Дифференцировочный и регенеративный потенциал постмиграторных клеток нервного гребня в составе волосяного фолликула тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.04, кандидат наук Косых Анастасия Валерьевна

• Косых Анастасия Валерьевна
• кандидат наук
• 2019

Оглавление диссертации кандидат наук Косых Анастасия Валерьевна

3. Обзор литературы

3.1. Характеристика клеток нервного гребня

3.2. Особенности постмиграторных клеток нервного гребня

3.2.1 Характеристика постмиграторных клеток нервного гребня дорсального ганглия

3.3. Волосяной фолликул

3.3.1 Эмбриональное развитие волосяного фолликула

3.3.2 Физиологическая регенерация волосяного фолликула

3.3.3 Пулы стволовых клеток волосяного фолликула

3.4. Изучение стволовых клеток кожи

3.4.1 Потенции клеток области балдж

3.4.2 Методы получения мультипотентных клеток из области балдж волосяного фолликула

3.4.3 Характеристика клеток нервного гребня волосяного фолликула

3.5. Значение нейротрансплантации

3.5.1 Трансплантация ПКНГ-ВФ в спинной мозг

3.5.2 Трансплантация ПКНГ-ВФ в головной мозг

4. Материалы и методы

4.1 Получение культур

4.1.1 Получение культуры ПКНГ-ВФ мыши

4.1.2 Получение культуры клеток дермальной папиллы мыши

4.1.3 Получение культуры мышиных эмбриональных фибробластов

4.1.4 Получение культуры клеток дорзального ганглия мыши

4.1.5 Получение культур клеток головного и спинного мозга от эмбрионов мыши

4.1.6 Культивирование и пассирование клеточных культур

4.2 Приготовление геля

4.2.1 Коллагеновый гель

4.2.2 Матригель

4.3 Модель миграции клеток

4.3.1 Кратковременная миграция ПКНГ-ВФ

4.3.2 Миграция ПКНГ-ВФ при длительном совместном культивировании с эмбриональными тканями ЦНС

4.4 Культивирования клеток на переживающих срезах головного мозга мыши

4.5 Трансплантация клеток в головной мозг мыши

4.6 Иммуногистохимическое окрашивание

4.6.1 Первичные антитела

4.6.2 Вторичные антитела:

4.7 Микроскопирование и анализ изображений

4.8 Количественный ПЦР-анализ

4.9 МТТ-тест

4.10 Статистический анализ

5. Результаты

5.1 Анализ ПКНГ-ВФ мыши

5.1.1 Разработка метода выделения ПКНГ-ВФ

5.1.2 Характеристика культуры ПКНГ-ВФ

5.1.3 Дифференцировка ПКНГ-ВФ в нейральном направлении in vitro

5.2 Взаимодействие ПКНГ-ВФ с нейральными эмбриональными тканями

5.2.1 Экспрессия нейрональных маркеров ПКНГ-ВФ под воздействием факторов эмбрионального мозга

5.2.2 Пролиферация ПКНГ-ВФ под воздействием факторов эмбрионального мозга

5.2.3 Миграционная активность ПКНГ-ВФ под воздействием факторов эмбрионального мозга

5.3 Взаимодействие ПКНГ-ВФ с тканями головного мозга

5.3.1 Модель культивирования ПКНГ-ВФ на срезах мозга

5.3.2. Трансплантация ПКНГ-ВФ в головной мозг мыши

5.3.2.1 Трансплантация суспензии ПКНГ-ВФ

5.3.2.2 Трансплантация фрагмента области балдж

5.3.2.3 Сравнительный анализ трансплантатов разного типа

5.3.2.4 Влияния дополнительных факторов на выживаемость трансплантата

6. Обсуждение

7. Заключение

8. Выводы

10. Список опубликованных работ

11. Список литературы

Список используемых сокращений

ВФ - волосяной фолликул ГМ - головной мозг ДП - дермальная папилла

ИПСК - индуцированные плюрипотентные стволовые клетки КДГ - корешок дорсального ганглия МСК ЖТ - мезенхимные стволовые клетки жировой ткани НГ - нервный гребень

ПКНГ-ВФ - постмиграторные клетки нервного гребня волосяного фолликула

СК - стволовые клетки

СМ - спинной мозг

ЦНС - центральная нервная система

ЭПО - эритропоэтин

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Дифференцировочный и регенеративный потенциал постмиграторных клеток нервного гребня в составе волосяного фолликула»

2. Введение

Проблема регенерации центральной нервной системы (ЦНС) человека является актуальной и в настоящее время. Поскольку ЦНС обладает низким регенеративным потенциалом, ее физическое повреждение или нейродегенеративные заболевания обычно приводят к серьезным последствиям для организма. Травматические повреждения нейральной ткани возникают вследствие различных факторов: ушиба, сдавливания головного или спинного мозга, что впоследствии приводит к нарушению двигательных функций, изменению поведения, нарушению работы внутренних органов. Кроме того, известно множество нейродегенеративных заболеваний, таких как, болезнь Альцгеймера, Паркинсона, хорея Гентингтона, при которых наблюдается прогрессирующая гибель определенных групп нервных клеток, и постепенная атрофия соответствующих отделов мозга. Активно разрабатываются методы восстановления поврежденных нейральных тканей: использование нейропротекторов, нейротрофических факторов, клеточная терапия. Для нас наибольший интерес представляет исследование возможных клеточных источников для создания трансплантатов, поскольку в настоящее время, в основном, проводятся исследования с использованием фетальных клеток и индуцированных плюрипотентных клеток, которые обладают рядом ограничений в использовании, такими как, опасность формирования опухолей в организме, а также сложности для создания аллогенных трансплантатов.

Одним из перспективных источников клеток для создания клеточных трансплантатов является кожа. В волосяном фолликуле были обнаружены клетки, сходные по профилю экспрессии генов с эмбриональными клетками нервного гребня, обладающие высоким нейрогенным потенциалом. Пул этих клеток расположен в утолщении наружного волосяного влагалища фолликула, так называемой области балдж, в месте прикрепления сальной железы.

Клетки нервного гребня (НГ) волосяного фолликула (ВФ) обладают широкими потенциями к дифференцировке в различных эктодермальных и мезодермальных направлениях, как in vitro, так и in vivo. Кроме того, являясь легкодоступным источником мультипотентных клеток, постнатальные клетки НГ области балдж представляются перспективными для исследования, в рамках регенеративной медицины и клеточных технологий.

На данный момент, потенции клеток НГ волосяного фолликула грызунов и человека in vitro изучены достаточно хорошо, в то время как исследования in vivo по большей части сконцентрированы на возможностях восстановления повреждений спинного мозга, хотя возможные потенции постнатальных клеток НГ гораздо шире.

Для клинического применения клеток области балдж ВФ необходимо решить еще целый ряд проблем. Лишь небольшая часть клеток при трансплантации способна формировать нейроны, интегрирующиеся в область повреждения головного, спинного мозга, периферического нерва. Другие возможные пути дифференцировки клеток области балдж, например, в кератиноциты, миоциты, меланоциты и др., значительно снижают эффективность дифференцировки интактных клеток в нейральном направлении. Разработка протоколов дифференцировки клеток трансплантата непосредственно в необходимый тип нейральных клеток позволит увеличить шанс использования постмиграторных клеток нервного гребня из волосяного фолликула (ПКНГ-ВФ) для лечения нейродегенеративных расстройств и повреждений спинного мозга и периферической нервной системы.

Целью настоящего исследования являлось подробное изучение нейрального дифференцировочного и интегративного потенциала ПКНГ-ВФ, содержащихся в области балдж.

В связи с этим были поставлены следующие задачи: - Отработать получение и охарактеризовать культуру ПКНГ-ВФ мыши.

