Реконструкция эпителиальных дефектов уретры и трахеи кролика с помощью живого эквивалента кожи тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.04, кандидат наук Роговая, Ольга Сергеевна

• Роговая, Ольга Сергеевна
• кандидат наук
• 2013

Оглавление диссертации кандидат наук Роговая, Ольга Сергеевна

Оглавление

ОГЛАВЛЕНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Стволовые клетки эпидермиса

1.2 Ниши стволовых клеток

1.3 Идентификация стволовых и транзиторных клеток эпидермиса in vivo и in vitro

1.3.1 Поверхностные маркеры

1.3.2 Кератины

1.3.3 Маркеры клеточной пролиферации и внутриядерные маркеры эпителиальных клеток

1.4 Использование зеленого флуоресцентного белка (GFP) для мечения клеток

1.5 Пластичность тканеспецифичных стволовых клеток

1.6 Тканевая инженерия

1.6.1 Использование искусственных подложек и трехмерных гелей для создания тканеинженерных конструкций

1.6.2 Культивирование фибробластов в трехмерном коллагеновом геле

1.6.3 Получение пластов кератиноцитов в культуре

1.7 Тканеинженерные подходы для восстановления эпителиальных дефектов

1.7.1 Восстановление дефектов трахеи с использованием тканевой инженерии

1.7.2 Восстановление уротелия при помощи трансплантации клеток

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1 Выделение и культивирование постнатальных фибробластов человека

2.2 Получение эмбриональных фибробластов человека

2.3 Культивирование фибробластов

2.4 Выделение и культивирование кератиноцитов кролика

2.5 Выделение и культивирование кератиноцитов человека

2.6 Дестратификация пластов культуры кератиноцитов

2.7 Культивирование фибробластов на носителях

2.8 Выделение коллагена

2.9 Приготовление коллагенового геля

2.10 Тест на контракцию коллагенового геля

2.11 Приготовление и культивирование живого эквивалента кожи на основе фибробластов и кератиноцитов человека для экспериментов in vitro

2.12 Приготовление живого эквивалента кожи на основе аллогенных кератиноцитов и фибробластов кролика для восстановления трахеи

2.13 Приготовление живого эквивалента кожи на основе аутологичных кератиноцитови фибробластов кролика для трансплантации в дефект уретры

2.14 Мечение клеток трейсером

2.15 Лентивирусная трансфекция культуры кератиноцитов

2.16 Гистологические исследования

2.16.1 Приготовление парафиновых срезов

2.16.2 Приготовление криосрезов

2.16.3 Иммуногистохимические исследования препаратов

2.17 Исследования препаратов пластов кератиноцитов на конфокальном микроскопе

2.18 Определение жизнеспособности культуры фибробластов человека в коллагеновом геле с использованием флуорохромов в ультрафиолетовом свете

2.19 Метод подсчета в полях зрения

2.20 Статистические методы обработки данных

2.21 Методика реконструкции экспериментального дефекта трахеи кролика

2.22 Методика реконструкции экспериментального дефекта уретры кролика

2.23 Материалы и реактивы, используемые в работе

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1 Исследование живого эквивалента кожи in vitro

3.2 Повеление фибробластов в коллагеновом геле

3.3 Обогащение культуры кератиноцитов клетками, обладающими большим пролиферативным потенциалом

3.4 Характеристика кератиноцитов кожи человека, выращенных на поверхности коллагенового геля

3.5 Использование живого эквивалента кожи в качестве транспланта при замещении экспериментального дефекта трахеи

3.6 Исследование аутологичных кератиноцитов, трансплантированных в составе живого эквивалента кожи в уретру кролика

3.6.1 Трансплантация кератиноцитов, меченных мембранным трейсером

3.6.2 Трансплантация клеток содержащих генетическую метку

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ:

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

113

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Реконструкция эпителиальных дефектов уретры и трахеи кролика с помощью живого эквивалента кожи»

Введение

Актуальной проблемой современной биомедицины является изучение границ и механизмов пластичности постнатальных стволовых тканеспецифических клеток млекопитающих. Именно стволовые (прогениторные) тканеспецифические клетки являются потенциалом для регенерации всех тканей и органов. Складывающаяся сегодня концепция клеточных механизмов регенерации предполагает, что характер и механизмы регенерации определяются типами вовлеченных в процесс стволовых (прогениторных) клеток (Phinney, 2007; Prockop, 2007; Bais et al., 2011; Baker et al., 2012). Несмотря на большое число экспериментальных данных, вопросы механизмов и пределов пластичности тканеспецифических стволовых клеток остаются открытыми. Дискуссионным в последние годы оставался вопрос о возможности трансдифференцировки постнатальных клеток млекопитающих. Сегодня феномен трансдифференцировки показан в некоторых моделях, в том числе и в моделях восстановления эпителиальных тканей роговицы, тканей мочевого пузыря, кишечника и др.( De Сорру et al., 2007; Meyer-Blazejewska et al., 2011). Можно предположить, что границы пластичности эпителиальных стволовых клеток недооценены и могут быть достаточно широкими. Кроме того, феномен пластичности может быть использован в тканевой инженерии и клеточных технологиях как подход для получения клеток и клеточных конструкций, необходимых для восстановления структур и/или функций тканей и органов. Развитие данного направления регенеративной медицины позволит решить такую актуальную проблему, как дефицит собственных тканей пациента, который на сегодняшний день является причиной значительного количества неудач реконструктивных операций (Mhashilkar & Atala, 2012; Fisher & Mauck, 2013). He менее значимой является проблема разработки гистотипических тканевых конструкций in vitro, пригодных для моделирования

морфогенетических процессов, в том числе и с участием стволовых тканеспецифических клеток (Grinnell, 2000; Palmiero et al., 2010; Tuan, 2011; Peterbauer-Scherb et al., 2012).

Помимо прямого встраивания в структуру поврежденной ткани возможно и индукционное участие стволовых клеток и клеточных конструкций в процессах регенерации и репарации. (Васильев и др., 2008; Kim et al. 2010). Такое индуцирующее влияние может быть различным по интенсивности и специфичности. Именно индукционным влиянием можно объяснить восстановление тканей после трансплантаций аллогенных тканеинженерных гистотипических конструкций, содержащих стволовые (прогениторные) клетки.

С учетом изложенного был исследован живой эквивалент кожи, как альтернативный источник пластического материала для закрытия полнослойных эпителио-стромальных повреждений различного генеза. На примерах восстановления уретры и трахеи лабораторных кроликов в работе исследованы возможности применения для этих целей живого эквивалента кожи.

В данной работе исследован разработанный in vitro живой эквивалент кожи, как частный случай трехмерного эпителио-стромального эквивалента в сравнении с исходной тканью - кожей, в частности по критериям распределения в них эпидермальных стволовых клеток и специфических маркеров кератиноцитов. Так же исследована возможность

трансдифференцировки эпидермальных кератиноцитов в составе трехмерных тканевых конструкций в модели реконструкции уретры.

Цель и задачи исследования Целью настоящей диссертационной работы заключалась в изучении регенеративного потенциала культивируемых эпидермальных кератиноцитов в модели реконструкции эпителиальных дефектов трахеи и уретры кролика с помощью трансплантации живого эквивалента кожи.

В связи с этим были поставлены следующие задачи:

1. Охарактеризовать эпидермальные кератиноциты, выращенные в условиях живого эквивалента кожи, используя дифференцировочные маркеры кератиноцитов, стволовых клеток эпидермиса и маркеры пролиферации в сравнении с эпидермисом кожи.

2. На модели реконструкции трахеи кролика изучить возможное индуцирующее влияние живого эквивалента кожи на репарацию полнослойного повреждения трахеи при аллогенной трансплантации.

3. Изучить изменения фенотипа культивированных кератиноцитов кожи при аутологичной трансплантации в уретру кроликам.

4. Экспериментально обосновать возможность реконструкции уретры путем трансплантации живого эквивалента кожи.

Научная новизна

В работе показано, что специальные условия культивирования кератиноцитов позволяют обогатить культуру

низкодифференцированными клетками с большим пролиферативным потенциалом (положительных по маркеру рбЗ). Продемонстрирована адекватность использования живого эквивалента кожи для исследований стволовых клеток эпидермиса. Впервые разработана модель трансдифференцировки эпидермальных кератиноцитов в эпителий уретры, основанная на реконструкции деэпителизированной уретральной трубки аутологичной трансплантацией живого эквивалента кожи. В результате трансплантации в уретру аутологичные кератиноциты кожи кролика уже через две недели меняли свой фенотип, экспрессируя кератины 7 и 18, свойственные уротелию, а через 1,5 месяца после трансплантации кератиноцитов, маркированных ЕОРР, в неоэпителии была обнаружена экспрессия уроплакина 3.

Практическая и теоретическая значимость работы

Разработанные в ходе исследования методики легли в основу клинических технологий лечения полнослойных эпителиальных дефектов:

совместно с заведующим хирургическим отделением Измайловской детской клинической больницы, профессором, д.м.н. А.К. Файзулиным разработана оригинальная методика реконструкции уротелия при гипоспадии: показана принципиальная возможность лечения дефектов уретры трансплантацией живого эквивалента кожи;

- совместно с хирургом, доцентом кафедры онкологии ГБОУ ИПК ФМБА России, к.м.н. Е.В. Батухтиной разработана оригинальная методика реконструкции эпителия трахеи и гортани с использованием живого эквивалента кожи. Показано влияние аллогенных клеток трансплантата на регенерацию эпителия трахеи: аллогенные клетки сохраняются в организме достаточно долго, для того чтобы стимулировать эпителизацию слизистой реципиента.

Глава 1. Обзор литературы

1.1 Стволовые клетки эпидермиса

Эпидермис является самообновляющейся тканью благодаря самоподдержанию стволовых клеток на протяжении всей жизни организма и образованию дочерних клеток, которые дифференцируются и созревают (Potten et al., 1973; Boehnke et al., 2012).

С точки зрения кинетики популяции эпидермис можно разделить на три компартмента. Стволовые клетки, находящиеся в базальном слое эпидермиса пролиферируют с небольшой скоростью и предположительно пребывают в состоянии покоя (Watt & Hogan, 2000; Ma et al., 2004). Они могут быть идентифицированы как немеченые клетки при непрерывном введении меченого тимидина (Potten et al., 1974) или как клетки, длительно сохраняющие метку после насыщения популяции меченым тимидином (Potten et al.,1982; Bickenbach et al., 1986, Bickenbach, 2005). Стволовые клетки дают начало субпопуляции активно пролиферирующих транзиторных клеток, которые имеют короткий клеточный цикл и в свою очередь продуцируют дифференцированные зрелые кератиноциты. Такая кинетика клеточной популяции обеспечивает образование большого числа дифференцированных клеток за счет небольшого числа делений стволовых клеток (Potten & Morris, 1988; Zhang et al., 2010).

