Ювенильный гормон и биогенные амины в регуляции размножения и развития стресс-реакции Drosophila melanogaster: Генетико-физиологические аспекты тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.15, кандидат биологических наук Ченцова, Надежда Алексеевна

• Ченцова, Надежда Алексеевна
• кандидат биологических наук
• 2004

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Ченцова, Надежда Алексеевна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. ювенильный гормон.

1.1.1. Структура, источники и функции ювенилъного гормона.

1.1.2. Механизмы действия ювенилъного гормона.

1.1.3. Регуляция титра ювенилъного гормона.

1.1.4. Роль ювеншъного гормона в вителлогенезе и размножении.

1.2. Биогенные амины насекомых.

1.2.1. Функции биогенных аминов у насекомых.

1.2.2. Метаболизм дофамина и октопаминау D. melanogaster.

1.3. Нейроэндокринная стресс-реакция.

1.4. Модели, использованные в работе.

Глава 2. Материалы и методы.

2.1. Материалы.

2.1.1. Экспериментальные насекомые.

2.1.2. Реактивы.

2.2. Условия стрессирования.

2.3. Методы.

2.3.1. Выделение суммарной РНК.

2.3.2. Электрофорез РНК в агарозном геле.

2.3.3. Вакуумный перенос РНК.

2.3.4. Получение зонда для гибридизации мРНКгена hsp70.

2.3.5. Нозерн-блот анализ.

2.3.6. Измерение уровня содержания дофамина.

2.3.7. Измерение активности тирозиндекарбоксилазы.

2.3.8. Измерение гидролиза ювенилъного гормона.

2.3.9. Измерение активности ЮГ-эстеразы и ЮГ-эпоксидгидролазы.

2.3.10. Анализ плодовитости.

2.3.11. Анализ жизнеспособности при тепловом стрессе.

2.3.12. Аппликация ювенилъного гормона.

2.3.13. Статистическая обработка результатов.

Глава 3. Результаты.

3.1. Исследование в нормальных условиях и при стрессе метаболизма ювенилъного гормона и плодовитости у линий D. melanogaster, несущих мутации, изменяющие уровни содержания биогенных аминов

3.1.1. Гидролиз ювенилъного гормона у самок мутантной линии T/3hnM18, лишенной октопамина, и ее линии-предшественника, р845.

3.1.2. Гидролиз ювенилъного гормона у самок мутантных линий scarlet ebony и ebony с увеличенным содержанием дофамина.

3.1.3. Гидролиз ювенилъного гормона у самок линии inactive с мутацией, приводящей к резкому снижению уровня тирамина.

3.1.4. Стресс-реактивность системы деградации ювенилъного гормона у самок линий TphnM18, ebony, scarlet ebony и inactive.

3.1.5. Плодовитость самок линий ebony и scarlet ebony в норме и в условиях теплового стресса.

3.1.6. Плодовитость самок линии inactive.

3.2. Изучение влияния мутации apterous (линия ap56fd. melanogaster) и экспериментального повышения титра ювенилъного гормона на уровень дофамина.

3.2.1. Содержание дофамина у имаго линий Canton S и ар5® D. melanogaster в нормальных условиях.

3.2.2. Влияние экспериментального повышения титра ювенилъного гормона на уровень дофамина.

3.3. Исследование ответа на стресс у линии ap56f D. melanogaster с резко сниженным титром ювенильного гормона.

3.3.1. Экспрессия гена hsp70y особей линий Canton S и ар5® в нормальных условиях и при тепловом стрессе.

3.3.2. Влияние теплового стресса на содержание дофамина у мух линий дикого типа (Canton S, Oregon R) и ЮГ-дефицитной линии ар5®.

3.3.3. Активность тирозиндекарбоксшазы у 1- и 6-суточных особей линий Canton S и ар5® в нормальных условиях и при тепловом стрессе.

3.3.4. Деградация ювенильного гормона у 1- и 6-суточных особей линий Canton S и ар56* в нормальных условиях и при тепловом стрессе.

3.3.5. Стресс-реактивность систем метаболизма ювенильного гормона, дофамина и октопаминау 1-суточных особей линий Canton S и ар5®.

3.3.6. Плодовитость самок линий Canton S и ар5® в нормальных условиях и после теплового стресса (38°С, 2 ч).

3.4. Исследование жизнеспособности особей линий Canton S и ap56f при тепловом стрессе.

4. Глава 4. Обсуждение.

4.1. Роль биогенных аминов в регуляции метаболизма ювенильного гормона и репродуктивной функции D. melanogaster.

4.2. Обратная связь в регуляции метаболизма ювенильного гормона биогенными аминами.

4.3. Роль ювенильного гормона в развитии ответа на стресс- и адаптации!), melanogaster.

Выводы.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Ювенильный гормон и биогенные амины в регуляции размножения и развития стресс-реакции Drosophila melanogaster: Генетико-физиологические аспекты»

Введение в проблему

Проблема стресса является одной из важнейших в современной биологии. Показано, что у насекомых в ответ на действие стрессирующих факторов возникает неспецифическая адаптивная нейроэндокринная реакция, аналогичная стрессу млекопитающих (обзоры: Раушенбах, 1990, 1997; Rauschenbach, 1991; Jancovic-Hladni, 1991; Chernysh, 1991; Cymborowski, 1991). Ряд гормонов, задействованных в развитии стресс-реакции, также контролирует репродуктивную функцию (обз.: Грунтенко, Раушенбах, 1998). Изучение закономерностей взаимодействия этих гормонов (и его генетической компоненты) в контроле репродуктивной функции насекомых в стрессирующих условиях актуально, поскольку (1) ответ репродуктивной системы насекомых и млекопитающих имеет общие черты, одной из которых является остановка воспроизводительной функции самок в условиях сильного стресса (Bazhan et ah, 1996; Rauschenbach et ah, 1996) и (2) знание нейроэндокринного механизма, приводящего к остановке размножения насекомых, позволит создать новые виды инсектицидов, безопасных для млекопитающих.