- Определить нейральный потенциал ПКНГ-ВФ in vitro и in vivo.

- Исследовать взаимодействие (миграцию, пролиферацию и дифференцировку) ПКНГ-ВФ с нейральными тканями ЦНС.

- Разработать методику нейротрансплантации ПКНГ-ВФ и изучить реципрокное влияние клеток трансплантата и реципиента.

- Исследовать влияние дополнительных факторов на выживаемость нейротрансплантата.

Личным вкладом автора является анализ литературных данных, анализ и разработка способа выделения ПКНГ-ВФ, подбор и разработка методов изучения культур в рамках выбранной тематики, выполнение экспериментов и сбор данных. Автором были проанализированы полученные результаты и представлены на конференциях, опубликованы в рецензируемых журналах.

Достоверность экспериментов была подтверждена выполнением необходимого количества повторов, данные были обработаны с использованием методов статистического анализа.

Результаты исследований были апробированы на: международном молодежном научном форуме «ЛОМОНОСОВ-2012», школе-конференции молодых ученых Института биологии развития им. Н.К. Кольцова РАН 2012, 2013, 2014 и 2016 годов, международной конференции «Cell Technology Week» в Киеве, Украина, 2013 года, Российской конференции по электронной микроскопии и 2-ой Школы молодых ученых «Современные методы электронной и зондовой микроскопии в исследованиях наноструктур и наноматериалов» 2014 года, международной конференции « 17th Meeting of the European Hair Research Society 2016» в Тбилиси, Грузия.

Работа была выполнена в рамках международной колаборации с Университетом Уппсалы (Swedish Institute's Visby program Dnr 00613/2011, Kozlova E., PhD, Head of the Department of Neuroscience, Uppsala University, Uppsala, Sweden. 2011-2014), при поддержке гранта по программе Президиума

РАН "Фундаментальные исследования для разработки биомедицинских технологий" по теме: «Разработка новой биомедицинской технологии лечения повреждений нервной ткани, основанной на использовании клеток взрослого человека, происходящих из нервного гребня» (2015-2017 гг.).

По материалам диссертации опубликовано - печатных работы, из них статей в журналах, соответствующих Перечню ВАК - 4, статей в иностранных рецензируемых журналах - 2, тезисов докладов и материалов конференций - 10.

3. Обзор литературы

3.1. Характеристика клеток нервного гребня

Клетки нервного гребня (НГ) являются популяцией «временных» клеток у позвоночных животных, происходящих из эктодермального слоя зародыша и дающих начало ряду клеточных линий, таких как меланоциты, челюстно-лицевые хондроциты, остеоциты, гладкомышечные клетки, периферические нейроны, Шванновские и другие клетки глии [Huang et al.,2004]

После стадии гаструляции клетки НГ обнаруживаются на границе нервной пластинки и не-нейральной эктодермы. На стадии нейруляции края нервной пластинки (нервные валики) смыкаются по срединной линии на дорсальной стороне зародыша, формируя нервную трубку. Затем происходит эпителио-мезенхимный переход клеток верхней части пластинки, которые впоследствии отделяются от нейроэпителия и мигрируют на периферию, где и происходит их дальнейшая дифференцировка в различные типы клеток [Ito et al., 1984; 1993; Huang et al., 2004].

НГ был впервые описан на зародыше курицы Вильгельмом Хизом в 1868 году как "шнур между" (Zwischenstrang) из-за его расположения между нервной пластинкой и эпидермисом [Huang et al., 2004]. Различные методы прижизненной визуализации мигрирующих клеток позволили проследить судьбу клеток НГ в развивающемся зародыше. В 1960-е годы Уэстон и Чибон использовали радиоизотопное мечение ядра тимидином на эмбрионах курицы и амфибий, соответственно [цитировано по: Le Douarin, 2004]. В 1969 году Николь ле Дуарин была разработана методика создания химер путем транслантации НГ одного вида в зародыш другого вида (перепелка/курица), что позволило наиболее точно определить ткани - производные НГ [Le Douarin, 1999; 1973]

Миграционные свойства и мультипотентные характеристики клеток НГ определяются и регулируются рядом молекулярных механизмов.

Индукция формирования НГ осуществляется путем секреции молекул, относящихся к семействам WNT, ВМР и FGF, секретируемых соседними слоями эпидермиса и подлежащей мезодермы.

Было показано, что промотер гена slug (специфического гена НГ) содержит сайт связывания для факторов транскрипции, участвующих в активации WNT-зависимых генов-мишеней [Vallin et al., 2001]. Индукция формирования НГ происходит за счет создания градиента ВМР путем синтеза антагонистов клетками эктодермы. Таким образом, клетки НГ формируются в промежуточной концентрации ВМР: между высоким уровнем концентрации ВМР в эпидермисе и низким - в нервной пластинке. FGF, синтезируемый параксиальной мезодермой также участвует в индукции клеток НГ. Исследования показали, что экспрессия доминантно-негативного рецептора FGF в эктодермальных эксплантах, в сочетании с параксиальной мезодермой блокирует формирование НГ [Mayor et al., 1997].

Для сформировавшихся клеток НГ характерна экспрессия таких специфичных маркеров, как Slug / Snail, Foxd3, Sox10, Sox9, AP-2 и с-Мус. Кроме того, в регуляционных механизмах, определяющих судьбу клеток НГ, выделяют два транскрипционных фактора: Twist, необходимый для мезенхимальной дифференцировки структур глотки, и Id, являющийся непосредственной мишенью для с-Мус, участвующего в поддержании стволового статуса клеток [Li et al., 2005]. Sox10 и Sox9 участвуют в регуляции дифференцировки в нейральном направлении путем активации экспрессии MITF, P0, CX32, Trp и cKit [Meulemans et al., 2004] (Рисунок 1).

Рисунок 1. 2004.

Сигнальные каскады формирования клеток НГ. По: Meulemans et

а!.,

Выделяют четыре основных сегмента НГ, соответствующих участкам спинного мозга и дающих различные производные: головной, кардиальный, блуждающий (вагусный) и туловищный [Shakhova, Sommer, 2008]. Из клеток головного сегмента НГ происходит большая часть соединительнотканных структур головы, нейроны, глиальные клетки головных ганглиев, пигментные клетки. Из клеток кардиального сегмента образуются структуры кровеносной системы, например, аортолегочная перегородка. Клетки вагусного сегмента дают начало вегетативным ганглиям внутренних органов, в частности кишечника, сердца, легких. Миграция клеток туловищного сегмента НГ происходит по двум основным путям: в дорсолатеральном направлении - под эктодермой, где они дают начало меланоцитам, и в вентральном, где они образуют чувствительные симпатические ганглии [Le Douarin, Dupen, 2003].

3.2. Особенности постмиграторных клеток нервного гребня

Первоначально считалось, что, так как клетки НГ являются переходной эмбриональной клеточной популяцией, во взрослом организме они не встречаются. Однако исследования постнатальных органов, которые являются целевыми для мигрирующих клеток НГ, таких как, седалищный нерв, корешки дорзальных ганглиев (КДГ), кишечник, кожа, показали, что даже во взрослом организме содержатся мультипотентные, самообновляющиеся популяции клеток, происходящих из НГ и обладающие потенциями эмбриональных клеток НГ [Delfino-Machin et al., 2007; Kruger et al., 2002] (Рисунок 2).

кишечник

Рисунок 2. Органы, содержащие пулы клеток НГ в постнатальном периоде. По: Delfino-Machin et al., 2007.

