Исследование биосинтеза и стабильности супероксиддисмутазы в культуре ткани Panax ginseng тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Комов, Юрий Вадимович

• Комов, Юрий Вадимович
• кандидат биологических наук
• 2000

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Комов, Юрий Вадимович

Введение

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Супероксиддисмутаза

1.1.2. Структура молекулы и активного центра Си,2п-СОД

1.1.3. Влияние электростатического взаимодействия на механизм действия СОД

1.1.4. Изоформы СОД

1.2. Методы выделения и очистки СОД

1.2.1. Выделение СОД с помощью лиганд-обменной хроматографии

1.3. Применение супероксиддисмутазы

1.4. Метод культуры растительных тканей

1.5. Кругооборот белков в растительных тканях

1.5.1. Общая характеристика кругооборота белков в растениях

1.5.2. Кругооборот белков в процессе прорастания семян

1.5.3. Кругооборот белка в период активного роста

1.5.4. Кругооборот белка при старении

1.5.5. Кругооборот белков при созревании фруктов

1.6. Влияние высоких и низких температур на синтез белка

1.6.1. Действие высокой температуры на модификацию белкового метаболизма

1.6.2. Действие низкой температуры на модификацию белкового метаболизма

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1. Объект исследования и метод культивирования ткани

2.2. Выделение и очистка СОД из культивируемых растительных клеток

2,З.Определение активности супероксиддисмутазы

2.4. Электрофоретические методы

2.4.1. Диск-электрофорез в 10% полиакриламидном геле

2.4.2. Диск-электрофорез в 10% ПААГ с ДС-Na.

2.4.3. Определение активности СОД в геле

2.5. Определение содержания общего белка

2.6. Получение моноспецифических антисывороток к СОД

2.7. Двойная радиальная иммунодифузия в геле

2.8. Определение параметров обмена индивидуальных белков и общего белка в растительных клетках

2.9. Изучение влияния температурного шока на состояние общего белка и СОД в клетках женьшеня

2.10. Статистическая обработка результатов

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

3.1. Динамика накопления биомассы и содержание белка в процессе роста клеток культуры ткани лекарственного растения Panax giseng

3.2. Обмен внутриклеточного белка в каллусной культуре Р. ginseng

3.3. Изучение СОД в процессе роста культуры ткани Panax ginseng

3.4. Молекулярная гетерогенность СОД

3.5.Выделение и очистка СОД из культуры ткани женьшеня

3.5.1. Синтез иминодиацетат-сефарозы 6В

3.6. Определение молекулярной гетерогенности полученного фермента

3.7.Физико-химические свойства выделенной супероксиддисмутазы

3.7.1. Зависимость активности СОД от времени

3.7.2. Оптимум рН для супероксиддисмутазы

3.7.3. Зависимость активности фермента от температуры

3.7.4. Определение молекулярной массы СОД

3.7.5. Электрофорез в ПААГ с ДС-Na

3.8. Кругооборот СОД в каллусной культуре Р. ginseng

3.9. Влияние температуры на состояние внутриклеточного белка и СОД в клетках женьшеня

3.9.1. Влияние высокотемпературного шока и 24 -ти часовой адаптации на состояние внутриклеточного белка

3.9.2. Влияние высокотемпературного шока и 24-ти часовой адаптации на активность СОД

3.9.3. Влияние низких температур и 24-ти часовой адаптации на состояние общего белка

3.9.4. Влияние низкотемпературного шока и 24-ти часовой адаптации на активность СОД в культуре ткани женьшеня

ГЛАВА 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

ВЫВОДЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Исследование биосинтеза и стабильности супероксиддисмутазы в культуре ткани Panax ginseng»

Актуальность темы. Культура клеток высших растений является экспериментально созданной популяцией соматических клеток. Имеются две принципиальные особенности культур растительных клеток, которые отличают их от интактного растения - это отсутствие механизмов контроля развития на организменном уровне и избыточный (не работающий в данных условиях) генетический материал. Известно, что перевод клеток растений в культуру может в значительной мере менять морфологию, биохимические особенности, а также генотип клетки, поэтому многие аспекты ее существования и развития требуют детального самостоятельного изучения. В то же время, культура клеток растений является достаточно адекватной моделью для изучения тех процессов, которые протекают в любой растительной клетке, независимо от функционирующих механизмов контроля метаболизма на организменном уровне. В частности, в настоящее культура растительных клеток используется в качестве адекватной модели для изучения на клеточном уровне адаптации растений к различным воздействиям внешней среды. [Носов A.M., 1999].