Известно, что ювенильный гормон (ЮГ) играет чрезвычайно важную роль в развитии, размножении и других жизненно важных функциях насекомых. Совместно с 20-гидроксиэкдизоном (20Э) он контролирует переход от одной онтогенетической стадии к другой: при высоком титре ЮГ происходит личиночно-личиночная линька, при снижении титра ЮГ и резком повышении содержания 20Э наступает метаморфоз, а в отсутствие ЮГ осуществляется линька в имаго (обзоры: Zdarek, 1985; Riddiford, 1994; Lafont, 2000). У взрослых насекомых ЮГ, совместно с 20Э, регулирует репродуктивное созревание, инициируя сразу после вылета синтез желточных белков и поддерживая его на необходимом уровне после оплодотворения, способствуя поглощению желточных белков ооцитами, детерминируя половое поведение, синтез феромонов и гистолиз личиночного жирового тела (обзоры: Коерре et al, 1985; Bownes, 1986, 1989; Spradling, 1993; Wyatt, Davey, 1996). Кроме того, было показано, что ЮГ принимает участие в регуляции других жизненно важных функций, участвуя в контроле диапаузы (Delinger, Tanaka, 1989), фазового полиморфизма (обз.: Wyatt, Davey, 1996) и кастовой детерминации у социальных насекомых (Rachinsky, Hartfelder 1990).

Известно также, что ЮГ является одним из важных звеньев в стресс-реакции насекомых - неспецифическом, нейроэндокринном ответе организма на неблагоприятные факторы среды (обзоры: Раушенбах, 1990, 1997; Rauschenbach, 1991; Jancovic-Hladni, 1991; Cymborowski, 1991).

В лаборатории генетики стресса Института цитологии и генетики СО РАН многие годы проводятся исследования, направленные на изучение физиологических механизмов и генетического контроля нейроэндокринной стресс-реакции у Drosophila. Было показано, что компонентами стресс-реакции у личинок и взрослых особей обоих полов являются биогенные амины - дофамин (ДА) и октопамин (OA), ферменты их синтеза — тирозингидроксилаза (ТГ) и тирозиндекарбоксилаза (ТДК) и экдистероиды, а также ЮГ у личинок обоих полов и взрослых самок (Rauschenbach et al, 1993, 1995а, b, 1996; Sukhanova et al, 1997; Gruntenko et al, 1999, 2000a; Раушенбах и др., 2000; Hirashima et al., 2000a,b; Gruntenko et al., 2003).

У дрозофилы (D. virilis и D. melanogaster) тепловой стресс (38°C) приводит к резкому повышению уровней содержания ДА и OA, которое сопровождается сначала значительным снижением, а затем повышением активности первых ферментов их синтеза, ТГ и ТДК (Rauschenbach et al., 1993, 1995b; Hirashima et al., 2000b; Sukhanova et al., 1997; Gruntenko et al., 1999, 2000a). У самок система метаболизма ЮГ реагирует на стресс снижением деградации ЮГ и повышением, по-видимому, синтеза гормона

Rauschenbach et al, 1995a, 1996; Раушенбах и др., 2002). Система экдистероидов отвечает на стресс повышением содержания 20Э (Раушенбах и др., 2000; Hirashima et al, 2000а; Gruntenko et al., 2003). Следствием изменений в системах метаболизма ЮГ и 20Э являются деградация ранних вителлогенических ооцитов, замедление вителлогенеза, накопление зрелых ооцитов, прекращение откладки яиц и снижение плодовитости, которое продолжается в течение нескольких дней после возвращения мух в нормальные условия (Rauschenbach et al., 1996, Грунтенко и др., 2003; Gruntenko et al., 2003).

В исследованиях, проведенных на различных видах насекомых, было обнаружено, что экзогенные OA и ДА влияют на синтез ЮГ, его выделение из corpora allata и деградацию гормона (Lafon-Cazal, Baehr, 1988; Thompson et al., 1990; Pastor et al, 1991; Kaatz et al., 1994; Rachinsky, 1994; Woodring, Hoffmann, 1994; Granger et al, 1996; Hirashima et al, 1999a).

Однако оставалось неясным, какой характер носит регуляция уровня ЮГ биогенными аминами, и является ли она генетически детерминированной. Исследование линии D. melanogaster с мутацией Methoprene-tolerant27 {Met27), резко снижающей рецепцию ЮГ (Wilson, Ashok, 1998), показало, что ее особи имеют нарушения в развитии стресс-реакции в системах метаболизма ЮГ и ДА (Gruntenko et al., 2000), что позволило предположить как наличие генетически детерминированной взаимосвязи этих компонентов стресс-реакции, так и важную роль ЮГ в ее развитии.

Проверке этого предположения и посвящена данная работа.

Цель и задачи исследования:

Целью работы является выяснение вопроса, существует ли взаимодействие между системами метаболизма ЮГ и биогенных аминов в регуляции размножения и развития стресс-реакции Drosophila и какова его генетическая компонента.

В связи с этим мы поставили перед собой следующие задачи:

1. Исследовать влияние мутаций, резко изменяющих уровень биогенных аминов, на метаболизм ЮГ и размножение D. melanogaster, для чего изучить в нормальных и стрессирующих условиях метаболизм ЮГ и плодовитость: а) особей двух линий независимого происхождения с мутацией локуса ebony, контролирующего активность /?-аланилдофаминсинтетазы, приводящей к удвоению уровня дофамина, scarlet ebony (ste) и ebony (е); б) особей линии iav с мутацией гена inactive, регулирующего активность тирозиндекарбоксилазы, приводящей к резкому снижению уровня тирамина; в) особей линии TfihnM18, несущей нуль-мутацию гена тирамин-Р-гидроксилазы (фермента синтеза OA), приводящую к полному отсутствию OA.

2. Выяснить, существует ли обратная связь в регуляции метаболизма ЮГ биогенными аминами. Для этого: а) изучить влияние на уровень дофамина мутации apterous (линия ар56^ D. melanogaster), приводящей к к резкому падению синтеза ЮГ; б) исследовать влияние экспериментального повышения титра ЮГ на уровень дофамина у D. melanogaster.

3. Исследовать роль ЮГ в развитии ответа на стрессирующие воздействия и адаптации D. melanogaster. Для этого планируется: а) изучить стресс-ответ у линии ap56f, используя в качестве его индикаторов реакцию теплового шока (экспрессию гена hsp70) и нейроэндокринную стресс-реакцию (изменения в системах метаболизма ДА, OA и ЮГ); б) исследовать уровни плодовитости и выживаемости особей этой линии в нормальных условиях и при тепловом стрессе.

Научная новизна и практическая ценность:

Впервые продемонстрировано существование онтогенетической регуляции метаболизма ЮГ дофамином у самок дрозофилы: мутация, удваивающая уровень ДА, снижает деградацию ЮГ у молодых самок и повышает у половозрелых. Впервые показано, что OA также регулирует метаболизм ЮГ у самок дрозофилы - мутация, лишающая их OA, повышает деградацию ЮГ у молодых и зрелых особей. Поскольку онтогенетическая регуляция титра ЮГ принципиальна для нормального протекания оогенеза, сделано заключение, что у дрозофилы ДА играет более значимую, чем OA, роль в регуляции репродуктивной функции.