Однако, несмотря на то, что эти клетки способны дифференцироваться в нейральном, глиальном и других направлениях, постмиграторные клетки НГ, выделенные из различных областей тела, как и эмбриональные, изолированные на различных этапах развития, не являются идентичными и отличаются по способности отвечать на факторы микроокружения [Bixby et al., 2002; Wong et al., 2006] (Таблица 1).

Таблица 1. Цитированно по: Shakhova, Sommer, 2010 (ПН - постнатальные).

источник седалищный нерв корешки кишечник дорзальных ганглиев костный мозг роговица сердцe

экспрессируемые маркеры p75+a4+ p75+a4+ p45+, nestin+, p75+, sox10+, Slug+, snail+ Sca1+, CD34+, nestin+, Musashi

Brn3a+ CD45- +

сроки E14.5-E17.5 E14.5, ПН Е11.5 ПН ПН ПН

самоподдержание in vitro, количество пассажей 2 2 >6 месяцев 2 18 -

нейроны + + + + + +

глия + + + + + +

гладко

направления дифференци мышечные клетки + + + + + +

ровки in vitro меланоциты хондроциты остеобласты адипоциты + +

Механизмы, лежащие в основе этих изменений, еще до конца не изучены, однако могут быть, например, обусловлены изменениями в уровне экспрессии рецептора BMP2 [White et al., 2001]. Было показано, что клетки НГ обладают стадиеспецифичным ответом на различные сигнальные молекулы [Kleber et al., 2005]. Как уже упоминалось выше, регуляция клеток НГ на ранних этапах осуществляется, в основном, за счет Wnt и BMP сигналинга. В то время как на поздних, постмиграторных стадиях, у клеток снижается восприимчивость к Wnt сигналингу и повышается к митогенной EGF, осуществляющей воздействие через Rho GTPases Cdc42 и Rac1 [Fucks et al., 2001]. Таким образом, хотя изначально

мигрирующие клетки аналогичным одинаковым потенциалом, после заселения целевых органов они приобретают специфические свойства, в зависимости от своего окружения. Вероятно, это позволяет клеткам адаптироваться, что повышает эффективность в восполнении необходимых специфических линий клеток, в зависимости от расположения пула [Falck et al., 2000].

В кишечнике клетки НГ ассоциированы с подслизистым сплетением, наружным мышечным слоем; в сердце клетки НГ сконцентрированы у основания аорты, в стенках желудочков, предсердной перегородке; в соединительной ткани роговицы; в корешках дорсальных ганглиев спинного мозга; в коже -локализованы в области балдж волосяного фолликула. [Le Lievre, Le Douarin, 1975; Hjerlmg-Leffler et al., 2005; Nagoshi et al., 2008; Schweizer et al., 1983].

3.2.1 Характеристика постмиграторных клеток нервного гребня дорсального

ганглия

Постмиграторные клетки нервного гребня дорсального ганглия были выявлены в составе взрослого организма достаточно давно и их потенции были подробно изучены в целом ряде работ.

Впервые клетки, обладающие необычно высокими потенциями, в области корешков дорсального ганглия были обнаружены в экспериментах по трансплантации на птицах [Le Douarin, 1982; Shweizer et al., 1983]. Позже Хагедорн c коллегами сообщили о выделении мультипотентных клеток-предшественников из области КДГ (14Э-16Э) эмбрионов крысы, которые оказались способны генерировать клоны, содержащие нейроны, глиальные клетки, и SMA-позитивные клетки [Hagedorn et al., 1999]. Другие исследователи сообщили о выделении мультипотентных клеток из КДГ 11.5Э мыши, которые могли культивировать в течение 6 месяцев в виде сфероидов [Hjerlmg-Leffler et al., 2005]. В дальнейшем было показано, что в постнатальных КДГ также содержатся нейральные предшественники, происходящие из НГ [Li et al., 2007;

Nagoshi et al., 2008]. Используя культуру эксплантатов, Ли и соавторы [Li et al., 2007] доказали, что положительная по Nestin и p75NTR субпопуляция клеток, содержащаяся в КДГ взрослых крыс, обладает мультипотентностью и способностью к формированию сфероидов. Однако, их ограниченный потенциал к самообновлению указывал на то, что это, скорее прогениторные, а не стволовые клетки. Для изучения этих клеток-предшественников авторы провели эксперимент по аксотомии КДГ в сочетании с маркированием BrdU. Оказалось, что все нейроны были BrdU-отрицательными, в то время как большинство BrdU-позитивных клеток были ассоциированы с нейронами, что указывало на принадлежность клеток-предшественников из КДГ, по большей части, к глии. Подобные клетки были также выделены из КДГ мыши на различных этапах постнатального развития [Nagoshi et al., 2008]. Окано и его коллеги использовали P0-Cre /CAG-CAT-EGFP (FloxedEGFP) и Wnt1-Cre/FloxedEGFP трансгенных мышей, чтобы изучить потенции клеток, происходящих непосредственно из НГ. EGFP-экспрессирующие клетки, выделенные с помощью проточной цитометрии, показали сильно выраженную экспрессию маркеров клеток НГ, таких как p75NTR и Sox10, и способность к дифференцировке в нейрональном, глиальном и гладкомышечном направлениях [Nagoshi et al., 2008]. Необходимо более подробно изучить способности постмиграторных клеток НГ КДГ к самообновлению, а также их функции в организме, однако уже показано, что эти клетки участвуют в нейрогенезе de novo после травмы, как, например, это было продемонстрированно при капсаицин-опосредованной деструкции нейронов у крыс [Czaja et al., 2008].

Несмотря на то, что в результате ряда исследований была подтверждена способность постмиграторных клеток НГ КДГ к активному нейрогенезу, анатомическое расположение затрудняет их использование в качестве доступного источника для клеточной терапии. В связи с этим, клетки НГ, расположенные в волосяном фолликуле, представляются нам более перспективными для дальнейшего изучения в рамках регенеративной медицины.

3.3. Волосяной фолликул

Волосяной фолликул - один из органов взрослого организма, который содержит постмиграторные клетки НГ. Поскольку основная часть работы посвящена изучению именно этих клеток, мы остановимся на нем подробнее.

Волосяной фолликул (Рисунок 3) является дериватом кожного эпителия и состоит в основном из клеток двух типов: эпителиальных и мезенхимных. Кроме того, в его состав входят меланоциты (клетки, вырабатывающие меланин), сальные железы (голокринового типа секреции, открывающие свои протоки в области воронки волосяного фолликула), кровеносные и лимфатические сосуды, нервные волокна, а также мышца, поднимающая волос [Stenn, Paus, 2001].

Рисунок 3. Строение волосяного фолликула (описание см. в тексте)

К эпителиальным частям волосяного фолликула относят клетки матрикса, внутреннее волосяное влагалище, наружное волосяное влагалище, которое образует бугорок, состоящий из особых клеток - клеток области балдж. К мезенхимальным - соединительнотканная оболочка и дермальная папилла (Stenn, Paus, 2001).

3.3.1 Эмбриональное развитие волосяного фолликула

В ходе эмбрионального развития под воздействием индукционных сигналов дермы происходит формирование волосяного фолликула. Начинается конденсация дермальных фибробластов, индуцируется пролиферация базальных кератиноцитов (Рисунок 4.Б), в результате пролиферации стволовых клеток (СК) образуется зачаток волоса, из дермального конденсата образуется дермальная папилла (Рисунок 4.В), зачаток волоса продолжает развиваться (Рисунок 4.Г), достигает папиллы, образуется внутреннее корневое влагалище (Рисунок 4.Д)

[Gilbert, 2010].

