Физико-химические и биологические свойства матрикса на основе бактериального полимера для биоискусственных органов и тканей тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.02, кандидат физико-математических наук Егорова, Валентина Александровна

• Егорова, Валентина Александровна
• кандидат физико-математических наук
• 2005

Оглавление диссертации кандидат физико-математических наук Егорова, Валентина Александровна

ВВЕДЕНИЕ.

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

§ 1. Разновидности матриксов для тканевой инженерии.

1.1. Имплантируемые матриксы.

1.1.1. Иммуноизолирующие системы.

1.1.2. Открытые системы.

1.2. Экстракорпоральные системы.

§ 2. Биодеградируемые полимерные материалы для биоискусственных органов и тканей.

2.1. Синтетические биодеградируемые материалы.

2.2. Материалы природного происхождения.

2.3. Полиоксибутират и его сополимеры.

2.3.1. Физико-химические свойства.

2.3.2. Биодеградация.

2.3.3. Биосовместимые свойства.

2.3.4. Изделия на основе полиоксибутирата и их применение в медицине.

§ 3. Модифицирование полимерных материалов для тканевой инженерии.

Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

§1. Материалы.

§2. Методы оценки физико-химических и физико-механических свойств образцов матриксов.

2.1. Метод сканирующей электронной микроскопии.

2.2. Метод атомно-силовой микроскопии.

2.3. Метод Фурье-ИК спектроскопии многократно нарушенного полного внутреннего отражения.

2.4. Метод контактного угла смачивания для определения гидрофильности поверхности матриксов.

2.5. Метод исследования физико-механических свойств матриксов.

2.6. Спектрофотометрический метод регистрации высвобождения высокомолекулярного гидрофильного пластификатора.

§3. Методы оценки медико-биологических свойств матриксов.

3.1. Санитарно-химические испытания.

3.2. Медико-биологические исследования.

3.2.1. Испытания в условиях in vitro.

3.2.2. Испытания в условиях in vivo.

3.2.3. Испытания на стерильность.

3.3 Исследование гемосовместимых свойств.

3.3.1. Количество и морфология адгезированных тромбоцитов.

3.3.2. Спектрофотометрический метод определения степени активации системы комплемента.

§4. Методы исследования биологической функциональности матриксов in vitro и in vivo.

4.1. Культивирование стволовых клеток костного мозга крыс на образце матрикса.

4.2. Оценка роста и распластывания фибробластов мыши линии L929 на поверхности матрикса с использованием метода конфокальной микроскопии.

4.3. Экспериментальные модели in vivo механических повреждений скелетной мышцы крыс и глубоких ожоговых ран.

Глава 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

§1. Состав и методика изготовления пленочного биодеградируемого матрикса.

1.1. Приготовление эластичных пленок.

1.2. Выбор оптимального состава.

§2. Морфология и физико-химические свойства ЭластоПОБ.

§3. Медико-биологические свойства ЭластоПОБ.

3.1. Санитарно-химические испытания.

3.2. Медико-биологические исследования.

3.3. Исследования на гемосовместимость.

§4. Биологическая функциональность ЭластоПОБ in vitro и in vivo.

4.1. Культивирование стволовых клеток костного мозга крыс и фибробластов мыши линии L929 на образце ЭластоПОБ in vitro.

4.2 Функциональные свойства ЭластоПОБ in vivo.

4.2.1. Восстановительная терапия механических повреждений скелетной мышцы крыс.

4.2.2. Восстановительная терапия глубоких ожоговых ран.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Физико-химические и биологические свойства матрикса на основе бактериального полимера для биоискусственных органов и тканей»

Актуальность работы

Анализ работ в области трансплантологии и искусственных органов, появившихся к концу XX - началу XXI столетия, дает основание говорить о том, что ученые пока не пришли к формированию искусственной биосовместимой поверхности, аналогичной по своим свойствам, например, интиме кровеносных сосудов. Исследователи также далеки от создания искусственных органов на основе только синтетических материалов с заданными и контролируемыми свойствами. В связи с этим, в последние годы основной акцент сделан на использование технологий генной и клеточной (в зарубежной литературе - тканевой) инженерии для разработки материалов и имплантатов, наделенных структурой и функцией биологических тканей. Такие имплантаты и системы стали называть биоискусственными или гибридными [37, 38, 125]. Биоискусственные системы представляют собой сочетание биостабильного или биодеградируемого матрикса (каркаса, носителя) на основе материалов различной природы и нативных биологических структур (например, биологически активных молекул, факторов роста клеток, белков плазмы крови, функционирующих клеток различных органов и тканей) [5, 28].

Одной из ключевых проблем в создании биоискусственных материалов и органов является разработка двухмерных (пленочных) и трехмерных (губки, гели) матриксов {синонимы: матрицы, каркасы, носители). Существенным недостатком известных по открытой печати зарубежных матриксов (DegraPol/btc® - композит полиоксиалканоатов с полиуретанами [139], Vicril™ - сополимер молочной и гликолевой кислот [67], синтетический гетерогенный гидрогель Neurogel™ - полимер [Ы-(2-гидроксипропил)~ метакриламида] [165] и PuraMatrix™ на основе олигопептидных фрагментов) [180] является то, что они полностью или частично состоят из синтетических полимерных материалов. Это, несомненно, отрицательно влияет на их биологическую безопасность, увеличивает вероятность образования рубцовых тканей и опухолей, что и сдерживает их внедрение в клиническую практику.

Трансплантация стволовых клеток, а также дифференцированных клеток органов и тканей является наиболее перспективным направлением в современной трансплантологии и обещает стать мощным инструментом в лечении разнообразных заболеваний. Актуальной остается разработка технологий, позволяющих прицельно доставлять жизнеспособные клетки в патологический очаг, удерживать их там и создавать им условия для нормального функционирования. Ряд протоколов предписывает введение суспензии клеток в кровяное русло или в очаг поражения [15, 16, 24, 29]. Данные методики имеют ряд ограничений и недостатков, наиболее существенными из которых являются сложность контроля локализации клеток в месте повреждения и их низкая жизнеспособность [96]. Трансплантация клеток на имплантатах-носителях может существенно повысить эффективность данного способа восстановления функций жизненно важных органов и тканей [28].

