Изучение Ca2+/рековерин-зависимой регуляции фосфорилирования родопсина, катализируемого родопсинкиназой тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Чурюмова, Валерия Александровна

• Чурюмова, Валерия Александровна
• кандидат биологических наук
• 2008

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Чурюмова, Валерия Александровна

ВВЕДЕНИЕ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

Родопсинкиназа - представитель семейства протеинкиназ рецепторов, сопряженных с G-белками".

1. Общая схема зрительной трансдукции.

1.1. Передача зрительного сигнала.

1.2. Восстановление темнового состояния фоторецепторной клетки

2. Семейство протеинкиназ рецепторов, сопряженных с G-белками.

2.1. Тканевая и внутриклеточная локализация.

2.2. Организация генов семейства GRK.

2.3. Структурные особенности протеинкиназ семейства GRK.

2.3.1. Характеристика доменов.

2.3.2. Посттрансляционные модификации.

2.3.3. Кристаллические структуры представителей семейства GRK.

2.4. Регуляция GRK.

2.4.1. Регуляция активности GRK при участии

Ca -связывающих белков.

2.4.2. Регуляция активности и клеточная локализация.

2.4.3. Фосфорилирование GRK другими протеинкиназами.

2.4.4. Взаимодействие GRK с кавеолином и другими лигандами.

2.4.5. Регуляция экспрессии GRK.

2.4.6. Аутофосфорилирование GRK.

2.5. Регуляция рецепторов независимо от их фосфорилирования под действием GRK.

2.6. Физиологическая роль протеинкиназ семейства GRK и их участие в патологических процессах.

3. Десенситизация родопсина путем фосфорилирования родопсинкиназой.

3.1. Механизм фосфорилирования родопсина родопсинкиназой.

3.2. "Фосфорилирование родопсина с высоким выходом".

3.3. Са2+-зависимое ингибирование родопсинкиназы рековерином.70 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

1. Реактивы.

2. Выделение плазмидной ДНК из клеток штамма Е.соН ХЬ2.

3. Получение генетических конструкций, кодирующих химерные белки ОБ™ и ОЭТ-С.

4. Приготовление компетентных клеток.

5. Трансформация клеток Е.соН плазмидной ДНК.

6. Отбор мутантных клонов.

7. Секвенирование ДНК.

8. Экспрессия гена ОЗТ, выделение и очистка рекомбинантного белка

9. Экспрессия генов 08Т-№ и ОБТ-С, выделение и очистка химерных белков.

10. Экспрессия рековерина и его мутантов в клетках Е.соН.

11. Выделение рекомбинантного рековерина дикого типа и его мутантных форм.

12. Приготовление кальциевых буферов и измерение [Са ]{.

13. Определение количества кальция, связанного с рековерином.

14. Взаимодействие рековерина с фенилсефарозой.

15. Выделение НСП.

16. Выделение рафт-структур из мембран НСП.

17. Получение отмытых мочевиной фоторецепторных мембран.

18. Приготовление липосом.

19. Изменение содержания холестерина в мембранах НСП.

20. Связывание рекомбинантного рековерина с отмытыми мочевиной мембранами НСП и искусственными фосфолипидными везикулами.

21. Выделение родопсинкиназы.

22. Определение активности родопсинкиназы.

23. SPR-спектроскопия.

23.1. Иммобилизация липосом.

23.2. Измерение связывания рековерина с SPR-чипом и обработка экспериментальных данных.

24. Связывание рекомбинантных белков GST, GST-N и GST-C с рековерином.

25. Изучение влияния пептидных фрагментов родопсинкиназы на связывание N-концевого домена родопсинкиназы с рековерином.

26. Аналитические процедуры.

26.1. Электрофорез ДНК в агарозном геле.

26.2. SDS-электрофорез в полиакриламидном геле.

26.3. Определение концентрации белков.1.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

1. Влияние содержания холестерина фоторецепторных мембран на взаимодействие рековерина с мембранами и регуляцию фосфорилирования родопсина.

1.1. Исследование влияния холестерина на взаимодействие рековерина с мембранами.

1 Л I

1.2. Влияние содержания холестерина на Са /рековерин-зависимую регуляцию фосфорилирования родопсина.

2. Исследование роли Са -связывающих центров рековерина в ингибировании родопсинкиназы.

2.1. Исследование роли

-связывающих центров рековерина в экспонировании гидрофобного "кармана".114.

2.2. Исследование роли Са2+ -связывающих центров рековерина в ингибировании родопсинкиназы.

3. Выявление сайтов родопсинкиназы, ответственных за взаимодействие с рековерином.

3.1. Клонирование, идентификация и экспрессия полноразмерного гена родопсинкиназы.

3.2. Клонирование, экспрессия и выделение N- и С-концевых доменов родопсинкиназы.

3.3. Выявление доменов и сайтов родопсинкиназы, ответственных за взаимодействие с рековерином.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Изучение Ca2+/рековерин-зависимой регуляции фосфорилирования родопсина, катализируемого родопсинкиназой»

Ионы кальция служат универсальным регулятором самых разнообразных процессов, протекающих в живой клетке. Воздействие ионов кальция на эти процессы в большинстве случаев опосредовано fj I [

Ca -связывающими белками. За связывание ионов кальция у многих Са2+-связывающих белков отвечает специальная структура, получившая название "EF-hand". Многие из белков, содержащих EF-hand-структуру, служат сенсорами ионов кальция для различных мишеней в клетках определённых типов, например, в нейронах. Так, в настоящее время известно более сорока представителей EF-hand

94содержащих Ca -связывающих белков, специфичных для нервной ткани, которые составляют семейство нейрональных Са2+-сенсоров

94neuronal calcium sensors, NCS). Нейрональные Ca -сенсоры выполняют регуляторную роль в отношении различных внутриклеточных белков-мишеней таких, как: протеинкиназы, гуанилатциклазы, аденилатциклазы и ионные каналы. Изменение внутриклеточной концен

2+ трации Ca определяет компартментализацию (раствор/мембрана) многих белков этого семейства, что в свою очередь модулирует их взаимодействие с сигнальными партнерами.