В последние годы культивируемые органы и ткани растений стали объектом промышленной биотехнологии для получения фармакологически активных соединений для медицины, косметики, пищевой промышленности и др. В связи с этим изучение и выяснение механизмов регуляции метаболизма культивируемых растительных клеток может создать предпосылки, например, для направленного синтеза вторичных метаболитов, являющихся ценными лекарственными веществами.

В Санкт-Петербургской химико-фармацевтической академии в течение более 20 лет ведутся работы по исследованию каллусных культур редких лекарственных растений - раувольфии змеиной. Женьшеня, палисциас и др. 6

В последние годы проводится изучение обмена первичных метаболитов этих растительных культур.

Объектом данной работы был выбран фермент - супероксиддисмутаза (СОД). СОД является ключевым ферментом антиоксидантной защиты всех аэробных организмов, так как она регулирует содержание в клетках супероксидных радикалов и, таким образом, препятствует образованию еще более токсичных активных форм кислорода (синглетного кислорода, свободного гидроксильного радикала и др.). Не смотря на то, что СОД к настоящему времени достаточно хорошо изучена в животных, растительных и микробных клетках [Scandalios J.G., 1997], однако фермент в культивируемых растительных клетках изучен в значительно меньшей степени.

Известно, что СОД представляет большой интерес для медицинской практики, она находит применение в качестве эффективного лекарственного препарата для лечения различных воспалительных и аутоиммунных заболеваний, в онкологии, геронтологии, в качестве радиопротекторного средства и др. В связи с этим возможность использования культур тканей лекарственных растений, являющихся промышленными продуцентами ряда биологически активных соединений, представляется весьма перспективной.

Целью работы являлось изучение влияния высоких и низких положительных температур на обмен СОД в промышленном штамме каллусной культуры женьшеня Panax ginseng.

Были поставлены следующие задачи:

1 .Охарактеризовать динамику изменения активности, физико-химических свойств и молекулярной гетерогенности СОД в процессе культивирования клеток женьшеня.

2.Выделить и очистить СОД в виде индивидуального белка и получить к ней моноспецифические антитела. 7

3.Рассчитать скорости накопления, распада и время функционирования СОД в каллусной культуре Р. ginsneng.

4.Исследовать влияние различных температур окружающей среды на содержание и метаболизм СОД, ее молекулярную гетерогенность и обмен.

Научная новизна. В результате проведенных исследований были изучены динамика изменения уровня активности СОД и молекулярной гетерогенности, а также содержания внутриклеточного белка в течение культивирования каллусной культуры Р. ginseng.

Впервые установлены параметры кругооборота (скорость синтеза, время «полужизни» и стабильность) СОД в культуре ткани женьшеня.

Разработан метод выделения и очистки СОД и изучены ее некоторые физико-химические свойства. Установлено, что по ряду показателей СОД из каллусной ткани женьшеня (оптимуму рН, температуры, молекулярной массе и др.) имеет сходные характеристики с ранее изученными СОД из животных, растительных и микробных клеток.

В диссертационной работе проведена оценка влияния теплового шока и низких температур на метаболизм СОД и общего внутриклеточного белка в культивируемых растительных клетках. Показано, что резкое снижение уровня каталитической активности СОД в растительных клетках при температурном воздействии обусловлено достоверным подавлением скорости ее биосинтеза.

Теоретическая и практическая значимость. Полученные в работе данные расширяют и углубляют наши предстваления о механизмах биосинтеза, стабильности и функционировании индивидуальных белков в растительных клетках. Полученные результаты дополняют уже имеющуюся информацию о физиологическом состоянии растительной клетки в неблагоприятных условиях, в частности, при воздействии температуры, и позволяют отнести СОД к «стресс-специфичным» ферментам.