Впервые установлено наличие обратной связи в регуляции метаболизма ЮГ биогенными аминами у самок дрозофилы: мутация, приводящая к дефициту ЮГ, повышает уровень ДА у самок, но не изменяет его у самцов; экспериментальное повышение титра ЮГ у мутантных самок снижает у них содержание ДА.

Впервые показано, что дефицит ЮГ не препятствует инициации стресс-реакции (в качестве индикаторов реакции использованы экспрессия гена теплового шока hsp70 и ответ систем метаболизма OA, ДА и ЮГ) у дрозофилы, не влияет на ее развитие у самцов, однако изменяет ее развитие у самок: стресс-реактивность систем метаболизма OA, ДА и ЮГ у мутантных самок резко снижена.

Впервые показано, что ЮГ играет важнейшую роль в контроле приспособленности (плодовитости и выживаемости в неблагоприятных условиях) самок дрозофилы, но не имеет существенного значения для самцов.

Практическая значимость работы заключается в том, что ее результаты дают представление о структуре нейроэндокринного механизма, приводящего к снижению приспособляемости насекомых, что позволяет создавать новые виды инсектицидов, безопасных для млекопитающих.

Вклад автора

Основная часть экспериментов проведена автором самостоятельно. Автор выражает искреннюю признательность сотрудникам лаборатории генетики стресса к.б.н. Н.В. Адоньевой, апплицировавшей мухам ЮГ, Е.В. Богомоловой, участвовавшей в проведении экспериментов по оценке плодовитости. Автор выражает благодарность к.б.н. А.В.Катохину и С.Е.Титову за неоценимую помощь в выполнении молекулярной части работы. Автор бесконечно признателен профессору И.К. Захарову, доктору М.Монастириоти, профессору Дж. Хиршу и доктору Д.Сегалу за предоставление линий D. melanogaster, без которых данная работа была бы невозможна. Особую благодарность автор выражает своему руководителю — к.б.н. Н.Е. Грунтенко и заведующей лабораторией д.б.н. И.Ю. Раушенбах.

Публикации

По теме диссертации опубликовано 13 работ.

Структура и объем работы

Заключение диссертации по теме «Генетика», Ченцова, Надежда Алексеевна

выводы

1. Изучена деградация ювенильного гормона у самок линий D. melanogaster, scarlet ebony и ebony, несущих в различном генетическом окружении мутацию ebony, приводящую к удвоению уровня дофамина. Впервые продемонстрировано существование онтогенетической регуляции метаболизма ювенильного гормона дофамином у самок дрозофилы: деградация гормона снижена, по сравнению с диким типом, у молодых самок с повышенным уровнем дофамина и повышена - у половозрелых. Установлено, что мутация ebony также приводит к задержке начала откладки яиц и вдвое снижает плодовитость, что свидетельствует о роли дофамина в регуляции репродуктивной функции.

2. Исследован метаболизм ювенильного гормона у самок линии TfihnM18 D. melanogaster, полностью лишенных октопамина в результате нуль-мутации гена тирамин-Р-гидроксилазы, и ее линии-предшественницы, р845. Впервые обнаружено, что отсутствие октопамина приводит к резкому повышению уровня деградации ювенильного гормона как у молодых, так и у половозрелых самок дрозофилы.

3. Метаболизм ювенильного гормона изучен у самок линии inactive D. melanogaster с повышенным содержанием дофамина и сниженным -октопамина. Показано, что у молодых самок iav деградация ювенильного гормона снижена по сравнению с диким типом, а у половозрелых -повышена. Что позволяет сделать вывод о том, что дофамин играет более значимую, чем октопамин, роль в регуляции метаболизма ювенильного гормона у дрозофилы.

4. Исследовано содержание дофамина у особей линии ap56f D. melanogaster с мутацией apterous, приводящей к дефициту ювенильного гормона. Впервые установлено, что уровень дофамина повышен у самок ар56*, но не изменен у самцов. Экспериментальное повышение титра ювенильного гормона у самок ap56f приводит к снижению содержания дофамина. Сделан вывод о наличии обратной связи в регуляции дофамином титра ювенильного гормона.

5. Впервые проанализировано влияние ювенильного гормона на стресс-ответ у дрозофилы с использованием реакции теплового шока (экспрессии гена hsp70) и нейроэндокринной стресс-реакции в качестве его индикаторов. Обнаружено, что инициация стресс-ответа у мутантов не нарушена. Однако, интенсивность стресс-реакции (стресс-реактивность систем метаболизма октопамина, дофамина и ювенильного гормона) резко снижена у самок ар5® и не изменена у самцов. Сделано заключение о том, что ювенильный гормон играет принципиальную роль в развитии нейроэндокринной стресс-реакции самок D. melanogaster, но не влияет на ее развитие у самцов.

6. Впервые показано, что мутация apterous5® приводит к резкому снижению выживаемости при тепловом стрессе и плодовитости самок, но не самцов. Сделан вывод о том, что ювенильный гормон играет важнейшую роль в адаптации самок D. melanogaster, но не играет существенной роли в адаптации самцов.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Ченцова, Надежда Алексеевна, 2004 год

1. Васенкова И.А., Хлебодарова Т.М., Суханова М.Ж., Грунтенко Н.Е., Гренбэк Л.Г., Раушенбах И.Ю. Реакция теплового шока нарушена у неспособной к нейрогормональной стресс-реакции линии Drosophila virilis II Цитология и генетика. 2000. Т. 34, № 3, С. 43-48.

2. Гренбэк JI. Г., Хлебодарова Т. М., Грунтенко Н. Е., Суханова М. Ж., Шумная JI. В., Раушенбах И. Ю. Генетический контроль ответа системы метаболизма ЮГ Drosophila virilis на стрессирующие воздействия //Генетика. 1997. Т. 33. С. 202—204.

3. Грунтенко Н.Е., Раушенбах И.Ю. Роль ювенильного гормона в контроле размножения насекомых // Успехи Современной Биологии. 1998. Т. 118. № 6. С. 687-692.

4. Грунтенко Н.Е., Раушенбах И.Ю. Адаптивное значение генов, контролирующих уровень биогенных аминов Drosophila II Генетика. 2004. Т. 40. С. 869-876.

5. Грунтенко Н.Е., Хлебодарова Т.М., Суханова М.Ж., Васенкова И.А., Раушенбах И.Ю. Нарушение синтеза белков теплового шока не препятствует нормальному развитию стресс-реакции у Drosophila melanogaster II ДАН. 1998а. Т. 362. С. 844-845.