Типичным представителем семейства нейрональных Са2+-сенсоров является рековерин, высокоспецифичный для фоторецеп-торных клеток сетчатки, которые представляют собой высокоспециализированные нейроны. Функция рековерина в фоторецепторной клетке заключается в Са2+-зависимой регуляции десенситизации фотоактивированного рецептора (родопсина) путём его фосфорилирова-ния, катализируемого ферментом родопсинкиназой. При высокой концентрации ионов кальция рековерин находится в комплексе с фоторецепторной мембраной и взаимодействует с родопсинкиназой, что приводит к ингибированию фермента. Тогда как при низких концентрациях катиона комплекс родопсинкиназа-рековерин диссоциирует и ингибирование снимается. Са -зависимое ингибирование фосфори-лирования родопсина происходит при непосредственном взаимодействии родопсинкиназы и рековерина.

К моменту начала настоящей работы отсутствовала информация, касающаяся участков связывания этих двух белков. Кроме того, процесс десенситизации родопсина, так же как и большинство процессов, имеющих отношение к фототрансдукции, происходит на мембране. Влияние фоторецепторных мембран на регуляцию фосфорили-рования родопсина, катализируемого родопсинкиназой, ранее не изучалось. Настоящая работа посвящена исследованию влияния состава фоторецепторных мембран на процесс Са2+-зависимого ингибирова-ния фосфорилирования родопсина и выявлению сайтов взаимодействия родопсинкиназы и рековерина.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ "Родопсинкиназа - представитель семейства протеинкиназ рецепторов, сопряженных с С-белками"

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Чурюмова, Валерия Александровна

выводы

1. Сродство рековерина к фоторецепторным мембранам возрастает при увеличении в них концентрации холестерина.

2. Повышение содержания холестерина в фоторецепторных мембранах приводит к уменьшению уровня фосфорилирования содержащегося в них родопсина вследствие усиления Са2+-зависимого ин-гибирования родопсинкиназы рековерином.

3. Связывание ионов кальция с

Са -связывающим центром рековерина ЕВ2, но не ЕБЗ, обусловливает экспонирование неполярных боковых цепей гидрофобного "кармана" белка и тем самым - Са -зависимое ингибирование родопсинкиназы.

4. За взаимодействие родопсинкиназы с рековерином отвечает регу-ляторный Ы-концевой домен фермента, причем основной вклад вносит ее фрагмент ЮСц.^.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Чурюмова, Валерия Александровна, 2008 год

1. Филиппов П.П., Аршавский В.Ю., Дижур A.M. (1987). Биохимия зрительной рецепции. Итоги науки и техники. ВИНИТИ, т.26.

2. Philippov, Р. (2000). Phototransduction and calcium. Membr. Cell. Biol. 13, 195-206.

3. Schwartz, E.A. (1981). First events in vision: the generation of responses in vertebrate rods. J. Cell Biol. 90, 271-278.

4. Chabre, M. (1985). Trigger and amplification mechanisms in visual phototransduction. Ann. Rev. Biophys. Chem. 14, 331-360.

5. Абдулаев, Н.Г. и Артамонов, И.Д. (1984). Биоорганическая химия зрительного процесса. Биол. мембраны. 1, 775-793.

6. Dratz, E.A. and Hargrave, P.A. (1983). The structure of rhodopsin and the rod outer segment disk membrane. Trends Biochem. Sci. 8, 128-131.

7. Hamm, H.E. and Bownds, M.D. (1986). Protein complement of rod outer segments of frog retina. Biochemistry 25, 4512-4525.

8. Ovchinnikov, Y.A. (1982). Rhodopsin and bacteriorhodopsin: structure function relationships. FEBS Lett. 148, 179-191.

9. Mullen, E. and Akhtar, M. (1982). Topographic and active site studies on bovine rhodopsin. FEBS Lett. 132, 261-264.

10. Ovchinnikov, Y.A., Abdulaev, N.G. and Bogachuk, A.S. (1988). Two adjacent cysteine residues in the C-terminal cytoplasmic fragment of bovine rhodopsin are palmitylated. FEBS Lett. 230, 1-5.

11. Menon, S.T., Han, M. and Sakmar, T.P. (2001). Rhodopsin: structural basis of molecular physiology. Physiol. Rev. 81, p. 1659-1688.

12. Applebury, M. A. (1991). Molecular determinants of visual pigment function. Curr. Opin. Neurobiol., 1, p. 263-269.

13. Fotiadis, D., Liang, Y., Filipek, S., Saperstein, D.A., Engel, A., Palc-zewski, K. (2003). Atomic-force microscopy: Rhodopsin dimers in native disc membranes Nature, 421(6919), p. 127-128.

14. Kuhn, H. (1980). Light- and GTP-regulated interaction of GTPase and other proteins with bovine photoreceptor membranes. Nature, 283, p. 587589.

15. Stryer, L. (1985). Molecular design of an amplification cascade in vision. Biopolymeres. 24, p. 29-47.

16. Stryer, L., Hurley, J.B. and Fung, B.K. (1981). First stage of amplification in the cyclic nucleotide cascade of vision. Trends Biochem. Sci. 6, p. 245-247.

17. Hurley, J.B. (1992). Signal transduction enzymes of vertebrate photoreceptors. J. Bioenerg. and Biomemb. 24, p. 219-226.

18. Janz, J.M., Farrens, D.L. (2004). Rhodopsin activation exposes a key hydrophobic binding site for the transducin alpha-subunit C terminus. J. Biol. Chem. 279, p. 29767-29773.

19. Arshavsky, V.Y., Dizhoor, A.M., Shestakova, I.K. and Philippov, P.P. (1985). The effect of rhodopsin phosphorylation on the light-dependent activation of phosphodiesterase from bovine rod outer segments. FEBS Lett. 181, p. 264-266.

20. Hurley, J.B. and Stryer, L. (1982). Purification and characterization of the gamma regulatory subunit of the cGMP phosphodiesterase from retinal rod outer segments. J. Biol. Chem. 257, p. 11094-11099.

21. Florio, S.K., Prusti, R.K and Beavo, J.A. (1996). Solubilization of membrane-bound phosphodiesterase by the rod phosphodiesterase recombinant 5 subunit. J. Biol. Chem. 271, p. 24036-24047.

22. Palczewski, K. and Saari, J.C. (1997). Activation and inactivation steps in the visual transduction pathway. Curr. Opin. Neurobiol., 7, p. 500-504.

23. Lipkin, V.M., Dumler, I.L., Muradov, K.G., Artemyev, N.O. and Etin-gof, R.N. (1988). Active sites of the cyclic GMP phosphodiesterase gam-ma-subunit of retinal rod outer segment. FEBS Lett. 234, p. 287-290.

