Гипохлорит и окислительная модификация липопротеинов крови человека тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.02, доктор биологических наук Панасенко, Олег Михайлович

• Панасенко, Олег Михайлович
• доктор биологических наук
• 1998

Оглавление диссертации доктор биологических наук Панасенко, Олег Михайлович

ПРИНЯТЫЕ СОКРАЩЕНИЯ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Образование гипохлорита в организме

1.2. Физико-химические свойства хлорноватистой кислоты и гипохлорита

1.3. Роль модифицированных окислением липопротеинов крови в атерогенезе

Перекисное окисление липидов, липопротены и атеросклероз

Перекисная модификация липопротеинов

Пути появления окисленных липопротеинов в крови

1.4. Постановка цели и задач исследования

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Реактивы

2.2. Изолирование объектов исследования

2.3. Приготовление объектов исследования

2.4. Методы анализа

2.5. Флуоресцентные исследования

2.6. ЯМР-исследования

2.7. Хемилюминесценция

2.8. Метод остановленной струи

2.9. Метод ЭПР спиновых меток и зондов

2.10. Окислительная модификация липопротеинов и липосом

2.11. Инкубация липопротеинов и липосом с белками и клетками

2.12. Адгезия эритроцитов к эндотелию

2.13. Перфузия печени кроликов

2.14. Статистическая обработка результатов

ГЛАВА 3. ВОЗМОЖНЫЕ ПУТИ ПОЯВЛЕНИЯ ОКИСЛЕННЫХ ЛИПОПРОТЕИНОВ

В КРОВИ

3.1. Синтез и секреция окисленных липопротеинов клетками печени

3.2. Окисление липопротеинов в кровотоке

3.2.1. Моноциты

3.2.2. Нейтрофилы

3.3. Активация моноцитов и нейтрофилов окисленными липопротеинами

Автоокисленные липопротеины

Липопротеины, модифицированные гипохлоритом

ГЛАВА 4. ГИПОХЛОРИТ-ИНДУЦИРОВАННАЯ МОДИФИКАЦИЯ

ЛИПОПРОТЕИНОВ КРОВИ ЧЕЛОВЕКА

4.1. Перекисное окисление липопротеинов крови, вызванное гипохлоритом

4.1.1. Способность гипохлорита проникать в липидную фазу липопротеинов

4.1.2. Аккумуляция продуктов ПОЛ в липопротеинах, обработанных гипохлоритом

4.1.3. Влияние перехватчика свободных радикалов - ионола (ВНТ) на гипохлорит-индуцированное окисление липопротеинов

4.1.4. Взаимодействие гипохлорита с антиоксидантами в составе липопротеинов

4.1.5. Снижение резистентности ЛНП к Си2*-индуцированной пероксидации под действием гипохлорита

4.1.6. Сравнительное исследование ПОЛ липопротеинов разных классов в присутствии экзогенного гипохлорита и образующегося в системе "миелопероксидаза+Н202+СГ"

4.2. Изменение физико-химических свойств липопротеинов в результате их пероксидации

4.2.1. Модификация структуры липопротеинов после автоокисления

Липидная фаза

Аполипопротеины

Белок-липидные взаимодействия

Изменение поверхностного заряда

4.2.2. Гипохпорит-индуцированная модификация структуры липопротеинов

Липидная фаза

Аполипопротеины

Изменение поверхностного заряда

4.3. Холестерин-транспортная функция окисленных липопротеинов

4.3.1. Влияние ПОЛ на перенос холестерина между липопротеинами и клетками, содержащими рецепторы к ЛП (на примере моноцитов и макрофагов)

Автоокисленные ЛНП

ЛНП, модифицированные гипохлоритом

4.3.2. Исследование переноса холестерина между липопротеинами и клетками, не содержащими рецепторов к ЛП (на примере эритроцитов)

Автоокисленные липопротеины

ЛНП, модифицированные гипохлоритом

4.3.3. Изменение холестерин-транспортной способности липопротеинов при ИБС

4.4. Влияние гипохлорита и ЛНП, модифицированных гипохлоритом на адгезию клеток крови к эндотелию

4.5. Участие некоторых физиологически важных молекул в модификации липопротеинов гипохлоритом

4.5.1. Участие нитрита в гипохлорит-индуцированной модификации липопротеинов

Исследование взаимодействия НОС1 с Ы02"

Разрушение антиоксидантов в ЛНП в присутствии смеси

Н0С1/М02"

Увеличение чувствительности ЛНП к пероксидации под действием смеси Н0С1/М02"

Интенсификация гипохлорит-индуцированного ПОЛ в ЛНП под действием Ы02"

Увеличение холестерин-транспортной способности ЛНП под действием Н0С1/1М02~

Образование 3-нитротирозина в ЛНП под действием Н0С1/1М02"

4.5.2. Влияние гипохлорита на способность гемоглобина окислять

4.5.3. Влияние хелаторов ионов железа на гипохлорит-индуцированное ПОЛ

4.5.4. Холестерин и гипохлорит-индуцированное ПОЛ

ГЛАВА 5. МЕХАНИЗМ ГИПОХЛОРИТ-ИНДУЦИРОВАННОГО ПЕРЕКИСНОГО

ОКИСЛЕНИЯ ЛИПИДОВ

5.1. Гипохлорит-индуцированная аккумуляция продуктов ПОЛ в фосфолипидных липосомах

5.1.1. Аккумуляция первичных и вторичных продуктов ПОЛ.

Исчезновение двойных связей

5.1.2. Ре2*-индуцированная хемилюминесценция

5.1.3. Сравнение с системой 'Те2* + аскорбат"

5.1.4. Действие антиоксидантов

5.1.5. Влияние рН среды

5.1.6. Влияние хлорита, хлората и перхлората натрия на гипохлорит-индуцированное ПОЛ

5.2. Инициирование гипохлорит-индуцированного ПОЛ

5.2.1. Роль водорастворимых интермедиатов в инициировании гипохлорит-индуцированного ПОЛ

Пероксид водорода

Супероксидный анион-радикал

Ионы железа

5.2.2. Взаимодействие гипохлорита с функциональными группами фосфатидилхолина

5.2.3. Роль липид-связанных минорных компонентов в инициировании

ПОЛ, индуцированного гипохлоритом

Взаимодействие гипохлорита с продуктами ПОЛ фосфолипидных липосом

Взаимодействие гипохлорита с ТБК-реактивными продуктами

Взаимодействие гипохлорита с органическими пероксидами и эпоксидами

Хемилюминесценция, сопровождающая реакцию гипохлорита с гидропероксидами

Участие органических пероксидов и эпоксидов в гипохлорит-индуцированном ПОЛ

Роль гидропероксида линолевой кислоты в ПОЛ, инициированном системой "миелопероксидаза + Н202 + СГ

5.2.4. Механизм взаимодействия гипохлорита с органическими гидропероксидами

Синглетный кислород как возможный интермедиат в реакции гипохлорита с гидропероксидом

Образование свободных радикалов в реакции гипохлорита с гидропероксидом

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Гипохлорит и окислительная модификация липопротеинов крови человека»

Хлорноватистая кислота (HOCI) или ее ионизированная форма - гипохлорит-анион (ОСГ) образуются in vivo при стимуляции нейтрофилов или моноцитов-макрофагов [57,254,404]. Именно НОС1/ОСГ принадлежит основная антимикробная функция, которую выполняют нейтрофилы в организме [57,254].

Однако, вместе с тем следует иметь ввиду, что НОС1/ОСГ является чрезвычайно реакционным соединением. Так было установлено, что НОС1/ОСГ взаимодействует с липидами [385,416], нуклеиновыми кислотами [343,388,389], углеводами [342], аминокислотами [11,411] и белками, инактивируя многие ферменты [92,227,355,402], проявляет токсический эффект в отношении не только бактериальных клеток, но и фибробластов, эндотелиальных клеток, эритроцитов, тромбоцитов [147,148,176,317,356]. Можно полагать, что все эти эффекты способны вызывать in vivo неспецифическое повреждение клеток и белок-липидных комплексов, в частности липопротеинов (ЛП) крови, находящихся в непосредственной близости от стимулированных нейтрофилов и моноцитов (очаги воспаления и т.п.).

ЛП плазмы крови являются основной транспортной формой липидов в организме человека и животных [37]. В настоящее время известно, что окислительная модификация ЛП - важный риск-фактор возникновения ряда патологических состояний, в частности атеросклероза [109,170,211]. Одна из вероятных причин образования окисленных ЛП в крови - взаимодействие нативных ЛП с активными формами кислорода (*02", Н202, *ОН), генерируемыми активированными нейтрофилами и моноцитами-макрофагами [33,109,170,221].

Исследованиями последних лет установлено, что супероксидный анион-радикал (*02") и пероксид водорода (Н202) сами по себе являются малоэффективными окислителями липидов [29,33]. Результаты работ [221,316,340] дают основание полагать, что гидроксильный радикал ('ОН), образующийся при взаимодействии этих продуктов с ионами металлов переменной валентности, не принимает участия в реакции окисления ЛП нейтрофилами и фагоцитами. В этом случае можно предположить, что окислительная модификация ЛП осуществляется в результате взаимодействия последних с гипохлоритом, который образуется в реакции, катализируемой ферментом нейтрофилов и моноцитов -миелопероксидазой (МПО), и является сильным окислителем.

К началу работы в литературе отсутствовали данные о существовании окислительной деструкции ЛП крови гипохлоритом или в присутствии МПО. Однако имелись косвенные указания в пользу возможности такой модификации. Фермент МПО весьма стоек [77], его содержание в нейтрофилах чрезвычайно велико: до 5% сухого веса клетки [347]. Более 20% фермента стимулированные нейтрофилы секретируют во внеклеточную среду [359]. Около трети всего кислорода, потребляемого нейтрофилами при активации затрачивается на образование НОС1/ОСГ [182]. При взаимодействии гипохлорита с Н2Ог образуется синглетный кислород - инициатор перекисного окисления липидов (ПОЛ) [328]. Было установлено [145,251], что в определенных условиях "Ог" может служить наряду с Н202 субстратом для МПО. При этом образуется все тот же гипохлорит. HOCI/OCI" модифицирует низкомолекулярные антиоксиданты в составе ЛП [84], а также ряд ферментов (СОД, каталазу, глутатионпероксидазу) и белков плазмы (церулоплазмин, трансферрин), обладающих антиокислительной функцией [13,75,92,355]. Внутривенное введение экспериментальным животным метионина - эффективного перехватчика гипохлорита - в условиях активации нейтрофилов крови предотвращало аккумуляцию продуктов ПОЛ в сыворотке и сердечной ткани [325].

Известно, что HOCI/OCI" способен реагировать со многими ксенобиотиками с образованием интермедиатов свободнорадикальной природы [111,213,242,250,360,390]. Это дает основание полагать, что HOCI/OCI" может являться потенциальным инициатором свободнорадикальных реакций ПОЛ.

Действительно, Sepe и Clark [349,350] показали, что экзогенный HOCI/OCI", а также продуцируемый в системе "МПО + Н202 + CP или в присутствии стимулированных нейтрофилов, вызывал лизис липосом из ненасыщенного фосфатидилхолина. Эффект отсутствовал, если липосомы были сформированы из насыщенного фосфолипида (дипальмитоилфосфатидилхолина) или же, если в среду инкубации были добавлены липидорастворимые антиоксиданты: а-токоферол или р-каротин. Эти результаты послужили косвенным указанием на то, что HOCI/OCI" по свободнорадикальному механизму реагирует с ненасыщенными связями фосфатидилхолина, возможно, инициируя реакции ПОЛ.

Итак, совокупность экспериментальных фактов, накопившихся к концу 80-х годов, позволила нам предположить возможное участие гипохлорита, продуцируемого при активации нейтрофилов или моноцитов по реакции, катализируемой МПО, в окислительной модификации ЛП крови человека.

В связи с этим в работе была поставлена цель: изучить механизм модификации физико-химических свойств липопротеинов крови человека гипохлоритом, выявить изменение основных биологических функций у таких ЛП и определить их возможную причастность к формированию ранних проявлений атеросклеротического процесса.

Научная новизна работы. В диссертационной работе впервые подробно исследована кинетика взаимодействия гипохлорита с двойными связями свободных жирных кислот и жирнокислотных цепей фосфатидилхолина. Показано, что основной реакцией гипохлорита с ненасыщенными жирнокислотными цепями является электрофильное присоединение по двойной связи (по молекулярному механизму) со стехиометрическим соотношением, изменяющимся от 2 до 1 по мере увеличения общей концентрации двойных связей в липосомах и числа двойных связей в одной жирнокислотной цепи. Основным продуктом реакции является хлоргидрин. Предложен механизм взаимодействия гипохлорита с ненасыщенными связями ацильных цепей фосфолипида в липидной фазе.

Впервые продемонстрировано, что гипохлорит, который образуется при активации нейтрофилов или моноцитов по реакции, катализируемой МПО, помимо электрофильного присоединения по двойной связи индуцирует в ненасыщенном липиде радикальные реакции ПОЛ. Это приводит к образованию в фосфолипидных липосомах или ЛП первичных (липопероксидов, диеновых конъюгатов), вторичных (ТБК-реактивных продуктов) и конечных (флуоресцирующих) продуктов ПОЛ. Исследован механизм инициирования гипохлорит-опосредованного ПОЛ. Показано, что стадия инициирования ПОЛ в присутствии гипохлорита (экзогенного или продуцируемого в системе "МПО + Н2О2 + СП') может быть реализована благодаря его реакции с органическими гидропероксидами, всегда присутствующими в некотором количестве в ненасыщенном липиде. В ходе этой реакции образуются свободные радикалы, вероятнее всего алкоксильные, являющиеся эффективными инициаторами ПОЛ.

Впервые исследована роль ионов железа в гипохлорит-индуцированном ПОЛ. Установлено, что гипохлорит реагирует с ?е2+ с бимолекулярной константой скорости 114 ± 7 М*1с1 (рН 7,2) с образованием свободных радикалов. Однако, ни Ре2+, ни Ре3+ не принимают участия в стадии инициирования гипохлорит-индуцированного ПОЛ, по крайней мере в условиях нашего эксперимента. Тем не менее, Ре2+-ионы участвуют в разветвлении цепей окисления, стимулируя таким образом гипохлорит-индуцированное ПОЛ.

Подробно изучено изменение физико-химических свойств ЛП под действием гипохлорита. Показано, что гипохлорит разрушает в ЛНП липидорастворимые антиоксиданты: а-токоферол, каротиноиды и ксантофиллы. Это снижает резистентность ЛП к пероксидации. Сравнительный анализ показал, что по эффективности перехватывать гипохлорит каротиноиды и ксантофиллы расположились в следующей последовательности: транс-ликопин « 5-цис-ликопин > а-каротин > р-каротин > зеаксантин > а-криптоксантин > цис-2',3'-ангидролютеин > р-криптоксантин > транс-2',3'-ангидролютеин > лютеин.

С использованием метода ЭПР спиновых зондов и меток впервые установлено, что гипохлорит, проникая в поверхностный протеолипидный слой ЛНП, уменьшает подвижность и увеличивает полярность ацильных цепей фосфолипидов вплоть до 12-ого С-атома, а также увеличивает долю белка с более подвижными БН-группами. Это сопровождается увеличением отрицательного потенциала поверхности ЛП.

Показано, что нитрит - физиологический метаболит 'N0, продуцируемого клетками крови и сосудистой стенки, реагирует с гипохлоритом с бимолекулярной константой скорости (7,4 ± 1,3)»103 М"1с"1 (рН 7,2). В ходе этой реакции образуется реактивный короткоживущий интермедиат, который эффективнее гипохлорита разрушает антиоксиданты (а-токоферол и (3-каротин) в ЛНП; увеличивает чувствительность ЛНП к пероксидации; интенсивнее гипохлорита инициирует ПОЛ в ЛНП. Помимо этого он модифицирует аполипопротеин-В, нитруя остатки тирозина. Модифицированные таким образом ЛНП трансформируют макрофагальные клетки в клетки, подобные пенистым.

Изменение физико-химических свойств ЛП приводит к нарушению их функции. Предварительно окисленные ЛНП (в результате автоокисления или под действием гипохлорита) эффективнее транспортируют холестерин в клетки, как содержащие (моноциты, макрофаги), так и не содержащие (эритроциты) специфические рецепторы к ЛП. Пероксидация лишает ЛВП холестерин-акцепторной функции. Оба факта способствуют аккумуляции холестерина в клетках.

Гипохлорит в физиологических концентрациях стимулирует адгезию эритроцитов к монослою эндотелиальных клеток и вызывает аккумуляцию холестерина в эндотелиоцитах, воздействуя на эндотелий непосредственно или опосредованно через модификацию ЛНП.

ЛП, модифицированные гипохлоритом или в результате автоокисления, вызывают активацию моноцитов и нейтрофилов, способствуя дополнительному образованию инициаторов свободнорадикальных реакций (в том числе гипохлорита), а значит и дальнейшей интенсификации реакций ПОЛ.

Практическая значимость работы. Работа является фундаментальным исследованием. Тем не менее, отдельные ее положения имеют прямое практическое приложение. Так, было установлено, что диета, одновременно обогащенная липидорастворимым (а-токоферол) и водорастворимым (карнозин) антиоксидантами, обладает выраженным гипохолестеринэмическим эффектом при экспериментальном атеросклерозе, уменьшает степень поражения аорты, способствует снижению уровня продуктов ПОЛ не только в сыворотке и апо-В-содержащих ЛП, но и предотвращает окисление последних на стадии синтеза в печени и может быть рекомендована для профилактики и лечения атеросклероза.