6. Грунтенко Н.Е., Хлебодарова Т.М., Анкилова И.А., Суханова М.Ж., Кайданов JI.3., Раушенбах И.Ю. Система деградации ювенильного гормона не играет роли в репродуктивной функции самцов Drosophila melanogaster И ДАН. 19986. Т. 359. С. 428-429.

7. Грунтенко Н.Е., Карпова Е.К., Раушенбах И.Ю. Ювенильный гормонрегулирует откладку яиц у Drosophila при тепловом стрессе // ДАН. 2003. Т. 392. № 2. С. 1-3.

8. Кайдаиов JI.3., Мыльникова С.В., Иовлева О.В., Галкин А.П. Направленный характер генетических изменений при длительном отборе линий Drosophila melanogaster по адаптивно важным признакам // Генетика. 1994. Т. 30. № 8. С. 1085-1096.

9. Полуэктова Е.В., Митрофанов В.Г., Какпаков В.Т. Действие гормонов насекомых на пуффинг хромосом слюнных желез Drosophila virilis, культивируемых in vitro. Сообщение II. Действие экдистерона и ювенильного гормона// Онтогенез. 1980. Т. 11. С. 392—401.

10. Раушенбах И.Ю. Нейроэндокринная регуляция развития насекомых в условиях стресса. Генетико-физиологические аспекты. Новосибирск: Наука, 1990. 165 с.

11. Раушенбах И.Ю. Стресс-реакция насекомых: механизм, генетический контроль, роль в адаптации // Генетика. 1997. Т. 33. № 8. С. 1110-1118.

12. Раушенбах И.Ю., Лукашина Н. С. Стрессоподобная реакция насекомых на экстремальные воздействия среды // Журн. общ. биологии. 1984. Т. 45. № 4. с. 536-544.

13. Раушенбах И.Ю., Шумная Л.В. Биогенные амины в реакции стресса у насекомых // Успехи совр. биол. 1993а. Т. 113. Вып. 3. С. 327—335.

14. Раушенбах И.Ю., Суханова М.Ж., Хирашима А., Суцугу Е., Куано Е. Роль системы экдистероидов в регуляции размножения Drosophila в стрессирующих условиях среды // ДАН. 2000а. Т. 375. № 4. С. 568-570.

15. Раушенбах И.Ю., Грунтенко Н.Е., Васенкова И.А., Хлебодарова Т.М., Суханова М.Ж., Корочкин Л.И. О некоторых закономерностях генетического контроля стресс-реакции Drosophila // Генетика. 20016. Т. 37. № 1.С. 73-80.

16. Раушенбах И.Ю., Адоньева Н.В., Грунтенко Н.Е., Карпова Е.К., Ченцова Н.А., Фаддеева Н.В. Синтез и деградация ювенильного гормона у Drosophila находятся под общим контролем // ДАН. 2002. Т. 386. № 1.С. 136-138.

17. Раушенбах И.Ю., Ченцова Н.А., Грунтенко Н.Е., Фаддеева Н.В., Богомолова Е.В. Баланс аллелей, определяющих базальный уровень дофамина у Drosophila, адаптивен для популяции // Докл. АН. 2003. Т. 393. №6. С. 1-3.

18. Раушенбах И.Ю., Грунтенко Н.Е., Ченцова Н.А., Адоньева Н.В., Карпова Е.К. Наличие обратной связи в регуляции титра ювенильного гормона биогенными аминами у Drosophilidae II ДАН, 2004, 397, №3, С. 427-429.

19. Суханова М.Ж., Шумная Л.В., Гренбек Л.Г., Грунтенко Н.Е., Хлебодарова Т.М., Раушенбах И.Ю. Генетический контоль активности тирозиндекарбоксилазы Drosophila virilis II Генетика. 1997. Т. 33. № 7. С. 914—919.

20. Суханова М.Ж., Васенкова И.А., Гренбэк Л.Г., Грунтенко Н.Е., Хлебодарова Т.М., Раушенбах И.Ю. Гены, регулирующие активность щелочной фосфатазы и тирозиндекарбоксилазы у Drosophila virilis,сцеплены с хромосомой 6 // Генетика. 1999. Т. 35. № 1. С. 50-54.

21. Суханова М.Ж., Васенкова И.А., Гренбэк Л.Г., Грунтенко Н.Е., Хлебодарова Т.М., Раушенбах И.Ю. Стресс-реактивность системы дофамина у имаго Drosophila virilis контролируется геном, сцепленным с хромосомой 6 // Цитология и генетика. 2001. № 1. С. 61-64.

22. Хлебодарова Т.М., Анкилова И.А., Грунтенко Н.Е., Суханова М.Ж., Раушенбах И.Ю. Нарушения в стресс-реакции Drosophila коррелируют с изменениями в хит-шок ответе // ДАН. 19986. Т. 361. С. 184-186.

23. Altaratz M., Applebaum Sh.W., Richard D.S., Gilbert L.I., Segal D. Regulation of juvenile hormone synthethis in wild-type and apterous mutant Drosophila // Mol. Cell. Endocrinol. 1991. V. 81. P. 205-216.

24. Baehr J.C., Cassier P., Caussanel C., Porcheron P. Activity of corpora allata endocrine ballance and reproduction in female Labidura riparia (Dermaptera) // Cell Tissue Res. 1982. V. 225. P. 267-282.

25. Bahjou A., Gourdoux L., Moreau R., Dutrieu J. In vitro regulation ofj»glycogen phosphorylase of the larval fat body of Tenebrio molitor. // Сотр. Biochem. Physiol. 1988. V. 89B. P. 233-237.

26. Bainton R.J., Tsai L.T.-Y., Singh C.M., Moore M.S., Neckameyer W.S., Heberlein U. Dopamine modulates acute responses to cocaine, nicotine and ethanol in Drosophila // Curr. Biol. 2000. V. 10. P. 197-194.

27. Barth R.HJr. Insect mating behavior: endocrine control of a chemical communication system// Science. 1965. V. 149. P. 882-883.

28. Bazhan N.M., Makarova E.N., Yakovleva T.V. Food deprivation in pregnancy and reproduction in the water vole (Arvicola terrestris) // Journal of Mammalogy. 1996. V.ll. P.1078-1084.

29. Benford H.H., Bradley J.T. Early detection and juvenile hormone-dependence of cricket vitellogenin // J. Insect Physiol. 1986. V. 32. P. 109116.

30. Borovsky D., Carlson D.A., Hancock R.G., Rembold, H., Van Handel E. De novo biosynthesis of juvenile hormone III and I by the accessory glands of the male mosquito // Insect Biochem. Mol. Biol. 1994a. V. 24. P. 437-444.

