Индуцированные нейральные прогениторные клетки: особенности дифференцировки и трехмерного культивирования тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Ревкова Вероника Александровна

• Ревкова Вероника Александровна
• кандидат наук
• 2022

Оглавление диссертации кандидат наук Ревкова Вероника Александровна

Введение

Глава I Обзор литературы

1.1. Получение нейральных прогениторных клеток методом прямого репрограммирования

1.2. Биоматериалы: имитация внеклеточного матрикса

1.2.1. Свойства биоматериалов

1.2.2. Материалы: природные и синтетические

1.3. Клеточная терапия при инсульте

1.3.1. Модели ишемического инсульта на лабораторных животных

1.3.2. Механизмы действия клеток

Глава II Материалы и методы

2.1. Заявление об этике

2.2. Культуры клеток

2.2.1. Культивирование нейральных прогениторных клеток человека ^г^ОТ^

2.2.2. Культивирование Н9-NSC человека

2.2.3. Индукция нейрональной дифференцировки

2.2.4. Индукция олигодендроглиальной дифференцировки

2.3. Синтез гидрогелевых плёнок на основе сополимера хитозан^-олиго(Ъ^-лактид) и их механические свойства

2.7.5. Изготовление гидрогеля

2.3.2. Механические характеристики гидрогеля

2.3.3. Оценка контактной цитотоксичности

2.4. Синтез и исследование механических свойств SBEM

2.4.1. Биосинтез рекомбинантного спидроина

2.4.2. Подготовка анизотропных электроспиннингованных матриц

2.4.3. Атомно-силовая микроскопия

2.4.4. Сканирующая электронная микроскопия

2.4.5. Визуализация пептидных мотивов ВКМ, встроенных в структуру SBEM

2.5. Синтез и механические свойства фибринового геля

2.5.1. Приготовление геля

2.5.2. Инфракрасная спектроскопия с преобразованием Фурье и дифференциальный сканирующий калориметрический анализ

2.6. Трансплантация drNPC человека при ишемическом инсульте у крыс

2.6.1. Дизайн эксперимента

2.6.2. Моделирование экспериментального инсульта

2.6.3. Внутриартериальное введение клеток

2.6.4. Оценка терапевтической эффективности

2.6.5. Магнитно-резонансная томография и оценка объёма очага инфаркта

2.7. Другие методы исследования

2.7.1. Иммуноцитохимический анализ

2.7.2. Проточная цитометрия

2.7.3. Гистологическое исследование

2.7.4. ПЦР в режиме реального времени

2.7.5. Статистическая обработка данных

Глава III Результаты

3.1. Характеристика нейральных прогениторных клеток, полученных методом прямого репрограммирования

3.2. Механические свойства биоматериалов

3.2.1. Биомеханика гидрогелевых пленок на основе сополимера хитозан^-олиго(Ь^-лактида)

3.2.2. Морфология и биомеханика SBEM, модифицированного мотивами пептидов внеклеточного матрикса

3.2.3. Структурные особенности фибринового геля

3.3. Адгезия, пролиферация и дифференцировка drNPC на различных биоматериалах

3.3.1. Пролиферация нейральных стволовых клеток на гидрогелевых СЬС-плёнках

74

3.3.2. Адгезия и пролиферация клеток на спидроиновых плёнках

3.3.3. Дифференцировка клеток на SBEM

3.3.4. Пролиферация drNPC в фибриновом геле

3.3.5. Фенотип drNPC, инкапсулированных в фибриновый гель

3.3.6. Синтез белков ВКМ и матриксных металлопротеиназ drNPC внутри

фибринового геля

3.4. Трансплантация drNPC человека при экспериментальном ишемическом инсульте у

крыс

3.4.1. Миграция drNPC человека при инсульте

3.4.2. Терапевтическая эффективность внутриартериального введения drNPC

Глава IV Обсуждение

Заключение

Выводы

Список литературы

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

BDNF - нейтрофический фактор роста мозга

bHLH - basic helix-loop-helix - основная структура спираль-петля-спираль; базовый структурный мотив, имеющийся у многих белков, принадлежащих к суперсемейству димеризующихся факторов транскрипции

CLC - chitosan-g-oligo(L,L-lactide) copolymer - гидрогелевые пленки из сополимера хитозана и олиго ^^-лактида)

CNTF - цилиарный нейтрофический фактор роста

drNPC человека - нейральные прогениторные клетки человека, полученные методом прямого

репрограммирования из мононуклеаров костного мозга

EGF - эпидермальный фактор роста

FGF2 (bFGF) - фактор роста фибробластов

GDNF - глиальный нейтрофический фактор роста

GFAP - глиальный фибриллярный кислый белок

H9-NSC - линия нейральных стволовых клеток, полученных путем дифференцировки из

эмбриональных стволовых клеток линии Н9

IGF - инсулиноподобный фактор роста

NGN2 - нейрогенин-2

NT3 - нейтрофин-3

PCL - поликапролактон

PEG - полиэтиленгликоль

PLA - полилактид, полимолочная кислота

PPy - полипиррол

PRP - обогащенная тромбоцитами плазма

RGD - arginine-glycine-aspartic acid - аргинилглициласпарагиновая кислота SAP - self-assembling peptides -самособирающиеся пептиды

SBEM - spidroin based electrospinning mats - пленки на основе смеси рекомбинантных спидроинов, полученных методом электроспиннинга

SOX2 - транскрипционный фактор, необходимый для поддержания самообновления или плюрипотентности недифференцированных эмбриональных стволовых клеток T3 - трийодтиронин

VEGF - эндотелиальный фактор роста сосудов VWF - von Willebrand factor - Фактор фон Виллебранда ММР - матриксные металлопротеиназы

АСМ - атомно-силовая микроскопия

ВКМ - внеклеточный матрикс

ВСА - внутренняя сонная артерия

ГАМК - гамма-аминомасляная кислота

ГЭБ - гематоэнцефалический барьер

ДНК - дезоксирибонуклеиновая кислота

ДСК - дифференциальная сканирующая калориметрия

ДТА - дифференциальный термический анализ

ИПСК - индуцированные плюрипотентные стволовые клетки

ЛДГ - лактатдегидрогеназа

МРТ - магнитно-резонансная томография

МСК - мезенхимальные стволовые клетки

НСА - наружная сонная артерия

НСК - нейральные стволовые клетки

НПК - нейральные прогениторные клетки

ОСМА - окклюзия средней мозговой артерии

ОТ-ПЦР - полимеразно-цепная реакция в реальном времени с обратной транскрипцией

РНК - рибонуклеиновая кислота

СМА - средняя мозговая артерия

СЭМ — сканирующая электронная микроскопия

ЦНС - центральная нервная система

ЭСК - эмбриональные стволовые клетки

Введение

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Индуцированные нейральные прогениторные клетки: особенности дифференцировки и трехмерного культивирования»

Актуальность темы и степень ее разработанности

Восстановление повреждений центральной нервной системы (ЦНС) человека является одной из самых сложных задач современной медицины. Существующие на данный момент доклинические [1] и клинические исследования [2] по трансплантации нейральных стволовых и прогениторных клеток пациентам с патологией ЦНС показали многообещающие результаты. Трансплантация нейральных стволовых клеток оказывает нейропротекторное действие, повышает нейропластичность и способствует восстановлению утраченных функций нервной ткани [3].

Ключевой проблемой развития технологий нейрорегенерации является поиск адекватного источника нейральных стволовых клеток (НСК). Аутологичные НСК взрослого человека не способны обеспечить нейрорегенерацию, поскольку уровень нейрогенеза во взрослом состоянии у человека исчезающе мал [4-5]. Эмбриональные стволовые клетки являются аллогенными и требуют иммуносупрессии; их применение неоднозначно с этической точки зрения. Из всех существующих молекулярно-биологических технологий получения аутологичных НСК и нейральных прогениторов методы прямого репрограммирования представляются наиболее перспективными, так как требуют существенно меньше времени и затрат, чем технология индуцированных плюрипотентных стволовых клеток (ИПСК), позволяют миновать потенциально опасную стадию плюрипотентности и при этом получать на выходе мультипотентные нейральные предшественники, полностью соответствующие клеткам нативной ткани [6]. Однако особенности пролиферации и дифференцировки нейральных стволовых клеток, полученных методом прямого репрограммирования, а также их терапевтическая эффективность, мало изучены.

Активность нейральных прогениторных клеток человека может меняться в зависимости от их микроокружения [7-9]. Современные технологии позволяют создавать биоматериалы, повторяющие топографию и архитектонику нативной ткани. Применяемые биоматериалы могут быть как синтетическими, так и натуральными; поликапролактон, полилактид, полигликолевая кислота, сополимеры молочной и гликолевой кислот и полиуретан относятся к первому типу полимеров, в то время как полисахаридные биополимеры (гиалуроновая кислота, альгинат и др.) и белковые биополимеры (фибрин, коллаген, спидроин, протеины шелка и др.) относятся к натуральным. Комбинации синтетических и натуральных полимеров значительно дополняют друг друга за счет механических свойств синтетических полимеров, с одной стороны, и биоактивности и совместимости материалов натурального происхождения с другой. Посредством механотрансдукции клетки воспринимают механические стимулы, такие как

вязкость, эластичность и нанотопография, переводя их в физические и химические сигналы.

Включение в структуру биоматериала аминокислотных последовательностей белков внеклеточного матрикса (ВКМ) таких как RGD, IKVAV, GRGGL, RADA, TATVHL, VAEIDGIEL и других, или факторов роста: bFGF, EGF, BDNF, NT3, CNTF и других, запускающих определенные сигнальные каскады в НСК, может способствовать пролиферации клеток и направленной дифференцировке, необходимой для тканевой инженерии ЦНС [10]. Само по себе моделирование межклеточного матрикса путем создания пептидных комплексов, несущих уникальные сигнальные последовательности IKVAV и bFGF, обладающих супрамолекулярной подвижностью, может существенно увеличивать уровень регенерации при травме спинного мозга [11]. Таким образом, сочетание особенностей синтетических и натуральных полимеров позволяет управлять судьбой нейральных стволовых клеток. Данный принцип активно применяется как для создания моделей изучения нейрогенеза, так и для создания тканеинженерных конструкций для заместительной терапии повреждений ЦНС.

Наиболее важным с точки зрения трансляции нейрорепаративных технологий в клиническую практику остаётся доказательство безопасности трансплантации репрограммированных НСК и их эффективности для восстановления утраченных неврологических функций. Как известно, ишемический инсульт является самым распространённым неврологическим заболеванием, характеризующимся высокой инвалидизацией и невосполнимыми социально-экономическими потерями. Большинство современных методов лечения инсульта фокусируются на своевременном восстановлении кровотока и нейропротекции, которые, к сожалению, имеют ограниченное терапевтическое окно. В ряде случаев трансплантация клеточных продуктов способствует как уменьшению очага воспаления, так и улучшению общего состояния организма [12]. Вместе с тем до настоящего времени неизвестно, способны ли стволовые клетки вообще и репрограммированные НСК в частности при внутриартериальном введении проникать в паренхиму головного мозга и претерпевать нейрональную дифференцировку, или все эффекты от клеточной терапии инсульта обусловлены их секреторным действием.

Таким образом, для решения поставленных фундаментальных и прикладных задач требуется комплексный подход для детального изучения поведения нейральных прогениторных клеток, полученных методом прямого репрограммирования, в составе двумерных и трехмерных конструкций, а также при трансплантации животным с ишемическим инсультом.

Цель и задачи

Цель исследования: изучить дифференцировку нейральных прогениторных клеток, полученных методом прямого репрограммирования, на адгезивном пластике, покрытом

матригелем и в составе тканеинженерных конструкций, отличающихся по биомеханическим свойствам и белковому составу, а также возможность хоуминга и дифференцировки пряморепрограммированных клеток при их внутриартериальной трансплантации с экпериментальным полушарным ишемическим инсультом.

Задачи исследования

1. Изучить особенности дифференцировки нейральных прогениторных клеток человека, полученных путем прямого репрограммирования ^гКРС), в монослойной культуре в нейрональном, олиго- и астроглиальном направлениях.

2. Изучить особенности пролиферации и дифференцировки drNPC человека на гидрогелевых пленках из сополимера хитозана и олиголактида.

3. Исследовать особенности пролиферации и дифференцировки drNPC человека на матрицах из рекомбинантных спидроинов, полученных методом электроспиннинга (БЬЕМ).

4. Изучить влияние пептидных мотивов белков внеклеточного матрикса (RGD - мотив фибронектина; 1КУЛУ - мотив ламинина и УЛЕГООГЕЬ - мотив тенасцина-С), включенных в состав рекомбинантных спидроинов на пролиферацию и нейрональную дифференцировку drNPC человека.

