Роль белков RCD1, RCD5 и MBD-R2 комплекса NSL в митозе культивируемых клеток S2 Drosophila melanogaster тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.04, кандидат наук Павлова Гера Алексеевна

• Павлова Гера Алексеевна
• кандидат наук
• 2020

Оглавление диссертации кандидат наук Павлова Гера Алексеевна

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Функциональная характеристика митотического цикла

1.2 Структурные элементы митотического аппарата и их функциональная роль

1.2.1 Роль центросом в формировании веретена деления

1.2.2 Структура и функции кинетохора

1.2.3 Микротрубочки, их строение и динамика

1.2.4 Деполимеризация микротрубочек как инструмент для исследования механизмов формирования веретена деления

1.3 Белки, ассоциированные с микротрубочками

1.3.1 Стабилизирующие, линкерные и дестабилизирующие белки

1.3.2 Моторные белки

1.3.3 Белки контролирующей системы сборки веретена деления и исправление ошибок

1.4 Транскрипционные факторы в клеточном цикле

1.5 Комплекс КАШЬ/ШЬ

1.6 Заключение

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1 Получение генно-инженерных конструкций для синтеза двуцепочечной РНК

2.1.1 Амплификация фрагментов исследуемых генов

методом полимеразной цепной реакции

2.1.2 Очистка продуктов ПЦР

2.1.3 Лигирование ДНК (клонирование в вектор)

2.1.4 Приготовление электрокомпетентных клеток E. coli

2.1.5 Трансформация клеток E. coli

2.1.6 Проверка полученных колоний трансформированных клеток E. coli с помощью ПЦР

2.1.7 Амплификация и выделение плазмидной ДНК

2.1.8 Определение нуклеотидной последовательности полученных конструкций (по Сэнгеру)

2.1.9 Синтез двуцепочечной РНК

2.2 Проведение нокдауна целевых генов методом РНК-интерференции на клеточной линии S2 D. melanogaster

2.2.1 Культивирование клеточных линий S2 D. melanogaster

2.2.2 РНК-интерференция

2.2.3 Деполимеризация микротрубочек холодом и колцемидом

2.3 Определение уровня экспрессии исследуемых генов методом обратной транскрипции с последующей ПЦР в режиме реального времени

2.3.1 Выделение тотальной РНК

2.3.2 Обратная транскрипция

2.3.3 Количественная ПЦР с детекцией результатов в режиме реального времени

2.4 Оценка экспрессии целевых белков методом Вестерн-блот

2.4.1 Приготовление белковых лизатов из культивируемых клеток S2 после РНК-интерференции

2.4.2 Электрофорез белков и Вестерн-блот

2.5 Выделение и очистка рекомбинантных белков GST-Rcd1 для получения поликлональных антител к белку Rcd1

2.5.1 Наработка рекомбинантного белка GST-Rcd1 в клетках E. coli

2.5.2 Выделение и очистка рекомбинантных белков

2.6 Получение антител

2.7 Флуоресцентная микроскопия

2.8 Прижизненная конфокальная микроскопия

2.9 Просвечивающая электронная микроскопия

2.10 Статистическая обработка данных

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

3.1 Получение и характеристика поликлональных антител к белку Redl

3.2 Функционирование комплекса NSL в митозе

3.2.1 Оценка эффективности нокдауна генов Rcd1, Rcd5 и MBD-R2 в культуре клеток S2 дрозофилы

3.2.2 Влияние белков Redl, Rcd5 и MBD-R2 на структуру и формирование центросом

3.2.3 Влияние исследуемых компонентов комплекса NSL на ход митоза

3.2.4 Локализация исследуемых GFP-меченых белков в культуре клеток S2 D. melanogaster

3.2.5 Взаимосвязанное функционирование белков Rcd1 и Rcd5

3.2.6 Влияние белков комплекса NSL на центромерные и кинетохорные компоненты

3.2.7 Регуляция транскрипции центросомных, центромерных и кинетохорных белков компонентами комплекса NSL

3.3 Влияние исследуемых белков Rcdl, Rcd5 и MBD-R2 на кинетохор-опосредованное формирование микротрубочек

ГЛАВА 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ СОКРАЩЕНИЙ

а.о. - аминокислотные остатки

ВД - веретено деления

ГТФ - гуанозинтрифосфат

дцРНК - двуцепочечная РНК

ЛКД - лаборатория клеточного деления

МТ - микротрубочка(и)

о.е. - относительные единицы

ПААГ - полиакриамидный гель

ПАТ - псевдо-анателофазы

ПЦМ - перицентриолярный материал

ПЦР - полимеразная цепная реакция

РНК - рибонуклеиновая кислота

РНКи - РНК-интерференция

ЦОМТ - центр организации микротрубочек

ЭБС - эмбриональная бычья сыворотка

APC (Anaphase Promoting Complex) - комплекс стимуляции анафазы

ChIP (Chromatin Immunoprecipitation ) - иммунопреципитация хроматина

CS (Coding Sequence) - кодирующая последовательность ДНК

CycA (Cyclin A) - Циклин А

CyсB (Cyclin B) - Циклин B

DAPI - 4,6-диамидино-2-фенилиндол

eGFP (enhanced Green Fluorescent Protein) - усиленный зеленый флуоресцентный белок

GSH (glutathione) - глутатион

GST (Glutathione S-transferase) - глутатион^-трансфераза

IPTG (Isopropyl P- d-1-thiogalactopyranoside) - изопропил-Р-0-1-тиогалактопиранозид

MAPs (Microtubule-associated proteins) - белки, ассоциированные с микротрубочками

MCC (Mitotic Checkpoint Complex) - контрольная точка вступления в митоз

MUGs (Mitosis with Unreplicated Genomes) - митотические клетки с

нереплицированными участками генома

NSL - Nonspecific Lethal

Plk (Polo-like kinase) - Polo-подобная киназа

PMSF (phenylmethylsulfonyl fluoride) - фенилметилсульфонил фторид

SAC (Spindle Assembly Checkpoint) - контрольная точка сборки веретена деления

UTR (Untranslated Region) - нетранслируемая область ДНК

ВВЕДЕНИЕ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Роль белков RCD1, RCD5 и MBD-R2 комплекса NSL в митозе культивируемых клеток S2 Drosophila melanogaster»

Актуальность

Веретено деления (ВД) является высокодинамичной структурой, состоящей из микротрубочек (МТ), которая обеспечивает точное разделение и расхождение сестринских хроматид в ходе деления клеток. В процессе формирования ВД принимают участие различные белки, которые специфически связываются с МТ и регулируют их динамику. В последние годы все чаще появляется информация об участии белков хроматина в митозе. Последние диссоциируют с хроматина в начале митоза, а затем возвращаются в ядро во время телофазы. Вероятно, они играют функциональную роль, как в интерфазе, так и при формировании ВД. Одним из ярких примеров являются компоненты комплекса KANSL у млекопитающих, который включает в себя, по меньшей мере, шесть белков: KANSL1, KANSL2, KANSL3, MCRS1, PHF20, WDR5, ассоциированных с белком MOF. Комплекс KANSL локализуется в ядре интерфазных клеток, где регулирует транскрипцию определенных генов и способствует поддержанию плюрипотентности стволовых клеток за счет подавления экспрессии генов дифференцировки [Ravens et al., 2014; Chelmicki et al., 2014]. Исследования на клетках человека и экстрактах яиц Xenopus laevis показали, что во время митоза белки KANSL1, KANSL3 и MCRS1 связываются с минус-концами МТ митотического веретена, играя существенную роль в сборке ВД и сегрегации хромосом [Meunier and Vernos, 2011; Meunier et al., 2015]. Таким образом, субъединицы комплекса KANSL, которые связаны с хроматином во время интерфазы, вероятно, выполняют определенные функции в митотических клетках.

Комплекс NSL дрозофилы является ортологом комплекса KANSL. Он включает шесть консервативных белковых субъединиц: Nsll/Wah (KANSL1), Dgtl/Nsl2 (KANSL2), Rcdl/NsB (KANSL3), Rcd5 (MCRS1), MBD-R2 (PHF20), Wds (WDR5), также ассоциированных с белком Mof (MOF/KATS) и связанных с промоторами более 4000 генов домашнего хозяйства [Feller et al., 2012]. Как и в случае с ортологами человека, дефицит ряда белков комплекса NSL приводит к

митотическим дефектам. Так, например, один из генетических скринингов, направленных на идентификацию генов, вовлеченных в митотические процессы у дрозофилы, выделил белки MBD-R2 и Redl. Данные, представленные в этой работе, предполагают участие белков MBD-R2 и Redl в процессах разделения сестринских хроматид, регуляции динамики МТ ВД [Somma et al., 2008]. Кроме того, РНК-интерференция гена MBD-R2 приводит к возникновению хромосомных аббераций, а при нокдауне гена Rcd1 отмечалось нарушение конгрессии хромосом на стадии метафазы [Somma et al., 2008]. Другой скрининг, основанный на РНК-интерференции, показал, что белки комплекса NSL - Dgtl, Redl и Rcd5 -участвуют в дупликации центриолей и поддержании структуры центросом [Dobbelaere et al., 2008].

Однако существующие литературные данные являются поверхностными и не описывают механизмы, посредством которых компоненты комплекса NSL оказывают влияние на митоз. Соответственно, белки MBD-R2, Redl и Rcd5 явились первоочередными кандидатами для детального исследования их влияния на митотические процессы.

Цель и задачи исследования

Целью исследования является установление вклада белков Redl, Rcd5 и MBD-R2 в процесс митоза культивируемых клеток S2 Drosophila melanogaster.

Для достижения данной цели были поставлены следующие задачи:

1. Выявить и охарактеризовать митотические нарушения, а также оценить количество центромерного белка Cid и кинетохорных компонентов Miteh и Nde80 при дефиците белков Redl, Red5 и MBD-R2.