Наибольший интерес для разработки биоискусственных систем представляют полимеры природного происхождения и их производные: альгинаты, коллаген, желатин, хитозан, гиалуроновая кислота, полиэфиры бактериального происхождения. Многие биополимеры, обладая высокой биосовместимостью, являются также высокоэффективными биостимуляторами. При имплантации они расщепляются на более простые соединения, которые выводятся из организма, либо принимают активное участие в метаболизме на клеточном уровне.

Одними из перспективных полимеров медицинского назначения являются полиэфиры бактериального происхождения: гомополимеры Р~ оксимасляной кислоты (полиоксибутират) и оксиоктановой кислоты, а также двухкомпонентные сополимеры р-оксибутирата и Р-оксивалерата, обладающие термопластичностью и биодеградируемостью, а также широким набором физико-химических и физико-механических свойств. [5]. Область применения бактериальных полимерных материалов для медико-биологических целей включает изготовление шовных и перевязочных материалов, биосовместимых покрытий для имплантатов, контролируемых систем доставки лекарственных веществ и др.

Известны единичные попытки использования бактериальных полимеров в качестве носителей для культивирования и трансплантации клеток органов и тканей [5, 49, 155]. Однако полиоксибутират и его сополимеры относятся к гидрофобным полимерам, что отрицательно влияет на прикрепление и пролиферацию клеток. Кроме того, общеизвестными недостатками образцов гомополимера и сополимеров являются хрупкость и недостаточная эластичность, существенно 01раничивающие их применение.

Нами было высказано предположение, что введение в состав бактериального полимера высокомолекулярного гидрофильного агента улучшит механические свойства и повысит гидрофильность материала без ухудшения биосовместимых свойств биополимера.

Цель работы

Целью работы является разработка и исследование физико-химических и биологических свойств биодеградируемого матрикса на основе бактериального полимера для трансплантации клеток.

Основные задачи работы

Исходя из поставленной цели, задачи работы сводились к следующему:

1. Разработка технологии получения пленочного биодеградируемого матрикса;

2. Исследование физико-химических свойств матрикса; и

3. Доказательство биосовместимости матрикса в соответствии с межгосударственными стандартами ГОСТ Р ИСО 10 993;

4. Исследование в условиях in vitro влияния матрикса на процессы прикрепления и пролиферации культур фибробластов и стволовых клеток животных;

5. Доказательство возможности применения матрикса для восстановительной клеточной терапии в экспериментальных моделях на животных.

Научная новизна разработки

1. Разработан биополимерный пленочный матрикс, состоящий из бактериального сополимера и высокомолекулярного гидрофильного пластификатора. Матрикс получил название ЭластоПОБ.

2. Установлено наличие водородных связей между молекулами сополимера и пластификатора, что приводит к увеличению эластичности матрикса.

3. В экспериментах in vitro и in vivo доказана высокая биосовместимость лабораторных образцов ЭластоПОБ.

4. В экспериментальных моделях на животных продемонстрирована эффективность применения матрикса для восстановительной клеточной терапии.

Практическая значимость

Назначение матрикса

- Субстрат, выполняющий функции подложки и питательной среды, для культивирования клеток тканей человека и животных в условиях in vitro;

- Имплантируемый биодеградируемый матрикс для биоискусственных органов и тканей, временно выполняющий функции каркаса и питательной среды для клеток тканей различной природы (стволовые клетки, кардиомиоциты, нервные клетки, гепатоциты, хондроциты, Р-клетки, фибробласты и др.).

Возможная область применения

Приоритетной областью применения пленочного биодеградируемого матрикса на основе полимера бактериального происхождения является использование его для культивирования стволовых и предиференцированных клеток с последующей трансплантацией.

Апробация работы

Основные положения диссертации доложены и обсуждены на межинститутских семинарах Центра по исследованию биоматериалов НИИ трансплантологии и искусственных органов (2003, 2004, 2005 гг.); Российском научно-техническом семинаре по биоматериалам IX научно-технической конференции «Вакуумная наука и техника» 18-24 сентября 2004, Судак, Украина; 1-м Всероссийском научном форуме «Инновационные технологии медицины XXI века», 12-15 апреля 2005 г., Москва; XII-м Российском национальном конгрессе «Человек и лекарство», 18-22 апреля 2005, Москва.

Публикации

Результаты проведенных исследований отражены в 7 печатных работах, опубликованных в России и за рубежом.

Структура и объем диссертации

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Егорова, Валентина Александровна

ВЫВОДЫ

1. Разработан биодеградируемый пленочный материал, получивший название ЭластоПОБ, на основе бактериального сополимера поли(оксибутирата-со-оксивалерата) с ММ = 295 000-360 ООО Да и полиэтиленголя с ММ = 2000 Да в качестве высокомолекулярного гидрофильного пластификатора.

2. Показано, что введение в состав сополимера 20 мас.% полиэтиленгликоля позволило уменьшить контактный угол смачивания с 85.6 ± 0.6 до 75.2 + 0.8.

3. Методом инфракрасной спектроскопии многократно нарушенного полного внутреннего отражения выявлено наличие водородных связей между молекулами сополимера и полиэтиленгликоля, что сопровождается увеличением эластичности матрикса - уменьшением модуля Юнга с 700 + 35 МПа до 600 ± 30 МПа.

4. Методом атомно-силовой микроскопии показано, что на воздухе шероховатость поверхности ЭластоПОБ незначительно отличается от шероховатости исходного сополимера, но после инкубации в дистиллированной воде и культуральной среде снижается с 53.76 ± 2.68 нм до 13.50 ± 0.67 нм и 9.30 ± 0.46 нм, соответственно.

5. В экспериментах in vitro и in vivo, проведенных в соответствии с межгосударственными стандартамм ГОСТ Р ИСО 10 993-99 «Изделия медицинские. Оценка биологического действия медицинских изделий» доказаны высокие био- и гемосовместимые свойства образцов ЭластоПОБ.

6. В экспериментах по культивированию мезенхимальных стволовых клеток костного мозга крыс и фибробластов мыши линии L929 установлено, что процессы прикрепления и пролиферации клеток на поверхности ЭластоПОБ сопоставим с поведением клеток на поверхности культурального полистирола.