5. Исследовать дифференцировку drNPC человека, инкапсулированных в фибриновый гель, ковалентно сшитый с полиэтиленгликолем, оценить выработку клетками белков внеклеточного матрикса и матриксных металлопротеиназ.

6. Изучить хоуминг drNPC человека через гематоэнцефалический барьер при интракаротидном введении, а также оценить в пилотном эксперименте безопасность и эффективность интракаротидной инфузии drNPC человека при экспериментальном ишемическом инсульте у крыс.

Научная новизна, теоретическая и практическая значимость работы

В настоящем исследовании оптимизированы протоколы дифференцировки drNPC человека в нейрональном и олигодендроглиальном направлениях, позволяющие получить максимальный выход целевых клеток.

Впервые показано, что гидрогелевые плёнки на основе сополимера хитозана и (Ь,Ь-олиголактида) совместимы с drNPC. DrNPC человека способны к спонтанной дифференцировке на поверхности хитозан-§(Ь,Ь-олиголактидных) плёнок.

Впервые получен модифицированный скаффолд на основе электроспиннингованного

рекомбинантного белка спидроина, модифицированного аминокислотными мотивами белков

внеклеточного матрикса: фибронектина - ЯОБ, ламинина - 1КУЛУ, тенасцина-С - УЛЕГООГЕЬ.

Показано, что включение пептидных мотивов белков внеклеточного матрикса RGD, IKVAV,

9

VAEIDGIEL в структуру спидроина сдвигает баланс в сторону нейроглиальной дифференцировки. Мотив RGD способствует образованию меньшего числа нейронов с более длинными нейритами, тогда как мотив IKVAV характеризуется образованием большего числа ОТ^ОО-позитивных нейронов с более короткими нейритами.

Впервые установлено, что drNPC человека, инкапсулированные в фибриновый гидрогель, способны к спонтанной дифференцировке в нейрональном и глиальном направлениях, а также к выработке белков внеклеточного матрикса, что особенно важно для ремоделирования микроокружения в поврежденной области.

Впервые в экспериментах на крысах с окклюзией средней мозговой артерии показано, что внутрикаротидное введение drNPC человека не провоцирует образование тромбов или эмболий, а также не увеличивает летальность животных, что подтверждает безопасность этого способа введения. Интракаротидная трансплантация drNPC человека не сопровождается их проникновением в паренхиму пораженного полушария, но способствует уменьшению очага инфаркта и улучшению неврологического статуса животных.

Практическая значимость

Научно-практическая значимость работы заключается в оптимизации протоколов получения зрелых нейронов и олигодендроглиальных клеток из нейральных прогениторных клеток, полученных методом прямого репрограммированния, которые могут быть в дальнейшем применены в исследованиях по тканевой инженерии нервной ткани in vitro и in vivo.

Разработанные тканеинженерные конструкты могут быть использованы в регенеративной терапии повреждений ЦНС, в особенности для замещения утраченных тканей и функций при травме головного и спинного мозга. Кроме того, такие трехмерные конструкции могут быть использованы в фундаментальных исследованиях молекулярных и клеточных механизмов взаимодействия клеток нервной ткани друг с другом и межклеточным матриксом, а также для тестирования различных лекарственных средств и терапевтических подходов in vitro. Созданные нами матрицы SBEM (spidroin based electrospinning mats) могут применяться как платформа для тестирования молекулярных механизмов влияния тех или иных пептидных мотивов на адгезию, пролиферацию и дифференцировку НСК.

В работе показано, что интракаротидное введение drNPC человека безопасно и потенциально эффективно для восстановления утраченных неврологических функций при окклюзии средней мозговой артерии у крыс. Эти сведения могут быть положены в основу дальнейших исследований по разработке нейрорегенеративных технологий терапии ишемического инсульта у человека.

Работа частично выполнена в рамках государственного задания ФМБА России (НИОКР

10

«Клеточная терапия социально значимых неврологических и системных заболеваний с аутоиммунным компонентом»), а также при поддержке гранта РНФ: 16-15-10432 «Терапия необратимых повреждений нервной ткани с помощью нейральных прогениторных клеток и биосовместимого регенеративного матрикса».

Положения, выносимые на защиту

1. Дифференцировка drNPC человека имеет свои особенности в зависимости от биомеханических свойств биоматериалов, а также состава пептидных мотивов и факторов роста. Из исследованных биоматериалов (сополимер хитозана и олиго-(Ь,Ь-лактида), SBEM и фибриновый гель со сшивками ПЭГ) лучшим с точки зрения сохранения стволовости drNPC человека в тканеинженерных конструктах является SBEM. Добавление пептидных мотивов белков внеклеточного матрикса: ЯОБ, 1КУЛУ, УЛЕГООГЕЬ к БЬЕМ стимулирует дифференцировку drNPC человека.

2. Внутриартериальная трансплантация drNPC человека через 24 часа после ишемического инсульта животным оказывает терапевтический эффект, способствует нормализации неврологического статуса и уменьшению очага воспаления, однако не влияет на выживаемость животных. Хоуминга через ГЭБ и дифференцировки клеток в нейрональном и глиальном направлениях трансплантированных drNPC человека не наблюдается.

Личный вклад автора

Автор лично осуществляла: культивирование drNPC человека на матригеле и в составе исследуемых скаффолдов, предоставленных другими научными группами, исследование биомеханических свойств биоматериалов, подбор и отработку различных протоколов дифференцировки клеток в 2Б и 3Б культурах, иммунохимическое окрашивание клеток и гистологических срезов, определение экспрессии целевых генов с помощью ПЦР в реальном времени, анализ и интерпретацию полученных данных. Автором работы также была обеспечена эффективная коммуникация с другими научными группами.

Степень достоверности и апробация результатов исследования

Работа выполнена в соответствии с международными этическими и научными нормами проведения экспериментов. Выводы и положения, выносимые на защиту, обоснованы фактическим материалом, полученным в результате проведения экспериментов, анализа и интерпретации данных.

Диссертация апробирована и рекомендована к защите на Ученом совете ФНКЦ ФМБА России. Основные положения диссертационной работы опубликованы в виде статей и тезисов, которые представлены в виде устных докладов или стендовых сообщений на российских и международных конференциях.

Публикации по теме диссертации

По материалам диссертации опубликовано 11 печатных работ (включая 4 статьи в журналах,

входящих в Q1) и 6 тезисов международных и российских конференций, в том числе в изданиях,

индексируемых Scopus, WOS или РИНЦ и рекомендованных ВАК для опубликования

материалов диссертаций на соискание ученой степени Научные статьи:

1. Revkova V.A., Sidoruk K.V., Kalsin V.A., Kovalev A.V., Bogush V.G., Baklaushev V.P. Spidroin silk fibers with bioactive motifs of extracellular proteins for neural tissue engineering. ACS Omega. 2021. V. 6. № 23. P. 15264-15273

2. Revkova V.A.., Grebenik EA., Kalsin V.A., Demina T.S., Bardakova K.N., Shavkuta B.S., Melnikov P.A., Samoilova E.M., Konoplyannikov M.A., Efremov Y.M., Zhang C., Akopova T.A., Troitsky A.V., Timashev P.S., Baklaushev V.P. Chitosan-g--oligo(L,L-lactide) Copolymer Hydrogel Potential for Neural Stem Cell Differentiation. Tissue Eng Part A. 2020 Sep;26(17-18):953-963. Doi: 10.1089/ten. TEA.2019.0265.

3. Gubskiy I.L., Namestnikova D.D., Revkova V.A., Cherkashova E.A., Sukhinich K.K., Beregov M.M., Melnikov P.A., Abakumov M.A., Chekhonin V.P., Gubsky L.V., Yarygin K.N. The impact of cerebral perfusion on mesenchymal stem cells distribution after intra-arterial transplantation a quantitative MR study. Biomedicines. 2022 Feb 1;10(2):353. Doi: 10.3390/biomedicines10020353.

4. Gubskiy I.L., Namestnikova D.D., Gubsky L.V., Chekhonin V.P., Sukhinich K.K., Revkova V.A., Melnikov P.A., Yarygin K.N MRI-based and histologically verified 3D modeling of spatial distribution of intra-arterially transplanted cells in rat brain. Bulletin of Experimental Biology and Medicine. 2021. V. 171. № 4. P. 517-522.

5. Namestnikova D.D., Gubskiy I.L., Revkova V.A., Sukhinich K.K., Melnikov P.A., Gabashvili A.N., Cherkashova E.A., Vishnevskiy D.A., Kurilo V.V., Burunova V.V. Intra-arterial stem cell transplantation in experimental stroke in rats real-time MR visualization of transplanted cells starting with their first pass through the brain with regard to the therapeutic action. Frontiers in Neuroscience 2021. V. 15. № APR. P. 641970

6. Baklaushev V.P., Durov O.V., Kalsin V.A., Gulaev E.V., Kim S.V., Gubsky I.L., Revkova V.A., Samoilova E.M., Melnikov P.A., Karal-ogly D.D., Orlov S.V., Troitsky A.V., Chekhonin V.P., Averyanov A.V., Ahlfors J.E. Disease modifying treatment of spinal cord injury with directly reprogrammed neural precursos cells in non-human primates. World Journal of Stem Cells. 2021. V. 13. № 5. P. 452-469

7. Sukhinich K.K., Namestnikova D.D., Gubskii I.L., Gabashvili A.N, Mel'nikov P.A., Vitushev E.Y., Vishnevskii D.A., Revkova V.A., Solov'eva A.A., Voitkovskaya KS, Vakhrushev IV, Burunova VV,

Berdalin AB, Aleksandrova M.A., Chekhonin V.P., Gubskii L.V., Yarygin K.N. Distribution and Migration of Human Placental Mesenchymal Stromal Cells in the Brain of Healthy Rats after Stereotaxic or Intra-Arterial Transplantation. Bull Exp Biol Med. 2020 Feb;168(4):542-551. Doi: 10.1007/s10517-020-04750-8.

8. Samoilova E.M., Revkova V.A., Brovkina O.I., Kalsin V. A., Melnikov P.A., Konoplyannikov M.A., Galimov K.R., Nikitin A.G., Troitskiy A.V., Baklaushev V.P. Chemical reprogramming of somatic cells in neural direction: myth or reality? Bulletin of Experimental Biology and Medicine. 2019. V. 167. № 4. P. 546-555

9. Baklaushev V.P., Kalsin V.A., Sovetnikov N.N., Samoilova E.M., Revkova V.A., Konoplyannikov M.A., Averyanov A.V., Troitskiy A.V., Bogush V.G., Sidoruk K.V., Timashev P.S., Kotova S.L., Yushkov K.B., Ahlfors J.E. Tissue engineered neural constructs composed of neural precursor cells, recombinant spidroin and PRP for Neural Tissue Regeneration. Scientific Reports. 2019. V. 9. № 1. P. 3161

10. Yarygin K.N., Namestnikova D.D., Gubsky I.L., Revkova V.A., Gabashvili A.N., Sukhinich K.K., Melnikov P.A., Vakhrushev I.V., Yarygina N.K. Effect of mesenchymal stromal cells and neural progenitor cells derived from them by direct reprogramming in experimental ischemic stroke. Human Gene Therapy. 2018. V. 29. № 12. P. 87

11. Shpichka A.I., Revkova V.A., Aksenova N.A., Yusubalieva G.M., Kalsin V.A., Semenova E.F., Zhang Y., Baklaushev V.P., Timashev P.S. Transparent PEG-fibrin gel as a flexible tool for encapsulation. Modern Technologies in Medicine. 2018. V. 10. № 1. P. 64-69

Работа была представлена на международных и российских конференциях:

1. Ревкова В.А., Сидорук К.В., Кальсин В.А., Мельников П.А., Коноплянников М.А., Тимашев П.С., Баклаушев В.П. Функционализированные пептидами самосборки электроспиннингованные матриксы из рекомбинантного спидроина как платформа для тканевой инженерии. Юбилейная международная научно-практическая конференция «ФГБУ ГНЦ ФМБЦ им. А.И. Бурназяна ФМБА России:75 лет на страже здоровья людей», Москва, 2021, С. 230-231

2. Ревкова В.А. 3D-конструкция на основе нейральных стволовых клеток, рекомбинантного спидроина и PRP для регенерации нервной ткани. Биотехнология: состояние и перспективы развития. Материалы международного форума, Москва, 2018. С. 198-200.

