Динамика и механизмы формирования цитоплазматических дериватов ядрышка в митозе тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.25, кандидат биологических наук Жарская, Оксана Олеговна

• Жарская, Оксана Олеговна
• кандидат биологических наук
• 2006

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Жарская, Оксана Олеговна

СОКРАЩЕНИЯ.

1. ВВЕДЕНИЕ.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

2.1. Регуляторные механизмы клеточного цикла.

2.2. Митотическое деление клеток животных и растений.

2.3. Ядрышко - основной структурный домен клеточного ядра.

2.3.1. Ультраструктура ядрышка.

2.3.2. Биогенез рибосом.

2.3.3. Основные белки клеток животных и растений, участвующие в созревании рРНК.

2.3.4. Аргенарильные белки ядрышка.

2.4. Ядрышко во время митоза.

2.4.1. Распад ядрышка в профазе/прометафазе.

2.4.2. Сборка ядрышка в конце митоза.

2.4.3. Регуляторные механизмы реорганизации ядрышка в митозе.

2.5. Процесс формирования активного ядрышка в конце митоза.

2.5.1. Восстановление транскрипции рДНК в поздней анафазе/ранней телофазе

2.5.2. Периферический хромосомный материал (ПХМ).

2.5.3. Проядрышки (prenucleolar bodies, PNBs).

2.5.3.1. Ранние исследования.

2.5.3.2. Состав проядрышек.

2.5.3.3. Динамика проядрышек в конце митоза.

2.5.4. Цитоплазматические ядрышковые дериваты, ЦЯД (nucleolus derived foci, NDF).

2.5.4.1. Состав ЦЯД.

2.5.4.2 Частично-процессированная пре-рРНК в ЦЯД.

2.5.4.3. Динамика ЦЯД и проядрышек.

2.5.5. Модель постмитотической сборки ядрышка (нуклеологенеза) у высших эукариот.

3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

3.1. Объекты исследования.

3.2. Антитела и сыворотки.

3.2.1. Первые антитела.

3.2.2. Вторые антитела.

3.2.3. ДНК-конструкты.

3.3. Иммунофлуоресцентный анализ.

3.4. Обработка клеток.

3.5. Синхронизация клеток животных и растений в митозе.

3.6. Обратимое воздействие гипотонического шока.

3.7. Обработка клеток РНКазой А.

3.8. Окрашивание ядрышек растительных клеток нитратом серебра (модифицированный метод, Fernandez-Gomez et al., 1969).

3.9. Флуоресцентная РНК-РНК гибридизация in situ.

3.9.1. Трансформация клеток Е. coli плазмидной ДНК.

3.9.2. Выделение плазмидной ДНК.

3.9.3. Мечение проб методом транскрипции in vitro.

3.9.4. Проверка эффективности мечения проб с помощью дот-блота.

3.9.5. Проведение флуоресцентной РНК-РНК гибридизации in situ.

3.10. Проточная цитометрия.

3.11. Электрофорез белков в полиакриламидном геле (ПААГ).

3.12. Иммуноблотинг.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Динамика и механизмы формирования цитоплазматических дериватов ядрышка в митозе»

Хорошо известно, что основные функции наиболее крупного структурного доменаклеточного ядра - ядрышка - такие, как транскринция рибосомных генов (рДНК),нроцессинг 47-45 S транскринтов рРНК и сборка рибосомных частиц, осушествляются,главным образом, на стадии интерфазы, когда ядрьннко сохраняет структурнуюцелостность (Olson et al., 2002). При вступлении растительных и животных клеток в митозтранскрипция рДНК постепенно прекращается, а значительная часть ядрышковых белкови РНК мигрируют в цитоплазму и (или) ассоциируют с поверхностью хромосом, образуятак называемый периферический хромосомный материал (ПХМ) (Ченцов, 2000; DiMario,2004; Leung et al., 2004). В результате этих изменений ядрьппко постепеннодеструктурируется и к метафазе митоза, как правило, полностью распадается. Изосновных молекулярных компонентов ядрышка в связи с ядрышкообразуюшимирайонами хромосом (ЯОР) сохраняются лишь компоненты транскрипционного комплексаРНК полимеразы I, включая ее специфический ко-фактор белок UBF (Zatsepina et al., 1993,1996; Roussel et al., 1996; Chen et al., 2005). Восстановление ядрышка начинается впоздней анафазе или ранней телофазе с реактивации транскрипции рДНК (Morcillo et al.,1976; Roussel et al., 1996; Frompoix et al, 1998; Dousset et al., 2000; Мухарьямова,Зацепина, 2001; Hemandez-Verdun et al., 2002; Leung et al., 2004) и появлениямногочисленных дискретных структур, материал которых может использоваться дляпостроения дочерних ядрышек. На сегодняшний день известны два типа таких структур,которые получили название митотических производных ядрышка: цитоплазматическиеядрышковые дериваты, ЦЯД (nucleolus derived foci, NDF), которые образуются вцитоплазме анафазных клеток (Beven et al., 1996; Zatsepina et al., 1997a; Dundr et al., 1997;Olson, Dundr, 2005), и проядрьппки (prenucleolar bodies, PNBs), формирующиеся вдочерних ядрах в телофазе (Olson et al., 2002; Hemandez-Verdun et al., 2002; Dimario, 2004;Olson, Dundr, 2005; Hemandez-Verdun, 2006). Однако, несмотря на принципиальные7различия в локализации и времени формирования, ЦЯД и проядрышки содержатпрактически одни и те же ядрьппковые белки, мякРНК, пре-рРНК, а также имеют сходнуюфибро-гранулярную ультраструктуру (Dundr et al., 1997, 2000; Dundr, Olson, 1998). Этиданные свидетельствуют в пользу определенного «родства» между ЦЯД и проядрышками.В последние годы на основании анализа поведения белков в живых клеткахустановлено, что митотические производные ядрьппка являются высоко динамичнымиструктурами. Так, показано, что проядрышки способны сливаться друг с другом и сповоформирующимися ядрышками (Dmidr et al., 2000, Savino et al., 1999, 2001; Angelier etal., 2005), a материал ЦЯД мигрирует в дочерние ядра (Dundr et al., 2000). На основанииполученных данных, авторами предложена гипотеза постмитотической сборки ядрьппка вклетках эукариот, согласно которой материал ЦЯД и проядрьппек используется дляпостроения формируюшегося ядрьппка, а порядок миграции индивидуальных белков вядрьппки отражает этап биогенеза рибосом, в котором этот белок участвует.Однако имеюшийся на сегодняшний день экспериментальный материал не даетвозможности однозначно раскрыть проблему формирования ядрьппка в конце митоза. Вчастности, остаются неизвестными механизмы регуляции сборки производных ядрьппка вмитозе, а также функции, выполняемые этими митотическими образованиями. До концане выяснена роль различных составляющих производных ядрьппка в поддержании ихструктурной и функциональной целостности. Практически ничего не известно омеханизмах, обеспечивающих транспорт материала ядрьппковых дериватов в дочерниеядра и ядрыщки.Одним из подходов к изучению механизмов формирования производных ядрышкав митозе является разработка условий для индукции их сборки на тех стадиях митоза,когда в нормальном митозе они отсутствуют. Ранее показано, что эффективныминдуктором образования проядрьппек в ядрах интерфазных клеток различных культурмлекопитающих является обратимое воздействие растворов низкой ионной силы наживые клетки (Zatsepina et al., 1997b,c). Однако вопрос о том, происходит ли в этих8условиях формирование ЦЯД, до начала выполнения настоящей работы оставалсяоткрытым.Известно, что важную роль в реорганизации ядрышка в митозе играет уровеньфосфорилирования его белков, таких как транскрипционные факторы рДНК (Klein,Grummt, 1999; Sirri et al., 2002) и белки ядрьппка В23/нуклеофозмин и С23/нуклеолин,участвующие в созревании транскриптов пре-рРНК (Belenguer et al,, 1990; Peter et al.,1990; Jiang et al, 1999, 2000; Okuwaki et al., 2002). Киназой, осуществляющейдополнительное фосфорилирование этих белков в митозе у высщих эукариот, являетсяосновная митотическая киназа Cdkl, которая проявляет активность в комплексе сциклинами А и В (Епифанова, 2003). По мере заверщения митоза происходит деградацияциклинов А и В под действием убиквитин-зависимых протеолитических ферментовсложного белкового комплекса АРС/С (anaphase-promoting complex/cyclosome ubiquitinligase), стимулирующего анафазу. Каскад этих реакций приводит к инактивациикомплексов Cdkl-циклин. В то же время в анафазе происходит образование ЦЯД. Можнопредположить, что два этих процесса взаимосвязаны и инактивация Cdkl являетсяиндуктором сборки ЦЯД. Известно, что в метафазе белки В23/нуклеофозмин,С23/нуклеолин и фибрилларин образуют растворимые макромолекулярные комплексы, встабилизации которых, по-видимому, принимает участие (р)РНК (Pinol-Roma, 1999). Естьоснования полагать, что в метафазе эти комплексы находятся в растворимом состоянии,поскольку экстракция метафазных клеток буфером, содержащим детергент, препятствуетиммуномечению цитоплазмы на В23 и другие белки. Напротив, телофазные ЦЯДоказьшаются устойчивыми к экстракции (Zatsepina и др., 1997а). Однако практически нерещенным остается вопрос о том, какую роль играет митотическоефосфорилирование/дефосфорилирование и, следовательно, изменение свойствядрыщковых белков в сборке цитоплазматических производных ядрышка.Основная цель работы - исследование динамики, состава и возможныхмеханизмов формирования цитоплазматических производных ядрышка в разных типахкультур клеток млекопитающих, а также в клетках корневой меристемы лука АШит сераL. Для достижения указанной цели были поставлены следующие задачи:1. Провести сравнительный анализ закономерностей формирования и составаиндивидуальных ЦЯД (рРНК, белки зрелого ядрышка фибрилларин, С23/нуклеолин,В23/нуклеофозмин, Nop52, UBF) на завершающих стадиях нормального митоза.2. Исследовать влияние ингибироваиия синтеза и процессинга рРНК на сборкуЦЯД в митотических клетках млекопитающих.3. Исследовать возможность индукции преждевременной сборкицитоплазматических дериватов ядрьппка в митозе в клетках млекопитаюших в условияхобратимого воздействия растворов низкой ионной силы (гипотонического шока), которыйиндуцирует появление проядрышек в ядрах иптерфазных клеток (Zatsepina et al., 1997б,с).4. Изучить возможность индукции преждевременной сборки ЦЯД в митозе вклетках млекопитающих и растений под действием специфического (росковитин) и менееспецифического (стауроспорин) ингибиторов активности митотической циклин Взависимой киназы Cdkl.5. Изучить влияние ингибиторов митотической Cdkl на электрофоретическуюподвижность основных белков ядрьппка - фибрилларина, С23/нуклеолина,В23/нуклеофозмина.