Рисунок 4. Ранние стадии морфогенеза волосяного фолликула [Gilbert, 2010]. (описание см. в тексте)

Затем происходит удлинение и дифференциация клеток внутреннего корневого влагалища, образуется балдж, зачаток сальной железы, в промеланоцитах появляются гранулы меланина (Рисунок 5.А). Формируется

сальная железа и канал волоса (Рисунок 5.Б), происходит смещение сальной железы к латеральной поверхности фолликула (Рисунок 5.В). На последней стадии ость волоса выходит за пределы поверхности кожи (Рисунок 5.Г) [Gilbert,

Рисунок 5. Поздние стадии морфогенеза волосяного фолликула, дифференцировка [Gilbert, 2010]. (описание см. в тексте)

3.3.2 Физиологическая регенерация волосяного фолликула

Волосяной фолликул является возобновляющейся, регенерирующей структурой. В отличие от эпидермиса и других производных кожи (сальных, потовых желез и ногтей), восстановление (физиологическая регенерация) которых происходит непрерывно, для волосяного фолликула характерна периодическая регенерация, что обеспечивает, таким образом, постоянство длины волос в разных частях тела, сезонную смену волосяного покрова (линьку), защиту от аномального фолликулогенеза, в том числе и карциногенеза, возможного при формировании тканей с высокими темпами пролиферации [Stenn, Paus, 2001].

Цикл волосяного фолликула подразделяется на три основных фазы: анаген -период роста; катаген - период деградации; телоген - период покоя [Chase, 1954].

Постоянной эпидермальной частью является верхняя часть волосяного фолликула, включая балдж. Стволовые клетки области балдж, взаимодействуя с клетками дермальной папиллы, являющейся индуктором морфогенеза, генерируют все типы клеток вновь формирующегося фолликула [Blanpain, Fuchs,

2006] (Рисунок 6).

Рисунок 6. Цикл волосяного фолликула [Wei Lu et al., 2006]. (описание см. в тексте)

Смена фаз осуществляется за счет изменения уровня экспрессии факторов семейства BMP и Wnt [Plicus et al., 2008; Schneider et al., 2009; Greco et al., 2009] (Рисунок 7).

Рисунок 7. Изменение уровня экспрессии BMP и Wnt/ ß-cat в цикле волосяного фолликула. [Schneider et al., 2009].

В анагене происходит восстановление пролиферации клеток и структуры фолликула.

При переходе к катагену скорость пролиферации и дифференцировки клеток снижается, кроме того, большая часть самого фолликула подвергается апоптозу. Исключение составляют клетки, необходимые для дальнейшей регенерации фолликула: воронки, балдж, дермальной папиллы, соединительнотканной оболочки [Stenn, Paus, 2001].

Далее, в фазу телогена, синтезируются ингибиторы пролиферации и дифференцировки клеток, и наступает период покоя.

На мутантных мышах было показано, что Wnt / b-catenin, антагонисты BMP (Noggin) и Shh выступают в роли индукторов анагена, в то время как FGF5 является ключевым индуктором катагена [Cotsarelis, Botchkarev, 2008; Paus, Foitzik, 2004; Stenn, Paus, 2001]. У мышей с недостатком FGF5 наблюдалась удлиненная фаза анагена, приводящая к особому фенотипу шерсти- ангора [Hebert et al., 1994]. Помимо FGF5, индукторами катагена являются TGF-b1, interleukin-1b, neurotrophins NT-3, NT-4 и BDNF, BMP2/4 и TNF-a [Paus, Foitzik, 2004; Stenn, Paus, 2001]. Регуляция скорости апоптоза происходит за счет взаимодействия кератина 17 и TNF-a сигналинга [Tong, Coulombe, 2006]. С другой стороны, инсулин-подобный фактор роста-1 (IGF-1), печеночный фактор роста (HGF), и фактор роста эндотелия сосудов (VEGF), являются важными факторами для поддержания фазы анагена [Paus, Foitzik, 2004; Tong, Coulombe, 2006].

Регенерация волосяного фолликула происходит за счет двух пулов стволовых клеток: эпителиальных (клетки области балдж) и мезенхимных (клетки дермальной папиллы) [Zhang et al., 2010].

3.3.3 Пулы стволовых клеток волосяного фолликула

Дермальная папилла (волосяной сосочек) - мезенхимальный компонент ВФ, расположена в его основании. В норме она участвует в циклическом восстановлении волоса. Кроме того, при травмах принимает участие в регенерации кожи [Yang, Cotsarelis, 2010]. Также показано восстановление соединительнотканной оболочки волосяного фолликула за счет клеток дермальной папиллы [Cohen, 1998; Inamatsu et al., 2006; Oliver, 1966; 1967]. Для клеток дермальной папиллы характерен сходный с мезенхимными стволовыми клетками фенотип: CD14(-), CD31(-), CD34(-), CD45(-), CD71(+), CD73 /SH3-SH4(+), CD90 / Thy-1(+), CD105 /SH2(+), CD133(-) и CD166 / ALCAM(+) [Bobis et al., 2006; Zuk et al., 2002], однако уровень экспрессии маркеров ниже, чем у мезенхимных стволовых клеток жировой ткани (МСК-ЖТ) и костного мозга. Клетки дермальной папиллы способны дифференцироваться в адипо-, остео- и хондрогенном направлениях in vitro. Помимо потенции к мезенхимальным дифференцировкам, клетки дермальной папиллы способны дифференцироваться в нейроны и глию периферической нервной системы [Hunt et al., 2008]. Следует отметить, что на голове клетки дермальной папиллы, как и другие мезенхимные ткани, ведут свое происхождение из НГ. Однако фенотипическая конвергенция в нише волосяного фолликула приводит к сходному фенотипу и функциям клеток дермальной папиллы на всех участках тела [Jinno et al., 2010].

Балдж - выпячивание (бугорок) наружнего корневого влагалища, формирующее нишу для стволовых эпидермальных клеток, расположен в месте

прикрепления сальной железы и мышцы, поднимающей волос [Mignone et al., 2004; 2007]. Клетки мигрируют из ниши, пролиферируют и дифференцируются в различные типы клеток волосяного фолликула. Кроме того, клетки области балдж участвуют в заживлении ран при повреждении эпидермиса [Blanpain, Fuchs, 2006; Cotsarelis, 2006; Ito et al., 2005; Yang, Xia, 2007], а в анагене продуцируют матрикс волоса.

3.4. Изучение стволовых клеток кожи

Открытие мультипотентных стволовых клеток в коже стало определенно значимым событием в рамках регенеративной медицины, так как кожа является самой доступной тканью организма для получения аутологичного материала. В нескольких лабораториях, независимо друг от друга, из кожи человека, свиньи и грызунов были получены мультипотентные клетки, способные к дифференцировке в нейроны, клетки глии, миофибробласты, хондроциты, адипоциты и меланоциты [Amoh et al., 2005; Belicchi et al., 2004; Dyce et al., 2004; Fernandes et al., 2004; Joannides et al., 2004; Shih et al., 2005; Sieber-Blum et al., 2004; Toma et al., 2001; 2005; Wong et al., 2006]. При исследовании полученных мультипотентных клеток кожи была показана их способность к формированию сфер [Toma et al., 2001], экспрессия маркеров гемопоэтических стволовых клеток [Belicchi et al., 2004], экспрессия Nestin (маркера нейральных СК) клетками, выделенными из кожи трансгенных мышей, несущих ген GFP под промотером nestin [Amoh et al., 2005]. На данной модели была также локализована экспрессия Nestin в клетках наружнего корневого влагалища ВФ [Li et al., 2003].

Исследования показали, что в коже содержатся несколько популяций мультипотентных клеток: эпидермальных, мезенхимальных и предшественников меланоцитов. В разных частях тела стволовые клетки имеют разное происхождение: так, в головной части тела и клетки балдж, и клетки дермальной

папиллы происходят из НГ [Fernandes et al., 2004; Sieber-Blum et al., 2004; Wong et al., 2006], в то время как в туловищной части, клетки дермальной папиллы имеют мезодермальное происхождение [Biernaskie et al., 2009].