3. Ревкова В. А., Сидорук К. В.2, Богуш В. Г.2, Баклаушев В. П. модификация волокон спидроина биоактивным мотивом Е-кадгерина для инженерии нейротканей. Всероссийская научная конференция с международным участием «Регенеративная биология и медицина» Москва, 2021 С. 179-180

4. Баклаушев В.П., Дуров О.В., Кальсин В.А., Ким С.В., Ревкова В.А., Карал-Оглы Д.Д., Юсубалиева Г.М., Троицкий А.В., Ahlfors J.E. Исследование эксприментальной травмы спинного мозга у нечеловекообразных приматов - кратчайший путь трансляции регенеративных технологий. IV Международная научная конференция «Фундаментальные и прикладные аспекты медицинской приматологии». Сочи, 2021. С. 12-20.

5. Наместникова Д.Д., Губский И.Л., Ревкова В.А., Сухинич К.К., Мельников П.А., Салихова Д.И., Леонов Г.Е., Черкашова Э.А., Габашивили А.Н., Бурунова В.В., Вахрушев И.В., Бухарова Т.Б., Гольдштейн Д.В., Губский Л.В., Баклаушев В.П., Ярыгин К.Н. Терапевтическая эффективность и биораспределение мезенхимальных стромальных клеток и нейралььрных прогениторных клеток, полученных из разных источников, после внутриартериальной трансплантации крысам с моделью экспериментального инфаркта мозга. IV Национальный конгресс по регенеративной медицине. Москва, 2019. Материалы конференции опубликованы в «Гены и Клетки». 2019. Т. 14. № S. С. 161-162

6. Namestnikova D., Gubskiy I., Revkova V, Sukhinich K., Melnikov P., Cherkashova E., Gabashvili A., Vitushev E., Kalsin V., Bukharova T., Gubsky L., Chekhonin V., Golshtein D., Kisilev S., Baklaushev V., Yarygin K. A comparative study of mesenchymal stem cell, IPS-derived neural progenitor cells and directly reprogrammed neural progenitor cells in the treatment of ischemic stroke in rats // International Journal of Stroke, Montreal, Canada 2018. V. 13. №2. P. 81-82.

Структура и объем диссертации

Диссертация состоит из введения, четырех глав, заключения и списка цитируемой литературы. Объем диссертации составляет 131 страниц, включает 22 рисунка, 6 таблиц и список литературы из 284 источника

Глава I Обзор литературы

1.1. Получение нейральных прогениторных клеток методом прямого

репрограммирования

Долгое время считалось, что терминально дифференцированные клетки взрослого человека уже не могут трансдифференцироваться в другие типы клеток. Однако открытие в 2006 году «коктейля Яманаки», включающего четыре транскрипционных фактора: SOX2, Oct4, Klf4 и c-Myc, позволило изменить судьбу фибробластов и дедифференцировать их в индуцированные плюрипотентные стволовые клетки, схожие по своим свойствам с эмбриональными стволовыми клетками. Исследование Yamanaka и Takahashi [13] открыло новые возможности для регенеративной терапии, прежде всего для лечения заболеваний нервной системы, так как выделение и культивирование зрелых нейронов человека практически не представляется возможным. Тем не менее данная технология имела ряд недостатков, в частности, нестабильность генома таких клеток, потенциальная тератогенность, а также высокая стоимость производства и длительные сроки получения клеточных линий. Все эти предпосылки привели к созданию альтернативных методов получения искомых клеточных линий, минуя долгую и нестабильную стадию плюрипотентности, называемых «прямым репрограммированием». По мере развития технологии прямого репрограммирования можно выделить несколько факторов, вовлеченных в трансформацию клеток: транскрипционные факторы, малые молекулы и микро-РНК или использование системы CRISPR/Cas9для активации собственных генов клетки.

Транскрипционные факторы - белки, которые контролируют процесс синтеза мРНК и других типов РНК на матрице ДНК путём связывания со специфичными участками ДНК. Эти факторы играют основную роль в репрограммировании, так как определяют идентичность как исходного типа клеток, так и конечной клеточной линии. Первоначально в прямом репрограммировании использовались ранее открытые пронейрональные транскрипционные факторы. Например, было показано, что basic helix loop helix (bHLH) гены являются главными регуляторами в нейрогенезе при дифференцировке и созревании различных нейронов [14]. Таким образом, часто для получения тех или иных типов нейронов с помощью прямого репрограммирования часто применяют транскрипционные факторы, связанные с bHLH генами. Одним из первых протоколов получения нейральных клеток было перепрограммирование астроцитов с применением транскрипционных факторов Pax6, Mashl (или новое название Ascll) или NGN2 [15]. Однако функциональность таких нейронов была незначительной. Ascll -транскрипционный фактор, который отвечает в эмбриогенезе за дифференцировку нейробластов и активно связан с bHLH. Было показано, что сам Ascll способен репрограммировать мышиные

фибробласты в зрелые нейроны, что подтверждалось экспрессией ß-III-tubulin, NEUN и MAP2b. При этом полученные нейроны экспрессировали везикулярный глутаматергический транспортер 1, что говорит о дифференцировке клеток преимущественно в глутаматергические нейроны [16]. Тем не менее чаще используются комбинации Ascll и других факторов. Vierbuchen et al разработали удачный коктейль для репрограммирования фибробластов мыши в глутаматергических и ГАМК-ергических нейронов с помощью комбинации BAM (ASCL1, BRN2 и MYT1L). Здесь также включение одного только Ascll привело к образованию ß-III-tubulin+ клеток, а включение BRN2 и MYT1L усилило дифференцировку. Причем использование только BRN2 и MYT1L отдельно не приводило к трансформации клеток [17]. Интересно, что BAM-индуцированное репрограммирование также может быть вызвано in vivo после трансплантации фибробластов, несущих индуцируемые доксициклином конструкции, в стриатум или гиппокамп взрослых крыс, что приводит к интеграции полученных нейронов in vivo [18]. Также сочетание Ascll с Nurr1 или Isl2 приводило к образованию дофаминэргических или сенсорных нейронов [19, 20]. Все это говорит о том, что Ascl1 является одним из наиболее конститутивных транскрипционных факторов, запускающих дифференцировку в пронейрональном направлении.

Еще одним фактором, являющимся геном семейства bHLH и запускающим репрограммирование клеток в пронейрональном направлении, является нейрогенин 2 (NGN2). NGN2, как и Ascl1, активно экспрессируется в незрелых клетках нервного гребня и обеспечивает индукцию дифференцировки. Кроме того, в периферической нервной системе NGN2 направляет дифференцировку краниальных ганглиев, а в неокортексе и спинном мозге подавляет глиальную идентичность и стимулирует развитие нейронов [21-23]. При этом, как показывают исследования, Ascl1 и NGN2 обеспечивают раскручивание хроматина и доступ к нему других агентов, поэтому они нужны на начальной стадии репрограммирования для инициации дифференцировки, а уже созревание клеток происходит под действием других факторов [24-25]. Например, комбинация NGN2 и Brn3a приводила к образованию сенсорных нейронов, которые характеризовались псевдоуниполярной морфологией и избирательно реагировали на химические раздражители. Полученные таким образом сенсорные нейроны делились на три функциональных класса нейронов, экспрессирующих рецепторы фактора роста NT-3 TrkA, TrkB или TrkC [25].

Однако для получения нейральных стволовых клеток из соматических клеток, обладающих трипотентностью в дифференцировке, Ascl1 и NGN2 может быть недостаточно. В ряде исследований сообщается, что для получения таких нейральных стволовых или прогениторных клеток необходима эктопическая экспрессия SOX2 [26-33]. SOX2 является ключевым фактором транскрипции, экспрессируемым в плюрипотентных эмбриональных стволовых клетках, и широко экспрессируется в ранней нейроэктодерме и нейральных клетках-предшественниках во

время развития, а также в нейральных стволовых клетках во взрослом мозге [34]. В эмбриогенезе SOX2 инициирует нейральную индукцию и усиливает нейральную дифференцировку путем подавления ключевых регуляторов других направлений дифференцировки [35]. Двукратное увеличение экспрессии SOX2 достаточно для поддержания самообновления клеток, при этом значительное усиление или, наоборот, уменьшение экспрессии приводит к потере самообновления у клеток. SOX2 высоко экспрессируется в пролиферирующих нейральных прогениторных клетках (НПК) и подавляется при дифференцировке в постмитотические нейрональные и глиальные клетки. Эктопическая экспрессия SOX2 отдельно или в комбинации с другими нейральными транскрипционными факторами может непосредственно репрограммировать фибробласты в мультипотентные нейральные прогениторные [35-36]. Комбинация SOX2, Ascll и NGN2 способствует эффективному репрограммированию мезенхимальных стволовых клеток человека из пуповины в зрелые нейроны [37].

Помимо SOX2, одним из факторов, контролирующих самообновление стволовых и прогениторных клеток, является Musashi-1 (MSI1). Musashi-1 - РНК-связывающий белок, который способствует самообновлению клеток через аутокринный путь, контролирующий notch и wnt - сигнальные пути [38]. Было показано, что постнатально у мышей MSI1 экспрессируется в нейронах во внешнем гранулярном слое мозжечка и в переднем углу субвентрикулярной зоны боковых желудочков. Кроме того, экспрессия MSI1 наблюдается в астроцитах, которые находятся как в субвентрикулярной зоне, так и в паренхиме [39].

Таким образом, различные транскрипционные факторы или их сочетания могут использоваться для прямого репрограммирования соматических клеток в нейральные прогениторные клетки или зрелые нейроны. Tsunemoto и другие провели в крупномасштабный скрининг 598 транскрипционных факторов, из которых отобрали 78 наиболее перспективных для данной технологии [40].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Ревкова Вероника Александровна, 2022 год

Список литературы

1. Rosenzweig ES, et al. Restorative effects of human neural stem cell grafts on the primate spinal cord. Nat Med 2018; 24: 484-490 DOI: 10.1038/nm.4502

2. Curtis E, et al. A First-in-Human, Phase I Study of Neural Stem Cell Transplantation for Chronic Spinal Cord Injury. Cell Stem Cell 2018; 22: 941-950. DOI: 10.1016/j.stem.2018.05.014.

3. De Gioia R, et al. Neural Stem Cell Transplantation for Neurodegenerative Diseases. Int J Mol Sci. 2020 Apr 28;21(9):3103. doi: 10.3390/ijms21093103. PMID: 32354178; PMCID: PMC7247151.

4. Franjic D, et al. Transcriptomic taxonomy and neurogenic trajectories of adult human, macaque, and pig hippocampal and entorhinal cells. Neuron. 2022 Feb 2;110(3):452-469.e14. doi: 10.1016/j.neuron.2021.10.036. Epub 2021 Nov 18.

5. V. P. Baklausheva, et al. Resident Neural Stem Cell Niches and Regeneration: The Splendors and Miseries of Adult Neurogenesis. Russian Journal of Developmental Biology, 2022, Vol. 53, No. 3, pp. 159-179

6. Ahlfors J. E., et al. Examining the fundamental biology of a novel population of directly reprogrammed human neural precursor cells. Stem Cell Res Ther 2019; 10: 166 DOI: 10.1186/s13287-019-1255-4

7. Chen G, et al. Matrix mechanics and fluid shear stress control stem cells fate in three-dimensional microenvironment. Curr Stem Cell Res Ther. 2013 Jul;8(4):313-23. doi: 10.2174/1574888x11308040007.

8. Eroshenko N, et al. Effect of substrate stiffness on early human embryonic stem cell differentiation. J Biol Eng. 2013 Mar 21;7(1):7. doi: 10.1186/1754-1611-7-7.

9. d'Angelo M, et al. The Role of Stiffness in Cell Reprogramming: A Potential Role for Biomaterials in Inducing Tissue Regeneration. Cells. 2019 Sep 5;8(9):1036. doi: 10.3390/cells8091036.

10. Klimek K, Ginalska G. Proteins and Peptides as Important Modifiers of the Polymer Scaffolds for Tissue Engineering Applications-A Review. Polymers (Basel). 2020 Apr 6;12(4):844. doi: 10.3390/polym12040844.

11. Alvarez Z., et al. Bioactive scaffolds with enhanced supramolecular motion promote recovery from spinal cord injury. Science. 2021 Nov 12;374(6569):848-856. doi: 10.1126/science. abh3602.

12. Namestnikova D.D., et al. Intra-arterial stem cell transplantation in experimental stroke in rats real-time MR visualization of transplanted cells starting with their first pass through the brain with regard to the therapeutic action. Frontiers in Neuroscience 2021. Т. 15. № APR. С. 641970

13. Takahashi K, Yamanaka S. Induction of pluripotent stem cells from mouse embryonic and adult fibroblast cultures by defined factors. Cell. 2006 Aug 25;126(4):663-76. doi: 10.1016/j.cell.2006.07.024

14. Lee J. E. et al. Basic helix-loop-helix genes in neural development. Curr Opin Neurobiol. 1997 Feb;7(1):13-20. doi: 10.1016/s0959-4388(97)80115-8.

