmusk, T. (2005) Structure, alternative splicing, and expression of the human and mouse KCHIP gene family. Genomics 86, 581-593.

45. Dizhoor, A.M., Ray, S., Kumar, S., Niemi, G., Spencer, M., Brolley, D., Walsh, K.A., Philipov, P.P., Hurley, J.B. and Stryer, L. (1991) Recoverin: a calcium sensitive activator of retinal rod guanylate cyclase. Science 251, 915-918.

46. Lambrecht, H.G. and Koch, K.W. (1991) Light-dependent phosphorylation a 26 kd calcium binding protein from bovine rod outer segments. FEBS Lett. 317, 45-48.

47. Korf, H.W., White, B.H., Schaad, N.C. and Klein, D.C. (1992) Recoverin in pineal organs and retinae of various vertebrate species including man. Brain Research 595, 57-66.

48. Milam, A.H., Dacey, D.M. and Dizhoor, A. (1993) Recoverin immunoreactivity in mammalian cone bipolar cells. Vis. Neurosci 10, 1-12.

49. McGinnis, J.F., Stepanik, P.L., Jariangprasert, S. and Lerious, V. (1997) Functional significance of recoverin localization in multiple retina cell types. J. Neurosci. Res. 50, 487-495.

50. Dalil-Thiney, N., Bastianelli, E., Pochet, R., Reperant, J. and Versaux-Botteri, C. (1998) Recoverin and hippocalcin distribution in the lamprey (Lampreta fluviatilis) retina. Neurosci. Lett. 247, 163-166.

51. Bazhin, A.V., Grigorian, E.N., Tikhomirova, N.K., Poplinskaia, V.A. and Filippov, P.P. (2002) An immunohistochemical study of localization of the calcium-binding protein recoverin in retina of the newt Pleurodeles waltl. Izv. Akad. Nauk. Ser. Biol. 4, 427-436.

52. Bazhin, A.V., Shifrina, O. N., Savchenko, M.S., Tikhomirova, N.K., Goncharskaia, M.A., Gorbunova, V.A., Senin, I.I., Chuchalin, A.G. and Philippov, P.P. (2001) Low titre autoantibodies against recoverin in sera of patients with small cell lung cancer but without a loss of vision. Lung. Cancer 34, 99-104.

53. Sampath, A., Strissel, K,J., Elias, R., Arshavsky, V.Y., McGinnis, J.F., Chen, J., Kawamura, S., Rieke, F. and Hurley, J.B. (2005) Recoverin improves rod-mediated vision by enhancing signal transmission in the mouse retina. Neuron 46,413-420.

54. Strissel, K.J., Lishko, P.V., Trieu L.H., Kennedy, M.J., Hurley, J.B. and Arshavsky, V.Y. (2005) Recoverin undergoes light-dependent intracellular translocation in rod photoreceptors. J.Biol. Chem. 280, 29520-29255.

55. Palczewski, K., Subbaraya, I., Gorczyca, W.A., Helekar, B.S., Ruiz, C.C., Ohguro, H., Huang, J., Zhao, X., Crabb, J.W., Johnson, R.S., Waish, K.A., Gray-Keller, M.P., Detwiler, P.B. and Baehr, W. (1994) Molecular cloning and characterization of retinal photoreceptor gyanylyl cyclase-activating protein. Neuron 13, 395-404.

56. Dizhoor, A.M., Olshevskaya, E.V., Henzel, W.J., Wong, S.C., Stults, J.T., Ankoudinova, I. and Hurley, J.B. (1995) Cloning, sequencing, and expression of a 24-kDa Ca2+-binding protein activating photoreceptor guanylyl cyclase. J. Biol. Chem. 270, 25200-25206.

57. Imanishi, Y., Yang, L., Sokal, I., Filipek, S., Palczewski, K. and Baehr, W. (2004) Diversity of guanylate cyclase-activating proteins (GCAPs) in teleost fish: characterization of three novel GCAPs (GCAP4, GCAP5, GCAP7) from zebrafish (Danio rerio) and prediction of eight GCAPs (GCAP1-8) in pufferfish (Fugu rubripes). J. Mol. Evol. 59, 204-217.

58. Dizhoor, A.M. and Hurley, J.B. (1999) Regulation of photoreceptor membrane guanylyl cyclases by guanylyl cyclase activator proteins. Methods 19, 521-53.

59. Imanishi, Y., Li, N., Sowa, M.E., Lichtarge, O., Wensel, T.G., Saperstein, D.A., Baehr, W. and Palczewski, K. (2002) Characterisation of retinal guanylate cyclase-activating protein 3 (GCAP3) from zebrafish to man. Eur. J. Neurosci. 15, 63-78.

60. Braunewell, K.H. and Gundelfinger, E.D. (1999) Intracellular neuronal calcium sensor proteins: a family of EF-hand calcium-binding proteins in search of a function. Cell. Tissue Res. 295, 1-12.

61. Kobayashi, M., Takamatsu, K., Saitoh, S., Miura, M. and Noguchi, T. (1992) Molecular cloning of hippocalcin, a novel-calcium binding protein of recoverin family exclusively expressed in hippocampus. Biochem. Byophys. Res. Commun. 189, 511-517

62. Saitoh, S., Takamatsu, K., Kobayashi, M. and Noguchi, T. (1993) Distribution of hippocalcin mRNA and immunoreactivity in rat brain. Neurosci. Lett. 157, 107-10.