7. В экспериментальных моделях восстановительной терапии механических повреждений скелетной мышцы крыс (20 крыс породы Вистар) и глубоких ожоговых ран (35 крыс породы Вистар) показана эффективность применения ЭластоПОБ для восстановительной клеточной терапии. Иммобилизованные на ЭластоПОБ мезенхимальные клетки костного мозга пролиферируют в культуре, после трансплантации мигрируют в окружающие ткани и остаются жизнеспособными, по меньшей мере, в течение 1 месяца.

ПРАКТИЧЕСКИЕ РЕКОМЕНДАЦИИ

Имеющиеся экспериментальные данные позволяют рекомендовать пленочный материал ЭластоПОБ для дальнейшего исследования в качестве биодеградируемого имплантируемого матрикса для трансплантации клеток различной природы (стволовые клетки, кардиомиоциты, нейрональные клетки, гепатоциты, хондроциты, р-клетки, фибробласты и др.).

Перед использованием матрикса для культивирования клеток, с целью улучшения адгезии ЭластоПОБ рекомендуется выдержать в течение 1-2 часов в дистиллированной воде или культуральной среде.

При использовании матрикса ЭластоПОБ для клеточной терапии ожоговых ран с применением мезенхимальных стволовых клеток, необходимо иметь в виду, что через несколько суток после наложения на рану иммобилизованных клеток имеется вероятность скопления жидкости под матриксом из-за закупорки ее пор белковыми веществами, которые продуцируются клетками в процессе их культивирования. Таким образом, во избежание развития возможных осложнений матрикс следует удалять с поверхности ран не позднее, чем на третьи сутки после аппликации.

Список литературы диссертационного исследования кандидат физико-математических наук Егорова, Валентина Александровна, 2005 год

1. Бабаева А.Г. Лимфоциты как регуляторы пролиферации и дифференци-ровки клеток нелимфоидных органов. Вестн. Акад. Мед. Наук. СССР, 1990, №2, с. 43-45.

2. Биосовместимость, Под ред. В.И. Севастьянова, М., «ИЦ ВНИИ геосистем», 1999, 366 с.

3. Волков А., Синтетические биоматериалы на основе полимеров органических кислот в тканевой инженерии, обзоры on-line, 7 февраля, 2005, http://celltranspl.ru/iournal/publications/.

4. Волова Т.Г., Калачева Г.С., Константинова В.М., Способ получения ге-терополимера Р-оксимасляной и |3-оксивалериановой кислот, Патент РФ, № 2051968 (приоритет от 08.01.1992), БИ., 1996, №3.

5. Волова Т.Г., Севастьянов В.И., Шишацкая Е.И., Полиоксиалканоаты (ПОА) биоразрушаемые полимеры для медицины (под ред. В.И. Шумакова), Новосибирск, Изд. СО РАН, 2003, 330 с.

6. ГОСТ Р ИСО 10993.1-99, Изделия медицинские. Оценка биологического действия медицинских изделий. Часть 1. Оценка и исследования.

7. ГОСТ Р ИСО-10993.4-99, Изделия медицинские. Оценка биологического действия медицинских изделий. Часть 4 Исследование изделий, контактирующих с кровью.

8. ГОСТ Р ИСО 10993.5-99, Изделия медицинские: Оценка биологического действия медицинских изделий. Часть 5. Исследование на цитотоксич-ность: методы in vitro.

9. ГОСТ Р ИСО 10993.6-99, Изделия медицинские. Оценка биологического действия медицинских изделий. Часть 6. Исследование местного действия после имплантации.

10. Ю.ГОСТ Р ИСО 10993.10-99, Изделия медицинские. Оценка биологического действия медицинских изделий. Часть 10. Исследование раздражающего и сенсибилизирующего действия.

11. Государственная Фармакопея СССР: Вып.1. Общие методы анализа/ МЗ СССР.- 11-е изд., доп. -М.: Медицина, 1987.-336с.

12. Н.Миронов B.JL, Основы сканирующей зондовой микроскопии. Учебное пособие для студентов старших курсов высших учебных заведений, РАН, Институт физики микроструктур, Нижний Новгород, 2004, 114с.

13. Потапов И.В. Трансплантация фетальных кардиомиоцитов и мезенхимальных стволовых клеток костного мозга в криоповрежденный миокард. Дисс., к.м.н., М., 2003 г., 114 с.

14. Сборник руководящих методических материалов по токсиколого-гигиеническим исследованиям полимерных материалов и изделий на их основе медицинского назначения. Минздрав России, М. 1987.

15. Севастьянов В.И., Биосовместимые материалы медицинского назначения. Перспективные материалы, 1995, № 5, с. 41-55.

16. Севастьянов В.И., Новое поколение материалов медицинского назначения. Перспективные материалы, 1997, № 4, с. 56-60.

17. Севастьянов В.И., Егорова В.А., Немец Е.А., Перова Н.В., Онищенко Н.А., Медико-биологические свойства биодеградируемого материала ЭластоПОБ™, Вестник трансплантологии и искусственных органов, 2004, №2, с. 47-52.

18. Севастьянов В.И., Егорова В.А., Немец Е.А., Перова Н.В., Онищенко Н.А., Биодеградируемый биополимерный материал ЭластоПОБ™ для клеточной трансплантации, Перспективные материалы, 2004, № 3, с. 3541.

19. Скалецкий Н.Н., Онищенко Н.А., Клеточная трансплантация: достижения и перспективы, Вестник трансплантологии и искусственных органов, 2001, №3-4, с. 94-102.

20. Трансплантология, Под ред. В.И. Шумакова. М., Медицина, 1995.

21. Хилькин A.M., Шехтер А.Б., Истранов Л.П., Леменев В.Л., Коллаген и его применение в медицине, Москва, «Медицина», 1976, 210 с.

22. Шумаков В.И., Севастьянов В.И., Биополимерные матриксы для искусственных органов и тканей. Здравоохранение и медицинская техника. №4, 2003, с. 30-33.