15. Berninger B, et al. Functional properties of neurons derived from in vitro reprogrammed postnatal astroglia. J Neurosci. 2007 Aug 8;27(32):8654-64. doi: 10.1523/JNEUR0SCI.1615-07.2007.

16. Chanda S., et al., Generation of induced neuronal cells by the single reprogramming factor ASCL1. Stem Cell Reports. 2014 Aug 12;3(2):282-96. doi: 10.1016/j.stemcr.2014.05.020.

17. Vierbuchen T., et al., Direct conversion of fibroblasts to functional neurons by defined factors. Nature. 2010 Feb 25;463(7284):1035-41. doi: 10.1038/nature08797.

18. Torper O., et al., Generation of induced neurons via direct conversion in vivo. Proc Natl Acad Sci U S A. 2013 Apr 23;110(17):7038-43. doi: 10.1073/pnas.1303829110.

19. Caiazzo M., et al., Direct generation of functional dopaminergic neurons from mouse and human fibroblasts. Nature. 2011 Jul 3;476(7359):224-7. doi: 10.1038/nature10284.

20. Wainger B.J., et al., Modeling pain in vitro using nociceptor neurons reprogrammed from fibroblasts. Nat Neurosci. 2015 Jan;18(1):17-24. doi: 10.1038/nn.3886.

21. Fode C., et al., The bHLH protein NEUROGENIN 2 is a determination factor for epibranchial placode-derived sensory neurons. Neuron. 1998 Mar;20(3):483-94. doi: 10.1016/s0896-6273(00)80989-7.

22. Fode C., et al. A role for neural determination genes in specifying the dorsoventral identity of telencephalic neurons. Genes Dev. 2000 Jan 1;14(1):67-80.

23. Nieto M., et al. Neural bHLH genes control the neuronal versus glial fate decision in cortical progenitors. Neuron. 2001 Feb;29(2):401-13. doi: 10.1016/s0896-6273(01)00214-8. PMID: 11239431.

24. Berninger B., et al. Directing neurotransmitter identity of neurones derived from expanded adult neural stem cells. Eur J Neurosci. 2007 May;25(9):2581-90. doi: 10.1111/j.1460-9568.2007

25. Blanchard J.W., et al. Selective conversion of fibroblasts into peripheral sensory neurons. Nat Neurosci. 2015 Jan;18(1):25-35. doi: 10.1038/nn.3887

26. Kim J., et al. Direct reprogramming of mouse fibroblasts to neural progenitors. Proc Nat Acad Sci USA. 2011; 108:7838-7843

27. Thier M., et al., Direct conversion of fibroblasts into stably expandable neural stem cells. Cell Stem Cell. 2012; 10:473-479.

28. Han D.W., et al. Direct reprogramming of fibroblasts into neural stem cells by defined factors. Cell Stem Cell. 2012; 10:465-472.

29. Maucksch C., et al. Non-viral generation of neural precursor-like cells from adult human fibroblasts. J Stem Cells Regen Med. 2012; 8:162-170

30. Lujan E., et al. Direct conversion of mouse fibroblasts to self-renewing, tripotent neural precursor cells. Proc Natl Acad Sci USA. 2012; 109:2527-2532.

31. Tian C., et al. Direct conversion of dermal fibroblasts into neural progenitor cells by a novel cocktail of defined factors. Curr Mol Med. 2012; 12:126-137.

32. Ring K.L., et al., Direct reprogramming of mouse and human fibroblasts into multipotent neural stem cells with a single factor. Cell Stem Cell. 2012; 11:100-109

33. Sheng C., et al. Direct reprogramming of Sertoli cells into multipotent neural stem cells by defined factors. Cell Res. 2012; 22:208-218.

34. Rizzino A. Concise Review: The Sox2-Oct4 connection: Critical players in a much larger interdependent network integrated at multiple levels. Stem Cells. 2013; 31:1033-1039

35. Maucksch, C., et al., Concise review: the involvement of SOX2 in direct reprogramming of induced neural stem/precursor cells. Stem cells translational medicine, 2(8), 579-583. doi.org/10.5966/sctm.2012-0179

36. Zhang S, Cui W. Sox2, a key factor in the regulation of pluripotency and neural differentiation. World J Stem Cells. 2014 Jul 26;6(3):305-11. doi: 10.4252/wjsc.v6.i3.305.

37. Araujo J.A.M., et al. Direct Reprogramming of Adult Human Somatic Stem Cells into Functional Neurons Using Sox2, Ascl1, and Neurog2. Front Cell Neurosci. 2018 Jun 8; 12:155. doi: 10.3389/fncel.2018.00155.

38. Sakakibara S., et al. Mouse-Musashi-1, a neural RNA-binding protein highly enriched in the mammalian CNS stem cell. Dev Biol. 1996 Jun 15;176(2):230-42. doi: 10.1006/dbio. 1996.0130.

39. Sakakibara S, et al., Expression of neural RNA-binding proteins in the postnatal CNS: implications of their roles in neuronal and glial cell development. J Neurosci. 1997 Nov 1;17(21):8300-12. doi: 10.1523/JNEUR0SCI.17-21-08300.1997.

40. Tsunemoto R, et al., Diverse reprogramming codes for neuronal identity. Nature. 2018 May;557(7705):375-380. doi: 10.1038/s41586-018-0103-5.

41. Hu W, et al., Direct Conversion of Normal and Alzheimer's Disease Human Fibroblasts into Neuronal Cells by Small Molecules. Cell Stem Cell. 2015 Aug 6;17(2):204-12. doi: 10.1016/j.stem.2015.07.006.

42. Самойлова Е.М., et al., Репрограммирование мезенхимальных стволовых клеток в нейральные с помощью малых молекул. Гены и Клетки. 2017. Т. 12. № 3. С. 215.

43. Самойлова Е.М., et al., Химическое репрограммирование соматических клеток в нейрональном направлении: миф или реальность? Клеточные технологии в биологии и медицине. 2019. № 2. С. 90-100.

44. Zheng J, et al A combination of small molecules directly reprograms mouse fibroblasts into neural stem cells. Biochem Biophys Res Commun. 2016 Jul 15;476(1):42-8. doi: 10.1016/j.bbrc.2016.05.080.

45. Church V.A., et al., Generation of Human Neurons by microRNA-Mediated Direct Conversion of Dermal Fibroblasts. Methods Mol Biol. 2021; 2239:77-100. doi: 10.1007/978-1-0716-1084-8_6.

46. Victor M.B., et al., Generation of human striatal neurons by microRNA-dependent direct conversion of fibroblasts. Neuron. 2014 Oct 22;84(2):311-23. doi: 10.1016/j.neuron.2014.10.016.

47. Ambasudhan R., et al., Direct reprogramming of adult human fibroblasts to functional neurons under defined conditions. Cell Stem Cell. 2011 Aug 5;9(2):113-8. doi: 10.1016/j.stem.2011.07.002.

48. Hersel U., et al. RGD modified polymers: biomaterials for stimulated cell adhesion and beyond. Biomaterials. 2003 Nov;24(24):4385-415, 10.1016/s0142-9612(03)00343-0

49. Matsuda A., et al., Immobilization of laminin peptide in molecularly aligned chitosan by covalent bonding., Biomaterials. 2005 May;26(15):2273-9. 10.1016/j.biomaterials.2004.07.032

50. Ji W., et al. Bioactive Nanofibers Induce Neural Transdifferentiation of Human Bone Marrow Mesenchymal Stem Cells. ACS Appl Mater Interfaces. 2018 Dec 5;10(48):41046-41055. doi:10.1021/acsami.8b13653

51. Chelyshev Yu. A., et al. Extracellular Matrix in Neural Plasticity and Regeneration Cell Mol Neurobiol .2020 Oct 31 doi: 10.1007/s10571-020-00986-0.

52. Koss K. M., et al. Neural tissue engineering: Bioresponsive nanoscaffolds using engineered self-assembling peptides Acta Biomater 2016 Oct 15;44:2-15. doi: 10.1016/j.actbio.2016.08.026.

53. Bordoni M., et al. Biomaterials in Neurodegenerative Disorders: A Promising Therapeutic Approach Int J Mol Sci 2020 May 4;21(9):3243. doi: 10.3390/ijms21093243.

54. Motamed S., et al. Migration and Differentiation of Neural Stem Cells Diverted from the Subventricular Zone by an Injectable Self-Assembling ß-Peptide Hydrogel Front Bioeng Biotechnol 2019 Nov 8;7:315. doi: 10.3389/fbioe.2019.00315.

55. Hynes R.O. Integrins: bidirectional, allosteric signaling machines. Cell. 2002 Sep 20;110(6):673-87. doi: 10.1016/s0092-8674(02)00971-6.

56. Campbell I. D., et al. Humphries MJ. Integrin structure, activation, and interactions. Cold Spring Harb Perspect Biol. 2011 Mar 1;3(3):a004994. doi: 10.1101/cshperspect.a004994.

57. Negah S. S., et al., Enhancement of Neural Stem Cell Survival, Proliferation, Migration, and Differentiation in a Novel Self-Assembly Peptide Nanofibber Scaffold Mol Neurobiol 2017 Dec;54(10):8050-8062. doi: 10.1007/s12035-016-0295-3.

58. Mauri E, et al., Evaluation of RGD functionalization in hybrid hydrogels as 3D neural stem cell culture systems. Biomater Sci. 2018 Feb 27;6(3):501-510. doi: 10.1039/c7bm01056g.

59. Willits R. K. RGD-Functionalized Nanofibers Increase Early GFAP Expression during Neural Differentiation of Mouse Embryonic Stem Cells. Biomacromolecules. 2019 Mar 11;20(3):1443-1454. doi: 10.1021/acs.biomac.9b00018

60. Philip D. L, et al., RGD-Functionalized Nanofibers Increase Early GFAP Expression during Neural Differentiation of Mouse Embryonic Stem Cells. Biomacromolecules. 2019 Mar 11;20(3):1443-1454. doi: 10.1021/acs.biomac.9b00018

61. Moore L, et al., Tethered growth factors on biocompatible scaffolds improve stemness of cultured rat and human neural stem cells and growth of oligodendrocyte progenitors. Methods. 2018 Jan 15; 133:54-64. doi: 10.1016/j.ymeth.2017.08.015.

62. Zhang L., et al., RGD-peptide conjugated inulin-ibuprofen nanoparticles for targeted delivery of Epirubicin. Colloids Surf B Biointerfaces. 2016 Aug 1;144:81-89. doi: 10.1016/j.colsurfb.2016.03.077.

63. Fan X, et al., cRGD-Conjugated Fe3O4 PDA-DOX Multifunctional Nanocomposites for MRI and Antitumor Chemo-Photothermal Therapy. Int J Nanomedicine. 2019 Dec 5;14:9631-9645. doi: 10.2147/IJN.S222797

64. Dhillon J., et al., Peptide-modified methacrylated glycol chitosan hydrogels as a cell-viability supporting pro-angiogenic cell delivery platform for human adipose-derived stem/stromal cells. J Biomed Mater Res A. 2019 Mar;107(3):571-585. doi: 10.1002/jbm.a.36573.

65. Hosseinkhani H, et al., Engineering three-dimensional collagen-IKVAV matrix to mimic neural microenvironment. ACS Chem Neurosci. 2013 Aug 21;4(8):1229-35. doi: 10.1021/cn400075h

66. Li X, et al., Short laminin peptide for improved neural stem cell growth. Stem Cells Transl Med. 2014 May;3(5):662-70. doi: 10.5966/sctm.2013-0015.

67. Farrukh A., et al., Bifunctional Hydrogels Containing the Laminin Motif IKVAV Promote Neurogenesis. Stem Cell Reports. 2017 Nov 14;9(5):1432-1440. doi: 10.1016/j.stemcr.2017.09.002

68. Perera T.H., et al., Effect of Laminin Derived Peptides IKVAV and LRE Tethered to Hyaluronic Acid on hiPSC Derived Neural Stem Cell Morphology, Attachment and Neurite Extension. J Funct Biomater. 2020 Mar 6;11(1). pii: E15. doi:10.3390/jfb11010015.

69. Wei Y.T., et al. Hyaluronic acid hydrogels with IKVAV peptides for tissue repair and axonal regeneration in an injured rat brain. Biomed Mater. 2007 Sep;2(3):S142-6. doi: 10.1088/1748-6041/2/3/S11.

70. Kubinova S, et al., SIKVAV-modified highly superporous PHEMA scaffolds with oriented pores for spinal cord injury repair. J Tissue Eng Regen Med. 2015 Nov;9(11):1298-309. doi: 10.1002/term.1694.