63. Spilker, C., Richter, K., Smalla, K.H., Manahan-Vaughan, D., Gundelfinger, E.D. and Braunewell, K.H. (2000) The neuronal EF-hand calcium-binding protein visinin-like protein-3 is expressed in cerebellar Purkinje cells and shows a calcium-dependent membrane association. Neuroscience 96(1), 121-9.

64. McFerran, B.W., Graham, M.E. and Burgoyne, R.D. (1998) Neuronal Ca2+ sensor 1, the mammalian homologue of frequenin, is expressed in chromaffin and PC 12 cells and regulates neurosecretion from dense-core granules. J. Biol. Chem. 273, 205-216.

65. Kapp, Y., Melnikov, S., Schefler, A, Jeromin, A. and Sagi, R. (2003) NCS-1 and phosphatidilinosetol 4-kinase regulate IgE receptor-triggered exocytosis in cultured mast cell. J. Immunol. 171, 5320-5327.

66. An, W.F., Bowlby, M.R., Betty, M., Cao, J., Ling, H.P., Mendoza, G., Hin-son, J.W., Mattsson, K.I., Strassle, B.W., Trimmer, J.S. and Rhodes, K.J. (2000) Modulation of A-type potassium channels by a family of calcium sensors. Nature 403, 553-556.

67. Paterlini, M., Revilla, V., Grant, A.L. and Wisden, W. (2000) Expression of the neuronal calcium sensor protein family in the rat brain. Neurosci. 99, 205216.

68. Permyakov, S.E., Nazipova, A.A., Denesyuk, A.L, Bakunts, A.G., Zinchenko, D.V., Lipkin, V.M., Uversky, V.M. and Permyakov, E.A. (2007) Recoverin as redox-sensitive protein. J. ofProt. Res. 6, 1855-1863.

69. Zhou, W., Qian, Y., Kunjilwar, K., Pfaffinger, P. J. and Choe, S. (2004) Structural insights into the functional interaction of KChlPl withShal-type K+ channels. Neuron 41, 573-586.

70. Hwang, J. Y., Schlesinger, R. and Koch, K. W. (2004) Irregular dimerization of guanylate cyclase-activating protein 1 mutants causes loss of target activation. Eur. J. Biochem., 271, 3785-3793.

71. Takimoto, K, Yang, E.K. and Conforti, L. (2002) Palmitoylation of KChIP splicing variants is required for efficient cell surface expression of Kv4.3 channels. J. Biol. Chem. 277, 26904-26911.

72. Ray, S., Zozulya, S., Niemi, G.A., Flaherty, K.M., Brolley, D., Dizhoor, A.M., McKay, D.B., Hurley, J.B. and Stryer, L. (1992) Cloning, expression, and crystallization of recoverin, a calcium sensor in vision. Proc. Nat. Acad. Sci. USA 89, 5705-5709.

73. Dizhoor, A.M., Ericsson, L.H., Johnson, R.S., Kumar, S., Olshevskaya, E., Zozulya, S., Neubert, T.A., Stryer, L., Hurley, J. B., and Walsh, K.A. (1992) The NH2 terminus of retinal recoverin is acylated by a small family of fatty acids./. Biol Chem. 267, 16033-16036.

74. Okazaki, K., Watanabe, M., Ando, Y., Hagiwara, M., Terasawa, M. and Hidaka, H. (1992). Full sequence of neurocalcin, a novel calcium-binding protein abundant in central nervous system. Biochem. Biophys. Res. Commun. 185, 147-153.

75. Kumar, S.V. and Kumar, V.D. (1999) Crystal structure of recombinant neurocalcin. Nature Struct. Biol 6, 80-88.

76. Bourne, Y., Dannenberg, J., Pollmanni, V., Marchot, P. and Pongsi, O. (2001) Immunocytochemical localization and crystal structure of human frequenin (neuronal calcium sensor 1). J. Biol Chem. 276, 11949-11955.

77. Hendricks, K.B, Wang, B.Q., Schnitders, E.A. and Thorner, J. (1999) Yeast homologue of neuronal frequenin is a regulator of phosphatidylinositol-4-OH kinase. Nat. Cell Biol 1,234-241.

78. Scannevin, R. H., Wang, K., Jow, F., Megules, J., Kopsco, D.C., Edris, W., Carroll, K.C., Lii, Q., Xu, W., Xu, Z., Katz, A.H., Olland, S., Lin, L., Taylor, M., Stahl, M., Malakian, K., Somers, W., Mosyak, L., Bowlby, M.R., Chanda, P. and Rhodes, K.J. (2004) Two N-terminal domains of Kv4 K+ channels regulate binding to and modulation by KChIP 1. Neuron 41, 587-598.

79. Lee, L., Chen, K.C. and Chang, L.S. (2009) Protein Functional roles of EF-hands in human potassium channel-interacting protein 2. Pept. Lett. 16(9), 10811087.

80. Ames, J.B., Ishima, R., Tanaka, T., Gordon, J.I., Stryer, L. and Ikura, M. (1997) Molecular mechanics of calcium-myristoyl switches. Nature 389, 198— 202.