23. Шумаков В.И., Онищенко Н.А., Крашенинников М.Е. и др. Дифферен-цировка стромальных клеток костного мозга в кардиомиоцитоподобные клетки различных видов млекопитающих. Бюлл. Эксп. Биол. И Мед., 2003; 135(4), с. 393-396.

24. Abe Н., Marsubara I., Doi Y., Physical properties and enzymatic degradabil-ity of polymer blends of bacterial poly(R)-3-hydroxybutyrate. stereoisomers, Macromol., 1995, Vol. 28, pp. 844-853.

25. Allemann F., Mizuno S., et al., Effect of hyaluronan on engineered articular cartilage extracellular matrix gene expression in 3-dimensional collagen scaffolds. J. Biomed. Mater. Res., 2001, Vol. 55, pp. 13-19.

26. Anderson J.M., Biomaterials and medical implant science: Present and future perspectives: a summary report, J. Biomed. Mater. Res., 1996, Vol. 32(2), pp. 143-147.

27. Baptist J.N., Ziegler J.B., Method of making absorbable surgical sutures from poly beta hydroxy acid, US Patent № 3 229 766, 1995.

28. Behrend D., Nishan C., Kunzer C., Sass M., Schmitz K.P., Resorbable scaffold for tissue engineering, Proc. Europen Medical and Biological Engineering Conference, Med. Biol. Eng. Comput., 1999, Vol. 37 (Suppl.), pp. 15101511.

29. Bioartiflcial Organs, Science Medicine and Technology, A. Prokop, D. Hunkeler, A, Cherrington (eds.), The New York Academy of Sciences, N.Y., 1997, Vol. 831.

30. Bioartificial organs II, Technology, medicine and materials, eds. D. Hunkeler, A. Prokop, A. Cherrington, R. Rajotte, M. Sefton, Annals of the New York

31. Academy of Sciences, 1999, Vol. 875.

32. Bioartificial organs III, Tissue Sourcing, immunoisolation and clinical trials, eds. D. Hunkeler, A. Cherrington, A. Prokop, R. Rajotte, Annals of the New York Academy of Sciences, 2001, Vol. 944.

33. Boeree R., Dove J., Knowles J., Hastings G., Development of a degradable composite for orthopedic use: mechanical evaluation of a hydroxyapatite -polyhydroxybutyrate composite material, Biomaterials, 1993, Vol. 14, pp. 793-796.

34. Borkenhagen M., Stoll R.C., Suter U.W., Aebischer P., In Vivo performance of anew biodegradable polyester system used as a nerve guidance channel, Biomaterials, 1998, Vol. 19(23), pp. 2155-2165.

35. Braun K., Kuttler В., H. Jahr, H.J. Hahn, Prevention of complement-mediated cytotoxicity against rat islets by encapsulation in a cellulose sulfate membrane, Horm. Metabol. Res., 1987, Vol. 19, pp. 345-347.

36. Brissova M., Lacik I., Powers A.C., Anilkumar A.C., Wang Т., Control and measurement of permeability for design of microcapsule cell delivery system. J. Biomed. Mater. Research, 1998, Vol. 39, pp. 61-70.

37. Chang P.L., Encapsulation for Somatic Gene Therapy, Annals of the New York Academy of Sciences, 1999, Vol. 875, pp. 146-158.

38. Clark P., Connolly P., Curtis A.S.G., Dow J.A.T., Wilkinson C.D.W., Cell guidance by ultrafine topography in vitro, J. Cell Sci., 1991, Vol. 99, pp. 7377.

39. Сох M.K., Properties and applications of polyhydroxyalkanoates, in Biodegradable plastics and polymers (Y. Doi, K. Fukuda, eds.), Amsterdam: Elsevier, 1994, pp. 120-135.

40. Dalby M.J., Riehle M.O., Johnstone H.J.H., Affrossman S., Curtis A.S.G., Polymer demixed nano-topography: control of fibroblast spreading and proliferation, Tissue Engineering, 2002, Vol. 8, pp. 1099-1108.

41. Davies M.C., Short R.D., Khan M.A., Watts J.F., Brown A., Eccles A.J., Humphrey P., Vickerman J.C., Vert M.A., A XPS and SSIMS analysis of biodegradable biomedical polyesters, Surface & Inter. Analysis, 1989, vol. 14, pp. 115-120.

42. Davies S., Tighe В., Cell attachment to gel-spun polyhydroxybutyrate fibers, Polym. Prepr. (Am. Chem. Soc., Div. Polym. Chem.), 1995, Vol. 36, pp. 103104.

43. Demetriou A.A., Rozga I., Podesta L., et at., Early clinical experience with a hybrid bioartificial liver, Scand. J. Castroenterol., 1995, Vol. 30, (Suppl. 208), pp. 111-117.

44. Dhoot N.O., Tobias C.A., Fisher I., Wheatley M.A., Peptide-modified alginate surface as a growth permissive substrate for neurite outgrowth, J Biomed Mater Res, 2004, Vol. 71A(2), pp. 191-200.

45. Dixit V., Artificial cells containing hepatocytes as a bioartificial liver, Pap. Joint Meet. 9th World Congr. Int. Soc Artif. Organs and 20th Congr. Eur. Soc. Artif. Organs, (4-8 July, 1993, Amsterdam), Int. J. Artif. Organs, 1993, Vol.16 (6), p. 368.

46. Doi Y., Kawaguchi Y., Nakamura S., Hiramitsu M., Yoshida Y., Kimura H., Synthesis and degradation of poly hydroxyalkanoates, FEMS Microbiol.

47. Rev., 1992b, Vol. 1-3, pp. 103-108.

48. Doillon С .J., Silver F.H., Collagen based wound dressing: Effect of hyaluronic acid and fibronectin on wound healing, Biomaterials, Vol 7(86), pp. 3-8.

49. Duvernoy O., Malm Т., Ramstrom J., Bowald S., A biodegradable patch used as pericardial substitute after cardiac surgery: 6- and 24- month evaluation with CT, J. Thorac. Cardiovasc. Surg., 1995, Vol. 43(5), pp. 271-274.

50. Engelberg I., Kohn J., Physico-chemical properties of degradable polymers used in medical application: a comparative study, Biomaterials, 1991, Vo. 12, pp. 292-304.