Выполненная работа является теоретическим исследованием с перспективным практическим выходом. Во-первых, каллусная культура Panax ginseng является промышленным штаммом и оспользуется для получения отечественных лекарственных препаратов женьшеня ( настойка "Биоженьшень", таблетки "Панасорб"), а также в парфюмерной промышленности для приготовления мазей, лосьонов и др. В связи с этим широкие биохимические исследования культивируемых клеток женьшеня являются необходимым условием для дальнейшего усовершенствования биотехнологии данной культуры ткани. Во-вторых, в последние годы препараты СОД нашли широкое применение в медицинской практике. Этот фермент входит в состав ряда зарубежных противовоспалительных препаратов, имеющих очень широкий спектр применения в медицине. Возможно промышленная культура ткани женьшеня также может быть использована как доступный продуцент белка СОД.

Апробация работы: Материалы работы были доложены на YII Международной конференции «Биология клеток растений in vitro, биотехнология и сохранения генофонда» Москва, 1997; Международной конференции «Фармация в XXI веке : Инновации и традиции», С-Петербург, 1999.

Структура и объем диссертации. Работа изложена на 113 страницах, содержит 9 таблиц и 22 рисунков. Работа состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов исследования, результатов их обсуждения, выводов и списка использованной литературы, которая включает в себя 171 наименований.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Комов, Юрий Вадимович

ВЫВОДЫ

1.Разработан метод выделения и очистки СОД из культуры ткани женьшеня Ранах ginseng, с 120-кратной степенью очистки при общем выходе фермента до 77%. Молекулярная масса СОД из ткани женьшеня составляет 27,5 -30 кД. Установлено, что фермент является димером и содержит идентичные субъединицы с молекулярной массой - 16-17 кД.

2.Показано наличие двух максимумов активности СОД на 20-е и 35-е сутки роста культивируемых клеток, однако высокую активность фермента наблюдали и на первых и заключительных этапах роста каллуса. На определенных этапах культивирования ткани женьшеня в клетках обнаруживали 3-4 молекулярные формы фермента.

3.Впервые исследованы биосинтез и стабильность внутриклеточного белка и СОД в культуре ткани Panax ginseng. Установлено, что скорость накопления СОД составляет 12,12 мкг ферментативного белка в сутки на 1 грамм биомассы, а время ее функционирования - 2,84 суток.

4.Впервые изучено влияние теплового шока и низких температур на синтез, стабильность и условия 'функционирования СОД в культивируемой ткани женьшеня. Установлено:

-значительное снижение скорости накопления фермента при воздействии на культивируемые клетки как высоких, так и низких положительных температур;

- образование «стрессовых» (в основном быстро мигрирующих к аноду изоформ) молекулярных форм СОД;

- снижение стабильности СОД на 17,6% (I серия) и 20,5% (П серия) при тепловом шоке, а также ее увеличение на 51% в результате воздействия низких температур.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Комов, Юрий Вадимович, 2000 год

1. Албертс Р., Брзй Д., Льюис Дж., Рзфф М., Роберте К, Уотсои Дж.

2. Молекулярная биология клетки // М: Мир, 1987. С 127-133. Бабе:¡к'о В.И Нигрецкая МЛ. Электрофоретические спектры легко растворимых белков озимой пшеницы при закаливании и промораживании.// Докл ВАСХНИЛ, 1971. N5. С 7-9.

3. Барашкова Э.А. Динами компонентного состава легко растворимых белков и изоэнзимов некоторых ферментов озимой пшеницы после промораживания.// Тр. по прикладкой ботанике, генетике, селекции 1979, Т. 64, С. 147-153.

4. Беличенко Н.И. Грязина Т.И. Некоторые стороны метаболизма белков зимостойких и слабозимостойких пшениц.// Изв. Сев- Кавказ, научн. Центра высш. шк. Естеств. Науки. 1980. N4. С. 86-88.

5. Биотехнология.М.: Наука 1986. С. 3-20.

6. Бутенко Р.Г. Культура изолированных тканей и физиология морфогенезапплтатпгй // Л/Г •Цочтт 1 ОЛЛ Г* ^П^)рыс I пап // ±\х. .ххау ла. /

7. Бохински. Р. Современные возрения в биохимии // М. .Мир. 1987. С 507-509 Войннков В.К., Иванова Г.Г., Корытов М.В. Синтез белков в растениях при действии низкой температуры // Физиология и биохимия растений. 1986.Т. 18.КоЗ .С.211-219.