81. Flaherty, K.M., Zozulya, S., Stryer, L. and McKay, D.B. (1993) Three-dimensional structure of recoverin, a calcium sensor in vision. Cell 75, 709-716.

82. Weiergraber, O.H., Senin, I.I., Philippov, P.P., Granzin, J., and Koch, K.W. (2003) Impact of N-terminal myristoylation on the Ca -dependent conformational transition in recoverin. J.Biol.Chem. 278, 22972-22979.

83. Tanaka, T., Ames, J.B., Harvey, T.S., Stryer, L. and Ikura, M. (1995) Sequestration of the membrane-targeting myristoyl group of recoverin in the calcium-free state. Nature 376, 444-447.

84. Ames J.B., Hendricks K.B., Strahl T, Huttner I.G., Hamasaki N. and Thorner J. (2000) Structure and calcium-binding properties of Frql, a novel calcium sensor in the yeast Saccharomyces cerevisiae. Biochemistry 39(40), 12149-12161.

85. Lim, S., Strahl, T., Thorner, J. and Ames, J. B. (2011). Structure of a Ca2+-myristoyl switch protein that controls activation of a phosphatidylinositol 4-kinase in fission yeast. J. Biol. Chem. 286, 12565-12577.

86. Ames, J.B., Dizhoor, A.M., Ikura, M., Palczewski, K. and Stryer L. (1999) Three-dimensional structure of guanylyl cyclase activating protein-2, a calcium-sensitive modulator of photoreceptor guanylyl cyclases. J. Biol. Chem. 274(27), 19329-19337.

87. Heidarsson, P.O., Bjerrum-Bohr, I.J., Jensen, G.A., Pongs, O., Finn, B.E., Poulsen, F.M. and Kragelund, B.B. (2012) The C-terminal tail of human neuronal calcium sensor-1 regulates the conformationalstability of the Ca -activated state. J. Mol.Biol. 417, 51-64.

88. Liang, P., Wang, H., Chen, H., Cui, Y., Gu, L., Chai, J. and Wang, K. (2009) Structural Insights into KChIP4a Modulation of Kv4.3 Inactivation. J. Biol. Chem. 284(8), 4960-4967.

89. Stephen, R., Palezewski, K. and Sousa, M.C. (2006) The Crystal Structure of GCAP3 Suggests Molecular Mechanism of GCAP-linked Cone Dystrophies. J. ofMol. Biology 359 (2), 266-275.

90. Stephen, R., Bereta, G., Golczak, M., Palezewski, K. and Sousa, M.C. (2007) Stabilizing function for myristoyl group revealed by the crystal structure of a neuronal calcium sensor, guanylate cyclase-activating protein 1. Structure 15, 1392-1402.

91. Hughes, R.E., Brzovic, P.S., Dizhoor, A.M., Klevit, R.E. and Hurley, J.B. (1998) Ca -dependent conformational changes in bovine GCAP2. Protein Sci. 7, 2675-2680.

92. Olshevskaya, E.V., Hughes, R.E., Hurley, J.B. and Dizhoor, A.M. (1997) Calcium binding, but not a calcium-myristoyl switch, controls the ability of guanylyl cyclase-activating protein GCAP-2 to regulate photoreceptor guanylyl cyclase. J. Biol. Chem. 272(22), 14327-14333.

93. O'Callaghan, D.W., Hasdemir, B., Leighton, M. and Burgoyne, R.D. (2003) Residues within the myristoylation motif determine intracellular targeting of the neuronal Ca2+ sensor protein KChlPl to post-ER transport vesicles and traffic of Kv4 K+ channels. J. Cell Sci. 116, 4833^845.

94. O'Callaghan, D.W., Tepikin, A.V. and Burgoyne, R. D. (2003) Dynamics and calcium-sensitivity of the Ca -myristoyl switch protein hippocalcin in living cells. J. Cell Biol. 163, 715-721.

95. Beven, L., Adenier, H., Kichenama, R., Homand, J., Redeker, V., Le Caer, J.P., Ladant, D. and Chopineau J. (2001) Ca -myristoyl switch and membrane binding of chemically acylated neurocalcins. Biochemistry 40(27), 8152-60.

96. Spilker, C. and Braunewell, K.-H. (2003) Calcium-myristoyl switch, subcellular localization, and calcium-dependent translocation of the neuronal calcium sensor protein VILIP-3, and comparison with VILIP-1 in hippocampal neurons. Moll.Cell.Neurosci. 24, 766-778.

97. Hughes, R.E., Brzovic, P.S., Klevit, R.E. and Hurley, J.B. (1995) Calcium-dependent solvation of the myristoyl group of recoverin. Biochemistry 34, 11410-11416.

98. Ames, J.B., Lim, S. and Ikura M. (2012) Molecular structure and target recognition of neuronal calcium sensor proteins. Front. Mol. Neurosci. 5,10.

99. Zozulya, S. and Stryer, L. (1992) Calcium-myristoyl protein switch. Proc. Natl. Acad. Set U.S.A. 89, 11569-11573.

100. Ames, J.B., Hamasaki, N. and Molchanova, T. (2002) Structure and calcium-binding studies of a recoverin mutant (E85Q) in an allosteric intermediate state. Biochemistry 41, 5776-5787.