2. Определить эффект нокдауна генов Rcdl, Rcd5 и MBD-R2 на уровень экспрессии генов, кодирующих центромерные и кинетохорные белки, а также компоненты центросом.

3. Установить влияние белков Redl, Red5 и MBD-R2 на формирование микротрубочек от кинетохоров после обработки колцемидом в клетках со сниженным количеством указанных компонентов комплекса NSL.

4. Определить внутриклеточную локализацию белков Rcd1, Rcd5 и MBD-R2 в митозе.

Научная новизна и практическая значимость

Впервые детально охарактеризованы митотические функции эволюционно консервативных генов Rcd1, Rcd5 и MBD-R2, кодирующих компоненты комплекса NSL дрозофилы, которые играют важную роль в регуляции транскрипционной активности большого числа генов домашнего хозяйства. Установлено, что митотические дефекты после нокдауна вышеперечисленных генов являются следствием нарушения транскрипции генов, кодирующих основные элементы митотического аппарата. Впервые продемонстрирована локализация белков Rcdl и Rcd5 в отдельных структурах митотических клеток. Результаты представляют интерес для понимания молекулярных механизмов митоза. Поскольку большинство белков, принимающих участие в митозе D. melanogaster эволюционно консервативны, исследование способствует формированию представления о механизмах функционирования веретена деления у многоклеточных организмов. Полученные данные могут быть использованы в учебном процессе высшей школы.

Положения, выносимые на защиту

1. Нокдаун генов, кодирующих белки MBD-R2, Rcd^ Rcd5, приводит к задержке митотического цикла на стадии метафазы в культуре клеток S2 D. melanogaster. Кроме того, наблюдаются дефекты разделения и расхождения сестринских хроматид.

2. Снижение количества белков MBD-R2, Rcdl и Rcd5 в культуре клеток S2 D. melanogaster приводит к нарушению экспрессии ряда генов митотического аппарата и дефициту соответствующих белков.

3. В ходе митоза белки комплекса NSL специфически локализуются в различных компартментах митотического аппарата: белок MBD-R2 остается связанным с

хромосомами, в то время как белки Rcdl и Rcd5 выявляются в области центросом и центральной области борозды деления.

Апробация работы. Материалы диссертации были представлены на:

Международной конференции «Chromosome 2015» (Новосибирск, Россия, 2015); III Всероссийском конгрессе молодых ученых-биологов «Симбиоз-Россия 2015» (Новосибирск, Россия, 2015); Международной мини-конференции «Chromosomes and Mitosis 2015» (Новосибирск, Россия, 2015); 10th International conference on Bioinformatics of Genome Regulation and Structure/Systems Biology «BGRS/SB-2016» (Новосибирск, Россия, 2016); II Всероссийском научном форуме «Наука будущего - наука молодых» (Казань, Россия, 2016); Italian Drosophila Research Conference (Bologna, Italy, 2016); V Съезде биохимиков России (Сочи, Россия, 2016); Международной мини-конференции «Chromosomes and Mitosis 2016» (Новосибирск, Россия, 2016), Международной конференции «Chromosome 2018» (Новосибирск, Россия, 2018), 14th International conference on Drosophila heterochromatin (Spoleto, Italy).

Публикации. По результатам работы опубликованы следующие статьи в рецензируемых журналах:

1. Pavlova G.A., Galimova Y.A., Popova Y.V., Munzarova A.F., Razuvaeva A.V., Alekseeva A.L., Berkaeva M.B., Pindyurin A.V., Somma M.P., Gatti M., Renda F. Factors governing the pattern of spindle microtubule regrowth after tubulin depolymerization // Цитология. - 2016. - V. 58. - P. 299-303.

2. Pavlova G.A., Popova J.V., Andreyeva E.N., Yarinich L.A., Lebedev M.O., Razuvaeva A.V., Dubatolova T.D., Oshchepkova A.L., Pellacani C., Somma M.P., Pindyurin A.V., Gatti M. RNAi-mediated depletion of the NSL complex subunits leads to abnormal chromosome segregation and defective centrosome duplication in Drosophila mitosis // PLOS Genetics. - 2019. - V. 15. - P.e1008371.

3. Strunov A., Boldyreva L.V., Andreyeva E.N., Pavlova G.A., Popova J.V., Razuvaeva

A.V., Anders A.F., Renda F., Pindyurin A.V., Gatti M., Kiseleva E. Ultrastructural analysis of mitotic Drosophila S2 cells identifies distinctive microtubule and intracellular membrane behaviors // BMC Biology. - 2018. - V. 16. - P. 68.

4. Strunov A., Boldyreva L.V., Pavlova G.A., Pindyurin A.V., Gatti M., Kiseleva E. A

simple and effective method for ultrastructural analysis of mitosis in Drosophila S2 cells // MethodsX. - 2016. - V. 3. - P. 551-559.

Материалы конференций:

1. Павлова ГА, Попова ЮВ, Мунзарова АФ, Галимова ЮА, Разуваева АВ, Ренда Ф, Сомма МП, Пиндюрин АВ, Гатти М. Факторы, обусловливающие характер повторного роста микротрубочек веретена деления после деполимеризации тубулина у Drosophila melanogaster. Acta Naturae S-2: 70, 2016.

2. Pavlova G., Popova J., Munzarova A., Galimova J., Razuvaeva A., Renda F., Somma P. Pindyurin A., Gatti M. Genetic dissection of kinetochore-driven microtubule formation during Drosophila spindle assembly. Сборник материалов «Italian Drosophila Research Conference». 14-16 сентября 2016 г., Bologna, Italy, с. 45.

3. Popova J.V., Pavlova G.A., Munzarova A.F., Renda F., Somma M.P., Pindyurin A.V., Gatti M. Genetic control of kinetochore-driven microtubule growth: An RNAi-based analysis in Drosophila S2 cells. Сборник тезисов второй международной научной конференции «Наука будущего», 20-23 сентября 2016, Казань, Россия, с.274.

4. Pavlova G., Popova J., Munzarova A., Galimova J., Razuvaeva A., Renda F., Somma P. Pindyurin A., Gatti M. The mechanisms of Drosophila spindle assembly: The role of kinetochore-driven microtubule formation. Сборник тезисов второй международной научной конференции «Наука будущего», 20-23 сентября 2016, Казань, Россия, с.233.

5. Попова Ю.В., Павлова Г.А., Разуваева А.В., Невзорова Т.А., Пиндюрин А.В., Гатти М. Участие компонентов комплекса NSL в делении культивируемых клеток Drosophila. Материалы международной конференции «Беляевские чтения», 7-10 августа 2017 г., Новосибирск, Россия, с. 107.

6. Pavlova GA, Popova JV, Andreyeva EN, Yarinich LA, Lebedev MO, Razuvaeva AV, Dubatolova TD, Alekseeva AL, Pellacani C, Somma MP, Pindyurin AV, Gatti M. Roles of Drosophila NSL complex components in mitosis. Материалы международной конференции "Хромосома 2018". Новосибирск, 2018. с. 57-58.

7. Pavlova GA, Popova JV, Andreyeva EN, Yarinich LA, Lebedev MO, Razuvaeva AV, Dubatolova TD, Oshchepkova AL, Pellacani C, Somma MP, Pindyurin AV, Gatti M. Multiple function of the NSL complex subunits in Drosophila mitosis. Acta Naturae Спецвыпуск I (Том 2): 95, 2019.

Вклад автора

Автором выполнена вся экспериментальная часть работы, связанная с культурами клеток S2 дрозофилы, а также обработка и анализ полученных результатов. Антитела к белку Rcd1 были получены совместно с Е.Н. Андреевой. Биоинформатический анализ литературных данных ChIP был проведен А.В. Пиндюриным. Трансгенные клеточные линии были получены Л.А. Яринич. Электронные микрофотографии были получены на базе ИЦИГ СО РАН А.А. Струновым. Подготовка публикаций осуществлялась автором совместно с М. Гатти, А.В. Пиндюриным, Е.Н. Андреевой, П. Сомма.

Структура и объем диссертации

Диссертация изложена на 108 страницах текста и состоит из введения, обзора научной литературы, описания использованных материалов и методов исследования, результатов, обсуждения, заключения, выводов и списка цитированной литературы, содержащего 165 наименований. Работа включает в себя 15 таблиц и 24 рисунка.

Благодарности

Работа выполнена на базе лаборатории клеточного деления Института молекулярной и клеточной биологии СО РАН. Автор выражает особую благодарность Алексею Валерьевичу Пиндюрину и Маурицио Гатти, которые координировали выполнение диссертационного проекта на разных его этапах. Среди российских и зарубежных коллег отдельная благодарность Евгении Николаевне Андреевой за помощь в проведении прижизненных съемок интересующих образцов, Любови Александровне Яринич за получение трансгенных клеточных линий, Юлии Владимировне Поповой за помощь в области молекулярно-биологических работ, Патриции Сомма за помощь в подготовке публикаций. Автор искренне признателен коллективу ЛКД ИМКБ СО РАН за всестороннюю помощь и поддержку.

Работа выполнена при финансовой поддержке гранта Правительства Российской Федерации N214.Z50.31.0005.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Функциональная характеристика митотического цикла

Митоз - процесс деления соматических клеток эукариот, при котором материнская клетка делится на две дочерние. При этом обеспечивается точная передача генетической информации от материнской клетки к дочерним. Безошибочное протекание процесса клеточного деления крайне важно для нормального развития и поддержания гомеостаза многоклеточных организмов. У человека, например, нарушения митоза приводят к онкологическим заболеваниям и врожденным дефектам [Оапеш et al., 2007]. Правильное прохождение и завершение митоза зависит от последовательных биохимически и морфологически определенных событий, которые точно скоординированы во времени и пространстве.