Заключение диссертации по теме «Гистология, цитология, клеточная биология», Жарская, Оксана Олеговна

1. ЦЯД образуются в нормальном митозе в ранней анафазе во всех типах изученных

клеток млекопитающих (клетки зеленой мартышки CV1, человека HeLa, мыши ЗТЗ и

свиньи СПЭВ) и растений (АШит сера L.). 2. Индивидуальные ЦЯД содержат белки раннего и позднего процессинга рРНК зрелого

ядрышка (фибрилларин, С23/нуклеолин, В23/нуклеофозмин, Nop52), а также частично процессированную рРНК. ЦЯД не содержат фактора транскрипции рибосомных генов,

белка UBF. Состав и динамика отдельных компонентов ЦЯД свидетельствует в пользу

участия этих производных ядрышка во внеядрышковом процессинге рРНК.

3. рРНК, входяшая в состав ЦЯД, является необходимой для их формирования и

синтезируется за несколько часов до начала деления клеток. 4. Обратимое воздействие растворов низкой ионной силы (гипотонического шока) на

клетки HeLa и CV1 является индуктором преждевременного образования ЦЯД на

стадии метафазы. Механизмы образования иЦЯД в этих условиях могут включать

повышение концентрации [Са (2+)] (i) и последующую инактиваю комплекса Cdkl-

циклип В,

5. Ингибирование основной митотической киназы Cdkl индуцирует нреждевременное

образование ЦЯД в клетках млекопитающих и растений на стадии метафазы. 6. Молекулярные механизмы формирования иЦЯД в условиях ингибирования

митотической киназы Cdkl, по-видимому, включают дефосфорилирование белков

В23/нуклеофозмина и С23/нуклеолина, что нриводит к повыщению их способности

взаимодействовать с рРНК.

7. Полученные и литературные данные позволяют сделать вывод о том, что циклин В зависимая киназа Cdkl играет важную роль в сборке ядрышка в митозе.7. СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

1. Жарская О.О., Меджидова А.А., Федорова Н.Е., Кущ А.А., Зацепина О.В.

Иммупоцитохимическая реорганизация ядрышка в условиях цитомегаловирусной

инфекции фибробластов эмбриона человека ш vitro. Доклады Академии Наук, 2002, том

387: 589-592. 2. Жарская О.О., Зацепина О.В. Закономерности образования

цитоплазматических производных ядрышка в разных культурах клеток млекопитающих в

митозе. Цитология, 2005а, том 47 (9): 780-788. 3. Жарская О.С, Зацепина О.В. Индукция преждевременной сборки

предшественников ядрышка в метафазных клетках CV1 и HeLa с помощью обратимого

гипотонического шока. Цитология, 20056, том 47 (10): 874-881. 4. Jarskaja О.О., Kunafina E.R., Sheval E.V., Olson M.O.J., Zatsepina O.V. Premature induction of nucleolus derived foci at metaphase of mitosis by inhibition of CDK-type

kinases. EMBO/FEBS 19"' International Workshop on the Cell Nucleus, 2005,

Munsterschwarwazach Abbey (Germany), p. 33.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Жарская, Оксана Олеговна, 2006 год

1. Бураков В.В., Чабан И.А., Поляков В.Ю. и др. (1994) Экстрахромосомиыйпериферический материал в эндосперме пшеницы. Цитология 36 (11), 1062-1068.

2. Вейко H.H., Ляпунова H.A., Косякова Н.В., Спитковский Д.М. (2001) Элементыструктурной организации транскрибируемой области рибосомного повтора (рДНК) в лимфоцитах периферической крови человека. Мол биология 35, 52-64.

3. Гурченков В.В., Ползиков М.А., Магоулас К., Романова Л.Г. Зацепина О.В. (2005)Свойства и функции нового белка ядрышка в клетках мыши ЗТЗ. Биоорг химия 31 (6), 578-585.

4. Дудник O.A., Зацепина О.В. (1995) Поведение некоторых ядрышковых белков вусловиях обратимого пространственного разобщения структурных компонентов ядрышка. Цитология 37(1/2), 126-132.

5. Дудник O.A., Зацепина О.В., Ченцов Ю.С. (1995) Влияние растворов низкой ионнойсилы на структуру и функцию ядрышек в живых клетках СПЭВ. Цитология 35 (5), 10-16.

6. Епифанова О.И. (2003) Лекции о клеточном цикле. М, КМК Scientific Press, 2-е изд.,159 с.