101. Senin, I.I., Fischer, T., Komolov, K.E., Zinchenko, D.V., Philippov, P.P., and Koch, K.W. (2002) Ca -myristoyl switch

in the neuronal calcium sensor

04-

recoverin requires different functions of Ca -binding sites. J. Biol. Chem. 277(52), 50365-50372.

102. Komolov, K.E., Zinchenko, D.V., Churumova, V.A., Vaganova S.A., Weiergraber, O.H., Senin, I.I., Philippov, P.P. and Koch, K.W. (2005) One of the Ca2+ binding sites of recoverin exclusively controls interaction with rhodop-sin kinase. Biol. Chem. 386(3), 285-289.

103. Ladant, D. (1995) Calcium and membrane binding properties of bovine neurocalcin delta expressed in Escherichia coli. J. Biol. Chem. 270, 3179-3185.

104. Ames, J.B., Levay, K., Wingard, J.N., Lusin J.D. and Slepak, V.Z. (2006) Structural basis for calcium-induced inhibition of rhodopsin kinase by recoverin. J. Biol. Chem. 281 (48), 37237-37245.

105. Zhou, W., Qian, Y., Kunjilwar, K., Pfaffinger, P.J. and Choe, S. (2004) Structural insights into the functional interaction of KChlPl with Shal-type K+ channels. Neuron, 41(4), 573-86.

106. Pioletti, M., Findeisen, F., Hura, G.L. and Minor, D.L. (2006) Three-dimensional structure of the KChIPl-Kv4. 3 T1 complex reveals a cross-shaped octamer. Nature Struct. Mol. Biol. 13, 987-995.

107. Wang, H., Yan, Y., Liu, Q., Huang, Y., Shen, Y., Chen, L., Chen, Y., Yang, Q., Hao, Q., Wang, K. and Chai, J. (2007) Structural basis for modulation of Kv4 K+ channels by auxiliary KChIP subunits. Nature Neurosci. 10, 32-39.

108. Strahl, T., Huttner, I.G., Lusin, J.D., Osawa, M., King, D., Thorner, J. and Ames, J.B. (2007) Structural insights into activation of phosphatidylinositol 4-kinase (Pikl) by yeast frequenin (Frql). J. Biol. Chem., 282(42), 30949-59.

109. Berridge, M.J., Lipp, P. and Bootman, M.D. (2000) The versatility and universality of calcium signalling. Nature Rev. Mol. Cell Biol. 1, 11-21.

110. Woodruf, M.L., Sampath, A.P., Matthews, H.R., Krasnoperova, N.V., Lem, J. and Fain, G.L. (2002) Measurement of cytoplasmic calcium concentration in the rods of wild type and transducin knock-out mice. J. Physiol. 542, 843-854.

111. Aravind, P., Chandra, K., Reddy, P.P., Jeromin, A., Chary, K.V.and Shar-ma, Y. (2008) Regulatory and structural EF-hand motifs of neuronal calcium sensor-1: Mg2+ modulates Ca2+ binding, Ca2+-induced conformational changes, and equilibrium unfolding transitions. J. Mol. Biol. 376(4), 1100-15.

112. Sokal, I., Otto-Bruc, A.E., Surgucheva, I., Verlinde, C.L., Wang, C.K., Baehr, W. and Palczewski, K. Conformational changes in guanylyl cyclase-activating protein 1 (GCAP1) and its tryptophan mutants as a function of calcium concentration. (1999) J. Biol. Chem. 274, 19829-19837.

113. Dell'Orco, D., Sulmann, S., Linse, S. and Koch K.-W. (2012) Dynamics of Conformational Ca2+-Switches in Signaling Networks Detected by a Planar Plasmonic Device. Anal. Chem. 84 (6), 2982-2989.

114. Komolov, K.E., Zinchenko, D.V., Churumova, V.A., Vaganova, S.A., Weiergraber, O.H., Senin, I.I., Philippov, P.P. and Koch, K.-W. (2005) One of the Ca2+ binding sites of recoverin exclusively controls interaction with rhodop-sin kinase. Biol. Chem. 386(3), 285-9.

115. Peshenko, I.V. and Dizhoor, A.M. (2004) Guanylyl cyclase-activating proteins (GCAPs) are Ca2+/Mg2+ sensors: implications for photoreceptor guanylyl cyclase (RetGC) regulation in mammalian photoreceptors. J. Biol. Chem. 279, 16903-16906.

116. Peshenko, I.V. and Dizhoor, A.M. (2006) Ca2+ and Mg2+ binding properties of GCAP-1. Evidence that Mg2+-bound form is the physiological activator of photoreceptor guanylyl cyclase. J. Biol. Chem. 281, 23830-23841.

117. Dizhoor, A.M., Olshevskaya, E.V and Peshenko, I.V. (2010) Mg2+/Ca2+ cation binding cycle of guanylyl cyclase activating proteins (GCAPs): role in regulation of photoreceptor guanylylcyclase. Mol. Cell. Biochem. 334(1-2), 117-124.

118. Chen, C., Nakatani, K. and Koutalos, Y. (2003) Free magnesium concentration in salamander photoreceptor outer segment. J Physiol. 553, 125-135.