71. Paiva Dos Santos B., et al., Production, purification and characterization of an elastin-like polypeptide containing the Ile-Lys-Val-Ala-Val (IKVAV) peptide for tissue engineering applications. J Biotechnol. 2019 Jun 10; 298:35-44. doi: 10.1016/j.jbiotec.2019.04.010.

72. Ruan H., et al. Biofunctionalized self-assembly of peptide amphiphile induces the differentiation of bone marrow mesenchymal stem cells into neural cells. Mol Cell Biochem. 2019 Jan;450(1-2):199-207. doi: 10.1007/s11010-018-3386-9.

73. Silva G.A., et al. Selective differentiation of neural progenitor cells by high-epitope density nanofibers. Science. 2004 Feb 27;303(5662):1352-5. doi: 10.1126/science.1093783.

74. Farrukh A., et al. In Situ, Light-Guided Axon Growth on Biomaterials via Photoactivatable Laminin Peptido mimetic IK(HANBP)VAV. ACS Appl Mater Interfaces. 2018 Dec 5;10(48):41129-41137. doi: 10.1021/acsami.8b15517.

75. Sharma P., et al. An overview of latest advances in exploring bioactive peptide hydrogels for neural tissue engineering. Biomater Sci. 2021 Jun 4;9(11):3911-3938. doi: 10.1039/d0bm02049d.

76. Roll L., et al. Tenascins in CNS lesions. Semin Cell Dev Biol. 2019 May; 89: 118-124. doi: 10.1016/j.semcdb.2018.09.012.

77. Faissner A, et al. Tenascin-C in the matrisome of neural stem and progenitor cells. Mol Cell Neurosci. 2017 Jun; 81:22-31. doi: 10.1016/j.mcn.2016.11.003.

78. Staii C., et al. Distance dependence of neuronal growth on nanopatterned gold surfaces. Langmuir. 2011 Jan 4; 27(1):233-9

79. Seo J., et al. Neuronal Migration on Silicon Microcone Arrays with Different Pitches. Adv Healthc Mater. 2021 Feb;10(4): e2000583. doi: 10.1002/adhm.202000583.

80. Li G, et al. Regulating Schwann cells growth by chitosan micropatterning for peripheral nerve regeneration in vitro. Macromol Biosci. 2014 Aug;14(8):1067-75. doi: 10.1002/mabi.201400098.

81. Li N, et al. Integration of topographical and biochemical cues by axons during growth on microfabricated 3-D substrates. Exp Cell Res. 2005 Dec 10;311(2):307-16. doi: 10.1016/j.yexcr.2005.10.007.

82. Beduer A., et al. Engineering of adult human neural stem cells differentiation through surface micropatterning. Biomaterials. 2012 Jan;33(2):504-14. doi: 10.1016/j.biomaterials.2011.09.073.

83. Bento A.R., et al. Three-dimensional culture of single embryonic stem-derived neural/stem progenitor cells in fibrin hydrogels: neuronal network formation and matrix remodelling. J Tissue Eng Regen Med. 2017 Dec;11(12):3494-3507. doi: 10.1002/term.2262.

84. Mahairaki V., et al. Nanofiber matrices promote the neuronal differentiation of human embryonic stem cell-derived neural precursors in vitro. Tissue Eng Part A. 2011 Mar;17(5-6):855-63. doi: 10.1089/ten.TEA.2010.0377.

85. Li G., et al., Anisotropic ridge/groove microstructure for regulating morphology and biological function of Schwann cells. Applied materials today. 2020; Volume 18: 100468

86. McMurtrey R.J. Patterned and functionalized nanofiber scaffolds in three-dimensional hydrogel constructs enhance neurite outgrowth and directional control. J Neural Eng. 2014 Dec;11(6):066009. doi: 10.1088/1741-2560/11/6/066009.

87. Niemczyk B.; Sajkiewicz P.; Kolbuk D. Injectable hydrogels as novel materials for central nervous system regeneration. J. Neural Eng. 2018, 15 (5), 051002.10.1088/1741-2552/aacbab

88. Clarke E. C., Spinal Cord Mechanical Properties, in Studies in Mechanobiology, Tissue Engineering and Biomaterials, Vol. 3, Springer, 2011; pp 25-40

89. Seidlits S.K., et al. The effects of hyaluronic acid hydrogels with tunable mechanical properties on neural progenitor cell differentiation. Biomaterials. 2010 May;31(14):3930-40. doi: 10.1016/j.biomaterials.2010.01.125

90. Chen W.H., et al. Probing relevant molecules in modulating the neurite outgrowth of hippocampal neurons on substrates of different stiffness. PLoS One. 2013 Dec 30;8(12):e83394. doi: 10.1371/journal.pone.0083394.

91. Agrawal S. M., et al., MMPs in the central nervous system: where the good guys go bad. Semin Cell Dev Biol. 2008 Feb;19(1):42-51. doi: 10.1016/j.semcdb.2007.06.003.

92. Issa A. T., et al. Barrier, Degradation, and Cytotoxicity Studies for Chitin-Chitosan Bionanocomposites book: Chitin- and Chitosan-Based Biocomposites for Food Packaging Applications 1st Edition, 2020 CRC Press

93. Peressotti S., et al. Self-Assembling Hydrogel Structures for Neural Tissue Repair. ACS Biomater Sci Eng. 2021 Sep 13;7(9):4136-4163. doi: 10.1021/acsbiomaterials.1c00030.

94. Grossemy S., et al., Electrical stimulation of cell growth and neurogenesis using conductive and nonconductive microfibrous scaffolds, Integrative Biology, Volume 11, Issue 6, June 2019, Pages 264-279, https://doi.org/10.1093/intbio/zyz022

95. Pires F., et al. Neural stem cell differentiation by electrical stimulation using a cross-linked PEDOT substrate: Expanding the use of biocompatible conjugated conductive polymers for neural tissue engineering. Biochim Biophys Acta. 2015 Jun;1850(6):1158-68. doi: 10.1016/j.bbagen.2015.01.020

96. Qian Y, et al. Advances in electrical and magnetic stimulation on nerve regeneration. Regen Med. 2019 0ct;14(10):969-979. doi: 10.2217/rme-2018-0079.

97. Moshonkina T. R., et al. Effects of spinal cord electrical stimulation in patients with vertebrospinal pathology. Bull Exp Biol Med. 2012 May;153(1):16-20. doi: 10.1007/s10517-012-1632-9.

98. Young W. Electrical stimulation and motor recovery. Cell Transplant. 2015;24(3):429-46. doi: 10.3727/096368915X686904.

99. levins A., Therapeutic Stimulation for Restoration of Function After Spinal Cord Injury. Physiology (Bethesda). 2017 Sep;32(5):391-398. doi: 10.1152/physiol.00010.2017.

100. Siddiqui A.M., et al. Newly regenerated axons via scaffolds promote sub-lesional reorganization and motor recovery with epidural electrical stimulation. NPJ Regen Med. 2021 Oct 20;6(1):66. doi: 10.1038/s41536-021-00176-6.

101. Song S., et al. Electrical stimulation of human neural stem cells via conductive polymer nerve guides enhances peripheral nerve recovery. Biomaterials. 2021 Aug; 275:120982. doi: 10.1016/j.biomaterials.2021.120982.

102. Lou C-W, et al. Manufacturing and Properties of PLA Absorbable Surgical Suture. Textile Research Journal. 2008;78(11):958-965. doi:10.1177/0040517507087856

103. Oksiuta Z., et al. Mechanical and Thermal Properties of Polylactide (PLA) Composites Modified with Mg, Fe, and Polyethylene (PE) Additives. Polymers (Basel). 2020 Dec 9;12(12):2939. doi: 10.3390/polym12122939.

104. García-Campo M.J., et al. Manufacturing and Characterization of Toughened Poly (lactic acid) (PLA) Formulations by Ternary Blends with Biopolyesters. Polymers (Basel). 2017 Dec 21;10(1):3. doi: 10.3390/polym10010003.

105. He H., et al. The Strengthening and Toughening of Biodegradable Poly (Lactic Acid) Using the SiO2-PBA Core-Shell Nanoparticle. Materials (Basel). 2019 Aug 7;12(16):2510. doi: 10.3390/ma12162510.

106. Garcia-Campo M.J., et al. Environmentally Friendly Compatibilizers from Soybean Oil for Ternary Blends of Poly (lactic acid)-PLA, Poly(s-caprolactone)-PCL and Poly(3-hydroxybutyrate)-PHB. Materials (Basel). 2017 Nov 22;10(11):1339. doi: 10.3390/ma10111339.

107. Pestana F.M., et al. Comparison of morphological and functional outcomes of mouse sciatic nerve repair with three biodegradable polymer conduits containing poly (lactic acid). Neural Regen Res. 2018;13(10):1811-1819. doi:10.4103/1673-5374.238712

108. Almansoori A. A., et al. Tantalum - Poly (L-lactic acid) nerve conduit for peripheral nerve regeneration. Neurosci Lett. 2020 Jul 13; 731:135049. doi: 10.1016/j.neulet.2020.135049.

109. Haddad T, et al. Fabrication and surface modification of poly lactic acid (PLA) scaffolds with epidermal growth factor for neural tissue engineering. Biomatter. 2016 Jan;6(1):e1231276. doi: 10.1080/21592535.2016.1231276.

110. Cai J, Ziemba KS, Smith GM, Jin Y. Evaluation of cellular organization and axonal regeneration through linear PLA foam implants in acute and chronic spinal cord injury. J Biomed Mater Res A. 2007 Nov;83(2):512-20. doi: 10.1002/jbm.a.31296.

111. Patist CM, et al. Freeze-dried poly (D, L-lactic acid) macroporous guidance scaffolds impregnated with brain-derived neurotrophic factor in the transected adult rat thoracic spinal cord. Biomaterials. 2004 Apr;25(9):1569-82. doi: 10.1016/s0142-9612(03)00503-9.

112. Lin C, et al., Interaction of iPSC-derived neural stem cells on poly (L-lactic acid) nanofibrous scaffolds for possible use in neural tissue engineering. Int J Mol Med. 2018 Feb;41(2):697-708. doi: 10.3892/ijmm.2017.3299.

113. Zeng C.G., et al. Fabrication and evaluation of PLLA multichannel conduits with nanofibrous microstructure for the differentiation of NSCs in vitro. Tissue Eng Part A. 2014 Mar;20(5-6):1038-48. doi: 10.1089/ten.TEA.2013.0277.

114. Lou T., et al. Fabrication of nano-fibrous poly (L-lactic acid) scaffold reinforced by surface modified chitosan micro-fiber. Int J Biol Macromol. 2013 Oct; 61:353-8. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2013.07.025.

115. Stice P, et al. Thin microelectrodes reduce GFAP expression in the implant site in rodent somatosensory cortex. J Neural Eng. 2007 Jun;4(2):42-53. doi: 10.1088/1741-2560/4/2/005.

116. Tanaka H, et al. Bone marrow-derived mesenchymal stem cells transplanted into a vascularized biodegradable tube containing decellularized allogenic nerve basal laminae promoted

peripheral nerve regeneration; can it be an alternative of autologous nerve graft? PLoS One. 2021 Aug 31;16(8): e0254968. doi: 10.1371/journal.pone.0254968.

117. Paskiabi F.A., et al. Optimizing parameters on alignment of PCL/PGA nanofibrous scaffold: An artificial neural networks approach. Int J Biol Macromol. 2015 Nov; 81:1089-97. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2014.10.040.

118.Nakamura T, et al. Experimental study on the regeneration of peripheral nerve gaps through a polyglycolic acid-collagen (PGA-collagen) tube. Brain Res. 2004 Nov 19;1027(1-2):18-29. doi: 10.1016/j.brainres.2004.08.040.

119. Hegewald A. A., Biomechanical testing of a polymer-based biomaterial for the restoration of spinal stability after nucleotomy. J Orthop Surg Res. 2009 Jul 15; 4:25. doi: 10.1186/1749-799X-4-25.

120. Quigley A. F., et al. Engineering a multimodal nerve conduit for repair of injured peripheral nerve. J Neural Eng. 2013 Feb;10(1):016008. doi: 10.1088/1741-2560/10/1/016008.

121. Chang C. J., et al. The effects of low-intensity ultrasound on peripheral nerve regeneration in poly (D, L-lactic acid-co-glycolic acid) conduits seeded with Schwann cells. Ultrasound Med Biol. 2004 Aug;30(8):1079-84. doi: 10.1016/j.ultrasmedbio.2004.06.005.

122. Lancaster M. A., et al. Guided self-organization and cortical plate formation in human brain organoids. Nat Biotechnol. 2017 Jul;35(7):659-666. doi: 10.1038/nbt.3906.