7. Жарская О.О., Барсукова A.C., Меджидова A.A., Федорова Н.Е., Кущ A.A., ЗацепинаО.В. (2003) Активация транскрипции рибосомных генов при цитомегаловирусной инфекции фибробластов эмбриона человека in vitro. Цитология 45 (7), 690-701.

8. Жарская О.О., Зацепина О.В. (2005а) Закономерности образования цитоплазматических производных ядрышка в разных культурах клеток млекопитающих в митозе. Цитология 47 (9), 780-788.

9. Жарская О.О., Зацепина О.В. (20056) Закономерности образования цитоплазматических производных ядрышка в разных культурах клеток млекопитающих в митозе. Цитология 47 (10), 874-881.

10. Жарская О.О., Меджидова A.A., Федорова Н.Е., Кущ A.A., Зацепина О.В. (2002) Иммуноцитохимическая реорганизация ядрышка в условиях цитомегаловирусной инфекции фибробластов эмбриона человека in vitro. Докл Акад Наук 387, 589-592.

11. Зацепина О.В., Прусов А.Н., Семенов М.В. (1995) Иммунолокализация фактора инициации транскрипции рибосомных генов UBF интерфазе и митозе. Цитологтя 37(1/2), 137-144.

12. Копнин Б.П. (2000) Мишени действия онкогенов и опухолевых супрессоров: ключ к пониманию базовых основ канцерогенеза. Биохимия 65, 5-33.

13. Мухарьямова К.Ш., Дудник O.A., Сперанский А.И., Зацепина О.В. 1998. Сравнительная локализация основных белков ядрышка фибрилларина и В23 в делящихся клетках млекопитающих. Биологические мембраны 15 (6), 657-669.

14. Мухарьямова К.Ш., Зацепина О.В. 2001. Визуализация транскрипции рибосомных генов в клетках культуры ткани СПЭВ с помощью бромированного уридинтрифосфата. Цитология 43, 792-796.

15. Поляков В.Ю., Ченцов Ю.С. (1968) Электронно-микроскопическое выявление матрикса хромосом в связи с их естественным разрыхлением. Докл Акад Наук СССР 182, 205-208.

16. Сабанеева Е.В. (1988) Соотношение ядрышкового организатора и фибриллярного центра ядрышка. Цитология 30 (12), 1395-1440.

17. Смирнова Е.А., Гребенщикова В.И., Ченцов Ю.С. (1985) Оценка функционального состояния культивируемых клеток, помещенных в гипотонические условия, путем прижизненного окрашивания нейтральным красным. Цитология 27 (8), 882-886.

18. Смирнова Е.А., Казачкина В.И., Гребенщикова В.И., Ченцов Ю.С. (1987) Устойчивость разных типов клеток к действию гипотонии. Цитология 29 (1), 47-53.

19. Узбеков Р.Е. (2004) Анализ клеточного цикла и методика исследования динамики уровня экспрессии белков па его различных фазах с использованием синхронизированных клеток. Биохомия 69 (5), 485-496.

20. Челидзе П.В., Зацепина О.В. (1988) Морфофункциональная классификация ядрышек. Успехи современной биологии 105 (2), 252-267.

21. Ченцов Ю.С. (2000) Периферический материал или матрикс митотических хромосом: структура и функции. Онтогенез 31 (6), 388-399.

22. Ченцов Ю.С. (2004) Введение в клеточную биологию М, ИКЦ Академкнига, 494 с.

23. Ченцов Ю.С., Андреев В.В. (1966) Подавление роста ядрышек в разделившихся клетках культуры ткани при действии низкиз доз актиномиципа. Прижизненные наблюдения. Жури. общ. биологии 27 (5), 615-619.

24. Ченцов Ю.С., Поляков В.Ю. (1969) Электронно-микроскопическое исследование хромосом Crepis capillaris. Докл Акад Наук СССР 189, 185-187.

25. Ченцов Ю.С., Поляков В.Ю. 1974. Ультраструктура клеточного ядра. М, Наука.

26. Abramova N.B., Neyfakh А.А. (1973) Migration of newly synthesized RNA during mitosis. III. Nuclear RNA in the cytoplasm of metaphase cells. Exp Cell Res 77, 136-142.

27. Andersen J.S., Lam Y.W., Leung A.K., Ong S.E., Lyon C.E., Lamond A.I., Mann M. (2005) Nucleolar proteome dynamics. Nature 433, 77-83.

28. Andersen J.S., Lyon C.E., Fox A.H., Leung A.K.L., Lam Y.W., Steen H., Mann M., Lamond A.I. (2002) Directed proteomic analysis of the human nucleolus. Curr Biol 12, 111.

29. Angelier N., Tramier M., Louvet E., Coppey-Moisan M., Savino T.M., De Mey J.R., Hernandez-Verdun D.D. (2005) Tracking the interactions of rRNA processing proteins during nucleolar assembly in living cells. Mol Biol Cell 16, 2862-2871.

30. Aris J.P. and Blobel G. (1991) cDNA cloning and sequencing of human fibrillarin, a conserved nucleolar protein recognized by autoimmune antisera. Proc Nat Acad Sci USA 88, 931-935.

31. Azum-Gelade M.C., Noaillac-Depeyre J., Caizergues-Ferrer M., Gas N. (1994) Cell cycle redistribution of U3 snRNA and fibrillarin. Presence in the cytoplasmic nucleolus remnant and in the prenucleolar bodies at telophase. J Cell Sci 107,463-75.

32. Bachellerie J.P., Cavaille J., Huttenhofer A. (2002) The expanding snoRNA world. Biochemie 84, 775-790.

33. Badis G., Fromont-Racine M., Jacquier A. (2003) A snoRNA that guides the two most conserved pseudouridine modifications within rRNA confers a growth advantage in yeast. RNA 9 (7), 771-779.

34. Baran I. (1994) Exit from mitosis induced by a calcium transient: the relation to the MPF and InsP3 dynamics. Biosystems 33, 203-214.

35. Barneche F., Steinmetz F., Echeverria M. (2000) Fibrillarin genes encode both a conserved nucleolar protein and a novel small nucleolar RNA in volved in ribosomal RNA methylation in Arabidopsis thaliana. J Biol Chem 275 (35), 27212-27220.

36. Beckmann R., Buchner K., Jungblut P.R., Eckerskom C., Weise C., Hilbert R., Hucho F. (1992) Nuclear substrate of protein kinase C. Em J Biochem 210, 45-51.

37. Belenguer P., Caizergues-Ferrer M., Labbe J.-C., Doree M., and Amalric F. (1990) Mitosisspecific phosphorylation of nucleolin by p34cdc2 protein kinase. Mol Cell Biol 10, 3607-3618.

38. Bell P., Mais C., McStay B., Scheer U. (1997) Association of the nucleolar transcription factor UBF with the transcriptionally inactive rRNA genes of pronuclei and early Xenopus embryos. J Cell Sci 110, 2053-2063.

39. Bell P., Scheer U. (1996) Prenucleolar bodies contain coilin and are assembled in Xenopus egg extract depleted of specific nucleolar proteins and U3 RNA. J Cell Sci 109,43-54.

40. Benavente R. (1991) Postmitotic nuclear reorganization events analyzed in living cells. Chromosoma 100 (4), 215-220.

41. Benavente R., Rose K.M., Reimer G., Hiigle-Dôrr B., Scheer U. (1987) Inhibition of nucleolar reformation after microinjection of antibodies to RNA polymerase I into mitotic cells. J Cell Biol 105, 1483-1491.

42. Beven A.F., Lee R., Razaz M., Leader D.J., Brown J.W., Shaw P.J. (1996) The organization of ribosomal RNA processing correlates with the distribution of nucleolar snRNAs. J Cell Sci 109, 1241-1251.