Традиционно выделяют пять стадий митоза: профазу, прометафазу, метафазу, анафазу и телофазу (Рисунок 1). Началом профазы, как правило, считают появление конденсированных хромосом внутри ядра, каждая из которых состоит из двух сестринских хроматид, которые удерживаются вместе посредством центромер. Во время поздней профазы на центромерах образуются специализированные белковые структуры, называемые кинетохорами. В большинстве центросом-содержащих клеток на этом этапе происходит созревание центросом и их расхождение к противоположным сторонам ядра. За пределами ядра каждая из образовавшихся центросом формирует ахроматиновое веретено деления (ВД), состоящее из астральных и межполюсных МТ.

Прометафаза начинается с разрушения ядерной мембраны, позволяя астральным МТ взаимодействовать с конденсированными хромосомами. МТ, исходящие из противоположных полюсов веретена, взаимодействуют с МТ, растущими от кинетохоров (Рисунок 1). Это взаимодействие приводит к образованию кинетохорных волокон (к-фибрилл), которые соединяют хромосомы с полюсами ВД. После того, как все хромосомы выстроились в экваториальной

плоскости и сестринские хроматиды стали обособленными (за исключением области центромер), клетка вступает в стадию метафазы. Конгрессия хромосом и присоединение сестринских кинетохоров к астральным МТ является отличительной характеристикой метафазы. Помимо к-фибрилл, корректную биполярную структуру ВД обеспечивают и другие популяции МТ, такие как межполюсные МТ, которые перекрываются на экваторе ВД, а также способствуют формированию пучков кинетохорных МТ [Gadde and Heald, 2004] (Рисунок 1).

Рисунок 1. Стадии митоза. Интерфаза: Репликация ДНК, увеличение объема цитоплазмы, количества органелл и клеточных белков. Профаза: конденсация хромосом, созревание и расхождение центросом, начало формирования ахроматинового ВД. Прометафаза: распад ядерной оболочки, прикрепление МТ ВД к хромосомам. Метафаза: выравнивание хромосом в экваториальной плоскости ВД. Анафаза: расхождение сестринских хроматид к полюсам и отдаление полюсов друг от друга. Телофаза: деконденсация хромосом, формирование ядерной оболочки вокруг сгруппированных хромосом. Цитокинез (не указан на рисунке): распределение цитоплазмы и клеточных органелл между дочерними клетками

Кроме морфологических изменений, в клетках происходит каскад биохимических реакций, контролирующих прохождение митоза на каждом этапе. У всех эукариотических организмов существует система контрольных точек (Checkpoints), или «переключателей», которая позволяет клеткам как вступать в митотический цикл, так и выходить из него при соблюдении всех условий. Механизм «переключателей» сходный у разных организмов и в его основе лежит один и тот же процесс - активация комплекса Циклина А (СусА) или Циклина Б (СусВ) с митотической протеинкиназой Cdkl [Nurse, 1990]. Циклины типа Б необходимы для корректного прохождения митоза, тогда как Циклины типа А имеют важное значение для активации митотического цикла [Knoblich и Lehner 1993; Jacobs et al., 1998]. Объединив генетические, биохимические и цитологические методы, удалось идентифицировать данный комплекс как ключевой регулятор митоза, который, кроме этого, является консервативным у всех организмов от дрожжей до человека [Doree and Hunt, 2002]. Серин/треониновая протеинкиназа Cdkl/СусВ представляет собой гетеродимер, состоящий из каталитической Cdk-субъединицы и регуляторной циклиновой субъединицы обеспечивающей выбор специфического субстрата. Пространственный контроль митотических процессов проявляется в регулировании активности Polo-подобных киназ (Plk) и киназ семейства Aurora. Белки семейства киназ Aurora и Polo были впервые обнаружены у дрозофилы. В клетках животных киназа Aurora особенно важна при формировании ВД [Reber and Hyman, 2015]. У позвоночных важную роль также играет белок TPX2, активирующий киназу Aurora А путем подавления ее дефосфорилирования фосфатазой PP1 [Bayliss et al., 2003] и привлекая киназу Aurora A к МТ [Wittmann et al., 2000; Kufer et al., 2002]. Киназы семейства Aurora имеют важное значение в исправлении дефектов присоединения МТ к кинетохорам, что зависит от пространственного градиента активности, установленного между киназой Aurora и антагонистической фосфатазой PP1 [Cheeseman, 2014]. Но как только клетки переходят в стадию анафазы, киназа Aurora В перемещается из центромерных районов хромосом к МТ для координации цитокинеза [D'Avino et al., 2015].

Стадия анафазы начинается после завершения выравнивания хромосом в экваториальной плоскости клетки и разделения сестринских хроматид. В ходе анафазы хромосомы, разделившиеся на сестринские хроматиды, двигаются в направлении противоположных полюсов ВД (Рисунок 1).

Анафаза включает в себя 2 этапа - А и Б, которые отличаются механизмами, отвечающими за расхождение дочерних хромосом. В анафазе А хроматиды расходятся к полюсам за счёт укорочения к-фибрилл, а в анафазе Б происходит расхождение самих полюсов после разделения сестринских хроматид, которое обеспечивается взаимным отталкиванием полюсных волокон МТ. Соответственно, в анафазе А участвуют моторные белки, связанные с кинетохорами, а в анафазе Б - моторные белки, располагающиеся как на полюсах веретена, так и в центре веретена. При успешном прохождении клеткой стадии анафазы сестринские хроматиды разделяются на две равные группы, расположенные в противоположных сторонах ВД (Рисунок 1). Метаболические процессы также координируют изменения морфологического строения клеток для перехода на стадию телофазы и возврата дочерних клеток в состояние интерфазы. Так, например, для деградации киназ Plkl и Aurora определенную роль играет APC-зависимый протеолиз [Lindon and Pines, 2004; Floyd et al., 2008].

Визуально телофаза характеризуется формированием ядерной оболочки вокруг каждой группы хромосом, внутри которых начинается деконденсация хроматина (Рисунок 1). Телофаза завершается цитокинезом и последующим разделением клеток на две дочерние. В клетках животных цитокинез опосредуется сужением сократительного кольца - переходной структуры, которая формируется в анафазе и содержит F-актиновые нити и активный миозин II. Сократительное актомиозиновое кольцо образуется субкортикально на экваторе делящейся клетки, его активность приводит к образованию борозды деления, которая углубляется до тех пор, пока две дочерние клетки не окажутся полностью разделенными [Fededa and Gerlich, 2012].

1.2 Структурные элементы митотического аппарата и их функциональная роль

1.2.1 Роль центросом в формировании веретена деления

У дрозофилы и позвоночных в соматических клетках центросомы являются одними из главных центров организации МТ. Они состоят из парных центриолей, окруженных перицентриолярным материалом, включающим в себя кольцевой комплекс белков гамма-тубулин (yTuRC), который способствует нуклеации МТ [Bettencourt-Dias and Glover, 2007; Nigg and Stearns, 2011; Dong, 2015]. В одной из ранних работ авторы предположили, что образование ВД происходит за счет динамически нестабильных МТ, «зарождающихся» из центросом, или астральных МТ, которые «ищут» хромосомы в цитоплазме до момента захвата и стабилизации кинетохорами [Kirschner and Mitchison, 1986]. Последующие работы показали, что центросом-содержащие клетки могут использовать МТ, «зарождающиеся» в области хромосом для образования полноценных биполярных веретен в отсутствие астральных МТ [Khodjakov et al., 2000].

Одновременно с этим было установлено, что в соматических клетках дрозофилы астральные МТ не имеют существенного значения для формирования ВД и его функционирования в клетках личиночных нервных ганглиев D. melanogaster. Мутации в генах asterless (asl; CEP152) и DSas-4 (CENPJ), ответственных за дупликацию центриолей, приводят к отсутствию центросом в клетках. В то же время, нарушение способности центросом инициировать рост МТ посредством мутаций генов centrosomin (cnn; CDKRAP2) и DSpd2 (CEP192) приводит к отсутствию астральных МТ. Однако в обоих случаях клетки способны сформировать функциональное ВД. У мутантов по генам asl, DSas-4 и DSpd2 в нейробластах личинок обнаружено лишь незначительное увеличение гиперплоидных или полиплоидных клеток по сравнению с диким типом [Bonaccorsi et al., 2000; Giansanti et al., 2001; Basto et al., 2006; Giansanti et al., 2008]. В соответствии с этим, личинки D. melanogaster, гомозиготные по мутациям генов asl, cnn, DSas-4 или DSpd2, развиваются во взрослых особей

[Megraw et al., 2001; Basto et al., 2006; Giansanti et al., 2008]. Таким образом, центросомы и астральные МТ, по всей видимости, необязательны для сборки функционального ВД в соматических клетках дрозофилы.

Астральные МТ также необязательны для образования веретена и его функционирования в культуре клеток S2 дрозофилы. Функциональные веретена без астральных МТ формируются в культуре клеток S2, где была проведена РНК-интерференция против генов центросомных компонентов, таких как cnn или DSas-4 [Mahoney et al., 2006; Moutinho-Pereira et al., 2009]. Интересно, что в клетках, в которых было снижено количество белка DSas-4, обнаружены небольшие центры организации микротрубочек (ЦОМТ), которые содержат гамма-тубулин (yTuRC). Эти ЦОМТ перемещаются к полюсам метафазных ВД, где кластеризуются и образуют «астры» МТ. Множественные ЦОМТ также наблюдались в клетках на стадиях ана- и телофазы с пониженным уровнем белка DSas-4 [Moutinho-Pereira et al., 2009]. Эти данные подтверждают мнение о том, что ЦОМТ и связанные с ними МТ способствуют образованию ВД в клетках S2 [Moutinho-Pereira et al., 2009]. Тем не менее, в клетках личиночных ганглиев дрозофилы у мутантов по генам asl, DSas-4 или DSpd2 не было обнаружено ни скопления гамма-тубулина (yTuRC), ни ЦОМТ на полюсах ВД в анафазе [Bonaccorsi et al., 2000; Basto et al., 2006; Giansanti et al., 2008].