123. Maksimenko O, et al. Doxorubicin-loaded PLGA nanoparticles for the chemotherapy of glioblastoma: Towards the pharmaceutical development. Int J Pharm. 2019 Dec 15;572:118733. doi: 10.1016/j.ijpharm.2019

124. Barcia E, et al. Nanotechnology-based drug delivery of ropinirole for Parkinson's disease. Drug Deliv. 2017 Nov;24(1):1112-1123. doi: 10.1080/10717544.2017.1359862.

125. Tiwari M.N., et al. Nicotine-encapsulated poly(lactic-co-glycolic) acid nanoparticles improve neuroprotective efficacy against MPTP-induced parkinsonism. Free Radic Biol Med. 2013 Dec; 65:704-718. doi: 10.1016/j.freeradbiomed.2013.07.042.

126. Boni L. T., et al. The mechanism of polyethylene glycol-induced fusion in model membranes. Cell Fusion. 1987 doi: 10.1007/978-1-4757-9598-1_14

127. Abdou S.A., et al. Chemical Agents That Can Rapidly Restore Function After Nerve Injury. J Surg Res. 2019 Jan; 233:36-40. doi: 10.1016/j.jss.2018.07.013.

128. Li H., et al. Neural stem cell encapsulation and differentiation in strain promoted crosslinked polyethylene glycol-based hydrogels. J Biomater Appl. 2018 Apr;32(9):1222-1230. doi: 10.1177/0885328218755711.

129. Mooney R., et al. Control of neural cell composition in poly (ethylene glycol) hydrogel culture with soluble factors. Tissue Eng Part A. 2011 Nov;17(21-22):2805-15. doi: 10.1089/ten.tea.2010.0654.

130.Nguyen Q. T., et al. Cartilage-like mechanical properties of poly (ethylene glycol)-diacrylate hydrogels. Biomaterials. 2012 0ct;33(28):6682-90. doi: 10.1016/j.biomaterials.2012.06.005.

131. Temenoff J. S., et al. Effect of poly (ethylene glycol) molecular weight on tensile and swelling properties of oligo (poly (ethylene glycol) fumarate) hydrogels for cartilage tissue engineering. J Biomed Mater Res. 2002 Mar 5;59(3):429-37. doi: 10.1002/jbm.1259.

132. Mosley M.C., et al. Neurite extension and neuronal differentiation of human induced pluripotent stem cell derived neural stem cells on polyethylene glycol hydrogels containing a continuous Young's Modulus gradient. J Biomed Mater Res A. 2017 Mar;105(3):824-833. doi: 10.1002/jbm.a.35955.

133. Burdick J. A., et al. Stimulation of neurite outgrowth by neurotrophins delivered from degradable hydrogels. Biomaterials. 2006 Jan;27(3):452-9. doi: 10.1016/j.biomaterials.2005.06.034.

134. Eshraghi S, et al. Mechanical and microstructural properties of polycaprolactone scaffolds with one-dimensional, two-dimensional, and three-dimensional orthogonally oriented porous architectures produced by selective laser sintering. Acta Biomater. 2010 Jul;6(7):2467-76. doi: 10.1016/j.actbio.2010.02.002.

135. Zhou X., et al., Polycaprolactone electrospun fiber scaffold loaded with iPSCs-NSCs and ASCs as a novel tissue engineering scaffold for the treatment of spinal cord injury. Int J Nanomedicine. 2018 Oct 10; 13:6265-6277. doi: 10.2147/IJN.S175914.

136. Soliman E., et al. Aligned electrospun fibers for neural patterning. Biotechnol Lett. 2018 Mar;40(3):601-607. doi: 10.1007/s10529-017-2494-z.

137. Xu Y., et al. Fabrication of Chitosan/Polypyrrole-coated poly (L-lactic acid)/Polycaprolactone aligned fibre films for enhancement of neural cell compatibility and neurite growth. Cell Prolif. 2019 May;52(3): e12588. doi: 10.1111/cpr. 12588.

138. Vijayavenkataraman S., et al. Conductive collagen/polypyrrole-b-polycaprolactone hydrogel for bioprinting of neural tissue constructs. Int J Bioprint. 2019 Jul 11;5(2.1):229. doi: 10.18063/ijb. v5i2.1.229.

139. Zamani F., et al. Fabrication of PCL nanofibrous scaffold with tuned porosity for neural cell culture. Prog Biomater. 2021 Jun;10(2):151-160. doi: 10.1007/s40204-021-00159-2.

140. Sedaghati T., et al. Investigation of Schwann cell behaviour on RGD-functionalised bioabsorbable nanocomposite for peripheral nerve regeneration. N Biotechnol. 2014 May 25;31(3):203-13. doi: 10.1016/j.nbt.2014.01.002.

141. Zhu L., et al. Noncovalent Bonding of RGD and YIGSR to an Electrospun Poly(s-Caprolactone) Conduit through Peptide Self-Assembly to Synergistically Promote Sciatic Nerve Regeneration in Rats. Adv Healthc Mater. 2017 Apr;6(8). doi: 10.1002/adhm.201600860.

142. Wang Y., et al. An injectable high-conductive bimaterial scaffold for neural stimulation. Colloids Surf B Biointerfaces. 2020 Nov; 195:111210. doi: 10.1016/j.colsurfb.2020.111210.

143. Garrudo F.F.F., et al. Electrical stimulation of neural-differentiating iPSCs on novel coaxial electroconductive nanofibers. Biomater Sci. 2021 Jul 27;9(15):5359-5382. doi: 10.1039/d1bm00503k.

144.Niwa, O., et al. T. Mechanical Properties of Flexible Polypyrrole-Based Conducting Polymer Alloy Films. Polym J 19, 1293-1301, 1987. https://doi.org/10.1295/polymj.19.1293

145. Ghasemi-Mobarakeh L., et al. Electrical stimulation of nerve cells using conductive nanofibrous scaffolds for nerve tissue engineering. Tissue Eng Part A. 2009 Nov;15(11):3605-19. doi: 10.1089/ten.TEA.2008.0689.

146. Castagnola E, et al. pHEMA Encapsulated PEDOT-PSS-CNT Microsphere Microelectrodes for Recording Single Unit Activity in the Brain. Front Neurosci. 2016 Apr 18; 10:151. doi: 10.3389/fnins.2016.00151.

147. Wilks S.J., et al. Poly(3,4-ethylenedioxythiophene) as a Micro-Neural Interface Material for Electrostimulation. Front Neuroeng. 2009 Jun 9; 2:7. doi: 10.3389/neuro.16.007.2009.

148. Shoa T., et al. Electro-stiffening in polypyrrole films: Dependence of Young's modulus on oxidation state, load and frequency, Synthetic Metals, Volume 160, Issues 11-12, 2010, Pages 1280-1286, ISSN 0379-6779, https://doi.org/10.10167j.synthmet.2010.04.001.

149. Cuenot S., et al. Elastic Modulus of Polypyrrole Nanotubes Phys. Rev. Lett. 85, 1690 -Published 21 August 2000

150. Zhou, Jun-Feng et al. Preparation of polypyrrole-embedded electrospun poly (lactic acid) nanofibrous scaffolds for nerve tissue engineering. Neural regeneration research vol. 11,10 (2016): 1644-1652. doi:10.4103/1673-5374.193245

151. Sudwilai T, Ng J.J., et al., Polypyrrole-coated electrospun poly (lactic acid) fibrous scaffold: effects of coating on electrical conductivity and neural cell growth. J Biomater Sci Polym Ed. 2014;25(12):1240-52. doi: 10.1080/09205063.2014.926578.

152. Reddy, M.S.B., et al. A Comparative Review of Natural and Synthetic Biopolymer Composite Scaffolds. Polymers 2021, 13, 1105. https://doi.org/10.3390/polym13071105

153. Riva R., et al. Chitosan and chitosan derivatives in drug delivery and tissue engineering Chitosan for Biomaterials II, 2011, Volume 244 doi: 10.1007/12_2011_137

154. Le, H.R., et al. Fabrication and mechanical properties of chitosan composite membrane containing hydroxyapatite particles. J Adv Ceram 1, 66-71 (2012). doi.org/10.1007/s40145-012-0007-z

155. Shou, Z.J., et al. Fabrication and Mechanical Properties of Chitosan-Montmorillonite Nano-Composite. KEM, 2012, Vol. 512-515, p 1746-1750 doi.org/10.4028/www.scientific.net/kem.512-515.1746

156. Oudega M, et al. Validation study of neurotrophin-3-releasing chitosan facilitation of neural tissue generation in the severely injured adult rat spinal cord. Exp Neurol. 2019 Feb; 312:5162. doi: 10.1016/j.expneurol.2018.11.003.

157. Yang Z., et al. NT3-chitosan elicits robust endogenous neurogenesis to enable functional recovery after spinal cord injury Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 112 (43) (2015), pp. 13354-13359

158. Rao J.S., et al. T3-chitosan enables de novo regeneration and functional recovery in monkeys after spinal cord injury. Proc Natl Acad Sci U S A. 2018 Jun 12;115(24): E5595-E5604. doi: 10.1073/pnas. 1804735115.

159. Kim H., et al. Chitosan implants in the rat spinal cord: biocompatibility and biodegradation. J Biomed Mater Res A. 2011 Jun 15;97(4):395-404. doi: 10.1002/jbm.a.33070.

160. Kiristi M., et al. Electrospun chitosan/PEDOT nanofibers. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 2013 0ct;33(7):3845-50. doi: 10.1016/j.msec.2013.05.018.

161. Rikhari B., et al. Electrochemical behavior of polypyrrole/chitosan composite coating on Ti metal for biomedical applications. Carbohydr Polym. 2018 Jun 1; 189:126-137. doi: 10.1016/j.carbpol.2018.01.042.

162. Manzari-Tavakoli A., et al. Fabrication of nanochitosan incorporated polypyrrole/alginate conducting scaffold for neural tissue engineering. Sci Rep. 2020 Dec 16;10(1):22012. doi: 10.1038/s41598-020-78650-2.

163. Qi Y, et al. A Review of Structure Construction of Silk Fibroin Biomaterials from Single Structures to Multi-Level Structures. Int J Mol Sci. 2017 Mar 3;18(3):237. doi: 10.3390/ijms18030237.

164. Yonesi M., et al. Silk Fibroin: An Ancient Material for Repairing the Injured Nervous System. Pharmaceutics. 2021 Mar 23;13(3):429. doi: 10.3390/pharmaceutics13030429.

165. Fregnan F., et al. Preclinical Validation of SilkBridge™ for Peripheral Nerve Regeneration. Front Bioeng Biotechnol. 2020 Aug 7; 8:835. doi: 10.3389/fbioe.2020.00835.

166. Alessandrino A, et al. SilkBridge™: a novel biomimetic and biocompatible silk-based nerve conduit. Biomater Sci. 2019 Oct 1;7(10):4112-4130. doi: 10.1039/c9bm00783k.

167. Debabov VG, Bogush VG. Recombinant Spidroins as the Basis for New Materials. ACS Biomater Sci Eng. 2020 Jul 13;6(7):3745-3761. doi: 10.1021/acsbiomaterials.0c00109.

168.Hinman MB, Jones JA, Lewis RV. Synthetic spider silk: a modular fiber. Trends Biotechnol. 2000 Sep;18(9):374-9. doi: 10.1016/s0167-7799(00)01481-5.

169. Baklaushev V.P., et al. Tissue engineered neural constructs composed of neural precursor cells, recombinant spidroin and PRP for Neural Tissue Regeneration. Scientific Reports. 2019. V. 9. № 1. P. 3161

170. Dong C., et al. Application of Collagen Scaffold in Tissue Engineering: Recent Advances and New Perspectives. Polymers (Basel). 2016 Feb 4;8(2):42. doi: 10.3390/polym8020042.

171. Shoulders M. D., et al. Collagen structure and stability. Annu Rev Biochem. 2009; 78:929-58. doi: 10.1146/annurev.biochem.77.032207.120833.

172. Wenger M. P., et al. Mechanical properties of collagen fibrils. Biophys J. 2007 Aug 15;93(4):1255-63. doi: 10.1529/biophysj.106.103192.

173. Manssor N. A., et al. Characteristics and Young's Modulus of Collagen Fibrils from Expanded Skin Using Anisotropic Controlled Rate Self-Inflating Tissue Expander. Skin Pharmacol Physiol. 2016;29(2):55-62. doi: 10.1159/000431328.

174. Tonndorf R., et al. Isotropic and Anisotropic Scaffolds for Tissue Engineering: Collagen, Conventional, and Textile Fabrication Technologies and Properties. Int J Mol Sci. 2021 Sep 3;22(17):9561. doi: 10.3390/ijms22179561.