43. Biggiogera M., Fakan S., Kaufmann S.H., Black A., Shaper J.H., Busch H. (1989) Simultaneous immunoelectron microscopic visualization of protein B23 and C23 distribution in the HeLa cell nucleolus. JHistochem Cytochem 37, 1371-1374.

44. Borovjagin A.V., Gerbi S.A. (1999) U3 small nucleolar RNA is essential for cleavage at sites 1, 2 and 3 in pre-rRNA and determines which rRNA processing pathway is taken in Xenopus oocytes. JMolBiol 286, 1347-1363.

45. Brill S.J., DiNardo S., Voelker-Meiman K., Sternglanz R. (1987) Need for DNA topoisomerase activity as swivel for DNA replication and for transcription of ribosomal genes. Nature 326,414-416.

46. Burd C.G., Dreyfuss G. (1994) Conserved structures and diversity of functions of RNA-binding proteins. Science 265, 615-621.

47. Caizergues-Ferrer M., Belenguer P., Lapeyre B., Amalric F., Wallace M.O., Olson M.O. (1987) Phosphorylation of nucleolin by a nucleolar type N11 protein kinase. Biochemistry 26 (24), 7876-7883.

48. Canduri F., Uchoa H.B., De Azevedo W.F.Jr. (2004) Molecular models of cyclin-dependent kinase 1 complexed with inhibitors. Biochem Biophys Res Commun 324 (2), 661-556.

49. Castro A., Bernis C., Vigneron S., Labbe J.C., Lorca T. (2005) The anaphase-promoting complex: a key factor in the regulation of cell cycle. Oncogene 24 (3), 314-325.

50. Cerdido A., Medina F.J. (1995) Subnucleolar location of fibrillarin and variation in its levels during the cell cycle and during differentiation of plant cells. Chromosoma 103, 625-634

51. Chan P.K., Aldrich M., Busch H. (1985) Alterations in immunolocalization of the phosphoprotein B23 in Hela cells during serum starvation. Exp Cell Res 161, 101-10.

52. Chan PK., Aldrich M., Cook R.G., Busch H. (1986) Amino acid sequence of protein B23 phosphorylation site. J Biol Chem 261, 1868-1872.

53. Chan W.Y., Liu Q.R., Boijigin J., Busch H., Rennert O.M., Tease L.A., Chan P.K. (1989) Characterization of the cDNA encoding human nucleophosmin and studies of its role in normal and abnormal growth. Biochemistry 28,1033-1039.

54. Chen D, Dundr M, Wang C, Leung A, Lamond A, Misteli T, Huang S (2005) Condensed mitotic chromatin is accessible to the transcription machinery and chromatin structural proteins. J Cell Biol 168 (1), 41-54.

55. Cheutin T., O'Donohue M.-F., Beorchia A., Vandelaer M., Kaplan H., Defever B., Ploton D., Thiry M. (2002) Three-dimensional organization of active rRNA genes within the nucleolus. J Cell Sci 115, 3297-3307.

56. Cmarko D., Verschure P.V., Rothblum L.I., Hernandez-Verdun D., Amalric F., van Driel R., Fakan S. (2000) Ultrastructural analysis of nucleolar transcription in cells microinjected with 5-bromo-UTP. Histochem Cell Biol 113, 181-187.

57. De Career G., Cerdido A., Medina F.J. (1997) NopA64, a novel nucleolar phosphoprotein from proliferating onion cells, sharing immunological determinants with mammalian nucleolin. Planta 201 (4), 487-495.

58. De Veylder L., Joubes J., Inze D.(2003) Plant cell cycle transitions. Curr Opin Plant Biol 6 (6), 536-543.

59. Derenzini M. (2000) The AgNORs. Micron 31, 117-120.

60. Dewitte W., Murray J.A. (2003) The plant cell cycle. Annu Rev Plant Biol. 54, 235-264.

61. DiMario PJ. (2004) Cell and molecular biology of nucleolar assembly and disassembly. Int RevCytol 239, 99-178.

62. Dousset T., Wang C., Verheggen C., Chen D., Hernandez-Verdun D., Huang S. (2000) Initiation of nucleolar assembly is independent of RNA polymerase I transcription. Mol Biol Cell 11, 2705-17.

63. Dundr M., Meier U.T., Lewis N., Rekosh D., Hammarskjold M.L., Olson M.O. (1997) A class of nonribosomal nucleolar components is located in chromosome periphery and in nucleolus-derived foci during anaphase and telophase. Chromosoma 105, 407-417.

64. Dundr M., Misteli T., Olson M. O. (2000) The dynamics of postmitotic reassembly of the nucleolus. J Cell Biol 150, 433-446.

65. Dundr M., Olson M. O. (1998) Partially processed pre-rRNA is preserved in association with processing components in nucleolus-derived foci during mitosis. Mol Bio Cell 9, 2407-2422.

66. Earnshaw W.C. and Bernat R.L. (1991) Chromosomal Passengers: Toward an Integrate d View of Mitosis, Chromosoma 100, 139-146.

67. Eliceiri G.L. (1999) Small nucleolar RNAs. Cell Mol Life Sci 56 (1-2), 22-31.

68. Emiliani V., Sanvitto D., Tramier M., Piolot T., Petrasek Z., Kemnitz K., Durieux C., Coppey-Moisan M. (2003) Low-intensity twodimensional imaging of fluorescence lifetimes in living cells. Appl Phys Lett 83, 2471-2473.

69. Fabian G.R., Hopper A.K. (1987) RRP1, a Saccharomyces cerevisiae gene affecting rRNA processing and production of mature ribosomal subunits. J Bacteriol 169 (4), 1571-1578.

70. Fan H., Penman S. (1971) Regulation of synthesis and processing of nucleolar components in metaphase-arrested cells. J Mol Biol 59,27-42.

71. Fatica A., Tollervey D. (2002) Making ribosomes. Curr Opin Cell Biol 14, 313-318.

72. Fernandez-Gomez M.E., Sanchez-Pina M.A., Risueno M.C., Medina F.J., Stockert JC (1983) Differential staining of the nucleolar organizing region (NOR) and nucleolar components by a new silver technique in plants. Cell Mol Biol 29 (2), 181-187.

73. Fernandez-Gomez M.E., Stockert J.C., Lopez-Saez J.F., Gimenez-Martin G. (1969) Stainng plant cell nucleoli with AgN03 after formalin-hydroquinone fixation. Stain Technol 44 (1), 48-49.

74. Fields A.P., Kaufmann S.H., Shaper J.H. (1986) Analysis of the internal nuclear matrix, oligomers of a 38 kD nucleolar polypeptide stabilized by disulfide bonds. Exp Cell Res 164, 139-153.

75. Finch R.A., Revanker G.R., Chan P.K. (1997). Structural and functional relationships of toyocamycin on NPM translocation. Anti-Cancer Drug Design 12, 205-215.

76. Fischer P.M., Endicott J., Meijer L. (2004) Cyclin-dependent kinase inhibitors. Prog Cell Cycle Res 5, 235-248.

77. Fomproix N., Gebrane-Younes J., Hernandez-Verdun D. (1998) Effects of anti-fibrillarin antibodies on building of functional nucleoli at the end of mitosis. J Cell Sc 111, 359-72.

78. Fromont-Racine M., Senger B., Saveanu C., Fasiolo F. (2003) Ribosome assembly in eukaryotes. Gene 313, 17-42.

79. Gall J.G. (2003). The centennial of the Cajal body. Nat Rev Mol Cell Biol 4, 975-980.

80. Gautier T., Dauphin-Villemant C., Andre C., Masson C., Arnoult J., Hernandez-Verdun D. (1992a) Identification and characterization of a new set of nucleolar ribonucleoproteins which line the chromosomes during mitosis. Exp Cell Res 200, 5-15.