51. Fialkov J.A., Holy C.E., Shoichet M.S., Davies J.E., In vivo bone engineering in a rabbit femur J. Cranoifac. Surg., 2003, Vol. 14(3), p. 324-332.

52. Flendrig L.M., te Velde A.A., Chamuleau R.A.F.M., Semipermeable hollow fiber membranes in hepatocyte bioreactors: a prerequisite for a successful bioartificial liver? J. Artif. Organs, 1997, Vol. 21(11), pp. 1177-1181.

53. Galbraith C.G., Sheetz M.P., Forces on adhesive contacts affect cell function. Curr Opin Cell Biol. 1998; Vol. 10(5), pp. 566-571.

54. Gleissner M., Bornemann R., Stemerowicz R., Meissler M., Neuhaus P., Gerlach J.C., Immunoisolation of hybrid liver support systems by semipermeable membranes, Int. J. Artif. Organs, 1997, Vol. 20(11), pp. 644-649.

55. Gogolewski S., Javanovic M., Perren S.M., Dillon J.G., Hughes M.K., tissue response and in vivo degradation of selected polyhydroacids: Polylactides

56. PLA), poly(3-hydroxybutyrate) (PHB), and poly(3-hydroxybutyrate-co-3-hydroxyvalerate) (PHB/PHV), J. Biomed. Mater. Res., 1993b, Vol. 27, pp. 1135-1148.

57. Goissis G., Suzigan S., Parreira D.R., Preparation and characterization of collagen-elastin matrices from blood vessels intended as small diameter vascular grafts, Artif. Organs, 2000, Vol. 24, pp. 217-223.

58. Grande D.A., Halberstadt C., Naughton G., Schwart R., Manji R., Evaluation of matrix scaffolds for tissue engineering of articular cartilage grafts, J. Biomed. Mater. Res., 1997, Vol. 34 (2), pp. 211-220.

59. Grassie N., Murray E.J., The thermal degradation of poly(-D-)-f3-hydroxybutyric acid: Part I — Identification and quantitative analysis of products, Polym. Degrad. and Stability, 1984, Vol. 6, pp. 47-61.

60. Griffith L.G., Biomaterials, Chapter 2, WTEC Panel on Tissue engineering research, Final report (L.V. Mclntire, H. Greisler, L. Griffith, P.C. Johnson, D,J. Mooney, M. Mrksich, N.L. Parenteau, D. Smith), January, 2002, pp. 711.

61. Guan L., Davies J.E., Preparation and characterization of a highly macropo-rous biodegradable composite tissue engineering scaffold, J Biomed Mater Res, 2004, Vol. 71 A(3), pp. 480-487.

62. Hasircii V., Biodegradable biomedical polymers, In: Biomaterials and Bioen-gineering Handbook (D.L. Wase, ed.), New York: Marcel Dekker, 2000a, pp. 141-155.

63. Hazari A., Johanson-Ruden G., Junemo-Bostron K., Ljungberg C., Terenghi G., Green C., Wiberg M., A new resorbable wraparound implant as an alternative nerve repair technique, J. Hand Surg., 1999, Vol. 24B, pp. 291-295.

64. Hey wood H.K., Sembi P.K., Lee D.A., Bader D.L., Cellular utilization determines viability and matrix distribution profiles in chondrocyte-seeded alginate constructs, Tissue Engineering, 2004, Vol. 10 (9/10), pp. 1467-1479.

65. Ho M.-H., Kuo P.-Y., Hsieh H.-J., Hsieh T.-Y., Hou L.-T., Lai J.-Y., Wang D.-M., Preparation of porous scaffolds by using freeze-extraction and freeze-gelation methods, Biomaterials, 2004, Vol.25, pp. 129-138.

66. Hocking P.J., Marchessault R.H., Biopolyesters. In: Chemistry and technology of biodegradable polymers (G.J. Griffin, ed.), Glasgow: Blacky, 1994, pp. 48-96.

67. Hong S.R., Jeon H.W., et al, Cultivation of fibroblasts in gela-tin/glycosaminoglycans sponges for artificial skin, International symposium biomaterials and drug delivery systems. August 20 (Sun.) — 22 (Tue.), 2000, Korea, pp. 142.

68. Hu Y., Winn S.R., Krajbich I., Hollinger J.O., Porous polymer scaffolds surface modified with arginine-glycine-aspartic acid enhance bone cell attachment and differentiation in vitro, J Biomed Mater Res, 2003, Vol. 64A(3), pp.583-590.

69. Hua L. K., Sumio M., Takao S., Long-term maintenance of liver-specific functions in three-dimensional culture of adult rat hepatocytes with a porousgelatin sponge support, Biotechnol. and Appl. Biochem., 1995, Vol. 21 (1), pp. 19-27.

70. Hudson T.W., Liu S.Y., Schmidt C.E., Engineering an improved acellular nerve graft via optimized chemical processing, Tissue Engineering, 2004, Vol. 10 (9/10), pp. 1346-1358.

71. Hughes R.D., Williams R., Use of bioartificial and artificial liver support devices. Semin. Liver Dis., 1996, Vol. 16, pp. 435-444.

72. Jacek R., Morsiani E., LePage E., Moscioni A.D., Todd G., Demetriou A.A., Isolated hepatocytes in a bioartificial liver: A single group view and experience, Biotechnol. and Bioeng., 1994, Vol. 43 (7), pp. 645-653.

73. Jain K., Yang H., B.-R. Cai, et al. Rubin. Retrievable, replaceable, macroen-capsulated pancreatic islets xenografts, Transplantation, 1995, Vol. 59, pp. 319-324.

74. Jauregui H.O., Chowdhury N.R., Chowdhury J.R., Use of mammalian liver cells for artificial liver support, Cell Transplant., 1996, Vol. 5, pp. 353-367.

75. Kang C.E., Gemeinhart E.J., Gemeinhart R.A., Cellular alignment by grafted adhesion peptide surface density gradients, J Biomed Mater Res, 2004, Vol. 71A(3), pp. 403-411.

76. Karageorgiou V., Meinel L., Hofinann S., Malhotra A., Volloch V., Bone morphogenetic protein-2 decorated silk fibroin films induce osteogenic differentiation of human bone marrow stromal cells, J Biomed Mater Res, 2004, Vol. 71A(3), pp. 528-537.