Экспериментальное обоснование участия гипохлорита, образующегося в организме при активации нейтрофилов и моноцитов, в модификации физико-химических свойств ЛП крови, нарушении их функции и, как следствие, в формировании ранних стадий атеросклероза вносит существенный вклад в понимание теории атерогенеза, разработку средств профилактики и лечения этого заболевания. Полученные в работе данные служат теоретическим обоснованием использования антиоксидантов, перехватчиков гипохлорита и ингибиторов МПО на определенных стадиях развития атеросклероза, а также других заболеваний, где активированные нейтрофилы и иные источники МПО играют существенную роль (ревматоидный артрит, воспалительные процессы и др.).

Разработанный в диссертации методический подход регистрации остаточной концентрации гипохпорита по хемилюминесценции люминола может быть применен для изучения кинетических закономерностей реакций гипохпорита с другими физиологически важными молекулами или белок-липидными комплексами.

Продукты реакции гипохпорита с ненасыщенными липидами (хлоргидрины гликолей), образующиеся in vivo, могут быть использованы в диагностических и прикладных биохимических исследованиях в качестве маркеров модификации липидной фазы ЛП и биомембран гипохлоритом. Их регистрация в ЛП или сосудистой стенке может послужить дополнительным критерием в диагностике ранних стадий атеросклероза.

В последнее время гипохлорит, полученный электрохимическим путем, используется внутривенно в клинике в качестве бактерицидного и детоксицирующего агента при перитонитах, остром панкреатите, тяжелых ожогах, отравлениях и других патологиях (Сергиенко с соавт., 1985-1995). Результаты проведенного в работе всестороннего исследования механизма взаимодействия гипохпорита с ЛП послужили теоретической основой оптимизации применения на практике метода непрямого электрохимического окисления крови. Отдельные разделы диссертации вошли как составная часть в работу: "Разработка и внедрение электрохимических методов детоксикации в медицине", удостоенную в 1996 г. премии Правительства Российской Федерации.

Представляемая работа выполнялась в отделе биофизики (руководитель - академик РАМН, проф. Ю.А. Владимиров) НИИ физико-химической медицины (директор - академик РАМН, проф. Ю.М. Лопухин), главным образом в лаборатории экспериментальной гемосорбции и окислительных методов детоксикации (зав. док. мед. наук, проф. В.И. Сергиенко). Более ранние исследования по изучению свойств автоокисленных ЛП были проведены в лаборатории биофизических основ патологии (зав. док. биол. наук, проф. O.A. Азизова). Механизм гипохлорит-индуцированного ПОЛ фосфолипидных липосом (глава 5) в основном исследовался в Институте медицинской физики и биофизики Университета г. Лейпцига (Германия, директор института - проф. К. Arnold). Результаты, представленные в разделе 4.5.1., были получены в Институте физиологической химии 1 Университета г. Дюссельдорфа (Германия, директор института - проф. Н. Sies).

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Панасенко, Олег Михайлович

выводы

1. Инкубация моноцитов и нейтрофилов крови человека с ЛНП приводит к перокоидации последних. Установлено, что инициирование перекисного окисления липидов стимулированными нейтрофилами и моноцитами протекает по свободнорадикальному механизму, но без участия 'ОН-радикала. Важная роль в инициировании ПОЛ может принадлежать гипохлориту, образующемуся при активации этих клеток. Липопротеины, модифицированные гипохпоритом или в результате автоокисления, вызывают активацию моноцитов и нейтрофилов, способствуя образованию инициаторов радикальных реакций и дальнейшей интенсификации ПОЛ.

2. На модели перфузируемой печени кролика показано, что при экспериментальном атеросклерозе гепатоциты секретируют модифицированные ЛП с повышенным содержанием продуктов ПОЛ. Применение диеты, обогащенной антиоксидантами, достоверно снижало уровень продуктов ПОЛ в гомогенате печени, перфузате и изолированных из него ЛП, а также приводило к уменьшению степени атеросклеротического поражения аорты.

3. Гипохлорит проникает в липидную фазу липопротеинов, вызывая при этом деградацию липидорастворимых антиоксидантов; снижение резистентности ЛНП к Си2+-индуцированной пероксидации; аккумуляцию первичных, вторичных и конечных продуктов окисления липидов; нарушение физико-химических свойств липидной фазы (уменьшение подвижности и увеличение полярности вплоть до 12-ого С-атома ацильной цепи); увеличение доли белка с более подвижными БН-группами; увеличение отрицательного потенциала поверхности Л П.

4. Окислительная модификация ЛП приводит к нарушению их холестерин-транспортной функции. Предварительно окисленные ЛНП эффективнее транспортируют холестерин в клетки как содержащие, так и не содержащие специфические рецепторы к ЛП. Перекисная модификация лишает ЛВП холестерин-акцепторной функции. Оба факта способствуют аккумуляции холестерина в клетках. Аналогичные нарушения холестерин-транспортной способности ЛП обнаружены у больных ИБС.

5. Гипохлорит стимулирует адгезию эритроцитов к монослою эндотелиальных клеток и вызывает аккумуляцию холестерина в эндотелиоцитах, воздействуя на эндотелий непосредственно или опосредованно через модификацию ЛНП.

6. Гипохлорит реагирует с нитритом с бимолекулярной константой скорости (7,4 + 1,3)'103 М"1с"1 (рН 7,2). В ходе этой реакции образуется реакционный интермедиат, который значительно эффективнее гипохлорита разрушает антиоксиданты в ЛНП; увеличивает чувствительность ЛНП к Си2+-индуцированному окислению; интенсивнее гипохлорита инициирует ПОЛ в ЛНП, нитрует остатки тирозина. Модифицированные таким образом ЛНП трансформируют макрофагальные клетки в клетки, подобные пенистым.

7. Основной реакцией гипохлорита с ненасыщенными жирнокислотными цепями является электрофильное присоединение по двойной связи (по молекулярному механизму) со стехиометрическим соотношением, изменяющимся от 2 до 1 по мере увеличения общей концентрации двойных связей в липосомах и числа двойных связей в одной жирнокислотной цепи. Продуктом реакции является хпоргидрин. Предложен механизм взаимодействия гипохлорита с ненасыщенными связями ацильных цепей фосфатидилхолина в составе липосом.

8. Электрофильное присоединение гипохлорита по двойной связи в присутствии ненасыщенного липида сопровождается перекисным окислением липидов. Установлено, что стадия инициирования ПОЛ в присутствии гипохлорита может быть реализована благодаря его реакции с органическим гидропероксидом, которая протекает с образованием радикальных интермедиатов, вероятно, алкоксильных радикалов.

9. Совокупность полученных результатов позволила предложить гипотезу, согласно которой гипохлорит, образующийся при активации нейтрофилов и моноцитов, является потенциальным модификатором ЛП in vivo и может играть ключевую роль в развитии ранних стадий атероскперотического поражения сосудов.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Во второй половине 80-х годов на основании ряда экспериментальных фактов [64,94,179,212,215,305,338,375] сформировалась научная гипотеза [64,210,240], согласно которой липопротеины крови, модифицированные в результате окислительных процессов, причастны, а возможно, играют определяющую роль в развитии ранних стадий атеросклеротического поражения сосудов. Однако, причина появления окисленных ЯП в крови оставалась неизвестной. Среди обсуждаемых в литературе возможностей наиболее вероятной можно было считать взаимодействие нативных ЯП с активными формами кислорода, продуцируемыми в определенных условиях клетками сосудистой стенки и крови [191,212,217-221,318,331,366,367]. Ключевая роль в модификации ЯП клетками отводилась супероксиду ('02") [212,221,366].

Вместе с тем известно, что как "02", так и Н2О2, образующийся в результате дисмутации *02":

•02- + -02" +4Н+ 2Н202, являются слабыми окислителями и сами по себе не способны инициировать реакции ПОЛ [29,33]. В таком случае окислительная роль может принадлежать 'ОН-радикалу или НОС1/ОСГ. Первый образуется при реакции *02" или Н202 с ионами металлов переменной валентности (см. схему на рис. 1). Второй синтезируется по реакции:

СГ + Н+ + Н202 -> HOCI + Н20, (1) катализируемой ферментом миелопероксидазой (МПО, донор: Н202-оксидоредуктаза, КФ 1.11.1.7.). *ОН-радикал чрезвычайно активен и является эффективным инициатором свободнорадикальных реакций, но его участие в инициировании ПОЛ фагоцитами в ряде работ ставится под сомнение [221,234], в частности, из-за неспецифичности ловушек, использованных при детектировании [116,138,139].

Гипохлорит же является сильным окислителем. Он реагирует с многими биологически важными соединениями (белки, липиды, нуклеиновые кислоты, полисахариды и т. д.) [11,92,227,342,343,355,385,388,389,402,411,416]. Причем, зачастую реакции с его участием сопровождаются образованием свободнорадикальных интермедиатов [111,213,242,250,360,390].

Учитывая эти обстоятельства, мы сфокусировали наше внимание на клетках -моноцитах и нейтрофилах, содержащих и секретирующих при активации фермент -миелопероксидазу, катализирующий образование гипохлорита по реакции (1).

В экспериментах in vitro было продемонстрировано, что даже в отсутствие активатора клеток инкубация ЛНП с моноцитами (3 ч, 37°С) или нейтрофилами (3,5 ч, 37°С) вызывала аккумуляцию в ЛНП продуктов ПОЛ. Если моноциты инкубировали с ЛНП, которые имели разную степень окисления (содержали разное количество ТБКРП), то чем окисленнее изначально были ЛНП, тем больший прирост продуктов ПОЛ регистрировался после инкубации. Мы предположили, что окисленные ЛНП стимулируют клетки, способствуя таким образом дальнейшей окислительной модификации ЛНП.

Действительно, в специально проведенных экспериментах было показано, что липопротеины, модифицированные гипохлоритом или в результате автоокисления, вызывали активацию моноцитов и нейтрофилов, которая сопровождалась усиленной продукцией *Ог" и повышенным хемилюминесцентным ответом клеток.

Таким образом, с одной стороны, моноциты и нейтрофилы - клетки, содержащие миелопероксидазу - вызывают окислительную модификацию ЛНП, с другой - окисленные ЛНП являются причиной активации фагоцитов, то есть способствуют генерации клетками не только активных форм кислорода, но и миелопероксидазы, а значит и образованию гипохлорита во внеклеточной среде. Это, несомненно, должно усугублять окислительную модификацию ЛНП.

На модели перфузируемой печени кролика нами впервые была продемонстрирована другая возможность появления окисленных ЛП в крови, а именно, секреция гепатоцитами в условиях гиперхолестеринемии липопротеинов с повышенным содержанием продуктов ПОЛ. Оказалось, что в перфузате печени кроликов с алиментарным атеросклерозом содержание продуктов ПОЛ было в ~3 раза выше, чем в перфузате печени интактных кроликов. Более того, анализ содержания продуктов ПОЛ в изолированной из перфузата фракции липопротеинов (с1 < 1,065 г/см3) показал, что кролики с экспериментальным атеросклерозом содержат в ЛП, секретируемых печенью, в ~2 раза больше продуктов ПОЛ, чем кролики интактной группы. Это значит, что перекисное окисление липидов при атеросклерозе способно вмешиваться в изменение физико-химических свойств ЛП еще на стадии их синтеза и секреции клетками печени.

Важным является тот факт, что применение в диете полиненасыщенных жирных кислот в комплексе одновременно с водо- (карнозин) и липидорастворимыми (а-токоферол) антиоксидантами достоверно снижало уровень продуктов ПОЛ как в гомогенате печени, так и в секретируемых ЛП. Это сопровождалось уменьшением степени поражения аорты и снижением холестерина в сыворотке.

Выявленные нами пути появления окисленных ЛП в кровотоке можно резюмировать при помощи схемы, изображенной на рис. 134. Во-первых, в результате активации ПОЛ в печени при гиперхолестеринемии гепатоциты синтезируют и секретируют ЛОНП с повышенным содержанием липопероксидов (путь 1 на рис. 134). Это приводит к появлению в крови окисленных ЛОНП, а значит, и окисленных ЛНП (путь 2). Окисленные ЛНП стимулируют моноциты (или нейтрофилы) - путь 3. Стимуляция клеток сопровождается генерацией активных форм кислорода и секрецией МПО во внеклеточную среду.

Находящиеся в непосредственной близости с моноцитами или нейтрофилами нативные ЛП подвергаются окислительной модификации (путь 4).

Рис. 134. Пути появления окисленных липопротеинов в крови. Пояснения в тексте.

Проведенный нами ингибиторный анализ с использованием перехватчика *ОН-радикала - маннита; хелаторов Ре-ионов - десфероксамина и ЕОТА; СОД и каталазы -ферментов, элиминирующих "02" и Н202, соответственно; а также перехватчика радикалов -ВНТ показал, что процесс инициирования ПОЛ в липопротеинах стимулированными нейтрофилами и моноцитами протекает по свободнорадикальному механизму, но без участия *ОН-радикала. Поскольку *02" и Н202 сами по себе не участвуют в инициировании ПОЛ фагоцитами [33,185], то важная роль в окислительной модификации ЛП может принадлежать гипохлориту, продуцируемому этими клетками при активации.

Действительно, первые же наши эксперименты продемонстрировали, что гипохлорит, добавленный в среду инкубации ЛП крови человека вызывает аккумуляцию в них продуктов ПОЛ: ТБК-реактивных и флуоресцирующих. Несколько позже 81е1таз2упзка с соавт. [369] подтвердили это, зарегистрировав аккумуляцию ТБК-реактивных продуктов и диеновых конъюгатов в ЛНП под действием гипохлорита. Проведенный нами сравнительный анализ показал, что более подвержены гипохлорит-индуцированному ПОЛ оказались атерогенные ЛП: ЛНП и особенно ЛОНП. Менее других окислялись ЛВП. 4 т

Капилляры

Аналогичный эффект мы наблюдали при исследовании уровня ТБК-реакгивных продуктов в ЛП после их инкубации в системе "МПО + Н202 + СП. Окисление ЛП в данной системе было обусловлено именно функционированием МПО, поскольку в отсутствие одного из ее субстратов (а именно, СГ) эффект полностью отсутствовал. При этом реакционная способность ЛП, как и в случае экзогенного гипохлорита, уменьшалась в последовательности: ЛОНП > ЛНП > ЛВП.

С целью исследования механизма гипохлорит-индуцированного ПОЛ жирнокислотных цепей липида мы упростили изучаемую систему и использовали в исследованиях липосомы из фосфатидилхолина. Инкубация гипохлорита с липосомами из яичного фосфатидилхолина приводила к аккумуляции традиционных молекулярных продуктов ПОЛ: гидропероксидов, диеновых конъюгатов и ТБК-реактивных продуктов. Это сопровождалось снижением числа двойных связей в фосфолипиде.

Процесс гипохлорит-индуцированной пероксидации как ЛП, так и фосфатидилхолиновых липосом протекал с участием свободных радикалов, поскольку эффективно тормозился перехватчиками свободных радикалов (а-токоферолом и ВНТ).

Как известно, каждая свободнорадикальная реакция имеет стадию инициирования. Из общих соображений можно предположить, что стадия инициирования осуществляется в водной или липидной фазе суспензии липосом. В водной фазе акт инициирования может быть обусловлен реакцией гипохлорита с Н202, *02" или ионами металлов переменной валентности, которые могут образоваться или присутствовать в среде инкубации в виде примеси. Что касается липидной фазы, то здесь акт инициирования может быть обусловлен взаимодействием гипохлорита с функциональными группами фосфатидилхолина (полярной фосфохолиновой группировкой, а также насыщенными и ненасыщенными связями ацильных цепей) или с минорными компонентами, в первую очередь с продуктами ПОЛ, которые всегда присутствуют в ненасыщенном липиде в том или ином количестве.

Проведенные исследования показали, что инициирование гипохлорит-индуцированного ПОЛ не обусловлено его взаимодействием с водорастворимыми низкомолекулярными соединениями: Н202, *02", 102, в том числе оксихлоратами: ОС12", ОСЬ", ОСЦ", которые могли бы образоваться или присутствовать в реакционной среде в качестве примеси. Гипохлорит реагировал с Ре2+ с бимолекулярной константой скорости 114 ± 7 М"1с"1 (рН 7,2). Однако, ни Ре2+, ни Ре3+ не принимали участия в стадии инициирования гипохлорит-индуцированного ПОЛ. Вместе с тем, методом хемилюминесценции были получены результаты, свидетельствующие об участии Регионов в разветвлении цепей окисления гипохлорит-индуцированного ПОЛ.

Гипохлорит не вступал в реакцию с фосфохолиновой и карбоксильной группами, а также с насыщенными связями ацильных цепей, но реагировал с -НС=СН- связями. Методом люминол-зависимой хемилюминесценции была исследована кинетика взаимодействия гипохлорита с двойными связями свободных жирных кислот (олеиновой, линолевой, линоленовой и арахидоновой) и жирнокислотных цепей фосфатидилхолина (1РРС, ОРРС и яичного фосфатидилхолина) в составе липосом из ОМРС. Оказалось, что НОС1/ОСГ реагирует с -НС=СН- связями со стехиометрическим соотношением, изменяющимся от 2 до 1 по мере увеличения общей концентрации двойных связей в липосомах и числа двойных связей в одной жирнокислотной цепи. Методом 1Н-ЯМР было установлено, что продуктом реакции является хлоргидрин:

С1

-НС=СН- + НОС1 -НС-СН- (6)

ОН

По современным представлениям данная реакция протекает по механизму электрофильного присоединения по двойной связи без участия свободных радикалов и не может служить источником активатора свободнорадикальных реакций ПОЛ.