Популяция кератиноцитов гетерогенна также по степени дифференци-ровки, морфологии и пролиферативному потенциалу. Кератиноциты различаются по способности формировать колонии в культуре (Barrandon & Green, 1987; Papini et al., 2003). Выделяют три типа клонов кератиноцитов. Первый получил название голоклонов. Клетки таких клонов обладают максимальной способностью к пролиферации: они образуют менее 5% колоний, переходящих к терминальной дифференцировке. Клетки в голоклонах способны проходить более 80 генераций (14 пассажей), образуя в результате колонии

большого размера, что можно объяснить присутствием в них стволовых клеток (Barrandon&Green, 1987; Pellegrini et al., 1999; Wray et al., 2012). Пара-клоны представлены клетками, которые имеют более низкий репликативный потенциал и относятся к популяции транзиторно пролиферирующих клеток. После нескольких делений эти клетки терминально дифференцируются. В параклонах клетки проходят несколько генераций и образуют мелкие колонии, которые вскоре погибают. Мероклоны содержат клетки с различным пролиферативным потенциалом и представляют собой переходный этап между голоклонами и параклонами (Barrandon&Green, 1987; Barrandon et al., 1989)

Кроме того, в работах, выполненных на хвосте мыши с использованием генетической метки, показано, что клоногенные клетки эпидермиса могут делиться как симметрично, так и ассиметрично, обеспечивая тем самым поддержание постоянное обновление эпидермиса (Clayton et al., 2007). Стволовые клетки эпидермиса характеризуются тем, что редко делятся in vivo и являются медленно циклирующими, способны к самовоспроизведению и образованию ткани, имеют высокий пролиферативный потенциал и могут быть активированы в культуре и во время раневого заживления. Длительность клеточного цикла стволовой клетки в эпидермисе кожи мыши in vivo составляет в среднем около 72 суток (Mackenzie et. al., Bickenbach et al., 1982). Медленно циклирующая стволовая клетка дает начало в среднем одной стволовой и одной транзиторной клетке, которая имеет более короткий клеточный цикл и более низкий пролиферативный потенциал. Клетка транзиторно пролиферирующей популяции проходит цикл за 20-30 часов (Potten et al, 1982; Charruyer et al, 2009). Потомки транзиторной пролиферирующей клетки терминально дифференцируются.

Существует несколько описанных участков локализации стволовых клеток эпидермиса. Основным местом локализации стволовых клеток в эпидермисе в настоящее время принято считать область, называемую bulge, это выпуклость, расположенная в верхней части волосяного влагалища, непо-

средственно над местом прикрепления мышцы, поднимающей волос (Kobayashi et al., 1993; Morris& Potten, 1999; Boehnke et al., 2012). Клетки этого отдела могут мигрировать по двум направлениям: в волосяной фолликул и, в некоторых случаях, в базальный слой интерфолликулярного эпидермиса (Cotsarelis et al., 1990; Taylor et al., 2000; Lavker & Sun, 2000).

воронка v /

интерфолликулярный эпидермис (ИФЭ)

перешеек

Область bain

* • • * *. .J... . *

1 .....................................

mi'

д

А волосяная луковица

0 Стволовые клетки ИФЭ

С034-(ов**«й«св1,«-/Цг!а1+ 0 С0347К14+/ВНтр1+ в С034-/МТ824*/КМ+/8с«1-0 Lgrí*

о С034+/ов^Ж15+ gl CD34*/atf»-@ CD34*/Lgr5+ Q Клетки дермальной

I Стволовые клетки ИФЭ mc&P+W**

Ниши стволовых клеток ИФЭ

I Стволовые клетки ИФЭ

Баэальная мембрана

Рис. 1. Схема строения эпидермиса no Boehnke, 2012. с изменениями

Клетки из первой группы дают начало клеткам волосяного фолликула и сальных желез, а из второй, немногочисленной, при ранении кожи мигрируют в эпидермис. Анализ гистогенетических рядов эпителия кожи показал, что вклад стволовых клеток, находящихся в верхней части волосяного фолликула, в поддержание гомеостаза интерфолликулярного эпидермиса ограничен образованием воронки волосяного фолликула, а стволовые клетки интерфолликулярного эпидермиса являются самостоятельной популяцией. Мультипотентные эпидермальные клетки волосяного фолликула способны давать начало не только клеткам волоса, но и будучи трансплантированными в условия кожной раны они восстанавливают и межфолликулярный эпидермис и сальные железы, и непосредственно волосяные луковицы (Watt & Jensen, 2009).

При исследовании интерфолликулярного эпидермиса рядом авторов было высказано предположение, что эпидермальные стволовые клетки расположены в вершинах эпидермальных гребней (Jensen et al., 2009). В данной популяции клетки экспрессируют на высоком уровне маркер стволовых клеток эпидермиса: ь1 интегрин, они так же положительны по экспрессии мела-номного хондроитин сульфата, и рецептора эпидермального фактора роста (ЭФР) (Jones et al., 1993; Legg et al., 2003; Jensen et al., 2009). В то же время было показано, что клетки, выделенные из основания эпидермальных гребней с высоким уровнем экспрессии аб- интегрина и низким уровнем экспрессии рецептора к трансферрину (CD71) давали начало голоклонам в культуре и активно заполняют область дефекта при трансплантации (Webb & Kaur, 2004). Объяснение этих противоречивых данных дают в своей работе Газиза-де и Тайчман в 2005г. Для исследования распределения стволовых клеток эпидермиса в развитии исследователи привили мышам линии NUDE кожные лоскуты, полученные из крайней плоти новорожденных мальчиков, а затем в привитые лоскуты была произведена трансплантация человеческих керати-ноцитов полученных от тех же доноров, трансфицированных зеленым флуоресцентным белком (GFP). Через 28 суток обнаружили, что стволовые клетки рассеяны во всех областях базального слоя эпидермиса (Ghazizadeh & Taichman, 2005).

Поттен предложил схему расположения клеточных популяций в эпидермисе мыши, согласно которой кератиноциты организованы в эпидермальные пролиферативные единицы - самообновляющиеся клоны клеток (Potten et al., 1981). Такие группы распределяются в виде гексагональных клеточных комплексов. На базальной мембране находится в среднем 10 клеток, одна или две из которых относятся к категории стволовых. Транзиторные клетки быстро делятся, их потомки переходят в вышележащие слои и терминально дифференцируются. В дальнейшем, при изучении эпидермиса млекопитающих в различных моделях, было расширено представление о структурной организации пролиферативных единиц, действительно состоящих в среднем из

20 клеток. Хотя применение клонального анализа показало, что в эпидермисе могут существовать самообновляющиеся клоны размером до сотен и даже тысяч клеток (Ghazizadeh et al., 2001; Cleyton et al., 2007; Strachan et al., 2008).

1.2 Ниши стволовых клеток

В организме стволовые клетки локализованы и функционируют в определенном микроокружении. Стволовые клетки поддерживают свои свойства только при наличии контакта с базальной мембраной, соседними эпидер-мальными клетками и паракринного влияния со стороны подлежащей дермы и соседних кератиноцитов. Формируется определенное микроокружение стволовой клетки - ее ниша (Shcofield, 1978; Boehnke et al., 2012). Ниша не просто является физическим местом пребывания стволовых клеток, она имеет анатомические и функциональные характеристики. Вне соответствующего микроокружения стволовые клетки не могут выполнять свои основные функции (Терских, 2007). In vitro стволовые клетки лишены контроля со стороны ниши и переходят в активированное состояние, что сопровождается усилением пролиферации и миграции (Yang et al, 1993). Активация пролиферации стволовых клеток в культуре приводит в конечном итоге к истощению их пролиферативного потенциала (Rheinwald& Green, 1977).

В процессе раневого заживления также происходит активация пролиферации стволовых клеток: через 24 часа после повреждения более 50% стволовых клеток начинают синтез ДНК (Lehrer et al., 1998). Было обнаружено, что в популяции транзиторных клеток возрастает доля кератиноцитов, вступающих в клеточный цикл, длительность которого уменьшается с 60-70 до 24 часов. При регенерации популяция эпидермальных клеток пополняется за счет активации пролиферации стволовых клеток, увеличения числа и уменьшения длительности клеточных циклов в транзиторной популяции. Клейтон и соавторы (Clayton et al., 2007), изучая кинетику эпидермиса хвоста мыши, пришли к заключению, что в межфолликулярном эпидермисе практически все клетки активно пролиферируют. Поэтому, вполне обоснованно

можно предположить, что в эпидермисе находятся ниши, где происходит активная пролиферация и дифференцировка стволовых/прогениторных клеток, а основная популяция долгоживущих стволовых клеток, пребывающих в состоянии покоя, находится в волосяном фолликуле (Fuchs et al., 2004). Также было показано существование двух типов ниш для таких самообновляющихся тканей, как костный мозг (Wilson et al., 2007) и эпителий тонкого кишечника (Potten et al., 1977; Barker, 2007). В этих нишах стволовые клетки взаимодействуют с разными типами клеток. В одном типе ниш стволовые клетки могут длительное время находиться в состоянии покоя, а во втором - активно пролиферируют и продуцируют транзиторные и дифференцированные клетки.

1.3 Идентификация стволовых и транзиторных клеток эпидермиса in

vivo и in vitro

Возможность идентифицировать и выделять популяцию взрослых стволовых клеток позволяет расширить представление о роли стволовых клеток в процессах, протекающих в тканях организма, а также способствует использованию их мощного регенеративного потенциала в клинике. Много усилий было направлено во всем мире на определение надежных маркеров взрослых стволовых клеток различного происхождения.