77. Karp J.M., Shoichet M.S., Davies J.E., Bone formation on two-dimentional poly(DL-lactide-co-glycolide) (PLGA) films and three-dimentional PLGA tissue engineering scaffolds in vitro, J Biomed Mater Res, 2003, Vol. 64A(2), pp. 388-396.

78. Khor E., Methods for the collagen treatment of collagenous tissues for bio-protheses, Biomaterials, 1997, Vol. 18, pp. 95-105.

79. Kim B.-S., Baez C.E., Atala A., Biomaterials for tissue engineering, World J. Urol., 2000, Vol. 18(4), p. 2-9.

80. Kostopoulos I., Karring Т., Guide bone regeneration in mandibular defects in rats using bioresorbable polymer, Clin. Oral. Impl. Res., 1994a, Vol. 5, pp. 66-74.

81. K6se G.T., Ber S., Hasirci V., Poly(3-hydroxybutyric acid-co-3-hydroxyvaleric acid) based tissue engineering matrices, J. Mater. Sci. Mater. Med., 2003 Vol. 14, pp. 121-126.

82. Krejci-Papa N., Hoang A., Hansbough J., Fibroblast sheets enable epithe-lialization of sounds that do not support keratinocye migration, Tissue Eng., 1999, Vol. 5(6), pp. 555-562.

83. Kuroyanagi Y., Yamada N., et al., Tissue-engineered product: allogeneic cultured dermal substitute composed of spongy collagen with fibroblasts, Artif. Organs, 2001, Vol. 25, pp. 180-186.

84. Lacik A., Brissova M., Anilkumar A.C., Powers A.C., Wang Т., New capsule with tailored properties for encapsulation of living cells, J. Biomed. Mater. Research, 1998, 39, pp. 52-60.

85. Lanza R.P., Chick W., Pancreatic islets transplantation. Vol. Ill: Immuno-isolation of the Pancreatic Islets, R.G. Landes Co. Austin, 1994. (36)

86. Lee J., Morgan J.R., Tompkins R.G., Yarmush M.L., The importance of proline on long-term hepatocyte function in a collagen gel sandwich configuration: Regulation of protein secretion, Biotechnol. and Bioeng., 1992, Vol 40 (2), pp. 298-305.

87. Levee M.G., Lee G.-M., Paek S.-H., Palsson B.O., Microencapsulated human bone marrow cultures:A potential culture system for the clonal outgrowth of hematopoietic progenitor cells, Biotechnol. and Bioeng., 1994, Vol. 43 (8), pp. 734-739.

88. J. Liu, S. Naik, H. Santangini, D. Trenkler, D. Wolf, H.O. Jauregui, Comparison of immortalized porcine and rat hepatocytes. Hepatology, 1996, Vol. 24(4), Pt.2, 197A, p. 284.

89. Lowson M.A., Barralet J.E., Wang L., Shelton R.M., Triffitt J.T., Adhesion and growth of bone marrow stromal cells on modified alginate hydrogel, Tissue Engineering, 2004, Vol. 10 (9/10), pp. 1480-1491.

90. Lukinska Z.B., Bonfield W., Morphology and ultrastructure of the interface between hydroxyapatite polyhydroxybutyrate composite implant and bone, J. of Mater. Sci.: Materials and Medicine, 1997, Vol. 8, pp. 379-383.

91. Ma Z., Gao Ch., Shen J., Surface modification of poly-L-lactic acid (PLLA) membrane by grafting acrylamide: an effective way to improve cyto-compatibility for chondrocytes, J. Biomater. Sci. Polymer Edn., 2003, Vol. 14(1), pp. 13-25.

92. Macrae R.M., Wilkinson J.F., The influence of cultural conditions on poly-P-hydroxybutyrate synthesis in Bacillus megaterium, Proc. R. Phys. Edin. 1958, Vol. 27, pp. 73-78.

93. Madison L.L., Huisman G.W., Metabolic engineering of poly(3-hydroxyalcanoates): From DNA to plastic, Microbiol. Mol. Biol. Rev., 1999, Vol. 63, pp. 21-53.

94. Malm Т., Bowald S., Bylock A., Buch C., Prevention of postoperative pericardial by closure of the pericardium with absorbable polymer parches. An experimental study, J. Thorac. Cardiovasc. Surg., 1992b, Vol. 104(3), pp. 600-607.

95. Maquet V., Jerome R., Design of macroporous biodegradable polymer scaffolds for cell transplantation, Porous materials for tissue engineering (eds.: Dean-Mo Liu, Vivek Dixit), materials Science Forum, 1997, Vol. 250, pp. 15-42.

96. Marchand R., Woerly S., Bertrand L., Valdes N., Evaluation of two cross-linked collagen gels implanted in the transected spinal cord, Brain Res. Bull., 1993, Vol. 30(3-4), pp. 415-422.л

97. Mergaert J., Webb A., Anderson C., Wouters A., Swings J., Microbial degradation of poly(3-hydroxybutyrate) and poly(3-hydroxybutyrate-co-3-hydroxyvalerate) in soils, Appl. Environ. Microbiol., 1993, Vol. 59, pp. 32333238.

98. Merone A., Severino G., Capone C., Saggiomo G., The Treatment of face burns with Jaloskin, Annals of Burns and Fire Disasters, 2001, Vol. XIV(4), pp. 178-180.

99. Moran J.M., Pazzano D., Bonassar B.S., Bonassar L.J., Characterization of polylactic acid polyglycolic acid composites for cartilage tissue engineering, Tissue Engineering, 2003, Vol. 9 (1), pp. 63-70.

100. Motoyuki S., Kazuhiro I., Akiyoshi S., Yasuyuki S., Long-term culture of primary rat hepatocytes with high albumin secretion using membrane-supported collagen sandwich, Cytotechnology, 1993, Vol. 11 (3), pp. 213218.

101. Mueller S.M., Schneider Т.О., et al. a-Smooth muscle actin and contractile behavior of bovine meniscus cells seeded in type I and type II collagen-GAG matrices, J. Biomed. Mater. Res., 1999, Vol. 45, pp. 157-166.