8. В о инвков В.К. Иванова Г.Г. Рудковский А.В. Белки теплового шока растений.// Физиология растений 1984, Т.31, С. 970-979.

9. Воллосович А.Г. Культура ткани раувольфии, как продуцент противоаритмических алкалоидов: автореф.дисс.докт.фарм.наук, СПб, 1992, 38 с.

10. Гудвин Т., Мерсер Э. Введение в биохимию растений // М: Мир, 1986. Т.2. С.41.

11. Носов А.М. Культура клеток высших растений уникальная система, модель, инструмент// Физиол. растений. 1999. Т. 46. №6. С. 837-844.101

12. Петрова О.П., Колоша О.И., Мишустина П.С., Сухарева И.Б.

13. Множественность форм ферментов и ее модификация у озимой пшеницы в период адаптации к низким температурам // Физиология растений. 1985. Т. 17. №4. С. 361-366.

14. Практическая химия белка // пер.с англ.-М.:Мир.-1989.С.624.

15. Савич И.М. Пероксидазы стрессовые белки растений.// Успехисовременной био логии. Т.107 С. 406-417

16. Теппермен Дж., Тепяермен X. Физиология обмена веществ и эндокриннойсистемы // М: Мир. 1989.С.47.1. Еремин

17. Яаска В. Изоферменты супероксиддисмутазы в проростках фасолиевых // Изв. АН ЭССР. Биол. 1984. Т.ЗЗ. № 1. С. 42-49.

18. Adams G. Rinna R.W. Stress protein formation: gene expression andenvironmental interaction with evolutionary significance// Int. Rev Cytol 1982. V. OQ p шлк

19. Areas I.M.,Doi!e D.Shimke R. Studies of endoplasmic reticulum of rat liver// J.Biol.chem 1969,No. 12,P.3303-3315.

20. Argese E., Viglino P., Rotilio G., Scarpa M., Rigo A. Electrostatic control of the rate determining step of the copper, zinc superoxide dismutase catalytic reaction. // Biochemistry. 1987. V. 26. P. 3224-3228.

21. Bailor. D., Palmer G., Massey V. Direct demonstration of auperoxide anion production during the oxidation of reduced flavin and of its catalytic decomposition by arythro-'cuprein // Biochem- Biophya. Res. Commun. 1969. Vol.6. P. 898-904.102

22. Beevers L. Growth regulator control of senescence in leaf discs of Nasturtium //In: Biochemistry and physiology of plant growth substances. Wightman F, Satterfiled G. Runge Press, Ottawa, P 1417- 1435.

23. Bertini I, Luchinat C., Monnanni R,. et all. A water proton and. anion affinity investigation of Zinc (II) deprived superoxide dismutase // Inorg. Ghim. Acta. 1983. V.79.-No 1-6. P. 142-143.

24. Bitterman H. Aoki N., Lefer A.M. Imoroved survival of island flaps after prolonged ischemia by perfusion with superoxide dismutase. //Plastic. Reconstructive Surgery. 1988.V.77.P.639-641.

25. Brown G.N., Bixby J.A. Soluble and insoluble protein patterns during induction of freezing tolerance in black locus seedlings.// Physiol. Plant. 1975, V.34, P. 187191.

26. Calabrese L.Polticelli F. Et al. Substitution of arginine for lysine 134 alters electrostatic parameters of the active site in shark Cu,Zn-SOD. // FEBS Letters. 1989. V. 250(1 ).P. 49-52.

27. Campbell P.N., Blobel G. The role of organells in the chemical modification of the primary translation products of secretory proteins// FEBS Lett. 1976, V. 72, P. 215-226.

28. Chang E.C., Crawford B.F., Hong Z., Bilinski T., Kosman D.J. Genetic and biochemical characterization of Cu,Zn-superoxide dismutase mutants in S. cereviseae // J. Biol. Chem. 1991. V. 266. P.4417-4424.