119. Mikhaylova, M., Reddy, P.P., Munsch, T., Landgraf., P., Suman, S.K., Karl-Heinz Smalla, K.-H., Gundelfmger, E.D., Sharma, Y. and Kreutz, M.R. (2009) Calneurons provide a calcium threshold for trans-Golgi network to plasma membrane trafficking. PNAS 106 (22), 9093-9098.

120. Peshenko, I.V. and Dizhoor, A.M. (2004) Guanylyl cyclase-activating proteins (GCAPs) are Ca2+/Mg2+ sensors. J. Biol. Chem. 279, 16903-16906.

121. O'Callaghan, D.W., Ivings, L., Weiss, J.L., Ashby, M.C., Tepikin, A.V. and

Burgoyne, R.D. (2002) Differential use of myristoyl groups on neuronal calcium

2+

sensor proteins as a determinant of spatio-temporal aspects of Ca -signal transduction./. Biol.Chem. Ill, 14227-14237.

122. Valentine, K.G., Mesleh, M.F., Opella, S.J., Ikura, M. and Ames, J.B. (2003) Structure, topology, and dynamics of myristoylated recoverin bound to phospholipid bilayers. Biochemistry 42(21), 6333-40.

123. De Barry, J., Janoshazi, A., Dupont, J.L., Procksch, O., Chasserot-Golaz, S., Jeromin, A. and Vitale, N. (2006) Functional implication of neuronal calcium sensor-1 and PI4 kinase-P interaction in regulated exocytosis of PC 12 cells. J. Biol. Chem. 281, 18098-18111.

124. Handley, M.T., Lian, L.Y., Haynes, L.P. and Burgoyne, R.D. (2010) Structural and functional deficits in a Neuronal Calcium Sensor-1 mutant identified in a case of Autistic Spectrum Disorder. PLoS ONE 5, 10534-10541.

125. Hwang, J.-Y. and Koch, K.-W. (2002) Calcium- and Myristoyl-Dependent Properties of Guanylate Cyclase-Activating Protein-1 and Protein-2. Biochemistry 41 (43), 13021-13028.

126. Theisgen, S., Thomas, L., Schroder, T., Lange, C., Kovermann, M., Balbach, J.and Huster, D. (2011) The presence of membranes or micelles induc-

es structural changes of the myristoylated guanylate-cyclase activating protein-2. Eur. Biophys. J. 40(4), 565-76.

127. O'Callaghan, D.W., Haynes, L.P. and Burgoyne, R.D. (2005) High-affinity interaction of the N-terminal myristoylation motif of the neuronal calcium sensor protein hippocalcin with phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate. Biochem. J. 391, 231-238.

128. Senin, I.I., Hoppner-Heitmann, D., Polkovnikova, O.O., Churumova, V.A., Tikhomirova, N.K., Philippov, P.P. and Koch, K.W. (2004) Recoverin and rho-dopsin kinase activity in detergent-resistant membrane rafts from rod outer segments. J. Biol. Chem. 279(47), 48647-48653.

129. Senin, I.I., Churumova, V.A., Philippov, P.P. and Koch, K.-W. (2007) Membrane binding of the neuronal calcium sensor recoverin - modulatory role of the charged carboxy-terminus. BMC Biochem. 22(8), 24.

130. Fliesler, S.J., Anderson, R.E. (1983) Chemistry and metabolism of lipids in the vertebrate retina. Prog. Lipid. Res. 22, 79-131.

131. Makino, C.L., Dodd, R.L., Chen J., Burns, M.E., Roca, A., Simon, M.I. and Baylor, D.A. (2004) Recoverin regulates light-dependent phosphodiesterase activity in retinal rods. J. Gen. Physiol. 123, 729-741.

132. Sakurai, K., Chen, J. and Kefalov, V.J. (2011) Role of guanylyl cyclase modulation in mouse cone phototransduction. J. Neurosci. 31 (22) 7991-8000.

133. Филиппов, П.П., Аршавский, В.Ю. и Дижур, A.M. (1987) Биохимия зрительной рецепции. Итоги науки и техники. ВИНИТИ 26.

134. Philippov, Р. (2000) Phototransduction and calcium. Membr. Cell. Biol. 13, 195-206.

135. Chen, C.K., Inglese, J., Lefkowitz, R.J. and Hurley, J.B. (1995) Ca2+-dependent interaction of recoverin with rhodopsin kinase. J. Biol. Chem. 270, 18060-18066.

136. Kawamura, S., Hisatomi, O., Kayada, S., Tokunaga, F. and Kuo, C.H. (1993) Recoverin has S-modulin activity in frog rods. J. Biol. Chem. 268, 14579-14582.

137. Gorodovikova, E.N., Senin, I.I. and Philippov, P.P. (1994) Calcium-sensitive control of rhodopsin phosphorylation in the reconstituted system consisting of photoreceptor membranes, rhodopsin kinase and recoverin. FEBS Lett. 353, 171-172.

138. Gorodovikova, E.N., Gimelbrant, A.A., Senin, I.I. and Philippov, P.P. (1994) Recoverin mediates the calcium effect upon rhodopsin phosphorylation and cGMP hydrolysis in bovine retina rod cells. FEBS Lett. 349, 187-190.