102. Natsume Т., О. Ike, et al. Porous collagen sponge for esophageal replacement. J. Biomed. Mater. Res., 1993, Vol. 27, pp. 867-875.

103. Naughton G., Tissue engineering: new challenges, ASAIO J., 1998, Vol. 44, pp. 115-116.

104. Nelson Т., Kaufman E., Kline J., Sokoloff I., The extraneutral distributionof y-hydroxybutyrate, J. Neurochem., 1981, Vol. 37, pp. 1345-1348.

105. Ohshima N., Yanagi K., Miyoshi H., Packed-bed type reactor to attain high density culture of hepatocytes for use as a bioartificial liver, Artificial Organs, 1997, Vol. 21, pp. 1169-1176.

106. Peters M.C., Mooney D.J., Synthetic extracellular matrices for cell transplantation, Porous materials for tissue engineering, eds.: Dean-Mo Liu, Vivek Dixit, Materials Science Forum, 1997, Vol. 250, pp. 43-52.

107. Pinney E., Liu K., Sheeman В., et al., Human three-dimensional fibroblast cultures express angiogenic activity, J Cell Physiol., 2000, Vol. 183(1), pp. 74-82.

108. Pi§kin E., Biomaterials in different forms for tissue engineering: an overview, Porous materials for tissue engineering (eds.: Dean-Mo Liu, Vivek Dixit), Materials Science Forum, 1997, Vol. 250, pp. 1-14.

109. Poirer Y., Nawrath C., Somerville C., Production of polyhydroxyalka-noates, a family of biodegradable plastics and elastomer in bacteria and plants, Bio-Technol., 1995, Vol. 13, pp. 142-150.

110. Ponticiello M.S., Schinagl R.M., Kadiyala S., Barry P., Gelatin-based resorbable sponge as a carrier matrix for human mesenchymal stem cells in cartilage regeneration therapy. J. Biomed. Mater. Res., 2000, Vol.52 (2), pp. 246-255.

111. Prior J.J., Powers N., Delustro F., Efficacy of a novel hemostatic agent inanimal models of impaired hemostasis. J. Biomed. Mater. Res. (Appl. Bio-mater.), 2000, Vol. 53, pp. 252-257.

112. Ranussi C.S., Moghe P.V., Substrate microtopography can enhance cell adhesive and migratory resposiveness to matrix ligand density, J. Biomed. Mater. Res., 2001, Vol. 54, pp. 149-161.

113. Rouxhet L., Legras R., Schneider Y.-J., Interactions between biodegradable polymer poly(hydroxybutyrate-hydroxyvalerate), proteins and macrophages, Macromol. Symp., 1998, Vol. 130, pp. 347-366.

114. Saad В., Matter S., Ciardelli G., et al. Interactions of osteoblasts and macrophages with biodegradable, and highly porous polyesterurethane foam and its degradation products. J. Biomed. Mater. Res., 1996, Vol. 32, pp. 355366.

115. Sambanis A., Engineering Challenges in the Development of an Encapsulated Cell System for Treatment of Type 1 Diabetes, Diabetes Technology and Therapeutics, 2000, Vol. 2(1), pp. 81-89.

116. Schacht E., Bogdanov В., et al., Biodegradable gelatin hydrogels for biomedical applications, International symposium biomaterials and drug delivery systems, Aug. 20 (Sun) 22 (Tue), 2000, Korea, pp. 32-33.

117. Sevastianov V.I., Tseytlina E.A., The activation of the complement system by polymer materials and their blood compatibility. J. Biomed. Mater. Res., 1984, Vol. 18, pp. 969-978.

118. Sevastianov V.I., Perova N.V., Shishatskaya E.I., Kalacheva G.S., Volova T.G., Production of purified polyhydroxyalkanoates (PHAs) for applications in contact with blood. J. Biomater. Sci. Polymer Edn., 2003, V. 14(10), pp. 1029-1042.

119. Shahar A., Reuveny S., David Y., Budu C., Shainberg A., Cerebral neurons, skeletal myoblasts and cardiac muscle cells cultured on macroporous beads, Biotechnol. and Bioeng., 1994, Vol. 43 (8), pp. 826-831.

120. Shapiro L., Cohen S., Novel alginate sponges for cell culture and transplantation. Biomaterials, 1997, Vol. 18, pp. 583-590.

121. Shih H.-N., Fang J.-F., Chen J.-H., Yang Ch.-L., Chen Y.-H., Sung T.-H., Shih L.-Y., Reduction in experimental peridural adhesion with the use of crosslinked hyaluronate/collagen membrane, J Biomed Mater Res, 2004, Vol. 71B(2), pp. 421-428.

122. Shoichet M.S., Li R.H., White M.L., Winn S.R., Stability of hydrogels used in cell encapsulation: An in vitro comparison of alginate and agarose, Biotechnol. Bioeng., 1996, Vol. 50, pp. 374-381.

123. Singhvi R., Stephanopoulos G., Wang Daniel I.C, Effects of substratum morphology on cell physiology, Biotechnol. and Bioeng., 1994, Vol. 43 (8), pp. 764-771.

124. Steinbtichel A., Valentin H.E., Diversity of bacterial polyhydroxyalkanoic acids, FEMS Microbiol. Lett., 1995, Vol. 128, pp. 219-228.

125. Stevenson W.T.K., Sefton M.V., Development of polyacrylate microcapsules, in Fundamentals of Animal Cell Encapsulation, M.F.A. Goosen (ed.), CRC Press, Boca Raton, Florida, 1993, pp. 143-181.

126. Strand B.L., Morch Y.A., Syvertsen K.R., Espevik Т., Skjak-Brsek G„ Microcapsules made by enzymatically tailored alginate, J. Biomed. Mater. Res., 2003, Vol.64A (3), pp. 540-550.

127. Sudesh K., Abe H., Doi Y., Synthesis, structure and properties of polyhy-droxyalcanoates: biological polyesters, Prog. Polym. Sci., 2000, Vol. 25, pp. 1503-1555.

128. Sun Y.-L., Ma X., Zhou D., Vacek I., Sun A.M., Porcine pancreatic islets: Isolation, microencapsulation, and xenotransplantation, Artif. Organs, 1993, Vol. 17, pp. 727-733.