31. Borovsky D., Carlson D.A., Ujvary I., Prestwich G.D. Biosynthesis of (lOR)-juvenile hormone III from farnesoic acid by Aedes aegypti ovary // Arch. Insect Biochem. Physiol. 1994b. V. 2. P. 75-90.

32. Bosquet G., Calvez B. Juvenile hormone modification of gene expression in the fat body and posterior silk glands of Bombix mori // J. Insect Physiol. 1985. V. 31. P. 603-610.

33. Bourgouin C., Lundgren S.E., Thomas J.B. Apterous is a Drosophila LIM domain gene required for the development of a subset of embryonic muscles // Neuron. 1992. V. 9. P. 549-561.

34. Bowers W.S., Evans P.H., Marsella P.A., Sonderlund D.M. Natural and synthetic allatoxins: suicide substrates for juvenile hormone biosynthesis // Science. 1982. V. 217. P. 647-648.

35. Bownes M. Expression of the genes coding for vitellogenin (yolk protein) // Annu. Rev. Entomol. 1986. V. 31. P. 507-531.

36. Bownes M. The roles of juvenile hormone, ecdysone and the ovary in the control of Drosophila vitellogenesis // J. Insect Physiol. 1989. V. 35. P. 409413.

37. Bownes M., Rembold H. The titre of juvenile hormone during the pupal and adult stage of the life cycle of Drosophila melanogaster // Eur. J. Biochem. 1987. V. 164. P. 709-712.

38. Bownes M., Shirras A., Blair M., Collins J., Coulson A. Evidence that insect embryogenesis is regulated by ecdysteroids released from yolkproteins // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.1988. V. 84. P. 1554-1557.

39. Bownes M., Ronaldson E., Mauchline D., Martinez A. Regulation of vitellogenesis in Drosophila // International Journal of Insect Morphology and Embryology. 1993. V.22. P.349-367.

40. Bowser-Riley F., House C.R. The actions of some putative neurotransmitters on the cockroach salivary gland // J. Exp. Biol. 1976. V. 64. P. 665-676.

41. Brennan M.D., Weiner M.J., Goralski T.J., Mahowald A.P. The follicle cells are a major site of vitellogenin synthesis in Drosophila melanogaster // Dev. Biol. 1982. V. 89. P. 225-236.

42. Brown C. S., Nestler C. Catecholamines and indolalkylamines // Comprehensive insect physiology, biochemistry and pharmacology / Eds Kerkut B. A., Gilbert L. I. Oxford: Pergamon Press, 1985. V. 11. P. 435-469.

43. Budnik V., White K. Catecholamine-containing neurons in Drosophila melanogaster. Distribution and developmnent // J. Сотр. Neurol. 1988. V. 268. P. 400-413.

44. Candy D. J. The regulation of locust flight muscle metabolism by octopamine and other compounds. // Insect Biochem. 1979. V. 8. P. 177181.

45. Chen T.T., Couble P., De Lucca F.L., Wyatt G.R. Juvenile hormone control of vitellogenin synthesis in Locusta migratoria 11 The Juvenile Hormones / New York, 1976. P. 505-529.

46. Chen A.C., Kim H.R., Mayer R.T., Norman J.O. Vitellogenesis in the stable fly, Stomoxys calcitrans // Сотр. Biochem. Physiol. B. 1987. V. 88. P. 897903.

47. Chen C. P., Denlinger D. L. Activation of phosphorylase in response to cold and heat stress in the flesh fly, Carcophaga crassipalpis. I I J. Insect Physiol. 1990. V. 36. P. 549-553.

48. Chen X., Reynolds E., Ranganayakulu G., O'Donnell J. A maternal product of the Punch locus of Drosophila melanogaster is required for precellular blastoderm nuclear divisions // J. Cell Sci. 1994. V. 107. P. 3501-3513.

49. Chentsova N.A., Gruntenko N.E., Andreenkova E.V., Adonyeva N.V., Rauschenbach I.Yu. Stress response in Drosophila melanogaster strain inactive with decreased tyramine and octopamine content 11 J. Сотр. Physiol. B. 2002. V. 172. P. 643-650.

50. Chernysh S.I. Neuroendocrine system in insect stress // Hormones and metabolism in insect stress / Eds Ivanovic J., Jankovic-Hladni M. Boca Raton: CRC Press, 1991. P. 69-98.

51. Chomczynski P., Sacchi N. Single step method of RNA isolation by acid guanidinum thiocyanate-phenol-chloroform extraction // Annal. Biochem. 1987. V. 162. P. 156-159.

52. Christensen T.A., Carlson A.D. Symmetrically organized dorsal unpaired median (DUM) neurons and flash control in the male firefly, Photuris versicolar // J. Exp. Biol. 1981. V. 93. P. 133-147.

53. Cohen В., McGuffin E., Pfeifle C., Segal D., Cohen S.M. apterous: A gene required for imaginal disc development in Drosophila encodes a member of the LIM family of developmental regulatory proteins // Genes Dev. 1992. V. 6. P. 715-729.

54. Cook R., Connolly K. Sexual behaviour of a female sterile mutant of Drosophila melanogaster I I J. Insect Physiol. 1976. V. 18. P. 1773-1786.

55. Cusson M., Yu C.G., Karruthers K., Wyatt G.R., Tobe S.S., McNeil J. Regulation of vitellogenin production in armyworm moth, Pseudaletia unipuncta II J. Insect Physiol. 1994. V. 40. P. 129-136.

56. Cymborovski B. Effect of cooling stress on endocrine events in Galleria mellonella // Endocrinological frontiers in physiological insect ecology / Eds Sehnal F., Zabza A., Denlinger D.L. Wroclaw: Univ. Press, 1988. V. 1. P. 203-212.

57. Cymborowski B. Effect of cold sress on endocrine system in Galleria mellonella II Hormones and metabolism in insect stress / Eds Ivanovic J., Jankovic-Hladni M. Boca Raton: CRC Press, 1991. P. 99-114.

58. Davenport A.K., Evans P.D. Stress-induced changes in octopamine levels of insect haemolimph // Insect Biochem. 1984. V. 14. P. 135-150.

59. Delinger D.A., Tanaka S. Cycles of juvenile hormone esterase activityitduring the juvenile hormone-driven cycles of oxygen consumption in diapause of flesh flies // Experientia. 1989. V. 45. P. 474-476.

60. Denlinger D.L. Hormonal control of diapause // Comprehensive insect physiology, biochemistry and pharmacology / Eds Kerkut G.A., Gilbert L.I. Oxford: Pergamon Press, 1985. V. 8. P. 353-412.