1.3.1 Поверхностные маркеры Многочисленные исследования последних лет привели к выделению ряда специфических маркеров стволовых клеток эпидермиса, однако, работы в данном направлении остаются весьма актуальными. В кроветворной системе, например, самообновляющиеся стволовые клетки могут быть физически отделены от своих комитированных к дифференцировке (аналогичных тран-зиторным клеткам эпидермиса) и дифференцированных потомков с помощью различия в экспрессии определенных маркеров. Ясно, что наличие таких же маркеров для базального эпидермального слоя клеток могло бы обеспечить возможность изоляции и характеристики стволовых клеток эпидермиса чело-

века. Одним из наиболее хорошо охарактеризованных классов поверхностных молекул, экспрессируемых кератиноцитами, является семейство трансмембранных линкерных гликопротеинов, называемых интегринами, которые участвуют в связывании актиновых филаментов с внеклеточным матриксом, а также в межклеточных контактах. Семейство интегринов объединяет более 24 гетеродимеров, каждый из которых состоит из субъединиц а и ß (Hynes et al., 1992; Шуе et al., 2012). In vivo, базальные кератиноциты экспрессируют a2ßl (рецептор коллагена и ламинина), a3ßl (рецептор ламинина-5) или, как его еще называют - эпилигрина, отвечающий за связывание с базальной мембраной, a5ßl (рецептор фибронектина) и a6ß4 (рецептор, связывающий ламинин в качестве лиганда, в составе гемидесмосом), отвечающий за межклеточные контакты и за миграцию эпителиальных клеток в процессе ране-заживления. Интегрины a3ßl в кератиноцитах обеспечивают возможность связывания с лигандами семейства иммуноглобулинов (Ig), таких как ICAM-1, ICAM-2 и ICAM-3 лимфоцитов (Cabrijan et al., 2011).

В настоящее время, рассматриваются несколько наиболее надежных кандидатов в маркеры стволовых и транзиторных клеток. В частности в качестве таких маркеров используется уровень экспрессии in vivo субъединицы аб и рецептора к трансферрину (CD71). Кератиноциты, характеризующиеся высоким уровнем экспрессии аб и низким, вплоть до невозможности обнаружения, уровнем экспрессии CD71, иначе обозначаемые как a6briCD71dim, это наиболее вероятные кандидаты на роль стволовых клеток (Schlüter, 2011). a6bnCD71dim клетки составляют около 10% всей популяции, характеризуются высоким соотношением размеров ядро: цитоплазма; более 70% клеток a6bnCD71dim являются длительно сохраняющими метку после насыщения популяции Н3-тимидином, что является достаточно основательным доказательством принадлежности их к компартменту стволовых клеток. Напротив, транзиторные клетки при том же уровне экспрессии аб, характеризуются также высоким уровнем экспрессии CD71 и составляют более 60% активно пролиферирующих базальных кератиноцитов; более 70% a6bnCD71dim клеток

включают импульсную Н3-тимидиновую метку (Wang LJ, 2010; Schlüter, 2011). Колониеобразующая способность клеток коррелирует с высоким уровнем экспрессии ßi(CD29) и а6 (CD49Í) интегрина и низким уровнем маркеров пролиферации (Watt et al, 1987; Kaur et al., 2000; Li et al., 1998). Фракция кератиноцитов позитивных по а6 интегрину и негативных по рецептору трансферрина также обогащена клетками, имеющими высокий пролифера-тивный потенциал in vitro (Tani et al., 2000). Показано наличие a6briCD71dim клеток в районе bulge волосяного фолликула, давно известном местонахождении стволовых клеток эпидермиса. Еще одна характерная особенность стволовых клеток это отсутствие экспрессии главного комплекса гистосов-местимости (Major Histocompatibility Complex - МНС) класса I, при высоком уровне экспрессии аб. Показано, что клетки локализованные в области bulge волосяного фолликула характеризуются как аб+ / МНС-1", кроме того клетки с таким профилем экспрессии локализованы в базальном слое эпидермиса (Koçer et al., 2008).

Медленно пролиферирующие клетки, сохраняющие метку при импульсном введении, не экспрессируют коннексин 43, основной белок щелевых контактов (Matic et al., 2002).

В ряде работ, в качестве одного из главных критериев для определения и разделения стволовых и транзиторных клеток использовался уровень экспрессии in vivo интегрина ßl(CD29) (Jones et al 1993; Jensen et al., 1999). Исследовались пласты эпидермиса с туловища, где экспрессия аб (CD49Í) субъединицы достаточно постоянна и одинакова. Было показано, что клетки, проявляющие высокий уровень экспрессии ßl - субъединицы, располагаются на вершинах дермальных сосочков. Пролиферативная активность определялась с помощью мечения KÍ67, который является членом семейства ядерных негистоновых белков, ассоциированных с клеточным циклом (Schlüter et al., 1993; Humayun, 2011), либо мечения BrdU. Большинство активно пролифе-рирующих клеток позитивно по CD29, а дифференцированные клетки, дающие положительную реакцию на кератин 10, покидали базальный слой имен-

но из этого компартмента. Также было показано (Jensen & Watt, 1993; Riva et al., 2007), что кератиноциты человека, способные формировать in vitro активно растущие колонии, могут быть непосредственно выделены из эпидермиса на основе их способности к адгезии. Эти клетки экспрессируют высокий уровень интегринов a2ßl, a3ßl, a5ßl, быстро прикрепляются к коллагену IV типа, фибронектину и внеклеточному матриксу, отложенному кератиноцитами. Наиболее адгезивные кератиноциты, по-видимому, удовлетворяют требованиям стволовых клеток. Они образуют активно растущие колонии, содержащие помимо быстро адгезирующих клеток, медленно прикрепляющиеся и терминально дифференцированные клетки. Эти данные подтверждаются результатами другой работы (Jensen et al., 1999), где показано, что изолированные СБ29-негативные кератиноциты более активно мигрируют по коллагену IV типа, чем CD29 позитивные, а клоны образованные стволовыми клетками более компактны, чем клоны, образованные транзиторными клетками. Редукция экспрессии интегрина ßl скорее стимулировала пролиферирующие клетки к образованию колоний, состоящих из транзиторных клеток, чем колоний состоящих из стволовых клеток (Chen et al., 2011).

В области bulge большая часть клеток экспрессируют CD34+, при этом они, в свою очередь, делятся на две субпопуляции: клетки с высоким уровнем экспрессии аб-интегрина, локализованные на базальной мембране и клетки, имеющие супрабазальную локализацию, с низким уровнем экспрессии аб интегрина. Эти клетки медленно циклируют и способны к асимметричному делению, давая начало клеткам волосяных фолликулов, сальных желез и межфолликулярного эпидермиса. Наряду с CD34+ данные клетки экспрессировали высокий уровень кератина 15 (Sotiropoulou et al., 2008; Waghmare et al., 2008; Zhang et al., 2010). Анализ экспрессии маркерных генов в клетках CD34+, К15+ в области bulge выявил гены Lgr5 и Lgr6 кодирующие белки группы трансмембранных рецепторов, присутствующих в Wnt-регулируемых взрослых стволовых клеточных популяциях волосяных

фолликулов, сальных желез, кишечника и желудка. (Morris et al., 2004; Blan-pain et al., 2006; Snippertr et al., 2010a)

1.3.2 Кератины

Кератины (цитокератины) - группа нерастворимых в воде и органических растворителях внутриклеточных фибриллярных белков, присутствующих практически во всех эпителиальных клетках. К настоящему моменту выделено уже 54 пары кератинов: 28 кератинов первого типа и 26 второго типа (Karantza et al., 2010). Каждый вид эпителия экспрессирует свой специфический набор кератинов. Состав этого набора зависит не только от вида эпителия, но также от стадии развития, клеточного окружения, а в случае рака и от степени дифференцировки клеток (Fuchs, Green, 1980; Lane at al., 1985). В частности, кератины 5 и 14 (К5 и К14) экспрессируют клетки ба-зального слоя, тогда как дифференцированные клетки экспрессируют К1 и К10 (Moll, 1988). Например, в эпителии кожи, покрывающем ладони и подошвы стоп человека, обнаружен характерный К9, которого нет в эпителиях других участков кожи или каких-либо иных тканей. Немногочисленная группа кератиноцитов взрослого человека содержит специфический маркер К19. В эмбриональной коже человека К19-положительные клетки локализованы в базальном слое, в коже взрослого человека К19-положительные клетки были обнаружены только в волосяном фолликуле, в районе bulge, основном месте локализации стволовых клеток. Данные клетки не включали Н3 тимидин при импульсном мечении. Эти данные позволяют считать К19 специфическим маркером эпидермальных стволовых клеток (Michel et al., 1996) наряду с описанными выше CD34+, К15, LGR5 и LGR6.

Эпителии других органов также содержат специфические наборы кератинов. Так, например эпителий роговицы окрашивается антителами к КЗ и К12 (Mimura et al., 2010). Для нормального эпителия глотки и пищевода характерны К4 и К13 (Viaene et al., 1995, Glickman et al., 2001).

Уротелий мочевого пузыря, мочеточников и дистальных отделов уретры содержит белок К7. В уротелии также содержится К20, который присутствует в клетках Меркеля (нейроэндокринные клетки кожи) и в слизистой желудочно-кишечного тракта. Маркером железистого эпителия можно считать белок К18, встречающийся в клетках протоков печени, слюнных желез, простаты. Он также встречается в гепатоцитах, островковых клетках поджелудочной железы и в уротелии (Moll et al., 2008).

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Роговая, Ольга Сергеевна, 2013 год

Список литературы

1. Васильев A.B., Волошин A.B., Воротеляк Е.А., Терских В.В. Миграция колоний эпидермальных кератиноцитов в культуре// Докл. РАН, 1993. Т. 329 №2. С. 232-235.

2. Васильев A.B., Воротеляк Е.А., Киселев И.В., Терских В.В. Реконструкция эпителиальных тканей с использованием клеточных технологий //Вестник Российской академии медицинских наук. 2008. № 2. С. 45-53.

3. Васильев A.B., Макаров П.В., Роговая О.С., Гундорова P.A., Терских В.В. Восстановление дефектов роговицы с помощью тканевой инженерии// Известия Российской академии наук. Серия биологическая. 2005. № 1. С. 5-8.

4. Васильев A.B., Смирнов C.B., Терских В.В., Киселев И.В., Роговая О.С. Восстановление кожного покрова путем трансплантации выращенных кератиноцитов // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины, 2003.-N6.-C.711-713.

5. Воротеляк Е.А., Цитрин Е.Б., Васильев A.B., Терских В.В. Кератиноциты человека, длительно сохраняющие метку в культур// Доклады Академии наук. 2005. Т. 402. № 3. С. 418-420.

6. Воротеляк Е.А., Чермных Э.С., Ткаченко С.Б., Васильев A.B., Терских В.В. Экспрессия и функция гена рбЗ в эпителиальных клетках// Известия Российской академии наук. Серия биологическая. 2007. № 4. С. 389-393.

7. Гайворонский И.В., Ничипорук Г. И., Из: Анатомия органов мочеполовой системы ЭЛБИ-СПб, 2009 г. 80 стр.