129. Sussman N.L., Gislason G.T, Conlin C.A., Kelly J.H., The hepatic extracorporeal liver assist device: initial clinical experience. Artif Organs, 1994, Vol. 18, pp. 390-396.

130. Sussman N.L., Lake J.R., Treatment of hepatic failure—1996, Current concepts and progress toward liver dialysis, Am. J. Kidney Dis., 1996, Vol. 27, pp. 605-621.

131. Tan W., Desai M.S., Desai T.A., Microfluidic patterning of cells in extracellular matrix biopolymers: effect of channel size, cell type, and matrix composition on pattern integrity, Tissue Engineering, 2003, Vol. 9 (2), pp. 255268.

132. Tao S.L., Desai T.A., Microfabricated drug delivery systems: from particles to pores, Advanced drug delivery reviews, 2003, Vol. 55, pp. 315-328.

133. Toba Т., Nakamura Т., Matsumoto K., Fukuda S., Yoshitani M., Ueda H., Hori Y., Shimizu Y., Influence of dehydrothermal crosslinking on the growth of PC-12 cells cultured on laminin coated collagen, Asaio Journ., 2002, V 48 (l),pp. 17-20.

134. Tohill M.P., Mann D.J., Mantovani C.M., Wiberg M., Terenghi G., Green fluorescent protein is a stable morphological marker for Schwann cell transplants in bioengineered nerve conduits, Tissue Engineering, 2004, Vol. 10 (9/10), pp. 1359-1367.

135. Tomita S, Li RK, Weisel RD et al. Autologous transplantation of bone marrow cell inproves damaged heart function. Circulation 1999; 100 (suppl II):II-247—11-256.

136. Toolan B.C., et al. Effect of growth-factor-enhanced culture on a chondro-cyte-collagen implant for cartilage repair, J. Biomed. Mater. Res., 1996, Vol.31, pp. 273-280.

137. Toworfe G.K., Composto R.J., Adams C.S., Shapiro I.M., Ducheyne P., Fibronectin adsorption on surface-activated poly(dimethylsiloxane) and its effect on cellular function, J Biomed Mater Res, 2004, Vol. 71 A(3), pp. 449461.

138. U.S. Patent: 5, 863, 551. January 26, 1999, Organogel Canada LTEE. (10)

139. Ueda H., Tabata Ya., Polyhydroxyalkanoate derivatives in current clinical applications and trials, Advanced drug delivery reviews, 2003, Vol. 55, pp. 501-518.

140. Van Kooten Th.G., Spijker H.T., Busscher H.J., Plasma treated polystyrene surfaces: model surfaces for studying cell-biomaterial interactions, Biomaterials, 2004, Vol. 25, pp. 1735-1747.

141. Van Wachem P.B., van Luyn M.J.A., Ponte da Costa M.L., Myoblast seeding in a collagen matrix evaluated in vitro, J. Biomed. Mater. Res., 1996, Vol. 30, pp. 353-360.

142. Viola J., Lai В., Grad O., Abt. report on The Emergence of Tissue Engineering as a Research Field, 4.0 Development of the Field: 1987-2002, October 14, 2003, http://www.nsf.gov/pubs/2004/nsro450/start.htm.

143. Volova Т., Shishatskaya E., Sevastianov V., Efremov S., Mogilnaya O., Results of biomedical investigations of PHB and PHB/PHV fibers, Biochem. Eng. J., 2003, № 3736, pp. 1-9.

144. Wang L., Khor Eu., Wee A., Lim L.Y., Chitosan-alginate PEC membrane as a wound dressing: assessment of incisional wound healing, J Biomed Mater Res, 2002, Vol. 63(5), pp. 610-618.

145. Werkmeister J.A., Edwards G.A., et al. Evaluation of a collagen-based biosynthetic material for the repair of abdominal wall defects. J. Biomed. Mater. Res., Vol. 39, 1998, pp. 429-436.

146. Winn S.R., Tresco P.A., Zielinski В., Greene L.A., Jaeger C.B., Aebischer P., Behavioral recovery following intrastriatal implantation of microincapsulated PC 12 cells, Exp. Neurol., 1991, 113, pp. 322-329.

147. Woerly S., Pinet E., De Robertis L., et al., Heterogeneous PHPMA hydro-gels for tissue repair and axonal regeneration in the injured spinal cord, J.Biomater. Sci. Polymer Edn, 1998, Vol. 9, pp. 681-711.

148. Woerly S., Petrov P., et al., Neural tissue formation within porous hydro-gels implanted in brain and spinal cord lesions: Ultrastructural, immunohisto-chemical, and diffusion studies. Tissue Engineering, 1999, Vol. 5, pp. 467488.

149. Woerly S., Doan V. D., Evans-Martin F., Paramore C.G., Peduzzi J.D., Spinal cord reconstruction using NeuroGel™ implants and functional recovery after chronic injury, J. Of Neurosciensce Res., 2001, Vol. 66, pp. 11871197.

150. Wojciak-Stothard В., Curtis A., Monaghan W., Macdonald K., Wilkinson C., Guidance and activation of murine macrophages by nanometric scale topography, Cell Res., 1996, Vol. 223, pp. 426-435.

151. Yanagi K., Miyoshi H., Ohshima N., Improvement of metabolic performance of hepatocytes cultured in vitro in a packed-bed reactor for use as a bio-artificial liver, ASAIO J., 1998, Vol. 44, M436-440.

152. Yu G.-E:, Marchessault R.H., Characterization of low molecular weight poly((3-hydroxybutyrate)s from alkaline and acid hydrolysis, 2000, Vol. 41, pp. 1087-1098.

153. Zhang S., Holmes T.C., DiPersio C.M., Hynes R.O., Su X., Rich A., Self-complementary oligopeptide matrices support mammalian cell attachment, Biomaterials, 1995, Vol. 16, pp. 1385-1393.

154. Zhang M, Methot D, Poppa V et al. Cardiomyocyte Grafting for Cardiac

155. Repair: Graft Cell Death and Anti-Death Strategies. J Mol Cell Cardiol, 2001; Vol. 33: pp. 907-921.