139. Klenchin, V.A., Calvert, P.D. and Bownds, M.D. (1995) Inhibition of rhodopsin kinase by recoverin. Further evidence for a negative feedback system in phototransduction. J. Biol. Chem. 270, 16147-16152.

140. Komolov, K.E., Senin, I.I., Kovaleva, N.A., Christoph, M.P., Churumova, V.A., Grigoriev, I.I., Akhtar, M., Philippov, P.P., and Koch, K.W. (2009) Mechanism of rhodopsin kinase regulation by recoverin. J. Neurochem. 110, 72-79.

141. Chen, C.K., Woodruff, M.L., Chen, F.C., Chen, D. and Fain, G.L. (2010) Background light produces a recoverin-dependent modulation of activated-rhodopsin lifetime in mouse rods. J. Neurosci. 30 (4), 1213-1220.

142. Fries, R., Reddy, P.P., Mikhaylova, M., Haverkamp, S., Wei, T., Miiller, M., Kreutz, M.R. and Koch, K.W. (2010) Dynamic cellular translocation of caldendrin is facilitated by the Ca -myristoyl switch of recoverin. J. Neurochem. 113(5):1150-62.

143. Palczewski, K., Sokal, I. and Baehr, W. (2004) Guanylate-cyclase-activating proteins: structure, function and diversity. Biochem. Biophys. Res. Comm. 322, 1123-1130.

144. Makino, C.L., Peshenko, I.V., Wen, X.H., Olshevskaya, E.V., Barrett, R. and Dizhoor, A.M. (2008) A role for GCAP2 in regulating the photoresponse. Guanylyl cyclase activation and rod electrophysiology in GUCA1B knock-out mice. J. Biol. Chem. 283(43), 29135-43.

145. Krishnan, A., Venkataraman, V., Fik-Rymarkiewicz, E., Duda, T. and Sharma, R.K. (2004) Structural, biochemical and functional characterisation of the calcium sensor neurocalcin s in the inner retinal neurons and its linkage with

the rod outer segment membrane guanylate cyclase transduction system. Biochemistry 43, 2708-2723.

146. Faurobert, E., Chen, C.K., Hurley, J.B. and Teng, D.H. (1997) Drosophila neurocalcin, a fatty acylated, Ca -binding protein that associates with 5 membranes and inhibits in vitro phosphorylation of bovine rhodopsin. J. Biol. Chem. 271, 10256-10262.

147. Palmer, C.L., Lim, W., Hastie, P.G., Toward, M., Korolchuk, V.I., Bur-bidge, S.A., Banting, G., Collingridge, G.L., Isaac, J.T. and Henley, J.M. (2005) Hippocalcin functions as a calcium sensor in hippocampal LTD. Neuron 47, 487-494.

148. Mercer, W.A., Korhonen, L., Skoglosa, Y., Olsson, P.A., Kukkonen, J.P. and Lindholm, D. (2000) NAIP interacts with hippocalcin and protects neurons against calcium-induced cell death through caspase-3-dependent and-independent pathways. EMBO J. 19, 3597-3607.

149. Brackmann, M., Schuchmann, S., Anand, R. and Braunewell, K.H. (2005) Neuronal Ca2+ sensor protein VILIP-1 affects cGMP signalling of guanylyl cyclase B by regulating clathrin-dependent receptor recycling in hippocampal neurons. J. Cell Sci. 118, 2495-2505.

150. Lautermilch, N.J., Few, A.P., Scheuer, T. and Catterall, W.A. (2005) Modulation of Cav2.1 channels by the neuronal calcium-binding protein visinin-like protein-2. J. Neurosci. 25, 7062-7070.

151. Schaad, N.C., De Castro, E., Nef, S., Hegi, S., Hinrichsen, R., Martone, M.E., Ellisman, M.H., Sikkink, R., Sygush, J., Nef, P. (1996). Direct modulation of calmodulin targets by the neuronal calcium sensor NCS-1. Proc. Natl. Acad. Sci. 93, 9253-9258.

152. Tsujimoto, T., Jeromin, A., Satoh, N., Roder, J.C. and Takahashi, T. (2002) Neuronal calcium sensor 1 and activity-dependent facilitation of P/Q-type calcium channel currents at presynaptic nerve terminals. Science 295, 2276-2279.

153. Saab, B.J., Georgiou, J., Nath, A., Lee, F.J., Wang, M., Michalon, A., Liu, F., Mansuy, I.M., Roder, J.C. (2009) NCS-1 in the dentategyrus promotes ex-

ploration, synaptic plasticity, and rapid acquisition of spatial memory. Neuron 63, 643-656.

154. Haynes, L.P., Thomas, G.M. and Burgoyne, R.D. (2005) Interaction of neuronal calcium sensor-1 and ARF1 allows bidirectional control of PI(4) kinase and TGN-plasma membrane traffic. J. Biol. Chem. 280, 6047-6054.

155. Dason, J.S., Romero-Pozuelo, J., Marin, L., Iyengar, B.G., Klose, M.K., Ferrus, A., Atwood, H.L. (2009) Frequenin/NCS-land the Ca2,0-channel {a} 1-subunit co-regulate synaptic transmission and nerve-terminal growth. J. Cell. Sci. 122, 4109—4121.