При исследовании кинетики реакции гипохлорита с липосомами, предварительно окисленными до разной степени, было установлено, что гипохлорит реагирует с продуктами ПОЛ. Действительно, как было показано нами (раздел 5.2.3, а также [25]), а позднее и другими авторами [412], гипохлорит эффективно реагирует с альдегидами, в том числе с малоновым диальдегидом - важным продуктом ПОЛ. Однако, до сих пор не были получены данные, указывающие на возможность образования в реакции гипохлорита с альдегидами свободнорадикальных интермедиатов. Реакция, по всей вероятности, идет по молекулярному механизму с окислением альдегида до соответствующей кислоты.

Из других продуктов ПОЛ, которые содержатся в ненасыщенном липиде, основными можно считать продукты пероксидной природы: гидропероксиды, диалкилпероксиды, диацилпероксиды и др. Мы попытались выяснить, с какими из основных кислородсодержащих функциональных групп способен реагировать гипохлорит. С этой целью органические пероксиды (трет-бутилгидропероксид, гидропероксид кумола, ди-трет-бутилпероксид, трет-бутилпербензоат, дибензоилпероксид), а также эпоксиды (цис-9,10-эпоскистеариновая кислота, 5а,6а-эпоксид холестерина, транс- и цис-2,3-эпоксибутан) встраивали в липосомы из ОМРС и исследовали кинетику их реакции с гипохлоритом. Оказалось, что из всех перечисленных выше функциональных групп лишь гидропероксидная группа реагировала с гипохлоритом (как в растворе, так и в составе липосом).

Инкубация гипохлорита с липосомами, содержащими ненасыщенные -НС=СН- связи, а также гидропероксид трет-бутила, кумола или линолевой кислоты приводила к дополнительной аккумуляции продуктов ПОЛ в липосомах. Дополнительный прирост продуктов ПОЛ наблюдался и в липосомах, содержащих гидропероксид линолевой кислоты и инкубированных в системе "МПО + Н202 + СП. Такой прирост ТБКРП полностью блокировался перехватчиком свободных радикалов - ВНТ, а также перехватчиками гипохпорита - метионином и таурином, ингибировался ингибитором МПО - азидом, но не перехватчиком 'ОН - маннитом. Использование в подобном эксперименте всех других пероксидов и эпоксидов не приводило к дополнительной аккумуляции продуктов ПОЛ в присутствии гипохлорита по сравнению с контрольным экспериментом. Это значит, что из всех исследованных кислородсодержащих органических соединений лишь гидропероксидная группа реагирует с гипохлоритом, что приводит к аккумуляции в ненасыщенном липиде продуктов ПОЛ. Достоверный эффект обнаруживался при концентрации гидропероксида 2,5-30 нмоль/мг липида. Интересно отметить, что по данным разных авторов содержание гидропероксидов в нативных свежевыделенных ЛНП, зарегистрированное разными методами, варьирует в пределах 10-20 нмоль/мг ЛНП [334,166,167,223,306].

Механизм реакции гипохлорита с гидропероксидной группой до сих пор не был известен. Здесь можно предположить по крайней мере две возможности. Во-первых, по аналогии с гидропероксидом водорода реакция может протекать с образованием синглетного кислорода. Во-вторых, нельзя исключить, что в результате этой реакции синтезируются свободнорадикальные интермедиаты.

102 + юн + н++сг

НОС1 + юон свободные радикалы (КО")

Следствием обеих реакций может явиться инициация процессов ПОЛ.

В специально проведенной серии экспериментов было установлено, что синглетный кислород не образуется в реакции гипохлорита с гидропероксидом. Основным продуктом реакции гипохлорита с трет-бутилгидропероксидом является ди-трет-бутилпероксид. На наш взгляд, его образование возможно объяснить лишь через стадию радикалообразования. А именно, через образование алкоксильного радикала. Это предположение хорошо подтверждается результатами работы [129], авторы которой методом спиновых ловушек зарегистрировали образование алкильных, пероксильных и особенно алкоксильных радикалов в среде инкубации трет-бутилгидропероксида с человеческими полиморфноядерными лейкоцитами или в системе "МПО + Н202 + СП. Образование радикальных аддуктов ингибировалось азидом - ингибитором МПО. Полиморфноядерные лейкоциты с пониженным содержанием МПО продуцировали лишь 20-30% радикальных интермедиатов по сравнению с нормальными клетками.

Итак, полученные результаты можно резюмировать при помощи схемы, изображенной на рис. 135. Стадия инициирования гипохлорит-индуцированного ПОЛ может быть реализована благодаря реакции гипохлорита, продуцируемого при активации нейтрофилов (или моноцитов), с органическими гидропероксидами (1ООН), которая протекает с образованием свободнорадикальных интермедиатов (но не синглетного кислорода), вероятнее всего алкоксильных радикалов - эффективных инициаторов ПОЛ.

02

Нейтрофил

V1 щ nadph-^Н оксидаза СОД мпо +LOOH

02 —H¿02 —^HOCI —LO

СГ пол

Рис. 135. Схема инициирования гипохлорит-опосредованного перекисного окисления липидов нейтрофилами.

Однако, in vivo гидропероксидные группы локализованы в гидрофобной углеводородной области липидной фазы по месту нахождения ненасыщенных связей ацильных цепей. Способен ли водорастворимый гипохлорит проникать в липидную фазу ЛП и биомембран? Используя спинмеченые аналоги стеариновой кислоты, мы показали, что гипохлорит проникает по крайней мере в поверхностный фосфолипидный слой ЛНП, окисляя с одинаковой скоростью радикальные фрагменты спиновых зондов, локализованные на различном удалении от поверхности частицы ЛНП. Вероятно, это одна из причин обнаруженной нами высокой эффективности гипохлорита в отношении инициирования ПОЛ в ЛП.

Проникая в поверхностный протеолипидный слой ЛП, гипохлорит реагирует с локализованными там антиоксидантами: а-токоферолом, a также каротиноидами и ксантофиллами. Сравнительное исследование способности каротиноидов и ксантофиллов реагировать в составе ЛНП с гипохлоритом, проведенное методом ВЭЖХ, показало, что гипохлорит был более реакционен по отношению к каротиноидам нежели к их окси-производным (ксантофиллам). По эффективности перехватывать гипохлорит каротиноиды расположились в следующей последовательности: транс-ликопин « 5-цис-ликопин > а-каротин > p-каротин > зеаксантин > а-криптоксантин > цис-2',3'-ангидролютеин > р-криптоксантин > транс-2',3'-ангидролютеин > лютеин. Итак, ликопин, до сих пор известный как самый эффективный из каротиноидов тушитель синглетного кислорода [357], перехватчик свободных радикалов [294] и ингибитор ПОЛ [167] оказался и наиболее эффективным перехватчиком гипохлорита.

Деструкция антиоксидантов снижала резистентность ЛП к свободнорадикальным реакциям ПОЛ. Это приводило, с одной стороны, к аккумуляции первичных (диеновых конъюгатов), вторичных (альдегидной природы, реагирующих с ТБК) и конечных (флуоресцирующих) продуктов окисления липидов; с другой - сопровождалось нарушением физико-химических свойств липидной фазы (уменьшением подвижности и увеличением полярности вплоть до 12-ого С-атома ацильной цепи); увеличением доли белка с более подвижными БН-группами; увеличением отрицательного потенциала поверхности ЛП. Причем, эти изменения качественно совпадали с таковыми, обнаруженными в автоокисленных (в результате инкубации при 37°С с доступом воздуха) ЛП.

Такая модификация физико-химических свойств и структурной организации ЛП не может не привести к нарушению механизма взаимодействия их с клеточной поверхностью, а значит и к изменению их липид-транспортной функции. Используя в качестве модели культуру макрофагальных клеток и774.2, было показано, что ЛНП, предварительно модифицированные гипохлоритом, вызывали значительно более выраженную аккумуляцию холестерина в этих клетках по сравнению с нативными ЛНП. Эффект возрастал с увеличением концентрации гипохпорита в период модификации ЛНП.

В экспериментах с моноцитами крови человека было показано, что в результате 4-ч инкубации с нативными или окисленными ЛНП в клетках увеличивалось содержание как фосфолипидов, так и холестерина. Увеличение содержания фосфолипидов в обоих случаях было небольшим и примерно одинаковым: на 18,3 ± 8,1 и 16,0 ± 6,1% соответственно; содержание холестерина возрастало в среднем на 99,6 ± 12,4 и 166,2 + 23,5% после инкубации с нативными и окисленными ЛНП соответственно (по отношению к клеткам, инкубированным без ЛНП). Инкубация с нативными или окисленными ЛНП моноцитов, предварительно культивированных в течение 65 ч, приводила к более выраженной аккумуляции холестерина по сравнению со свежевыделенными моноцитами. Расчеты показали, что при инкубации с окисленными ЛНП по крайней мере половина холестерина, накапливающегося в моноцитах, поступала в клетки в результате прямого, неопосредованного эндоцитозом переноса стерина из ЛНП в клеточную мембрану.

Удобной моделью для изучения такого неспецифического переноса холестерина из ЛП в клетку может служить эритроцит, поскольку его плазматическая мембрана не содержит рецепторов к ЛП. Изучая перенос холестерина между ЛП и эритроцитами, нам удалось показать, что нативные ЛНП проявляют холестерин-донорные свойства в отношении эритроцитов. Однако, предварительно окисленные ЛНП (гипохлоритом или же автоокисленные) более интенсивно транспортировали холестерин в клетки. Эффект возрастал по мере увеличения степени окисления ЛНП. Инкубация эритроцитов с ЛВП (как ЛВП2, так и ЛВП3), напротив, вызывала снижение уровня холестерина в клетках. Предварительное окисление как ЛВП2, так и ЛВП3 приводило к угнетению их холестерин-акцепторной способности.

Итак, перекисная модификация ЛП сопровождается, с одной стороны, интенсификацией переноса холестерина из ЛНП в клетки, а с другой - практически полностью блокирует холестерин-акцепторную способность ЛВП. Оба факта способствуют аккумуляции холестерина в клетках.

Интересно, что ЛП, изолированные из крови больных ИБС, проявляли эффект, подобный окисленным ЛП, а именно, холестерин легче покидал частицы ЛНП и хуже встраивался в комплексы ЛВП. Данный эффект можно объяснить, если предположить, что перекисная модификация ЛНП и ЛВП, имеющая место при атеросклерозе, сопровождается уменьшением эффективного объема гидрофобной области в липидной фазе, подобно тому, как это наблюдалось в случае липидной фазы липосом [21].

Реальность такого предположения подтверждают наши эксперименты по изучению распределения спинмеченого стероида - 3-доксиландростана между водной и липидной фазой в суспензии нативных и окисленных ЛНП. Оказалось, что в результате окисления снижается число участков связывания в ЛНП, где могли бы локализоваться гидрофобные молекулы зонда и, по-видимому, стерина. Вследствие этого облегчается высвобождение холестерина из ЛНП и затрудняется его встраивание в ЛВП. Этому должно способствовать также обнаруженное нами увеличение полярности липидной фазы и поверхностного потенциала в ЛП как при автоокислении, так и в результате окисления гипохлоритом.

Таким образом, свободнорадикальная модификация ЛП приводит к усилению аккумуляции холестерина в клетках как содержащих (моноциты, макрофаги), так и несодержащих (эритроциты) специфические рецепторы к Л П. При этом заметную роль может играть прямой, неопосредованный эндоцитозом перенос холестерина из частиц ЛНП в плазматическую мембрану. Вероятно, такое неспецифическое поступление холестерина в моноциты-макрофаги может иметь важное значение в формировании пенистых клеток и развитии атеросклеротического поражения сосудов.

Известно, что окисленные ЛНП являются хемоаттрактантами для клеток крови [288], вызывают экспрессию адгезионных молекул [127,140], стимулируя таким образом адгезию лейкоцитов [267,270,271], нейтрофилов [270] и других клеток к эндотелию. Адгезия же клеток крови к поверхности сосудов - важный признак развития ранних стадий сердечнососудистых заболеваний, в частности атеросклероза [37,287,418]. В связи с этим было исследовано влияние гипохлорита и ЛНП, предварительно модифицированных в присутствии различных концентраций НОС1/ОСГ, на адгезию клеток крови к эндотелию. В качестве клеток использовали эритроциты человека, которые, с одной стороны, являются наиболее простой клеточной моделью, а с другой - их адгезия к поверхности сосуда играет немаловажную роль в формировании фиброзной бляшки [35].

Преинкубация монослоя эндотелиальных клеток (ЭК) в присутствии НОС1/ОСГ вызывала увеличение адгезии эритроцитов на поверхности эндотелия по мере роста концентрации НОС1/ОСГ (вплоть до 50 мкМ). Преинкубация ЭК с НОС1-ЛНП (вплоть до 250 мкМ НОС1/ОСГ в период модификации ЛНП) вызывала увеличение, во-первых, мольного отношения ХС/ФЛ в ЭК, во-вторых, увеличивала последующую адгезию эритроцитов к эндотелию. НОС1/ОСГ в концентрации выше 50 мкМ или НОС1-ЛНП, модифицированные в присутствии 500 мкМ НОС1/ОСГ, оказывали цитотоксический эффект на ЭК и приводили к снижению как мольного отношения ХС/ФЛ в ЭК, так и адгезии эритроцитов к эндотелию. Полученные результаты позволяют заключить, что НОС1/ОСГ в физиологических концентрациях стимулирует адгезию клеток крови к эндотелию и вызывает аккумуляцию холестерина в ЭК сосудистой стенки, воздействуя на эндотелий непосредственно или опосредованно через модификацию ЛНП. Оба эффекта могут играть существенную роль в развитии сердечно-сосудистых заболеваний.

Можно предположить, что в основе действия гипохлорита и НОС1-ЛНП на эндотелий лежат свободнорадикальные реакции ПОЛ, поскольку известно, что перехватчики свободных радикалов предотвращают окисление ЛНП [127,286] (в том числе и гипохлоритом (см. раздел 4.1.3)), экспрессию адгезионных молекул [140], адгезию клеток крови к эндотелию [173]. С данным предположением хорошо согласуются результаты работы [270], где было показано, что НОС1-ЛНП повышали адгезию лейкоцитов к эндотелию, причем, обнаруженный эффект зависел от содержания продуктов ПОЛ в ЛНП, но не от степени окисления белка.

В ходе исследований нами было обнаружено, что ряд физиологически важных соединений может повлиять на гипохлорит-индуцированную модификацию ЛП или активацию ПОЛ. Так методом остановленной струи было показано, что гипохлорит реагирует с нитритом (основным физиологическим метаболитом 'N0, продуцируемым многими клетками) с бимолекулярной константой скорости (7,4 ± 1,3)*103 М"1с"1 (рН 7,2). В ходе этой реакции образуется чрезвычайно реакционный интермедиат. Этот интермедиат, несмотря на короткое время жизни, проникает в ЛНП, значительно эффективнее гипохлорита разрушает антиоксиданты (а-токоферол и p-каротин); увеличивает чувствительность ЛНП к Си2+-индуцированному окислению; интенсивнее гипохлорита инициирует ПОЛ в ЛНП. Помимо этого он подобно пероксинитриту модифицирует апо-В, нитруя остатки тирозина с образованием 3-нитротирозина. Модифицированные таким образом ЛНП трансформируют макрофагальные клетки в клетки, подобные пенистым.

Поскольку нитрит является продуктом превращения 'N0, продуцируемого клетками крови и сосудистой стенки, и может находиться непосредственно в местах образования гипохлорита в крови, то такая модификация ЛНП представляется вполне реальной in vivo.

Недавно методом иммуногистохимического анализа 3-нитротирозин был обнаружен в местах атеросклеротического повреждения аорты человека [106]. Более того, авторы работы [266] обнаружили чрезвычайно высокое содержание 3-нитротирозина в ЛНП, изолированных из атеросклеротической бляшки больных атеросклерозом, превышающее таковое для ЛНП плазмы здоровых доноров в ~100 раз. Однако, авторы указанных работ однозначно связывали образование 3-нитротирозина in vivo с синтезом в кровотоке пероксинитрита (ONOO-). Наши результаты позволяют утверждать, что 3-нитротирозин может образовываться без участия пероксинитрита, в результате реакции гипохлорита с нитритом. Это предположение нашло подтверждение в недавних работах Eiserich с соавт. [164,165], которые показали, что интермедиатом является хлористый нитрил (Cl-N02), способный нитровать, хлорировать и димеризовать производные фенола. Он может образовываться не только в реакции экзогенного гипохлорита с нитритом, но и продуцироваться миелопероксидазой или нейтрофилами в присутствии нитрита.

Известно, что гемоглобин стимулирует окисление ЛП [309]. Гипохлорит реагирует с гемоглобином с образованием метгемоглобина и феррилгемоглобина, которые являются более сильными оксидантами по сравнению с гемоглобином [80].

Действительно, как было показано в разделе 4.5.2, взаимодействие гипохлорита с гемоглобином приводит к увеличению способности последнего стимулировать перекисное окисление липидов в ЛНП. Гаптоглобин - белок плазмы, образующий с гемоглобином прочные комплексы, одинаково эффективно ингибировал окислительную модификацию ЛНП, вызванную как нативным, так и модифицированным гипохлоритом гемоглобином. Эритроциту

Рис. 136. Пути появление в крови окисленных ЛП; их роль в активации моноцитов и нейтрофилов и в проявлении ранних стадий атеросклеротического процесса. Пояснения в тексте.

При выяснении роли ионов железа в гипохлорит-индуцированном окислении липосом было установлено, что хелаторы ионов железа: десфероксамин и ЕРТА реагируют с гипохлоритом в мольном соотношении, заметно превышающем эквимолярное (10:1 и 2:1 соответственно), блокируя таким образом (а не в результате связывания Ре-ионов) перекисное окисление липидов, индуцированное гипохлоритом. Это значит, что десфероксамин и ЕйТА не могут быть использованы в качестве хелаторов Ре-ионов для однозначного доказательства участия этих ионов в реакциях, протекающих в среде, содержащей НОСЮСГ-генерирующие системы (миелопероксидазу, нейтрофилы, моноциты и т.п.).