8. Гасанов A.M., A.C. Осипов, Т.П. Пинчук Повреждения гортани и трахеи: эндоскопическая диагностика и лечение// Эндоскопическая хирургия 2010.-N 2.-С.55-60.

9. Девятое A.C., Шаплыгин JI.B., Ермолинский И.И., Исаев В.В., Васильев A.B., Данилова Т.И., Терских В.В. Первый опыт консервативного лечения мочевых свищей с использованием аллогенных культур клеток человека. Тезисы докладов научно-практической конференции "Возможности и перспективы совершенствования диагностики и лечения в клинической

практике" Главный военный клинический госпиталь им. H.H. Бурденко, Москва, 1997. С. 60-61.

10. Домарацкая Е.И. Стволовые клетки - резиденты костного мозга//Известия Российской академии наук. Серия биологическая. 2011. № 3. С. 261-272.

11. Зенгер В.Г., Наседкин А. Н., Паршин В. Д Хирургия повреждений гортани и трахеи Медкнига, 2007 г, 368 стр.

12. Исаков Ю.Ф., Степанов Э.А., Ерохин А.П. и др. Хирургической лечение стриктур уретры у детей // Вестн. хир.- 1989.- N4.-C.61-65.

13. Кожанов Л.Г., Сдвижков А. М., Финкельштерн М. Р. Функционально-сохранные операции при раке гортани с использованием силиконовых эндопротезов Российская оториноларингология 2004№4: С.51-54.

14. Меламед JI. Лечебная практика при раке гортани //Л. Меламед Онкология. -1993. 1.-С.67- 68.

15. Попов Б.В., Зайчик А.М., Будько М.Б., Злобина О.В., Толкунова E.H., Жидкова О.В., Петров Н.С. Клетки эпителия кишечника трансдифференцируется в уротелий мочевого пузыря в опытах in vivo// Цитология. 2011. Т. 53. № 4. С. 332-340.

16. Попов Б.В., Зайчик А.М., Будько М.Б., Ница H.A., Толкунова E.H., Жидкова О.В., Петров Н.С., Кошкин С.А., Комяков Б.К. Модель in vivo для изучения трансдифференцировки соматических клеток в уротелий// Цитология. 2010. Т. 52. № 10. С. 844.

17. Руднева С.П., Голубков С.П., Гаряев A.A. и др. Контракция коллагенового геля фибробластами эмбриона человека: влияние факторов роста клеток.// Билол.мембраны 1990; 7: 1283-1288.

18. Сенюков М.В., Втюрин Б.В. О хирургическом лечении больных раком гортани, подвергшихся лучевой терапии// Журнал ушных, носовых и горловых болезней, 1975 г., № 3, с. 30-34.

19. Терских В.В. Воротеляк Е.А., Шихвердиева А.Ш., Васильев A.B., Моделирование процесса миграции эпидермальных кератиноцитов человека по трехмерному коллагеновому гелю// Известия РАН, Серия биологическая, №1,2002, С.30-35.

20. Терских В.В., Васильев А.В., Воротеляк Е.А. Ниши стволовых клеток//Известия Российской академии наук. Серия биологическая. 2007. № 3. С. 261-272.

21. Терских В .В., Васильев А.В., Воротеляк Е.А. Самоподдержание стволовых клеток: роль асимметричного деления// Известия Российской академии наук. Серия биологическая. 2009. № 5. С. 509-514.

22. Файзулин А. К., Коварский C.JI. Оперативное лечение проксимальных форм гипоспадии у детей с использованием бокового кожного лоскута на сосудистой ножке// Андрология и генитальная хирургия №2, 2002, с. 84-85.

23. Файзулин А.К. Ерохин А.П., Меновщикова Л.Б. Одноэтапное лечение гипоспадии по методу Ходгсона// Журнал «Хирургия» № 11-12 1992 г. (в соавт. и др.).

24. Файзулин А.К., Демин Н.В. Лечение уретральных свищей у детей с использованием методов тканевой инженерии // Андрология и генитальная хирургия, 2009.-N 4.-С.31-35.

25. Фриденигтейн А.Я, Чайлахян Р.К., Герасимов Ю.В., Пролиферативный и дифференцировочный потенциал скелетных костномозговых колониеобразующих клеток//Цитология, 1986, 10(5) С:557-567.

26. Чермных Э.С. Клетки волосяного фолликула in vitro // Автореферат на соискание ученой степени кандидата биологических наук. Москва, 2008.

27. Aboseif S, El-Sakka A, Young Р et al. Mesenchymal reprogramming of adult human epithelial differentiation//Differentiation; 65:113. 1999;

28. Andriessen MP, Niessen FB, Van de Kerkhof PC, Schalkwijk J. Hypertrophic scarring is associated with epidermal abnormalities: an immunohistochemical study.// J Pathol. 1998;186:192-200.

29. Archibald S, Young JE, Thoma A. Pharyngo-cervical esophageal reconstruction// Clin Plast Surg. 2005 Jul; 32(3):339-46, vi.

30. Armour A, Scott PG, Tredget EE. Cellular and molecular pathology of HTS: basis for treatment//Wound Repair Regen. 2007; 15(Suppl 1):S6-17.

31. Asselineau D, Bernard В A, Bailly C, Darmon M, Prunieras M. Human epidermis reconstructed by culture: is it "normal"?// J Invest Dermatol. 1986 Feb; 86(2): 181-6.

32. Atala A, Freeman MR, Vacanti JP, Shepard J, Retik AB. Implantation in vivo and retrieval of artificial structures consisting of rabbit and human urothelium and human bladder muscle// J Urol. 1993 Aug; 150(2 Pt 2):608-12.

33. Atala A, Guzman L, Retik AB. A novel inert collagen matrix for hypospadias repair// J Urol. 1999 Sep; 162(3 Pt 2): 1148-51.

34. Atala A, Vacanti JP, Peters CA, Mandell J, Retik AB, Freeman MR. Formation of urothelial structures in vivo from dissociated cells attached to biodegradable polymer scaffolds in vitro// J Urol. 1992 Aug; 148(2 Pt 2):658-62.

35. Atala A. Experimental and clinical experience with tissue engineering techniques for urethral reconstruction// Urol Clin North Am. 2002; 29:485.

36. Bais MV, Shabin ZM, Young M, Einhorn TA, Kotton DN, Gerstnefeld LC. Role of Nanog in the maintenance of marrow stromal stem cells during post natal bone regeneration// Biochem Biophys Res Commun. 2012 Jan 6; 417(1):211-6.

37. Bais P, Moon-Quanbeck SM, Nikolau BJ, Dickerson JA. Plantmetabolomics. org: mass spectrometry-based Arabidopsis metabolomics-database and tools update// Nucleic Acids Res. 2012 Jan; 40(Database issue):D1216-20.

38. Bajada S, Mazakova I, Richardson JB, Ashammakhi N. Updates on stem cells and their applications in regenerative medicine// J Tissue Eng Regen Med. 2008 Jun; 2(4): 169-83.

39. Barrandon Y, Green H., Cell size as a determinant of the clone-forming ability of human keratinocytes// Proc. Nat. Sci. USA 84, 2302-2306.

40. Barrandon Y, Green H. Cell migration is essential for sustained growth of keratinocyte colonies: the roles of transforming growth factor-alpha and epidermal growth factor// Cell. 1987 Sep 25; 50(7): 1131-7.

41. Barrandon Y, Morgan JR, Mulligan RC, Green H. Restoration of growth potential in paraclones of human keratinocytes by a viral oncogene// Proc Natl Acad Sci USA. 1989 Jun; 86(ll):4102-6.

42. Barth AL. Visualizing circuits and systems using transgenic reporters of neural activity// CurrOpinNeurobiol. 2007 Oct; 17(5):567-71.

43. Barth AS, Kizana E, Smith RR, Terrovitis J, Dong P, Leppo MK, Zhang Y, Miake J, Olson EN, Schneider JW, Abraham MR, Marban E. Lentiviral vectors bearing the

cardiac promoter of the Na -Ca2 exchanger report carcinogenic differentiation in stem cells// Mol Ther. 2008 May; 16(5):957-64.

44. Baker RE, Murray PJ. Understanding hair follicle cycling: a systems approach // Curr Opin Genet Dev. 2012 Dec; 22(6):607-12.

45. Bell E, Ehrlich HP, Buttle DJ, Nakatsuji T, Living tissue formed in vitro and accepted as skin-equivalent tissue of full thickness// Science. 1981 Mar 6; 211(4486): 1052-4.

46. C. Production of a tissue-like structure by contraction of collagen lattices by human fibroblasts of different proliferative potential in vitro// Proc Natal Accad Sic USA. 1979 Mar; 76(3): 1274-8.

47. Bickenbach JR, McCutecheon J, Mackenzie IC. Rate of loss of tritiated thymidine label in basal cells in mouse epithelial tissues// Cell Tissue Kinet. 1986 May; 19(3):325-33.

48. Bickenbach JR. Isolation, characterization, and culture of epithelial stem cells// Methods Mol Biol. 2005; 289:97-102.

49. Blanpain C, Fuchs E. Epidermal stem cells of the skin// Annu Rev Cell Dev Biol. 2006; 22:339-73.

50. Blanpain C, Fuchs E. Epidermal stem cells of the skin// Annu Rev Cell Dev Biol. 2006; 22:339-73.

51. Bouzubar N, Walker KJ, Griffiths K, Ellis IO, Elston CW, Robertson JF, Blarney RW, Nicholson RI. Ki67 immunostaining in primary breast cancer: pathological and clinical associations// Br J Cancer. 1989 Jun; 59(6):943-7.

52. Boyce ST. Cultured skin substitutes: a review// Tissue Eng. 1996; 2:255-266.

53. Boehnke K, Falkowska-Hansen B, Stark HJ, Boukamp P. Stem cells of the human epidermis and their niche: composition and function in epidermal regeneration and carcinogenesis// Carcinogenesis. 2012 Jul; 33(7): 1247-58.

54. Brizzi MF, Tarone G, Defilippi P. Extracellular matrix, integrins, and growth factors as tailors of the stem cell niche.// Curr Opin Cell Biol. 2012 Oct;24(5):645-51.