24. Kaupp, U.B., Seifert, R. (2002). Cyclic nucleotide-gated ion channels. Physiol. Rev. 82(3), p. 769-824

25. Stryer, L. (1986). Cyclic GMP cascade of vision. Annu. Rev. Neurosci. 9, p. 87-119.

26. Cook, N.J., Hanke, W. and Kaupp, U.B. (1987). Identification, purification and functional reconstitution of the cyclic GMP-dependent channel from rod photoreceptors. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 84, p. 585-589.

27. Yau, K.-W. and Baylor, D.A. (1989). Cyclic GMP-activated conductance of retinal photoreceptor cells. Annu. Rev. Neurosci. 12, p. 289-327.

28. Pfister, С., Chabre, M., Plouet, J., Tuyen, V.V., De Kozak, Y., Faure J.P., Kuhn, H. (1985). Retinal S antigen identified as the 48K protein regulating light-dependent phosphodiesterase in rods. Science 228, p. 891-893.

29. Kuhn, H. and Wilden, U. (1987). Deactivation of photoactivated rho-dopsin by rhodopsin kinase and arrestin. J. Recept. Res. 7, p. 283-298.

30. Gurevich, V.V. andBenovic, J.L. (1992). Cell-free expression of visual arrestin. Truncation mutagenesis identifies multiples domains involved in rhodopsin interaction. J. Biol. Chem. 267, p. 21919-21923.

31. Palczewski, K., Buczylko, J., Ohguro, H., Annan, R.S., Carr, S.A., Crabb, J.W., Kaplan, M.W, Johnson, R.S., Walsh, K.A. (1994). Characterization of a truncated form of arrestin isolated from bovine rod outer segments. Protein Sci. 3(2), p. 314-324.

32. Pulvermuller, A., Maretzki, D., Rudnicka-Nawrot, M., Smith, W.C., Palczewski, K., Hofmann, K.P. (1997). Functional differences in the interaction of arrestin and its splice variant, p44, with rhodopsin. Biochemistry. 36(30), p. 9253-9260.

33. Ascano, M., Robinson, P.R. (2006). Differential phosphorylation of the rhodopsin cytoplasmic tail mediates the binding of arrestin and its splice variant, p44. Biochemistry, 45, p. 2398-2407.

34. Arshavsky, V.Y. and Bownds, M.D. (1992). Regulation of deactivation of photoreceptor G protein by its target enzyme and cGMP. Nature, 357, p. 416-417.

35. Faurobert, E. and Hurley, J.B. (1997). The core domain of new retina specific RGS protein stimulates the GTPase activity of transducin in vitro. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 94, p. 2945-2950.

36. Ross, E.M., Wilkie, T.M. (2000). GTPase-activating proteins for hete-rotrimeric G proteins: regulators of G protein signaling (RGS) and RGS-like proteins. Annu. Rev. Biochem. 69, p. 795-827.

37. He, W., Cowan, C.W. and Wensel, T.G. (1998). RGS9, a GTPase accelerator for phototransduction. Neuron, 20, p. 95-102.

38. Tsang, S.H., Burns, N.E., Calvert, P.D., Gouras, P., Baylor, D.A., Goff, S.P. and Arshavsky, V.Y. (1998). Role for the target enzyme in deactivation of photoreceptor G protein in vivo. Science, 282, p. 117-121.

39. Yamazaki, A., Bondarenko, V.A., Dua, S., Yamazaki, M., Usukura, J., Hayashi, F. (1996). Possible stimulation of retinal rod recovery to dark state by cGMP release from a cGMP phosphodiesterase non catalytic site. J. Biol. Chem. 51, p. 32495-32498.

40. Lee, R.H., Lieberman, B.S. and Lolley, R.N. (1987). A novel complex from bovine visual cells of a 33,000-dalton phosphoprotein with beta and gamma transducin: purification and subunit structure. Biochemistry, 28, p. 3983-3990.

41. Willardson, B.M., Wilkins, J.F., Yoshida, T. and Bitensky, M.W. (1996). Regulation of phosducin phosphorylation in retinas rods by Ca2+/calmodulin-dependent adenylyl cyclase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 93, p. 1475-1479.

42. Calvert, P.D., Strissel, K.J., Schiesser, W.E., Pugh, E.N., Jr., Arshavsky, V.Y. (2006). Light-driven translocation of signaling proteins in vertebrate photoreceptors. Trends Cell. Biol. 16(11), p. 560-568.

43. Strissel, K.J., Sokolov, M., Trieu, L.H., Arshavsky VY. (2006). Arrestin translocation is induced at a critical threshold of visual signaling and is superstoichiometric to bleached rhodopsin. J. Neurosci. 26, p. 1146-1153.

44. Lobanova, E.S., Finkelstein, S., Song, H., Tsang, S.H., Chen, C.K., So-kolov, M., Skiba, N.P., Arshavsky, V.Y. (2007). Transducin translocation in rods is triggered by saturation of the GTPaseactivating complex. J. Neu-rosci. 27, p. 1151-1160.

45. Sommer, M.E., Farrens, D.L. (2006). Arrestin can act as a regulator of rhodopsin photochemistry. Vision Research, 46, p. 4532-4546.

46. Dohlman, H.G., Thorner, J., Caron, M.G., and Lefkowitz, R.J. (1991). Model systems for the study of seven-transmembrane-segment receptors. Annu. Rev. Biochem. 60, p. 653-688.

47. Wise, A., Jupe, S.C., Rees, S. (2004). The identification of ligands at orphan G-protein coupled receptors. Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. 44, p. 43-66.

48. Watson, S., Arkinstall, A. (1994). The G-Protein Linked Receptor Facts Book. San Diego: Academic Press.

49. Pitcher, J.A., Freedman, N.J., Lefkowitz, R.J. (1998). G proteincoupled receptor kinases. Annu Rev Biochem. 67, p. 653-692.

50. Krupnick, J.G., Benovic, J.L. (1998). The role of receptor kinases and arrestins in G protein-coupled receptor regulation. Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. 38, p. 289-319.

51. Kohout, T.A., Lefkowitz, R.J. (2003). Regulation of G protein-coupled receptor kinases and arrestins during receptor desensitization. Mol. Pharmacol. 63, p. 9-18.

52. Maeda, T., Imanishi, Y., Palczewslci, K. (2003). Rhodopsin phosphorylation: 30 years later. Prog. Retin. Eye Res. 22(4), p. 417-434.

53. Chen, C.K., Zhang, K., Church-Kopish, J., Huang, W., Zhang, H., Chen, Y.J., Frederick, J.M., Baehr, W. (2001). Characterization of human GRK7 as a potential cone opsin kinase. Mol. Vis. 7, p. 305-313.

54. Benovic, J.L., DeBlasi, A., Stone, W.C., Caron, M.G., Lefkowitz, R.J. (1989). Beta-adrenergic receptor kinase: primary structure delineates a multigene family. Science. 246, p. 235-240.

55. Benovic, J.L., Onorato, J.J., Arriza, J.L., Stone, W.C., Lohse, M., et al. (1991). Cloning, expression, and chromosomal localization of beta-adrenergic receptor kinase 2. A new member of the receptor kinase family. J. Biol. Chem. 266, p. 14939-14946.

56. Premont, R.T., Macrae, A.D., Stoffel, R.H., Chung, N., Pitcher, J.A., et al. (1996). Characterization of the G protein-coupled receptor kinase GRK4. Identification of four splice variants. J. Biol. Chem. 271, p. 64036410.

57. Kunapuli, P., Benovic, J.L. (1993). Cloning and expression of GRK5: a member of the G protein-coupled receptor kinase family. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 90, p. 5588-5592.

58. Premont, R.T., Koch, W.J., Inglese, J., Lefkowitz, R.J. (1994). Identification, purification, and characterization of GRK5, a member of the family of G protein-coupled receptor kinases. J. Biol. Chem. 269, p. 6832-6841.

59. Benovic, J.L., Gomez, J. (1993). Molecular cloning and expression of GRK6. A new member of the G protein-coupled receptor kinase family. J. Biol. Chem. 268, p. 19521-19527.

60. Cassill, J.A., Whitney, M., Joazeiro, C.A., Becker, A., Zuker, C.S. (1991). Isolation of Drosophila genes encoding G protein-coupled receptor kinases. PNAS. 88, p. 11067-11070.

61. Kiklcawa, S., Yoshida, N., Nakagawa, M., Iwasa, T., Tsuda, M. (1998). A novel rhodopsin kinase in octopus photoreceptor possesses a pleckstrinhomology domain and is activated by G protein /3y-subunits. J. Biol. Chem. 273, p. 7441-7447.

62. Mayeenuddin, L.H., Mitchell, J. (2001). cDNA cloning and characterization of a novel squid rhodopsin kinase encoding multiple modular domains. Vis. Neurosci. 18, p. 907-915.

63. Weiss, E.R., Raman, D., Shirakawa, S., Ducceschi, M.H., Bertram, P.T., Wong, F., Kraft, T.W., Osawa, S. (1998). The cloning of GRK7, a candidate cone opsin kinase, from cone- and rod-dominant mammalian retinas. Mol. Vis. 4, p. 27.

64. Zhao, X., Haeseleer, F., Fariss, R.N., Huang, J.,Baehr, W., Milam, A.H., Palczewski, K. (1997). Molecular cloning and localization of rhodopsin kinase in the mammalian pineal. Vis. Neurosci. 14, p. 225-232.

65. Imanishi, Y., Hisatomi, O., Yamamoto, S., Satoh, T., Kotaka, S., Ko-bayashi, Y., Tokunaga, F. (2007). A third photoreceptor-specific GRK found in the retina of Oryzias latipes (Japanese killifish). Zoolog Sci., 24(1), p. 87-93.

66. Gagnon, A.W., Benovic, J.L. (1997). Identification and chromosomal localization of a processed pseudogene of human GRK6. Gene, 184(1), p. 13-19.

67. Penn, R.B., Benovic, J.L. Structure of the human gene encoding the be-ta-adrenergic receptor kinase. (1994). J. Biol. Chem., 269(21), p. 1492414930.

68. Peppel, K., Boekhoff, I., McDonald, P., Breer, H., Caron, M.G., Lef-kowitz, R.J. (1997). G protein-coupled receptor kinase 3 (GRK3) gene disruption leads to loss of odorant receptor desensitization. J. Biol Chem. 272(41), p. 25425-25428.

69. Khani, S.C., Abitbol, M., Yamamoto, S., Maravic-Magovcevic, I., Dry-ja, T.P. (1996). Characterization and chromosomal localization of the gene for human rhodopsin kinase. Genomics. 35(3), p. 571-576.

70. Zhao, X., Huang, J., Khani, S.C., Palczewski, K. (1998). Molecular forms of human rhodopsin kinase (GRK1). J. Biol. Chem. 273(9), p. 51245131.

71. Moepps, B., Vatter, P., Frodl, R., Waechter, F., Dixkens, C., Hameister, H., Gierschilc, P. (1999). Alternative splicing produces transcripts encoding four variants of mouse G-protein-coupled receptor kinase 6. Genomics. 60(2), p. 199-209.

72. Palczewski, K., Buczylko, J., Lebioda, L., Crabb, J.W., Polans, A.S. (1993). Identification of the N-terminal region in rhodopsin kinase involved in its interaction with rhodopsin. J. Biol. Chem. 268, p. 6004-6013.

73. Day, P.W., Wedegaertner, P.B., Benovic, J.L. (2000). Analysis of G-protein-coupled receptor kinase RGS homology domains. Methods Enzy-mol. 390, p. 295-310.

74. Gan, X., Ma, Z., Deng, N., Wang, J., Ding, J., Li, L. (2004). Involvement of the C-terminal prolinç-rich motif of G protein-coupled receptor kinases in recognition of activated rhodopsin. J. Biol. Chem. 279, p. 4974149746.

75. Penela, P., Ribas, C., Mayor, F. Jr. (2003). Mechanisms of regulation of the expression and function of G protein-coupled receptor kinases. Cell. Signal. 15(11), p. 973-981.

76. Lemmon, M.A., Ferguson, K.M., Schlessinger, J. (1996). PH domains: diverse sequences with a common fold recruit signaling molecules to the cell surface. Cell. 85, p. 621-624.

77. Pronin, A.N., Carman, C.V., Benovic, J.L. (1998). Structure-function analysis of G protein-coupled receptor kinase-5. Role of the carboxyl terminus in kinase regulation. J. Biol. Chem. 273(47), p. 31510-31518.

78. Thiyagarajan, M.M., Stracquatanio, R.P., Pronin, A.N., Evanko, D.S., Benovic, J.L., Wedegaertner, P.B. (2004). A predicted amphipathic helix mediates plasma membrane localization of GRK5. J. Biol. Chem. 279(17), p. 17989-17995.

79. Lodowski, D.T., Pitcher, J.A., Capel, W.D., Lefkowitz, R.J., Tesmer, J.J. (2003). Keeping G proteins at bay: a complex between G proteincoupled receptor kinase 2 and Gbetagamma. Science. 300(5623), p. 12561262.

80. Lodowski, D.T., Barnhill, J.F., Pyskadlo, R.M., Ghirlando, R., Sterne-Marr, R, Tesmer, J.J. (2005). The role of G beta gamma and domain interfaces in the activation of G protein-coupled receptor kinase 2. Biochemistry. 44(18), p. 6958-6970.

81. Tesmer, V.M., Kawano, T., Shankaranarayanan, A., Kozasa, T., Tesmer J.J.G. (2005). Snapshot of Activated G Proteins at the Membrane: The Gcd/q-GRK2-Gi87 Complex. Science, 310, p. 1686-1690.

82. Lodowski, D.T., Tesmer, V.M., Benovic, J.L., Tesmer, J.J. (2006). The structure of G protein-coupled receptor kinase (GRK)-6 defines a second lineage of GRKs. J. Biol. Chem. 281(24), p. 16785-16793.

83. Sallese, M., Iacovelli, L., Cumashi, A., Capobianco, L., Cuomo, L., De Blasi, A. (2000). Regulation of G protein-coupled receptor kinase subtypes by calcium sensor proteins. Biochim. Biophys. Acta, 1498(2-3), p. 112121.

84. Ikura, M. (1996). Calcium binding and conformational response in EF-hand proteins. Trends Biochem. Sci., 21(1), p. 14-17.

85. Nef, P. (1996). Neuron-specific calcium sensors (the NCS subfamily). Guidebook to the calcium-binding proteins. Oxford University Press, New York, p. 94-98.

86. Klenchin, V.A., Calvert, P.D., Bownds, M.D. (1995). Inhibition of rho-dopsin kinase by recoverin. Further evidence for a negative feedback system in phototransduction. J. Biol. Chem., 270(27), p. 16147-16152.

87. Chen, C.K., Inglese, J., Lefkowitz, R.J., Hurley, J.B. (1995). Ca(2+)-dependent interaction of recoverin with rhodopsin kinase. J. Biol. Chem. 270(30), p. 18060-6.

88. Levay, K., Satpaev, D.K., Pronin, A.N., Benovic, J.L., Slepak, V.Z. (1998). Localization of the sites for Ca2+-binding proteins on G proteincoupled receptor kinases. Biochemistry. 37(39), p. 13650-13659.

89. Pronin, A.N., Satpaev, D.K., Slepak, V.Z., Benovic, J.L. (1997). Regulation of G protein-coupled receptor kinases by calmodulin and localization of the calmodulin binding domain. J. Biol. Chem. 272(29), p. 18273-18280.

90. Chuang, T.T. Paolucci, L., De Blasi, A. (1996). Inhibition of G protein-coupled receptor kinase subtypes by Ca2+/calmodulin. J. Biol Chem. 271(45), p. 28691-28696.

91. Kabbani, N., Negyessy, L., Lin, R., Goldman-Rakic, P., Levenson, R. (2002). Interaction with neuronal calcium sensor NCS-1 mediates desensi-tization of the D2 dopamine receptor. J. Neurosci. 22(19), p. 8476-8486.

92. DebBurman, S.K., Ptasienski, J., Boetticher, E., Lomasney, J.W., Benovic, J.L., Hosey, M.M. (1995). Lipid-mediated regulation of G proteincoupled receptor kinases 2 and 3. J. Biol. Chem.270(l 1), p. 5742-5747.

93. Sarnago, S., Roca, R., de Blasi, A., Valencia, A., Mayor, F. Jr., Murga, C. (2003). Involvement of intramolecular interactions in the regulation of G protein-coupled receptor kinase 2. Mol. Pharmacol. 64(3), p. 629-639.

94. Johnson, L.R., Scott, M.G., Pitcher, J.A. (2004). G protein-coupled receptor kinase 5 contains a DNA-binding nuclear localization sequence. Mol Cell Biol., 24(23), p.10169-10179.

95. Yang, X.L., Zhang, Y.L., Lai, Z.S., Xing, F.Y., Liu, Y.H. (2003). Pleckstrin homology domain of G protein-coupled receptor kinase-2 binds to PKC and affects the activity of PKC kinase. World J. Gastroenterol. 9(4), p. 800-803.

96. Pronin, A.N., Benovic, J.L. (1997). Regulation of the G proteincoupled receptor kinase GRK5 by protein kinase C. J. Biol. Chem. 272(6), p. 3806-3812.

97. Horner, T.J., Osawa, S., Schaller, M.D., Weiss, E.R. (2005). Phosphorylation of GRK1 and GRK7 by cAMP-dependent protein kinase attenuates their enzymatic activities. J. Biol. Chem. 280(31), p. 28241-28250.

98. Carman, C.V., Lisanti, M.P., Benovic, J.L. (1999). Regulation of G protein-coupled receptor kinases by caveolin. J. Biol. Chem. 274(13), p. 8858-8864.

99. Salim, S., Eikenburg, D.C. (2007). Role of 90-kDa heat shock protein (Hsp 90) and protein degradation in regulating neuronal levels of G protein-coupled receptor kinase 3. J. Pharmacol. Exp. Ther. 320(3), p. 11061112.

100. Willets, J.M., Challiss, R.A., Nahorski, S.R. (2003). Non-visual GRKs: are we seeing the whole picture? Trends Pharmacol. Sci. 24(12), p. 626-633.

101. Palczewski, K., Buczylko, J., Van Hooser, P., Carr, S.A., Huddleston, M.J., Crabb, J.W. (1992). Identification of the autophosphorylation sites in rhodopsin kinase. J. Biol. Chem., 267(26), p. 18991-18998.

102. Satpaev, D.K., Chen, C.K., Scotti, A., Simon, M.I., Hurley, J.B., Sle-pak, V.Z. (1998). Autophosphorylation and ADP regulate the Ca2+-dependent interaction of recoverin with rhodopsin kinase. Biochemistry, 37(28), p. 10256-10262.

103. Kunapuli, P., Gurevich, V.V., Benovic, J.L. (1994). Phospholipid-stimulated autophosphorylation activates the G protein-coupled receptor kinase GRK5. J. Biol. Chem. 269(14), p. 10209-10212.

104. Loudon, R.P., Benovic, J.L. (1994). Expression, purification, and characterization of the G protein-coupled receptor kinase GRK6. J. Biol. Chem. 269(36), p. 22691-22697.

105. Pao, C.S., Benovic, J.L. (2002). Phosphorylation-independent desensi-tization of G protein-coupled receptors? Sci STKE. (153), PE42.

106. Perroy, J., Adam, L., Qanbar, R., Chenier, S., Bouvier, M. (2003). Phosphorylation-independent desensitization of GABA(B) receptor by GRK4. EMBO J. 22(15), p. 3816-3824.

107. Dhami, G.K., Anborgh, P.H., Dale, L.B., Sterne-Marr, R., Ferguson, S.S. (2002). Phosphorylation-independent regulation of metabotropic glutamate receptor signaling by G protein-coupled receptor kinase 2. J. Biol. Chem. 277(28), p. 25266-25272.

108. Metaye, T., Gibelin, H., Perdrisot, R., Kraimps, J.L. (2005). Pathophysiological roles of G-protein-coupled receptor kinases. Cell. Signal. 17(8), p. 917-928.

109. Premont, R.T., Gainetdinov, R.R. (2007). Physiological roles of G protein-coupled receptor kinases and arrestins. Annu. Rev. Physiol. 69, p. 511-534.

110. Farber, D.B., Danciger, M. (1997). Identification of genes causing photoreceptor degenerations leading to blindness. Curr Opin Neurobiol. 7(5), p. 666-673.

111. Kuhn, H. and Dreyer, W.J. (1972). Light dependent phosphorylation of rhodopsin by ATP. FEBS Lett. 20, p. 1-6.

112. Sitaramayya, A., Liebman, P. A. (1983). Phosphorylation of rhodopsin and quenching of cyclic GMP phosphodiesterase activation by ATP at weak bleaches. J. Biol. Chem. 258(20), p. 12106-12109.

113. Brown, N.G., Fowles, C., Sharma, R., Akhtar, M. (1992). Mechanistic studies on rhodopsin kinase. Light-dependent phosphorylation of C-terminal peptides of rhodopsin. Eur. J. Biochem. 208, p. 659-667.

114. Dean, K.R., Akhtar, M. (1996). Novel mechanism for the activation of rhodopsin kinase: implications for other G protein-coupled receptor kinases (GRK's). Biochemistry 35, p. 6164-6172.

115. McCarthy, N.E., Akhtar, M. (2002). Activation of rhodopsin kinase. Biochem. J. 363, p. 359-364.

116. Dean, K.R. and Akhtar, M. (1993). Phosphorylation of solubilized dark-adapted rhodopsin. Insights into the activation of rhodopsin kinase. Eur. J. Biochem. 21, p. 881-890.

117. Metaye, T., Gibelin, H., Perdrisot, R., Kraimps, J.L. (2005). Pathophysiological roles of G-protein-coupled receptor kinases. Cell. Signal. 17(8), p. 917-928.

118. Palczewski, K., McDowell, J.H., Hargrave, P.A. (1988). Purification and characterization of rhodopsin kinase. J. Biol. Chem. 263, p. 1406714073.

119. Wilden U., Kuhn H. (1982). Light-dependent phosphorylation of rhodopsin: number of phosphorylation sites. Biochemistry, 21, p. 3014-3022.

120. McDowell, J.H., Nawrocki, J.P., Hargrave, P.A. (1993). Phosphorylation sites in bovine rhodopsin. Biochemistry, 32, p. 4968-4974.

121. Papac, D.I., Oatis Jr., J.E., Crouch, R.K., Knapp, D.R. (1993). Mass spectrometric identification of phosphorylation sites in bleached bovine rhodopsin. Biochemistry, 32, p. 5930-5934.

122. Pullen, N, Akhtar, M. (1994). Rhodopsin kinase: studies on the sequence of and the recognition motif for multiphosphorylations. Biochemistry, 33(48), p. 14536-14542.

123. Mendez, A., Burns, M.E., Roca, A., Lem, J,, Wu, L.W., Simon, M.I., Baylor, D.A., Chen, J. (2000). Rapid and reproducible deactivation of rhodopsin requires multiple phosphorylation sites. Neuron, 28, p. 153-164.

124. Palczewski, K., McDowell, J.H., Hargrave, P.A. (1988). Rhodopsin kinase: substrate specificity and factors that influence activity. Biochemistry, 27(7), p. 2306-2313.

125. McDowell, J.H., Kuhn, H. (1977). Light-induced phosphorylation of rhodopsin in cattle photoreceptor membranes: substrate activation and inac-tivation. Biochemistry, 16(18), p. 4054-4060.

126. Fowles, C., Sharma. R., Akhtar, M. (1988). Mechanistic studies on the phosphorylation of photoexcited rhodopsin. FEBS Lett., 238, p. 56-60.

127. Frank, R.N., Buzney, S.M. (1975). Mechanism and specificity of rhodopsin phosphorylation. Biochemistry, 14(23), p. 5110-5117.

128. Senin, I.I., Koch, K.-W., Akhtar, M. and Philippov, P.P. (2002). Ca2+-dependent control of rhodopsin phosphorylation: recoverin and rhodopsin kinase. Photoreceptors and Calcium, p. 24-32.

129. Palczewski, K., Buczylko, J., Kaplan, M.W., Polans, A.S., Crabb, J.W. (1991). Mechanism of rhodopsin kinase activation. J. Biol.Chem. 266, p. 12949-12955.

130. Langen, R., Cai, K., Altenbach, C., Khorana, H.G., Hubbell, W.L. (1999). Structural features of the C-terminal domain of bovine rhodopsin: a site-directed spin-labeling study. Biochemistry 38, p. 7918-7924.

131. Senin, I.I., Zargarov, A.A., Alekseev, A.M., Gorodovikova, E.N., Lipkin, V.M. and Philippov, P.P. (1995). N-myristoylation of recoverin enhances its efficiency as an inhibitor of rhodopsin kinase. FEBS Lett. 376, p. 87-90.

132. Binder, B.M., OConnor, T.M., Bownds, M.D., Arshavsky, V.Y. (1996). Phosphorylation of non-bleached rhodopsin in intact retinas and living frogs. J. Biol. Chem. 271, p. 19826-19830.

133. Kawamura, S. (1993). Rhodopsin phosphorylation as a mechanism of cyclic GMP phosphodiesterase regulation by S-modulin. Nature 362, p. 855-857.

134. Kawamura, S., Hisatomi, O., Kayada, S., Tokunaga, F. and Kuo, C.H.1993). Recoverin has S-modulin activity in frog rods. J. Biol. Chem. 268, p. 14579-14582.

135. Tachibanaki, S., Tsushima, S., Kawamura, S. (2001). Low amplification and fast visual pigment phosphorylation as mechanisms characterizing cone photoresponses. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 98(24), p. 14044-14049.

136. Flaherty, K.M., Zozulya, S., Stryer, L. and McKay, D.B. (1993). Three-dimensional structure of recoverin, a calcium sensor in vision. Cell 75, p. 709-716.

137. Senin, I.I., Fischer, T., Komolov, K.E., Zinchenko, D.V., Philippov, P.P. and Koch, K.W. (2002). Ca2+-myristoyl switch in the neuronal calcium sensor recoverin requires different functions of Ca2+-binding sites. J. Biol. Chem. 277(52), p. 50365-50372.

138. Zozulya, S., Stryer, L. (1992). Calcium-myristoyl protein switch. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 89, p. 11569-11573.

139. Ames, J.B., Ishima, R., Tanaka, T., Gordon, J.I., Stryer, L., Ikura, M. (1997). Molecular mechanics of calcium-myristoyl switches. Nature, 389(6647), p. 198-202.

140. Gorodovikova, E.N., Gimelbrant, A.A., Senin, I.I., Philippov, P.P.1994). Recoverin mediates the calcium effect upon rhodopsin phosphorylation and cGMP hydrolysis in bovine retina rod cells. FEBS Lett. 349(2), p. 187-190.

141. Gorodovikova, E.N., Senin, I.I., Philippov, P.P. (1994). Calcium-sensitive control of rhodopsin phosphorylation in the reconstituted systemconsisting of photoreceptor membranes, rhodopsin kinase and recoverin. FEBS Lett. 353(2), p. 171-172.

142. Gorodovikova, E.N., Philippov, P.P. (1993). The presence of a calcium-sensitive p26-containing complex in bovine retina rod cells. FEBS Lett. 335, p. 277-279.

143. Kawamura, S., Cox, J.A., Nef, P. (1994). Inhibition of rhodopsin phosphorylation by non-myristoylated recombinant recoverin. Biochem. Biophys. Res. Commun., 203(1), p. 121-127.

144. De Castro, E., Nef, S., Fiumelli, H., Lenz, S.E., Kawamura, S. and Nef, P. (1995). Regulation of rhodopsin phosphorylation by a family of neuronal calcium sensors. Biochem. Biophys. Res. Commun. 216 (1), p. 133-140.

145. Dizhoor, A.M., Chen, C.K., Olshevskaya, E., Sinelnikova, V.V., Phil-lipov, P., Hurley, J.B. (1993). Role of the acylated amino terminus of recoverin in Ca(2+)-dependent membrane interaction. Science, 259(5096), p. 829-832.

146. Sanada, K., Shimizu, F., Kameyama, K., Haga, K., Haga, T., Fukada, Y. (1996). Calcium-bound recoverin targets rhodopsin kinase to membranes to inhibit rhodopsin phosphorylation. FEBS Lett., 384(3), p. 227230.

147. Gray-Keller, M.P., Detwiler, P.B. (1996). Ca2+ dependence of dark-and light-adapted flash responses in rod photoreceptors. Neuron, 17(2), p.323-331.

148. Erickson, M.A., Lagnado, L., Zozulya, S., Neubert, T.A., Stryer, L., Baylor, D.A. (1998). The effect of recombinant recoverin on the photores-ponse of truncated rod photoreceptors. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A., 95(11), p. 6474-6479.

149. Nikonov, S., Lamb, T.D., Pugh, E.N., Jr. (2000). The role of steady phosphodiesterase activity in the kinetics and sensitivity of the light-adapted salamander rod photoresponse. Gen. Physiol., 116(6), p. 795-824.

150. Makino, C.L., Dodd, R.L., Chen, J., Burns, M.E., Roca, A., Simon, M.I., Baylor, D.A. (2004). Recoverin regulates light-dependent phosphodiesterase activity in retinal rods. J. Gen. Physiol., 123(6), p. 729-741.

151. Ladant, D. (1995). Calcium and membrane binding properties of bovine neurocalcin delta expressed in Escherichia coli. J. Biol. Chem. 270, p. 3179-3185.

152. Bradford, M.M. (1976). A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem. 72, p. 248-254.

153. Nair, K.S., Balasubramanian, N., Slepak, V.Z. (2002). Signal-dependent translocation of transducin, RGS9-l-Gbeta5L complex, and arrestin to detergent-resistant membrane rafts in photoreceptors. Curr. Biol., 12(5), p. 421-425.

154. Shichi, H. and Somers, R.L. (1978). Light-dependent phosphorylation of rhodopsin. J. Biol. Chem. 253, p. 7040-7046.

155. Niu, S.-L., Mitchell, D.C., Litman, B.J. (2002). Manipulation of cholesterol levels in rod disk membranes by methyl-beta-cyclodextrin: effects on receptor activation. J. Biol. Chem., 277(23), p. 20139-20145.

156. Laemmli, U.K. (1970). Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature 227, p. 680-685.

157. Fliesler, S.J., Anderson, R.E. (1983). Chemistry and metabolism of lipids in the vertebrate retina. Prog. Lipid Res., 22, p. 79-131.

158. Boesze-Battaglia, K., Schimmel, R. (1997). Cell membrane lipid composition and distribution: implications for cell function and lessons learned from photoreceptors and platelets.J. Exp. Biol., 200(23), p. 29272936.

159. Boesze-Battaglia, K., Hennessey, T., Albert, A.D. (1990). Cholesterol heterogeneity in bovine rod outer segment disk membranes. J. Biol. Chem., 264(14), p. 8151-8155.

160. Boesze-Battaglia, K., Fliesler, S.J., Albert, A.D. (1990). Relationship of cholesterol content to spatial distribution and age of disc membranes in retinal rod outer segments. J. Biol. Chem., 265, p. 18867-18870.

161. Boesze-Battaglia, K. and Albert, A.D. (1990). Cholesterol modulation of photoreceptor function in bovine retinal rod outer segments. J. Biol. Chem., 265(34), p. 20727-20730.

162. Albert, A.D. and Boesze-Battaglia, K. (2005). The role of cholesterol in rod outer segment membranes. Prog. Lipid Res., 44(2-3), p. 99-124.

163. Schnapf, J.L. (1983). Dependence of the single photon response on longitudinal position of absorption in toad rod outer segments. J. Physiol., 343, p. 147-59.

164. Stenberg, E., Persson, H., Roos, H. and Urbaniczky, C. (1991). Quantitative determination of surface concentration of protein with surfaceplasmon resonance by using radiolabeled proteins. J. Colloid Interface Sci. 143, p. 513-526.

165. Brown, B.M., Carlson, B.L., Zhu, X., Lolley, R.N., Craft, C.M. (2002). Light-driven translocation of the protein phosphatase 2A complex regulates light/dark dephosphorylation of phosducin and rhodopsin. Biochemistry, 41(46), p. 13526-13538.

166. Martin, R.E., Elliott, M.H., Brush, R.S., Anderson, R.E. (2005). Detailed characterization of the lipid composition of detergent-resistant membranes from photoreceptor rod outer segment membranes. Invest. Ophthalmol. Vis.Sci., 46(4), p. 1147-1154.

167. Strissel, K.J., Lishko, P.V., Trieu, L.H., Kennedy, M.J., Hurley, J.B., Arshavsky, V.Y. (2005). Recoverin undergoes light-dependent intracellulartranslocation in rod photoreceptors. J. Biol. Chem., 80(32), p. 2925029255.

168. Nikonov S, Lamb TD, Pugh EN Jr. (2000). The role of steady phosphodiesterase activity in the kinetics and sensitivity of the light-adapted salamander rod photoresponse. Gen Physiol., 116(6), p. 795-824.

169. Ames, J.B., Hamasaki, N., Molchanova, T. (2002) Structure and calcium-binding studies of a recoverin mutant (E85Q) in an allosteric intermediate state. Biochemistry, 41(18), p. 5776-5787.

170. Tanaka, Т., Ames, J.B., Harvey, T.S., Stryer, L. and Ikura, M. (1995). Sequestration of the membrane-targeting myristoyl group of recoverin in the calcium-free state. Nature 376, 444-447.

171. Alekseev A.M., ShuFga-Morskoy S.V., Zinchenko D.V., Suchkov D.V., Vaganova S.A., Senin I.I., Zargarov A.A., Lipkin V.M., Akhtar M, PhilippovP.P. (1998) Obtaining and Characterization of EF-hand mutants of recoverin. FEBS Lett., 440 (1-2), p. 116-118.

172. Strynadka, N.C.J., James, M.N.G. (1989) Crystal structures of the helix-loop-helix calcium-binding proteins. Annu. Rev. Biochem. 58, p. 951998.

173. Moncrief, N.D., Kretsinger, R.H. and Goodman, M. (1990). Evolution of EF-hand calcium-modulated proteins. I. Relationships based on amino acid sequences. J. Mol. Evol. 30, p. 522-562.

174. Weiergraber, O.H., Senin, I.I., Philippov, P.P., Granzin, J., Koch, K.W. (2003). Impact of N-terminal myristoylation on the Ca2+-dependent conformational transition in recoverin. J. Biol. Chem., 278(25), p. 2297222979.

175. Ames, J.B., Porumb, T., Tanaka, T., Ikura, M., Stryer, L. (1995) Ami-no-terminal myristoylation induces cooperative calcium binding to recoverin. J. Biol. Chem., 270(9), p. 4526-4533.

176. Polans, A.S., Buczylko, J., Crabb, J. and Palczewski, K. (1991). A photoreceptor calcium binding protein is recognized by autoantibodies obtained from patients with cancer-associated retinopathy. J. Cell. Biol. 112, p. 981-989. |

177. Kawamura, S., Takamatsu, K. and Kitamura, K. (1992). Purification and characterization of S-modulin, a calcium-dependent regulator on cGMP phosphodiesterase in frog rod photoreceptors. Biochem. Biophys. Res. Commun. 186, p. 411-417.

178. Tachibanaki, S., Nanda, K., Sasaki, K., Ozalci, K. and Kawamura, S. (2000) Amino acid residiues of S-modulin responsible for interaction with rhodopsin kinase. J. Biol. Chem. 275, p. 3313-3319.

179. Carman, C.V., Som, T., Kim, C.M., Benovic, J.L. (1998). Binding and phosphorylation of tubulin by G protein-coupled receptor kinases. J. Biol. Chem., 273(32), p. 20308-20316.

180. Studier, F.W. and Moffatt, B.A. (1986). Use of bacteriophage T7 RNA polymerase to direct selective high-level expression of cloned genes. J. Mol. Biol., 189(1), p. 113-130.

181. Tabor, S., Richardson, C.C. (1985). A bacteriophage T7 RNA poly-merase/promoter system for controlled exclusive expression of specific genes. Proc. Natl. Acad. Sci U S A., 82(4), p. 1074-1078.

182. Stevens, R.C. (2000). Design of high-throughput methods of protein production for structural biology. Structure, 8(9), p. 77-85.

183. Smith, D.B. and Johnson, K.S. (1988). Single-step purification of polypeptides expressed in Escherichia coli as fusions with glutathione S-transferase. Gene, 67(1), p. 31-40.

184. Prinz, W.A., Aslund, F., Holmgren, A., Beckwith, J. (1997). The role of the thioredoxin and glutaredoxin pathways in reducing protein disulfide bonds in the Escherichia coli cytoplasm. J. Biol. Chem., 272(25), p. 1566115667.

185. Palczewski, K., Ohguro, H., Premont, R.T., Inglese, J. (1995). Rho-dopsin kinase autophosphorylation. Characterization of site-specific mutations. J. Biol. Chem. 270(25), p. 15294-15298.