На рис. 136 приведена схема, позволяющая на основании полученных в работе результатов объяснить, с одной стороны, взаимосвязь двух важных процессов: 1) образования окисленных ЛП в крови и 2) активации моноцитов и нейтрофилов; а с другой -возможную причастность модифицированных гипохлоритом ЛП к проявлению ранних стадий атеросклероза.

ЛОНП с повышенным содержанием липопероксидов секретируются клетками печени и трансформируются в окисленные ЛНП (путь 1 на рис. 136). Последние активируют моноциты, нейтрофилы, а возможно и другие клетки (путь 2). Стимулированные нейтрофилы и моноциты секретируют МПО и продуцируют *02". Последний, благодаря действию СОД, дисмутирует до Н202. Поскольку физиологическая концентрация СГ весьма высока, то создаются все условия для протекания реакции:

МПО

СГ+Н++Н202 Н0С1 + Н20, (1)

Образующийся гипохлорит модифицирует нативные ЛП (путь 3). Такой модификации способствуют нитрит (1Ч02") и гемоглобин (НЬ). Это приводит к значительным изменениям физико-химических свойств ЛП: деградируют антиоксиданты, увеличивается чувствительность ЛП к окислительной модификации, аккумулируются продукты окисления липидов и белка, изменяется структурная организация аполипопротеинов и липидной фазы, увеличивается отрицательный заряд поверхности ЛП. На рис. 137 приведена схема, суммирующая обнаруженное нами изменение химического состава, модификации структуры липидной и белковой фаз и нарушения функции липопротеинов под действием гипохлорита.

Модифицированные таким образом ЛП способны:

- с одной стороны, взаимодействуя с моноцитами-макрофагами (по рецептор-независимому пути или же через рецепторы-мусорщики), вызывать в них усиленную аккумуляцию холестерина, трансформируя их в пенистые клетки - важный признак ранних стадий атеросклеротического процесса (путь 4 на рис. 136);

Уменьшение подвижности ацильныхцепей фосфолипидов

Увеличение полярности липидной фазы

Увеличение доли белка с более подвижными БН-груп-пами

Увеличение отрицательного потенциала поверхности

Деструкция аминокислотных остатков в белке

О £] е sz s 20 О ч и < -О сг лип

HOCI/OCI t к s =г

S 0 S Ct

О ^ К О ш -у Гидропероксиды ROOH липидов

Диеновые -ч конъюгаты ТБК-реактивные ® продукты

R-C-H RR'-C=N-R'

Шиффовы основания

Хлоргидрины -НС-СН НО CI

Деструкция антиоксидантов

Окисление холестерина

НАРУШЕНИЕ ФУНКЦИИ V i

Нрушение Активация транспорта фагоцитов липида

Стимул адгезии клеток к эндотелию

Рис. 137. Схема модификации химического состава, структуры и функции ЛНП гипохлоритом.

- с другой стороны, активировать моноциты и нейтрофилы, усугубляя протекание свободнорадикальных реакций ПОЛ в их присутствии, и замыкать тем самым порочный круг образования в крови окисленных ЛП (путь 2);

- повышать уровень холестерина в эндотелиоцитах (путь 5) и стимулировать адгезию к эндотелию эритроцитов (путь 6), а возможно и других клеток крови, способствуя атеросклеротическому поражению сосудов.

В заключение необходимо обратить внимание на результаты, опубликованные в самое последнее время и подтверждающие нашу гипотезу об участии липопротеинов, модифицированных гипохлоритом, в атерогенезе. Прежде всего следует отметить, что при атеросклерозе как в клинике, так и в эксперименте, с одной стороны, была зарегистрирована гиперактивность нейтрофилов [32,253], повышенная продукция и секреция миелопероксидазы в кровоток [296,393]. С другой - стимулирование фагоцитов in vivo вызывало активацию ПОЛ в плазме, усиление пролиферации клеток в интиме аорты и способствовало развитию атеросклероза [192]. Более того, активная МПО была обнаружена в сосудах и других тканях человека, подвергнутых атеросклеротическому поражению [152,281].

На модели изолированного сердца морской свинки было показано, что продуцированный нейтрофилами гипохлорит вызывал дисфункцию работающего сердца. Перехватчик гипохлорита - таурин предотвращал нейтрофил-зависимый эффект гипохлорита [332,333]. Подобный эффект проявлял и другой перехватчик гипохлорита -метионин [99,325].

Использование моноклональных антител к НОС1-ЛНП позволило зарегистрировать в артерии больных атеросклерозом достоверно повышенное количество белка, модифицированного HOCI. Узнаваемые эпитопы преимущественно были ассоциированы с клетками (моноцитами-макрофагами, гладкомышечными и эндотелиальными) и по молекулярной массе совпадали с апо-В, модифицированным гипохлоритом in vitro [203,280].

З-Хлортирозин - специфический маркер белка, модифицированного гипохлоритом, был обнаружен в атеросклеротически поврежденной ткани. Его количество превышало в 6 раз таковое, зарегистрированное в неповрежденной интиме аорты. В ЛНП, изолированных из интимы аорты больных атеросклерозом, содержание 3-хлортирозина было в 30 раз выше, чем в ЛНП, циркулирующих в крови здоровых доноров [207,208].

Наконец, в работе, опубликованной совсем недавно [417], было показано, что ЛНП, модифицированные гипохлоритом, способны индуцировать и усиливать реактивность фагоцитов, стимулируя, в частности, синтез хемокинов моноцитами и хемотаксис нейтрофилов, в результате чего усиливается инфильтрация лейкоцитов - важный этап в развитии ранних стадий атеросклероза.

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Панасенко, Олег Михайлович, 1998 год

1. Ахметов Н.С. Неорганическая химия. Москва: Высшая школа, 1975, 304-311.

2. Барсель В.А., Корочкин И.М., Архипова Г.В., Сальников М.И., Матвеева С.А., Олферьев А.М. Коррекция некоторых биохимических нарушений липидного обмена у больных атеросклерозом с помощью антиоксиданта дибунола. Изв. АН СССР. Сер. Биол., 1988, № 1, 75-85.

3. Владимиров Ю.А. Роль нарушений свойств липидного слоя мембран в развитии патологических процессов. Патологич. физиол. и эксперим. терапия, 1989, 105, № 6, 674-677.

4. Владимиров Ю.А., Арчаков А.И. Перекисное окисление липидов в биологических мембранах. Москва: Наука, 1972.

5. Владимиров Ю.А., Добрецов Г.Е. Флуоресцентные зонды в исследовании биологических мембран. Москва: Наука, 1980.

6. Владимиров Ю.А., Панасенко О.М., Азизова O.A. Взаимодействие Fe(ll) с акцепторами электрона, находящимися в липидной фазе мембран и липопротеинов. Биол.мембраны, 1987, 4, 906-912.

7. Воскресенский О.Н. Свободнорадикальное окисление, антиоксиданты и атеросклероз. Кардиология, 1981, 21, №6, 118-123.

8. Гаффни Б.Дж. Некоторые полезные советы для расчетов параметров упорядоченности спиновых меток на основе жирных кислот и фосфолипидов в мембранах. Теория и применение. Москва: Мир, 1979, 613-617.

9. Говорова Н.Ю., Шаронов Б.П., Лызлова С.Н. Влияние низкомолекулярных соединений на хемилюминесценцию люминола, обусловленную действием продуктов миелопероксидазного катализа и экзогенного гипохлорита. Биохимия, 1988, 53, 20252032.

10. Говорова Н.Ю., Шаронов Б.П., Лызлова С.Н. Окислительное повреждение эритроцитов миелопероксидазой. Защитное действие сывороточных белков. Бюлл. эксперим. биол. и мед., 1989, 107, 428-430.

11. Горбатенкова Е.А., Науменко К.В., Сергиенко В.И. Свойства производных каталазы и пероксидазы, образованных при непрямом электрохимическом окислении. В кн.: Электрохимические методы в медицине. Москва: НИИ ФХМ МЗ РСФСР, 1991, 5-6.

12. Гриффит О., Джост П. Липидные спиновые метки в биологических мембранах. В кн.: Метод спиновых меток. Теория и применение. Москва: Мир, 1979, 489-569.

13. Гуткин Д.В., Петрович Ю.А. Активность антиоксидантных ферментов миокарда при его ишемии. Бюлл. эксперим. биол. и мед., 1982, № 1, 33-35.

14. Давиденкова Е.Ф., Шафран М.Г. Атеросклероз и процесс перекисного окисления липидов. Вестн. АМН СССР, 1989, № 3, 10-18.

15. Давиденкова Е.Ф., Шафран М.Г. Миелопероксидаза нейтрофилов крови и ее возможное участие в процессах перекисного окисления липидов при атеросклерозе. Клин, мед.,1989, 67, № 6, 56-58.

16. Давиденкова Е.Ф., Шафран М.Г., Векслер Б.М. Показатели перекисного окисления липидов крови при наследственном предрасположении к атеросклерозу. Клин, мед.,1990, 68, №2, 34-38.

17. Двали Л.К., Шенгелия М.Г., Царцидзе М.А., Ломсадзе В.А. Количественное изменение нейтральных липидов и их перекисей при экспериментальном карциногенезе и атеросклерозе. Сообщения АН ГССР, 1983, 110, №2, 385-388.

18. Девяткина Т.А. Влияние ионола на развитие экспериментального атеросклероза. Докл. АН СССР, 1978, 242, 449-452.

19. Деев А.И., Добрецов Г.Е., Арнхольд Ю., Владимиров Ю.А. Уменьшение площади поверхности фосфолипидных мембран при перекисном окислении липидов. Биол. мембраны, 1989, 6, 1227-1231.

20. Деев А.И., Осис Ю.Г., Формазюк В.Е., Владимиров Ю.А., Лпнкин В.З. Увеличение содержания воды в липидной фазе липопротеидов при перекисном окислении. Биофизика, 1983, 28, 629-631.

21. Добрецов Г.Е., Спирин М.М., Кузнецов A.C., Попов A.B. Пространственная организация липопротеидов низкой плотности аорты человека (изучение с помощью флуоресцентных зондов). Бюлл. эксперим. биол. и мед., 1983, № 10, 45-47.

22. Дудаев В.А., Аббуд А., Иванов A.C. Влияние полиненасыщенных жирных кислот на функциональные свойства тромбоцитов и перекисное окисление липидов у больных ишемической болезнью сердца. Кардиология, 1987, 27, № 6, 79-83.

23. Евгина С.А., Панасенко О.М., Сергиенко В.И., Владимиров Ю.А. Перекисное окисление липопротеинов крови человека, индуцированное гипохлорит-анионом. Биол.мембраны, 1992, 9, 946-953.

24. Зелиг И. Анизотропное движение в жидкокристаллических структурах. В кн.: Метод спиновых меток. Теория и применение. Москва: Мир, 1979, 404-443.

25. Ивков В.Г., Берестовский Г.Н. Динамическая структура липидного бислоя. Москва: Наука, 1981.

26. Ивков В.Г., Берестовский Г.Н. Липидный бислой биологических мембран. Москва: Наука, 1982, 5-13.

27. Каган В.Е., Орлов О.Н., Прилипко Л.Л. Проблема анализа эндогенных продуктов перекисного окисления липидов. Итоги науки и техники ВИНИТИ. Биофизика, 1986, 18, 5-135.

28. Калмыкова В.И. Содержание липидов и перекисей жирных кислот в крови и интиме аорты в норме и при атеросклорозе. Терапевтич. архив, 1970, № 11, 43-48.

29. КейтсМ. Техника липидологии. Москва: Мир, 1975.

30. Клебанов Г.И. Влияние перекисного окисления липидов и холестерина на структуру и функционирование мембран и липопротеидов. Автореф. дисс. докт. биол. наук, Москва, 2 МОЛГМИ, 1991.

31. Клебанов Г.И., Владимиров Ю.А., Бенов Л.Ц., Рибаров С.Р. Инициирование перекисного окисления липидов мембран липосом активированными полиморфноядерными лейкоцитами крови. Бюлл. эксперим. биол. и мед., 1988, 105, № 6, 674-677.

32. Клебанов Г.И., Крейнина М.В. Активация полиморфноядерных лейкоцитов крови больных ишемической болезнью сердца и инфарктом миокарда. В сборнике научных трудов конференции "Кислородные радикалы в химии, биологии и медицине". Рига, 1988, 132-152.

33. Климов А.Н. Атеросклероз. В кн.: Превентивная кардиология. Москва: Медицина, 1987, 239-316.

34. Климов А.Н. Дислипопротеидемии и ишемическая болезнь сердца. Ред. Чазов Е.И., Климов А.Н. Москва: Медицина, 1980, 10-25.

35. Климов А.Н., Никульчева Н.Г. Липиды, липопротеиды и атеросклероз. Санкт-Петербург: Питер. 1995.

36. Козлов Ю.Н., Моравский А.П., Пурмаль А.П., Шувалов В.Ф. О природе и механизме возникновения свободных радикалов в процессах окисления "П(Ш)ЭДТА и Fe(CN)64" хлорноватистой кислотой. Журнал физич. химии, 1981, 55, 764-766.

37. Корочкин И.М., Клебанов Г.И., Чукаева И.И., Александров A.A., Туркменова Э.Н., Арутюнов Г.А. Хемилюминесценция лейкоцитарной массы в диагностике острого инфаркта миокарда. Терапевтич. архив, 1984, № 8, 29-31.

38. Кузнецов А.Н. Метод спинового зонда. Москва: Наука, 1976.

39. Ланкин В.З. Перекиси липидов и атеросклероз. Гипотеза: роль холестерина и свободнорадикального перекисного окисления липидов в изменении свойств клеточных мембран при гиперхолестеринемии и атеросклерозе. Кардиология, 1980, 20, № 8, 42-48.

40. Ланкин В.З. Ферментативная регуляция метаболизма липопероксидов и структурнофункциональные перестройки биомембран в норме и при патологических состояниях. Автореферат дисс. на соиск. уч. степ. докт. биол. наук, Москва, 1985.

41. Панкин В.З., Гуревич С.М., Котелевцева Н.В., Тихазе А.К., Герасимова E.H. Роль перекисей липидов в патогенезе атеросклероза. Детоксикация липоперекисей глутатион-пероксидазной системой в аорте. Вопр. мед. химии, 1976, 22, № 3, 392-395.

42. Панкин В.З., Закирова А.Н., Касаткина Л.В., Котелевцева Н.В., Ахметова Б.Х., Титов В.Н. Перекиси липидов и атеросклероз. Содержание продуктов перекисного окисления липидов в крови больных ишемической болезни сердца. Кардиология, 1979, 19, № 10, 69-72.

43. Панкин В.З., Котелевцева Н.В, Тихазе А.К., Титов В.Н., Герасимова E.H. Увеличение содержания перекисей липидов в крови и аортах кроликов с экспериментальным атеросклерозом. Вопр. мед. химии, 1976, 22, № 4, 513-517.

44. Панкин В.З., Тихазе А.К. Активность глутатион-пероксидазы II в крови млекопитающих при гиперхолестеринемии. Бюлл. эксперим. биол. и мед., 1980, № 5, 554-556.

45. Панкин В.З., Тихазе А.К., Котелевцева Н.В. Перекиси липидов и атеросклероз. Кардиология, 1976, № 2, 23-30.

46. Лопухин Ю.М. Экспериментальная хирургия. Москва, 1971, 314-315.

47. Лопухин Ю.М., Арчаков А.И., Владимиров Ю.А., Коган Э.М. Холестериноз. Москва: Медицина, 1983.

48. Лопухин Ю.М., Владимиров Ю.А., Молоденков М.Н., Клебанов Г.И., Сергиенко В.И., Торховская Т.И., Чеснокова Я.М., Наумов A.B., Максимов В.А., Шерстнев М.П.

49. Хемилюминесценция липопротеидов сыворотки крови, выделенных ультрацентрифугированием и осаждением в присутствии гепарина и кальция. Вопр. мед. химии, 1983, 29, № 1, 116-120.

50. Лопухин Ю.М., Молоденков М.Н., Владимиров Ю.А., Сергиенко В.И., Клебанов Г.И., Шерстнев М.П. Хемилюминесценция апо-В-содержащих липопротеидов при экспериментальной гиперхолестеринемии у кроликов. Бюлл. эксперим. биол. и мед., 1982, 93, №4, 101-102.

51. Марголис Л.Б., Бергельсон Л.Д. Липосомы и их взаимодействие с клетками. Москва: Наука, 1986, 20-71.

52. Маянский А.Н., Маянский Д.Н. Очерки о нейтрофиле и макрофаге. Новосибирск: Наука, 1985.

53. Момыналиев К.Т., Панасенко О.М., Говорун В.М., Сергиенко В.И. Гипохлорит-индуцированная деструкция липидного компонента липопротеинов крови человека. Биол.мембраны, 1995, 12, 385-390.

54. Моррисет Дж. Применение спиновых меток для исследования структуры и функции ферментов. В кн.: Метод спиновых меток. Теория и применение. Москва: Мир, 1979, 298-366.

55. Несмеянов А.Н., Несмеянов H.A. Начала органической химии. Москва: Химия. 1974, 1, 249.

56. Несмеянов А.Н., Несмеянов H.A. Начала органической химии. Москва: Химия. 1974, 2, 506.

57. Осипов А.Н., Брюханова Э.В., Вахрушева Т.В., Панасенко О.М., Владимиров Ю.А. Влияние гипохлорита и перекиси водорода на способность гемоглобина стимулировать перекисное окисление липидов липопротеинов низкой плотности. Биофизика, 1997, 42, 400-407.