1.2.2 Структура и функции кинетохора

Кинетохор - это комплексная структура, которая функционирует как молекулярный каркас микротрубочек вертена (кинетохорных волокон) и генератор силы при движении хромосом. Кроме этого, кинетохоры выполняют сигнальную функцию в регуляции расхождения сестринских хроматид при делении клетки [Foley and Kapoor, 2013]. Электронно-микроскопический анализ показал, что кинетохор состоит из электронно-плотных внутреннего и наружного слоев [O'Connell et al., 2012]. Генетический скрининг, биохимические и протеомные исследования выявили более сотни белков, локализующихся в кинетохорах [Takeuchi and Fukagawa, 2012].

Формирование кинетохора зависит от специфического варианта гистона H3 (CENH3 у растений, CENP-A у млекопитающих, CID у дрозофилы, Cse4 у дрожжей вида Saccharomyces cerevisiae), создающего уникальную конфигурацию хроматина в центромерных районах хромосом. Гистон CENP-A требуется для привлечения в определенном порядке дополнительных центромерных белков, которые необходимы для сборки кинетохоров [Verdaasdonk and Bloom, 2011].

При вступлении клетки в митотическую фазу начинает собираться внешняя кинетохорная пластинка и наружная волокнистая «корона». Образовавшиеся структуры содержат в себе большое количество белковых комплексов, необходимых для взаимодействия с МТ, контроля за прикреплением МТ к кинетохору и регуляции динамического состояния МТ. У млекопитающих за эти функции кинетохора, прежде всего, ответственны белковая сеть KMN (состоящая из белков KNL1, Mis12 и Ndc80) [Cheeseman et al., 2006], комплекс Skal [Welburn et al., 2009] и белок CENP-E [Wood et al., 1997].

Некоторые исследования четко показали, что кинетохоры могут инициировать рост МТ, способствуя образованию к-фибрилл [Rieder, 2005]. Однако исследования с использованием экстрактов ооцитов Xenopus laevis показали, что хроматин, лишенный кинетохоров, может стимулировать рост МТ и образование биполярного веретена [Walczak and Heald, 2008]. Эти исследования также показали, что ГТФ-связанная форма ГТФазы Ran (Ran-GTP) способствует росту МТ, индуцированных хроматином [Walczak and Heald, 2008]. Полученные данные заставили задуматься об относительном вкладе хромосомных плеч и кинетохоров в образование МТ в процессе сборки ВД. Для ответа на этот вопрос были использованы клетки млекопитающих, претерпевающие митоз с нереплицированными участками генома (mitosis in cells with unreplicated genomes; MUGs), в которых кинетохоры отделены от основной массы хроматина. Анализ показал, что кинетохоры в таких клетках стимулируют рост МТ эффективнее хроматина, предполагая доминирующую роль кинетохоров в хромосом-опосредованном пути сборки ВД [O'Connell et al., 2009].

У позвоночных ГТФаза Ran-GTP регулирует функционирование несколько белков, ассоциированных с МТ и необходимых для их стабильности, таких как Aurora A, TPX2, HURP, Aurora B, INCENP и Nup107-160 [Ciciarello et al., 2007, Kalab and Heald, 2008; Mishra et al., 2010]. Согласно этим исследованиям, снижение количества белка TPX2, HURP, Aurora B, INCENP или Nup107-160 ухудшает хромосом-опосредованную инициацию МТ, приводя к образованию дефектных митотических ВД. Однако другая работа показала, что РНК-интерференция гена TPX2 в клетках остеосаркомы человека U2OS приводит к нарушению формирования центросом и астральных МТ, и, как следствие, монополярным веретенам [Bird and Hyman, 2008]. Другим фактором, вовлеченным в формирование к-фибрилл и разделение центросом, является кинетохорный белок человека Mcm21R/CENP-O [McAinsh et al., 2006]. Исследование этого белка привело к заключению, что к-фибриллы генерируют силы, способствующие расхождению центросом, и отсутствие или снижение этих сил приводит к образованию монополярных веретен [Toso et al., 2009].

1.2.3 Микротрубочки, их строение и динамика

ВД характеризуется высокой динамичностью, что обеспечивается постоянной полимеризацией и деполимеризацией составляющих его МТ. Оба процесса крайне важны для формирования веретена, захвата кинетохоров и связывания с ними, конгрессии хромосом и разделения сестринских хроматид. Помимо этого, динамичность МТ также играет ключевую роль в работе контрольной точки сборки веретена (spindle assembly checkpoint, SAC) [Kline-Smith and Walczak, 2004].

МТ представляют собой полые цилиндрические филаменты, состоящие из 13 расположенных по кругу протофиламентов. Они являются самыми большими из стандартных филаментов цитоскелета и составляют около 25 нм в диаметре. Каждый протофиламент состоит из димеров а- и Р-субъединиц тубулина, которые всегда однообразно ориентированы друг по отношению к другу по принципу «голова к хвосту», что обеспечивает полярность МТ. Полимеризация МТ

преобладает на концах с Р-субъединицами тубулина, или плюс-концах, в то время как для концов с а-субъединицами, или минус-концов, более характерен процесс деполимеризации (Рисунок 2). Полимеризация и деполимеризация МТ зависит от ГТФ. Вскоре после присоединения гетеродимера к полимеру, связанный с полимером ГТФ гидролизуется до ГДФ [Kline-Smith and Walczak, 2004].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Павлова Гера Алексеевна, 2020 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Akhmanova A., Hoogenraad C.C. Mierotubule minus-end-targeting proteins // Curr.

Biol. - 20l5. - V. 25. - № 4. - P. l62-l7l.

2. Akhmanova A., Steinmetz M.O. Control of mierotubule organization and dynamies:

two ends in the limelight // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. - 20l5. - V. l6. - № l2. - P. 7ll-726.

3. Al-Bassam J., Chang F. Regulation of mierotubule dynamies by TOG-domain proteins XMAP2l5/Disl and CLASP // Trends Cell Biol. - 20ll. - V. 2l. - № l0. -P. 604-6l4.

4. Ali A., Veeranki S.N., Chinehole A., Tyagi S. MLL/WDR5 Complex Regulates Kif2A

Loealization to Ensure Chromosome Congression and Proper Spindle Assembly during Mitosis // Dev. Cell. - 20l7. - V. 4l. - № 6. - P. 605-622.

5. Arquint C., Nigg E.A. The PLK4-STIL-SAS-6 module at the eore of eentriole

duplieation // Bioehemieal Soeiety Transaetions. - 20l6. - V. 44. - № 5. - P. l253-l263.

6. Bailey J.K., Fields A.T., Cheng K., Lee A., Wagenaar E., Lagrois R., Sehmidt B., Xia

B., Ma D. WD Repeat-eontaining Protein 5 (WDR5) Loealizes to the Midbody and Regulates Abseission // The Journal of Biologieal Chemistry. - 20l5. - V. 290. - № l4. - P. 8987-9001.

7. Basto R., Lau J., Vinogradova T., Gardiol A., Woods C.G., Khodjakov A., Raff J.W.

Flies without eentrioles // Cell. - 2006. - V. l25. - № 7. - P. l375-l386.

8. Bayliss R., Sardon T., Vernos I., Conti E. Struetural basis of Aurora-A aetivation by

TPX2 at the mitotie spindle // Mol. Cell. - 2003. - V. l2. - № 4. - P. 85l-862.

9. Berns N., Woiehansky I., Friedriehsen S., Kraft N., Rieehmann V. A genome-seale in

vivo RNAi analysis of epithelial development in Drosophila identifies new proliferation domains outside of the stem eell niehe // J. Cell. Sei. - 20l4. - V. l27. - № l2. - P. 2736-2748.

10. Betteneourt-Dias M., Glover D.M. Centrosome biogenesis and funetion: eentrosomies brings new understanding // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. - 2007. - V. 8. -№ 6. - P. 45l-463.

11. Bettencourt-Dias M., Rodrigues-Martins A., Carpenter L., Riparbelli M., Lehmann L., Gatt M.K., Carmo N., Balloux F., Callaini G., Glover D.M. SAK/PLK4 Is Required for Centriole Duplication and Flagella Development // Current Biology. -2005. - V. 15. - № 24. - P. 2199-2207.

12. Bhattacharyya B., Panda D., Gupta S., Banerjee M. Anti-mitotic activity of colchicine and the structural basis for its interaction with tubulin // Med Res Rev. -2008. - V. 28. - № 1. - P. 155-183.

13. Bird A.W., Hyman A.A. Building a spindle of the correct length in human cells requires the interaction between TPX2 and Aurora A // J. Cell Biol. - 2008. - V. 182. - № 2. - P. 289-300.

14. Bonaccorsi S., Giansanti M.G., Gatti M. Spindle assembly in Drosophila neuroblasts and ganglion mother cells // Nat. Cell Biol. - 2000. - V. 2. - № 1. - P. 54-56.

15. Brust-Mascher I., Sommi P., Cheerambathur D.K., Scholey J.M. Kinesin-5-dependent poleward flux and spindle length control in Drosophila embryo mitosis // Mol. Biol. Cell. - 2009. - V. 20. - № 6. - P. 1749-1762.

16. Buster D.W., Zhang D., Sharp D.J. Poleward tubulin flux in spindles: regulation and function in mitotic cells // Mol. Biol. Cell. - 2007. - V. 18. - № 8. - P. 3094-3104.