156. Hui, H., McHugh, D., Hannan, M., Zeng, F., Xu, S.Z., Khan, S.U., Levenson, R., Beech, D.J. and Weiss, J.L. (2006) Calcium-sensing mechanism in TRPC5 channels contributing to retardation of neurite outgrowth. J. Physiol. 572, 165-172.

157. Nakamura, T.Y., Jeromin, A., Smith, G., Kurushima, H., Koga, H., Nakabeppu, Y., Wakabayashi, S. and Nabekura, J. (2006) Novel role of neuronal Ca sensor-1 as a survival factor up-regulated in injured neurons. J. Cell Biol. 172, 1081-1091

158. Pongs, O., Lindemeir, J., Zhu, X.R., Engelkamp, D., Krah-Jentsens, I., Lambrecht, H.G., Koch, K.W., Schwemer, J. and Rivosecchi, R. (1993) Frequenin - a novel calcium-binding protein that modulates synaptic efficacy in the Drosophila nervous system. Neuron 11, 15-28.

159. De Castro, E., Nef, S., Fiumelli, H., Lenz, S.E., Kawamura, S. and Nef, P. (1995) Regulation of rhodopsin phosphorylation by a family of neuronal calcium sensors. Biochem. Biophys. Res. Commun. 216 (1), 133-140.

160. An, W.F., Bowlby, M.R., Betty, M., Cao, J., Ling, H.P., Mendoza, G., Hin-son, J.W., Mattsson, K.I., Strassle, B.W., Trimmer, J.S. and Rhodes, K.J. (2000) Modulation of A-type potassium channels by a family of calcium sensors. Nature 403, 553-556.

161. Hasdemir, B., Fitzgerald, D.J., Prior, I.A., Tepikin, A.V. and Burgoyne, R.D. (2005) Traffic of Kv4 K+ channels mediated by KChlPl is via a novel post-ER vesicular pathway. J. Cell Biol. 171, 459-469.

162. Decher, N., Barth, A. S., Gonzalez, T., Steinmeyer, K. and Sanguinetti, M.C. (2004) Novel KChIP2 isoforms increase functional diversity of transient outward potassium currents. J. Physiol. 557, 761-772.

163. Morohashi, Y., Hatano, N., Ohya, S., Takikawa, R., Watabiki, T., Takasugi, N., Imaizumi, Y., Tomita, T. and Iwatsubo, T. (2002) Molecular cloning and characterisation of CALP/KCMP4, a novel EF-hand protein interacting with presenilin 2 and voltage-gated potassium channel subunit kv4. J. Biol. Chem. 277, 14965-14975.

164. Link, W.A., Ledo, F., Torres, B., Palczewska, M., Madsen, T.M., Savignac, M., Albar, J.P., Mellstrom, B. and Naranjo, J.R. (2004) Day-night changes in downstream regulatory element antagonist modulator/potassium channel interacting protein activity contribute to circadian gene expression in pineal gland. J. Neurosci. 24, 5346-5355.

165. Zaidi, N.F., Kuplast, K.G., Washicosky, K.J., Kajiwara, Y., Buxbaum, J.D. and Wasco, W. (2006) Calsenilin interacts with transcriptional co-repressor C-terminal binding protein(s). J. Neurochem. 98, 1290-1301.

166. Lilliehook, C., Chan, S., Choi, E.K., Zaidi, N.F., Wasco, W., Mattson, M.P. and Buxbaum, J.D. (2002) Calsenilin enhances apoptosis by altering endoplasmic reticulum calcium signalling. Mol. Cell. Neurosci. 19, 552-559.

167. Alekseev, A.M., Shulga-Morskoy, S.V., Zinchenko, D.V., Shulga-Morskaya, S.A., Suchkov, D.V., Vaganova, S.A., Senin, I.I., Zargarov, A.A., Lipkin, V.M., Akhtar, M. and Philippov, P.P. (1998) Obtaining and characterization of EF-hand mutants of recoverin. FEBS Lett. 440, 116-118.

168. Permyakov, S.E, Cherskaya, A.M, Senin, I.I, Zargarov, A.A, Shulga-Morskoy, S.V., Alekseev, A.M., Zinchenko, D.V., Lipkin, V.M., Philippov, P.P., Uversky, V.N., and Permyakov, E.A. (2000) Effects of mutations in the calcium-binding sites of recoverin on its calcium affinity: evidence for successive filling of the calcium binding sites. Protein Eng. 13(11), 783-790.

169. Higgins, M. K., Oprian, D. D. and Schertler, G. F. X. (2006) Recoverin Binds Exclusively to an Amphipathic Peptide at the N Terminus of Rhodopsin Kinase, Inhibiting Rhodopsin Phosphorylation without Affecting Catalytic Activity of the Kinase. JBC 281(28), 19426-19432.

170. Dell'Orco, D., De Benedetti, P. G. and Fanelli, F. (2007) In silico screening of mutational effects on transmembrane helix dimerization: insights from rigid-body docking and molecular dynamics simulations. J. Phys. Chem. Ill, 9114— 9124.

171. Dell'Orco, D. (2009) Fast predictions of thermodynamics and kinetics of protein-protein recognition from structures: from molecular design to systems biology. Mol. Biosyst. 5, 323-334.