58. Панасенко О.М., Борин М.Л., Азизова O.A., Арнольд К. Определение поверхностного заряда липопротеидов и его изменения при перекисном окислении липидов. Биофизика, 1985, 30, 822-827.

59. Панасенко О.М., Вольнова Т.В., Азизова O.A., Владимиров Ю.А. Перекисное окисление липидов фактор, способствующий накоплению холестерина в клетках при атерогенезе. Бюл.эксперим.биол. и мед., 1988, 106, N 9, 277-280.

60. Панасенко О.М., Деев А.И., Деева И.Б., Азизова O.A., Владимиров Ю.А. Изучение методом спиновых зондов структурных изменений на различной глубине фосфолипидных мембран после их пероксидации. Биофизика, 1985, 30, 817-821.

61. Панасенко О.М., Евгина С.А., Сергиенко В.И. Взаимодействие электрохимически полученного гипохлорита натрия с липопротеинами крови человека. В кн.: Электрохимические методы в медицине. Москва: НИИ ФХМ МЗ РСФСР, 1991, 7-8.

62. Паркер Ч.В. Медиаторы:высвобождение и функции. В кн.: Иммунология. Ред. Пол У. Москва: Мир, 1989, 3, 173-179.

63. Розанцев Э.Г. Свободные иминоксильные радикалы. Москва, 1970, 83.

64. Уайт А., Хендлер Ф., Смит Э., Хилл Р., Леман И. Основы биохимии. Москва: Мир, 1981, 3, 1171-1173.

65. Формазюк В.Е., Осис Ю.Г., Деев А.И., Ланкин В.З., Владимиров ЮА., Вихерт A.M. Влияние перекисного окисления липидов на структуру сывороточных липопротеидов. Биохимия, 1983, 48, 331-338.

66. Хейфец Л.В., Абалакин В.А. Изолирование клеток крови в градиенте плотности Фиколл-Верографин. Лаб. дело, 1973, № 10, 579-581.

67. Часовникова Л.В., Формазюк В.Е., Сергиенко В.И., Кокряков В.Н. Взаимодействие миелопероксидазы и дефензинов с монослоями липидов. Биохимия, 1992, 57, 97-102.

68. Черный В.В., Стожкова И.Н., Мирский В.М., Ястребова Т.Н., Соколов B.C. Изменение свойств липидного бислоя под действием гипохлорита натрия. II. Исследование действия гипохлорита натрия на модельные липидные системы. Биол. мембраны, 1992, 9, 66-73.

69. Шаронов Б.П., Чурилова И.В. Окисление супероксиддисмутазы гипохлоритом. Появление изомеров, обладающих каталитической активностью. Докл. АН СССР, 1990, 314, 1500-1502.

70. Шатилина Л.В., Баллюзек М.Ф., Гуревич B.C. Некоторые показатели перекисного окисления липидов тромбоцитов у больных ишемической болезнью сердца. Вопр. мед химии, 1988, 34, №2, 59-61.

71. Шафран М.Г. Миелопероксидаза нейтрофильных грпнулоцитов. Успехи соврем, биол., 1981, 92, № 6, 365-379.

72. Шпекитер И.О. Роль модифицированных липопротеидов в атерогенезе. Вопр. мед. химии, 1987, 33, № 4, 2-8.

73. Якутова Э.Ш., Дремина Е.С., Евгина С.А., Осипов А.Н., Шаров B.C., Панасенко О.М., Владимиров Ю.А. Образование свободных радикалов при взаимодействии гипохлорита с ионами железа (II). Биофизика, 1994, 39, 275-279.

74. Якутова Э.Ш., Осипов А.Н., Костенко О.В., Арнхольд Ю., Арнольд К., Владимиров Ю.А. Взаимодействие гипохлорита с оксигемоглобином приводит к освобождению железа в каталитически активной форме. Биофизика, 1992, 37, 1021-1028.

75. Abell L.L., Levy В.В., Brodie В.В., Kendall F.E. A simolified method for the estimation of total cholesterol in serum and demonstration of its specificity. J.Biol.Chem., 1952, 195, 357-366.

76. Akanmu D., Cecchini R., Aruoma O.I., Halliwell B. The antioxidant action of ergothioneine. Arch.Biochem.Biophys., 1991, 288, 10-16.

77. Alaiz M., Beppu M., Ohishi K., Kikugawa K. Modification of delipidated apoprotein B of low density lipoprotein by lipid oxidation products in relation to macrophage scavenger receptor binding. Biol.Pharm.Bull., 1994, 17, 51-57.

78. Albrich J.M., McCarthy C.A., Hurst J. Biological reactivity of hypochlorous acid: Implications for microbicidal mechanisms of leucocyte myeloperoxidase. Proc.Natl.Acad.Sci.USA, 1981, 78, 210-214.

79. Anbar M., Taube H. The exchange of hypochlorite and of hypobromite ions with water. J.Am.Chem.Soc., 1958, 80, 1073-1077.

80. Antonini E., Brunori M. Hemoglobin and mioglobin in their reactions with ligands. AmsterdamLondon: North-Holand Publish. Comp., 1971.

81. Arnhold J., Hammerschmidt S., Arnold K. Role of functional groups of human plasma and luminol in scavenging of NaOCI and neutrophil-derived hypochlorous acid. Biochim. Biophys. Acta, 1991, 1097, 145-151.

82. Arnhold J., Hammerschmidt S., Wagner M., Mueller S., Arnold K., Grimm E. On the action of hypochlorite on human serum albumin. Biomed.Biochim.Acta, 1990, 49, 991-997.

83. Arnhold J., Mueller S., Arnold K., Grimm E. Chemiluminescence intensities and spectra of luminol oxidation by sodium hypochlorite in the presence of hydrogen peroxide. J.Biolumin.Chemilumin., 1991, 6, 189-192.

84. Arnhold J., MuellerS., Arnold K., Sonntag K. Mechanisms of inhibition of chemiluminescence in the oxidation of luminol by sodium hypochlorite. J.Biolumin.Chemilumin., 1993, 6, 307-313.

85. Arnhold J., Wiegel D., Richter O., Hammerschmidt S., Arnold K., Krumbiegel M. Modification of low density lipoproteins by sodium hypochlorite. Biomed.Biochim.Acta, 1991, 50, 967-973.

86. Aruoma O.I., Halliwell B. Action of hypochlorous acid on the antioxidant protective enzymes superoxide dismutase, catalase and glutathione peroxidase. Biochem.J., 1987, 248, 973-976.

87. Aruoma O.I., Laughton M.J., Halliwell B. Carnosine, homocarnosine and anserine: could they act as antioxidants in vivo? Biochem. J., 1989, 264, 863-869.

88. Avogaro P., Bon Bittolo G., Cazzolato G. Presence of a modified low density lipoprotein in human. Arteriosclerosis, 1988, 8, 79-87.

89. Awtrey A.D., Connick R.E. The absorption spectra of l2, I3", I", I03", S4062- and S2032". Heat of the reaction l3 = l2 + I". J.Am.Chem.Soc., 1951, 73, 1842-1843.

90. Babior B.M., Kipnes R.S., Curnutte J. The production by leukocytes of superoxide. A potential bactericidal agent. J.Clin.Invest., 1973, 52, 741-744.

91. Backer J.M., Dawidowicz E.A. Mechanism of cholesterol exchange between phospholipid vesicles. Biochemistry, 1981, 20, 3805-3810.

92. Bagchi D., Das D.K., Engelman R.M., Prasad M.R., Subramanian R. Polymorphonuclear leucocytes as potential source of free radicals in the ischaemic-reperfused myocardium. Eur.Heart J., 1990, 11, 800-813.

93. Bangham A.D., De Cier J., Greville G.D. Osmotic properties and waterpermability of phospholipid liquid crystals. Chem.Phys.Lipids, 1967, 1, 225-246.

94. Barenghi L., Bradamante S., Giudici G.A., Vergani C. NMR analysis of low-density lipoprotein oxidatively-modified in vitro. Free Radic.Res.Commun., 1990, 8, 175-183.

95. Beckman J.S. Oxidative damage and tyrosine nitration from peroxynitrite. Chem.Res. Toxicol., 1996, 9, 836-844.

96. Beckman J.S., Beckman T.W., Chen J., Marshall P.A., Freeman B.A. Apparent hydroxyl radical production by peroxynitrite: implications for endothelial injury from nitric oxide and superoxide. Proc.Natl.Acad.Sci.il.S.A., 1990, 87, 1620-1624.

97. Beckman J.S., Ischiropoulos H., Zhu L., van der Woerd M., Smith C., Chen J., Harrison J., Martin J.C., Tsai M. Kinetics of superoxide dismutase- and iron-catalyzed nitration of phenolics by peroxynitrite. Arch.Biochem.Biophys., 1992, 298, 438-445.

98. Beckmann J.S., Ye Y.Z., Anderson P.G., Chen J., Accavitti M.A., Tarpey M.M., White C.R. Extensive nitration of protein tyrosines in human atherosclerosis detected by immunohistochemistry. Biol.Chem.Hoppe Seyler, 1994, 375, 81-88.

99. Bekkenist R.J., De Boer J.E.G., Plat H., Wever R. The halide complexes of myeloperoxidase and the mechanism of halogenation reactions. Biochim.Biophys.Acta, 1980, 613, 337-348.

100. Bellavite P. The superoxide-forming enzymatic system of phagocytes. Free Radic.Biol.Med., 1988, 4, 225-261.

101. Berliner J.A., Heinecke J.W. The role of oxidized lipoproteins in atherogenesis. Free Radic.Biol. Med, 1996, 20, 707-727.

102. Bernofsky C. Nucleotide chloramines and neutrophil-mediated cytotoxicity. FASEB J., 1991, 5, 295-300.

103. Bernofsky C., O'Dea S.W. Nucleotide modification, a radical mechanism of oxidative toxicity. Free Radic.Res.Commun., 1986, 2, 129-136.

104. Blackburn W.D.J., Chatham W.W. HOCI production by human neutrophils activated by surface-associated IgG: requirement for influx of extracellular calcium. J.Leukoc.Biol., 1994, 55, 793-797.

105. Bottu G. The effect of quenchers on the chemiluminescence of luminol and lucigenin. J.Biolumin. Chemilumin., 1989, 3, 59-65.

106. Bradamante S., Barenghi L., Giudici G.A., Vergani C. Free radicals promote modifications in plasma high-density lipoprotein: nuclear magnetic resonance analysis. Free Radic.Biol.Med., 1992, 12, 193-203.

107. Britigan B.E., Edeker B.L. Pseudomonas and neutrophil products modify transferrin and lactoferrin to create conditions that favor hydroxyl radical formation. J.Clin.Invest., 1991, 88, 1092-1102.

108. Brown M.S., Goldstein J.L. Lipoprotein metabolism in the macrophage: Implications for cholesterol in atherosclerosis. Ann.Rev.Biochem., 1983, 52, 223-261.

109. Bruch R.C., Thayer W.S. Differential effect oflipid peroxidation on membrane fluidity as determined by electron spin resonance probes. Biochim.Biophys.Acta, 1983, 733, 216-221.

110. Burnstein M., Scholink H.R., Morfin R. Rapid nethod for the isolation of lipoproteins from human serum by precipitation with polyanions. J.Lipid Res., 1970, 11, 583-595.

111. Camejo G., Hurt E., Romano M. Properties of lipoprotein complexes isolated by affinity chromatography from hyman aorta. Biochim.Biophys.Acta, 1985, 44, 389-401.

112. Candeias L.P., Patel K.B., Stratford M.R., Wardman P. Free hydroxyl radicals are formed on reaction between the meutrophil-derived species superoxide anion and hypochlorous acid. FEBSLett., 1993, 333, 151-153.

113. Candeias L.P., Stratford M.R., Wardman P. Formation of hydroxyl radicals on reaction of hypochlorous acid with ferrocyanide, a model iron(ll) complex. Free Radic.Res., 1994, 20, 241249.

114. Carpenter K.L., Brabbs C.E., Mitchinson M.J. Oxygen radicals and atherosclerosis. Klin. Wochenschr., 1991, 69, 1039-1045.

115. Carr A.C., van den Berg J.J., Winterbourn C.C. Chlorination of cholesterol in cell membranes by hypochlorous acid. Arch.Biochem.Biophys., 1996, 332, 63-69.

116. Carr A.C., Winterbourn C.C., Blunt J.W., Phillips A.J., Abell A.D. Nuclear magnetic resonance characterization of 6-alpha-chloro-5-beta-cholestane-3-beta,5-diol formed from the reaction of hypochlorous acid with cholesterol. Lipids, 1997, 32, 363-367.

117. Catapano A.L. Antioxidant effect of flavonoids. Angiology., 1997, 48, 39-44.

118. Cathcart M.K., Morel D.W., Chisholm G.M. Monocytes and neutrophiles oxidize low densitylipoprotein, making it cytotoxic. J.Leukocyte Biol., 1985, 38, 341-350.

119. Chamulitrat W., Cohen M.S., Mason R.P. Free radical formation from organic hydroperoxides in isolated human polymorphonuclear neutrophils. Free Radic.Biol.Med, 1991, 11, 439-445.

120. Chatham W.W., Blackburn W.D.,Jr. Fixation of C3 to IgG attenuates neutrophil HOCI generation and collagenase activation. J.Immunol., 1993, 151, 949-958.

121. Chatham W.W., Turkiewicz A., Blackburn W.D.J. Determinants of neutrophil HOCI generation: ligand-dependent responses and the role of surface adhesion. J.Leukoc.Biol., 1994, 56, 654-660.

122. Chupukcharoen N., Komaratat P., Wilairat P. Effect of vitamin E deficiency on the distribution of cholesterol in plasma lipoproteins and the activity of cholesterol 7a-hydroxylase in rabbit liver. J.Nutr., 1985, 115, 468-472/

123. Clark R.A., Pearson D.W. Inactivation of transferrin iron binding capacity by the neutrophil myeloperoxidase system. J.Biol.Chem., 1989, 264, 9420-9427.

124. Clark R.A., Szot S. Chemotactic factor inactivation by stimulated human neutriphils mediated by myeloperoxidase-catalyzed methionine oxidation. J.Immunol., 1981, 128, 1507-1513.

125. Clevidance B.A., Morton R.E., West G., Dusek D.M., Hoff H.F. Cholesterol esterification in macrophages. Stimulation by lipoproteins containing apo B isolated from human aortas. Arteriosclerosis, 1984, 4, 196-207.

126. Clevidence B.A., Bieri J.G. Association of carotenoids with human plasma lipoproteins. Methods Enzymol., 1993, 214, 33-46.

127. Cohen M.S., Britigan B.E., Hassett D.J., Rosen G.M. Do humans neutrophils form hydroxyl radical? Evaluation of an unresolved controversy. Free Radic.Biol.Med, 1988, 5, 81-88.

128. Cohen M.S., Britigan B.E., Hassett D.J., Rosen G.M. Phagocytes, 02 reduction, and hydroxyl radical. Rev.lnfect.Dis., 1988, 10, 1088-1096.

129. Conger J.D. Endothelial regulation of vascular tone. Hosp.Pract.Off.Ed., 1994, 29, 117-125.

130. Connick R.C. The interaction of hydrogen peroxide and hypochlorous acid in acidic solutions containing chloride ion. J.Am.Chem.Soc., 1947, 69, 1509-1514.

131. Couderc R., Bonneau C., Tissot M., Bailleul S., Roch Arveiller M., Giroud J.P. Effects of plasma lipoproteins on the production of superoxide anion by human polymorphonuclearleukocytes in vitro. Biofactors, 1997, 6, 157-163.

132. Crow J.P., Spruell C., Chen J., Gunn C., Ischlropoulos H., Tsai M., Smith C.D., Radi R., Koppenol W.H., Beckman J.S. On the pH-dependent yield of hydroxyl radical products from peroxynitrite. Free Radic.Biol.Med, 1994, 16, 331-338.

133. Cuperus R.A., Muijsers A.O., Wever R. The superoxide dismutase activity of myeloperoxidase; formation of compound III. Biochim.Biophys.Acta, 1986, 871, 78-84.

134. Dai J., Meij J.T.A., Padua R., Panagia V. Depression of cardiac sarcolemmal phospholipase-D activity by oxidant-induced thiol modification. Circ.Res., 1992, 71, 970-977.

135. Dallegri F., Ballestrero A., Frumento G., Patrone F. Erythrocyte lysis by PMA-triggered neutrophil polymorphonuclears: evidence for an hypochlorous acid-dependent process. Immunology, 1985, 55, 639-645.

136. Dallegri F., Ballestrero A., Ottonello L., Patrone F. Platelets as inhibitory cells in neutrophil-mediated cytolysis. J.Lab.Clin.Med., 1989, 114, 502-509.

137. Darley Usmar V.M., Hersey A., Garland L.G. A method for the comparative assessment of antioxidants as peroxyl radical acavengers. Biochem.Pharmacol., 1989, 38, 1465-1469.

138. Darley Usmar V.M., Lelchuk R., O'Leary V.J., Knowles M., Rogers M.V., Severn A. Oxidation of low-density lipoprotein and macrophage derived foam cells. Biochem.Soc.Trans., 1990, 18, 1064-1066.

139. Dash S., Sen S., Behera D. High neutrophil myeloperoxidase activity in smokers. Blood, 1991, 77, 1619.

140. Daugherty A., Dunn J.L., Rateri D.L., Heinecke J.W. Myeloperoxidase, a catalyst for lipoprotein oxidation, is expressed in human atherosclerotic lesions. J.Clin.Invest., 1994, 94, 437-444.

141. Daugherty A., Schonfeld G. Role of lipoproteins in the initiation and development of atherosclerosis. Pharmacol.Then, 1985, 31, 237-255.