17. Bustin S.A., Benes V., Garson J.A., Hellemans J., Huggett J., Kubista M., Mueller R., Nolan T., Pfaffl M.W., Shipley G.L., Vandesompele J., Wittwer C.T. The MIQE guidelines: minimum information for publication of quantitative real-time PCR experiments // Clin. Chem. - 2009. - V. 55. - № 4. - P. 611-622.

18. Cai Y., Jin J., Swanson S.K., Cole M.D., Choi S.H., Florens L., Washburn M.P., Conaway J.W., Conaway R.C. Subunit composition and substrate specificity of a MOF-containing histone acetyltransferase distinct from the male-specific lethal (MSL) complex // J. Biol. Chem. - 2010. - V. 285. - № 7. - P. 4268-4272.

19. Cam H., Dynlacht B.D. Emerging roles for E2F: beyond the G1/S transition and DNA replication // Cancer Cell. - 2003. - V. 3. - № 4. - P. 311-316.

20. Cheeseman I.M. The kinetochore // Cold Spring Harb Perspect Biol. - 2014. - V.6. - № 7. - P.a015826.

21. Cheeseman I.M., Chappie J.S., Wilson-Kubalek E.M., Desai A. The conserved KMN network constitutes the core microtubule-binding site of the kinetochore // Cell. - 2006. - V. 127. - № 5. - P. 983-997.

22. Chelmicki T., Dündar F., Turley M.J., Khanam T., Aktas T., Ramírez F., Gendrel A.-V., Wright P.R., Videm P., Backofen R., Heard E., Manke T., Akhtar A. MOFassociated complexes ensure stem cell identity and Xist repression // Elife. - 2014. -V. 3. - P.e02024.

23. Chou E.-J., Hung L.-Y, Tang C.-J.C., Hsu W.-B., Wu H.-Y, Liao P.-C., Tang T.K. Phosphorylation of CPAP by Aurora-A Maintains Spindle Pole Integrity during Mitosis // Cell Reports. - 2016. - V. 14. - № 12. - P.2 975-2987.

24. Ciciarello M., Mangiacasale R., Lavia P. Spatial control of mitosis by the GTPase Ran // Cell. Mol. Life Sci. - 2007. - V. 64. - № 15. - P. 1891-1914.

25. Cole D.G., Saxton W.M., Sheehan K.B., Scholey J.M. A «slow» homotetrameric kinesin-related motor protein purified from Drosophila embryos // J. Biol. Chem. -1994. - V. 269. - № 37. - P. 22913-22916.

26. Conduit P.T., Wainman A., Raff J.W. Centrosome function and assembly in animal cells // Nature Reviews Molecular Cell Biology. - 2015. - V. 16. - № 10. - P. 611624.

27. D'Avino P.P., Giansanti M.G., Petronczki M. Cytokinesis in animal cells // Cold Spring Harb Perspect Biol. - 2015. - V. 7. - № 4. - P.a015834.

28. DeGregori J. The genetics of the E2F family of transcription factors: shared functions and unique roles // Biochim. Biophys. Acta. - 2002. - V. 1602. - № 2. - P. 131-150.

29. Dias J., Van Nguyen N., Georgiev P., Gaub A., Brettschneider J., Cusack S., Kadlec J., Akhtar A. Structural analysis of the KANSL1/WDR5/KANSL2 complex reveals that WDR5 is required for efficient assembly and chromatin targeting of the NSL complex // Genes Dev. - 2014. - V. 28. - № 9. - P. 929-942.

30. Dobbelaere J., Josué F., Suijkerbuijk S., Baum B., Tapon N., Raff J. A genome-wide RNAi screen to dissect centriole duplication and centrosome maturation in Drosophila // PLoS Biol. - 2008. - V. 6. - № 9. - P.e224.

31. Dong G. Building a ninefold symmetrical barrel: structural dissections of centriole assembly // Open Biol. - 2015. - № 8. - V. 5. - P. rsob.150082.

32. Dorée M., Hunt T. From Cdc2 to Cdkl: when did the cell cycle kinase join its cyclin partner? // J. Cell. Sci. - 2002. - V. 115. - № 12. - P. 2461-2464.

33. Dzhindzhev N.S., Yu Q.D., Weiskopf K., Tzolovsky G., Cunha-Ferreira I., Riparbelli M., Rodrigues-Martins A., Bettencourt-Dias M., Callaini G., Glover D.M. Asterless is a scaffold for the onset of centriole assembly // Nature. - 2010. -V. 467. - № 7316. - P. 714-718.

34. Echard A., Hickson G.R.X., Foley E., O'Farrell P.H. Terminal Cytokinesis Events Uncovered after an RNAi Screen // Current biology : CB. - 2004. - V. 14. - № 18. -P. 1685-1693.

35. Eggert U.S., Kiger A.A., Richter C., Perlman Z.E., Perrimon N., Mitchison T.J., Field C.M. Parallel Chemical Genetic and Genome-Wide RNAi Screens Identify Cytokinesis Inhibitors and Targets // PLoS Biology. - 2004. - V. 2. - № 12. - P. e379.

36. Eot-Houllier G., Venoux M., Vidal-Eychenié S., Hoang M.-T., Giorgi D., Rouquier S. Plk1 Regulates Both ASAP Localization and Its Role in Spindle Pole Integrity // The Journal of Biological Chemistry. - 2010. - V. 285. - № 38. - P. 29556-29568.

37. Fang X., Zhang P. Aneuploidy and tumorigenesis // Semin. Cell Dev. Biol. - 2011. -V. 22. - № 6. - P. 595-601.

38. Fededa J.P., Gerlich D.W. Molecular control of animal cell cytokinesis // Nat. Cell Biol. - 2012. - V. 14. - № 5. - P. 440-447.

39. Feller C., Prestel M., Hartmann H., Straub T., Söding J., Becker P.B. The MOF-containing NSL complex associates globally with housekeeping genes, but activates only a defined subset // Nucleic Acids Res. - 2012. - V. 40. - № 4. - P. 1509-1522.

40. Floyd S., Pines J., Lindon C. APC/C Cdh1 targets aurora kinase to control reorganization of the mitotic spindle at anaphase // Curr. Biol. - 2008. - V. 18. - № 21. - P. 1649-1658.

41. Foley E.A., Kapoor T.M. Microtubule attachment and spindle assembly checkpoint signalling at the kinetochore // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. - 2013. - V. 14. - № 1. - P. 25-37.

42. Gadde S., Heald R. Mechanisms and molecules of the mitotic spindle // Curr. Biol. -2004. - V. 14. - № 18. - P. 797-805.

43. Gandhi R., Bonaccorsi S., Wentworth D., Doxsey S., Gatti M., Pereira A. The Drosophila kinesin-like protein KLP67A is essential for mitotic and male meiotic spindle assembly // Mol. Biol. Cell. - 2004. - V. 15. - № 1. - P. 121-131.

44. Ganem N.J., Storchova Z., Pellman D. Tetraploidy, aneuploidy and cancer // Curr. Opin. Genet. Dev. - 2007. - V. 17. - № 2. - P. 157-162.

45. Ganem N.J., Upton K., Compton D.A. Efficient mitosis in human cells lacking poleward microtubule flux // Curr. Biol. - 2005. - V. 15. - № 20. - P. 1827-1832.

46. Gatti M., Bucciarelli E., Lattao R., Pellacani C., Mottier-Pavie V., Giansanti M.G., Somma M.P., Bonaccorsi S. The relative roles of centrosomal and kinetochore-driven microtubules in Drosophila spindle formation // Exp. Cell Res. - 2012. - V. 318. - № 12. - P. 1375-1380.

47. Giansanti M.G., Bucciarelli E., Bonaccorsi S., Gatti M. Drosophila SPD-2 is an essential centriole component required for PCM recruitment and astral-microtubule nucleation // Curr. Biol. - 2008. - V. 18. - № 4. - P. 303-309.

48. Giansanti M.G., Gatti M., Bonaccorsi S. The role of centrosomes and astral microtubules during asymmetric division of Drosophila neuroblasts // Development. - 2001. - V. 128. - № 7. - P. 1137-1145.

49. Gilissen C., Hehir-Kwa J.Y., Thung D.T., Vorst M. van de, Bon B.W.M. van, Willemsen M.H., Kwint M., Janssen I.M., Hoischen A., Schenck A., Leach R., Klein R., Tearle R., Bo T., Pfundt R., Yntema H.G., Vries B.B.A. de, Kleefstra T., Brunner H.G., Vissers L.E.L.M., Veltman J.A. Genome sequencing identifies major causes of severe intellectual disability // Nature. - 2014. - V. 511. - № 7509. - P. 344-347.

50. Goodson H.V., Jonasson E.M. Microtubules and Microtubule-Associated Proteins // Cold Spring Harb Perspect Biol. - 2018. - V. 10. - № 6. - P. a022608.

51. Goshima G., Scholey J.M. Control of mitotic spindle length // Annu. Rev. Cell Dev. Biol. - 2010. - V. 26. - P. 21-57.

52. Goshima G., Wollman R., Goodwin S.S., Zhang N., Scholey J.M., Vale R.D., Stuurman N. Genes required for mitotic spindle assembly in Drosophila S2 cells // Science. - 2007. - V. 316. - № 5823. - P. 417-421.

53. Goshima G., Wollman R., Stuurman N., Scholey J.M., Vale R.D. Length control of the metaphase spindle // Curr. Biol. - 2005. - V. 15. - № 22. - P. 1979-1988.

54. Gottesfeld J.M., Forbes D.J. Mitotic repression of the transcriptional machinery // Trends Biochem. Sci. - 1997. - V. 22. - № 6. - P. 197-202.

55. Gupta T., Morgan H.R., Bailey J.A., Certel S.J. Functional conservation of MBD proteins: MeCP2 and Drosophila MBD proteins alter sleep // Genes Brain Behav. -2016. - V. 15. - № 8. - P. 757-774.