172. Peshenko, I.V., Olshevskaya, E.V. and Dizhoor, A.M. (2004) Ca2+-dependent conformational changes in guanylyl cyclase-activating protein 2 (GCAP-2) revealed by site-specific phosphorylation and partial proteolysis. J. Biol Chem. 279(48), 50342-9.

173. Lian, L.Y., Pandalaneni, S.R., Patel, P., McCue, H.V., Haynes, L.P. and Burgoyne, R.D. (2011) Characterisation of the interaction of the C-terminus of the dopamine D2 receptor with neuronal calcium sensor-1. PLoS One. 2011, 6(11), 27779

174. Desmeules, P., Penney, S.E. and Salesse, C. (2006) Single-step purification of myristoylated and nonmyristoylated recoverin and substrate dependence of myristoylation level. Anal. Biochem. 349(1), 25-32.

175. Helten, A. and Koch, K.-W. ( 2007) Calcium-dependent conformational changes in guanylate cyclase-activating protein 2 monitored by cysteine accessibility Biochem. Biophys. Res. Commun. 356, 687 - 692.

176. Permyakov, S. E., Khokhlova, T. I., Uversky, V. N. and Permyakov, E. A. (2010) Analysis of Ca2+/Mg2+ selectivity in alpha-lactalbumin and Ca2+-binding lysozyme reveals a distinct Mg2+-specific site in lysozyme. Proteins 78, 26092624.

177. Ames, J.B., Hendricks, K.B., Strahl, T., Huttner, I.G., Hamasaki, N., Thorner, J. (2000) Structure and calcium-binding properties of Frql, a novel calcium sensor in the yeast Saccharomyces cerevisiae. Biochemistry 39(40), 12149-61.

178. Paulus, H. (1969) A rapid and sensitive method for measuring the binding of radioactive ligands to proteins. Anal. Biochem. 32(1), 91-100.

179. Papermaster, D.S., and Dreyer, W.J. (1974) Rhodopsin content in the outer segment membranes of bovine and frog retinal rods. Biochemistry 13, 24382444.

180. Shichi, H. and Somers, R.L. (1978) Light-dependent phosphorylation of rhodopsin. J. Biol. Chem. 253, 7040-7046.

181. Lambrecht, H. G. and Koch, K. W. (1992) Recoverin, a novel calcium-binding protein from vertebrate photoreceptors. Biochim. Biophys. Acta 1160, 63-66

182. Komolov, K. E., Senin, II, Philippov, P. P. and Koch, K. W. (2006) Surface plasmon resonance study of G protein/receptor coupling in a lipid bilayer-free system. Anal. Chem. 78, 1228-1234.

183. Stenberg, E., Persson, B., Roos, H., Urbaniczky C. (1991) Quantitative determination of surface concentration of protein with surface plasmon resonance using radiolabeled proteins. J. Colloid and Interface Science 143, 513.

184. Lange, C. and Koch, K. W. (1997) Calcium-dependent binding of recoverin to membranes monitored by surface plasmon resonance spectroscopy in real time. Biochemistry 36, 12019-12026.

185. Palczewski, K., Buczylko, J., Van Hooser, P., Carr, S.A., Huddleston, M.J., and Crabb, J.W. (1992) Identification of the autophosphorylation sites in rhodopsin kinase. J. Biol. Chem. 267, 18991-18998.

186. Weiergrâber, O.H., Senin, I.I., Zernii, E.Y., Churumova, V.A., Kovaleva, N.A., Nazipova, A.A., Permyakov, S.E., Permyakov, E.A., Philippov, P.P., Granzin, J., and Koch, K.W. (2006) Tuning of a neuronal calcium sensor. J. Biol. Chem. 281, 37594-37602.

187. Bradford, M.M. (1976) A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem. 72, 248-254.

188. Zor, T. and Selinger, Z. (1996) Linearization of the Bradford protein assay increases its sensitivity: theoretical and experimental studies. Anal. Biochem. 236(2), 302-8.

189. Dell'Orco, D. (2009) Fast predictions of thermodynamics and kinetics of protein-protein recognition from structures: from molecular design to systems biology. Mol. Biosyst. 5, 323-334.

190. Dell'Orco, D., Seeber, M., De Benedetti, P. G. and Fanelli, F. (2005) Probing fragment complementation by rigid-body docking: in silico reconstitution of calbindin D9k. J. Chem. Inf. 45, 1429-1438.

191. Chen, R. and Weng, Z. (2003) A novel shape complementarity scoring function for protein-protein docking. Proteins 51, 397-408.

192. Dell'Orco, D., De Benedetti, P. G. and Fanelli, F. (2007) In silico screening of mutational effects on enzyme-proteic inhibitor affinity: a docking-based approach. BMC Struct. Biol. 7, 37.

193. Laemmli, U.K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature, 227, 680-685.

194. Towbin H, Staehelin T, Gordon J. (1979) Electrophoretic transfer of proteins from polyacrylamide gels to nitrocellulose sheets: procedure and some applications. Proc. Nat.I Acad. Sci. USA., 76, 4350-4354.

195. Johnson, W.C., Palczewski, K., Gorczyca, W.A., Riazance-Lawrence, J.H., Witkowska, D. and Polans, A.S. (1997) Calcium binding to recoverin: implications for secondary structure and membrane association. Biochim. Biophys. Acta 1342, 164-174.