142. Daugherty A., Zweifel B.S., Sobel B.E., Schonfeld G. Isolation of low density lipoprotein from atherosclerotic vascular tissue of Watanabe heritable hyperlipidemic rabbits Arteriosclerosis, 1988, 8, 768-777.

143. Daugherty A., Zweifel B.S., Sobel B.E., Schonfeld G. Modified LDL in vascular tissue of WHHL rabbits. Arteriosclerosis, 1987, 7, 527a.

144. Davies J.M., Horwitz D.A., Davies K.J. Potential roles of hypochlorous acid and N-chloroamines in collagen breakdown by phagocytic cells in synovitis. Free Radic.Biol.Med., 1993, 15, 637-643.

145. Denicola A., Freeman B.A., Trujillo M., Radi R. Peroxynitrite reaction with carbon dioxide/bicarbonate: kinetics and influence on peroxynitrite-mediated oxidations. Arch.Biochem.Biophys., 1996, 333, 49-58.

146. Di Mascio P., Bechara E.J., Medeiros M.H., Briviba K., Sies H. Singlet molecular oxygenproduction in the reaction of peroxynitrite with hydrogen peroxide. FEBS Lett., 1994, 355, 287289.

147. Dianzani M.U., Poli G., Gravela E., Chiarpotto E., Albano E. Influence of lipid peroxidation on lipoprotein secretion by isolated hepatocytes. Lipids, 1981, 16, 823-829.

148. Dieber-Rotheneder M., Puhl H., Waeg G., Striegl G., Esterbauer H. Effect of oral supplementation with D-alpha-tocopherol on the vitamin E content of human low density lipoproteins and resistance to oxidation. J.Lipid Res., 1991, 32, 1325-1332.

149. Driomina E.S., Polnikov I.G., Sharov V.S., Azizova O.A., Vladimirov Yu.A. The chemiluminescence assay of lipid peroxidation products in human blood plasma lipoproteins. Free Radic.Res., 1994, 20, 279-288.

150. Driomina E.S., Sharov V.S., Vladimirov Yu.A. Fe2+-induced lipid peroxidation in liposomes. The role of sulface Fe2+ concentration in awitching of the reaction from acceleration to decay. Free Radic.Biol.Med., 1993, 15, 239-247.

151. Edwards S.W. Biochemistry and physiology of the neutrophil. Cambridge:Cambridge University press, 1994, 1-293.

152. Eiserich J.P., Hristova M., Cross C.E., Jones A.D., Freeman B.A., Halliwell B., Van der Vliet A. Formation of nitric oxide-derived inflammatory oxidants by myeloperoxidase in neutrophils. Nature, 1998, 391, 393-397.

153. El-Saadani M., Esterbauer H., El-Sayed M., Goher M., Nassar A.Y., Jürgens G. A spectrophotometric assay for lipid peroxides in serum lipoproteins using a commercially available reagent. J.Lipid Res., 1989, 30, 627-630.

154. Esterbauer H., Gebicki J., Puhl H., Jürgens G. The role of lipid peroxidation and antioxidants in oxidative modification of LDL. Free Radic.Biol.Med, 1992, 13, 341-390.

155. Esterbauer H., Jürgens G., Quehenberger O., Koller E. Autooxidation of human low-density lipoproteins: Loss of polyunsaturated fatty acids and vitamin E, and generation of aldehydes. J.Lipid Res., 1987, 28, 495-509.

156. Esterbauer H., Puhl H., Dieber Rotheneder M., Waeg G., Rabl H. Effect of antioxidants on oxidative modification of LDL. Ann.Med, 1991, 23, 573-581.

157. Esterbauer H., Ramos P. Chemistry and pathophysiology of oxidation of LDL. Rev.Physiol.Biochem.Pharmacol., 1996, 127, 31-64.

158. Esterbauer H., Schaur R.J., Zollner H. Chemistry and biochemistry of 4-hydroxynonenal, malonaldehyde and related aldehydes. Free Radic.Biol.Med., 1991, 11, 81-128.

159. Esterbauer HM Striegl G., Puhl H., Rotheneder M. Continuous monitoring of in vitro oxidation of human low density lipoprotein. Free Rad.Res.Comms., 1989, 6, 67-75.

160. Ferns G.A., Forster L., Stewart Lee A., Nourooz Zadeh J., Anggard E.E. Probucol inhibits mononuclear cell adhesion to vascular endothelium in the cholesterol-fed rabbit. Atherosclerosis, 1993, 100, 171-181.

161. Fielding C.J. The origin and properties of free cholesterol potential gradients in plasma, and their relation to atherogenesis. J.Lipid Res., 1984, 25, 1624-1628.

162. Fliss H., Menard M. Hypochlorous acid-induced mobilization of zinc from metalloproteins. Arch.Biochem.Biophys., 1991, 287, 175-179.

163. Fliss H., Menard M., Desai M. Hypochlorous acid mobilizes cellular zinc. Ca n.J. Physiol. Pharmacol., 1991, 69, 1686-1691.

164. Floris R., Wever R. Reaction of myeloperoxidase with its product HOCI. Eur.J.Biochem., 1992, 207, 697-702.

165. Fogelman A.M., Hokom M.M., Haberland M.E., Tanaka R.D., Edwards P.A. Lipoprotein regulation of cholesterol metabolism in macrophages derived from human monocytes. J.Biol.Chem., 1982, 257, 14081-14086.

166. Fogelman A.M., Shechter I., Scager J., Hokom M., Child J.S., Edwaeds P.A. Malondialdehyde alteration of low-density lipoproteins leads to cholesteryl ester accumulation in human monocyte-macrophages. Proc.Nat.Acad.Sci.USA, 1980, 77, 2214-2218.

167. Folch J., Lees M., Shoane-Stanley F.M. A simple method for the isolation and purification of total lipids from animal tissues. J.Biol.Chem., 1957, 226, 497-509.

168. Fong L.G., Parthasarathy S., Witztum J.L., Steinberg D. Nonenzymatic oxidative cleavage of peptide bonds in apolprotein B100. J.Lipid Res., 1987, 28, 1466-1477.

169. Foote C.S., Goyne Т.Е., Lehrer R.J. Assesment of chlorination by human neutrophils. Nature, 1983, 301, 715-716.

170. Frankel E.N. Secondary products of lipid peroxidation. Chem.Phys.Lipids, 1987, 44, 73-85.

171. Fujimoto Y., Kondo Y., Nakajima M., Takai S., Sakuma S., Fujita T. Stimulation of hrostaglandin synthesis in rabbit gastric antral mucosal slices by desferrioxamine in vitro. Biochem.lnt., 1991, 24, 33-42.

172. Garner В., Dean R.T., Jessup W. Human macrophage-mediated oxidation of low-density lipoprotein is delayed and independent of superoxide production. Biochem.J., 1994, 301, 421428.

173. George J.W. Halides and oxyhalides of the elements of groups Vb and Vib. Progress in Inorg. Chem., 1960, 2, 33-107.

174. Gmelins Handbuch. Der Anorganischen Chemie. Chlor. Berlin: Verlag Chemie G.M.B.H.,1927, 6, 424-441.

175. Goldstein J.L., Brown M.S. Lipoprotein receptors, cholesterol metabolism, and atherosclerosis. Arch.Path., 1975, 99, 181-184.

176. Goldstein J.L., Brown M.S. The low-density lipoprotein pathway and its relation to atherosclerosis. Ann.Rev.Biochem., 1977, 46, 897-930.

177. Gorog P., Kakkar V.V. Increased uptake of monocyte-treated low density lipoproteins by aortic endothelium in vivo. Atherosclerosis, 1987, 65, 99-107.

178. Gorog P., Semeria F.J., Gorog D.A. Activation of the phagocytic system increases intimal proliferation in hypercholesterolemic rabbits. Atherosclerosis, 1994, 111, 47-53.

179. Gotto A.M. Structural and functional aspects of HDL and LDL: Influences of apolipoproteins. Atheroscler.Rev., 1988, 17, 39-50.

180. Granger D.L., Taintor R.R., Boockvar K.S., Hibbs J.B. Measurement of nitrate and nitrite in biological samples using nitrate reductase and Griss reaction. Methods Enzymol., 1996, 268, 142-151.

181. Grisham M.B., Jefferson M.M., Thomas E.L. Role of monochloramine in the oxidation of erythrocyte hemoglobin by stimulated neutrophils. J.Biol.Chem., 1984, 259, 6757-6765.

182. Haberland M.E., Fogelman A.M., Edwaeds P.A. Specificity of receptor-mediated recognition of malondialdehyde modified low-density lipoproteins. Proc.Nat.Acad.Sci.USA, 1982, 79, 1712-1716.

183. Harman D. Atherosclerosis: a hypothesis concerning the initiating steps in pathogenesis. J.Geront., 1957, 12, 199-202.

184. Harrison J.E. The functional mechanism of myeloperoxidase. In: Cancer Enzymology. Eds. Schultz J., Cameron B.F. New York: Academic Press, 1976, 305-317.

185. Harrison J.E., Schultz J. Studies on the chlorinating activity of myeloperoxidase. J.Biol.Chem., 1976, 251, 1371-1374.

186. Hartley A., Davies M., Rice Evans C. Desferrioxamine as a lipid chain-breaking antioxidant in sickle erythrocyte membranes. FEBS Lett., 1990, 264, 145-148.

187. Hartung H.P., Kladetzky R.G., Melnik B., Hennerici M. Stimulation of the scavenger receptor on monocytes-macrophages evokes release of arachidonic acid metabolites and reduced oxygen species. Lab.Invest., 1986, 55, 209-216.

188. Havel R. Lipid transport function of lipoproteins in blood plasma. Am.J.Physiol., 1987, 253, Pt. 1, E1-E2.

189. Hazell L.J., Arnold L., Flowers D., Waeg G., Malle E., Stocker R. Presence of hypochlorite-modified proteins in human atherosclerotic lesions. J.Clin.Invest., 1996, 97, 1535-1544.

190. Hazell L.J., Stocker R. Alpha-tocopherol does not inhibit hypochlorite-induced oxidation of apolipoprotein B-100 of low-density lipoprotein. FEBS Lett., 1997, 414, 541-544.

191. Hazell L.J., Stocker R. Oxidation of low-density lipoprotein with hypochlorite causestransformation of the lipoprotein into a high-uptake form for macrophages. Biochem.J., 1993, 290, 165-172.

192. Hazell L.J., van den Berg J.J., Stocker R. Oxidation of low-density lipoprotein by hypochlorite causes aggregation that is mediated by modification of lysine residues rather than lipid oxidation. Biochem.J., 1994, 302, 297-304.

193. Hazen S.L., Heinecke J.W. 3-Chlorotyrosine, a specific marker of myeloperoxidase-catalyzed oxidation, is markedly elevated in low density lipoprotein isolated from human atherosclerotic intima. J.Clin.Invest., 1997, 99, 2075-2081.

194. Heinecke J.W. Free radical modification of low-density lipoprotein: Mechanisms and biological consequences. Free Radic.Biol.Med., 1987, 3, 65-73.

195. Heinecke J.W. Mechanisms of oxidative damage of low density lipoprotein in human atherosclerosis. Curr.Opin.Lipidol., 1997, 8, 268-274.

196. Heinecke J.W., Baker L., Rosen H., Chait A. Superoxide-mediated modification of low density lipoprotein by arterial smooth muscle cells. J.Clin.Invest., 1986, 77, 757-761.

197. Heinecke J.W., Li W., Daehnke H.L., Goldstein J.A. Dityrosine, a specific marker of oxidation, is synthesized by the myeloperoxidase-hydrogen peroxide system of human neutrophils and macrophages. J.Biol.Chem., 1993, 268, 4069-4077.

198. Heinecke J.W., Rosen H., Chait A. Iron and copper promote modification of low density lipoprotein by human arterial smooth muscle cells in culture. J.Clin.Invest., 1984, 74, 18901894.

199. Held A.M., Halko D.J., Hurst J.K. Mechanisms of chlorine oxidation of hydrogen peroxide. J. Am. Chem. Soc., 1978, 100, 5732-5740.

200. Hennig B., Chow C.K. Lipid peroxidation and endothelial cell injury: implications in atherosclerosis. Free Radic.Biol.Med., 1988, 4, 99-106.

201. Hinsbergh V.W.M. Biologic generation and metabolic effect of oxidized lipoproteins. Agents and Actions, 1987, 22, 349-350.

202. Hinsbergh V.W.M., Scheffer M., Havekes L., Kempen H.J.M. Role of endothelial cells and their products in the modification of low-density lipoproteins. Biochim.Biophys.Acta, 1986, 878, 49-64.

203. Hiramatsu K., Chait A., Biermann E.L. The effect of concanavalin A-stimulated mononuclear cells on low density lipoprotein receptor activity of cultured fibroblasts. Proc.Soc.Exp.Biol, and Med., 1985, 180, 9-16.

204. Hiramatsu K., Rosen H., Heinecke J.W., Wolfbaur G., Chait A. Superoxide initiates oxidation of low density lipoprotein by human monocytes. Arteriosclerosis, 1987, 7, 55-60.

205. Hoff H.F., Gaubatz J.W. Isolation, purification and characterization of a lipoprotein containing apo B from the human aorta. Atherosclerosis, 1982, 42, 273-297.

206. Hogg N., Rice Evans C., Darley Usmar V., Wilson M.T., Paganga G., Bourne L. The role of lipid hydroperoxides in the myoglobin-dependent oxidation of LDL. Arch.Biochem.Biophys., 1994, 314, 39-44.

207. Hoogland H., Dekker H.L., Riel C., Kuilenburg A., Muijsers A.O., Wever R. A steady-state study on the formation of II and III of myeloperoxidase. Biochim.Biophys.Acta, 1988, 955, 337345.

208. Howard J.A., Ingold K.U. The self-reaction of sec-butylperoxy radicals. Conformation of the Russell mechanism. J.A.Chem.Soc., 1968, 90, 1056-1058.

209. Hu M.L., Louie S., Cross C.E., Motchnik P., Halliwell B. Antioxidant protection against hypochlorous acid in human plasma. J.Lab.Clin.Med., 1993,121, 257-262.

210. Hughes M.N., Nicklin H.G. The chemistry of pernitrites. Pat 1. Kinetics of decomposition of pernitrous acid. J.Chem.Soc., 1968, A, 450-452.

211. Hui D.Y., Noel G.J., Harmony J.A. Binding of plasma low density lipoproteins to erithrocytes. Biochim.Biophys.Acta, 1981, 664, 513-526.

212. Hwang P.L. Biological activities of oxygenated sterols physiological and pathological implications. Bioessays, 1991, 13, 583-589.

213. Ischiropoulos H., Zhu L., Chen J., Tsai M., Martin J.C., Smith C.D., Beckman J.S. Peroxynitrite-mediated tyrosine nitration catalyzed by superoxide dismutase. Arch.Biochem.Biophys., 1992, 298, 431-437.

214. Iwamoto H., Kobayashi T., Hasegawa E., Morita Y. Reaction of human myeloperoxidase with hydrogen peroxide and its true catalase activity. J.Biochem., 1987, 101, 1407-1412.

215. Janero D.R. Malondialdehyde and thiobarbituric acid-reactivity as diagnostic indices of lipid peroxidation and peroxidative tissue injury. Free Radic.Biol.Med., 1990, 9, 515-540.

216. Janzen E.G., Jandrisits L.T., Barber D.L. Studies on the origin of the hydroxyl spin adduct of

217. DMPO produced from the stimulation of neutrophils by phorbol-12-myristate-13-acetate. Free Radie.Res.Commun., 1987,4, 115-123.

218. Jasin H.E. Oxidative modification of inflammatory synovial fluid immunoglobulin G. Inflammation, 1993, 17, 167-181.

219. Jessup W., Rankin S.M., De Whalley C.V., Hoult J.R.S., Scott J., Leake D.S. a-Tocopherol consumption during low-density lipoprotein oxidation. Biochem.J., 1990, 265, 399-405.

220. Jialal I., Freeman D.A., Grundy S.M. Varying susceptibility of different low density lipoproteins to oxidative modification. Arterioscler.Thromb., 1991, 11, 482-488.

221. Johnson D.W., Margerum D.W. Non-metal redox kinetics: a reexamination of the mechanism of the reaction between hypochlorite and nitrite ions. Inorg.Chem., 1991, 30, 48454851.

222. Jougasaki M., Kugiyama K., Saito Y., Nakao K., Imura H., Yasue H. Suppression of endothelin-1 secretion by lysophosphatidylcholine in oxidized low density lipoprotein in cultured vascular endothelial cells. Circ.Res., 1992, 71, 614-619.

223. Jürgens G., Hoff H.F., Chisolm G.M., Esterbauer H. Modification of human serum low density lipoprotein by oxidation characterization and pathophysiological implications. Chem.Phys.Lipids, 1987, 45, 315-336.

224. Kalant N., McCormick S., Parniak M.A. Effects of copper and histidine on oxidative modification of low density lipoprotein and its subsequent binding to collagen. Arterioscler.Thromb., 1991, 11, 1322-1329.

225. Kalyanaraman B., Sohnle P.G. Generation of free radical intermediates from foreign compounds by neutrophil-derived oxidants. J.CIin.lnvest., 1985, 75, 1618-1622.

226. Kanazawa T., Izawa M., Kaneko H., Onodera K., Matoki H., Oike Y., Senyang L. Comparison among lipid constituents in native LDL, ultra-water-soluble LDL, and vessel wall, and their significance in atherosclerosis. Exp.Mol.Pathol., 1987, 47, 166-174.

227. Kanazawa T., Yu S., Osanai T., Uemura T., Onodera K., Metoki H., Oike Y. Transformation of cultured human monocytes by peroxidized low-density lipoprotein. Pathobiology, 1995, 63, 143-147.