61. Dewhurst S.A., Crocer S.C., Ikeda K., McCaman R.E. Metabolism of biogenic amines in Drosophila nervous tissue // Сотр. Biochem. Physiol. 1972. V. 43. P. 975-981.ж

62. Di Mario P.J., Warren T.J., Mahowald A.P. The purification and in vitro phosphorilation of vitellogenin from Drosophila melanogaster // Insect Biochem. 1987. V. 17. P. 1187-1192.

63. Downer R. G. H. Trehalose production in isolated fat body of the American cockroach, Periplaneta americana // Сотр. Biochem. Physiol. С. 1979a. V. 62. P. 31-34.

64. Downer R. G. H. Induction of hypertrehalosemia by excitation inm Periplaneta americana I I J. Insect Physiol. 1979b. V. 25. P. 59-63.

65. Downer R. G. H., Orr G. L., Gole J. W., Orchard I. The role of octopamine and cyclic AMP in regulating hormone release from corpora cardiaca of the American cockroach // J. Insect Physiol. 1984. V. 30. P. 457-462.

66. Edwards J.P., Cerf D.C., Staal G.B. Inhibition of ootheca production in Periplaneta americana (L.) with the anti-juvenile hormone fluoromevalonate // J. Insect Physiol. 1985. V. 31. P. 723-728.

67. Engelmann F. Jivenile hormone binding compounds in the haemolimph and tissues of an insect: the functional significance // Advances in invertebrate reproduction / Eds Engels W., Clare W.H., Fisher A. et al. Amsterdam:§> Elsevier, 1984. P. 177-187.

68. Engelmann F. The juvenile hormone receptor of the cockroach Leucophaea maderae II Insect Biochem. Mol. Biol. 1995. V. 25. № 6. P. 721-726.

69. Evans P.D. Octopamine // Comprehensive insect physiology, biochemistry and pharmacology / Eds Kerkut G.A., Gilbert L.I. Oxford: Pergamon press,1985. V. 11. P. 499-538.

70. Evans P.D., О'Shea M. The identification of an octopaminergic neuron and the modulation of a myogenic rhythm in the locust // J. Exp. Biol. 1978. V. 74. P. 235-260.

71. Fields P. E., Woodring J. P. Octopamine mobilization of lipids and carbohydrates in the house cricket, Acheta domesticus // J. Insect Physiol. 1991. V. 37. P. 193-199.

72. Gavin J.A., Williamson J.H. Juvenile-hormone-induced vitellogenesis in apterous-4, a non-vitellogenic mutant in Drosophila melanogaster // J. Insect Physiol. 1976. V. 22. P. 1737-1742.

73. German M.S., Wang J., Chadwich R.B., Rutter WJ. Synergistic activation of the insulin gene by a LIM-homeo domain protein and basic helix-loop-helix protein: Building a functional insulin minienhancer complex // Genes Dev. 1992. V. 6. P. 2165-2176.

74. Gilbert L. I., Bollenbacher W.E., Granger N.A. Insect endocrinology: Regulation of endocrine glands, hormone titer and hormone methabolism // Ann. Rev. Physiol. 1980. V. 42. P. 493-510.

75. Goodman W., Schooley D.A., Gilbert L.I. Specificity of the juvenile hormone binding protein: the geometrical isomers of juvenile hormone 1 // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1978a. V. 75. P. 185-189.

76. Goodman W., O'Hern P.A., Zaugg R.H., Gilbert L.I. Purification and characterization of the juvenile hormone binding protein from the hemolymph of the fourth instar tobacco hormworm, Manduca Sexta I I Mol. Cell Endocr. 1978b. V. 11. P. 225-242.

77. Goodman W.G., O'Shea M., McCaman R.E. Spitzer N.C. Embryonic development of identified neurons: temporal pattern of morphological and biochemical differentiation // Science. 1979. V. 204. P. 1219-1222.

78. Goodman W.G., Chang E.S. Juvenile hormone cellular and haemolymph binding proteins // Comprehensive insect physiology, biochemistry and pharmacology / Eds Kerkut G.A., Gilbert L.I. Oxford: Pergamon press, 1985. V. 7. P. 491-510.

79. Goto S.G., Kimura M.T. Heat and cold shock responses and temperature adaptations in subtropical and temperate species of Drosophila // J. Insect Physiol. 1998. V. 44. P.1233-1239.

80. Granger N.A., Sturgis S.L., Ebersohl R., Geng C., Sparks T.C. Dopaminergic control of corpora allata activity in the larval tobacco hornworm, Manduca sexta II Arch. Insect Biochem. Physiol. 1996. V. 32. № 3-4. P. 449-466.

81. Gruntenko N.E., Khlebodarova T.M., Vasenkova I.A., Sukhanova M.Jh., Wilson T.G., Rauschenbach I.Yu. Stress-reactivity of a Drosophila melanogaster strain with impaired juvenile hormone action // J. Insect Physiol. 2000. V. 46 P. 451-456.

82. Hammock B.D., Sparks T.C. A rapid assay for insect juvenile hormone esterase activity // Analyt. Biochem. 1977. V. 82. P. 573-579.

83. Hammock, B.D. Regulation of juvenile hormone titer: degradation // Comprehensive insect physiology, biochemistry and pharmacology / Eds Kerkut G.A., Gilbert L.I. Oxford: Pergamon Press, 1985. V. 7. P. 431-472.

84. Harnish D. G., White B.N. Insect vitellins: identification, purification, and characterization from eight orders // J. Exp. Zool. 1982. V. 220. P. 1-10.

85. Harris J. W., Woodring J. Effects of stress, age, season, and sourse colony on levels of octopamine, dopamine and serotonin in the honey bee (Apis Mellifera L.) brain // J. Insect Physiol. 1992. V. 38. P. 29-35.

86. Herman W.S., Tatar M. Juvenile hormone regulation of longevity in the migratory Monarch butterfly // Proc. R. Soc. Lond. B. 2001. V. 268. P. 2509-2514.

87. Hirashima A., Nagano Т., Eto M. Stress-induced changes in the biogenic amine levels and larval growth of Tribolium castaneum Herbst. // Biosci. Biotech. Biochem. 1993a. V. 57. № 12. P. 2085-2089.

88. Hirashima A., Nagano Т., Takeya R., Eto M. Effect of larval density on whole-body biogenic amine levels of Tribolium freemani Hinton // Сотр. Biochem. Physiol. 1993b. V. 106C. № 2. P. 457-461.

89. Hirashima A., Eto M. Chemical-induced changes in the biogenic amine levels of Periplaneta americana L. // Pestic. Biochem. and Physiol. 1993a. V. 46. P. 131-140.