56. Hashimoto K., Todo T. Mitotic slippage underlies the relationship between p53 dysfunction and the induction of large micronuclei by colcemid // Mutagenesis. -2013. - V. 28. - № 4. - P. 457-464.

57. Hernando E., Nahle Z., Juan G., Diaz-Rodriguez E., Alaminos M., Hemann M., Michel L., Mittal V., Gerald W., Benezra R., Lowe S.W., Cordon-Cardo C. Rb inactivation promotes genomic instability by uncoupling cell cycle progression from mitotic control // Nature. - 2004. - V. 430. - № 7001. - P. 797-802.

58. Hirano T. Chromosome Dynamics during Mitosis // Cold Spring Harb Perspect Biol.

- 2015. - V. 7. - № 6. - P. a015792.

59. Holland A.J., Taylor S.S. Cyclin-B1-mediated inhibition of excess separase is required for timely chromosome disjunction // J. Cell. Sci. - 2006. - V. 119. - № 16.

- P. 3325-3336.

60. Hoyt M.A., Totis L., Roberts B.T. S. cerevisiae genes required for cell cycle arrest in response to loss of microtubule function // Cell. - 1991. - V. 66. - № 3. - P. 507517.

61. Hu C.-K., Coughlin M., Mitchison T.J. Midbody assembly and its regulation during cytokinesis // Mol. Biol. Cell. - 2012. - V. 23. - № 6. - P. 1024-1034.

62. Huang X., Andreu-Vieyra C.V., York J.P., Hatcher R., Lu T., Matzuk M.M., Zhang P. Inhibitory phosphorylation of separase is essential for genome stability and viability of murine embryonic germ cells // PLoS Biol. - 2008. - V. 6. - № 1. - P. e15.

63. Hur S.-K., Park E.-J., Han J.-E., Kim Y.-A., Kim J.-D., Kang D., Kwon J. Roles of human IN080 chromatin remodeling enzyme in DNA replication and chromosome segregation suppress genome instability // Cell. Mol. Life Sci. - 2010. - V. 67. - № 13. - P. 2283-2296.

64. Ishida S., Huang E., Zuzan H., Spang R., Leone G., West M., Nevins J.R. Role for E2F in control of both DNA replication and mitotic functions as revealed from DNA microarray analysis // Mol. Cell. Biol. - 2001. - V.21. - № 14. - P.4684-4699.

65. Jacobs H.W., Knoblich J.A., Lehner C.F. Drosophila Cyclin B3 is required for female fertility and is dispensable for mitosis like Cyclin B // Genes Dev. - 1998. -V. 12. - № 23. - P. 3741-3751.

66. Jordan M.A., Wilson L. Microtubules as a target for anticancer drugs // Nat. Rev. Cancer. - 2004. - V. 4. - № 4. - P. 253-265.

67. Kalab P., Heald R. The RanGTP gradient - a GPS for the mitotic spindle // J. Cell. Sci. - 2008. - V. 121. - № 10. - P. 1577-1586.

68. Karabasheva D., Smyth J.T. A novel, dynein-independent mechanism focuses the endoplasmic reticulum around spindle poles in dividing Drosophila spermatocytes // Sci Rep. - 2019. - V. 9. - № 1. - P. 12456.

69. Karsenti E., Vernos I. The mitotic spindle: a self-made machine // Science. - 2001. -V. 294. - № 5542. - P. 543-547.

70. Kashina A.S., Scholey J.M., Leszyk J.D., Saxton W.M. An essential bipolar mitotic motor // Nature. - 1996. - V. 384. - № 6606. - P. 225.

71. Khodjakov A., Cole R.W., Oakley B.R., Rieder C.L. Centrosome-independent mitotic spindle formation in vertebrates // Curr. Biol. - 2000. - V. 10. - № 2. - P. 59-67.

72. Kim H.J., Hawke N., Baldwin A.S. NF-kappaB and IKK as therapeutic targets in cancer // Cell Death Differ. - 2006. - V. 13. - № 5. - P. 738-747.

73. Kirschner M., Mitchison T. Beyond self-assembly: from microtubules to morphogenesis // Cell. - 1986. - V. 45. - № 3. - P. 329-342.

74. Kline-Smith S.L., Walczak C.E. Mitotic spindle assembly and chromosome segregation: refocusing on microtubule dynamics // Mol. Cell. - 2004. - V. 15. - № 3. - P. 317-327.

75. Knoblich J.A., Lehner C.F. Synergistic action of Drosophila cyclins A and B during the G2-M transition // EMBO J. - 1993. - V. 12. - № 1. - P. 65-74.

76. Komarova Y., De Groot C.O., Grigoriev I., Gouveia S.M., Munteanu E.L., Schober J.M., Honnappa S., Buey R.M., Hoogenraad C.C., Dogterom M., Borisy G.G., Steinmetz M.O., Akhmanova A. Mammalian end binding proteins control persistent microtubule growth // J. Cell Biol. - 2009. - V. 184. - № 5. - P. 691-706.

77. Kondo S., Perrimon N. A genome-wide RNAi screen identifies core components of the G2-M DNA damage checkpoint // Sci Signal. - 2011. - V. 4. - № 154. - P. rs1.

78. Koolen D.A., Kramer J.M., Neveling K., Nillesen W.M., Moore-Barton H.L., Elmslie F.V., Toutain A., Amiel J., Malan V., Tsai A.C.-H., Cheung S.W., Gilissen C., Verwiel E.T.P., Martens S., Feuth T., Bongers E.M.H.F., Vries P. de, Scheffer H., Vissers L.E.L.M., Brouwer A.P.M. de, Brunner H.G., Veltman J.A., Schenck A., Yntema H.G., Vries B.B.A. de. Mutations in the chromatin modifier gene KANSL1 cause the 17q21.31 microdeletion syndrome // Nat. Genet. - 2012. - V. 44. - № 6. -P. 639-641.

79. Koolen D.A., Vries B.B. de. KANSL1-Related Intellectual Disability Syndrome // GeneReviews(®) / под ред. R.A. Pagon, M.P. Adam, H.H. Ardinger, S.E. Wallace, A. Amemiya, L.J. Bean, T.D. Bird, N. Ledbetter, H.C. Mefford, R.J. Smith, K. Stephens. Seattle (WA): University of Washington, Seattle. - 1993-2019.

80. Kops G.J.P.L., Shah J.V. Connecting up and clearing out: how kinetochore attachment silences the spindle assembly checkpoint // Chromosoma. - 2012. - V. 121. - № 5. - P. 509-525.

81. Kruhlak M.J., Hendzel M.J., Fischle W., Bertos N.R., Hameed S., Yang X.J., Verdin E., Bazett-Jones D.P. Regulation of global acetylation in mitosis through loss of

histone acetyltransferases and deacetylases from chromatin // J. Biol. Chem. - 2001.

- V. 276. - № 41. - P. 38307-38319.

82. Kufer T.A., Silljé H.H.W., Körner R., Gruss O.J., Meraldi P., Nigg E.A. Human TPX2 is required for targeting Aurora-A kinase to the spindle // J. Cell Biol. - 2002.

- V. 158. - № 4. - P. 617-623.

83. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 // Nature. - 1970. - V. 227. - № 5259. - P. 680-685.

84. Lam K.C., Mühlpfordt F., Vaquerizas J.M., Raja S.J., Holz H., Luscombe N.M., Manke T., Akhtar A. The NSL complex regulates housekeeping genes in Drosophila // PLoS Genet. - 2012. - V. 8. - № 6. - P. e1002736.

85. Laoukili J., Kooistra M.R.H., Brás A., Kauw J., Kerkhoven R.M., Morrison A., Clevers H., Medema R.H. FoxM1 is required for execution of the mitotic programme and chromosome stability // Nat. Cell Biol. - 2005. - V. 7. - № 2. - P. 126-136.

86. León L.E., Benavides F., Espinoza K., Vial C., Alvarez P., Palomares M., Lay-Son G., Miranda M., Repetto G.M. Partial microduplication in the histone acetyltransferase complex member KANSL1 is associated with congenital heart defects in 22q11.2 microdeletion syndrome patients // Sci Rep. - 2017. - V. 7. - № 1. - P. 1795.

87. Li H., Cuenin C., Murr R., Wang Z.-Q., Herceg Z. HAT cofactor Trrap regulates the mitotic checkpoint by modulation of Mad1 and Mad2 expression // EMBO J. -2004. - V. 23. - № 24. - P. 4824-4834.

88. Li R., Murray A.W. Feedback control of mitosis in budding yeast // Cell. - 1991. -V. 66. - № 3. - P. 519-531.

89. Li X., Nicklas R.B. Mitotic forces control a cell-cycle checkpoint // Nature. - 1995.

- V. 373. - № 6515. - P. 630-632.

90. Lin W., Li X.-M., Zhang J., Huang Y., Wang J., Zhang J., Jiang X.-F., Fei Z. Increased expression of the 58-kD microspherule protein (MSP58) is correlated with poor prognosis in glioma patients // Med. Oncol. - 2013. - V. 30. - № 4. - P. 677.

91. Lin W., Zhang J., Zhang J., Liu X., Fei Z., Li X., Davidovic L., Tang Z., Shen L., Deng Y, Yang A., Han H., Zhang X., Yao L. RNAi-mediated inhibition of MSP58 decreases tumour growth, migration and invasion in a human glioma cell line // J. Cell. Mol. Med. - 2009. - V. 13. - № 11-12. - P. 4608-4622.

92. Lin Y, Bai L., Chen W., Xu S. The NF-kappaB activation pathways, emerging molecular targets for cancer prevention and therapy // Expert Opin. Ther. Targets. -2010. - V. 14. - № 1. - P. 45-55.

93. Lindon C., Pines J. Ordered proteolysis in anaphase inactivates Plk1 to contribute to proper mitotic exit in human cells // J. Cell Biol. - 2004. - V. 164. - № 2. - P. 233241.