29. Davannkov V.A. Review of ligand exchange chromatography in Handbook of HPLC for separation of aminoacids,peptides and proteins // Hancock W.S. (ed.), CRC Press. Bocaraton,Fla. 1984.P.393.

30. Davis B.J. Disc electrophoresis II. Metod and application to human serum protein//Annu. N.Y. Acad. Sci. 1964. V. 12l.P 404-427.104

31. Davies D.D. Physiological aspects of protein turnover. In: Encyclopedia of plant physiology. Boulder D. ed., 1982, N.S. V.14A. P.189-228.

32. V .lj i/UllUUll . JL J 1 1 / y \J / .

33. Ditlow C., Johansen J.T., Martin B.M., Yvendsen J.B. The complete amino acid sequence of manganese superoxide dismutase from S. cerevisiae // Carlsbergr>— r^---1 noi \J An 1 no 1 Q1

34. XVCS.VxUllllllUll. 170^. V .t / .INUl .JTOl-yi.

35. Djinovic K. Gatti G. Rotilio G. Et a!. Crystal structure of yeast Cu,Zn-, SOD. Crystallographic refinement at 2.5A resolution. // J. Mol. Biol. 1992. V. 225.P. 791= 809.

36. Duke M.V., Saiin M.L. Isoenzymes of cuprozinc SOD from Pisum sativum //-Li! J l,vj VAX^/XLIJO l± ^ . L S G-J . V. 1 > \J X J. . X . ¿Juy-ijl J.

37. Edsmyr F., Menander= Huber K.B. Orgotein efficacy in ameliorating side effects due to radiation therapy // Eur. J. Rheumatol. Inflamm. 1981.V.4.P.2281. JU.

38. Fakoni M., Rotilio G. Et a! Modelling the tree-dimensional structure andel ppfrAcfoli/^ nnlatilinf hl/A Pll 7t1„Qnr\ T/Qf 1 or^fft-nm YptiAnnc //ivvu uoiauv puiwniiai iiviu ui i vv w vu.zjii ijvjl/ valiaiii xxUixi AviiupUo iav- v 10 //

39. Proteins: structure, function and genetics. 1991. V. 10. P. 149- 155.

40. Feller V.K., Soong T.S. Proteolytic activities and leaf senescence during graindevelopment of field-grown corn. // Plant physiol. 1977, V.59, P. 250-254.105

41. Foyer C.H., Lopez-Belgado H., Dat J.F., Scott I.M. Hydrogen peroxide- and glutathione-associated mechanisms of acclimatory stress tolerance and signaling // Physiol. Plant. 1997. V. 100. P. 241-254.

42. Frenkel C., Klein I.,Di!!ey D.R. Protein synthesis in relation to ripening of pome Fruits.//Plant physiol. 1968, V.43. P. 1146-1153.

43. Fridovich I. Superoxide radical and Superoxide dismutase // Annu. Rev. Biochem. 1995. V. 64. P. 97-112.

44. Cracham D., Patterson B.D. Responses of plants to low, nonfreezing temperature: proteins, metabolism and acclimation.// Ann. Rev. Plant Physiol. 1982, V. 33, P. 347-382.

45. Grisolia S. Turnover and degradation of mitochondria and their proteins.// 1980. Cuba faundation symposium 75. P. 167-188.

46. Gusta L.W., Weiser C. J. Nucleic acid and protein changes in relation to cold acclimation and freezing injury of Korean boxwood leaves.// Plant. Physiol, 1972V.49, P. 91-96.

47. Kasperska-Palacz A., Blugokeeka E Physiological mechanisms of frost tolerance: possible role of in plant adaptation to cold.// Biol. Plant. 1977. V. 19. P. 10=17.

48. Konabus J. Picaard C.S. Heat shock proteins in tobacco cell suspension during growth cycle.// Plant physiol 1984, V. 75, P. 639-644

49. Kuei L., Sumsion E.N. Turnover of several glycolyticeuzymes in rat liver // J. Biol. Chem. 1970. V. 245. No 24. P. 6616-6623.