90. Hirashima A., Eto M. Biogenic amines in Periplaneta americana L.: Accumulation of octopamine, synephrine and tyramine by stress // Biosci. Biotech. Biochem. 1993b. V. 57. № 1. P. 172-173.

91. Hirashima A., Eto M. Effect of stress on levels of octopamine, dopamine and serotonin in the american cockroach (Periplaneta americana h.) // Сотр. Biochem. Physiol. 1993c. V. 105C. № 2. P. 279-284.

92. Hirashima A., Nagano Т., Eto M. Effect of various insecticides on the larval growth and biogenic amine levels of Tribolium castaneum Herbst. H Сотр. Biochem. Physiol. 1994. V. 107C. P. 393-398.

93. Hirashima A., Takeya R., Taniguchi E., Eto M. Metamorphosis, activity of juvenile hormone esterase and alteration of ecdysteroid titres: effects of larval density and various stress on the red flour beetle, Tribolium freemani

94. Hinton (Coleoptera: Tenebrionidae) // J. Insect Physiol. 1995. V. 41. № 5. P. 383-388.

95. Hirashima A., Sukhanova M.Jh., Kuwano E., Rauschenbach I.Yu. Alteration of biogenic amines in Drosophila virilis under stress // Dros. Inf. Serv. 1999b. V. 82. P. 30-31.

96. Hirashima A., Rauschenbach I.Yu., Sukhanova M.Jh. Ecdysteroids in stress responsive and nonresponsive Drosophila virilis lines under stress conditions // Biosci. Biotech. Biochem. 2000a. V. 64. P. 2657-2662.

97. Hirashima A., Sukhanova M.Jh., Rauschenbach I.Yu. Biogenic amines in Drosophila virilis under stress conditions // Biosci. Biotech. Biochem. 2000b. V. 64. P. 2625-2630.

98. Hirashima A., Sukhanova M.Jh., Rauschenbach I.Yu. Genetic control of biogenic amines system in Drosophila under normal and stress conditions // Biochem. Genet. 2000c. V. 38. P. 167-180.

99. Hobert O.O., Westphal H.H. Functions of LIM-homeobox genes // Trends in genetics. 2000. V. 16. № 2. P. 75-83.

100. Hodgetts R.B., Konopka R.J. Tyrosine and catecholamine metabolism in wild-type Drosophila melanogaster and a mutant, ebony // J. Insect Physiol. 1973. V. 19. P. 1211-1220.

101. Homyk T.Jr., Sheppard D.E. Behavioral mutants of Drosophila melanogaster I I Genetics. 1977. V. 87. P. 95-104.

102. Hovemann B.T., Ryseck R.-P., Walldorf U., Stoertkuhl K.F., Dietzel I.D.,

103. Dessen E. The Drosophila ebony gene is closely related to microbial peptide synthetases and shows specific cuticle and nervous system expression // Gene. 1998. V. 221. P. 1-9.

104. Hoyle G. Evidence that insect dorsal unpaired median (DUM) neurons are octopaminergic//J. Exp. Zool. 1975. V. 193. P. 425-431.

105. Hoyle G. Neuromuscular transmission in a primitive insect: Modulation by octopamine and catch-like tension // Сотр. Biochem. Physiol. 1984. V. 11C. P. 219-232.

106. Hoyle G., Dagan D., Moberly В., Colquhoun W. Dorsal unpaired median insect neurons make neurosecretory endings on skeletal muscle // J. Exp. Zool. 1974. V. 187. P. 159-165.

107. Hoyle G., Coquhoun W., Williams W. Fine structure of an octopaminergic neuron and its terminals // J. Neurobiol. 1980. V. 11. P. 103-126.

108. Ilenchuk T.T., Davey K.G. The development of responsiveness to juvenile hormone in the follicle cells of Rhodnius prolixus // Insect Biochem. 1987. V. 17. P. 525-529.

109. Ismail S.M., Satyanarayama K., Bradfield J.W., Dahm K.H., Bhaskaran G. Juvenile hormone acid: evidence for a hormonal function in induction of vitellogenin in larvae of Manduca sexta // Arch. Insect Biochem. Physiol. 1998. V. 37. P. 305-314.

110. Ivanovic J., Jankovic-Hladni M., Djorjevic S., Stamenovic S., Lazarevic J. The effect of high temperature on metabolism of Morimus funereus larvae during an intermoult period // J. Insect Physiol. 1992. V. 38. P. 877-883.

111. Jallon J.-M. A few chemical words exchanged by Drosophila during courtship and mating // Behav. Genet. 1984. V. 14. P. 441-478.

112. Jankovic-Hladni M.I. Hormones and metabolism in insect stress (Historical survey) // Hormones and metabolism in insect stress / Eds Ivanovic J., Jankovic-Hladni M.I. Boca Raton: CRS Press, 1991. P. 5-27.

113. Jones G., Sharp P. Ultraspiracle: an invertebrate nuclear receptor for juvenile hormones // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 94. P. 1349913503.

114. Jowett Т., Postlethwait J.H. The regulation of yolk polypeptide synthesis in Drosophila ovaries and fat body by 20-hydroxyecdysone and a juvenile hormone analog // Dev. Biol. 1980. V. 80. P. 225-234.

115. Jowett Т., Postlethwait J. Hormonal regulation of synthesis of yolk proteins and a larvae serum protein (LSP) in Drosophila // Nature. 1981. V. 292. P. 633-635.

116. Kaatz H., Eichmuller S, Kreissl S Stimulatory effect of octopamine on juvenile hormone biosynthesis in honey bees (Apis mellifera): physiological and immunocytochemical evidence // J. Insect Physiol. 1994. V. 40. P. 856872.

117. Kambysselis M.P. Genetic and hormonal regulation of vitellogenesis in Drosophila // Am. Zool. 1977. V. 17. P. 535-549.

118. Klemm N. Monoamine-containing fibers in the foregut and salivary gland of the desert locust, Schistocerca gregaria Forskal. // Сотр. Biochem. Physiol. 1972. V. 43A. P. 207-211.

119. Koeppe J.K., Fuchs M., Chen T.T., Hunt L.M., Kovalick G.E. The role of juvenile hormone in reproduction // Comprehensive insect physiology, biochemistry and pharmacology / Eds Kerkut G.A., Gilbert L.I. Oxford: Pergamon Press, 1985. V. 8. P. 165-203.

120. Kozanek M., Jurani M., Somgyiova E. Influence of social stress of monoamine concentration in the central nervous system of the cockroach Nauphoeta cineria I I Acta Ent. Bohemos. 1986. V. 83. P. 171-179.