81. Gautier T., Fomproix N., Masson C., Azum-Gelade M.C., Gas N., Hernandez-Verdun D. (1994) Fate of specific nucleolar perichromosomal proteins during mitosis: Cellular distribution and association with U3 snoRNA. Biol Cell 82, 81-93.

82. Gautier T., Masson C., Quintana C., Arnoult J., Hernandez-Verdun D. (1992c) The ultrastructure of the chromosome periphery in human cell lines. An in situ study using cryomethods in electron microscopy. Chromosoma 101, 502-510.

83. Gautier T., Robert-Nicoud M., Guilly M.-N., Hernandez-Verdun D. (1992b) Relocation of nucleolar proteins around chromosomes at mitosis. A study by confocal laser scanning microscopy. J Cell Sci 102, 729-737.

84. Gerbi S.A., Borovjagin A.V., Lange T.S. (2003) The nucleolus: A site of ribonucleoprotein maturation. Curr. Opin Cell Biol 15, 318-325.

85. Ghisolfi L., Gerard J., Amalric F., Erard M. (1992). The glycine-rich domain of nucleolin has an unusual supersecondary structure responsible for its RNA-helix-destabilizing properties. J Biol Chem 267, 2955-2959.

86. Ghisolfi-Nieto L., Joseph G., Puvion-Dutilleul F., Amalric F., and Bouvet P. (1996) Nucleolin is a sequence-specific RNA-binding protein: characterization of targets on pre-ribosomal RNA. J Mol Biol 260, 34-53.

87. Goessens G. (1984) Nucleolar structure. Int Rev Cytol 87, 107-158.

88. Golias C.H., Charalabopoulos A., Charalabopoulos K. (2004) Cell proliferation and cell cycle control: a mini review. Int J Clin Pract 2004 58 (12), 1134-1141.

89. Gonzalez-Camacho F., Medina F.J. (2004) Identification of specific plant nucleolar phosphoproteins in a functional proteomic analysis. Proteomics 4 (2), 407-417.

90. Gonzalez-Camacho F., Medina F.J. (2006) The nucleolar structure and the activity of NopAlOO, a nucleolin-like protein, during the cell cycle in proliferating plant cells. Histochem Cell Biol 125 (1-2), 139-153.

91. Gouilleux F., Wakao H., Mundt M., Groner B. Prolactin induces phosphorylation of Tyr694 of Stat5 (MGF), a prerequisite for DNA binding and induction of transcription. EMBOJ 13 (18), 4361-4369.

92. Granick D. (1975a) Nucleolar necklaces in chick embryo fibroblast cells. I. Formation of necklaces by dichlororibobenzimidazole and other adenosine analogues that decrease RNA 153, 1097-1110.

93. Granick D. (19756) Nucleolar necklaces in chick embryo fibroblast cells. II. Microscope observations of the effect of adenosine analogues on nucleolar necklace formation. J Cell Biol 65,418-427.

94. Gray N., Detivaud L., Doerig C., Meijer L. (1999) ATP-site directed inhibitors of cyclin-dependent kinases. Curr Med Chem 6, 859-876.

95. Grummt I. (1999) Regulation of mammalian ribosomal gene transcription by RNA polymerase I. Prog Nucleic Acid Res Mol Biol 62, 109-154.

96. Guillot P.V., Martin S., Pombo A. (2005) The organization of transcription in the nucleus of mammalian cells. In: Diekmann PHaS (eds) Vision of the cell nucleus. ASP, CA, 95105.

97. Guldner H.-H., Szostecki C., Vosber H.-P., Lakomek H.-J., Penner E., Bautz F.A. (1986) Scl 70 autoantibodies from scleroderma patients recognize a 95 kDa protein identified as DNA topoisomerase I. Chromosoma 94, 132-138.

98. Hadjiolov A.A. (1985) Cell Biol. Monographs. 12.

99. Hardcastle I.R., Golding B.T., Griffin R.J. (2002) Designing inhibitors of cyclin-dependent kinases. Annu Rev Pharmacol Toxicol 42, 325-348.

100. Hermoso M., Olivero P., Torres R., Riveros A., Quest A.F., Stutzin A. (2004) Cell volume regulation in response to hypotonicity is impaired in HeLa cells expressing a protein kinase Calpha mutant lacking kinase activity. J Biol Chem 279, 17681-17689.

101. Hernandez-Verdun D. (2006) Nucleolus: from structure to dynamics. Histochem Cell Biol 125 (1-2), 127-137. Epub 2005 Nov 22.

102. Hernandez-Verdun D., Gautier T. (1994) The chromosome periphery during mitosis. Bioessays 16, 179-185.

103. Hernandez-Verdun D., Roussel P., Gebrane-Younes G. (2002) Emerging concepts of nucleolar assembly. J Cell Sci 115, 2265-2270.

104. Herrera A.H., Olson M.O.J. (1986) Association of protein C23 with rapidly labeled nucleolar RNA. Biochemistry 25, 6258-6264.

105. Herrera J.E., Savkur R., Olson M.O. (1995) The ribonuclease activity of nucleolar protein B23. Nucleic Acids Res 23, 3974-3979.

106. Hingorani K., Szebeni A., Olson M.O.J. (2000) Mapping the functional domains of nucleolar protein B23 .J Biol Chem 275, 24451-24457.

107. Hisatake K., Nishimura T., Maeda Y., Hanada K., Song C.Z., Muramatsu M. (1991) Cloning and structural analysis of cDNA and the gene for mouse transcription factor UBF. Nucl Acids Res 19,4631^637.

108. Hoang C., Ferre-D'Amare A.R. (2001) Cocrystal structure of a tRNA Psi55 pseudouridine synthase: Nucleotide flipping by an RNA-modifying enzyme. Cell 107, 929-939.

109. Horsey E.W., Jakovljevic J., Miles T.D., Harnpicharnchai P., Woolford J.L.Jr. (2004) Role of the yeast Rrpl protein in the dynamics of pre-ribosome maturation. RNA 10 (5), 813827.

110. Hozak P., Geraund G., Hernandez-Verdun D. (1992a) Revealing nucleolar architecture by low ionic strength treatment. Exp Cell Res 203, 128-133.

111. Hozak P., Roussel P., Hernandez-Verdun D. (1992b) Procedures for specific detection of silver-stained nucleolar proteins on western blots. J Histochem Cytochem 40, 1089-1096.

112. Hsu T.C., Arrighi F.E., Klevecz R.R. Brinkley B.R. (1965) The nucleoli in mitotic divisions of mammalian cells in vitro. J Cell Biol 26, 539-553.

113. Huang S. (2002) Building an efficient factory: Where is pre-rRNA synthesized in the nucleolus? J Cell Biol 157,739-741.

114. Hubbell H.R. 1985. Silver staining as an indicator of active ribosomal genes. Stain Technol 60, 285-94.

115. Hugle B., Hazan R., Scheer U., Franke W.W. (1985) Localization of ribosomal protein SI in the granular component of the interphase nucleolus and its distribution during mitosis. J Cell Biol 100, 873-886.

116. Hunt T. (1991) Cell biology. Cell cycle gets more cyclins. Nature 350 (6318), 462-463.

117. Inze D. (2005) Green light for the cell cycle. EMBOJ 24 (4), 657-662.

118. Jantzen H.-M., Armon A., Bell, Tjian R. 1990. Nucleolar transcription factor hUBF contains a DNA-binding motif with homology to HMG proteins. Nature 344, 830-6.