50. XT^ A T> 1A1C 1A1H 1NO H. ± . iulj-iwl?.

51. Marco B.G., Grego S RuBP carboxylase in field-growth wheat.// J.Exp. Bot. 1979, V. 118, P. 851-861.

52. Masson M. Hess H. Gremer G. Peroxinorm bei Weichteilaffektionen und Sportverletzungen. //Arztl. Praxis. 1982.V.34.P.562-565.

53. Miller R.W., Rapp U. The oxidation of catechols by reduced flavins and dehydrogenases // J. Biol. Chem. 1973. V. 248. Nol7. P. 6084-6090. Moraux Y.,Bosochetti E.,Egly T.M.// Sci Tools. 1985 V32(l).109

54. Neuperi W., Schatz G How proteins are transported into mitochondria // Trends.1. RmpUm «nj 1Q81 V£T>1/IiJiuvilviii uvl. y 1. .X—r.

55. Nover L., Nellmund D. The heat shock response of eucariotic cells// Biol 1984, V.261, P.357-435.

56. Nyaian P.O. A modified method for the purification of erythrocupreins // Biochem. Biophiys. Acta. 1960.V.45.No2. P387-389.

57. O'Neill P., Davies S., et al. The effect of pH and various solts upon the activity of a series of superoxide dismutase. // Biochem. 1988. V. 251. P. 41-46.

58. Orme .Johnson W.H., Beinert H. On the formation of the superoxide anion radical during the reaction of reduced iron-sulfur proteins with oxygen // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1969. V. 36. No 6. P. 905-911.

59. Ouchterlony 0. Antigen-antibody reactions in gels. 2. Factors determining the site of the precipitate // Acta. Pathol. Micr. Scand. 1949. V. 26. No 1,- P. 4-12.

60. Parge H.E. Hailewel! R.A. Tainer G.A. Atomic structure of wild-typeand thermostable mutant recombinant human Cu.Zn-SOD. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1992. V. 89. P. 6109-6113.

61. Pearse B.M., Clathrin: unique protein associated with intracellular transter of membrabe by coated visicles// Proc. Natl. Acad. Sci. USA,1976, V.73, P. 12551259

62. Pedersen T.A., Kirk M. Light-dark transients in levels of intemediate compounds during photosynthesis in air-adapted Chlorella.// Physiol plant. 1966, V.19, P. 219-231.

63. Polticelli F., Falconi M., O'Neil P., et al. Molecular modelling and electrostatic calculation on chemically modified Cu,Zn- SOD from Bos Taurus and Shark110

64. Prionace Glauca. Role of Lys 134 in the electrostatic steering/ mechanism. // J. Molec. Biol. 1993. V. 21. P. 265-269.

65. Pontremoli S., Malloni A. Extralysosomal protein degradation.// Annu. Rev. Biochem.1986, V.55, P. 455=481.

66. Porath J.,Carlssoii J., Belfrage G. Metal chelate affinity chromatography// London 258,1975.

67. Rao S.C.,Croy L.I. Protease and nitrate reductase seasonal patterns and their relation to grain production of high versus low protein in weat varieties // J. Agric. Food. Chem. 11972, Y.20, P. 1138-1141.

68. Reddy S., Venkaiah B. Purification and characterization Cu,Zn-superoxide dismutase from mungbean ( Vigna radiata) seedlings // J. Biosci. 1984. V.6. No 1. P.115-123.

69. Reddy S., Vijaya K., Venkaiah B. Subcellular localization and identification of superoxide dismutase isoenzymes from Pennisetum typhoideum seedlings // J. Plant Physiol. 1984. V.117. No 1. P. 81-85.

70. Richardson J.S., Richardson D.C. Thomas A. Alfa-carbon coordinates for bovine Cu,Zn- superoxide dismutase. // Biochem. Bioph. Res. Commun. 1975. V. 64. No4. P. 982-986.

71. Roberts V.A., Fisher C.L., et al. Mechanism and atomic structur of SOD. // Free Rad. Res. Comm., 1991. V. 12-13. P. 269-278.

72. Saben F., Wright T., Norton S.J. Isoenzymes of superoxide dismutase from Aloe vera. // Enzyme Protein, 1996,V.49:4, P.212-21.

73. Sandalio L.M., Palma J.M., Del Rio L.A. Localization -of manganesesuperoxide dismutase in peroxisomes isolated from Pisum sativum L // Plant Sci.1987. Vol. 51N l.P. 1-8.