228. Kanofsky J.R. Singlet oxygen production by biological systems. Chem.-Biol. Interact., 1989, 70, 1-28.

229. Kanofsky J.R. Singlet oxygen production by chloroperoxidase-hydrogen peroxide-halide systems. J.Biol.Chem., 1984, 259, 5596-5600.

230. Keith F. Oxygen free radicals in cardiac transplantation. J.Card.Surg., 1993, 8, 245-248.

231. Kettle A.J., Winterbourn C.C. Assays for the chlorination activity of myeloperoxidase. Methods Enzymol., 1994, 233, 502-512.

232. Kettle A.J., Winterbourn C.C. Mechanism of inhibition of myeloperoxidase by antiinflammatory drugs. Biochem.Pharmacol., 1991, 41, 1485-1492.

233. Kettle A.J., Winterbourn C.C. Oxidation of hydroquinone by myeloperoxidase. Mechanism of stimulation by benzoquinone. J.Biol.Chem., 1992, 267, 8319-8324.

234. Kettle A.J., Winterbourn C.C. Superoxide modulates the activity of myeloperoxidase and optimizes the production of hypochlorous acid. Biochem.J., 1988, 252, 529-536.

235. Khan A.U., Kasha M. Chemiluminescence arising from simultaneous transitions in pairs of singlet oxygen molecules. J.Am.Chem.Soc., 1970, 92, 3293-3300.

236. Kienbaum P., Braun M., Hohlfeld T., Weber A.A., Sarbia M., Schror K. Antiatherosclerotic effects of oral naftidrofuryl in cholesterol-fed rabbits involve inhibition of neutrophil function. J.Cardiovasc.Pharmacol., 1995, 25, 774-781.

237. Klebanoff S.J., Clark R.A. The neutrophil: Function and clinical disorders. Amsterdam: Elsevier-North Holland, 1978.

238. Knipping G., Rotheneder M., Striegl G., Esterbauer H. Antioxidants and resistance against oxidation of porcine LDL subtractions. J.Lipid Res., 1990, 31, 1965-1972.

239. Koller E., Quehenberger O., Jürgens G., Wolfbeis O.S., Esterbauer H. Investigation of human plasma low density lipoprotein by three-dimensional fluorescence spectroscopy. FEBS Lett., 1986, 198, 229-234.

240. Koppenol W.H. The centennial of the Fenton reaction. Free Radic.Biol.Med, 1993, 15, 645651.

241. Koppenol W.H., Kissner R., Beckman J.S. Syntheses of peroxynitrite: to go with the flow or on solid grounds? Methods Enzymoi, 1996, 269, 296-302.

242. Kukreja R.C., Weaver A.B., Hess M.L. Sarcolemmal Na+-K+-ATPase: inactivation by neutrophil-derived free radicals and oxidants. Am.J.Physiol., 1990, 259, H1330-H1336.

243. Kukreja R.C., Weaver A.B., Hess M.L. Stimulated human neutrophils damage cardiac sarcoplasmic reticulum function by generation of oxidants. Biochim.Biophys.Acta, 1989, 990, 198-205.

244. Laemmli U.K., Farve M. Maturation of the head of bacteriophage T4. J.Mol.Biol., 1973, 80, 575-599.

245. Laggner P., Kostner G.M. Thermotropic changes in the surface structure of lipoprotein B from human-plasma low-density lipoproteins. Eur.J.Biochem., 1978, 84, 227-232.

246. Ledwozyw A., Michalak J., Stepien A., Kadziolka A. The relationship between plasmatriglycerides, cholesterol, total lipids and lipid peroxidation products during human atherosclerosis. Clinica.Chimica.Acta, 1986,155, 275-284.

247. Leeuwenburgh C., Hardy M.M., Hazen S.L., Wagner P., Oh ishi S., Steinbrecher U.P., Heinecke J.W. Reactive nitrogen intermediates promote low density lipoprotein oxidation in human atherosclerotic intima. J.Biol.Chem., 1997, 272, 1433-1436.

248. Lehr H.A., Hubner C„ Nolte D„ Finckh B., Beisiegel U., Kohlschutter A., Messmer K. Oxidatively modified human low-density lipoprotein stimulates leukocyte adherence to the microvascular endothelium in vivo. Res.Exp.Med Berl., 1991, 191, 85-90.

249. Lelli J.L.J., Pradhan S., Cobb L.M. Prevention of postischemic injury in immature intestine by deferoxamine. J.Surg.Res., 1993, 54, 34-38.

250. Lenz M.L., Hughes H., Mitchell J.R., Via D.P., Guyton J.R., Taylor A.A., Gotto A.M.J., Smith C.V. Lipid hydroperoxy and hydroxy derivatives in copper-catalyzed oxidation of low density lipoprotein. J.Lipid Res., 1990, 31, 1043-1050.

251. Liao L., Aw T.Y., Kvietys P.R., Granger D.N. Oxidized LDL-induced microvascular dysfunction. Dependence on oxidation procedure. Arterioscler.Thromb.Vasc.Biol., 1995, 15, 2305-2311.

252. Liao L., Granger D.N. Modulation of oxidized low-density lipoprotein-induced microvascular dysfunction by nitric oxide. Am.J.Physiol., 1995, 268, H1643-H1650.

253. Lindgren F.T. Preparative ultracentrifugal laboratory procedures and suggestions for lipoprotein analysis. In: Analisis of lipids and lipoproteins, Ed. Perkins E.G., Champaign (111.): Amer. Oil. Chemists' Soc., 1975, 204-224.

254. Lister M.W., Rosenblum P. The oxidation of nitrite and iodate ions by hypochlorite ions. Can.J.Chem., 1961, 39, 1645-1651.

255. Long C.A., Bielski B.H.J. Rate of reaction of superoxide radical with chloride-containing species. J.Phys.Chem., 1980, 84, 555-557.

256. Lowry O.H., Rosebrough N.J., Farr A.L., Randall R.J. Protein measurement with the Folin phenol reagent. J.Biol.Chem., 1951, 193, 265-275.

257. Ludwig P.W., Hunninghake D.B., Hoidal J.R. Increased leucocyte oxidative metabolism in hyperlipoproteinaemia. Lancet, 1982, 2, 348-350.

258. Lund-Katz S., Hammerschlag B., Phillips M.C. Kinetics and mechanism of free cholesterol exchange between human serum high- and low-density lipoproteins. Biochemistry, 1982, 21, 2964-2969.

259. Luyt D.K., Richards G.A., Roode H., Dowdeswell R.J., van Rensburg A.J., Reinach S.G. Thalassemia: lung function with reference to iron studies and reactive oxidant status. Pediatr.Hematol.Oncol., 1993, 10, 13-23.

260. Maiorino M., Gregolin C., Ursini F. Phospholipid hydroperoxide glutathione peroxidase. Methods Enzymol., 1990, 186, 448-457.

261. Malle E., Hazell L., Stocker R., Sattler W., Esterbauer H., Waeg G. Immunologie detection and measurement of hypochlorite-modified LDL with specific monoclonal antibodies. Arterioscler. Thromb. Vasc.Biol., 1995, 15, 982-989.

262. Malle E., Woenckhaus C., Waeg G., Esterbauer H., Grone E.F., Grone H.J. Immunological evidence for hypochlorite-modified proteins in human kidney. Am.J.Pathol., 1997, 150, 603615.

263. Marietta M.A., Yoon P.S., lyenger R., Leaf C.D., Wishok J.S. Macrophage oxidation of L-arginine to nitrite and nitrate: nitric oxide is an intermediate. Biochemistry, 1988, 27, 87068711.

264. Mashino T., Fridovich I. Reactions of hypochlorite with catalase. Biochim.Biophys.Acta, 1988, 956, 63-69.

265. Matheson N.R., Travis J. Differential effects of oxidizing agents on human plasma ar proteinase inhibitor and human neutrophil myeloperoxidase. Biochemistry, 1985, 24, 19411945.

266. Matsuoka T., Kato M., Kako K.J. Effect of oxidants on Na+,K+-ATPase and its reversal. Basic.Res.Cardiol., 1990, 85, 330-341.

267. Matz J., Andersson T.L., Ferns G.A., Anggard E.E. Dietary vitamin E increases the resistance to lipoprotein oxidation and attenuates endothelial dysfunction in the cholesterol-fed rabbit. Atherosclerosis, 1994, 110, 241-249.

268. McGorisk G.M., Treasure C.B. Endothelial dysfunction in coronary heart disease. Curr. Opin. Cardiol., 1996, 11, 341 -350.

269. McMurray H.F., Parthasarathy S., Steinberg D. Oxidatively modified low density lipoprotein is a chemoattractant for human T lymphocytes. J.Clin.Invest., 1993, 92, 1004-1008.

270. Mehlhorn P.J., Packer L. Membrane surface potential measurements with amphiphilic spin labels. Methods Enzymol., 1979, 56, 515-526.

271. Menasche P., Antebi H., Alcindor L.G., Teiger E., Perez G., Giudicelli Y., Nordmann R., Piwnica A. Iron chelation by deferoxamine inhibits lipid peroxidation during cardiopulmonary bypass in humans. Circulation, 1990, 82, IV390-IV396.

272. Merkel P.B., Nilsson R., Kearns D.R. Deuterium effects on singlet oxygen lifetimes in solutions. A new test of singlet oxygen reactions. J.Am.Chem.Soc., 1972, 94, 1030-1031.

273. Metzger J.O. Herstellung (Erzeugung) von Radikalen durch homolytische Spaltung vonC.H-Bindungen mit Radikalen. In: Houben-Weyl. Methoden der Organischen Chemie. 4. Auflage, Bd. E19a, C-Radikale, Georg-Thieme Verlag, Stuttgart-New York, 1989, 60-145.

274. Michaelis J., Vissers M.C., Winterbourn C.C. Different effects of hypochlorous acid on human neutrophil metalloproteinases: activation of collagenase and inactivation of collagenase and gelatinase. Arch.Biochem.Biophys., 1992, 292, 555-562.

275. Miller N.J., Sampson J., Candeias L.P., Bramley P.M., Rice-Evans C.A. Antioxidant activitiesof carotenes and xanthophylls. FEBS Lett., 1996, 384, 240-242.

276. Monboisse J.C., Borel J.P. Oxidative damage to collagen. EXS, 1992, 62, 323-327.

277. Moncada S., Higgs E.A. Endogenous nitric oxide: physiology, pathology and clinical relevance. Eur.J.CIin.lmvest., 1991, 21, 361-374.

278. Morris J.C. The acid ionization constant of HOCI from 5 to 35°C. J.Phys.Chem., 1966, 70, 3798-3805.

279. Morrisett J.D., Jackson R.L., Gotto A.M. Lipid-protein interactions in the plasma lipoproteins. Biochim.Biophys.Acta, 1977, 472, 93-133.

280. Motchnik P.A., Frei B., Ames B.N. Measurement of antioxidants in human blood plasma. Methods EnzymoL, 1994, 234, 269-279.

281. Mowri H., Ohkuma S., Takano T. Monoclonal DLRIa/104G antibody recognizing peroxidized lipoproteins in atherosclerotic lesions. Biochim.Biophys.Acta, 1988, 963, 208-214.

282. Myant N.B. The catabolism of low-density lipoprotein by the LDL-receptor-lysosomal system. In: Lysosomes: Biology and Pathology. 1984, 7, 261-296.

283. Nakamori K., Koyama I., Nakamura T., Yoshida T., Umeda M., Inoue K. Effectiveness of taurine in protecting biomembrane against oxidant. Chem.Pharm.Bull.Tokyo., 1990, 38, 31163119.

284. Okabe H., Yamamoto T., Kita M. et al. Lipid peroxides in ageing and atherosclerosis. J. Clin. Chem. Clin.Biochem., 1981, 19, 789-790.

285. O'Leary V.J., Darley Usmar V.M., Russell L.J., Stone D. Pro-oxidant effects of lipoxygenase-derived peroxides on the copper-initiated oxidation of low-density lipoprotein. Biochem.J., 1992, 282, 631-634.

286. Ontko J.A. Physical and chemical changes in isolated chylomicrons: Prevention by EDTA. J.Lipid Res., 1970, 11, 367-375.

287. Packard C.J., Shepherd J. Low-density lipoprotein receptor pathway in man: Its role in regulating plasma low-density lipoprotein levels. Atheroscler.Rev., 1983,11, 29-63.

288. Paganga G., Rice Evans C., Rule R., Leake D. The interaction between ruptured erythrocytes and low-density lipoproteins. FEBS Lett., 1992, 303, 154-158.

289. Palmer R.M. The L-arginine: nitric oxide pathway. Curr.Opin.Nephrol.Hypertens., 1993, 2, 122-128.

290. Palozza P., Krinsky N.I. Antioxidant effects of carotenoids in vivo and in vitro: an overview.

291. Methods Enzymol., 1992, 213, 403-420.

292. Panasenko O.M., Arnhold J., Vladimirov Yu.A., Arnold K., Sergienko V.I. Hypochlorite-induced peroxidation of egg yolk phosphatidylcholine is mediated by hydroperoxides. Free Rad.Res., 1997, 27, 1-12.

293. Panasenko O.M., Briviba K., Klotz L.-O., Sies H. Oxidative modification and nitration of human low-density lipoproteins by the reaction of hypochlorous acid with nitrite. Arch.Biochem.and Biophys., 1997, 343, 254-259.

294. Panasenko O.M., Evgina S.A., Driomina E.S., Sharov V.S., Sergienko V.I., Vladimirov Yu.A. Hypochlorite induces lipid peroxidation in blood lipoproteins and phospholipid liposomes. Free Radic.Biol.Med., 1995, 19, 133-140.

295. Panasenko O.M., Vol'nova T.V., Osipov A.N., Azizova O.A., Vladimirov Yu.A. Free-radical generation by monocytes and neutrophils: a possible cause of plasma lipoprotein modification. Biomed.Sci., 1991, 2, 581-589.

296. Papa L.R., McCauley P.T. Hypochlorite-serum reaction products inhibit porcine vascular endothelial cell growth in culture. Artery, 1985,13, 50-60.

297. Parthasarathy S., Printz D.S., Boyd D., Joy L., Steinberg D. Macrophage oxidation of low density lipoprotein generates a modified from recognized by the scavenger receptor. Arteriosclerosis, 1986, 6, 505-510.

298. Peng S.K., Hu B., Morin R.J. Angiotoxicity and atherogenicity of cholesterol oxides. J.Clin.Lab.Anal., 1991, 5, 144-152.

299. Penner M.H., Osuga D.T., Meares C.F., Feeney R.E. The interaction of anions with native and phenylglyoxal-modified human serum transferrin. Arch.Biochem.Biophys., 1987, 252, 714.

300. Peppin G.J., Weiss S.J. Activation of the endogenous metalloproteinase, gelatinase, by triggered human neutrophils. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A., 1986, 83, 4322-4326.

301. Plane F., Kerr P., Bruckdorfer K.R., Jacobs M. Inhibition of endothelium-dependent relaxation by oxidized low-density lipoproteins. Biochem.Soc.Trans., 1990, 18, 1177-1178.

302. Pownall H.J., Massey J.B., Sparrow J.T., Gotto A.M. Lipid-protein interactions and lipoprotein reassembly. In: Plasma Lipoproteins. Ed. A.M.Gotto. New York: Elsevier, 1987, 95127.

303. Prasad K., Kapoor R., Kalra J. Methionine in protection of hemorrhagic shock: role of oxygen free radicals and hypochlorous acid. Circ. Shock, 1992, 36, 265-276.

304. Price C.C., Sears C.A. Nitryl chloride as a nitrating agent. J.Am.Chem.Soc., 1953, 75, 32763277.

305. Pryor W.A. Oxy-radicals and related species: Their formation, lifetimes, and reactions. Annu.Rev.Physiol., 1986, 48, 657-667.

306. Pryor W.A. The formation of free radicals and the consequences of their reactions in vivo. Photochem.Photobiol., 1978, 28, 787-801.

307. Puhl H., Waeg G., Esterbauer H. Methods to determine oxidation of low-density lipoproteins. Methods Enzymol., 1994, 233, 425-441.

308. Ramezanian M.S., Padmaja S., Koppenol W.H. Nitration and hydroxylation of phenolic compaunds by peroxynitrite. Chem.Res.Toxicol., 1996, 9, 232-240.

309. Rankin S.M., Leake D.S. The modification of low-density lipoproteins by macrophages in relation to atherosclerosis. Biochem.Soc.Trans., 1987, 15, 485-486.

310. Raschke P., Brcker B.F., Leipert B., Schwartz L.M., Zahler S., Gerlach E. Postischemic dysfunction of the heart induced by small numbers of neutrophils via formation of hypochlorous acid. Bas.Res.Cardiol., 1993, 88, 321-339.

311. Raschke P., Massoudy P., Brcker B.F. Taurine protects the heart from neutrophil-induced reperfusion injury. Free Radic.Biol.Med., 1995, 19, 461-471.

312. Rice-Evans C., Leake D., Bruckdorfer K.R., Diplock A.T. Practical approaches to low density lipoprotein oxidation: whys, wherefores and pitfalls. Free Radic.Res., 1996, 25, 285-311.

313. Rider L.G., Niedel J.C. Diacylglycerol accumulation and superoxide anion production in stimulated human neutrophils. J.Biol.Chem., 1987, 262, 5603-5608.

314. Ryu B.H., Mao F.W., Lou P., Gutman R.L., Greenspan P. Cholesteryl ester accumulation in macrophages treated with oxidized low density lipoprotein. Biosci.Biotechnol.Biochem., 1995, 59, 1619-1622.

315. Saari H., Sorsa T., Lindy O., Suomalainen K., Halinen S., Konttinen Y.T. Reactive oxygen species as regulators of human neutrophil and fibroblast interstitial collagenases. Int.J.Tissue React., 1992, 14, 113-120.