119. Jarskaja O.O., Kunafina E.R., Sheval E.V., Olson M.O.J., Zatsepina O.V. (2005) Premature induction of nucleolus derived foci at metaphase of mitosis by inhibition of CDK-type kinases. EMBO/FEBS 19th International Workshop on the Cell Nucleus, p. 33.

120. Jiang P.S., Chang J.H., Yung B.Y. (2000) Different kinases phosphorylate nucleophosmin/B23 at different sites during G(2) and M phases of the cell cycle. Cancer Lett 153(1-2), 151-160.

121. Jiang P.S., Yung B.Y. (1999) Down-regulation of nucleophosmin/B23 mRNA delays the entry of cells into mitosis. Biochem Biophys Res Commun 257 (3), 865-870.

122. Jimenez-Garcia L.F., Rothblum L.I., Busch H., Ochs R.L. (1989) Nucleologenesis: use of non-isotopic in situ hybridization and immunocytochemistry to compare the localization of rDNA and nucleolar proteins during mitosis. Biol Cell 65, 239-246.

123. Jimenez-Garcia L.F., Segura-Valdez M.L., Ochs R.L., Rothblum L.I., Hannan R, Spector DL. (1994) Nucleologenesis: U3 snRNA-containing prenucleolar bodies move to sites of active pre-rRNA transcription after mitosis. Mol Biol Cell 5, 955-966.

124. Jones C.E., Busch H., Olson M.O. (1981) Sequence of a phosphorylation site in nucleolar protein B23. Biochim Biophys Acta 667, 209-212.

125. Kiss T. (2002) Small nucleolar RNAs: An abundant group of noncoding RNAs with diverse cellular functions. Cell 109, 145-148.

126. Klein J., Grummt I. (1999). Cell cycle-dependent regulation of RNA polymerase I transcription: The nucleolar transcription factor UBF is inactive in mitosis and early Gi. Proc Natl Acad Sci USA 96, 6096-6101.

127. Knockaert M., Greengard P., Meijer L. (2002) Pharmacological inhibitors of cyclin-dependent kinases. Trends Pharmacol Sci 23, 417-425.

128. Laemmli UK. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4.Nature 111 (5259), 680-685.

129. Lafontaine D.L., Tollervey D. (2001) The function and synthesis of ribosomes. Nat Rev Mol Cell Biol 2 (7), 514-520.

130. Lafontaine D.L.J., Bousquet-Antonelli C., Henry Y., Caizergues-Ferrer M., Tollervey D.1998) The box H + ACA snoRNAs carry Cbf5p, the putative rRNA pseudouridine synthase. Genes Dev 12, 527-537.

131. Lafontaine J.G. (1958) Structure and mode of formation of the nucleolus in meristematic cells of Vicia faba and Allium cepa. JBiophys Biochem Cytol 4, 777-784.

132. Lafontaine J.G., Chouinard L.A. (1963) A correlated light and electron microscope study of the nucleolar material during mitosis in Vicia faba. J Cell Biol 17, 167-201.

133. Le Panse S., Masson C., Herliot L., Chassery J.-M., Junerra H.R., Hernandez-Verdun D.1999) 3-D organization of single ribosomal transcription units after DRB inhibition of RNA polymerase II transcription. J Cell Sci 112, 2145-2154.

134. Lerch-Gaggl A., Haque J., Li J., Ning G., Traktman P., Duncan S.A. (2002) Pescadillo is essential for nucleolar assembly, ribosome biogenesis, and mammalian cell proliferation. J Biol Chem 277,45347-55.

135. Leung A.K., Andersen J.S., Mann M., Lamond A.I. (2003) Bioinformatic analysis of the nucleolus. Biochem J 376, 553-569.

136. Leung, A. K. L., and Lamond, A. I. (2003). The dynamics of the nucleolus. Crit. Rev. Eukaryot. Gene Expr. 13, 39-54.

137. Li Y.-P., Busch R.K., Valdez B.C., Busch H. (1996) C23 interacts with B23, a putative nucleolar-localization-signal-binding protein. Eur J Biochem 237, 153-158.

138. Liu J., Mailer J.L. (2005) Xenopus Polo-like kinase Plxl: a multifunctional mitotic kinase. Oncogene 24 (2), 238-247.

139. Louvet E., Junera H.R., Le Panse S., Hernandez-Verdun D. (2005) Dynamics and compartmentation of the nucleolar processing machinery. Exp Cell Res 304, 457-470.

140. Lu Y.Y., Lam C.Y., Yung B.Y. (1996) Decreased accumulation and dephosphorylation of the mitosis-specific form of nucleophosmin/B23 in staurosporine-induced chromosome decondensation. Biochem J317 (1), 321 -327.

141. Lucretti S., Dolezel. (1995) J.Cell cycle synchronization, chromosome isolation, and flow-sorting in plants. Methods Cell Biol 50, 61-83.

142. Magoulas C., Zatsepina O.V., Jordan P.W., Jordan E.G., Fried M. (1998) The SURF-6 protein is a component of the nucleolar matrix and has a high binding capacity for nucleic acids in vitro. Eur J Cell Biol 75, 174-183.

143. Malinsky J., Kobrena K., Bednar J., Stulik J., Raska I. (2002) Searching for active ribosomal genes in situ: Light microscopy in light of the electron beam. J Struct Biol 140, 227-231.

144. Marangos P., Carroll J.(2004) Fertilization and InsP3-induced Ca2+ release stimulate a persistent increase in the rate of degradation of cyclin B1 specifically in mature mouse oocytes. Dev Biol 272 (1), 26-38.

145. Matera A.G., Tycowski K.T., Steitz J.A., Ward D.C. (1994) Organization of small nucleolar ribonucleoproteins (snoRNPs) by fluorescence in situ hybridization and immunocytochemistry. Mol Biol Cell 5(12), 1289-1299.

146. Maxwell E.S., Fournier M.J. (1995) The small nucleolar RNAs. Ann Rev Biochem 35, 897-933.

147. Medina F.J., Cerdido A., Fernandez-Gomez M.E. (1995) Components of the nucleolar processing complex (Pre-rRNA, fibrillarin, and nucleolin) colocalize during mitosis and are incorporated to daughter cell nucleoli. Exp Cell Res 221 (1), 111-125.

148. Meijer L., Raymond E. (2003) Roscovitine and other purines as kinase inhibitors. From starfish oocytes to clinical trials. Acc Chem Res 36 (6). 417-425.

149. Morcillo G., De la Torre C. (1980) The effect of RNA synthesis inhibitors on prenucleolar bodies. Experientia 36, 836-837.

150. Morcillo G., De la Torre C., Gimrenez-Martin G. (1976) Nucleolar transcription during plant mitosis. Exp Cell Res 102, 311-316.

151. Morgan D.O. (1997) Cyclin-dependent kinases: engines, clocks, and microprocessors. Annu Rev Cell Dev Biol 13, 261-291.

152. Mosgoeller, W., Scho" fer, C., Wesierska-Gadek, J., Steiner, M., Mu" ller, M., and Wachtler, F. (1998). Ribosomal gene transcription is organized in foci within nucleolar components. Histochem. Cell Biol. 109, 111-118.

153. Moss T., Stefanovsky V.Y. (2002) At the center of eukaryotic life. Cell 109 (5), 545-548.

154. Murray A. (1994) Cell cycle checkpoints. Curr Opin Cell Biol 6 (6):872-876.

155. Murray AW. (2004) Recycling the cell cycle: cyclins revisited. Cell 116 (2), 221-234.

156. Nazar R.N. (2004) Ribosomal RNA processing and ribosome biogenesis in eukaryotes. IUBMB Life 56 (8), 457-465.

157. Niiya F, Xie X, Lee KS, Inoue H, Miki T. Inhibition of cyclin-dependent kinase 1 induces cytokinesis without chromosome segregation in an ECT2 and MgcRacGAP-dependent manner. J Biol Chem. 2005 Oct 28;280(43):36502-9. Epub 2005 Aug 23.