121. Kramer S., Staal G. In vitro studies on the mechanism of action of anti-juvenile hormone agents in larvae of Manduca sexta // Juvenile hormone biochemistry / Eds Pratt G.E., Brooks G.T. Amsterdam: Elsevier, 1981. P. 425-437.

122. Lafon-Cazal M., Baehr J.C. Octopaminergic control of corpora allata activity in an insect // Experentia. 1988. V. 44. P. 895-896.

123. Lafont R. Understanding insect endocrine systems: molecular approaches // Entomologia Experimentalis et Applicata. 2000. V. 97. P. 123-136.

124. Livingstone M.S. Two mutations in Drosophila diferentially affect the synthesis of octopamine, dopamine and serotonin by altering the activities of two different amino acid decarboxylases // Soc. Neurosci. Abs. 1981. V. 7. P. 351.

125. Livingstone M. S., Tempel B. L. Genetic dissection of monoamine neurotransmitter synthethis in Drosophila I I Nature. 1983. V. 303. P. 47.

126. Ma M., Zhang J.-Z., Gong H., Gwadz R. Permissive action of juvenile hormone on vitellogenin production by the mosquito, Aedes aegypti // J. Insect Physiol. 1988. V. 34. P. 593-596.

127. Maickel R.P., Cox R.H., Saillant J., Miller F.P. A method for the determination of serotonin and noradrenaline in discrete areas of rat brain // Int. J. Neuropharmacol. 1968. V. 7. P. 275-281.

128. Maniatis Т., Fritch E. E., Sambrock J. Molecular cloning. A laboratory manual // Eds Sambrock J. et al. Cold Spring Harbor, 1982. P. 477.

129. McCaman M. W., McCaman R. E., Lees G.J. Liquid cation exchange a basis for sensitive radiometric assays for aromatic amino acid decarboxylase // Analyt. Biochem. 1972. V. 45. P. 242-252.

130. McClung C., Hirsh J. The trace amine tyramine is essential for sensitization to cocaine in Drosophila I I Curr. Biol. 1999. V. 9. P. 853-860.

131. Mercer A.R., Menzel R. The effects of biogenic amines on conditioned and unconditioned responses to olfactory stimuli in the honeybee, Apis mellifera // J. Сотр. Physiol. 1982. V. 145. P. 363-368.

132. Minoo P., Postlethwait J. Synthesis of Drosophila yolk polypeptides //

133. Arch. Insect Biochem. 1985. V. 2. P. 7-27.

134. Monastrioti M., Gorczyca M., Rapus J., Eckert M., White L., Budnik V. Octopamine immunoreactivity in the fruit fly Drosophila melanogaster // J. Compar. Neurology. 1995. V. 356. P. 275-287.

135. Monastirioti M., Linn C.E.Jr., White K. Characterization of Drosophila Tyramine J3-hydroxylase gene and isolation of mutant flies lacking octopamine //J. Neurosci. 1996. V. 16. P. 3900-3911.

136. Monastrioti M. Biogenic amine systems in the fruit fly Drosophila melanogaster // Microscopy Research and Technique. 1999. V. 45. P. 106.121.

137. Nassel D. R., Elekes K. Aminergic neurons in the brain of blowflies and Drosophila: dopamine- and tyrosine hydroxylase-immunoreactive neurons and their relationship with putative histaminergic neurons // Cell Tissue Res.1992. V. 267 (1). P. 147-167.

138. Neckameyer W.S., White K. Drosophila tyrosine hydroxylase is encoded by the pale locus // J. Neurogenet. 1993. V. 8. P. 189-199.

139. Neckameyer W.S. Multiple roles for dopamine in Drosophila development // Dev. Biol. 1996. V. 176. P. 209-219.

140. Neckameyer W.S. Dopamine modulates female sexual receptivity in Drosophila melanogaster // J. Neurogenetics. 1998. V. 12. № 2. P. 101-114.

141. Nijhout H.F., Wheeler D.E. Juvenile hormone and the physiological basis of insect polymorphism // Q. Rev. Biol. 1982. V. 57. P. 109-133.

142. O'Dell K.M.C. The effect of the inactive mutation on longevity, sex, rhythm and resistance to p-Cresol in Drosophila melanogaster // Heredity.1993. V. 70. P. 393-399.

143. O'Dell K.M.C., Burnet B. The effects of locomotor activity and reactivity of the hypoactive and inactive mutations of Drosophila melanogaster // Heredity. 1988. V. 61. P. 199-207.

144. O'Dell K., Coulon J.-F., David J.-C., Papin C., Fuzeau-Braesch S., Jallon J.-M. La mutation inactive produit une diminution marquee d'octopamine dans le cerveau de Drosophile // CR Acad Sci Paris. 1987. V. 305. P. 199202.

145. Orchard I. Octopamine in insects: Neurotransmitter, neurohormone, and neuromodulator // Can. J. Zool. 1982. V. 60. P. 659.

146. Orchard I., Lange A. B. Cockroach oviducts: the presence and release of octopamine and proclonin // J. Insect Physiol. 1987. V. 33. P. 265-268.

147. Orchard I., Loughton B.G. Is octopamine a transmitter mediating hormone release in insects? // J. Neurobiol. 1981. V. 12. P. 143-153.

148. Orchard I., Loughton B.G., Webb R.A. Octopamine and short term hyperlipaemia in the locust // Gen. Сотр. Endocrinol. 1981. V. 45. P. 175190.

149. Pannabecker Т., Orchard I. Octopamine and cyclic AMP mediate release of adipokinetic hormone I and II from isolated locust neuroendocrine tissue // Mol. Cell. Endocrinol. 1986. V. 48. P. 153.

150. Pastor D., Piulachs M.D., Cassier P., Andre M., Belles X. In vivo and in vitro study of the action of dopamine on oocyte growth and juvenile hormone production in Blattella germanica // C. R. Acad. Sci. Ill 1991. V. 313. №5. P. 207-212.

151. Pener M.P. Hormonal effect on flight and migration // Comprehensive insect physiology, biochemistry and pharmacology / Eds Kerkut G.A., Gilbert L.I. Oxford: Pergamon Press, 1985. V. 8. P. 491-550.

152. Pener M.P. Locust phase polymorphism and its endocrine relations // Adv. Insect Physiol. 1991. V. 23. P. 1-79.

153. Perez M., Castillo-Marin N., Quesada-Allue L.A. P-Alanyl-dopamine synthase in Drosophila melanogaster and Ceratitus capitata melanic mutants // Dros. Inf. Serv. 1997. V. 80. P. 39-41.

154. Piulachs M.D., