Изучение процессов ремоделирования хроматина и репликации на инсуляторах D. melanogaster тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат наук Мазина, Марина Юсуповна

• Мазина, Марина Юсуповна
• кандидат наук
• 2014

Оглавление диссертации кандидат наук Мазина, Марина Юсуповна

Оглавление

Список сокращений

Введение

Обзор литератары

Глава 1. Хроматин

1.1. Структура и модификации гистонов

1.2. Классификации хроматина

Глава 2. Белковые комплексы, изменяющие структуру хроматина

2.1. Комплексы ремоделирования хроматина

2.1.1. Семейство 8\¥1/8№

2.1.2. Семейство ISWI

2.1.3. Семейство СНО

2.1.4. Семейство Ш080

2.2. Комплексы, осуществляющие ковалентные модификации гистонов

2.2.1. Основные пострансляционные модификации хроматина

2.2.2. Гистонацетилтрансферазы (ГАТ)

2.2.3. Гистондеацетилазы (ГДА)

Глава 3. Координация процессов репликации и транскрипции хроматина

Глава 4. Регуляторные элементы генома

4.1. Проксимальные и дистальные регуляторные элементы

4.2. Инсуляторы

4.2.1. Доменная организация генома

4.2.2. Энхансер-блокирующие инсуляторы

4.2.2.1. Примеры энхансер-блокирующих инсуляторов

4.2.2.2. Модели функционирования энхансер-блокирующих инсуляторов

4.2.2.3. Роль инсуляторов в организации пространственной структуры ядра

4.2.2.4. Инсуляторы и эпигенетическое наследование признаков

4.2.2.5. Инсуляторы и импринтинг генетической информации

4.2.3 Барьерные инсуляторы

4.2.3.1. Примеры барьерных инсуляторов

4.2.3.2. Модели функционирования барьерных инсуляторов

Материалы и методы

1. Материалы

1.1. Штаммы и векторы Е. соИ, использованные в работе

1.2. Среды для культивирования Е.соЫ, среда для культивирования Б2 клеток

1.3. Ферменты и реактивы

1.4. Буферные растворы

1.5. Клеточные линии

1.6. Линии мух О. ше1апо§а81ег

1.7. Антитела

1.8. Праймеры

1.9. Использованное программное обеспечение

2. Методы

2.1. Работа с E.coli. Клонирование плазмидных конструкций

2.2. Трансфекция эукариотических клеток

2.3. ПЦР; ПЦР в реальном времени (RT-PCR)

2.4. Выделение тотальной РНК из S2 клеток

2.5. Выделение геномной ДНК из S2 клеток

2.6. Получение кДНК

2.7. Получение двухцепочечной РНК

2.8. РНК-интерференция

2.9. Белковый гель-электрофорез

2.10. Western-блот анализ

2.11. Иммунопреципитация (осаждение белков антителами)

2.12. Иммунопреципитация хроматина (ChIP)

Результаты

1. Su(Hw) привлекает комплекс SAGA на сайты связывания Su(Hw)

2. Su(Hw) привлекает комплекс dSWI/SNF на сайты связывания Su(Hw)

3. Su(Hw) необходим для формирования областей с низкой плотностью нуклеосом

4. Комплекс узнавания ориджинов репликации (ORC) привлекается на сайты связывания Su(Hw)

5. Cdc45 привлекается на пре-репликативный комплекс на сайтах связывания Su(Hw)

6. $и{Нм?)-связывающие сайты составляют значительную часть сайтов ORC в "синем" и "черном " типах хроматина

7. Рекрутирование комплексов SAGA, ВАР и ORC на сайты связывания Su(Hw) не зависит от типа окружающего хроматина

8. Искусственное привлечение Su(Hw) является достаточным для последующего рекрутирования комплексов SAGA, ВАР и ORC

9. Сайт связывания Su(Hw) определяет привлечение комплексов SAGA, ВАР и ORC

10. Su(Hw), CTCF, GAF и BEAF32 обладают сходными свойствами ремоделирования хроматина и рекрутирования ORC

Обсуждение

Выводы

Список литературы

Список сокращений

ГАТ - гистонацетилтрансфераза

ГДА - гистондеацетилаза

п.о. - пар оснований.

т.п.о. - тысяч пар оснований.

BEAF (boundary-element associated factor) - белковый фактор, связывающийся с последовательностью инсулятора.

ChIP (chromatin iMMunoprecipitation) - метод иммунопреципитации хроматина.

CTCF (СССТС-binding factor) - фактор, связывающийся с последовательностью СССТС.

CTD (C-terminal domain) - С-концевой домен РНК-полимеразы II.

DMR (differentially methylated region) - инсулятор в Igf2/H19 локусе млекопитающих.

HAT (histone acetyltransferase) - гистонацетилаза.

НМТ (histone-methyltransferase) - гистонметилтрансфераза.

НР1 (heterochromatin protein 1) - негистоновый белок хроматина, участвующий в его компактизации.

HS (hypersensitive site) - области генома, гиперчувствительные к ДНКазе I.

hsp70 (heat-shock protein 70) - локус генов D. melanogaster, активирующихся при тепловом

шоке.

ICR (imprinting choice region) - область, контролирующая импринтинг. Igf2 (insulin-like growth factor 2) - ген инсулиноподобного фактора роста 2. LCR (locus control region) - область контроля локуса.

ORC (origin recognition complex) - комплекс узнавания участков начала репликации. PEV (position effect variegation) - эффект положения мозаичного типа. PHD (Plant Homeo Domain) - гомеодомен растений. Pol П (RNA polymerase П) - РНК-полимераза

SBP (scs-binding protein) - белок, связывающийся с последовательностью scs.

Su(Hw) (suppressor of hairy wings ) - белок-супрессор ворсистых крыльев у D.melanogaster.

TBP (TATA-binding protein) - ТАТА-связывающий белок.

Topors (topoisomerase-I-interacting protein) - топоизомеразо-1 -взаимодействующий белок. UAS (upstream activating sequense) - г/мс-действующие регуляторные элементы. USF (upstream transcriptional factor) - фактор, связывающий участок Н84-инсулятора. Zw5 (Zeste-white 5) - ген zeste-white, кодирующий белок SBP.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Изучение процессов ремоделирования хроматина и репликации на инсуляторах D. melanogaster»

Введение

Актуальность проблемы

В последние годы благодаря успехам в развитии технологий секвенирования были получены последовательности геномов многих организмов, картированы гены, определены последовательности белков. На сегодняшний день остается неразрешенным ряд вопросов: какие механизмы лежат в основе реализации этой первичной генетической информации, как организм регулирует транскрипцию генов, какие регуляторные факторы при этом оказываются задействованными.

Экспрессия белок-кодирующих генов эукариот контролируется на нескольких уровнях: инициация и элонгация транскрипции, процессинг мРНК, трансляция. Однако принято считать, что основной мишенью действия регуляторных факторов является стадия инициации транскрипции (Maston et al., 2006). Значительная роль в регуляции инициации транскрипции играют г/мс-действующие элементы: промоторы и дистальные регуляторные элементы - энхансеры, сайленсеры, инсуляторы. Исследование этих участков важно как для понимания механизмов, определяющих активность отдельных генов, так и регуляции на уровне всего генома.

Геном эукариот организован в домены, содержащие гены или кластеры генов с различными профилями экспрессии. Функциональные исследования показали, что промоторы генов изолированы от действия негативных или позитивных регуляторных элементов в соседних доменах. Инсуляторы это специфические последовательности ДНК, которые способны защищать гены от влияния регуляторных элементов в соседних локусах (Valenzuela and Kamakaka, 2006).

Белок Su(Hw) является белком с доменом "цинковых пальцев". Он обеспечивает активность ряда хорошо изученных инсуляторов D. melanogaster. Su(Hw)-3aBHCHMbie инсуляторы способны блокировать энхансер-промоторные взаимодействия, а также могут препятствовать распространению неактивной, конденсированной формы хроматина, выполняя барьерную функцию (Georgiev and Kozycina, 1996; Golovnin et al., 2003; Pai et al., 2004). Ранее в Лаборатории регуляции экспрессии генов ИБГ РАН было показано, что белок ENY2 привлекается белком Su(Hw) в состав инсуляторного комплекса и является необходимым для барьерной активности 8и(Н\у)-зависимых инсуляторов (Kurshakova, Maksimenko et al., 2007). ENY2 это небольшой белок, который является субъединицей гистонацетилтрансферазного комплекса SAGA D. melanogaster и играет важную роль в регуляции транскрипции (Kurshakova, Krasnov et al., 2007). Комплекс SAGA в свою очередь участвует в модификации гистонов и совместно с комплексами ремоделирования

хроматина SWI/SNF принимает участие в формировании открытой структуры хроматина на промоторах активно-транскрибирующихся генов (Krebs et al., 2011). Была высказана гипотеза, что роль SAGA и SWI/SNF комплексов в поддержании открытой структуры хроматина не ограничена промоторами генов, но и распространяется на Su(Hw)-зависимые инсуляторы дрозофилы.

Также, в Лаборатории регуляции экспрессии генов ИБГ РАН белок ENY2 был соосажден вместе с белками узнающими участки начала репликации ORC (origin recognition complex) (неопубликованные данные). Белковый комплекс ORC связывается с точками начала репликации, или ориджинами репликации, и играет определяющую роль в формировании платформы для сборки пре-репликативного комплекса и последующего запуска репликации. Места локализации ORC в геноме часто совпадают с различными регуляторными областями, такими как промоторы и инсуляторы (MacAlpine et al., 2004), что предполагает существование четкого механизма, обеспечивающего позиционирование точек начала репликации. Данный механизм, по-видимому, служит для синхронизации транскрипции и репликации в ходе клеточного цикла, что крайне важно для стабильности генома. Однако, несмотря на множество исследований, посвященных изучению ориджинов репликации, до сих пор остается не понятным, какие ключевые факторы определяют сайты связывания ORC. Известно лишь, что субъединицы ORC комплекса не способны выполнять эту функцию, так как обладают неспецифической ДНК-связывающей активностью (MacAlpine et al., 2004; Balasov et al., 2007).

Цели и задачи исследования

Целью данной работы являлось в разных модельных системах - линиях клеток S2 и различных линиях D. melanogaster - исследовать то, какие белковые комплексы привлекаются на 8и(Н\у)-зависимые инсуляторы, а также то, какие белок-белковые взаимодействия определяют рекрутирование данных комплексов.

В работе были поставлены следующие экспериментальные задачи:

1. Определить какие комплексы, изменяющие структуру хроматина, привлекаются на Su(Hw)-3aBHCHMbie инсуляторы

2. Проверить, зависит ли привлечение комплексов, изменяющих структуру хроматина, на 8и(Н\¥)-зависимые инсуляторы от белка Su(Hw)

3. Определить, происходит ли рекрутирование на 8и(Нш)-зависимые инсуляторы комплекса ORC; если комплекс ORC привлекается на инсуляторы, проверить, зависит ли рекрутирование комплекса от белка Su(Hw).

Научная новизна

В рамках данной работы была высказана гипотеза, что роль SAGA и SWI/SNF комплексов в поддержании открытой структуры хроматина не ограничена промоторами генов, но и распространяется на 8и(Нш)-зависимые инсуляторы дрозофилы. Данное предположение было полностью подтверждено в настоящей работе. Было обнаружено, что Su(Hw) привлекает комплексы ацетилирования гистонов SAGA и ремоделирования хроматина dSWI/SNF на Su(Hw)-3aBHCHMbie инсуляторы, что приводит к созданию областей с низкой плотностью нуклеосом и создает условия для связывания комплекса белков, узнающих участки начала репликации (ORC). По результатам работы высказано предположение о глобальном участии ДНК-связывающих белков в формировании сайтов пре-репликативных комплексов. В соответствии с предложенной моделью именно ДНК-связывающие белки являются ключевыми детерминантами позиционирования пре-репликативных комплексов в геноме. Они привлекают на инсуляторы, промоторы и энхансеры комплексы, ковалентно модифицирующие гистоны и ремоделирующие хроматин, способствуя формированию областей активного хроматина. Таким образом, ДНК-связывающие белки позволяют создать платформу для посадки комплекса ORC и связать регуляцию транскрипции и репликации.

Теоретическая и практическая значимость

Результаты данной работы расширяют представление о функциях таких регуляторных элементов генома, как инсуляторы, и являются примером объединения данными элементами регуляции процессов репликации и транскрипции. Кроме того, на основании результатов работы можно предполагать, что именно ДНК-связывающие белки являются ключевыми детерминантами позиционирования пре-репликативных комплексов в геноме.

Личный вклад соискателя

Диссертационная работа основана на собственных данных, полученных соискателем в период с 2011 по 2013 гг.

Методология и методы работы

Работа выполнена с использованием современного оборудования и методов молекулярной биологии и биохимии. За время выполнения диссертационной работы был освоен и использован широкий спектр методов, включающих методики молекулярного

клонирования, ведения культур эукариотических клеток, иммунопреципитации белков и хроматина, РНК-интерференции, ПЦР и ПЦР в реальном времени и др.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Su(Hw) привлекает комплекс ацетилирования гистонов SAGA и комплекс ремоделирования хроматина ВАР семейства dSWI/SNF на сайты связывания Su(Hw).

2. Su(Hw)-3aBHCHMoe связывание комплексов SAGA и ВАР приводит к формированию областей с низкой плотностью нуклеосом на сайтах Su(Hw) и создает условия для связывания комплекса белков ORC, узнающих участки начала репликации.

3. Комплекс CDC45 рекрутируется на некоторые из исследованных сайтов Su(Hw) и Su(Hw) является необходимым для рекрутинга.

4. Свойства ДНК-связывающего белка Su(Hw) не зависят от типа хроматина, окружающего его сайт.

5. Инсуляторные белки dCTCF, GAF и BEAF32 являются белками-кандидатами на участие в позиционировании ORC и формировании пре-репликативных сайтов по механизму, сходному с описанным для белка Su(Hw).

Степень достоверности и апробация результатов

Цели, поставленные в работе достигнуты, достоверность полученных результатов не вызывает сомнений. Результаты работы были опубликованы в рецензируемых научных журналах (.Nucleic acids research, Цитология) и представлены автором на российских и международных конференциях.

Публикации в научных журналах:

1. Vorobyeva, N. Е.* and Mazina, М. U.*, Golovnin, А. К., Kopytova, D. V., Gurskiy, D. Y., Nabirochkina, E. N., Georgieva, S. G., Georgiev, P. G., Krasnov, A. N. (2013) Insulator protein Su(Hw) recruits SAGA and Brahma complexes and constitutes part of Origin Recognition Complex-binding sites in the Drosophila genome. Nucleic acids res, 41 (11): 5717-30.

* - вклад авторов в работу является равным

2. Мазина, М. Ю„ Воробьева, Н. Е., Краснов, А. Н. (2013) Способность Su(Hw) создавать платформу для формирования ориджинов репликации не зависит от типа окружающего хроматина. Цитология, 55 (4): 218-24.

Материалы конференций:

1. Магадова М. 8и(Н\¥)-зависимые инсуляторы, как перспективная модель для создания высокоэффективных векторов в биотехнологии. Конференция молодых ученых "Молекулярная и клеточная биология: прикладные аспекты", Москва, 13 апреля 2012 г.

2. Магадова М.Ю., Воробьева Н.Е., Краснов А.Н. Инсуляторный белок D. melanogaster Su(Hw) рекрутирует комплексы SAGA и Brahma и создает условия для связывания белков, узнающих участки начала репликации (ORC). Международная конференция "Биология - наука XXI века", Москва, 24 мая 2012 г.

3. Краснов А.Н., Мазина М.Ю., Воробьева Н.Е. Роль белка Su(Hw) в позиционировании ориджинов репликации. Международная конференция "Хромосома 2012", Новосибирск, 2-7 сентября 2012 г.

4. Мазина М.Ю.. Воробьева Н.Е., Краснов А.Н. Инсуляторный белок D. melanogaster Su(Hw) рекрутирует комплексы SAGA и Brahma и создает условия для связывания белков, узнающих участки начала репликации (ORC). Международная конференция "Хромосома 2012", Новосибирск, 2-7 сентября 2012 г.

5. Marina Yu. Mazina. Methods of study of replication on the model of Drosophila follicular cells. Offspring-Meeting of the International Research Training Group GieBen/Marburg-Moscow (DFG/RFBR-funded), Moscow, Russia, 2629.06.2013;

6. Marina Mazina, Nadezhda Vorobyeva, Alexey Krasnov. Insulator protein Su(Hw) is indispensable to DAFC re-replication during Drosophila oogenesis. Chromatin Changes in Differentiation and Malignancies, Egmond aan Zee, The Netherlands, 2-4.09.2013;

7. Marina Mazina, Nadezhda Vorobyeva, Alexey Krasnov. Insulator protein Su(Hw) is indispensable to DAFC re-replication during Drosophila oogenesis. Workshop "Global and mechanistic approaches in nucleic acid biology " of the International Research Training Group GieBen/Marburg-Moscow (DFG/RFBR-funded), Sankt Petersburg, Russia, 17-20.09.2013

Обзор литературы Глава 1. Хроматин

1.1. Структура и модификации гистонов

Известно, что ДНК в клетке эукариот находится в плотно упакованном состоянии. Первым уровнем компактизации является формирование глобул, называемых нуклеосомами. Нуклеосома представляет собой ДНК длиной 146 п.н., образующую 1,65 витка вокруг белкового октамера, содержащего по две молекулы гистонов Н2А, Н2В, Н4 и НЗ. Гистоны - это небольшие белки с молекулярной 10-15 кДа, богатые положительно заряженными аминокислотами. В состав нуклеосомной глобулы могут входить различные вариантные формы гистонов. Наиболее изученными вариантами гистонов являются: НЗ.З и СепНЗ, варианты гистона НЗ, присутствующие в транскрипционно-активном хроматине и в центромерной области, соответственно; macroH2.A, сосредоточенный в неактивной копии Х-хромосомы млекопитающих; H2A.Bbd и H2A.Z, вероятно, являющиеся компонентами активного хроматина; Н2А.Х, фосфорилированная форма которого маркирует места разрывов ДНК. Предполагается, что нуклеосомы, построенные с участием вариантных форм гистонов, отличаются от канонических и выполняют некие особые функции. Образование нуклеосом является первым уровнем компактизации ДНК; при этом формируется структура типа «бусин на нити» диаметром 10 нм. Следующим уровнем компактизации хроматина является образование фибриллы диаметром 30 нм при участии гистона HI. 30-нм фибрилла является динамичной структурой, способ организации которой зависит от внешних условий, взаимодействий между соседними нуклеосомными глобулами. Дальнейшая компактизация состоит в упаковке ДНК в петли и домены и осуществляется посредством межнуклеосомных взаимодействий и ряда негистоновых белков (Разин и Быстрицкий, 2009).

Принято считать, что наибольший вклад в укладку ДНК на всех уровнях вносит структура нуклеосомы (Luger and Richmond, 1998). Значительную функциональную роль играют ковалентные модификации гистонов. Молекула любого гистона содержит протяженный а-спиральный домен, который с обоих концов фланкирован короткими а-спиралями и петлями и N-концевую неструктурированную последовательность, часто называемую хвостом. Спиральные домены взаимодействуют между собой, образуя ядро нуклеосомы. Хвосты гистонов выступают на поверхности нуклеосомы и являются основной мишенью посттрансляционных модификаций. Наиболее распространенными модификациями являются ацетилирование, метилирование, фосфорилирование, сумоилирование, убиквитинилирование и поли-АДФ-рибозилирование. Совокупность

экспонированных на поверхности нуклеосомных глобул ]ЧГ-концевых модификаций гистонов, а также вариантных форм в составе нуклеосом, составляет особый эпигенетический сигнал, часто называемый в литературе «гйстоновым кодом». Предполагается, что «гистоновый код» могут узнавать белки, участвующие в компактизации хроматина, репликации, транскрипции, репарации и ряде других функций.

1.2. Классификации хроматина

В первой половине XX века было обнаружено, что при окраске ядер красителями, специфически связывающимися с ДНК, можно наблюдать области с более плотной упаковкой ДНК (гетерохроматин) и области, где локальная концентрация ДНК значительно ниже (эухроматин). Было выдвинуто предположение, что транскрипционно-активная ДНК упакована менее компактно. Первые подтверждения этому получены при обработке хроматина ДНКазой I: активные гены оказались более подвержены расщеплению по сравнению с менее активными (Кио а а1., 1982; ВаЫвв е1 а1., 1986). Показано, что в активном хроматине часто отсутствует Н2А-Н2В димер, уровень гистона Н1 понижен, содержание же различных типов НМС-белков (негистоновые белки, связывающие нуклеосомы и приводящие к их декомпактизации) повышено по сравнению неактивным хроматином. Было установлено, что в составе активного хроматина имеется ряд модифицированных по Ы-концевым доменам гистонов, таких как ацетилированый по позиции К9 гистон НЗ (НЗК9Ас), гистон Н4, ацетилированный по позиции К16 (НЗК16Ас), ди- и триметилированый по позициям К4, К36 и К79 гистон НЗ (НЗК4ше2/3, НЗК36те2/3, НЗК79те2/?, соответственно). В структуре активного хроматина также присутствуют вариантные формы гистонов НЗ.З и Н2А.ВЬс1. Ацетилирование остатков лизина ]М-концевого домена гистонов считается одной из важнейших модификаций, связанных с транскрипционно-активным хроматином. Предложено несколько механизмов, связывающих активацию транскрипции и ацетилирование хроматина (ЕЬегЬаЛег е1 а1., 2002). Ацетилирование гистонов может ослаблять взаимодействие нуклеосом с ДНК, а также ацетилированные хвосты гистонов могут привлекать дополнительные факторы активации транскрипции. Для неактивного хроматина наиболее характерными вторичными модификациями считаются НЗК9ше и НЗК27те, в сочетании с отсутствием ацетилирования гистонов, присутствие белка НР1, узнающего метилированный остаток НЗК9ше и участвующего в образовании компактных хроматиновых структур. Был предложен механизм инициации и поддержания структуры гетерохроматина. Первичными сигналом, запускающим формирование гетерохроматина, является НЗК9те, которое в дальнейшем приводит к привлечению НР1 и гистон-

метилтрансфераз (НМТ). Результатом данного процесса является формирование плотной структуры хроматина. Метилирование НЗК9 может происходить при связывании малых РНК молекул с повторяющимися последовательностями (Volpe et al., 2002), либо за счет специфических ДНК-связывающих белков, привлекающих НМТ.

В недавних исследованиях весь хроматин генома дрозофилы был разделен на пять типов: "черный", "синий", "зеленый", "красный" и "желтый" (Filion et al., 2010). Основой такого типа классификации является разделение хроматина по различным комбинациям ассоциированных с хроматином белков и ковалентных модификаций гистонов. Было показано, что расположение большинства белков не ограничивается одним типом хроматина, однако каждый из пяти типов характеризуется уникальной комбинацией. "Черный" хроматин покрывает около 48% генома дрозофилы; длина доменов данного типа хроматина достигает 100 т. п. о.. "Черный" хроматин беден генами и демонстрирует низкую транскрипционную активность; характерными маркерами данного типа хроматина являются гистон HI, белки Dl, IAL и SUUR. "Синий" хроматин характеризует связывание белков группы Polycomb и наличие модификации гистона НЗК27теЗ. "Зеленый" хроматин представляет собой классический гетерохроматин, маркируемый метилтрансферазой SU(VAR)3-9, модификацией гистона H3K9me2, НР1 и НР1-взаимо действующими белками; преимущественно он обнаруживается ,в перицентромерных областях и неактивной 4 хромосоме дрозофилы. "Красный" и "желтый" хроматин в данной классификации представляют ранее описанный транскрипционно-активный эухроматин. Общими для двух этих типов хроматина являются маркеры: гистоны H3K4me2 and НЗК79теЗ, гистондеацетиллирующие комплексы RPD3 и SIR2, ЫРОЗ-взаимодействующий белок SIN3A. Уникальными маркерами "красного" хроматина являются АТФазная субъединица ремоделирующих комплексов Brahma, субъединица комплекса Mediator MED31, субъединица многих гистон-модифицирующих комплексов CAF1, а также ряд ДНК-связывающих факторов, таких, как рецептор экдизона EcR и GAGA-фактор (GAF).

Глава 2. Белковые комплексы, изменяющие структуру хроматина

Компактизация геномной ДНК в составе хроматина снижает доступность участков связывания регуляторных белков. Кроме того, стабильные нуклеосомы должны были бы значительно затруднять осуществление репликации и транскрипции. В клетке отрицательные особенности, создаваемые нуклеосомной организацией, преодолеваются путем привлечения ряда комплексов, которые, изменяя структуру хроматина, участвуют в регуляции транскрипции и репликации. Данные комплексы можно разделить на два основных типа:

- АТФ-зависимые комплексы ремоделирования хроматина

- комплексы, осуществляющие ковалентную модификацию гистонов

2.1. Комплексы ремоделирования хроматина

Ремоделирование структуры хроматина подразумевает изменение структуры нуклеосом и их расположения на ДНК. Комплексы ремоделирования хроматина могут выполнять ряд задач:

- перемещение нуклеосом вдоль молекулы ДНК

- частичная декомпактизация нуклеосом, сопряженная с изменением контактов между ДНК и гистонами

- удаление гистонов из хроматина

- замена канонических гистонов на вариантные формы (Разин и Быстрицкий, 2009)

Основной каталитической субъединицей комплексов ремоделирования хроматина является АТФазная субъединица. Каталитические субъединицы всех известных ремоделирующих комплексов относятся к классу 8п12-хеликазоподобных белков (Б1аи8 й а1., 2006). По типу АТФазной субъединицы ремоделирующие комплексы разделяют на четыре основные семейства: 8\¥1/8№% 18\¥1, СНБ и ПЧ080/8\УК1. Известно, что разнообразие комплексов, входящих в состав каждого из семейств увеличивается с возрастанием сложности организма. Для многих комплексов характерно наличие тканеспецифических субъединиц, обуславливающих формирование соответствующих комплексов в отдельных тканях организма. Например, к семейству 8\¥1/81ЧР у дрожжей относят два комплекса, в то время как у человека насчитывается более 100 комплексов данного семейства. Семейство СНЭ у дрожжей представлено одним комплексом СНБ1, а у человека встречается 9 разнообразных каталитических субъединиц СНБ, которые могут функционировать самостоятельно, либо в составе крупных мультисубъединичных

комплексов (Bartholomew, 2014). Между представителями разных семейств ремоделирующих комплексов существуют функциональные различия. Известно, что in vitro изолированные АТФазные субъединицы всех семейств ремоделирующих комплексов сохраняют способность изменять структуру хроматина (Becker et al., 2002). Представители семейств ISWI и CHD осуществляют скольжение нуклеосом по ДНК и определяют минимальное расстояние между нуклеосомами, на котором прекращают скольжение. Представители семейства SWI/SNF не ограничивают скольжение минимальной длиной линкерной ДНК и способны удалять октамер гистонов с ДНК, образуя области с низкой плотностью нуклеосом. Комплексы семейства EN080/SWR1 могут производить избирательное замещение канонического гистона Н2А на вариантные формы гистона; кроме того, EN080/SWR1 и CHD участвуют в сборке нуклеосом совместно с шаперонами гистонов (Bartholomew, 2014).

2.1.1. Семейство SWI/SNF

Комплекс ремоделирования хроматина семейства SWI/SNF впервые был описан у дрожжей Sacharomeces cerevisiae, как регулятор типа спаривания и роста на средах, не содержащих сахарозы (Winston and Carlson, 1992). Комплекс состоит из 10-12 субъединиц общей молекулярной массой около 2МДа у млекопитающих и 1,14 МДа у дрожжей. В клетках S. cerevisiae обнаружен также комплекс RSC, состоящий из 18 субединиц и имеющий массу 1МДа. Центральной субъединицей в функционировании ySWI/SNF является ДНК-зависимая АТФаза Snf2p. SWI/SNF комплекс у млекопитающих содержит АТФазу Brgl или Brm, являющуюся ортологом Snf2p.

¿Г ^ Л у5

(У_тр Др

■ и Ш И1 11 I

Рисунок 1. Общая структура каталитических субъединиц комплексов семейства

SWI/SNF (Sen et al., 2011).

В структурах каталитических субъединиц семейства SWI/SNF выделяют несколько доменов: АТФазный домен, бромодомен, HSA-домен (хеликазный SANT-ассоциированный), AT-hook домен, QLQ-домен и SnAC-домен (Sen et al., 2011). Домены каталитической субъединицы комплекса выполняют функции взаимодействия с гистонами, ДНК (бромодомен, AT-hook домен) и другими субъединицами комплекса SWI/SNF (HSA-домен). SnAC-домен регулирует функции АТФазного домена субъединицы, способствуя эффективному гидролизу АТФ, участвует в позиционировании

АТФазного домена относительно хроматина и селективно связывает гистон НЗ (Sen et al., 2011).

В состав всех SWI/SNF комплексов человека входят АТФазная субъединица, группа "коровых" субъединиц: Inil (фактор взаимодействия с инегразой), В AFI 55 (Brgl-ассоциированный фактор 155) и В AFI 70; кроме того комплексы содержат 7 дополнительных субъединиц, одной из которых является ß-актин. Примером наиболее исследованных комплексов семейства являются комплексы BAF и PBAF человека. BAF содержит специфическую субъединицу BAF250A или BAF250B, в то время как PBAF (Polybromo Brgl- ассоциированный фактор) содержит специфическую субъединицу В AFI 80 (Lemon et. al., 2001). Недавние исследования показали, что для других комплексов данного семейства различия в субъединичном составе более размыты: они могут содержать оба типа специфических для BAF и PBAF комплексов субъединиц, В AFI 80 и BAF250 (Ryme et al., 2009). Кроме того, субъединицы SWI/SNF человека часто кодируются более чем одним геном, что обеспечивает различные комбинации при сборке и разнообразие комплексов. Для субъединицы BAF45a комплекса PBAF семейства SWI/SNF человека показано существование ее в клетке в виде нескольких изоформ, содержащих либо PHD-домены, либо консенсусную последовательность для сумоилирования. PBAF комплексы, содержащие различные изоформы BAF45a могут связываться с промоторами одних и тех же генов, оказывая при этом разное влияние на привлечение РНК-полимеразы II на промотор и на уровень транскрипции (Brechalov et. al., 2014).

Привлечение SWI/SNF комплексов на сайты хроматина осуществляется за счет совокупности многих факторов. Известно, что многие субъединицы комплекса SWI/SNF способны связывать ДНК или хроматин. Среди таких ДНК-связывающих доменов можно выделить HMG, ARID (домен, взаимодействующий с АТ-богатыми последовательностями) и Кгйрре1-домен (Wu et al., 2009). Во взаимодействии доменов с ДНК часто отсутствует специфичность по отношению к последовательности, но может наблюдаться распознавание определенных структур, таких как малый желобок ДНК и структуры Холлидея (Singh et al., 2006; Das et al., 2009). Кроме того, бромодомены в составе АТФазной субъединицы и других субъединиц комплекса SWI/SNF взаимодействуют с ацетилированным лизином гистонов. BAF155 и BAF170 содержат хромодомены, вероятно обеспечивающие взаимодействие субъединиц с метилированными гистонами (Brehm et al., 2004). Несколько субъединиц комплекса SWI/SNF входят в состав ЕЗ-убиквитин лигазного комплекса, который

моноубиквитинилирует гистон Н2В по лизину-120 (Li et al., 2010). Данная модификация ассоциирована с активно-транскрибируемыми генами и обеспечивает эффективную элонгацию транскрипции (Minsky et al., 2008). Таким образом, регулирование привлечения комплексов SWI/SNF на хроматин возможно благодаря широкому спектру субстратов для связывания субъединиц комплексов, как ДНК, так и гистонов.

Привлечение комплекса SWI/SNF на ДНК может обеспечиваться взаимодействием с транскрипционными факторами и приводить как к активации, так и к репрессии транскрипции. Было показано, что субъединицы Brgl и Brai, центральные компоненты комплекса SWI/SNF, благодаря лиганд-зависимому взаимодействию с BAF155, BAF170, HDAC1 и рЗОО могут функционировать на одном промоторе либо как ко-активаторы, либо как ко-репрессоры (Zhang et al., 2007). Возможно также циклически повторяющееся рекрутирование комплекса SWI/SNF на ген за счет временной ассоциации с ядерными рецепторами, такими как эстрогеновый а-рецептор и глюкокортикоидный рецептор (Metivier et al., 2003; Nagaich et al., 2004). Конститутивное связывание комплекса SWI/SNF оказалось необходимо для поддержания открытой конформации хроматина на промоторах интерферон-индуцируемых генов, что обеспечивает быструю и эффективную транскрипции данных генов при обработке клеток а-интерфероном (Cui et al., 2003).

Одной из промежуточных стадий процесса ремоделирования хроматина комплексом SWI/SNF является образование петель ДНК. Известно, что в отсутствии АТФ комплексы семейства SWI/SNF способны связываться как с нуклеосомами, так и с ДНК, не связанной с гистонами, и вызывать образование петель (Bazett-Jones et al., 1999). В экспериментах in vitro было показано, что ySWI/SNF перемещаются вдоль ДНК со скоростью примерно 13 п.о./с и создают натяжение ДНК силой до 12 pN, что приводит к образованию петель ДНК размером от 20 до 1200 п.о.. (Zhang et al., 2006). На хромосомном уровне образование петель может регулировать взаимодействие пространственно удаленных участков ДНК, сближая их в пространстве. Показано, что каталитическая субъединица комплекса SWI/SNF BRG1 необходима для образования петли между основным регуляторным элементом (MRE, major-regulatory element) и а2-промотором (Kim, Bresnick, et al., 2009). Этой же группой исследователей было показано, что мутация в гене белка Brgl приводит к исчезновению специфичной для данного типа клеток петли между областью контроля локуса (LCR, locus control region) Р-глобиновых генов и нижерасположенным главным Р-промотором, несмотря на наличие необходимых транс-действующих факторов на обоих сайтах (Kim, Bultman, et al., 2009).

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Мазина, Марина Юсуповна, 2014 год

Список литературы

1. Разин, С. В., Быстрицкий, А. А. (2009) Хроматин: упакованный геном. - М.: Бином.

2. Agalioti, Т., Chen, G., Thanos, D. (2002) Deciphering the transcriptional histone acetylation code for a human gene. Cell, 111: 381-392.

3. Alkhatib, S. G. and Landry, J. W. (2011). The nucleosome remodeling factor. FEBS Letters, 585(20): 3197-207.

4. Anguita, E., Johnson C. A., Wood, W. G., Turner, В. M., Higgs, D. R. (2001) Identification of a conserved erythroid specific domain of histone acetylation across the a-globin gene cluster. Proc Natl Acad Sci U S A, 98 (21): 12114-12119.

5. Angus-Hill, M. L., Schlichter, A., Roberts, D., Erdjument-Bromage, H., Tempst, P., Cairns, B. R., Hughes, H. (2001) A Rsc3 / Rsc30 zinc cluster dimer reveals novel roles for the chromatin remodeler RSC in gene expression and cell cycle control. Mol Cell, 7: 741-751.

6. Arany, Z., Sellers, W. R., Livingston, D. M., Eckner, R. (1994) ElA-associated p300 and CREB-associated СВР belong to a conserved family of coactivators. Cell, 77: 799-800.

7. Azvolinsky, A., Giresi, P. G., Lieb, J. D., Zakian, V. A. (2009) Highly transcribed RNA polymerase П genes are impediments to replication fork progression in Saccharomyces cerevisiae. Mol Cell, 34 (6): 722-34.

8. Babiss, L. E., Bennett, A., Friedman, J. M., Darnell, J. E., Jr. (1986) DNase I-hypersensitive sites in the 5'-flanking region of the rat serum albumin gene: correlation between chromatin structure and transcriptional activity. Proc Natl Acad Sci USA, 83 (17): 6504-8.

9. Badenhorst, P., Voas, M„ Rebay, I., Wu, C. (2002) Biological functions of the ISWI chromatin remodeling complex NURF. Genes Dev, 16: 3186-98.

10. Balasov, M., Huijbregts, R.P., Chesnokov, I. (2007) Role of the Orc6 protein in origin recognition complex-dependent DNA binding and replication in Drosophila melanogaster. Mol Cell Biol, 27: 3143-3153.

11. Banerji, J., Rusconi, S., Schaffner, W. (1981) Expression of a beta-globin gene is enhanced by remote SV40 DNA sequences. Cell, 27: 299-308.

12. Bao, Y. and Shen, X. (2007) EN080 subfamily of chromatin remodeling complexes. Mutat Res, 618 (1-2): 18-29.

13. Bao, Y. and Shen, X. (2011) SnapShot: Chromatin remodeling: IN080 and SWR1. Cell, 144(1): 158-158.e2.

14. Bartholomew, B. (2014). Regulating the chromatin landscape: structural and mechanistic perspectives. Annu Rev Biochem, 83: 671-96

15. Batta, K., Zhang, Z„ Yen, K„ Goffman, D. В., Pugh, B. F. (2011) Genome-wide function of H2B ubiquitylation in promoter and genie regions. Genes Dev, 25: 2254-2265.

16. Bazett-Jones, D. P., Co, J., Peterson, C. L„ Workman, J. L. (1999) The SWI/SNF complex creates loop domains in DNA and polynucleosome arrays and can disrupt DNA-histone contacts within these domains. Mol Cell Biol, 19 (2): 1470-1478.

17. Beall, E. L„ Manak, J. R., Zhou, S„ Bell, M„ Lipsick, J. S„ Botchan, M. R. (2002) Role for a Drosophila Myb-containing protein complex in site-specific DNA replication. Nature, 420: 833-837.

18. Becker, P. B., and Ho, W. (2002) ATP-dependent nucleosome remodeling. Annu Rev Biochem, 71: 247-73.

19. Bell, A. C., and Felsenfeld, G. (2000) Methylation of a CTCF-dependent boundary controls imprinted expression of the Igf2 gene. Nature, 405 (6785): 482-5.

20. Blanton, J., Gaszner, M., Schedl, P. (2003)Protein:protein interactions and the pairing of boundary elements in vivo. Genes Dev, 17: 664-75.

21. Bondarenko, V. A., Jiang, Y. I., Studitsky, V. M. (2003) Rationally designed insulatorlike elements can block enhancer action in vitro. EMBO J, 22 (18): 4728-37.

22. Borrow, J., Stanton, V. P. Jr, Andresen, J. M., Becher, R., Behm, F. G., Chaganti, R. S., Civin, C. I., Disteche, C., Dube, I., Frischauf, A. M., Horsman, D., Mitelman, F., Volinia, S., Watmore, A. E., Housman, D. E. (1996) The translocation t(8;16)(pll;pl3) of acute myeloid leukaemia fuses a putative acetyltransferase to the CREB-binding protein. Nat Genet, 14: 33-41.

23. Bosco, G., Du, W., Orr-Weaver, T. L. (2001) DNA replication control through interaction of E2F-RB and the origin recognition complex. Nature cell biology, 3: 289-295.

24. Boyer, L. A., Latek, R. R., & Peterson, C. L. (2004). The SANT domain: a unique histone-tail-binding module? Nat Rev Mol Cell Biol, 5(2): 158-63.

25. Brand, M„ Yamamoto, K„ Staub, A., and Tora, L. (1999) Identification of TATA-binding protein-free TAF II -containing complex subunits suggests a role in nucleosome acetylation and signal transduction. Biochemistry, 274 (26): 18285-18289.

26. Brechalov, A. V., Georgieva, S. G., Soshnikova, N. V. (2014) MaMMalian cells contain two functionally distinct PBAF complexes incorporating different isoforms of PHF10 signature subunit. Cell Cycle, 13(12): 1970-9.

27. Brehm, A., Langst, G., Kehle, J., Clapier, C. R., Imhof, A., Eberharter, A., Becker, P. B. (2000). dMi-2 and ISWI chromatin remodelling factors have distinct nucleosome binding and mobilization properties. EMBO J, 19 (16): 4332-41.

28. Brehm, A., Tufteland, K. R„ Aasland, R., and Becker, P. B. (2004) The many colors of chromodomains. BioEssays, 26: 133-140

29. Brown, C. E., Howe, L., Sousa, K., Alley, S. C., Carrozza, M. J., Tan, S., Workman, J. L. (2001) Recruitment of HAT Complexes by Direct Activator Interactions with the ATM-Related Tral Subunit. Science, 292: 2333-7.

30. Bushey, A. M., Dorman, E. R., Corces, V. G. (2008) Chromatin insulators: regulatory mechanisms and epigenetic inheritance. Mol Cell, 32: 1-9.

31. Burcin, M., Arnold, R., Lutz, M., Kaiser, B., Runge, D., Lottspeich, F., Filippova, G. N., Lobanenkov, V. V., Renkawitz, R. (1997) Negative protein 1, which is required for function of the chicken lysozyme gene silencer in conjunction with hormone receptors, is identical to the multivalent zinc finger repressor CTCF. Mol Cell Biol, 17 (3): 1281-8.

32. Candau, R., Zhou, J., Allis, C .D., and Berger, S.L. (1997) Histone acetyltransferase activity and interaction with ADA2 are critical for GCN5 function in vivo. EMBO J, 16 (3): 555565.

33. Canzio, D., Chang, E. Y., Shankar, S., Kuchenbecker, K. M., Simon, M. D., Madhani, H. D., Narlikar, G. J., Al-Sady, B. (2011) Chromodomain-mediated oligomerization of HP1 suggests a nucleosome-bridging mechanism for heterochromatin assembly. Mol Cell, 41: 67-81.

34. Capelson, M., and Corces, V. G. (2005) The ubiquitin ligase dTopors directs the nuclear organization of a chromatin insulator. Mol Cell, 20 (1): 105-16.

35. Cayrou, C„ Coulombe, P., Puy, A., Rialle, S., Kaplan, N„ Segal, E., Mechali, M. (2012) New insights into replication origin characteristics in metazoans. Cell Cycle, 11: 658-667.

36. Cayrou, C., Coulombe, P., Vigneron, A., Stanojcic, S., Ganier, O., Peiffer, I., Rivals, E., Puy, A., Laurent-Chabalier, S., Desprat, R., Mechali, M. (2011) Genome-scale analysis of metazoan replication origins reveals their organization in specific but flexible sites defined by conserved features. Genome Res, 21: 1438-1449.

37. Cayrou, C., Gregoire, D., Coulombe, P., Danis, E., Mechali, M. (2012) Genome-scale identification of active DNA replication origins. Methods, 57: 158-164.

38. Celniker, S. E., Dillon, L. A., Gerstein, M. B., Gunsalus, K. C., Henikoff, S., Karpen, G. H., Kellis, M., Lai, E. C., Lieb, J. D., MacAlpine, D. M., Micklem, G., Piano, F., Snyder, M., Stein, L., White, K. P., Waterston, R. H. (2009) Unlocking the secrets of the genome. Nature, 459: 927-930.

39. Chalkley, G. E., Moshkin, Y. M., Langenberg, K., Bezstarosti, K., Blastyak, A., Gyurkovics, H., DeMMers, J. A., Verrijzer, C. P. (2008) The transcriptional coactivator SAYP is a trithorax group signature subunit of the PBAP chromatin remodeling complex. Mol Cell Biol, 28: 2920-2929.

40. Chen, Y., Negre, N., Li, Q., Mieczkowska, J. O., Slattery, M., Liu, T., Zhang, Y., Kim, T. K., He, H. H., Zieba, J., Ruan, Y., Bickel, P. J., Myers, R. M., Wold, B. J., White, K. P., Lieb, J.

D., Liu, X. S. (2012) Systematic evaluation of factors influencing ChlP-seq fidelity. Nat Methods, 9: 609-614.

41. Chen, L. and Widom, J. (2005) Mechanism of transcriptional silencing in yeast. Cell, 120: 37-48.

42. Chesnokov, I. N., Chesnokova, O. N., Botchan, M. (2003) A cytokinetic function of Drosophila ORC6 protein resides in a domain distinct from its replication activity. Proc Nat AcadSci USA, 100: 9150-9155.

43. Chrivia, J. C., Kwok, R. P., Lamb, N., Hagiwara, M., Montminy, M. R., Goodman, R. H. (1993) Phosphorylated CREB binds specifically to the nuclear protein CBP. Nature, 365 (6449): 855-9.

44. Chung, J. H., Whiteley, M., Felsenfeld, G. (1993) A 5'-element of the chicken beta-globin domain serves as an insulator in human erythroid cells and protects against position effect in Drosophila. Cell, 74 (3): 505-14.

45. Clapier, C. R., and Cairns, B. R. (2012). Regulation of ISWI involves inhibitory modules antagonized by nucleosomal epitopes. Nature, 492 (7428): 280-4

46. Clapier, C. R., Nightingale, K. P., Becker, P. B. (2002) A critical epitope for substrate recognition by the nucleosome remodeling ATPase ISWI. Nucleic Acids Res 30: 649-655.

47. Cockerill, P. N. (2011) Structure and function of active chromatin and DNase I hypersensitive sites. FEBSJ, 278: 2182-210.

48. Conaway, R. C. and Conaway, J. W. (2009) The IN080 chromatin remodeling complex in transcription, replication and repair. Trends biochem sci, 34: 71-77.

49. Corona, D. F. V., Clapier, C. R., Becker, P. B. and Tamkun, J. W. (2002) Modulation of ISWI function by site-specific histone acetylation. EMBO Rep, 3: 242-247.

50. Cui, K., Tailor, P., Liu, H„ Chen, X., Ozato, K„ Zhao, K. (2004). The chromatin-remodeling BAF complex mediates cellular antiviral activities by promoter priming. Mol Cell Biol, 24 (10): 4476-86.

51. Daniel, J. A., and Grant, P. A. (2007) Multi-tasking on chromatin with the SAGA coactivator complexes. Mutat Res, 618: 135-148.

52. Das, S., Cano, J., Kalpana, G. V. (2009). Multimerization and DNA binding properties of INIl/hSNF5 and its functional significance. J Biol Chem, 284 (30), 19903-14

53. Deal, R. B., Henikoff, J. G., Henikoff, S. (2010) Genome-wide kinetics of nucleosome turnover determined by metabolic labeling of histones. Science, 328: 1161-1164.

54. Delmas, V., Stokes, D. G., Perry, R. P. (1993) A maMMalian DNA-binding protein that contains a chromodomain and an SNF2/SWI2-like helicase domain. Proc Natl Acad Sci USA, 90: 2414-8.

55. Deshpande, A. M. and Newlon, C. S. (1996) DNA replication fork pause sites dependent on transcription. Science, 272 (5264): 1030-3.

56. Dimitrova, D. S. (2011) DNA replication initiation patterns and spatial dynamics of the human ribosomal RNA gene loci. J Cell Sci, 124 (Pt 16): 2743-52.

57. Dorn, R., V. Krauss, G. Reuter, Saumweber, H. (1993) The enhancer of position-effect variegation of Drosophila, E(var)3-93D, codes for a chromatin protein containing a conserved domain coMMon to several transcriptional regulators. Proc Natl Acad Sci USA, 90 (23): 1137680.

58. Dorsett, D. (1999) Distant liaisons: long-range enhancer-promoter interactions in Drosophila. Curr Opin Genet Dev, 9: 505-14.

59. Eberharter, A., and Becker, P.B. (2002) Histone acetylation : a switch between repressive and permissive chromatin. Mol Cell, 3 (3): 224-229.

60. Eberharter, A., Ferrari, S., Langst, G., Straub, T., Imhof, A., Varga-Weisz, P., Becker, P. B. (2001). Acfl, the largest subunit of CHRAC, regulates ISWI-induced nucleosome remodelling. EMBO J, 20 (14): 3781-8.

61. Ebright, R. H. (1996) Protein-protein interactions in eukaryotic transcription initiation : ^ Structure of the preinitiation complex. Nature, 93: 1119-1124.

62. Espinosa, M. C., Rehman, M. A., Chisamore-Robert, P., Jeffery, D., Yankulov, K. (2010). GCN5 is a positive regulator of origins of DNA replication in Saccharomyces cerevisiae. PloS One, 5 (1): e8964.

63. Euskirchen, G. M., Auerbach, R. K., Davidov, E., Gianoulis, T. A., Zhong, G., Rozowsky, J., Bhardwaj, N., Gerstein, M. B., Snyder, M. (2011). Diverse roles and interactions of the SWI/SNF chromatin remodeling complex revealed using global approaches. PLoS Genet, 7(3): el002008.

64. Euskirchen, G., Auerbach, R. K„ Snyder, M. (2012). SWI/SNF chromatin-remodeling factors: multiscale analyses and diverse functions. J Biol Chem, 287 (37): 30897-905.

65. Falbo, K. B. and Shen, X. (2012) Function of the IN080 chromatin remodeling complex in DNA replication. Front Biosci (Landmark Ed), 17: 970-5.

66. Filion, G. J., van BeMMel, J. G., Braunschweig, U., Talhout, W., Kind, J., Ward, L. D., Brugman, W., de Castro, I. J., Kerkhoven, R. M., Bussemaker H. J., van Steensel, B. (2010) Systematic protein location mapping reveals five principal chromatin types in Drosophila cells. Cell, 43(2): 212-24.

67. Filippova, G. N., Fagerlie, S., Klenova, E. M., Myers, C., Dehner, Y., Goodwin, G., Neiman, P. E., Collins, S. J., Lobanenkov, V. V. (1996) An exceptionally conserved

transcriptional repressor, CTCF, employs different combinations of zinc fingers to bind diverged promoter sequences of avian and maMMalian c-myc oncogenes. Mol Cell Biol, 16 (6): 2802-13.

68. Flaus, A., Martin, D. M., Barton, G. J., Owen-Hughes, T. (2006). Identification of multiple distinct Snf2 subfamilies with conserved structural motifs. Nucleic Acids Res, 34 (10): 2887-905.

69. Gaszner, M., and Felsenfeld, G. (2006) Insulators: exploiting transcriptional and epigenetic mechanisms. Nat Rev Genet, 1 (9): 703-13.

70. Gaszner, M., Vazquez, J., Schedl, P. (1999) The Zw5 protein, a component of the scs chromatin domain boundary, is able to block enhancer-promoter interaction. Genes Dev, 13 (16): 2098-107.

71. Georgakopoulos, T. and Thireos, G. (1992) Two distinct yeast transcriptional activators require the function of the GCN5 protein to promote normal levels of transcription. EMBO J, 1 (1): 4145-4152.

72. Georgiev, P., and Kozycina, M. (1996) Interaction between mutations in the suppressor of Hairy wing and modifier of mdg4 genes of Drosophila melanogaster affecting the phenotype of gypsy-induced mutations. Genetics, 142: 425-436.

73. Gerasimova, T. I., and Corces, V. G. (1998) Polycomb and trithorax group proteins mediate the function of a chromatin insulator. Cell, 92 (4): 511-21.

74. Gerasimova, T. I., Byrd, K., Corces, V. G. (2000) A chromatin insulator determines the nuclear localization of DNA. Mol Cell 6 (5): 1025-35.

75. Gerasimova, T. I., Lei, E. P., Bushey, A. M., Corces. V.G. (2007) Coordinated control of dCTCF and gypsy chromatin insulators in Drosophila. Mol Cell 28 (5): 761-72

76. Geyer, P. K. (1997) The role of insulator elements in defining domains of gene expression, Curr Opin Genet Dev 7, no. 2, 242-8.

77. Geyer, P. K. and Corces, V. G. (1987) Separate regulatory elements are responsible for the complex pattern of tissue-specific and developmental transcription of the yellow locus in Drosophila melanogaster. Genes Dev, 1: 996-1004.

78. Geyer, P.K., Spana, C., and Corces, V.G. (1986) On the molecular mechanism of gypsy-induced mutations at the yellow locus of Drosophila melanogaster. EMBO J, 5 (10): 2657-62.

79. Golovnin, A., Biryukova, I., Romanova, O., Silicheva, M., Parshikov, A., Savitskaya, E., Pirrotta, V., and Georgiev, P. (2003) An endogenous Su(Hw) insulator separates the yellow gene from the Achaete-scute gene complex in Drosophila. Development, 130 (14): 3249-3258.

80. Golovnin, A., Melnikova, L., Volkov, I., Kostuchenko, M., Galkin, A.V., Georgiev, P. (2008) 'Insulator bodies' are aggregates of proteins but not of insulators. EMBO Rep, 9: 440445.

81. Gross, D. S., Garrard, W. T. (1988) Nuclease hypersensitive sites in chromatin. Annu Rev Biochem, 57: 159-97.

82. Guelen, L., Pagie, L., Brasset, E., Meuleman, W., Faza, M. B., Talhout, W., Eussen, B. H. (2008) Domain organization of human chromosomes revealed by mapping of nuclear lamina interactions. Nature, 453 (7197): 948-51.

83. Harris, M. B„ Mostecki, J., Rothman, P. B. (2005) Repression of an interleukin-4-responsive promoter requires cooperative BCL-6 function. J Biol Chem, 280: 13114-21.

84. Hartlepp, K. F., Fernández-Tornero, C., Eberharter, A., Grüne, T., Müller, C. W., Becker, P. B. (2005). The histone fold subunits of Drosophila CHRAC facilitate nucleosome sliding through dynamic DNA interactions. Mol Cell Biol, 25 (22): 9886-96.

85. Hatzis, P. and Talianidis, I. (2002) Dynamics of enhancer-promoter coMMunication during differentiation-induced gene activation. Mol Cell, (6): 1467-77.

86. He, X., Fan, H.-Y., Garlick, J. D., Kingston, R. E. (2008). Diverse regulation of SNF2h chromatin remodeling by noncatalytic subunits. Biochemistry, Al (27): 7025-33.

87. Hebbes, T. R„ Clayton, A. L„ Thorne, A. W., and Crane-Robinson, C. (1994) Core histone hyperacetylation co-maps with generalized DNase I sensitivity in the chicken beta-globin chromosomal domain. EMBOJ, 13 (8): 1823-30.

88. Heimlich, A., Ballarino, M., Nudler, E., Tora, L. (2013). Transcription-replication encounters, consequences and genomic instability. Nat Struct Mol Biol, 20 (4): 412-8.

89. Hilfiker, A., Hilfiker-Kleiner, D., Pannuti, A., and Lucchesi, J. C. (1997) Mof , a putative acetyl transferase gene related to the Tip60 and MOZ human genes and to the SAS genes of yeast, is required for dosage compensation in Drosophila. EMBO J, 16 (8): 2054-2060.

90. Hiratani, I., Takebayashi, S., Lu, J., Gilbert, D. M. (2009) Replication timing and transcriptional control: beyond cause and effect—part II. Curr Opin Genet Dev, 19: 142-9.

91. Hirota, T., Lipp, J.J., Toh, B.-H., Peters, J.-M. (2005) Histone H3 serine 10 phosphorylation by Aurora B causes HP1 dissociation from heterochromatin. Nature, 438: 11761180.

92. Ho, L„ Ronan, J. L„ Wu, J., Staahl, B. T., Chen, L„ Kuo, A., Crabtree, G. R. (2009). An embryonic stem cell chromatin remodeling complex, esBAF, is essential for embryonic stem cell self-renewal and pluripotency. Proc Natl Acad Sci U S A, 106 (13): 5181-6.

93. Hota, S. K. and Bartholomew, B. (2011). Diversity of Operation in ATP-dependent Chromatin Remodelers. Biochim Biophys Acta, 1809(9): 476-487.

94. Hota, S. K„ Bhardwaj, S. K„ Deindl, S., Lin, Y., Zhuang, X., Bartholomew, B. (2013). Nucleosome mobilization by ISW2 requires the concerted action of the ATPase and SLIDE domains. Nat Struct Mol Biol, 20 (2): 222-9.

95. Huang, S., Li, X., Yusufzai, T. M., Qiu, Y„ Felsenfeld, G. (2007) USF1 recruits histone modification complexes and is critical for maintenance of a chromatin barrier. Mol Cell Biol, 27: 7991-8002.

96. Hubner, K. and Phi-van, L. (2012) In vivo binding of Orc2 to a region of the chicken lysozyme GAS41 origin containing multiple Spl-binding sites. DNA and cell biology, 31: 180186.

97. Ishii, K., Arib, G., Lin, C., Van Houwe, G., and LaeMMli, U. K. (2002) Chromatin boundaries in budding yeast: the nuclear pore connection. Cell, 109: 551-62.

98. Ito, T„ Bulger M„ Pazin M. J., Kobayashi R., and Kadonaga J. T. (1997) ACF, an ISWI-Containing and ATP-utilizing chromatin assembly and remodeling factor. Cell, 90: 145-155.

99. Ito, T., Levenstein, M. E., Fyodorov, D. V, Kutach, A. K., Kobayashi, R., Kadonaga, J. T. (1999). ACF consists of two subunits, Acfl and ISWI, that function cooperatively in the ATP-dependent catalysis of chromatin assembly. Genes Dev, 13(12): 1529-39.

100. Jiang, H. Shukla, A., Wang, X., Chen, W.Y., Bernstein, B. E„ Roeder, R. G. (2011) Role for Dpy-30 in ES cell-fate specification by regulation of H3K4 methylation within bivalent domains. Cell, 144: 513-525.

101. Kadosh, D. and Struhl, K. (1997) Repression by Ume6 involves recruitment of a complex containing Sin3 corepressor and Rpd3 histone deacetylase to target promoters. Cell, 89: 365-371.

102. Kellum, R., and Schedl, P. (1991) A position-effect assay for boundaries of higher order chromosomal domains. Cell, 64: 941-50.

103. Kellum, R., and Schedl, P. (1992) A group of scs elements function as domain boundaries in an enhancer-blocking assay. Mol Cell Biol, 12: 2424-31.

104. Kim, J. C., Nordman, J., Xie, F., Kashevsky, H., Eng, T., Li, S., MacAlpine, D. M., Orr-Weaver, T. L. (2011). Integrative analysis of gene amplification in Drosophila follicle cells: parameters of origin activation and repression. Genes Dev, 25 (13): 1384-98.

105. Kim, J. H., Saraf, A., Florens, L., Washburn, M., Workman, J. L. (2010) Gcn5 regulates the dissociation of SWI/SNF from chromatin by acetylation of Swi2/Snf2. Genes Dev, 24 (24): 2766-71.

106. Kim, J., Shen, B., and Rosen, C. (1996) The DNA-Binding and Enhancer-Blocking Domains of the Drosophila suppressor of Hairy-wing Protein. Microbiology, 16: 3381-3392.

107. Kim, S.-I., Bresnick, E. H., Bultman, S. J. (2009). BRG1 directly regulates nucleosome structure and chromatin looping of the alpha globin locus to activate transcription. Nucleic Acids Res, 37(18): 6019-27.

108. Kim, S.-I., Bultman, S. J., Kiefer, C. M„ Dean, A., Bresnick, E. H. (2009). BRG1 requirement for long-range interaction of a locus control region with a downstream promoter. Proc Natl Acad Sci USA, 106 (7): 2259-64.

109. Kimura, A., Umehara, T., Horikoshi, M. (2002) Chromosomal gradient of histone acetylation established by Sas2p and Sir2p functions as a shield against gene silencing. Nat Genet, 32: 370-7.

110. Klenova, E. M., Nicolas, R. H., Paterson, H. F„ Carne, A. F„ Heath, C. M„ Goodwin, G. H., Neiman, P. E., Lobanenkov, V. V. (1993) CTCF, a conserved nuclear factor required for optimal transcriptional activity of the chicken c-myc gene, is an 11-Zn-finger protein differentially expressed in multiple forms. Mol Cell Biol, 13: 7612-24.

111. Kong, Y„ Flick, M. J., Kudla, A. J., Konieczny, S. F. (1997) Muscle LIM protein promotes myogenesis by enhancing the activity of MyoD. Mol Cell Biol, 17: 4750-60.

112. Koutelou, E„ Hirsch, C. L„ Dent, S. Y. (2010) Multiple faces of the SAGA complex. Curr Opin Cell Biol, 22: 374-82.

113. Krebs, A. R„ Karmodiya, K., Lindahl-Allen, M„ Struhl, K„ Tora, L. (2011) SAGA and ATAC histone acetyl transferase complexes regulate distinct sets of genes and ATAC defines a class of p300-independent enhancers. Mol Cell, 44 (3): 410-23.

114. Krebs, J. E., Fry, C. J., Samuels, M. L., Peterson, C. L. (2000) Global Role for Chromatin Remodeling Enzymes in Mitotic Gene Expression. Cell, 102: 587-598. x

115. Kuhn, E. J., Viering, M. M„ Rhodes, K. M„ Geyer, P. K. (2003) A test of insulator interactions in Drosophila. EMBO J, 22: 2463-71.

116. Kuhn-Parnell, E. J., Helou, C„ Marion, D. J., Gilmore, B. L„ Parnell, T. J., Wold, M. S„ Geyer, P. K. (2008) Investigation of the properties of non-gypsy suppressor of hairy-wing-binding sites. Genetics, 179 (3): 1263-73.

117. Kuo, M. T., Iyer, B., Schwarz, R. J. (1982) Condensation of chromatin into chromosomes preserves an open configuration but alters the DNase I hypersensitive cleavage sites of the transcribed gene. Nucleic Acids Res, 10 (15): 4565-79.

118. Kurdistani, S. K., and Grunstein, M. (2003) Histone acetylation and deacetylation in yeast. Nat Rev Mol Cell Biol, 4: 276-84.

119. Kurshakova, M., Maksimenko, O., Golovnin, A., Pulina, M., Georgieva, S., Georgiev, P., Krasnov, A. (2007) Evolutionarily conserved E(y)2/Susl protein is essential for the barrier activity of Su(Hw)-dependent insulators in Drosophila. Mol Cell, 27: 332-338.

120. Kurshakova, M.M., Krasnov, A.N., Kopytova, D.V., Shidlovskii, Y.V., Nikolenko, J.V., Nabirochkina, E.N., Spehner, D., Schultz, P., Tora, L., Georgieva, S.G. (2007) SAGA and a

novel Drosophila export complex anchor efficient transcription and mRNA export to NPC. EMBO J, 26: 4956^1965.

121. Lemon, B., Inouye, C., King, D. S., Tjian, R. (2001). Selectivity of chromatin-remodelling cofactors for ligand-activated transcription. Nature, 414 (6866): 924—8.

122. Lenstra, T.L., Benschop, J.J., Kim, T., Schulze, J.M., Brabers, N.A., Margaritis, T., van de Pasch, L.A., van Heesch, S.A., Brok, M.O., Groot Koerkamp, M.J., Ko, C.W., van Leenen D., Sameith, K., van Hooff S.R., Lijnzaad, P., KeMMeren, P., Hentrich, T., Kobor, M.S., Buratowski, S., Holstege, F.C. (2011) The specificity and topology of chromatin interaction pathways in yeast. Mol Cell, 42: 536-549.

123. Li, B., Gogol, M„ Carey, M„ Lee, D„ Seidel, C„ Workman, J. L. (2007) Combined action of PHD and chromo domains directs the Rpd3S HDAC to transcribed chromatin. Science, 316(5827): 1050-4.

124. Li, X. S„ Trojer, P., Matsumura, T., Treisman, J. E., and Tanese, N. (2010) MaMMalian SWI/SNF-A subunit BAF250/ARID1 is an E3 ubiquitin ligase that targets histone H2B. Mol Cell Biol, 30: 1673-1688

125. Linares, L. K., Kiernan, R., Triboulet, R., Chable-Bessia, C., Latreille, D., Cuvier, O., Lacroix, M., Le Cam, L., Coux, O., Benkirane, M. (2007) Intrinsic ubiquitination activity of PCAF controls the stability of the oncoprotein Hdm2. Nat Cell Biol, 9: 331-8.

126. Ling, J., Ainol, L., Zhang, L., Yu, X., Pi, W„ Tuan, D. (2004) HS2 enhancer function is blocked by a transcriptional terminator inserted between the enhancer and the promoter. J Biol Chem, 279: 51704-13.

127. Litt, M. D., Simpson, M., Gaszner, M„ Allis, C. D., Felsenfeld, G. (2001) Correlation between histone lysine methylation and developmental changes at the chicken beta-globin locus. Science, 293: 2453-5.

128. Liu, Y., Bondarenko, Ninfa, V., Studitsky, V. M. (2001) DNA supercoiling allows enhancer action over a large distance. Proc Natl Acad Sci USA, 98: 14883-8.

129. Lopes, M., Cotta-Ramusino, C., Pellicioli, A., Liberi, G., Plevani, P., Muzi-Falconi, M., Newlon, C. S., Foiani, M. (2001) The DNA replication checkpoint response stabilizes stalled replication forks. Nature, 412 (6846): 557-61.

130. Lu, L., and Tower, J. (1997) A transcriptional insulator element, the Su(Hw) binding site, protects a chromosomal DNA replication origin from position effects. Mol Cell Biol, 17: 2202-6.

131. Luger, K., and Richmond, T. J. (1998) The histone tails of the nucleosome. Curr Opin Genet Dev, 8: 140-146.

132. MacAlpine, D. M. and Almouzni, G. (2013). Chromatin and DNA replication. Cold Spring Harb Perspect Biol, 5 (8): a010207.

133. MacAlpine, D. M., Rodriguez, H. K., Bell, S. P. (2004) Coordination of replication and transcription along a Drosophila chromosome. Genes Dev, 18: 3094-3105.

134. MacAlpine, H. K„ Gordan, R„ Powell, S. K., Hartemink, A. J., MacAlpine, D. M. (2010) Drosophila ORC localizes to open chromatin and marks sites of cohesin complex loading. Genome Res, 20: 201-211.

135. Mahon, S. B„ Wood, M. A., Cole, M. D. (2000) The essential cofactor TRRAP recruits the histone acetyltransferase hGCN5 to c-Myc. Mol Cell Biol, 20: 556-562.

136. Majumder, P., and Cai, H. N. (2003) The functional analysis of insulator interactions in the Drosophila embryo. Proc Natl Acad Sci USA, 100: 5223-8.

137. Maksimenko, O. G., Chetverina, D. A., Georgiev, P. G. (2006) Insulators of higher eukaryotes: properties, mechanisms of action, and role in transcriptional regulation. Genetika, 42: 1029-44.

138. Maniatis, T., Fritsch, E. F., Sambrook, J. (1982) Molecular Cloning: A Laboratory Manual. Cold Spring Harbor, N. Y..

139. Masai, H., Matsumoto, S., You, Z., Yoshizawa-Sugata, N., Oda, M. (2010) Eukaryotic chromosome DNA replication: where, when, and how? Annu Rev Biochem, 79: 89-130.

140. Maston, G. A., Evans, S. K., Green, M. R. (2006) Transcriptional regulatory elements in the human genome. Annu Rev Biochem, 7: 29-59.

141. Mathieu, E.-L., Finkernagel, F., Murawska, M., Scharfe, M., Jarek, M., Brehm, A. (2012). Recruitment of the ATP-dependent chromatin remodeler dMi-2 to the transcribed region of active heat shock genes. Nucleic Acids Res, 40 (11): 4879-91.

142. Messner, S. and Hottiger, M. O. (2011) Histone ADP-ribosylation in DNA repair, replication and transcription. Trends Cell Biol, 21: 534—542.

143. Metivier, R„ Penot, G., Hubner, M. R„ Reid, G., Brand, H„ Kos, M., Gannon, F. (2003). Estrogen receptor-alpha directs ordered, cyclical, and combinatorial recruitment of cofactors on a natural target promoter. Cell, 115 (6): 751-63.

144. Mimura, S., Masuda, T., Matsui, T., Takisawa, H. (2000) Central role for cdc45 in establishing an initiation complex of DNA replication in Xenopus egg extracts. Genes Cells, 5: 439-452.

145. Minsky, N.. Shema, E„ Field, Y„ Schuster, M., Segal, E„ Oren, M. (2008). Monoubiquitinated H2B is associated with the transcribed region of highly expressed genes in human cells. Nat Cell Biol, 10(4): 483-8.

146. Mitra, D„ Parnell, E. J., Landon, J. W., Yu, Y., Stillman, D. J. (2006) SWI/SNF binding to the HO promoter requires histone acetylation and stimulates TATA-binding protein recruitment. Mol Cell Biol, 26: 4095-110.

147. Mohan, M., Bartkuhn, M., Herold, M., Philippen, A., Heinl, N., Bardenhagen, I., Leers, J. (2007) The Drosophila insulator proteins CTCF and CP 190 link enhancer blocking to body patterning. EMBO J, 26 (19): 4203-14.

148. Mohrmann, L. and Verrijzer, C. P. (2005) Composition and functional specificity of SWI2/SNF2 class chromatin remodeling complexes. Biochim Biophys Acta, 1681: 59-73.

149. Moshkin, Y. M„ Chalkley, G. E., Kan, T. W., Reddy, B. A., Ozgur, Z., van Ijcken, W. F., Dekkers, D. H., DeMMers, J. A., Travers, A. A., Verrijzer, C. P. (2012) Remodelers organize cellular chromatin by counteracting intrinsic histone-DNA sequence preferences in a class-specific manner. Mol Cell Biol, 32: 675-88.

150. Moyal, L., Lerenthal, Y., Gana-Weisz, M., Mass, G., So, S., Wang, S. Y., Eppink, B., Chung, Y. M., Shalev, G., Shema, E., Shkedy, D., Smorodinsky, N. I., van Vliet, N., Kuster, B., Mann, M., Ciechanover, A., Dahm-Daphi, J., Kanaar, R., Hu, M. C., Chen, D. J., Oren, M., Shiloh, Y. (2011) Requirement of ATM-dependent monoubiquitylation of histone H2B for timely repair of DNA double-strand breaks. Mol Cell, 41: 529-42.

151. Mueller-Planitz, F„ Klinker, H., Ludwigsen, J., Becker, P. B. (2013). The ATPase domain of ISWI is an autonomous nucleosome remodeling machine. Nat Struct Mol Biol, 20(1): 82-9.

152. Muratoglu, S., Georgieva, S., Papai, G., Scheer, E., Enunlu, I., Komonyi, O., Cserpan, I., Lebedeva, L., Nabirochkina, E., Udvardy, A., Tora, L., Boros, I. (2003) Two different Drosophila ADA2 homologues are present in distinct GCN5 histone acetyltransferase-containing complexes. Mol Cell Biol, 23: 306-321.

153. Murawska, M., Hassler, M., Renkawitz-Pohl, R., Ladurner, A., Brehm, A. (2011) Stress-induced PARP activation mediates recruitment of Drosophila Mi-2 to promote heat shock gene expression. PLoS Genet, 7 (7): el002206.

154. Nagaich, A. K., Walker, D. A., Wolford, R., Hager, G. L. (2004). Rapid periodic binding and displacement of the glucocorticoid receptor during chromatin remodeling. Mol Cell, 14(2): 163-74.

155. Nagy, Z. and Tora, L. (2007) Distinct GCN5/PCAF-containing complexes function as co-activators and are involved in transcription factor and global histone acetylation. Oncogene, 26: 5341-57.

156. Negre, N., Brown, C. D., Shah, P. K., Kheradpour, P., Morrison, C. A., Henikoff, J. G., Feng, X., Ahmad, K„ Russell, S., White, R. A., Stein, L., Henikoff, S., Kellis, M., White, K. P. (2010) A comprehensive map of insulator elements for the Drosophila genome. PLoS Genet, 6 (1): el000814.

157. North, J.A., Javaid S., Ferdinand M. B., Chatterjee, N.. Picking J. W., Shoffner, M., Nakkula, R. J., Bartholomew, B., Ottesen, J. J., Fishel, R., Poirier, M. G. (2011) Phosphorylation of histone H3(T118) alters nucleosome dynamics and remodeling. Nucleic Acids Res, 39: 64656474.

158. Orphanides, G., Lagrange, T., Reinberg, D. (1996) The general transcription factors of RNA polymerase n. Genes Dev, 10: 2657-2683.

159. Osborne, C. S., Chakalova, L., Brown, K. E., Carter, D., Horton, A., Debrand, E., Goyenechea, B., Mitchell, J. A., Lopes S., Reik, W., Fraser, P. (2004) Active genes dynamically colocalize to shared sites of ongoing transcription. Nat Genet, 36: 1065-71.

160. Pai, C., Lei, E. P., Ghosh, D„ Corces, V. G. (2004) The centrosomal protein CP190 is a component of the gypsy chromatin insulator. Mol Cell, 16: 737-48.

161. Paull, T.T., Rogakou, E. P., Yamazaki, V., Kirchgessner, C. U., Gellert, M., Bonner, W. M. (2000) A critical role for histone H2AX in recruitment of repair factors to nuclear foci after DNA damage. Curr. Biol, 10: 886-895.

162. Patrinos, G. P., de Krom, M., de Boer, E., Langeveld, A., Imam, A. M., Strouboulis, J., de Laat, W., Grosveld, F., G. (2004) Multiple interactions between regulatory regions are required to stabilize an active chromatin hub. Genes Dev, 18: 1495-509.

163. Petesch, S. J. and Lis, J. T. (2012) Activator-induced spread of poly(ADP-ribose) polymerase promotes nucleosome loss at Hsp70. Mol Cell, 45: 64-74.

164. Pikaart, M. J., Recillas-Targa, F., Felsenfeld, G. (1998) Loss of transcriptional activity of a transgene is accompanied by DNA methylation and histone deacetylation and is prevented by insulators. Genes Dev, 12: 2852-62.

165. Pray-Grant, M. G., Daniel, J. A, Schieltz, D„ Yates, J. R., Grant, P. A. (2005). Chdl chromodomain links histone H3 methylation with SAGA- and SLIK-dependent acetylation. Nature, 433 (7024), 434-8.

166. Ptashne, M. (1986) Gene regulation by proteins acting nearby and at a distance. Nature 322(6081): 697-701

167. Ptashne, M. and Gann, A. (1997) Transcriptional activation by recruitment. Nature 386(6625): 569-577.

168. Razin, S. V., and Farrell, C. M. (2003) Genomic domains and regulatory elements operating at the domain level. Int Rev Cytol, 226: 63-125.

169. Reifsnyder, C., Lowell, J., Clarke, A., Pillus, L. (1996) Yeast SAS silencing genes and human genes associated with AML and HIV-1 Tat interactions are homologous with acetyltransferases. Nat Genet, 14: 42-49.

170. Rodin, S., and Georgiev, P. (2005) Handling three regulatory elements in one transgene: combined use of cre-lox, FLP-FRT, and I-Scel recombination systems, BioTechniques, 39: 8716.

171. Rodríguez-Navarro, S. (2009) Insights into SAGA function during gene expression. EMBO reports, 10: 843-50.

172. Ryme, J., Asp, P., Böhm, S., Cavellán, E., Farrants, A.-K. O. (2009). Variations in the composition of maMMalian SWI/SNF chromatin remodelling complexes. J Cell Biochem, 108(3): 565-76.

173. Sala, A., Toto, M., Pinello, L., Gabriele, A., Di Benedetto, V., Ingrassia, A. M., Lo Bosco, G., Di Gesü, V., Giancarlo, R., Corona, D. F. (2011) Genome-wide characterization of chromatin binding and nucleosome spacing activity of the nucleosome remodelling ATPase ISWI. EMBO J, 30: 1766-77.