158. Nilsson H., Wallin M. (1998) Microtubule aster formation by dynein-dependent organelle transport. Cell Motil Cytoskeleton 41, 254-263.

159. Noel J.S., Dewey W.C., Abel J.H., Thompson R.P. (1971) Ultrastructure of the nucleolus during the Chinese hamster cell cycle. J Cell Biol 49, 830-847.

160. O'Mahony D.J., Rothblum L.I. (1991) Identification of two forms of the RNA polymerase I transcription factor UBF. Proc Natl Acad Sci USA 88, 3180-3184.

161. O'Sullivan A.C., Sullivan G.J., McStay, B. (2002) UBF binding in vivo is not restricted to regulatory sequences within the vertebrate ribosomal DNA repeat. Mol Cell Biol 22, 657668.

162. Ochs R. L., Busch H. (1984) Further evidence that phosphoprotein C23 (110 kD/pI 5.1) is the nucleolar silver staining protein. Exp Cell Res 152, 260-265.

163. Ochs R.L., Lischwe M., O'Leary P., Busch H. (1983) Localization of nucleolar phosphoproteins B23 and C23 during mitosis. Exp Cell Res 146, 139-149.

164. Ochs R.L., Lischwe M., Spohn W.N., Busch H. (1985a) Fibrillarin: a new protein of the nucleolus identified by autoimmune sera. Biol Cell 54, 123-133.

165. Ochs R.L., Lischwe M.A., Shen E., Carroll R.E., Busch H. (1985b) Nucleologenesis:composition and fate of prenucleolar bodies. Chromosoma 92, 330-336.97

166. Okuda M., Horn H.F., Tarapore P., Tokuyama Y., Smulian A.G., Chan P.K., Knudsen E.S., Hofmann I.A., Snyder J.D., Bove K.E., Fukasawa K. (2000) Nucleophosmin/B23 is a target of CDK2/cyclin E in centrosome duplication. Cell 103 (1), 127-140.

167. Olson M.O., Dundr M. (2005) The moving parts of the nucleolus. Histochem Cell Biol 123, 203-216.

168. Olson M.O., Hingorani K., Szebeni A. (2002) Conventional and nonconventional roles of the nucleolus. Int Rev Cytol 219,199-266.

169. Olson M.O.J. (1990) The role of proteins in nucleolar structure and function. In "The Eukaryotic Nucleus: Molecular Biochemistry and Macromolecular Assemblies" (P. R. Straus and S. H. Wilson, Eds.), 2, 519-559. Telford Press, West Caldwell, NJ.

170. Orrick L.R., Olson M.O., Busch H. (1973) Comparison of nucleolar proteins of normal rat liver and Novikoff hepatoma ascites cells by two-dimensional polyacrylamide gel electrophoresis. Proc Natl Acad Sci USA 70 (5), 1316-1320.

171. Paweletz N., Risueno M.C. (1982) Transmission electron microscopic studies on the mitotic cycle of nucleolar proteins impregnated with silver. Chromosoma 85, 261-273.

172. Peculis B., and Steitz J.A. (1993) Disruption of U8 nucleolar snRNA inhibits 5.8S and 28S rRNA processing in the Xenopus oocyte. Cell 73, 1233-1245.

173. Pelayo H.R., Lastres P., De la Torre C. (2001) Replication and G2 checkpoints: their response to caffeine. Planta 212 (3), 444-453.

174. Pellar G.J., DiMario P.J. (2003) Deletion and site-specific mutagenesis of nucleolin's carboxy GAR domain. Chromosoma 111, 461-469.

175. Peter M., Nakagawa J., Doree M., Labbe J.C., Nigg E.A. Cell. (1990) Identification of major nucleolar proteins as candidate mitotic substrates of cdc2 kinase. Cell 60, 791-801.

176. Pfeifle J., Boiler K., Anderer F.A. (1986) Phosphoprotein ppl35 is an essential component of the nucleolus organizer region (NOR). Exp Cell Res 162, 11-22.

177. Phillips S.G. (1972) Repopulation of the postmitotic nucleolus by preformed RNA. J Cell Biol 53,611-623.

178. Pines J. (1995) Cyclins and cyclin-dependent kinases: a biochemical view. Biochem J Jun 308 (3), 697-711.

179. Pinol-Roma S. (1999) Association of nonribosomal nucleolar proteins in ribonucleoprotein . complexes during interphase and mitosis. Mol Biol Cell 10, 77-90.

180. Ploton D., Thiry M., Menager M., Lepoint A., Adnet J.J., Goessens G. (1987) Behavior of the nudeolus during mitosis. Chromosoma 100, 95-107.

181. Puvion-Dutilleul F., Mazan S., Nicoloso M., Christensen M.E., Bachellerie J.-P. (1991) Localization of U3 RNA molecules in nucleoli of HeLa and mouse 3T3 cells by high resolution in situ hybridization. Eur J Cell Biol 56, 178-186.

182. Puvion-Dutilleul F., Mazan S., Nicoloso M., Pichard E., Bachellerie J.-P., Puvion E. (1992) Alterations of nucleolar ultrastructure and ribosome biogenesis by actinomycin D. Implications forU3 snRNP function. Eur J Cell Biol 58, 149-162.

183. Roussel P., Andre C., Comai L., Hernandez-Verdun D. (1996) The rDNA transcription machinery is assembled during mitosis in active NORs and absent in inactive NORs. J Cell Biol 133, 235-246.

184. Roussel P., Hernandez-Verdun D. (1994) Identification of Ag-NOR proteins, markers of proliferation related to ribosomal gene activity. Exp Cell Res 214,465-472.

185. Samaniego R., de la Torre C., Moreno Diaz de la Espina S. (2002) Dynamics of replication foci and nuclear matrix during S phase in Allium cepa L. cells. Planta 215 (2), 195-204.

186. Santella L. (1998) The role of calcium in the cell cycle: facts and hypotheses. Biochem Biophys Res Commun 244, 317-324.

187. Savino T.M., Bastos R., Jansen E., Hernandez-Verdun D. (1999) The nucleolar antigen Nop52, the human homologue of the yeast ribosomal RNA processing RRP1, is recruited at late stages of nucleologenesis. J Cell Sci 112,1889-1900.

188. Savino T.M., Gebrane-Younes J., De Mey J., Sibarita J.B., Hernandez-Verdun D. (2001) Nucleolar assembly of the rRNA processing machinery in living cells. J Cell Biol 153, 1097-1110.

189. Savkur R.S., Olson M.O.J. (1998) Preferential cleavage in pre-ribosomal RNA by protein B23 endoribonuclease. Nucleic Acids Res 26,4508-4515.

190. Scheer U, Benavente R (1990) Functional and dynamic aspects of the mammalian nucleolus. Bio Essays 12,14-21.

191. Scheer U., Hock R. (1999) Structure and function of the nucleolus. Curr Opin Cell Biol 11, 385-390.

192. Scheer U., Rose K.M. (1984) Localization of RNA polymerase I in interphase cells and mitotic chromosomes by light and electron microscopic immunocytochemistry. Proc Natl Acad Sci USA 81,1431-1435.

193. Scheer U., Trendelenburg M F., Franke W.W. (1975) Effects of actinomycin D on the association of newly formed ribonucleoproteins with the cistrons of ribosomal RNA in Triturus oocytes. J Cell Biol 65, 163-179.

194. Scherl A., Coute Y., Deon C., Calle A., Kindbeiter K., Sanchez J.-C., Greco A., Hochstrasser D., Diaz J.J. (2002) Functional proteomic analysis of human nucleolus. Mol Biol Cell 13, 4100-4109.