94. Lipski R., Lippincott D.J., Durden B.C., Kaplan A.R., Keiser H.E., Park J.-H., Levesque A.A. p53 Dimers associate with a head-to-tail response element to repress cyclin B transcription // PLoS ONE. - 2012. - V. 7. - № 8. - P. e42615.

95. Liu Y, Petrovic A., Rombaut P., Mosalaganti S., Keller J., Raunser S., Herzog F., Musacchio A. Insights from the reconstitution of the divergent outer kinetochore of Drosophila melanogaster // Open Biology. - 2016. - V. 6. - № 2. - P. 150236.

96. Logarinho E., Maffini S., Barisic M., Marques A., Toso A., Meraldi P., Maiato H. CLASPs prevent irreversible multipolarity by ensuring spindle-pole resistance to traction forces during chromosome alignment // Nature Cell Biology. - 2012. - V. 14. - № 3. - P. 295-303.

97. Mahoney N.M., Goshima G., Douglass A.D., Vale R.D. Making microtubules and mitotic spindles in cells without functional centrosomes // Curr. Biol. - 2006. - V. 16. - № 6. - P. 564-569.

98. Maiato H., Khodjakov A., Rieder C.L. Drosophila CLASP is required for the incorporation of microtubule subunits into fluxing kinetochore fibres // Nat. Cell Biol. - 2005. - V. 7. - № 1. - P. 42-47.

99. Mann B.J., Wadsworth P. Kinesin-5 Regulation and Function in Mitosis // Trends Cell Biol. - 2019. - V. 29. - № 1. - P. 66-79.

100. McAinsh A.D., Meraldi P., Draviam V.M., Toso A., Sorger P.K. The human kinetochore proteins Nnf1R and Mcm21R are required for accurate chromosome segregation // EMBO J. - 2006. - V. 25. - № 17. - P. 4033-4049.

101. Megraw T.L., Kao L.R., Kaufman T.C. Zygotic development without functional mitotic centrosomes // Curr. Biol. - 2001. - V. 11. - № 2. - P. 116-120.

102. Mendjan S., Taipale M., Kind J., Holz H., Gebhardt P., Schelder M., Vermeulen M., Buscaino A., Duncan K., Mueller J., Wilm M., Stunnenberg H.G., Saumweber H., Akhtar A. Nuclear pore components are involved in the transcriptional regulation of dosage compensation in Drosophila // Mol. Cell. - 2006. - V. 21. - № 6. - P. 811-823.

103. Mennella V., Keszthelyi B., McDonald K.L., Chhun B., Kan F., Rogers G.C., Huang B., Agard D.A. Sub-diffraction-resolution fluorescence microscopy reveals a domain of the centrosome critical for pericentriolar material organization // Nature cell biology. - 2012. - V. 14. - № 11. - P. 1159.

104. Meunier S., Shvedunova M., Van Nguyen N., Avila L., Vernos I., Akhtar A. An epigenetic regulator emerges as microtubule minus-end binding and stabilizing factor in mitosis // Nat Commun. - 2015. - V. 6. - P. 7889.

105. Meunier S., Vernos I. K-fibre minus ends are stabilized by a RanGTP-dependent mechanism essential for functional spindle assembly // Nature Cell Biology. - 2011. - V. 13. - № 12. - P. 1406-1414.

106. Milligan J.F., Groebe D.R., Witherell G.W., Uhlenbeck O.C. Oligoribonucleotide synthesis using T7 RNA polymerase and synthetic DNA templates // Nucleic Acids Res. - 1987. - V. 15. - № 21. - P. 8783-8798.

107. Mishra R.K., Chakraborty P., Arnaoutov A., Fontoura B.M.A., Dasso M. The Nup107-160 complex and gamma-TuRC regulate microtubule polymerization at kinetochores // Nat. Cell Biol. - 2010. - V. 12. - № 2. - P. 164-169.

108. Mitchison T.J. Mechanism and function of poleward flux in Xenopus extract meiotic spindles // Philos. Trans. R. Soc. Lond., B, Biol. Sci. - 2005. - V. 360. - № 1455. - P. 623-629.

109. Moutinho-Pereira S., Debec A., Maiato H. Microtubule cytoskeleton remodeling by acentriolar microtubule-organizing centers at the entry and exit from mitosis in Drosophila somatic cells // Mol. Biol. Cell. - 2009. - V. 20. - № 11. - P. 27962808.

110. Muller G.A., Engeland K. The central role of CDE/CHR promoter elements in the regulation of cell cycle-dependent gene transcription // FEBS J. - 2010. - V. 277. -№ 4. - P. 877-893.

111. Musacchio A. Spindle assembly checkpoint: the third decade // Philos. Trans. R. Soc. Lond., B, Biol. Sci. - 2011. - V. 366. - № 1584. - P. 3595-3604.

112. Myslinski E., Gerard M.-A., Krol A., Carbon P. Transcription of the human cell cycle regulated BUB1B gene requires hStaf/ZNF143 // Nucleic Acids Res. - 2007. -V. 35. - № 10. - P. 3453-3464.

113. Nakazawa N., Arakawa O., Yanagida M. Condensin locates at transcriptional termination sites in mitosis, possibly releasing mitotic transcripts // Open Biol. -2019. - V. 9. - № 10. - P. 190125.

114. Nath S., Banerjee T., Sen D., Das T., Roychoudhury S. Spindle assembly checkpoint protein Cdc20 transcriptionally activates expression of ubiquitin carrier protein UbcH10 // J. Biol. Chem. - 2011. - V. 286. - № 18. - P. 15666-15677.

115. Nath S., Chowdhury A., Dey S., Roychoudhury A., Ganguly A., Bhattacharyya D., Roychoudhury S. Deregulation of Rb-E2F1 axis causes chromosomal instability by engaging the transactivation function of Cdc20-anaphase-promoting complex/cyclosome // Mol. Cell. Biol. - 2015. - V. 35. - № 2. - P. 356-369.

116. Nigg E.A., Stearns T. The centrosome cycle: Centriole biogenesis, duplication and inherent asymmetries // Nat. Cell Biol. - 2011. - V. 13. - № 10. - P. 1154-1160.

117. Novak Z.A., Conduit P.T., Wainman A., Raff J.W. Asterless Licenses Daughter Centrioles to Duplicate for the First Time in Drosophila Embryos // Current Biology. - 2014. - V. 24. - № 11. - P. 1276.

118. O'Connell C.B., Khodjakov A., McEwen B.F. Kinetochore flexibility: creating a dynamic chromosome-spindle interface // Curr. Opin. Cell Biol. - 2012. - V. 24. -№ 1. - P. 40-47.

119. O'Connell C.B., Loncarek J., Kaláb P., Khodjakov A. Relative contributions of chromatin and kinetochores to mitotic spindle assembly // J. Cell Biol. - 2009. - V. 187. - № 1. - P. 43-51.

120. Osterloh L., Eyss B. von, Schmit F., Rein L., Hübner D., Samans B., Hauser S., Gaubatz S. The human synMuv-like protein LIN-9 is required for transcription of G2/M genes and for entry into mitosis // EMBO J. - 2007. - V. 26. - № 1. - P. 144157.

121. Park E.-J., Hur S.-K., Lee H.-S., Lee S.-A., Kwon J. The human Ino80 binds to microtubule via the E-hook of tubulin: implications for the role in spindle assembly // Biochem. Biophys. Res. Commun. - 2011. - V. 416. - № 3-4. - P. 416-420.

122. Pascual-Garcia P., Jeong J., Capelson M. Nucleoporin Nup98 associates with Trx/MLL and NSL histone-modifying complexes and regulates Hox gene expression // Cell Rep. - 2014. - V. 9. - № 2. - P. 433-442.

123. Przewloka M.R., Zhang W., Costa P., Archambault V., D'Avino P.P., Lilley K.S., Laue E.D., McAinsh A.D., Glover D.M. Molecular Analysis of Core Kinetochore Composition and Assembly in Drosophila melanogaster // PLoS ONE. - 2007. - V.

2. - № 5. - P. e478.

124. Rai A., Kapoor S., Singh S., Chatterji B.P., Panda D. Transcription factor NF-kB associates with microtubules and stimulates apoptosis in response to suppression of microtubule dynamics in MCF-7 cells // Biochem. Pharmacol. - 2015. - V. 93. - №

3. - P. 277-289.

125. Raja S.J., Charapitsa I., Conrad T., Vaquerizas J.M., Gebhardt P., Holz H., Kadlec J., Fraterman S., Luscombe N.M., Akhtar A. The nonspecific lethal complex is a transcriptional regulator in Drosophila // Mol. Cell. - 2010. - V. 38. - № 6. - P. 827-841.

126. Ravens S., Fournier M., Ye T., Stierle M., Dembele D., Chavant V., Tora L. Mofassociated complexes have overlapping and unique roles in regulating pluripotency in embryonic stem cells and during differentiation // Elife. - 2014. - V. 3. - P. e02104.

127. Reber S., Hyman A.A. Emergent Properties of the Metaphase Spindle // Cold Spring Harb Perspect Biol. - 2015. - V. 7. - № 7. - P. a015784.

128. Ren B., Cam H., Takahashi Y, Volkert T., Terragni J., Young R.A., Dynlacht B.D. E2F integrates cell cycle progression with DNA repair, replication, and G(2)/M checkpoints // Genes Dev. - 2002. - V. 16. - № 2. - P. 245-256.

129. Renda F., Pellacani C., Strunov A., Bucciarelli E., Naim V., Bosso G., Kiseleva E., Bonaccorsi S., Sharp D.J., Khodjakov A., Gatti M., Somma M.P. The Drosophila orthologue of the INT6 onco-protein regulates mitotic microtubule growth and kinetochore structure // PLoS Genet. - 2017. - V. 13. - № 5. - P. e1006784.