В 2001 году Миллер с коллегами выделили мультипотентные клетки из кожи грызунов и человека - SKP (skin-derived precursors) [Toma et al., 2001]. Исходя из их потенций, предположили, что SKPs происходят из НГ: клетки обладали способностью к дифференцировке в нейроны, глиальные клетки, гладкомышечные, адипоциты. В дальнейшем было показано, что SKPs обладают свойствами, сходными с эмбриональными клетками НГ [Fernandes et al., 2004; 2008]. В частности, было показано, что SKPs экспрессирут маркеры НГ, такие как Slug, Snail, Twist, Pax3 и Sox9. Также было показано, что эти клетки, меченные EYFP, после инъекции в миграционные пути клеток НГ куриного зародыша, мигрировали в КДГ, периферические нервы и дерму кожи.

В дальнейшем для того, чтобы проследить судьбу клеток НГ Фернандес с коллегами использовали трансгенных Wnt1-Cre / R26R мышей, и показали, что большая часть клеток дермальной папиллы вибрисс, а также часть клеток, расположенных в дерме, были положительны на бета-галактозидазу, что доказывает их происхождение из НГ.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Косых Анастасия Валерьевна, 2019 год

11. Список литературы

1. Фрешни Р.Я. Культура животных клеток. Практическое руководство. 5-е изд. Пер. с англ. М.: Бином, 2010. -691с.

2. Amoh Y., Li L., Kensei K., Penman S., Hoffman R.M. Multipotent nestin-positive, keratin-negative hair-follicle bulge stem cells can form neurons // Sciences. 2005.V.102 (15) 5530-5534.

3. Amoh Y., Li L., Yang M., Moossa A. R., Katsuoka K., Penman S., Hoffman R.M. Nascent blood vessels in the skin arise from nestin-expressing hair-follicle cells // Cell B. 2004. V.101(36). P.13291-13295.

4. Bamji S.X., Majdan M., Pozniak C.D., Belliveau D.J., Aloyz R.K., Causing C.G., Miller F.D. The p75 neurotrophin receptor mediates neuronal apoptosis and is essential for naturally occurring sympathetic neuron death. // J. Cell Biol. 1998. V.140. P.911-923.

5. Belicchi M., Pisati F., Lopa R., Porretti L, Fortunato F., Sironi M., Scalamogna M., Parati E.A., Bresolin N., Torrente Y. Human skin-derived stem cells migrate throughout forebrain and differentiate into astrocytes after injection into adult mouse brain // J. Neurosci Res. 2004. V.77(4). P.475-86.

6. Berry M., Riches A.C., Knowles J., Willis P., Steers D. Failure of central axonal regeneration after immunosuppressive treatment // J. Anat. 1979. V.129(P2). P.243-56.

7. Biernaskie J., Paris M., Morozova O., Fagan B.M., Marra M., Pevny L., Miller F.D. SKPs derive from hair follicle precursors and exhibit properties of adult dermal stem cells // Cell Stem Cell. 2009. V.5. P. 610-623.

8. Bixby S., Kruger G.M., Mosher J.T., Joseph N.M., Morrison S.J. Cell-intrinsic differences between stem cells from different regions of the peripheral nervous system regulate the generation of neural diversity // Neuron. 2002. V.35. P.643-656.

9. Blanpain C., Fuchs E. Epidermal stem cells of the skin // Cell Dev. Biol. 2006. V. 22. P. 339-373.Cell Dev. Biol. 2006. V. 22. P. 339-373.

10.Bobis S., Jarocha D., Majka M. Mesenchymal stem cells: characteristics and clinical applications // Folia Histochem. Cytobiol. 2006. V.44(4). P.215-30.

11.Boulenguez P., Vinay L. Strategies to restore motor functions after spinal cord injury // Curr. Opin. Neurobiol. 2009. V.19(6). P.587-600.

12.Carbonetto S. The extracellular matrix of the nervous system // Trends in NS. 1984. V. 7(10). P.382-387.

13.Chase H. Growth of the hair // Physiol. Rep. 1954. V.34. P.113-126.

14.Cichorek M., Wachulska M., Stasiewicz A., Tyminska A. Skin melanocytes: biology and development // Postepy Dermatol Alergol. 2013. V.30(1). P.30-41.

15.Cichorek M., Wachulska M., Stasiewicz A., Tyminska A., Dupin E., Sommer L. Neural crest progenitors and stem cells: from early development to adulthood // Postepy. Dermatol. Alergol. Dev. Biol. 2012. V.366. P.83-95.

16.Clewes O., Narytnyk A., Gillinder K.R. Human epidermal neural crest stem cells (hEPI-NCSC)—Characterization and directed differentiation into osteocytes and melanocytes // Stem Cell Rev..Stem Cell Rev. 2011. V. 7(4). P. 799-814.

17.Cohen J. The transplantation of individual rat and guineapig whisker papillae // J. Invest. Dermatol. 1998. V. 111(5). P. 767-75.

18.Cotsarelis G. Epithelial stem cells: a folliculocentric view // J. Invest. Dermatol. 2006. V. 126(7). P. 1459-68.

19.Cotsarelis G., Cheng S.Z., Dong G., Sun T.T., Lavker R.M. Existence of slow-cycling limbal epithelial basal cells that can be preferentially stimulated to proliferate: implications on epithelial stem cells // Cell. 1989. V.57(2). P.201-9.

20.Cotsarelis, G., and Botchkarev, V.A. Biology of hair follicles // In Fitzpatrick's Dermatology in General Medicine. 2008. P.739-749.

21.Czaja K., Burns G. A., Ritter R. C. Capsaicin-induced neuronal death and proliferation of the primary sensory neurons located in the nodose ganglia of adult rats // Neuroscience. 2008. V.154. P.621-630.

22.DeFreitas M.F., McQuillen P.S., Shatz C.J. A novel p75NTR signaling pathway promotes survival, not death, of immunopurified neocortical subplate neurons // J. Neurosci. 2001. V.14. P.5121-9.

23. Delfino-Machin M., Chipperfield T.R., Rodrigues F.S., Kelsh R.N. The proliferating field of neural crest stem cells // Dev. Dyn. 2007. V.236. P.3242-3254.

24.Dyce P.W., Zhu H., Craig J., Li J., El Seady R., Huisman M.A., Lowik C.W., Frijns J.H. Uncomplicated differentiation of stem cells into bipolar neurons and myelinating glia // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2008. V.376. P.358-362.

25.English K., Wood K.J. Mesenchymal stromal cells in transplantation rejection and tolerance // Cold Spring Harb. Perspect. Med. 2013. V.3(5).

26.Esmaeilzade B., Nobakht M., Joghataei M.T., Rahbar Roshandel N., Rasouli H., Samadi Kuchaksaraei A., Hosseini S.M., Najafzade N., Asalgoo S., Hejazian L.B., Moghani Ghoroghi F. Delivery of epidermal neural crest stem cells (EPI-NCSC) to hippocamp in Alzheimer's disease rat model // Iran Biomed. J. 2012. V.16(1). P.1-9.

27.Falck P., Joss J., Olsson L. Cranial neural crest cell migration in the Australian lungfish Neoceratodus forsteri // Evol. Dev., 2000. V.2. P.179-185.

28.Feng Z., Feng G. Stem Cell Challenges in the Treatment of Neurodegenerative Disease CNS // Neuros.&Therap. 2012. V.18(2). P. 142-148.