316. Salmon S., Maziere C., Theron L., Beucler J., Ayraulz-Jarrier M., Goldstein S., Plonovski J. Immunological detection of low-density lipoproteins modified by malondialdehyde in vitro or in vivo. Biochim.Biophys.Acta, 1987, 920, 215-220.

317. Salmon S., Maziere J.C., Santus R., Morliere P. A mechanistic study of the interaction of UVB radiations with human serum lipoproteins. Biochim.Biophys.Acta, 1991, 1086, 1-6.

318. Scaccini C., Jialal I. LDL modification by activated polymorphonuclear leukocytes: a cellular model of mild oxidative stress. Free Radic.Biol.Med, 1994, 16, 49-55.

319. Schiller J., Arnhold J., Arnold K. Action of hypochlorous acid on polymeric components of260cartilage. Use of 13C-NMR spectroscopy. Z.Naturforsch., 1995, 50c, 721-728.

320. Schiller J., Arnhold J., Grunder W., Arnold K. The action of hypochlorous acid on polymeric components of cartilage. Biol.Chem.Hoppe Seyler, 1994, 375, 167-172.

321. Schraufstatter I., Hyslop P.A., Jackson J.H., Cochrane C.G. Oxidant-induced DNA damage of target cells. J.CIin.lnvest, 1988, 82, 1040-1050.

322. Schraufstatter I.U., Browne K., Harris A., Hyslop P.A., Jackson J.H., Quehenberger O., Cochrane C.G. Mechanisms of hypochlorite injury of target cells. J.CIin.lnvest., 1990, 85, 554562.

323. Schreier-Muccillo S., Marsh D., Smith I.C.P. Monitoring the permeability profile of lipid membranes with spin probes. Arch.Biochem.Biophys., 1976,172, 1-11.

324. Schuh J., Fairclough G.F., Haschemeyer R.H. Oxygen-mediated hererogeneity of apo-low-density lipoprotein. Proc.Nat.Acad.Sci.USA, 1978, 75, 3173-3177.

325. Schultz Y., Kaminver K. Myeloperoxidase of the leukocyte of normal human blood. Content and localization. Arch.Biochem., 1962, 96, 465-467.

326. Seeverens H.J., Tijhuis G.J., Ruijs G.J., Kazzaz B.A., Kauffmann R.H. Dialysis associated mucormycosis and desferrioxamine treatment: a case report with review of the role of oxygen radicals. Neth.J.Med., 1992, 41, 275-279.

327. Sepe S.M., Clark R.A. Oxidant membrane injury by the neutrophil myeloperoxidase system.

328. Characterization of a liposome model and injury by myeloperoxidase, hydrogen peroxide, and halides. J.Immunol., 1985, 134, 1888-1895.

329. Sepe S.M., Clark R.A. Oxidant membrane injury by the neutrophil myeloperoxidase system.

330. Injury by stimulated neutrophils and protection by lipid-soluble antioxidants. J.Immunol., 1985, 134, 1896-1901.

331. Shaish A., Daugherty A., O'Sullivan F., Schonfeld G., Heinecke J.W. Beta-carotene inhibits atherosclerosis in hypercholesterolemic rabbits. J.CIin.lnvest., 1995, 96, 2075-2082.

332. Sharonov B.P., Churilova I.V. Inactivation and oxidative modification of Cu,Zn superoxide dismutase by stimulated neutrophils: the appearance of new catalytically active structures. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1992, 189, 1129-1135.

333. Sharonov B.P., Govorova N.I., Lyzlova S.N. A comparative study of serum proteins ability to scavenge active oxygen species: "02". and OCI". Biochem.lnt., 1988, 17, 783-790.

334. Sharonov B.P., Govorova N.I., Lyzlova S.N. Carnosine as a potential scavenger of oxidants generated by stimulated neutrophils. Biochem.lnt., 1990, 21, 61-68.

335. Sharonov B.P., Govorova N.I., Lyzlova S.N. Serum protein degradation by hypochlorite. Biochem.lnt., 1989, 19, 27-35.

336. Sies H., de Groot H. Role of reactive oxygen species in cell toxicity. Toxicol.Lett., 1992, 6465 Spec No, 547-551.

337. Sies H., Stahl W., Sundquist A.R. Antioxidant functions of vitamins. Vitamins E and C, beta261carotene, and othercarotenoids. Ann.N.Y.Acad.Sei., 1992, 669, 7-20.

338. Simon B.C., Cunningham L.D., Cohen R.A. Oxidized low density lipoproteins cause contraction and inhibit endothelium-dependent relaxation in the pig coronary artery. J.Clin.Invest., 1990, 86, 75-79.

339. Smith R.J., Speziale S.C., Bowman B.J. Properties of interleukin-1 as a complete secretogen for human neutrophils. Biochem.Biophys.Res.Commun., 1985, 130, 1233-1240.

340. Soriani M., Mazzuca S., Quaresima V., Minetti M. Oxidation of desferrioxamine to nitroxide free radical by activated human neutrophils. Free Radic.Biol.Med., 1993,14, 589-599.

341. Spady D.K., Huettinger M., Bilheimer D.W., Dietschy J.M. Role of receptor-independent low density lipoprotein transport in the maintenance of tissue cholesterol balance in the normal and WHHL rabbit. J.Lipid Res., 1987, 28, 32-41.

342. Srivastava S.K., Lai A.K., Ansari N.H. Defense system of red blood sells against oxidative damage. In: Red blood cell and lens metabolism. Ed. Srivastava S.K., New York: Elsevier,1986, 123-127.

343. Stahl W., Sies H. Separation of geometrical isomers of beta-carotene and lycopene. Methods Enzymol., 1994, 234, 388-400.

344. Stark J.A., Henderson A.R. In vitro effect of elastase and cathepsin G from human neutrophils on creatine kinase and lactate dehydrogenase isoenzymes. Clin.Chem., 1993, 39, 986-992.

345. Steinbrecher U.P. Oxidation of human low density lipoprotein results in derivatization of lysine residues of apolipoprotein B by lipid peroxide decomposition products. J.Biol.Chem.,1987, 262, 3603-3608.

346. Steinbrecher U.P. Role of superoxide in endothelial-cell modification of low-density lipoproteins. Biochim.Biophys.Acta, 1988, 959, 20-30.

347. Steinbrecher U.P., Witztum J.L., Parthasarathy S., Steinberg D. Decrease in reactive amino grups during oxidation or endothelial cell modification of LDL. Arteriosclerosis, 1987, 7, 135143.

348. Stelmaszynska T., Kukovetz E., Egger G., Schaur R.J. Possible involvement of myeloperoxidase in lipid peroxidation. Int.J.Biochem., 1992, 24, 121-128.

349. Stocker R., Bowry V.W., Frei B. Ubiquinol-10 protects human low density lipoprotein more efficiently against lipid peroxidation than does alpha-tocopherol. Proc.Natl.Acad.Sci.USA, 1991, 88, 1646-1650.

350. Stocker R., Peterhans E. Antioxidant properties of conjugated bilirubin and biliverdin: biologically relevant scavenging of hypochlorous acid. Free Radic.Res.Commun., 1989, 6, 57262

351. Sulyok S., Bar-Pollak Z., Feher E., Kemenes I., Feher J. Liver lipid peroxidation induced by cholesterol and its treatment with a dihydroquinoline-type free radical scavenger in rabbits. Acta Physiol.Hung., 1984, 64, 437-442.

352. Suzuki S., Kaneko M., Chapman D.C., Dhalla N.S. Alterations in cardiac contractile proteins due to oxygen free radicals. Biochim.Biophys.Acta, 1991, 1074, 95-100.

353. Swern D„ Billen G.N., FindleyT.W., Scanlan J.T. J.Am.Chem.Soc., 1945, 67, 1786-1789.

354. Szczeklik A., Gryglewski R.J. Low density lipoproteins (LDL) are carriers for lipid peroxides and inhibit prostacyclin (PGI2) biosyntesis in arteries. Artery, 1980, 7, 488-495.

355. Takahashi M., Ikeda H., Sato E.F., Akimaru K., Edamatsu R., Inoue M., Utsumi K. Stimulus-specific enhancement of luminol chemiluminescence in neutrophils by phosphatidylserine liposomes. Arch.Biochem.Biophys., 1992, 298, 43-48.

356. Takahashi M., Yui Y., Yasumoto H., Aoyama T., Morishita H., Hattori R., Kawai C. Lipoproteins are inhibitors of endothelium-dependent relaxation of rabbit aorta. Am.J.Physiol., 1990, 258, H1-H8.

357. Takahashi R., Edashige K., Sato E.F., Inoue M., Matsuno T., Utsumi K. Luminol chemiluminescence and active oxygen generation by activated neutrophils. Arch.Biochem.Biophys., 1991, 285, 325-330.

358. Tamir S., deRojas Walker T., Wishnok J.S., Tannenbaum S.R. DNA damage and genotoxicity by nitric oxide. Methods Enzymol., 1996, 269, 230-243.

359. Tanner F.C., Boulanger C.M., LuscherT.F. Endothelium-derived nitric oxide, endothelin, and platelet vessel wall interaction: alterations in hypercholesterolemia and atherosclerosis. Semin. Thromb.Hemost., 1993, 19, 167-175.

360. Terada L.S., Beehler C.J., Banerjee A., Brown J.M., Grosso M.A., Harken A.H., McCord J.M., Repine J.E. Hyperoxia and self- or neutrophil-generated 02 metabolites inactivate xanthine oxidase. J.Appl.Physiol., 1988, 65, 2349-2353.

361. Thomas M.J., Smith S., Pang J.A. The use of water-soluble radical scavengers to detect hydroxyl radical formation by polymorphonuclear leukocytes. Free Radic.Res.Commun., 1991, 12-13 Pt1, 53-57.

362. Toussaint H. Verhalten der Chlorsäure und ihre Analyse. Annalen der Chemie und Pharmacie, 1866, 137, 114-117.

363. Van den Berg J.J., Winterbourn C.C., Kuypers F.A. Hypochlorous acid-mediated modification of cholesterol and phospholipid: analysis of reaction products by gaschromatography-mass spectrometry. J.Lipid Res., 1993, 34, 2005-2012.

364. Van der Vliet A., Hu M.L., O'Neill C.A., Cross C.E., Halliwell B. Interactions of human blood plasma with hydrogen peroxide and hypochlorous acid. J.Lab.Clin.Med, 1994, 124, 701-707.

365. Van Hinsbergh V.W.M., Scheffer M., Havekes L., Kempen H.J.M. Role of endothelial cells and their products in the modification of low-density lipoproteins. Biochim.Biophys.Acta, 1986, 878, 49-64.

366. Van Rensburg C.E., Van Staden A.M., Anderson R. Inactivation of poly (ADP-ribose) polymerase by hypochlorous acid. Free Radic.Biol.Med., 1991, 11, 285-291.

367. Van Rensburg C.E., Van Staden A.M., Anderson R., Van Rensburg E.J. Hypochlorous acid potentiates hydrogen peroxide-mediated DNA-strand breaks in human mononuclear leucocytes. Mutat.Res., 1992, 265, 255-261.

368. Van Zyl J.M., Basson K., Kriegler A., Van der Walt B.J. Activation of chlorpromazine by the myeloperoxidase system of the human neutrophil. Biochem.Pharmacol., 1990, 40, 947-954.

369. Vaskovsky V.E., Kostetsky E.J., Vasendin J.M. A universal reagent for phospholipid anasysis. J.Chromatogr., 1975, 114, 129-141.

370. Venge P., Foucard T., Henriksen J. Serum levels of lactoferrin, lysozyme and myeloperoxidase in normal, infection-prone and leukemic children. Clin.Chim.Acta, 1984, 136, №213, 121-130.

371. Vissers M.C., Fantone J.C. Inhibition of hypochlorous acid-mediated reactions by desferrioxamine. Implications for the mechanism of cellular injury by neutrophils. Free Radic.Biol.Med., 1990, 8, 331-337.

372. Vissers M.C., Winterbourn C.C. Myeloperoxidase-dependent oxidative inactivation of neutrophil neutral proteinases and microbicidal enzymes. Biochem.J., 1987, 245, 277-280.

373. Vissers M.C., Winterbourn C.C. Oxidation of intracellular glutathione after exposure of human red blood cells to hypochlorous acid. Biochem.J., 1995, 307, 57-62.

374. Vissers M.C., Winterbourn C.C. Oxidative damage to fibronectin. I. The effects of the neutrophil myeloperoxidase system and HOCI. Arch.Biochem.Biophys., 1991, 285, 53-59.

375. Vladimirov Yu.A., Olenev V.I., Suslova T.B., Cheremisina Z.P. Lipid peroxidation in mitochondrial membrane. Adv. Lipid Res., 1980, 17, 173-249.

376. Vogt W., Hesse D. Oxidants generated by the myeloperoxidase-halide system activate thefifth component of human complement, C5. Immunobiology, 1994, 192, 1-9.

377. Weiss S.J. Neutrophil-mediated methemoglobin formation in the erythrocyte. The role of superoxide and hydrogen peroxide. J.Biol.Chem., 1982, 257, 2947-2953.

378. Weiss S.J., Klein R., Slivka A., Wei M. Chlorination of taurine by human neutrophils: Evidence for hypochlorous acid generated. J.Clin.Invest., 1982, 70, 598-607.

379. Weiss S.J., LoBuglio A.F. Biology of disease. Phagocyte-generated oxygen metabolites and cellular injury. Lab.lnvest., 1982, 47, 5-18.

380. Weiss S.J., Peppin G., Ortiz X., Ragsdale C., Test S.T. Oxidative autoactivation of latent collagenase by human neutrophils. Science, 1985, 227, 747-749.

381. Weiss S.J., Slivka A. Monocyte and granulocyte-mediated tumor cell destruction. A role for the hydrogen peroxide-myeloperoxidase-chloride system. J.Clin.Invest., 1982, 69, 255-262.

382. Wiberg N. Lehrbuch der Anorganische Chemie. Berlin-New York: Walter de Gruyter. 1985, 422-425.

383. Wieland E., Brandes A., Armstrong V.W., Oellerich M. Oxidative modification of low density lipoproteins by human polymorphonuclear leukocytes. Eur.J.CIin.Chem.Clin. Biochem., 1993, 31, 725-731.

384. Williams D.L.H. Nitrosation, Cambridge: Cambridge University Press, 1988.

385. Wink D.A., Grisham M.B., Mitchell J.B., Ford P.C. Direct and indirect effects of nitric oxide in chemical reactions relevant to biology. Methods Enzymol., 1996, 268, 12-31.

386. Winterbourn C.C. Comparative reactivities of various biological compounds with myeloperoxidase-hydrogen peroxide-chloride, and similarity of the oxidant to hypochlorite. Biochim. Biophys. A eta, 1985, 840, 204-210.

387. Winterbourn C.C., Carr A.C. Myeloperoxidase-dependent loss of malondialdehyde: a limitation for detecting neutrophil-mediated lipid peroxidation. Arch.Biochem.Biophys., 1993, 302, 461-467.

388. Winterbourn C.C., Garcia R.C., Segal A.W. Production of the superoxide adduct of myeloperoxidase (compound III) by stimulated human neutrophils and its reactivity with hydrogen peroxide and chloride. Biochem.J., 1985, 228, 583-592.

389. Winterbourn C.C., Molloy A.L. Susceptibilities of lactoferrin and transferrin to myeloperoxidase-dependent loss of iron-binding capacity. Biochem.J., 1988, 250, 613-616.

390. Winterbourn C.C., Monteiro H.P., Galilee C.F. Ferritin-dependent lipid peroxidation by stimulated neutrophils: inhibition by myeloperoxidase-derived hypochlorous acid but not by endogenous lactoferrin. Biochim.Biophys.Acta, 1990, 1055, 179-185.

391. Winterbourn C.C., van den Berg J.J., Roitman E., Kuypers F.A. Chlorohydrin formation from unsaturated fatty acids reacted with hypochlorous acid. Arch.Biochem.Biophys., 1992, 296, 547-555.

392. Woenckhaus C., Kaufmann A., Bussfeld D., Gemsa D., Sprenger H., Grone H.J. Hypochlorite-modified LDL: chemotactic potential and chemokine induction in human monocytes. Clin.Immunol.Immunopathol., 1998, 86, 27-33.

393. Wu K.K., Thiagarajan P. Role of endothelium in thrombosis and hemostasis. Annu.Rev.Med, 1996, 47, 315-331.

394. Yla-Herttuia S., Jaakkola O., Ehnholm C., Tikkanen M.J., Solakivi T., Sarkiojo T., Nikkari T. Characterization of two lipoproteins containing apolipoproteins B and E from lesion-free human aortic intima. J.Lipid Res., 1988, 29, 563-572.

395. Yu L.W., Latriano L., Duncan S., Hartwick R.A., Witz G. High-performance liquid chromatography analysis of the thiobarbituric acid adducts of malondialdehyde and trans, frans-muconaldehyde. Anal.Biochem., 1986,156, 326-330.

396. Zgliczynsky J.M., Stelmaszynska T., Domanski J., Ostrowski W. Chloramines as intermediates of oxidation reaction of amino acids by myeloperoxidase. Biochim.Biophys.Acta, 1971, 235, 419-424.

397. Zhang H., Yang Y., Steinbrecher U.P. Structural requirements for the binding of modified proteins to the scavenger receptor of macrophages. J.Biol.Chem., 1993, 268, 5535-5542.

398. Zweier J.L., Kuppusamy P., Lutty G.A. Measurement of endothelial cell free radical generation: Evidence for a central mechanism of free radical injury in postischemic tissues. Proc. Nat. A cad. Sci. USA, 1988, 85, 4046-4050.