130. Rieder C.L. Kinetochore fiber formation in animal somatic cells: dueling mechanisms come to a draw // Chromosoma. - 2005. - V. 114. - № 5. - P. 310-318.

131. Rieder C.L., Cole R.W., Khodjakov A., Sluder G. The checkpoint delaying anaphase in response to chromosome monoorientation is mediated by an inhibitory signal produced by unattached kinetochores // J. Cell Biol. - 1995. - V. 130. - № 4. - p. 941-948.

132. Rogers G.C., Rogers S.L., Schwimmer T.A., Ems-McClung S.C., Walczak C.E., Vale R.D., Scholey J.M., Sharp D.J. Two mitotic kinesins cooperate to drive sister chromatid separation during anaphase // Nature. - 2004. - V. 427. - № 6972. - P. 364-370.

133. Rogers S.L., Rogers G.C., Sharp D.J., Vale R.D. Drosophila EB1 is important for proper assembly, dynamics, and positioning of the mitotic spindle // J. Cell Biol. -2002. - V. 158. - № 5. - P. 873-884.

134. Schiklenk C., Petrova B., Kschonsak M., Hassler M., Klein C., Gibson T.J., Haering C.H. Control of mitotic chromosome condensation by the fission yeast transcription factor Zas1 // J. Cell Biol. - 2018. - V. 217. - № 7. - P. 2383-2401.

135. Schittenhelm R.B., Heeger S., Althoff F., Walter A., Heidmann S., Mechtler K., Lehner C.F. Spatial organization of a ubiquitous eukaryotic kinetochore protein network in Drosophila chromosomes // Chromosoma. - 2007. - V. 116. - № 4. - P. 385.

136. Schneider I. Cell lines derived from late embryonic stages of Drosophila melanogaster // J Embryol Exp Morphol. - 1972. - V. 27. - № 2. - P. 353-365.

137. Sharp D.J., Brown H.M., Kwon M., Rogers G.C., Holland G., Scholey J.M. Functional coordination of three mitotic motors in Drosophila embryos // Mol. Biol. Cell. - 2000. - V. 11. - № 1. - P. 241-253.

138. Sheikh B.N., Guhathakurta S., Akhtar A. The non-specific lethal (NSL) complex at the crossroads of transcriptional control and cellular homeostasis // EMBO Rep. -2019. - V. 20. - № 7. - Р. e47630.

139. Shi H., Chen S., Jin H., Xu C., Dong G., Zhao Q., Wang W., Zhang H., Lin W., Zhang J., Davidovic L., Yao L., Fan D. Downregulation of MSP58 inhibits growth of human colorectal cancer cells via regulation of the cyclin D1-cyclin-dependent kinase 4-p21 pathway // Cancer Sci. - 2009. - V. 100. - № 9. - P. 1585-1590.

140. Shi H., Li S.-J., Zhang B., Liu H.-L., Chen C.-S. Expression of MSP58 in human colorectal cancer and its correlation with prognosis // Med. Oncol. - 2012. - V. 29. -№ 5. - P. 3136-3142.

141. Somma M.P., Ceprani F., Bucciarelli E., Naim V., De Arcangelis V., Piergentili R., Palena A., Ciapponi L., Giansanti M.G., Pellacani C., Petrucci R., Cenci G., Verni F., Fasulo B., Goldberg M.L., Di Cunto F., Gatti M. Identification of Drosophila mitotic genes by combining co-expression analysis and RNA interference // PLoS Genet. - 2008. - V. 4. - № 7. - P. e1000126.

142. Stemmann O., Zou H., Gerber S.A., Gygi S.P., Kirschner M.W. Dual inhibition of sister chromatid separation at metaphase // Cell. - 2001. - V. 107. - № 6. - P. 715726.

143. Stevens N.R., Roque H., Raff J.W. DSas-6 and Ana2 Coassemble into Tubules to Promote Centriole Duplication and Engagement // Developmental Cell. - 2010. - V. 19. - № 6. - P. 913.

144. Sweeney H.L., Holzbaur E.L.F. Motor Proteins // Cold Spring Harb Perspect Biol. - 2018. - V. 10. - № 2. - Р. a021931.

145. Takeuchi K., Fukagawa T. Molecular architecture of vertebrate kinetochores // Exp. Cell Res. - 2012. - V. 318. - № 12. - P. 1367-1374.

146. Tang N., Ma L., Lin X.-Y., Zhang Y., Yang D.-L., Wang E.-H., Qiu X.-S. Expression of PHF20 protein contributes to good prognosis of NSCLC and is associated with Bax expression // Int J Clin Exp Pathol. - 2015. - V. 8. - № 10. - P. 12198-12206.

147. Tao L., Mogilner A., Civelekoglu-Scholey G., Wollman R., Evans J., Stahlberg H., Scholey J.M. A Homotetrameric Kinesin-5, KLP61F, Bundles Microtubules and Antagonizes Ncd in Motility Assays // Current Biology. - 2006. - V. 16. - № 23. -P. 2293-2302.

148. Torosantucci L., De Luca M., Guarguaglini G., Lavia P., Degrassi F. Localized RanGTP accumulation promotes microtubule nucleation at kinetochores in somatic mammalian cells // Mol. Biol. Cell. - 2008. - V. 19. - № 5. - P. 1873-1882.

149. Toso A., Winter J.R., Garrod A.J., Amaro A.C., Meraldi P., McAinsh A.D. Kinetochore-generated pushing forces separate centrosomes during bipolar spindle assembly // J. Cell Biol. - 2009. - V. 184. - № 3. - P. 365-372.

150. Tulu U.S., Fagerstrom C., Ferenz N.P., Wadsworth P. Molecular requirements for kinetochore-associated microtubule formation in mammalian cells // Curr. Biol. -2006. - V. 16. - № 5. - P. 536-541.

151. Varma D., Salmon E.D. The KMN protein network — chief conductors of the kinetochore orchestra // J. Cell. Sci. - 2012. - V. 125. - № 24. - P. 5927-5936.

152. Varmark H., Llamazares S., Rebollo E., Lange B., Reina J., Schwarz H., Gonzalez C. Asterless Is a Centriolar Protein Required for Centrosome Function and Embryo Development in Drosophila // Current Biology. - 2007. - V. 17. - № 20. - P. 17351745.

153. Verdaasdonk J.S., Bloom K. Centromeres: unique chromatin structures that drive chromosome segregation // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. - 2011. - V. 12. - № 5. - P. 320-332.

154. Walczak C.E., Heald R. Mechanisms of mitotic spindle assembly and function // Int. Rev. Cytol. - 2008. - V. 265. - P. 111-158.

155. Walczak C.E., Shaw S.L. A MAP for bundling microtubules // Cell. - 2010. - V. 142. - № 3. - P. 364-367.

156. Wang I.-C., Chen Y-J., Hughes D., Petrovic V., Major M.L., Park H.J., Tan Y., Ackerson T., Costa R.H. Forkhead box M1 regulates the transcriptional network of genes essential for mitotic progression and genes encoding the SCF (Skp2-Cks1) ubiquitin ligase // Mol. Cell. Biol. - 2005. - V. 25. - № 24. - P. 10875-10894.

157. Welburn J.P.I., Grishchuk E.L., Backer C.B., Wilson-Kubalek E.M., Yates J.R., Cheeseman I.M. The human kinetochore Ska1 complex facilitates microtubule depolymerization-coupled motility // Dev. Cell. - 2009. - V. 16. - № 3. - P. 374385.

158. Williams B., Leung G., Maiato H., Wong A., Li Z., Williams E.V., Kirkpatrick C., Aquadro C.F., Rieder C.L., Goldberg M.L. Mitch - a rapidly evolving component of the Ndc80 kinetochore complex required for correct chromosome segregation in Drosophila // Journal of Cell Science. - 2007. - V. 120. - № 20. - P. 3522-3533.

159. Wittmann T., Wilm M., Karsenti E., Vernos I. TPX2, A novel xenopus MAP involved in spindle pole organization // J. Cell Biol. - 2000. - V. 149. - № 7. - P. 1405-1418.

160. Wood K.W., Sakowicz R., Goldstein L.S., Cleveland D.W. CENP-E is a plus end-directed kinetochore motor required for metaphase chromosome alignment // Cell. -1997. - V. 91. - № 3. - P. 357-366.

161. Yamamoto M., Wakata A., Aoki Y, Miyamae Y, Kodama S. Chromosome loss caused by DNA fragmentation induced in main nuclei and micronuclei of human lymphoblastoid cells treated with colcemid // Mutat. Res. - 2014. - V. 762. - P. 1016.

162. Yang H., Ganguly A., Cabral F. Inhibition of cell migration and cell division correlates with distinct effects of microtubule inhibiting drugs // J. Biol. Chem. -2010. - V. 285. - № 42. - P. 32242-32250.

163. Yokoyama H., Nakos K., Santarella-Mellwig R., Rybina S., Krijgsveld J., Koffa M.D., Mattaj I.W. CHD4 is a RanGTP-dependent MAP that stabilizes microtubules and regulates bipolar spindle formation // Curr. Biol. - 2013. - V. 23. - № 24. - P. 2443-2451.

164. Yokoyama H., Rybina S., Santarella-Mellwig R., Mattaj I.W., Karsenti E. ISWI is a RanGTP-dependent MAP required for chromosome segregation // J. Cell Biol. -2009. - V. 187. - № 6. - P. 813-829.

165. Zollino M., Orteschi D., Murdolo M., Lattante S., Battaglia D., Stefanini C., Mercuri E., Chiurazzi P., Neri G., Marangi G. Mutations in KANSL1 cause the 17q21.31 microdeletion syndrome phenotype // Nat. Genet. - 2012. - V. 44. - № 6. - P. 636-638.