55. Broadbent TR, Woolf RM Hypospadias. One-stage repair. Rocky Mt Med J. 1971 Jan;68(l):35-7.

56. Cabrijan L, Lipozencic J. Adhesion molecules in keratinocytes// Clin Dermatol. 2011 Jul-Aug; 29(4):427-31.

57. Carlile A, Davies I, Faragher E, Brocklehurst JC. The epithelium in the female urethra: a quantitative study // J Urol. 1987 Oct; 138(4):775-7;

58. Chalfie M. Green fluorescent protein// Photochem Photobiol. 1995 Oct; 62(4):651-6.

59. Charruyer A, Barland CO, Yue L, Wessendorf HB, Lu Y, Lawrence HJ, Mancianti ML, Ghadially R. Transit-amplifying cell frequency and cell cycle kinetics are altered in aged epidermis// J Invest Dermatol. 2009 Nov; 129(11):2574-83.

60. Chermnykh E.S., Vorotelyak E.A., Gnedeva K.Y., et al Dermal papilla cells induce keratinocyte tubulogenesis in culture// Histochem Cell Biol. 2010; 133:567.

61. Chultz GS, White M, Mitchell R, Brown G, Lynch J, et al. Epithelial wound healing enhanced by transforming growth factor-alpha and vaccinia growth factor// Science. 1987; 235:350-352.

62. Cilento BG, Freeman MR, Schneck FX, Retik AB, Atala A. Phenotypic and cytogenetic characterization of human bladder urothelia expanded in vitro//J Urol. 1994 Aug; 152(2 Pt 2):665-70.

63. Cotsarelis G, Sun TT, Lavker RM. Label-retaining cells reside in the bulge area of pilosebaceous unit: implications for follicular stem cells, hair cycle, and skin carcinogenesis//Cell. 1990 Jun 29; 61(7): 1329-37.

64. Curtis MW, Evans AJ, Srigley JR. Mucin-producing urothelial-type adenocarcinoma of prostate: report of two cases of a rare and diagnostically challenging entity// Mod Pathol. 2005 Apr; 18(4):585-90.

65. De Bari C, DeH'Accio F, Vandenabeele F, Vermeesch JR, Raymackers JM, Luyten FP. De Bari C, Dell'Accio F, Vandenabeele F, Vermeesch JR, Raymackers JM, Luyten FP. // J Cell Biol. 2003 Mar 17;160(6):909-18.

66. De Coppi P, Callegari A, Chiavegato A, Gasparotto L, Piccoli M, Taiani J, Pozzobon M, Boldrin L, Okabe M, Cozzi E, Atala A, Gamba P, Sartore S. Amniotic fluid and bone marrow derived mesenchymal stem cells can be converted to smooth muscle cells in the cryo-injured rat bladder and prevent compensatory hypertrophy of surviving smooth muscle cells. J Urol. 2007 Jan;177(l):369-76.

67. De Filippo R. E., Yoo J. J., Atala A. Urethral replacement using cell seeded tubularized collagen matrices. IIJ. Urol. 2002; 168:1789.

68. De Filippo RE, Bishop CE, Filho LF, et al. Tissue engineering a complete vaginal replacement from a small biopsy of autologous tissue// Transplantation. 2008; 86:751.

69. Drewa T, Joachimiak R, Bajek A, Gagat M, Grzanka A, Bodnar M, Marszalek A, Dqbski R, Chlosta P. Hair follicle stem cells can be driven into a urothelial-like phenotype: An experimental study// Int J Urol. 2013 May; 20(5):537-42.

70. Eastwood M, Porter R, Khan U, McGrouther G, Brown R. Quantitative analysis of collagen gel contractile forces generated by dermal fibroblasts and the relationship to cell morphology// J Cell Physiol. 1996 Jan;166(l):33-42.

71. Ellson CD, Anderson KE, Morgan G, Chilvers ER, Lipp P, Stephens LR, Hawkins PT. Phosphatidylinositol 3-phosphate is generated in phagosomal membranes// Curr Biol. 2001 Oct 16; ll(20):1631-5.

72. Emerman JT, Pitelka DR. Maintenance and induction of morphological differentiation in dissociated mammary epithelium on floating collagen membranes// In Vitro. 1977 May; 13(5):316-28.

73. Espana EM, Kawakita T, Liu CY, Tseng SC. CD-34 expression by cultured human keratocytes is downregulated during myofibroblast differentiation induced by TGF-betal//Invest Ophthalmol Vis Sci. 2004 Sep; 45(9):2985-91.

74. Ehrlich HP, Cremona O, Gabbiani G. The expression ofa2bl integrin and a smooth muscle actin in fibroblasts grownon collagen// Cell Biochem Funct 1998; 16: 129— 37.

75. Fakhouri TH, Stevenson J, Chisholm AD, Mango SE. Dynamic chromatin organization during foregut development mediated by the organ selector gene PHA-4/FoxA// PLoS Genet. 2010 Aug 12; 6(8).

76. Fan J, Liu L, Tian J, Gan C, Lei M. The expanded "flying-wings" scalp flap for aesthetic hemiscalp alopecia reconstruction in children// Aesthetic Plast Surg. 2009 May;33(3):361-5.

77. Ferrari G, Cusella-De Angelis G, Coletta M, Paolucci E, Stornaiuolo A, Cossu G, Mavilio F. Muscle regeneration by bone marrow-derived myogenic progenitors// Science. 1998 Mar 6;279(5356): 1528-30.

78. Ferraris C., Chevalier G., Favier B., et al. Adult corneal epithelium basal cells possess the capacity to activate epidermal, pilosebaceous and sweat gland genetic programs in response to embryonic dermal stimuli// Development. 2000; 127: 5487.

79. Fessler E, Dijkgraaf FE, Melo FD, Medema JP. Cancer Stem Cell Dynamics in Tumor Progression and Metastasis: Is the Microenvironment to Blame? // Cancer Lett. 2012 Oct 19.

80. Fisher MB, Mauck RL. Tissue engineering and regenerative medicine: recent innovations and the transition to translation // Tissue Eng Part B Rev. 2013 Feb;19(l):l-13.

81. Filatova A, Acker T, Garvalov BK.The cancer stem cell niche(s): The crosstalk between glioma stem cells and their microenvironment.// Biochim Biophys Acta. 2012 Oct 16.

82. Fuchs E, Green H. Changes in keratin gene expression during terminal differentiation of the keratinocyte// Cell. 1980 Apr; 19(4): 1033-42.

83. Fuchs E, Tumbar T, Guasch G. Socializing with the neighbors: stem cells and their niche// Cell. 2004 Mar 19;116(6):769-78.

84. Fujita Y, Abe R, Inokuma D, Sasaki M, Hoshina D, Natsuga K, Nishie W, McMillan JR, Nakamura H, Shimizu T, Akiyama M, Sawamura D, Shimizu H. Bone marrow transplantation restores epidermal basement membrane protein expression and rescues epidermolysis bullosa model mice// Proc Natl Acad Sci U S A. 2010 Aug 10; 107(32): 14345-50.

85. Gauglitz GG, Zedler S, von Spiegel F, Fuhr J, von Donnersmarck GH, Faist E. Functional characterization of cultured keratinocytes after acute cutaneous burn injury//PLoS One. 2012;7(2):e29942.

86. Gazel A., Ramphal P., Rosdy M., et al. Transcriptional profiling of epidermal keratinocytes: comparison of genes expressed in skin, cultured keratinocytes, and reconstituted epidermis, using large DNA microarrays// J. Invest. Dermatol.', 121:1459. 2003.

87. Ghazizadeh S, Taichman LB. Multiple classes of stem cells in cutaneous epithelium: a lineage analysis of adult mouse skin// EMBO J. 2001 Mar 15;20(6): 1215-22.

88. Ghazizadeh S, Taichman LB. Organization of stem cells and their progeny in human epidermis// J Invest Dermatol. 2005 Feb;124(2):367-72.

89. Ghazizadeh S, Taichman LB. Organization of stem cells and their progeny in human epidermis// J Invest Dermatol. 2005 Feb;124(2):367-72.;

90. Glickman JN, Chen YY, Wang HH, Antonioli DA, Odze RD. Phenotypic characteristics of a distinctive multilayered epithelium suggests that it is a precursor in the development of Barrett's esophagus// Am J Surg Pathol. 2001 May;25(5):569-78.

91. Goto Y, Noguchi Y, Nomura A, Sakamoto T, Ishii Y, Bitoh S, Picton C, Fujita Y, Watanabe T, Hasegawa S, UchidaY. In vitro reconstitution of the tracheal epithelium// Am J Respir Cell Mol Biol. 1999 Feb;20(2):312-8.

92. Grinnell F. Fibroblasts, myofibroblasts, and wound contraction// J Cell Biol. 1994 Feb;124(4):401-4.

93. Grinnell F. Fibroblast-collagen-matrix contraction: growth-factor signalling and mechanical loadingMc// Trends Cell Biol. 2000 Sep;10(9):362-5.

94. Grove JE, Bruscia E, Krause DS. Plasticity of bone marrow-derived stem cells// Stem Cells. 2004;22(4):487-500.

95. Gunatillake PA, Adhikari R. Biodegradable synthetic polymers for tissue engineering// Eur Cell Mater. 2003 May 20;5:1-16; discussion 16.;

96. Hall PA, Watt FM. Stem cells: the generation and maintenance of cellular diversity// Development. 1989 Aug;106(4):619-33.

97. Halter M, Tona A, Bhadriraju K, Plant AL, Elliott JT Automated live cell imaging of green fluorescent protein degradation in individual fibroblasts// Cytometry A. 2007 Oct;71(10):827-34.

98. Hayashi T (1994). Biodegradable polymers for biomedical applications// Prog Polymer Sci 19: 663-702.

99. Hennings H, Michael D, Cheng C, Steinert P, Holbrook K, Yuspa SH. Calcium regulation of growth and differentiation of mouse epidermal cells in culture// Cell. 1980 Jan;19(l):245-54.

100. Hertle M.D., Kuber M.D., Leigh I.M., et al. Aberrant integrin expression during epidermal wound healing and in psoriatic epidermis// J. Clin. Invest.', 89:1892. 1992.

101. Herzog EL, Chai L, Krause DS. Plasticity of marrow-derived stem cells// Blood. 2003 Nov 15;102(10):3483-93.

102. Hicks RM. The fine structure of the transitional epithelium of rat ureter// J Cell Biol. 1965 Jul;26(l):25-48.

103

104

105

106

107,

108

109

110

111

112

113

114

115

Hines MD, Jin HC, Wheelock MJ, Jensen PJ. Inhibition of cadherin function differentially affects markers of terminal differentiation in cultured human keratinocytes.

Holland SJ, Tighe BJ (1992) Biodegradable polymers. In: Advances in Pharmaceutical Science// Academic Press, London. Vol 6, pp 101-164.; Heye AM, Couchman JR, Wewer UM, Fukami K, Yoneda A. The newcomer in the integrin family: integrin a9 in biology and cancer. // Adv Biol Regul. 2012 May;52(2):326-39.