29.Fernandes K.J., McKenzie I.A., Mill P. A dermal niche for multipotent adult skin-derived precursor cells // Nat. Cell Biol. Nat. Cell Biol. 2004. V. 6(11). P. 1082-93.

30.Fernandes K.J., Toma J.G., Miller F.D. Multipotent skin-derived precursors: adult neural crest-related precursors with therapeutic potential // Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. 2008. V. 363(1489). P. 185-98.

31.Frade J.M., Barde Y.A. Genetic evidence for cell death mediated by nerve growth factor and the neurotrophin receptor p75 in the developing mouse retina and spinal cord // Development. 1999. V.126. P.683-690.

32.Frade J.M., Rodriguez-Tebar A., Barde Y.A. Induction of cell death by endogenous nerve growth factor through its p75 receptor // Nature. 1996. V.383. P.166-168.

33.Fuchs E., Merrill B.J., Jamora C., DasGupta R. At the roots of a never-ending cycle // Dev. Cell. 2001. V.1. P.13-25.

34.Gaillard A., Jaber M. Rewiring the brain with cell transplantation in Parkinson's disease // Trends in Neuros. 2011. V.34(3). P.124-33.

35.Garth M., Bray M., Vidal-Sanz A., Aguayo J. Regeneration of axons from the central nervous system of adult rats // Progress in Brain Research. 1987. Vo.71. P.373-379.

36.Ghoroghi F.M., Hejazian L.B., Esmaielzade B. Evaluation of the Effect of NT-3 and Biodegradable Poly-l-lactic Acid Nanofiber Scaffolds on Differentiation of Rat Hair Follicle Stem Cells into Neural Cells In Vitro // J. Mol. Neurosci. 2013. V.51. P. 318.

37.Gilbert S.F. Developmental biology // Sinauer Associates. 2010. V. 9. P. 328-331.

38.Greco V., Chen T., Rendl M. A two- step mechanism for stem cell activation during hair regeneration // Cell Stem Cell. 2009. V. 4(2). P. 155-69.

39.Hagedorn, L., Suter U., Sommer L. P0 and PMP22 mark a multipotent neural crest-derived cell type that displays community effects in response to TGF-ß family factors // Development. 1999. V.126. P.3781-3794.

40.Hatten M., Mason C.A. Neuron-astroglia interactions in vitro and in vivo // Trends in Neurosciences. 1986. V.9. P.168-174.

41.Hicks A.U., Hewlett K., Windle V., Chernenko G., Ploughman M., Jolkkonen J., Weiss S., Corbett D. Enriched environment enhances transplanted subventricular

zone stem cell migration and functional recovery after stroke // Neuroscience. 2007. V.146. P.31-40.

42.Hjerling-Leffler J., Marmigere F., Heglind M., Cederberg A., Koltzenburg M., Enerback S., Ernfors P. The boundary cap: a source of neural crest stem cells that generate multiple sensory neuron subtypes // Development. 2005. V. 132(11). P.2623-32.

43.Hu Y.F., Gourab K., Wells C. Epidermal Neural Crest Stem Cell (EPI-NCSC)— Mediated Recovery of Sensory Function in a Mouse Model of Spinal Cord Injury // Stem Cell Rev. 2010. V. 6(2). P. 186-198.

44.Hu Y.F., Zhang Z.J., Sieber-Blum M. An epidermal neural crest stem cell (EPI-NCSC) molecular signature // Stem Cells. 2006. V. 24(12). P. 2692-702.

45.Huang X., Saint-Jeannet J.P. Induction of the neural crest and the opportunities of life on the edge // Dev. Biol. 2004. V.275(1). P.1-11.

46.Huebner E.A., Strittmatter S.M. Axon regeneration in the peripheral and central nervous systems // Results Probl. Cell Differ. 2009. V.48. P.339-51.

47.Hunt D. P., Morris P. N., Sterling J., Anderson J. A., Joannides A., Jahoda C., Compston A., Chandran S. A highly enriched niche of precursor cells with neuronal and glial potential within the hair follicle dermal papilla of adult skin // Stem Cells. 2008. V.26. P.163-172.

48.Inamatsu M., Tochio T., Makabe A. Embryonic dermal condensation and adult dermal papilla induce hair follicles in adult glabrous epidermis through different mechanisms // Develop Growth Differ. 2006. V.48. P.73-86.

49.Ito K., Morita T., Sieber-Blum M. In vitro clonal analysis of mouse neural crest development // Dev Biol. 1993. V.157. P.517- 525.

50.Ito K., Sieber-Blum M. Pluripotent and developmentally restricted neural crest-derived cells in posterior visceral arches // Dev. Biol. 1993. V.156 P.191-200.

51.Ito K., Takeuchi T. The differentiation in vitro of the neural crest cells of the mouse embryos // J. Embryol. Exp. Morphol. 1984. V.84. P.49-62.

52.Ito M., Liu Y., Yang Z. Stem cells in the hair follicle bulge contribute to wound repair but not to homeostasis of the epidermis // Nat. Med. 2005. V. 11(12). P. 1351-4.

53.Jackson J.S., Golding J.P., Chapon C., Jones W.A., Bhakoo K.K. Homing of stem cells to sites of inflammatory brain injury after intracerebral and intravenous administration: a longitudinal imaging study // Stem Cell Res Ther. 2010. V.1(2). P.17.

54.Jaenisch R., Young R. Stem cells, the molecular circuitry of pluripotency and nuclear reprogramming // Cell. 2008. V.132(4). P.567-82.

55.Jinno H., Morozova O., Jones K. L., Biernaskie J. A., Paris M., Hosokawa R., Rudnicki M. A., Chai Y., Rossi F., Marra M. A. et al. Convergent genesis of an adult neural crest-like dermal stem cell from distinct developmental origins // Stem Cells. 2010. V.28. P.2027-2040.

56.Joannides A., Gaughwin P., Schwiening C., Majed H., Sterling J., Compston A., Chandran S. Efficient generation of neural precursors from adult human skin. P. astrocytes promote neurogenesis from skin-derived stem cells // Lancet. 2004. V.364(9429). P.172-8.

57.Kleber M., Lee H.Y., Wurdak H. Neural crest stem cell maintenance by combinatorial Wnt and BMP signaling // J Cell Biol. 2005. V.169(2). P.309-20.

58.Kobayashi K., Rochat A., Barrandon Y. Segregation of keratinocyte colony-forming cells in the bulge of the rat vibrissa // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. V.90. P. 7391-7395.

59.Kosykh A., Ngamjariyawat A., Vasylovska S., Konig N., Trolle C., Lau J., Mikaelyan A., Panchenko M., Carlsson PO, Vorotelyak E., Kozlova E. Neural crest stem cells from hair follicles and boundary cap have different effects on pancreatic islets in vitro // International Journal of Neuroscience. 2015. V.125/ 7. P.547-554.

60.Kruger G.M., Mosher J.T., Bixby S., Joseph N., Iwashita T., Morrison S.J. Neural crest stem cells persist in the adult gut but undergo changes in self-renewal, neuronal subtype potential, and factor responsiveness // Neuron. 2002. V.35. P.657-669.

61.Kundi S., Bicknell R., Ahmed Z. The role of angiogenic and wound-healing factors after spinal cord injury in mammals // Neurosci Res. 2013. V.76. P.1-9.

62.Le Douarin N.M. Ayer-Le Lievre C.S. The early development of cranial sensory ganglia and the potentialities of their component cells studied in quail-chick chimeras // Dev Biol. 1982. V.94(2). P.291-310.

63.Le Douarin N.M., Creuzet S., Couly G., Dupin E. Neural crest cell plasticity and its limits // Development. 2004. V. 131. P. 4637-4650.

64.Le Douarin N.M., Dupin E. Multipotentiality of the neural crest // Curr. Opin. Genet. Dev. 2003. V.13. P.529-536.