74. Scandalios J.G., Foyer C.H., Lopez-Delgado H., Dai J.F., Scott I.M. Hydrogen peroxide- and glutathione-associated mechanisms of acclimatory stress tolerance and signaling // Physiol. Plant. 1997. V. 100. P. 241-254.

75. Scandalios J.G. Oxidative stress and the Molecular Biology of Antioxidant Defenses// Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor. N.-Y. 1997. P. 527-568.

76. Tainer J.A., Getzoff E.D., Richardson D.C. Structure and mechanism of Cu,Zn-superoxide dismutase //Nature. 1983. V. 160. P. 284-290.

77. Tainer J.A., Getzoff E.B., Beem K.M., Richardson D.C. Structure of superoxide dismutase.//J Mol.Biol. 1982. V.160.P. 181-217.

78. Tan S.C. Phenylalanine ammonia lyase and the phenylalanine ammonia lyase inactivating system- effect of light, temperature and mineral deficience.// Austral. J. plant physiol. 1980. V.7 P. 159-168.

79. Tanguay., Vincent. M Intracellular Translocation of cellular and heat shock in

80. Drosophila cells// Canad. J. Biochem 1982, V. 60, P.306-315.

81. Thomas H. Enzymes of nitrogen mobilization in detached leaves of Loliumtemulentium during senescence//Planta, 1978. V. 141, P 161-169.

82. Umei T., Takeshige K., Minakami S. NADPH-binding componentof thesuperoxide-generating oxidase in unstimulated -neutrophils and the neutrophilsfrom the patients with chronic granulomatous disease // Biochem. J. 1987. V. 243.1. N2. P. 467-472.

83. Van Hemmen J. J., Meuling W.J. A. Inactivation of biologically active DHA by y -ray-induced superoxide radicals and their dismutation products singlet molecular oxygen and hydrogen peroxide // Biochem. Biophys. Acta. 1975. V. 402, N 2. P 133-141.

84. Verling E. The roles of heat shock proteins in plants // Ann. Rev. Plant Mol. Biol. 1991. V.42.P. 579-620.

85. Vierling E., Joe L. Key bulose 1.5 Biphosphate carboxiyase syntesis during heat shock.// Plant Physiol 1985, V. 78. P. 155-162

86. Weiseger RA, Fridovich I. Superoxide dismutase. Organel specificity // J. Biol. Chem. 1973. V. 248. No 10. P. 3582-3592.

87. Weselake R.J., Chesney S.L., Petkau A., Friesen A.D. Purification of human copper, zinc superoxide dismutase by copper chelate affinity chromatografy // Anal. Biochem. 1986. V.155. Nol. P. 193-197.

88. Willekens H., Inze D., Van Montagu M., Van Camp W. Catalase in plants // Molecular Breeding. 1995. V.l. P. 207-228.

89. Wiss S.J. Neutrophil- mediated methemoglobin formation in the erythro-/ cyte. II. Biol. Chim. 1982. V.257.P.2947-2953.

90. Weber K., Osborn M. The reliability of molecular weght determination by dodecy! sulphate-polyacroylamide gel electrophoresis // J.B.C. 1969. V244.Nol6.P 4406-4412.

91. Weidner M., Ziemens C Preadaptation of protein syntesis in wheat seedlings to high temperature.// Plant Physiol. 1975 V.56, P. 590-594.

92. Winterbourn O.C., McGrath B.M., Carrel 1 R.W. Reactions involving superoxide and normal and unstable haemoglobins // Biochem. J. 1976. - Vol. 155. - IT 3. -P. 493-502.

93. Winterbourn C.C., McGrath B.M., Carrel! R.W. Reactions involving superoxide and normal and unstable haemoglobins // Biochem. J. 1976. V. 155. No 3. P. 493-502.

94. Yost F. J., Fridovich I. An iron-containing superoxide dismutase from Escherichia coli//J. Biol.Chem. 1973.V.248.Nol4.P.4905-4908.

95. Zielke H.R. Filner P. Nitrate reductase turnover in leaves of castor bean.// JBC 1971, V. 246. P. 1772-1779.