Hu P, Meyers S, Liang FX, Deng FM, Kachar B, Zeidel ML, Sun TT. Role of membrane proteins in permeability barrier function: uroplakin ablation elevates urothelial permeability// Am J Physiol Renal Physiol. 2002 Dec;283(6):F1200-7. Hubbell J, Biomaterials in tissue engineering// Biotechnology 1995, 13: 565-576. Jahoda C.A.B., Reynods A. J., Oliver R.F. Induction of hair in ear wounds by cultured dermal papilla cells///. Invest. Dermatol. 1993; 101:584. Jensen KB, Driskell RR, Watt FM. Assaying proliferation and differentiation capacity of stem cells using disaggregated adult mouse epidermis// Nat Protoc. 2010;5(5):898-911.

Jensen PK, Bolund L. Low Ca2+ stripping of differentiating cell layers in human epidermal cultures: an in vitro model of epidermal regeneration// Exp Cell Res. 1988 Mar;175(l):63-73.

Jensen UB, Lowell S, Watt FM. The spatial relationship between stem cells and their progeny in the basal layer of human epidermis: a new view based on whole-mount labelling and lineage analysis// Development. 1999 Jun;126(l 1):2409-18. Jensen,K.B. et al. Lrigl expression defines a distinct multipotent stem cell population in mammalian epidermis// Cell Stem Cell, 2009,4,427-439. Jones PH. Epithelial stem cells// Bioessays. 1997 Aug;19(8):683-90. Jones P.H. et al. (1993) Separation of human epidermal stem cells fromtransit amplifying cells on the basis of differences in integrin function and expression// Cell, 73, 713-724.

Karantza V. Keratins in health and cancer: more mere epithelial cell markers// Oncigene, 2010, 10.

116. Kaur P, Li A. Adhesive properties of human basal epidermal cells: an analysis of keratinocyte stem cells, transit amplifying cells, and postmitotic differentiating cells// J Invest Dermatol. 2000 Mar; 114(3):413-20.

117. Kaur P. Interfollicular epidermal stem cells: identification, challenges, potential// J Invest Dermatol. 2006 Jul; 126(7): 1450-8.

118. Kazanis I. Can adult neural stem cells create new brains? Plasticity in the adult mammalian neurogenic niches: realities and expectations in the era of regenerative biology//Neuroscientist. 2012 Feb;18(l):15-27.

119. Kikuchi K, Kondo M. lopmental switch of mouse hematopoietic stem cells from fetal to adult type occurs in bone marrow after birth// Proc Natl Acad Sci USA. 2006 Nov 21; 103(47): 17852-7. Epub 2006 Nov 7.

120. Kim JH, Kong WH, Kim JG, Kim HJ, Seo SW. Possibility of skin epithelial cell transdifferentiation in tracheal reconstruction// Artif Organs. 2011 Feb;35(2): 122-30.

121. Kleszczynski K, Fischer T W. Development of a short-term human full-thickness skin organ culture model in vitro under serum-free conditionsM// Arch Dermatol Res. 2012 Sep;304(7):579-87. doi: 10.1007/s00403-012-1239-z.

122. Kobayashi T, Noguchi K, Gross T, Sugi H. Essential role of myosin S-2 region in muscle contraction// Adv Exp Med Biol. 1993;332:615-21.

123. Ko?er SS, Djuric PM, Bugallo MF, Simon SR, Matic M. Transcriptional profiling of putative human epithelial stem cells// BMC Genomics. 2008 Jul 30;9:359.

124. Kong XT, Deng FM, Hu P, Liang FX, Zhou G, Auerbach AB, Genieser N, Nelson PK, Robbins ES, Shapiro E, Kachar B, Sun TT. Roles of uroplakins in plaque formation, umbrella cell enlargement, and urinary tract diseases// J Cell Biol. 2004 Dec 20;167(6): 1195-204.

125. Kopen GC, Prockop DJ, Phinney DG. Marrow stromal cells migrate throughout forebrain and cerebellum, and they differentiate into astrocytes after injection into neonatal mouse brains// Proc Natl Acad Sci USA. 1999 Sep 14;96(19):10711-6.

126. Koster MI, Kim S, Mills AA, DeMayo FJ, Roop DR. p63 is the molecular switch for initiation of an epithelial stratification program// Genes Dev. 2004 Jan 15;18(2):126-31.

127. Koster MI, Roop DR. ansgenic mouse models provide new insights into the role of p63 in epidermal development// Cell Cycle. 2004 Apr;3(4):411-3.

128.

129,

130,

131

132

133,

134,

135,

136,

137,

138,

139

140,

Koster MI. p63 in skin development and ectodermal dysplasias// J Invest Dermatol. 2010 Oct;130(10):2352-8.

Krause DS, Theise ND, Collector MI, Henegariu O, Hwang S, Gardner R, Neutzel S, Sharkis SJ. Multi-organ, multi-lineage engraftment by a single bone marrow-derived stem cell// Cell. 2001 May 4; 105(3):369-77.

Krespi YP, Biller HF, Baek SM. Tracheal reconstruction with a pleuroperiosteal flap// Otolaryngol Head Neck Surg. 1983 Dec;91(6):610-4.

Kruse PF Jr, Miedema E. Production and characterization of multiple-layered populations of animal cells// J Cell Biol. 1965 Nov;27(2):273-9. Kucia M, Machalinski B, Ratajczak MZ. The developmental deposition of epiblast/germ cell-line derived cells in various organs as a hypothetical explanation of stem cell plasticity? // Acta Neurobiol Exp (Wars). 2006;66(4):331-41. Lane EB, Bartek J, Purkis PE, Leigh IM. Keratin antigens in differentiating skin// Ann NY Acad Sci. 1985;455:241-58.

Lavker RM, Sun TT. Epidermal stem cells// J Invest Dermatol. 1983 Jul;81(l Suppl):121s-7s.

Lavker RM, Sun TT. Epidermal stem cells: properties, markers, and location// Proc Natl Acad Sci USA. 2000 Dec 5;97(25): 13473-5.

le Roux PJ. Endoscopic urethroplasty with unseeded small intestinal submucosa collagen matrix grafts: a pilot study// J Urol. 2005 Jan;173(l):140-3. Legg,J. et al. (2003) Role of melanoma chondroitin sulphate proteoglycan in patterning stem cells in human interfollicular epidermis// Development, 130, 60496063.

Lehrer M. S., Sun T.-T., Lavker R.M. Strategies of epithelial repair: modulation of stem cell and transit amplifying cell proliferation// J. Cell Sci.; 111:2867. 1988. Lehrer MS, Sun TT, Lavker RM. Strategies of epithelial repair: modulation of stem cell and transit amplifying cell proliferation// J Cell Sci. 1998 Oct;l 11 (Pt 19):2867-75.

Lei XH, Ning LN, Cao YJ, Liu S, Zhang SB, Qiu ZF, Hu HM, Zhang HS, Liu S, Duan EK NASA-approved rotary bioreactor enhances proliferation of human epidermal stem cells and supports formation of 3D epidermis-like structure// PLoS One. 2011;6(ll):e26603.

141. Levy V, Lindon C, Harfe BD, Morgan BA. Distinct stem cell populations regenerate the follicle and interfollicular epidermis// Dev Cell. 2005 Dec;9(6):855-61.

142. Li A, Pouliot N, Redvers R, Kaur P. Extensive tissue-regenerative capacity of neonatal human keratinocyte stem cells and their progeny// J. Clin. Invest. 2004; 113:390.

143. Li A., Simmons P.J., Kaur P. Identification and isolation of candidate human keratinocyte stem cells based on cell surface phenotype// Proc Natl Acad Sci 1998 95:3902-3907.

144. Li S, Park H, Trempus CS, Gordon D, Liu Y, Cotsarelis G, Morris RJ. A keratin 15 containing stem cell population from the hair follicle contributes to squamous papilloma development in the mouse// Mol Carcinog. 2012 Mar 16. doi: 10.1002/mc.21896.

145. Li Y, Liu W, Hayward SW, Cunha GR, Baskin LS., Plasticity of the urothelial phenotype: effects of gastro-intestinal mesenchyme/stroma and implications for urinary tract reconstruction// differentiation. 2000 Oct;66(2-3): 126-35.

146. Liang FX, Bosland MC, Huang H, Romih R, Baptiste S, Deng FM, Wu XR, Shapiro E, SunTT. Cellular basis of urothelial squamous metaplasia: roles of lineage heterogeneity and cell replacement// J Cell Biol. 2005 Dec 5;171(5):835-44.

147. Little NA, Jochemsen AG. p63.//Int J Biochem Cell Biol. 2002 Jan;34(l):6-9.

148. Loeffler M, Potten CS, Wichmann HE. Epidermal cell proliferation. II. A comprehensive mathematical model of cell proliferation and migration in the basal layer predicts some unusual properties of epidermal stem cells// Virchows Arch B Cell Pathol Incl Mol Pathol. 1987;53(5):286-300.

149. Lopes ES, Foster BA, Donjacour AA, Cunha GR. Initiation of secretory activity of rat prostatic epithelium in organ culture//Endocrinology. 1996 Oct;137(10):4225-34.

150. Lorenz K, Rupf T, Salvetter J, Bader A. Enrichment of human beta 1 bri/alpha 6 bri/CD71 dim keratinocytes after culture in defined media// Cells Tissues Organs. 2009;189(6):382-90.

151. Ma DR, Yang EN, Lee ST. A review: the location, molecular characterisation and multipotency of hair follicle epidermal stem cells// Ann Acad Med Singapore. 2004 Nov;33(6):784-8.

152,

153

154,

155,

156

157

158,

159

160,

161,

162,

163,

164.

MacCallum DE, Hall PA The biochemical characterization of the DNA binding activity of pKi67 // J Pathol. 2000 Jul;191(3):286-98.

Mackenzie IC, Bickenbach JR. Patterns of epidermal cell proliferation// Carcinog ComprSurv. 1982;7:311-7.

Mann GB, Fowler KJ, Gabriel A, Nice EC, Williams RL, et al. Mice with a null mutation of the TGF alpha gene have abnormal skin architecture, wavy hair, and curly whiskers and often develop corneal inflammation//Cell. 1993;73:249-261. Mhashilkar AM, Atala A. Advent and maturation of regenerative medicine // Curr Stem Cell Res Ther. 2012 Nov;7(6):430-45.