65.Le Douarin N.M., Kalcheim C. The neural crest // Cambridge, UK: Cambridge University Press. 1999.

66.Le Douarin N.M., Teillet M.A. The migration of neural crest cells to the wall of the digestive tract in avian embryo // J. Embryol. Exp. Morphol. 1973. V.30(1). P.31-48.

67.Le Lievre C.S., le Douarin N.M. Mesenchymal derivatives of the neural crest, analysis of chimaeric quail and chick embryos // J. Embryol. Exp. Morphol. 1975. V.34. P.125 -154.

68.Li F., Wang Y., Zeller K.I., Potter J.J., Wonsey D.R., O'Donnell K.A., Kim J.W., Yustein J.T., Lee L.A., Dang C.V. Myc stimulates nuclearly encoded mitochondrial genes and mitochondrial biogenesis // Mol Cell Biol. 2005. V. 25(14). P.6225-6234.

69.Li H.Y., Say E.H., Zhou X.F. Isolation and characterization of neural crest progenitors from adult dorsal root ganglia // Stem Cells. 2007. V.25. P.2053-2065.

70.Li L., Mignone J., Yang M. Nestin expression in hair follicle sheath progenitor cells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2003. V. 100(17). P. 9958-996.

71.Liu F., Zhang C., Hoffman R.M. Nestin-expressing stem cells from the hair follicle can differentiate into motor neurons and reduce muscle atrophy after transplantation to injured nerves // Tissue Eng. 2014. V. 20. P.656-662.

72.Lu P., Wang Y., Graham L. Long-distance growth and connectivity of neural stem cells after severe spinal cord injury // Cell. 2012. V.150(6). P.1264-73.

73.Mayor R., Guerrero N., Martinez C. Role of FGF and noggin in neural crest induction // Dev. Biol. 1997. V.189. P. 1-12.

74.Meulemans D., Bronner-Fraser M. Gene-regulatory interactions in neural crest evolution and development // Dev. Cell. 2004. V.7. P.291-299.

75.Mignone J.L., Kukekov V., Chiang A.S. et al. Neural stem and progenitor cells in nestin-GFP transgenic mice // J. Comp. Neurol. 2004. V. 469(3). P. 311-24.

76.Mignone J.L., Roig-Lopez J.L., Fedtsova N., Schones D.E., Manganas L.N., Maletic-Savatic M., Keyes W.M., Mills A.A., Gleiberman A., Zhang M.Q., Enikolopov G. Neural potential of a stem cell population in the hair follicle // Cell Cycle. 2007. V. 6(17). P. 2161-70.

77.Morris R.J., Potten C.S. Highly persistent label-retaining cells in the hair follicles of mice and their fate following induction of anagen // J Invest Dermatol. 1999. V.112. P.470-475.

78.Muramatsu T. Midkine, a heparin-binding cytokine with multiple roles in development, repair and diseases // Proc Jpn Acad Ser B Phys Biol Sci. 2010. V.86. P.410-425.

79.Myckatyn T.M., MacKinnon S.E. A review of research endeavors to optimize peripheral nerve reconstruction // Neurol Res. 2004. V.26. P.124-138.

80.Nagoshi N., Shibata S., Kubota Y., Nakamura M., Nagai Y., Satoh E., Morikawa S., Okada Y., Mabuchi Y., Katoh H. Ontogeny and multipotency of neural crest-

derived stem cells in mouse bone marrow, dorsal root ganglia, and whisker pad // Cell Stem Cell. 2008. V.2(4). P.392-403.

81.Najafzadeh N., Esmaeilzade B., Dastan Imcheh M. Hair follicle stem cells: In vitro and in vivo neural differentiation // World J Stem Cells. 2015. V.7(5). P.866-72.

82.Najafzadeh N., Nobakht M., Pourheydar B., Golmohammadi M.G. Rat hair follicle stem cells differentiate and promote recovery following spinal cord injury // Neural Regen Res. 2013. V.8. P.3365-3372.

83.Nishimura E.K., Jordan S.A., Oshima H., Yoshida H. Dominant role of the niche in melanocyte stem-cell fate determination // Nature. 2002. V. 416. P.854 -860.

84.Ohyama M., Terunuma A., Tock C.L. Characterization and isolation of stem cell-enriched human hair follicle bulge cells // J Clin Invest. 2006. V.116(1). P.249-60.

85.Oliver R.F. The experimental induction of whisker growth in the hooded rat by implantation of dermal papillae // J. Embryol. Exp. Morphol. 1967. V.18. P. 4351.

86.Oliver R.F. Whisker growth after removal of the dermal papilla and lengths of follicle in the hooded rat // J Embryol Exp Morphol.1996. V.16. P. 231-244.

87.Onose G., Anghelescu A., Muresanu D., et al. A review of published reports on neuroprotection in spinal cord injury // Spinal Cord. 2009. V.47. P.716-726.

88.Opitz-Araya X., Barria A. Organotypic hippocampal slice cultures // J. Vis. Exp. 2011. V.48. P.2462.

89.Oshima H., Rochat A., Kedzia C., et al. Morphogenesis and renewal of hair follicles from adult multipotent stem cells // Cell. 2001. V. 104(2). P.233-245.

90.Ourednik V., Ourednik J. Graft/host relationships in the developing and

regenerating CNS of mammals // Ann. NY Acad. Sci. 2005. V.1049. P.172-84.

91.Park H., Poo M.M. Neurotrophin regulation of neural circuit development and function // Nat Rev Neurosci. 2013. V.1. P.7-23.

92.Paus R., Foitzik K. In search of the "hair cycle clock" // Differentiation. 2004. V.72(9-10). P. 489-511.

93.Peters E.M.J., Tobin D.J., Botchkareva N., Maurer M., Paus R. Migration of melanoblasts into the developing murine hair follicle is accompanied by transient c-kit expression // J Histochem Cytochem. 2002. V.50. P.751-766.

94.Peterson D.A., Dickinson-Anson H.A., Leppert J.T., Lee K.F., Gage F.H. Central neuronal loss and behavioral impairment in mice lacking neurotrophin receptor p75 // J. Comp. Neurol. 1999. V. 404. P.1-20.

95.Plikus M.V., Mayer J.A., de la Cruz D., Cyclic dermal BMP signalling regulates stem cell activation during hair regeneration // Nature. 2008. V. 451(7176). P. 340-4.

96.Reali C., Scintu F., Pillai R. Differentiation of human adult CD34+ stem cells into cells with a neural phenotype: role of astrocytes // Exp. Neurol. 2006. V.197. P.399-406.

97.Reier P.J. Cellular transplantation strategies for spinal cord injury and translational neurobiology // Neuro Rx. 2004. V.1(4). P.424-51.

98.Ren X.P., Ye Y.J., Li P.W., Shen Z.L., Han K.C., Song Y. Head transplantation in mouse model // CNS Neurosci. Ther. 2015. V.21(8). P.615-618.

99.Rendl M., Lewis L., Fuchs E. Molecular dissection of mesenchymal-epithelial interactions in the hair follicle // PLoS. Biol. 2005. V.3(11). P.331.

100. Richardson G.D., Arnott E.C., Whitehouse C.J. et al. Plasticity of rodent and human hair follicle dermal cells // J. Investig. Dermatol. Symp. Proc. 2005. V. 10(3). P. 180-3.

101. Roh C., Tao Q., Photopoulos C., Lyle S. In vitro differences between keratinocyte stem cells and transit-amplifying cells of the human hair follicle // J Invest Dermatol. 2005. V.125. P.1099-105.

102. Rolls A., Shechter R., Schwartz M. The bright side of the glial scar in CNS repair // Nat. Rev. Neurosci. 2009. V.10(3). P.235-41.