175. Liu T., et al. Nanofibrous collagen nerve conduits for spinal cord repair. Tissue Eng Part A. 2012 May;18(9-10):1057-66. doi: 10.1089/ten.TEA.2011.0430.

176. Hara M., et al. Interaction of reactive astrocytes with type I collagen induces astrocytic scar formation through the integrin-N-cadherin pathway after spinal cord injury. Nat Med. 2017 Jul;23(7):818-828. doi: 10.1038/nm.4354.

177. Zou Y, et al. Aligned collagen scaffold combination with human spinal cord-derived neural stem cells to improve spinal cord injury repair. Biomater Sci. 2020 Sep 21;8(18):5145-5156. doi: 10.1039/d0bm00431f.

178. Xiao Z., et al. Significant Improvement of Acute Complete Spinal Cord Injury Patients Diagnosed by a Combined Criteria Implanted with NeuroRegen Scaffolds and Mesenchymal Stem Cells. Cell Transplant. 2018 Jun;27(6):907-915. doi: 10.1177/0963689718766279.

179. Lin H, et al. Novel nerve guidance material prepared from bovine aponeurosis. J Biomed Mater Res A. 2006 Dec 1;79(3):591-8. doi: 10.1002/jbm.a.30862.

180. Litvinov R. I., et al. Fibrin mechanical properties and their structural origins. Matrix Biol. 2017 Jul;60-61:110-123. doi: 10.1016/j.matbio.2016.08.003.

181. Liu W., et al. The mechanical properties of single fibrin fibers. J Thromb Haemost. 2010 May;8(5):1030-6. doi: 10.1111/j. 1538-7836.2010.03745. x.

182. Silva J., et al. Fibrin functionalization with synthetic adhesive ligands interacting with a6ß1 integrin receptor enhance neurite outgrowth of embryonic stem cell-derived neural stem/progenitors. Acta Biomater. 2017 Sep 1; 59:243-256. doi: 10.1016/j.actbio.2017.07.013.

183. Rosenzweig E.S., et al. Restorative effects of human neural stem cell grafts on the primate spinal cord. Nat Med. 2018 May;24(4):484-490. doi: 10.1038/nm.4502.

184. Sudhadevi T., et al. Optimizing fibrin hydrogel toward effective neural progenitor cell delivery in spinal cord injury. Biomed Mater. 2021 Nov 19;17(1). doi: 10.1088/1748-605X/ac3680.

185. Ruzafa N., et al. The Effect of Plasma Rich in Growth Factors on Microglial Migration, Macroglial Gliosis and Proliferation, and Neuronal Survival. Front Pharmacol. 2021 Feb 26; 12:606232. doi: 10.3389/fphar.2021.606232.

186. Takeuchi M., et al. Human platelet-rich plasma promotes axon growth in brain-spinal cord coculture. Neuroreport. 2012 Aug 22;23(12):712-6. doi: 10.1097/WNR.0b013e3283567196.

187. Chen N.F., et al. Therapeutic Effect of Platelet-Rich Plasma in Rat Spinal Cord Injuries. Front Neurosci. 2018 Apr 23; 12:252. doi: 10.3389/fnins.2018.00252.

188. Zhang S., et al. Spontaneous assembly of a self-complementary oligopeptide to form a stable macroscopic membrane. Proc Natl Acad Sci US A. 1993 Apr 15;90(8):3334-8. doi: 10.1073/pnas.90.8.3334.

189. Chen J., et al. Self-assemble peptide biomaterials and their biomedical applications. Bioact Mater. 2019 Feb 13; 4:120-131. doi: 10.1016/j.bioactmat.2019.01.002. Erratum in: Bioact Mater. 2020 Dec 04;6(6):1789-1790.

190. Qiang N., et al. Electrospun Fibers Derived from Peptide Coupled Amphiphilic Copolymers for Dorsal Root Ganglion (DRG) Outgrowth. Gels. 2021 Nov 4;7(4):196. doi: 10.3390/gels7040196.

191. Marchini A., et al. Multi-Functionalized Self-Assembling Peptides as Reproducible 3D Cell Culture Systems Enabling Differentiation and Survival of Various Human Neural Stem Cell Lines. Front Neurosci. 2020 May 5; 14:413. doi: 10.3389/fnins.2020.00413.

192. Howells D.W., et al. Different strokes for different folks: the rich diversity of animal models of focal cerebral ischemia. J Cereb Blood Flow Metab. 2010 Aug;30(8):1412-31. doi: 10.1038/jcbfm.2010.66.

193. Gubskiy IL et al. MRI Guiding of the Middle Cerebral Artery Occlusion in Rats Aimed to Improve Stroke Modeling. Transl Stroke Res. 2018 Aug;9(4):417-425. doi: 10.1007/s12975-017-0590-y.

194. Fluri F., et al. Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research. Drug Des. Devel. Ther. 2015; 9:3445-3454.

195. Sugimori H., et al. Krypton laser-induced photothrombotic distal middle cerebral artery occlusion without craniectomy in mice. Brain Res. Brain Res. Protoc. 2004; 13:189-196. doi: 10.1016/j.brainresprot.2004.06.001.

196. Tachibana M., et al. Early Reperfusion After Brain Ischemia Has Beneficial Effects Beyond Rescuing Neurons. Stroke. 2017; 48:2222-2230. doi: 10.1161/STR0KEAHA.117.016689.

197. Watson B.D., et al. Induction of reproducible brain infarction by photochemically initiated thrombosis. Ann. Neurol. 1985; 17:497-504. doi:10.1002/ana.410170513.

198. Yu C.L., et al. Whole-scale neurobehavioral assessments of photothrombotic ischemia in freely moving mice. J. Neurosci. Methods. 2015; 239:100-107. doi: 10.1016/j.jneumeth.2014.10.004.

199. Tsenov G., et al. Intrahippocampal injection of endothelin-1: A new model of ischemia-induced seizures in immature rats. Epilepsia. 2007; 48:7-13. doi:10.1111/j.1528-1167.2007.01282. x.

200. Rumajogee P., et al. Rodent Hypoxia-Ischemia Models for Cerebral Palsy Research: A Systematic Review. Front. Neurol. 2016; 7:57. doi:10.3389/fneur.2016.00057.

201. Giraud A., et al. Role of Perinatal Inflammation in Neonatal Arterial Ischemic Stroke. Front. Neurol. 2017; 8:612. doi:10.3389/fneur.2017.00612.

202. Overgaard K., et al. A rat model of reproducible cerebral infarction using thrombotic blood clot emboli. J. Cereb. Blood Flow Metab. 1992;12: 484 - 490. doi:10.1038/jcbfm.1992.66.

203. Ceci M., et al. Zebrafish as a translational regeneration model to study the activation of neural stem cells and role of their environment. Rev. Neurosci. 2018; 30:45-66. doi:10.1515/revneuro-2018-0020.

204. Chu K, et al. Human neural stem cells can migrate, differentiate, and integrate after intravenous transplantation in adult rats with transient forebrain ischemia. Neurosci Lett. 2003;343(2):129-133. doi:10.1016/S0304-3940(03)00174-5.

205. Chu K, et al. Distribution and in situ proliferation patterns of intravenously injected immortalized human neural stem-like cells in rats with focal cerebral ischemia. Neurosci Res. 2004;50(4):459-465. doi: 10.1016/j.neures.2004.08.015.

206. Song M., et al. Long-term effects of magnetically targeted ferumoxide-labeled human neural stem cells in focal cerebral ischemia. Cell Transplant. 2015;24(2):183-190. doi:10.3727/096368913X675755.

207. Tang Y., et al. Neural stem cell protects aged rat brain from ischemia-reperfusion injury through neurogenesis and angiogenesis. J Cereb Blood Flow Metab. 2014;34(7):1138-1147. doi:10.1038/jcbfm.2014.61.

208. Rosenblum S., et al. Timing of intra-arterial neural stem cell transplantation after hypoxia-ischemia influences cell engraftment, survival, and differentiation. Stroke. 2012 Jun;43(6):1624-31. doi: 10.1161/STROKEAHA.111.637884

209. Oki K., et al. Human-induced pluripotent stem cells form functional neurons and improve recovery after grafting in stroke-damaged brain. Stem Cells. 2012;30(6):1120-1133. doi:10.1002/stem.1104.

210. Chau M., et al. iPS cell transplantation increases regeneration and functional recovery after ischemic stroke in neonatal rats. Stem Cells. 2014;32(12):3075-3087. doi:10.1002/stem.1802.

211. Jin K, et al. Effect of human neural precursor cell transplantation on endogenous neurogenesis after focal cerebral ischemia in the rat. Brain Res.2011; 1374:56-62. doi: 10.1016/j.brainres.2010.12.037.

212. Hassani Z, et al. Human neural progenitor cell engraftment increases neurogenesis and microglial recruitment in the brain of rats with stroke. PLoS One. 2012;7(11): e50444. doi: 10.1371/journal.pone.0050444

213. Stroemer P., et al. The neural stem cell line CTX0E03 promotes behavioral recovery and endogenous neurogenesis after experimental stroke in a dose-dependent fashion. Neurorehabil Neural Repair. 2009;23(9):895-909. doi:10.1177/1545968309335978.

214. Kalladka D., et al. Human neural stem cells in patients with chronic ischaemic stroke (PISCES): a phase 1, first-in-man study. Lancet. 2016 Aug 20;388(10046):787-96. doi: 10.1016/S0140-6736(16)30513-X. Epub 2016 Aug 3. PMID: 27497862

215.Vonderwalde I, et al. Transplantation of Directly Reprogrammed Human Neural Precursor Cells Following Stroke Promotes Synaptogenesis and Functional Recovery. Transl Stroke Res. 2020 Feb;11(1):93-107. doi: 10.1007/s12975-019-0691-x.

216. De Feo D, et al. Neural stem cell transplantation in central nervous system disorders: from cell replacement to neuroprotection. Curr Opin Neurol. 2012;25(3):322-333. doi: 10.1097/WC0.0b013e328352ec45.

217. Horie N., et al. Transplanted stem cell-secreted vascular endothelial growth factor effects poststroke recovery, inflammation, and vascular repair. Stem Cells. 2011;29(2):274-285. doi:10.1002/stem.584.

218. Sakata H., et al. Interleukin 6-preconditioned neural stem cells reduce ischaemic injury in stroke mice. Brain. 2012; 135:3298-3310. doi:10.1093/brain/aws259.

219. Pollock K., et al. A conditionally immortal clonal stem cell line from human cortical neuroepithelium for the treatment of ischemic stroke. Exp Neurol. 2006;199(1):143-155. doi: 10.1016/j.expneurol.2005.12.011.

220. Hicks C., et al. In vivo and in vitro characterization of the angiogenic effect of CTX0E03 human neural stem cells. Cell Transplant. 2013;22(9):1541-1552. doi:10.3727/096368912X657936

221. Doeppner T.R., et al. Extracellular Vesicles Improve Post-Stroke Neuroregeneration and Prevent Postischemic Immunosuppression. Stem Cells Transl. Med. 2015; 4:1131-1143. doi: 10.5966/sctm.2015-0078.

222. Xia Y., et al. Small extracellular vesicles secreted by human iPSC-derived MSC enhance angiogenesis through inhibiting STAT3-dependent autophagy in ischemic stroke. Stem Cell Res. Ther. 2020; 11:313. doi:10.1186/s13287-020-01834-0.

223. Yan Y., et al. Efficient and rapid derivation of primitive neural stem cells and generation of brain subtype neurons from human pluripotent stem cells. Stem Cells Transl Med. 2013 Nov;2(11):862-70. doi: 10.5966/sctm.2013-0080. Epub 2013 Oct 10.

224. Nekrasov E.D., et al. Manifestation of Huntington's disease pathology in human induced pluripotent stem cell-derived neurons. Mol Neurodegener. 2016 Apr 14;11:27. doi: 10.1186/s13024-016-0092-5.

225. Tripathi, A., et al. Oligodendrocyte Intrinsic miR-27a Controls Myelination and Remyelination. Cell reports, 29(4), 904-919.e9. doi.org/10.1016/j.celrep.2019.09.020

226. Demina T.S., et al. Two-Photon-Induced Microstereolithography of Chitosan-g-Oligolactides as a Function of Their Stereochemical Composition. Polymers 2017 9(7) 302; doi:10.3390/polym9070302

227. Sidoruk, K. V., et al. Fermentation optimization of a Saccharomyces cerevisiae strain producing 1F9 recombinant spidroin. Appl. Biochem. and Microbiol. 2015, 51, 766-773.

228. Shpichka AI, et al. Evaluation of vasculogenic potential of modified fibrin hydrogel Tsitologiia. 2016;58(10):785-91. English, Russian. PMID: 30198704.