Munster AM. Cultured skin for massive burns. A prospective, controlled trial//Ann Surg. 1996;224:372-375; discussion 375-377.

Matic M, Evans WH, Brink PR, Simon M. Epidermal stem cells do not communicate through gap junctions// J Invest Dermatol. 2002 Jan; 118(1): 110-6. Maurer S, Feil G, Stenzl A In vitro stratified urothelium and its relevance in reconstructive urology // Urologe A. 2005 Jul;44(7):738-42. Meyer-Blazejewska EA, Call MK, Yamanaka O, Liu H, Schlötzer-Schrehardt U, Kruse FE, Kao WW. From hair to cornea: toward the therapeutic use of hair follicle-derived stem cells in the treatment of limbal stem cell deficiency//Stem Cells. 2011 Jan;29(l):57-66.

Mishra S, Bhatnagar S, Jha RR, Singhai AK. Airway management of patients undergoing oral cancer surgery: a retrospective study// Eur J Anaesthesiol. 2005 Jul;22(7):510-4.

Mimura T, Yamagami S, Uchida S, Yokoo S, Ono K, Usui T, Amano S. Isolation of adult progenitor cells with neuronal potential from rabbit corneal epithelial cells in serum- and feeder layer-free culture conditions// Mol Vis. 2010 Aug 24; 16:1712-9. Moll R, Divo M, Langbein L. The human keratins: biology and pathology// Histochem Cell Biol. 2008 Jun;129(6):705-33.

Morris RJ, Potten CS. Slowly cycling (label-retaining) epidermal cells behave like

clonogenic stem cells in vitro// Cell Prolif. 1994 May;27(5):279-89.

Morris RJ, Potten CS. Highly persistent label-retaining cells in the hair follicles of

mice and their fate following induction of anagen// J Invest Dermatol. 1999

Apr;112(4):470-5.

165. Morris RJ. Stem cells in the hair follicle and interfollicular epidermis of mice following topical application of fluocinolone acetonide// J Invest Dermatol. 2007 Dec;127(12):2707-8.

166. Mourra N, Borderie V, Laroche L. Ultrastructural and immunohistochemical study of 3-dimensional cultures of human keratinocytes on a collagen gel// J Fr Ophtalmol. 1998 Apr;21(4):287-94.

167. Munster AM. Cultured skin for massive burns. A prospective, controlled trial// Ann Surg. 1996;224:372-375; discussion 375-377.

168. Nelson M. Analysis of heterogeneous red cell populations by flow cytometry// Methods Cell Sci. 2002;24(l-3):19-25.

169. Ng KW, Hutmacher DW. Reduced contraction of skin equivalent engineered using cell sheets cultured in 3D matrices/ZBiomaterials. 2006 Sep;27(26):4591-8.

170. Niessen FB, Schalkwijk J, Vos H, Timens W. Hypertrophic scar formation is associated with an increased number of epidermal Langerhans cells// J Pathol. 2004;202:121-129.

171. O'Donoghue K, Choolani M, Chan J, de la Fuente J, Kumar S, Campagnoli C, Bennett PR, Roberts IA, Fisk NM. Identification of fetal mesenchymal stem cells in maternal blood: implications for non-invasive prenatal diagnosis// Mol Hum Reprod. 2003 Aug;9(8):497-502.

172. Ono I, Gunji H, Suda K, Iwatsuki K, Kaneko F. Evaluation of cytokines in donor site wound fluids// Scand J Plast Reconstr Surg Hand Surg. 1994;28:269-273.

173. Ortiz LA, Gambelli F, McBride C, Gaupp D, Baddoo M, Kaminski N, Phinney DG// Mesenchymal stem cell engraftment in lung is enhanced in response to bleomycin exposure and ameliorates its fibrotic effects. Proc Natl Acad Sci USA. 2003 Jul 8;100(14):8407-11.

174. Oshima H., Rochat A., Kedzia C. et al. Morphogenesis and renewal of hair follicles from adult multipotent stem cells// Cell 2001; 104:233.

175. Palmiero C, Imparato G, Urciuolo F, Netti P. Engineered dermal equivalent tissue in vitro by assembly of microtissue precursors// Acta Biomater. 2010 Jul;6(7):2548-53.

176. Pathiraja A., Gunatillake, 2003, Biodegradable synthetic polymers for tissue engineering// European Cells and Materials Vol.5, pl-16.

177. Pearton DJ, Yang Y, Dhouailly D. Transdifferentiation of corneal epithelium into epidermis occurs by means of a multistep process triggered by dermal developmental signals// Proc Natl Acad Sci USA.; 2005.102:3714. 2005.

178. Pellegrini G, Dellambra E, Golisano O, Martinelli E, Fantozzi I, Bondanza S, Ponzin D, McKeon F, De Luca M.p63 identifies keratinocyte stem cells// Proc Natl Acad Sci USA. 2001 Mar 13;98(6):3156-61.

179. Pellegrini G, Ranno R, Stracuzzi G, Bondanza S, Guerra L, Zambruno G, Micali G, De Luca M. The control of epidermal stem cells (holoclones) in the treatment of massive full-thickness burns with autologous keratinocytes cultured on fibrin// Transplantation. 1999 Sep 27;68(6):868-79.

180. Peterbauer-Scherb A, Danzer M, Gabriel C, van Griensven M, Redl H, Wolbank S. In vitro adipogenesis of adipose-derived stem cells in 3D fibrin matrix of low component concentration. // J Tissue Eng Regen Med. 2012 Jun;6(6):434-42. doi: 10.1002/term.446. Epub 2011 Aug 3.

181. Pierce GF, Mustoe TA, Lingelbach J, Masakowski VR, Griffin GL, et al. Platelet-derived growth factor and transforming growth factor-beta enhance tissue repair activities by unique mechanisms// J Cell Biol. 1989;109:429-440.

182. Pittenger MF, Mackay AM, Beck SC, Jaiswal RK, Douglas R, Mosca JD, Moorman MA, Simonetti DW, Craig S, Marshak DR. Multilineage potential of adult human mesenchymal stem cells// Science. 1999 Apr 2;284(5411): 143-7.

183. Potten C.S. and lajtha L.G Stem cells versus stem lines// Ann N.Y. Acad Sci 1982; 397:49-61.

184. Potten CS, Booth C, Hargreaves D. The small intestine as a model for evaluating adult tissue stem cell drug targets// Cell Prolif. 2003 Jun;36(3):l 15-29.

185. Potten CS, Gandara R, Mahida YR, Loeffler M, Wright NA. The stem cells of small intestinal crypts: where are they? // Cell Prolif. 2009 Dec;42(6):731-50.

186. Potten CS, Loeffler M. Epidermal cell proliferation. I. Changes with time in the proportion of isolated, paired and clustered labelled cells in sheets of murine epidermis// Virchows Arch B Cell Pathol Incl Mol Pathol. 1987;53(5):279-85.

187. Potten CS, Morris RJ. Epithelial stem cells in vivo// J Cell Sci Suppl. 1988; 10:4562.

188. Phinney DG. Biochemical heterogeneity of mesenchymal stem cell populations: clues to their therapeutic efficacy// Cell Cycle. 2007 Dec l;6(23):2884-9.

189. Pierce GF, Mustoe TA, Lingelbach J, Masakowski VR, Griffin GL, et al. Platelet-derived growth factor and transforming growth factor-beta enhance tissue repair activities by unique mechanism// J Cell Biol. 1989; 109:429^140.

190. Pratt T, Sharp L, Nichols J, Price DJ, Mason JO. Embryonic stem cells and transgenic mice ubiquitously expressing a tau-tagged green fluorescent protein// Dev Biol. 2000 Dec 1;228(1): 19-28.

191. Prokop DJ. 1997. Marrow stromal cells as stem cells for nonhematopoietic tissues// Science 276:71-74.

192. Prockop DJ. "Sternness" does not explain the repair of many tissues by mesenchymal stem/multipotent stromal cells (MSCs). Clin Pharmacol Ther. 2007 Sep;82(3):241-3.

193. Raff M. Adult stem cell plasticity: fact or artifact? // Annu Rev Cell Dev Biol. 2003; 19:1.

194. Ramos D, Navarro S, Villamon R, Gil-Salom M, Llombart-Bosch A. Cytokeratin expression patterns in low-grade papillary urothelial neoplasms of the urinary bladder// Cancer. 2003 Apr 15;97(8):1876-83.

195. Rheinwald JG, Green H. Epidermal growth factor and the multiplication of cultured human epidermal keratinocytes// Nature. 1977 Feb 3;265(5593):421-4.

196. Rheinwald JG, Green H. Formation of a keratinizing epithelium in culture by a cloned cell line derived from a teratoma// Cell. 1975 Nov;6(3):317-30.

197. Riva F, Casasco A, Nespoli E, Cornaglia AI, Casasco M, Faga A, Scevola S, Mazzini G, Calligaro A. Generation of human epidermal constructs on a collagen layer alone// Tissue Eng. 2007 Nov;13(l l):2769-79.

198. Rockwell G.A., Johnson G., Sibatiani A. In vitro senescence of human keratinocyte cultures// Cell Struct. And Funct. 12. 539-548.

199. Romagnoli G, De Luca M, Faranda F, Bandelloni R, Franzi AT, Cataliotti F, Cancedda R. Treatment of posterior hypospadias by the autologous graft of cultured urethral epithelium// N Engl J Med. 1990 Aug 23;323(8):527-30.

200. Romagnoli G, De Luca M, Faranda F, Franzi AT, Cancedda R. One-step treatment of proximal hypospadias by the autologous graft of cultured urethral epithelium// J Urol. 1993 Oct; 150(4): 1204-7.

201. Romano RA, Smalley K, Magraw C, Serna VA, Kurita T, Raghavan S, Sinha S. ANp63 knockout mice reveal its indispensable role as a master regulator of epithelial development and differentiation// Development. 2012 Feb;139(4):772-82.

202. Romih R, Korosec P, de Mello W Jr, Jezernik K Differentiation of epithelial cells in the urinary tract// Cell Tissue Res. 2005 May;320(2):259-68.

203. Rosengardten Y, McKenna T, Grochovä D, Eriksson M. Stem cell depletion in Hutchinson-Gilford progeria syndrome// Aging Cell. 2011 Dec; 10(6): 1011-20.

204. Sanchez-Ramos JR, Song S, Kamath SG, Zigova T, Willing A, Cardozo-Pelaez F, Stedeford T, Chopp M, Sanberg PR. Expression of neural markers in human umbilical cord blood// Exp Neurol. 2001 Sep;171(l):109-15.