195. Schmidt-Zachmann M. S., Hiigle-Dorr В., Franke W. W. (1987) Aconstitutive nucleolar protein identified as a member of the nucleoplasmin family. EMBOJ 6, 1881-1890.

196. Shaw P.J., Jordan E.G. (1995) The nucleolus. Cell Dev Biol 11, 93-121.

197. Shen M.R., Chou C.Y., Browning J.A., Wilkins R.J., Ellory J.C. 2001. Human cervical cancer cells use Ca2+ signalling, protein tyrosine phosphorylation and MAP kinase in regulatory volume decrease. J Physiol 537, 347-362.

198. Sirri V., Hernandez-Verdun D., Roussel P. (2002) Cyclin-dependent kinases govern formation maintenance of the nucleolus. J Cell Biol 156, 969-981.

199. Sirri V., Roussel P., Hernadez-Werdun D. (1999) The mitotically phosphorylated form of the transcription termination factor TTF-1 is associated with the repressed rDNA transcription machinery. J Cell Sci 112, 3259-3268.

200. Sirri V., Roussel P., Hernandez-Verdun D. (2000a) In vivo release of mitotic silencing of ribosomal gene transcription does not give rise to precursor ribosomal RNA processing. J Cell Biol 148, 259-270.

201. Sirri V., Roussel P., Hernandez-Verdun D. (2000b) The AgNOR proteins: qualitative and quantitative changes during the cell cycle. Micron 31 (2), 121-126.

202. Smetana K., Busch H. (1974) The nucleolus and nucleolar DNA. In "The Cell Nucleus" (H. Busch, Ed.) 1,73-147. Academic Press, New York.

203. Sollner-Webb В., Tycowski K.T., Steitz J.A. (1996) Ribosomal RNA processing in eukaryotes. In: Ribosomal RNA: structure, evolution, processing, and function in protein biosynthesis. CRC Press, New York, 469-490.

204. Spector D.L., Ochs R.L., Busch H. (1984) Silver staining, immunofluorescence, and immunoelectron microscopic localization of nucleolar phosphoproteins B23 and C23. Chromosoma 90,130-148.

205. Stevens B. (1965) The fine structure of the nucleolus during mitosis in the grasshopper neuroblast cell. J Cell Biol 24, 349-368.

206. Stockert J.C., Fernandez-Gomez M.E., Gimenez-Martin G., and Sanchez-Lopez J.F. (1970) Organization of argyrophilic nucleolar material throughout the division cycle of meristematic cells. Protoplasma 69, 265-278.

207. Suprynowicz F.A., Prusmack C., Whalley T. (1994) Ca2+ triggers premature inactivation of the cdc2 protein kinase in permeabilized sea urchin embryos. Proc Natl Acad Sci USA 91,6176-6180.

208. Szebeni A., Hingorani K., Negi S., Olson M.O.J. (2003) Role of protein kinase CK2 phosphorylation in the molecular chaperone activity of nucleolar protein B23 .J Biol Chem 278,9107-9115.

209. Szebeni A., Mehrotra B„ Baumann A., Adam S.A., Wingfield P.T., Olson M.O.J. (1997) Nucleolar protein B23 stimulates nuclear import of the HIV-1 Rev protein and NLSconjugated albumin. Biochemistry 36, 3941-3949.

210. Szebeni A., Olson M.O.J. (1999) Nucleolar protein B23 has molecular chaperone activities. Protein Sci. 8, 905-912.

211. Takemura M., Ohta N., Furuichi Y, Takahashi T., Yoshida S., Olson M.O., Umekawa H. (1994) Stimulation of calf thymus DNA polimerase activity by nucleolar protein B23. Biochem Biopiys Res Commun 199, 46-51.

212. Tamm I., Hand R., Caliguiri L.A. (1976) Action of dichlorobenzimidazole riboside on RNA synthesis in L-929 and HeLa cells. J Cell Biol 69, 229-240.

213. Thiry M., Lafontaine D.L. (2005) Birth of a nucleolus: the evolution of nucleolar compartments. Trends Cell Biol 15, 194-199.

214. Tokuyama Y., Horn H.F., Kawamura K., Tarapore P., Fukasawa K. (2001) Specific phosphorylation of nucleophosmin on Thr(199) by cyclin-dependent kinase 2-cyclin E and its role in centrosome duplication. J Biol Chem 276 (24), 21529-21537

215. Tschochner H., Hurt E. (2003) Pre-ribosomes on the road from the nucleus to the cytoplasm. Trends Cell Biol 13, 255-263.

216. Tuteja R., Tuteja N. (1998) Nucleolin: A multifunctional major nucleolar phosphoprotein. Crit Rev Biochem Mol Biol 33, 407-436.

217. Vermeulen K., Van Bockstaele D.R., Berneman Z.N. (2003) The cell cycle: a review of regulation, deregulation and therapeutic targets in cancer. Cell Prolif36 (3), 131-149.

218. Voit R., Hoffmann M., Grummt I. (1999) Phosphorylation by G1-specific cdk-cyclin complexes activates the nucleolar transcription factor UBF. EMBO J18, 1891-1899.

219. Wang H., Boisvert D., Kim K.K., Kim R., Kim S.H. (2000) Crystal structure of a fibrillarin homologue from Methanococcus jannaschii, a hyperthermophile, at 1.6 A ° resolution. EMBO J19, 317-323.

220. Weisenberger D., Scheer U. (1995) A possible mechanism for the inhibition of ribosomal RNA gene transcription during mitosis. J Cell Biol 129, 561-575.

221. Weisenberger D., Scheer U., Benavente R. (1993) The DNA topoisomerase I inhibitor camptothecin blocks postmitotic reformation of nucleoli in mammalian cells. Eur J Cell Biol 61, 189-192.

222. Xue Z., Melese T. (1994) Nucleolar proteins that bind NLSs: a role in nuclear import or ribosome biogenesis. Trends Cell Biol 4,414-417.

223. Yasuda Y. Maul G.G. (1990) A nucleolar auto-antigen is part of a major chromosomal surface component. Chromosoma 99, 152-160.

224. Yung B.Y.M., Busch H., Chan PK. (1985) Translocation of nucleolar phosphoprotein B23 (37 kDa/ -15.1) induced by selective inhibitors of ribosome synthesis. Biochim Biophys Actu 826, 167-173.

225. Zatsepina O.V., Dudnic O.A., Chentsov Y.S., Thiry M., Spring H., Trendelenburg M.F. (1997b) Reassembly of functional nucleoli following in situ unraveling by low-ionic-strength treatment of cultured mammalian cells. Exp Cell Res 233 (1), 155-168.

226. Zatsepina O.V., Roussel A., Chan P.K., Olson M.O., Jordan E.G., Bornens M. (1999) The nucleolar phosphoprotein B23 redistributes in part to the spindle poles during mitosis. J Cell Sci 112,455-466.

227. Zatsepina O.V., Voit R., Grummt I., Spring H., Semenov M.V., Trendelenburg M.F. (1993) The RNA polymerase I-specific transcription initiation factor UBF is associated with transcriptionally active and inactive ribosomal genes. Chromosoma 102,599-611.

228. Zhang H., Shi X., Paddon H., Hampong M., Dai W., Pelech S. (2004) B23/nucleophosmin serine 4 phosphorylation mediates mitotic functions of polo-like kinase 1 .J Biol Chem 279 (34), 35726-35734.

229. Zhu Y., Lu D., DiMario P. (1999) Nucleolin; defective for MPF phosphorylation, localizes normally during mitosis and nucleologenesis. Histochem Cell Biol 111, 477-487.