229. Koizumi J. Experimental studies of ischemic brain edema. 1. A new experimental model of cerebral embolism in rats in which recirculation can be introduced in the ischemic area //Jpn J stroke. - 1986. - V. 8. - P. 1-8.

230. Longa E. Z. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats //Stroke. - 1989. - V. 20. - №. 1. - CP84-91.

231. Namestnikova D, et al. Methodological aspects of MRI of transplanted superparamagnetic iron oxide-labeled mesenchymal stem cells in live rat brain. PLoS One. 2017 Oct 19;12(10):e0186717. doi: 10.1371/journal.pone.0186717.

232. Si D. Progesterone protects blood-brain barrier function and improves neurological outcome following traumatic brain injury in rats //Experimental and therapeutic medicine. - 2014. - V. 8. - № 3. - P. 1010-1014.

233. Дайнеко А.С., et al. Методы оценки неврологического дефицита у крыс после 30-минутной фокальной ишемии мозга на ранних и поздних сроках постишемического периода Регионарное кровообращение и микроциркуляция. 2014. Т. 13. № 1 (49). С. 68-78.

234. Ivanov, A.V., et al. HCV core protein uses multiple mechanisms to induce oxidative stress in human hepatoma Huh7 cells. Viruses 2015, 7, 2745-2770

235. Kukhanova, M.K., et al. Hepatitis c virus rna-dependent rna polymerase is regulated by cysteine s-glutathionylation. Oxidative Med. Cell. Longev. 2019, 3196140

236. Solozobova V, et al. Lessons from the embryonic neural stem cell niche for neural lineage differentiation of pluripotent stem cells. Stem Cell Rev Rep. 2012 Sep;8(3):813-29. doi: 10.1007/s12015-012-9381-8.

237. Tan B, et al. The Olig family affects central nervous system development and disease. Neural Regen Res. 2014 Feb 1;9(3):329-36. doi: 10.4103/1673-5374.128232.

238. Liu Z, et al. Induction of oligodendrocyte differentiation by Olig2 and Sox10: evidence for reciprocal interactions and dosage-dependent mechanisms. Dev Biol. 2007 Feb 15;302(2):683-93. doi: 10.1016/j.ydbio.2006.10.007.

239. Finnigan, W., et al. The effect of terminal globular domains on the response of recombinant mini-spidroins to fiber spinning triggers. Sci. Rep. 2020, 10, 10671.

240. Pereira, M., et al. Direct reprogramming into interneurons: potential for brain repair. Cell. Mol. Life Sci. 2019, 76, 3953-3967.

241. Ramo, N. L.; et al. Viscoelasticity of spinal cord and meningeal tissues. Acta Biomater. 2018, 75, 253-262.

242. Shpichka AI, et al. Digging deeper: structural background of PEGylated fibrin gels in cell migration and lumenogenesis. RSC Adv. 2020 Jan 24;10(8):4190-4200. doi: 10.1039/c9ra08169k

243. Touahir L., et al. Kinetics of activation of carboxyls to succinimidyl ester groups in monolayers grafted on silicon: an in situ real-time infrared spectroscopy study. J Phys Chem C 2011; 115(14): 6782-6787, doi.org/10.1021/jp200150m.

244. Frey B.L., et al. Covalent attachment and derivatization of poly(l-lysine) monolayers on gold surfaces as characterized by polarization-modulation FT-IR spectroscopy. Anal Chem 1996; 68(18): 3187-3193, doi.org/10.1021/ac9605861.

245. Hu X., Kaplan D., Cebe P. Determining beta-sheet crystallinity in fibrous proteins by thermal analysis and infrared spectroscopy. Macromolecules 2006; 39(18): 6161-6170, doi.org/10.1021/ma0610109.

246. Liu C, et al. Neural differentiation of human embryonic stem cells as an in vitro tool for the study of the expression patterns of the neuronal cytoskeleton during neurogenesis. Biochem Biophys Res Commun. 2013 Sep 13;439(1):154-9. doi: 10.1016/j.bbrc.2013.07.130.

247. Yuan S.H., et al. Cell-surface marker signatures for the isolation of neural stem cells, glia and neurons derived from human pluripotent stem cells. PLoS One. 2011 Mar 2;6(3):e17540. doi: 10.1371/journal.pone.0017540.

248.Muzzio, N.; et al Multifunctional Scaffolds and Synergistic Strategies in Tissue Engineering and Regenerative Medicine. Pharmaceutics 2021, 13, 792. https://doi. org/10.3390/pharmaceutics 13060792

249. Moisenovich M.M., et al. Tissue regeneration in vivo within recombinant spidroin 1 scaffold. Biomaterials. 2012 May;33(15):3887-98. doi: 10.1016/j.biomaterials.2012.02.013.

250. Zhao, J., et al. Integrin-Targeting Peptides for the Design of Functional Cell-Responsive Biomaterials. Biomedicines. 2020, 8, 307.

251. Hosoyama, K., et al. Peptide-Based Functional Biomaterials for Soft-Tissue Repair. Front Bioeng Biotechnol. 2019, 7, 205.

252. Ström J.O., et al. Method parameters' impact on mortality and variability in rat stroke experiments: a meta-analysis. BMC Neurosci. 2013 Apr 1;14:41. doi: 10.1186/1471-2202-14-41

253. Shpichka A.I., et al. Transparent PEG-fibrin gel as a flexible tool for cell encapsulation. Modern Technologies in Medicine. 2018. T. 10. № 1. C. 64-69

254. Baklaushev V.P., et al. Disease modifying treatment of spinal cord injury with directly reprogrammed neural precursor cells in non-human primates. World J Stem Cells. 2021 May 26;13(5):452-469. doi: 10.4252/wjsc. v13.i5.452.

255. Baklaushev V.P., et al. Development of a motor and somatosensory evoked potentials-guided spinal cord Injury model in non-human primates. J Neurosci Methods. 2019 Jan 1; 311:200214. doi: 10.1016/j.jneumeth.2018.10.030.

256.Nori S., et al. Human Oligodendrogenic Neural Progenitor Cells Delivered with Chondroitinase ABC Facilitate Functional Repair of Chronic Spinal Cord Injury. Stem Cell Reports. 2018 Dec 11;11(6):1433-1448. doi: 10.1016/j.stemcr.2018.10.017.

257.Nagoshi N., et al. Human Spinal Oligodendrogenic Neural Progenitor Cells Promote Functional Recovery After Spinal Cord Injury by Axonal Remyelination and Tissue Sparing. Stem Cells Transl Med. 2018 Nov;7(11):806-818. doi: 10.1002/sctm.17-0269.

258. Kornev, V.A., et al. Hydrogel-assisted neuroregeneration approaches towards brain injury therapy: A state-of-the-art review. Computational and Structural Biotechnology Journal Volume 16, 2018, Pages 488-502

259. Leipzig N. D., et al. Differentiation of neural stem cells in three-dimensional growth factor-immobilized chitosan hydrogel scaffolds. Biomaterials, vol. 32, no. 1, pp. 57-64, 2011.

260. Timashev P.S., et al Compatibility of cells of the nervous system with structured biodegradable chitosan-based hydrogel matrices. Prikl Biokhim Mikrobiol. 2016 Sep-Oct;52(5):495-503.

261. Koffler J., et al. Biomimetic 3D-printed scaffolds for spinal cord injury repair. // Nat Med. 2019 Feb;25(2):263-269. doi: 10.1038/s41591-018-0296-z.

262. Zhou Y., et al. A study on the hemocompatibility of dendronized chitosan derivatives in red blood cells. Drug Des Devel Ther. 2015 May 14;9:2635-45.

263. May M., et al. A. Cell tracking in vitro reveals that the extracellular matrix glycoprotein Tenascin-C modulates cell cycle length and differentiation in neural stem/progenitor cells of the developing mouse spinal cord. Biol Open. 2018, 7, bio027730.

264. Katsamakas, S., et al. RGD-mediated delivery of small-molecule drugs. Future Med. Chem. 2017, 9, 579-604

265. Ucuzian A.A., et al. Characterization of the chemotactic and mitogenic response of SMCs to PDGF-BB and FGF-2 in fibrin hydrogels. J Biomed Mater Res A. 2010 Sep 1;94(3):988-96. doi: 10.1002/jbm.a.32786.

266. Lee Y.B., et al. Bio-printing of collagen and VEGF-releasing fibrin gel scaffolds for neural stem cell culture. Exp Neurol. 2010 Jun;223(2):645-52. doi: 10.1016/j.expneurol.2010.02.014.

267. Campos L. S. Neurospheres: insights into neural stem cell biology. J Neurosci Res. 2004 Dec 15;78(6):761-9. doi: 10.1002/jnr.20333.

268. Sart S, Ma T, Li Y. Extracellular matrices decellularized from embryonic stem cells maintained their structure and signaling specificity. Tissue Eng Part A. 2014 Jan;20(1-2):54-66. doi: 10.1089/ten.TEA.2012.0690.

269. Ahmed T.A., Griffith M., Hincke M. Characterization and inhibition of fibrin hydrogel-degrading enzymes during development of tissue engineering scaffolds. Tissue Eng. 2007 Jul;13(7):1469-77. doi: 10.1089/ten.2006.0354.

270. Agrawal S. M., et al. MMPs in the central nervous system: where the good guys go bad. Semin Cell Dev Biol. 2008 Feb;19(1):42-51. doi: 10.1016/j.semcdb.2007.06.003.

271. Oh S. H., et al. Early neuroprotective effect with lack of long-term cell replacement effect on experimental stroke after intra-arterial transplantation of adipose-derived mesenchymal stromal cells. Cytotherapy 17 1090-1103. 10.1016/jjcyt.2015.04.007

272. Rosenblum S, et al. BDNF Pretreatment of Human Embryonic-Derived Neural Stem Cells Improves Cell Survival and Functional Recovery After Transplantation in Hypoxic-Ischemic Stroke. Cell Transplant. 2015;24(12):2449-61. doi: 10.3727/096368914X679354.

273. Paxinos G. The rat nervous system 4th edition, Elsevier, 2014

274.Ullah M., et al. Mesenchymal stromal cell homing: mechanisms and strategies for improvement. iScience 15 421-438. 10.1016/j.isci.2019.05.004

275. Justicia C, et al. Anti-VCAM-1 antibodies did not protect against ischemic damage either in rats or in mice. J Cereb Blood Flow Metab. 2006 Mar;26(3):421-32. doi: 10.1038/sj.jcbfm.9600198. PMID: 16079786.

276. Lundberg J, et al. Targeted intra-arterial transplantation of stem cells to the injured CNS is more effective than intravenous administration: engraftment is dependent on cell type and adhesion molecule expression. Cell Transplant. 2012;21(1):333-43. doi: 10.3727/096368911X576036.

277. Pendharkar A.V., et al. Biodistribution of neural stem cells after intravascular therapy for hypoxic-ischemia. Stroke. 2010 Sep;41(9):2064-70. doi: 10.1161/STR0KEAHA.109.575993.

278. Doeppner T. R., et al. Post-stroke transplantation of adult subventricular zone derived neural progenitor cells - a comprehensive analysis of cell delivery routes and their underlying mechanisms. Exp. Neurol. 273 45-56. 10.1016/j.expneurol.2015.07.023

279. Kokaia Z, Darsalia V. Human Neural Stem Cells for Ischemic Stroke Treatment. Results Probl Cell Differ. 2018; 66:249-263. doi: 10.1007/978-3-319-93485-3_11.

280. Baker E. W., Kinder H. A., West F. D. Neural stem cell therapy for stroke: A multimechanistic approach to restoring neurological function. Brain Behav. 2019 Mar;9(3):e01214. doi: 10.1002/brb3.1214.

281. Qiao L.Y., et al. A two-year follow-up study of cotransplantation with neural stem/progenitor cells and mesenchymal stromal cells in ischemic stroke patients. Cell Transplant. 2014;23 Suppl 1:S65-72. doi: 10.3727/096368914X684961.

282. Steinberg G. K., et al. Clinical Outcomes of Transplanted Modified Bone Marrow-Derived Mesenchymal Stem Cells in Stroke: A Phase 1/2a Study. Stroke. 2016 Jul;47(7):1817-24. doi: 10.1161/STR0KEAHA.116.012995.

283. Guzman R, Janowski M, Walczak P. Intra-Arterial Delivery of Cell Therapies for Stroke. Stroke. 2018 May;49(5):1075-1082. doi: 10.1161/STR0KEAHA.117.018288.

284. Boltze J, Jolkkonen J. Safety evaluation of intra-arterial cell delivery in stroke patients-a framework for future trials. Ann Transl Med. 2019 Dec;7(Suppl 8):S271. doi: 10.21037/atm.2019.12.07.