205. Sanchez-Ramos JR. Neural cells derived from adult bone marrow and umbilical cord blood// J Neurosci Res. 2002 Sep 15;69(6):880-93.

206. Schlüter C, Duchrow M, Wohlenberg C, Becker MH, Key G, Flad HD, Gerdes J. The cell proliferation-associated antigen of antibody Ki-67: a very large, ubiquitous nuclear protein with numerous repeated elements, representing a new kind of cell cycle-maintaining proteins.// J Cell Biol. 1993 Nov;123(3):513-22.

207. Shalaby SW. Bioabsorbable Polymers// Encyclopedia of Pharmceutical Technology, 1988. Swarbrick J, Boylan JC, eds. vol 1, p. 465-476.

208. Shimomura O. Discovery of green fluorescent protein (GFP) (Nobel Lecture)// Angew Chem Int Ed Engl. 2009;48(31):5590-602.

209. Schofield R., The relationship between the spleen colony-forming cell and the haemopoetic stem cell// Blood cell. 1978. 4: 7-25.

210. Schultz GS, White M, Mitchell R, Brown G, Lynch J, Twardzik DR, Todaro GJ. Epithelial wound healing enhanced by transforming growth factor-alpha and vaccinia growth factor// Science. 1987 Jan 16;235(4786):350-2.

211. Snippert HJ, Haegebarth A, Kasper M, Jaks V, van Es JH, Barker N, van de Wetering M, van den Born M, Begthel H, Vries RG, Stange DE, Toftgärd R, Clevers H. Lgr6 marks stem cells in the hair follicle that generate all cell lineages of the skin// Science. 2010 Mar 12;327(5971):1385-9.

212. Sorber M, Feitz WF, de Vries JD Eur Urol 1997;32(4):475-9 Short- and mid-term outcome of different types of one-stage hypospadias corrections// Eur Urol. 1997; 32:475.

213. Sotiropoulou PA , Candi, Blanpain C .; The majority of multipotent epidermal stem cells do not protect their genome by asymmetrical chromosome segregation// Stem Cells. 2008 Nov;26(l l):2964-73.

214. Spin JM, Maegdefessel L, Tsao PS. Vascular smooth muscle cell phenotypic plasticity: focus on chromatin remodelling// Cardiovasc Res. 2012 Jul 15;95(2):147-55.

215. Staack A, Hayward S.W., Laurence S. S., et al. Molecular, cellular and developmental biology of urothelium as a basis of bladder regeneration// Differentiation 2005; 73:121.

216. Tani M, Shimizu K, Kawahara C, Kohno T, Ishimoto O, Ikawa S, Yokota J., Mutation and expression of the p51 gene in human lung cancer// Neoplasia. 1999 Apr;l(l):71-9.

217. Taylor G, Lehrer MS, Jensen PJ, Sun TT, Lavker RM. Involvement of follicular stem cells in forming not only the follicle but also the epidermis// Cell. 2000 Aug 18; 102(4) :451-61.

218. Terada N, Hamazaki T, Oka M, Hoki M, Mastalerz DM, Nakano Y, Meyer EM, Morel L, Petersen BE, Scott EW. Bone marrow cells adopt the phenotype of other cells by spontaneous cell fusion// Nature. 2002 Apr 4;416(6880):542-5.

219. Thomson RC, Wake MC, Yaszemski, Mikos AG (1995a) Biodegradable polymer scaffolds to regenerate organs// Adv Polymer Sci 122: 245-274.

220. Tsai RJ, Ho YS, Chen JK. The effects of fibroblasts on the growth and differentiation of human bulbar conjunctival epithelial cells in an in vitro conjunctival equivalent// Invest Ophthalmol Vis Sci. 1994 May;35(6):2865-75.

221. Tuan RS Role of adult stem/progenitor cells in osseointegration and implant loosening // Int J Oral Maxillofac Implants. 2011; 26 Suppl:50-62.

222. Viaene AI, Baert JH., Expression of cytokeratin-mRNAs in squamous-cell carcinoma and balloon-cell formation of human oesophageal epithelium// Histochem J. 1995 Jan;27(l):69-78.

223. Vorotelyak E.A., Shikhverdieva A.Sh., Vasiliev A.V., Terskikh V.V.Fibroblasts stimulate epithelization of collagen gel// Biology Bulletin. 2002. T. 29. № 4. C. 343347.

224. Waghmare SK, Bansal R, Lee J, Zhang YV, McDermitt DJ, Tumbar T.; Quantitative proliferation dynamics and random chromosome segregation of hair follicle stem cells// EMBO J. 2008 May 7;27(9): 1309-20.;

225. Wang LJ, Wang YL, Yang X. Progress in epidermal stem cells// Yi Chuan. 2010 Mar;32(3): 198-204.

226. Wang X, Shi Y, Zhou Q, Liu X, Xu S, Lei T. Detailed histological structure of human hair follicle bulge region at different ages: A visible niche for nesting adult stem cells //J Huazhong Univ Sci Technolog Med Sci. 2012 Oct;32(5):648-56.

227. Watabe T, Lin M, Ide H, Donjacour AA, Cunha GR, Witte ON, Reiter RE. Growth, regeneration, and tumorigenesis of the prostate activates the PSCA promoter// Proc Natl Acad Sci USA. 2002 Jan 8;99(l):401-6.;

228. Watt FM, Hogan BL. Out of Eden: stem cells and their niches.// Science. 2000 Feb 25; 287(5457): 1427-30. Review.

229. Watt FM, Jensen KB. Epidermal stem cell diversity and quiescence// EMBO Mol Med. 2009 Aug;l(5):260-7.

230. Watt FM. Keratinocyte cultures: an experimental model for studying how proliferation and terminal differentiation are co-ordinated in the epidermis// J Cell Sci. 1988 Aug;90 (Pt 4):525-9.

231. Webb A, Li A, Kaur P. Location and phenotype of human adult keratinocyte stem cells of the skin// Differentiation. 2004 Oct;72(8):387-95.;

232. Weinberg CB, Bell E. A blood vessel model constructed from collagen and cultured vascular cells//Science. 1986 Jan 24;231(4736):397-400.

233. Wilson A, Oser GM, Jaworski M, Blanco-Bose WE, Laurenti E, Adolphe C, Essers MA, Macdonald HR, Trumpp A. Dormant and self-renewing hematopoietic stem cells and their niches// Ann N Y Acad Sci. 2007 Jun;l 106:64-75.

234. Wolter JR, Meyer RF; Sessile macrophages forming clear endothelium-like membrane on inside of successful keratoprosthesis// Trans Am Ophthalmol Soc. 1984;82:187-202.

235. Wong WH, Mooney DJ Synthesis and properties of biodegradable polymers used as synthetic matrices for tissue engineering. In: Synthetic Biodegradable //Polymer Scaffolds. 1997.

236. Woodbury D, Schwarz EJ, Prockop DJ, Black IB. Adult rat and human bone marrow stromal cells differentiate into neurons// J Neurosci Res. 2000 Aug 15;61(4):364-70.

237. Wrobel LK, Fray TR, Molloy JE, Adams JJ, Armitage MP,Sparrow JC. Contractility of single human dermalmyofibroblasts and fibroblasts// Cell Motil Cytoskel 2002; 52:82-90.

238. Wray H, Mackenzie IC, Storey A, Navsaria H. a6 Integrin and CD44 Enrich for a Primary Keratinocyte Population That Displays Resistance to UV-Induced Apoptosis// PLoS One. 2012;7(10):e46968.

239. Yang A, Kaghad M, Wang Y, Gillett E, Fleming MD, Dotsch V, Andrews NC, Caput D, McKeon F. (1998) // Mol. Cell. 2, 305-316;

240. Yang A, Schweitzer R, Sun D, Kaghad M, Walker N, Bronson RT, Tabin C, Sharpe A, Caput D, Crum C, McKeon F. (1999)// Nature 398, 714-718.

241. Yoo JJ, Atala A. Tissue engineering applications in the genitourinary tract system// Yonsei Med J. 2000 Dec;41(6):789-802.

242. Yuspa SH, Kilkenny AE, Steinert PM, Roop DR. Expression of murine epidermal differentiation markers is tightly regulated by restricted extracellular calcium concentrations in vitro// J Cell Biol. 1989 Sep;109(3):1207-17.

243. Zaviacic M, Brozman M, Zajickova M, Blazekova J, Oberucova J.The adult human female urethra. Enzyme-histochemical study// Acta Histochem. 1985;77(2): 165-75.

244. Zhang JZ, Maruyama K, Iwatsuki K, Ono I, Kaneko F. Effects of prostaglandin El on human keratinocytes and dermal fibroblasts: a possible mechanism for the healing of skin ulcers// Exp Dermatol. 1994;3:164-170.

245. Zhang YV, White BS, Shalloway DI, Tumbar T. Stem cell dynamics in mouse hair follicles: a story from cell division counting and single cell lineage tracing// Cell Cycle. 2010 Apr 15;9(8):1504-10.

246. Zolotukhin S, Potter M, Hauswirth WW, Guy J, Muzyczka N. A "humanized" green fluorescent protein cDNA adapted for high-level expression in mammalian cells //J Virol. 1996 Jul;70(7):4646-54.

Трансплантация аллогенных кератиноцитов в составе живого эквивалента кожи (ЖЭК) в трахею кролику. Схема двухэтапной

операции:

Забор

донорской кожи

Культивирование кератиноцитов

Культивирование ЖЭК

Культивирование (префабрикация) на кивательной мышце в течение 2 недель

1. Дефект трахеи

2. Каркас из титановой пдастины

1 этап операции

2 этап операции. Реконструктивная операция

Схема эксперимента по аутологичной трансплантации живого эквивалента

кожи (ЖЭК) в дефект уретры кролика

(Трансплантация в д еэ п ител изи ро ва н ну ю уретру

Выделение кератиноцитов кожи

Культивирование в составе ЖЭК

Мечение клеток (Е>Ц,ЕСРР)

Благодарю за помощь в работе Андрея Валентиновича Васильева

Василия Васильевича Терских Екатерину Андреевну Воротеляк Екатерину Владимировну Киселёву Эрдема Баировича Дашинимаева Алексея Владимировича Волкова Элину Сергеевну Чермных Елену Ивановну Домарацкую Татьяну Алексеевну Тортунову И других сотрудников Института биологии развития им. Н.К.

Кольцова РАН;

Благодарю за помощь в подготовке материалов диссертации к защите сотрудников Биологического факультета МГУ имени М.В.

Ломоносова.