103. Ruff C.A., Wilcox J.T., Fehlings M.G. Cell-based transplantation strategies to promote plasticity following spinal cord injury // Exp Neurol. 2012. V.235. P.78-90.

104. Saha B., Jaber M., Gaillard A. (2012). Potentials of endogenous neural stem cells in brain repair // Front. Cell. Neurosci. 6. P.14

105. Schneider M.R., Schmidt-Ullrich R., Paus R. The hair follicle as a dynamic miniorgan // Curr. Biol. 2009. V. 19(3). P. 132-142.

106. Schultz N., Wolfram K. Predictive reward signal of dopamine neurons // J. Neurophysiol. 1998. V.80. P. 1-27.

107. Schwartz M., Raposo C. Protective Autoimmunity: A Unifying Model for the Immune Network Involved in CNS Repair // Neuroscientist. 2014. V.20(4). P.343-358.

108. Schweizer G., Ayer-Le Lièvre C., Le Douarin N.M. Restrictions of developmental capacities in the dorsal root ganglia during the course of development // Cell Differ. 1983. V.13(3). P.191-200.

109. Shakhova O., Sommer L. Neural crest-derived stem cells // Harvard Stem Cell Institute. Cambridge. 2008.

110. Shechter R., Miller O., Yovel G. Recruitment of beneficial M2 macrophages to injured spinal cord is orchestrated by remote brain choroid plexus // Immunity. 2013. V.38(3). P.555-69.

111. Shih D.T., Lee D.C., Chen S.C. Isolation and characterization of neurogenic mesenchymal stem cells in human scalp tissue // Stem Cells. 2005. V.23(7). P.1012-1020.

112. Sieber-Blum M. Commitment of neural crest cells to the sensory neuron lineage // Science. 1989. V.243. P.1608 -1611.

113. Sieber-Blum M. Human epidermal neural crest stem cells as candidates for cell-based therapies, disease modeling, and drug discovery // Birth Defects Res C Embryo Today. 2014. V. 102(3). P.221-6.

114. Sieber-Blum M. The neural crest colony assay: assessing molecular influences on development in culture // The neuron in tissue culture. 1999. P. 522.

115. Sieber-Blum M., Cohen A.M. Clonal analysis of quail neural crest cells: they are pluripotent and differentiate in vitro in the absence of noncrest cells // Dev Biol. 1980. V.80. P.96 -106.

116. Sieber-Blum M., Grim M., Hu Y.F., Szeder V. Pluripotent neural crest stem cells in the adult hair follicle // Dev. Dyn. 2004. V. 231(2). P. 258-69.

117. Sieber-Blum M., Hu Y. Mouse epidermal neural crest stem cell (EPI-NCSC) cultures // J. Vis. Exp. 2008. V. 15. P. 772.

118. Sieber-Blum M., Szeder V., Grim M., Halata Z. Neural crest origin of mammalian Merkel cells // Dev Biol. 2003. V.253(2). P.258-63.

119. Stenn K.S., Paus R. Controls of hair follicle cycling // Physiol. Rev. 2001. V. 81(1). P. 449-494.

120. Sulewski R., Kirsner R.S. The multipotent nature of hair bulge cells // J. Invest. Dermatol. 2010. V. 30(5). P. 1198.

121. Sundberg M., Bogetofte H., Lawson T. Improved cell therapy protocols for Parkinson's disease based on differentiation efficiency and safety of hESC-hiPSC-, and non-human primate iPSC-derived dopaminergic neurons // Stem Cells. 2013. V.31(8). P.1548-62.

122. Szeder V., Grim M., Halata Z., Sieber-Blum M. Neural crest origin of mammalian Merkel cells // Dev. Biol. 2003. V.253. P.258 -263.

123. Taylor G., Michael S. L., Pamela J.J. Involvement of follicular stem cells in forming not only the follicle but also the epidermis // Cell. 2000. V. 102(4). P. 4451-461.

124. Thuret S., Moon L.D., Gage F.H. Therapeutic interventions after spinal cord injury // Nat. Rev. Neurosci. 2006. V.7(8). P.628-43.

125. Toma J.G., Akhavan M., Fernandes K.J. Isolation of multipotent adult stem cells from the dermis of mammalian skin // Nat. Cell Biol. 2001. V. 3(9). P. 77884.

126. Toma T., Tajima M., Kishimoto J. Hair cycle-specific expression of versican in human hair follicles // Journal of Dermatological Science. 2005. V. 39(3). P. 147-154.

127. Tong X., Coulombe P.A. Keratin 17 modulates hair follicle cycling in a TNFalpha-dependent fashion // Genes Dev. 2006. V.20(10). P.1353-64.

128. Vallin, J., Thuret, R., Giacomello, E., Faraldo, M. M., Thiery, J. P., Broders F. Cloning and characterization of three Xenopus slug promoters reveal direct regulation by Lef/beta-catenin signaling // J. Biol. Chem. 2001. V.276(30). P.350-58.

129. Wang R.N., Green J., Wang Z., Deng Y. Bone Morphogenetic Protein (BMP) signaling in development and human diseases // Genes Dis. 2014. V.1(1). P.87-105.

130. White, P.M., Morrison S.J., Orimoto K. Neural crest stem cells undergo cell-intrinsic developmental changes in sensitivity to instructive differentiation signals // Neuron. 2001. V.29. P.57-71.

131. Widestrand A., Faijerson J., Wilhelmsson U., Smith P.L., Li L., Sihlbom C., Eriksson P.S., Pekny M. Increased neurogenesis and astrogenesis from neural progenitor cells grafted in the hippocampus of GFAP-/- Vim-/- mice // Stem Cells. 2007. V.25(10). P.2619-27.

132. Wilson C., Cotsarelis G., Wei Z.G., Fryer E., Margolis-Fryer J. Cells within the bulge region of mouse hair follicle transiently proliferate during early anagen: heterogeneity and functional differences of various hair cycles // Differentiation. 1994. V.55(2). P.127-36.

133. Wilson Y.M., Richards K.L., Ford-Perriss M.L., Panthier J.J., Murphy M. Neural crest cell lineage segregation in the mouse neural tube // Development. 2004. V.131. P.6153-6162.

134. Wong C.E., Paratore C., Dours-Zimmermann M.T., Rochat A., Pietri T., Suter U. Neural crest-derived cells with stem cell features can be traced back to multiple lineages in the adult skin // J. Cell Biol. 2006. V.175. P.1005-15.

135. Yang C., Cotsarelis G. Review of hair follicle dermal cells // J. Dermatol. Sci. 2010. V. 57(1). P. 2-10.

136. Yang X.Y., Xia Z.F. Hair follicle bulge cells // Zhongguo Yi Xue Ke Xue Yuan Xue Bao. 2007. V. 29(4). P. 557-61.

137. Yu H., Fang D., Kumar S.M., Li L., Nguyen T.K. Isolation of a novel population of multipotent adult stem cells from human hair follicles // Am J Pathol (2006) V.168. P.1879-88.

138. Yu H., Kumar S., Kossenkov A.V. et al. Stem cells with neural crest characteristics derived from the bulge region of cultured human hair follicles // J. Invest. Dermatol. 2010. V. 130(5). P. 1227-1236.

139. Zhang Y.V., White B.S., Shalloway D.I., Tumbar T. Stem cell dynamics in mouse hair follicles:a story from cell division counting and single celllineage tracing // Cell Cycle. 2010. V. 9(8). P. 1504-10.

140. Zuk P.A., Zhu M., Ashjian P. Human adipose tissue is a source of multipotent stem cells // Mol Biol Cell. 2002. V.13(12). P.4279-95.