174. Schmitges, F.W., Prusty, A.B., Faty, M., Stützer, A., Lingaraju, G. M., Aiwazian, J., Sack, R., Hess, D., Li, L., Zhou, S., Bunker, R. D., Wirth, U., Bouwmeester, T., Bauer, A., Ly-Hartig, N.. Zhao, K„ Chan, H., Gu, J., Gut, H„ Fischle, W., Müller, J., Thomä, N. H. (2011) Histone methylation by PRC2 is inhibited by active chromatin marks. Mol Cell, 42: 330-341.

175. Schneider, I. (1972) Cell lines derived from late embryonic stages of Drosophila melanogaster. J Embryol Exp Morphol, 27: 353-65.

176. Schuster, E. F. and Stöger, R. (2002)CHD5 defines a new subfamily of chromodomain-SWI2/SNF2-like helicases. MomM Genome, 13:117-9.

177. Scott, K. C., Taubman, A. D., Geyer, P. K. (1999) Enhancer blocking by the Drosophila gypsy insulator depends upon insulator anatomy and enhancer strength. Genetics, 153: 787-98.

178. Shen, X., Ranallo, R., Choi, E., Wu, C. (2003) Involvement of actin-related proteins in ATP-dependent chromatin remodeling. Mol Cell, 12 (1): 147-55.

179. Sen, P., Ghosh, S., Pugh, B. F., Bartholomew, B. (2011) A new, highly conserved domain in Swi2/Snf2 is required for SWI/SNF remodeling. Nucleic Acids Res, 39(21): 9155-66.

180. Srinivasan, L. and Atchison, M. L. (2004) YY1 DNA binding and PcG recruitment requires CtBP. Genes Dev, 18: 2596-601.

181. Sims, J. K. and Wade, P. A. (2011). SnapShot: Chromatin remodeling: CHD. Cell, 144 (4): 626-626.el.

182. Singh, M„ D'Silva, L., Holak, T. A. (2006) DNA-binding properties of the recombinant high-mobility-group-like AT-hook-containing region from human BRG1 protein. Biol Chem, 387 (10-11): 1469-78.

183. Smale, S. T., and Kadonaga, J. T. (2003) The RNA polymerase II core promoter. Annu Rev Biochem, 72: 449-79.

184. Smith, S. T., Wickramasinghe, P., Olson, A., Loukinov, D., Lin, L., Deng, J., Xiong, Y., Rux, J., Sachidanandam, R., Sun, H., Lobanenkov, V., Zhou, J. (2009) Genome wide ChlP-chip analyses reveal important roles for CTCF in Drosophila genome organization. Dev Biol, 328 (2): 518-28.

185. Stephens, G. E., Xiao, H., Lankenau, D. H., Wu, C., Elgin, S. C. (2006) Heterochromatin protein 2 interacts with Nap-1 and NURF: a link between heterochromatin-induced gene silencing and the chromatin remodeling machinery in Drosophila. Biochemistry, 45 (50): 149909.

186. Sterner, D. E., and Berger, S. L. (2000) Acetylation of Histones and Transcription-Related Factors. Mol Cell Biol, 64: 435-459.

187. Syntichaki, P., Topalidou, I., and Thireos, G. (2000) The Gcn5 bromodomain coordinates nucleosome remodeling. Nature, 404: 3-6.

188. Tai, H. H., Geisterfer, M., Bell, J. C., Moniwa, M., Davie, J. R., Boucher, L., McBurney, M. W. (2003). CHD1 associates with NCoR and histone deacetylase as well as with RNA splicing proteins. Biochem Biophys Res ComMuh, 308 (1): 170-176.

189. Takisawa, H., Mimura, S., Kubota, Y. (2000) Eukaryotic DNA replication: from pre-replication complex to initiation complex. Curr Opin Cell Biol, 12: 690-696.

190. Tamkun, J. W., Deuring, R., Scott, M. P., Kissinger, M., Pattatucci, A. M., Kaufman, T. C., Kennison, J. A. (1992) Brahma: a regulator of Drosophila homeotic genes structurally related to the yeast transcriptional activator SNF2/SWI2. Cell, 68 (3): 561-572.

191. Taverna, S. D„ Li, H„ Ruthenburg, A. J., Allis, C. D., Patel, D. J. (2007) How chromatin-binding modules interpret histone modifications: lessons from professional pocket pickers. Nat Struct Mol Biol, 14: 1025-1040.

192. Torok, M. S. and Grant, P. A. (2004) Histone acetyltransferase proteins contribute to transcriptional processes at multiple levels. Adv Protein Chem, 67: 181-199.

193. Toto, M., D'Angelo, G„ Corona, D. F. V. (2014). Regulation of ISWI chromatin remodelling activity. Chromosoma, 123(1-2): 91-102.

194. Tuduri, S., Crabbe, L., Conti, C., Tourriere, H., Holtgreve-Grez, H., Jauch, A., Pantesco, V., De Vos, J., Thomas, A., Theillet, C., PoMMier, Y., Tazi, J., Coquelle, A., Pasero, P. (2009) Topoisomerase I suppresses genomic instability by preventing interference between replication and transcription. Nat Cell Biol, 11 (11): 1315-24.

195. Unnikrishnan, A., Gafken, P.R., Tsukiyama, T. (2010) Dynamic changes in histone acetylation regulate origins of DNA replication. Nat Struct Mol Biol, 17 (4): 430-7.

196. Valenzuela, L. and Kamakaka, R. T. (2006) Chromatin insulators. Annu Rev Genet, 40: 107-38.

197. Venkatesh, S. and Workman, J. L. (2013) Set2 mediated H3 lysine 36 methylation: regulation of transcription elongation and implications in organismal development. Wiley interdisciplinary reviews. Developmental biology: 2, 685-700.

198. Volpe, T. A., Kidner, C„ Hall, I. M., Teng, G., Grewal, S. I., Martienssen, R. A. (2002) Regulation of heterochromatic silencing and histone H3 lysine-9 methylation by RNAi. Science, 297: 1833-7.

199. Vorobyeva, N. E., Soshnikova, N. V., Nikolenko, J. V., Kuzmina, J. L., Nabirochkina, E. N., Georgieva, S. G., Shidlovskii, Y. V. (2009) Transcription coactivator SAYP combines chromatin remodeler Brahma and transcription initiation factor TFIID into a single supercomplex. Proc Natl Acad Sci USA, 106: 11049-54.

200. Wade, P.A., Gegonne, A., Jones, P.L., Ballestar, E„ Aubry, F„ Wolffe, A.P. (1999) Mi-2 complex couples DNA methylation to chromatin remodelling and histone deacetylation. Nat Genet, 23 (1): 62-6.

201. Wang, H., Wang, L., Erdjument-Bromage, H., Vidal, M., Tempst, P., Jones, R. S., Zhang, Y. (2004) Role of histone H2A ubiquitination in Polycomb silencing. Nature, 431: 873-878.

202. Wang, L., Tang, Y., Cole, P. A., Marmorstein, R. (2008) Structure and chemistry of the p300/CBP and Rttl09 histone acetyltransferases: implications for histone acetyltransferase evolution and function. Curr Opin Struct Biol, 18 (6): 741-7.

203. West, A. G., Huang, S., Gaszner, M., Litt, M. D„ Felsenfeld, G. (2004) Recruitment of histone modifications by USF proteins at a vertebrate barrier element. Mol Cell, 16: 453-63.

204. Winston, F., Carlson, M. (1992) Yeast SNF/SWI transcriptional activators and the SPT/SIN chromatin connection. Trends Genet, 8: 387-91.

205. Woodfine, K„ Fiegler, H„ Beare, D. M., Collins, J. E., McCann, O. T„ Young, B. D„ Debernardi, S., Mott, R., Dunham, I., Carter, N. P. (2004) Replication timing of the human genome. Hum Mol Genet, 13 (2): 191-202.

206. Wu, J. I., Lessard, J., Crabtree, G. R. (2009). Understanding the words of chromatin regulation. Cell, 136 (2): 200-6.

207. Xiao, H., Sandaltzopoulos, R., Wang, H. M., Hamiche, A., Ranallo, R., Lee, K. M., Fu D., Wu, C. (2001). Dual functions of largest NURF subunit NURF301 in nucleosome sliding and transcription factor interactions. Mol Cell, 8 (3): 531^-3.

208. Xu, Qi., Li, M., Adams, J., Cai, H. N. (2004) Nuclear location of a chromatin insulator in Drosophila melanogaster. J Cell Sci, 117: 1025-32.

209. Xu, Y. and Price, B.D. (2011) Chromatin dynamics and the repair of DNA double strand breaks. Cell Cycle, 10 (2): 261-7.

210. Xue-Franzen, Y., Johnsson, A., Brodin, D., Henriksson, J Burglin, T. R., Wright, A. P. H. (2010). Genome-wide characterisation of the Gcn5 histone acetyltransferase in budding yeast during stress adaptation reveals evolutionarily conserved and diverged roles. BMC Genomics, 11: 200.

211. Yamaguchi, T., Cubizolles, F., Zhang, Y., Reichert, N., Kohler, H., Seiser, C., Matthias, P. (2010) Histone deacetylases 1 and 2 act in concert to promote the Gl-to-S progression. Gene's Dev, 24 (5): 455^169.

212. Yee, S. P, Branton, P. E. (1985) Detection of cellular proteins associated with human adenovirus type 5 early region 1A polypeptides. Virology, 147 (1): 142-53.

213. Yuan, H., Marmorstein, R. (2013) Histone acetyltransferases: Rising ancient counterparts to protein kinases. Biopolymers, 99: 98-111.

214. Yusufzai, T. M., Tagami, H„ Nakatani, Y„ Felsenfeld, G. (2004) CTCF tethers an insulator to subnuclear sites, suggesting shared insulator mechanisms across species. Mol Cell, 13: 291-8.

215. Zeng, L. and Zhou, M.-M. (2002) Bromodomain: an acetyl-lysine binding domain. FEBS Lett, 513, 124-128.

216. Zhang, B„ Chambers, K. J., Faller, D. V, & Wang, S. (2007). ReprograMMing of the SWI/SNF complex for co-activation or co-repression in prohibitin-mediated estrogen receptor regulation. Oncogene, 26(50): 7153-7.

217. Zhang, Y., Smith, C. L., Saha, A., Grill, S. W„ Mihardja, S., Smith, S. B., Bustamante, C. (2006). DNA translocation and loop formation mechanism of chromatin remodeling by SWI/SNF and RSC. Mol Cell, 24(4): 559-68.

218. Zhao, K., Hart, C. M., LaeMMli, U. K. (1995) Visualization of chromosomal domains with boundary element-associated factor BEAF-32. Cell, 81: 879-89.

219. Zhou, W„ Zhu, P., Wang, J., Pascual, G„ Ohgi, K. A., Lozach, J., Glass, C. K„ Rosenfeld, M. G. (2008) Histone H2A monoubiquitination represses transcription by inhibiting RNA polymerase II transcriptional elongation. Mol Cell: 29, 69-80.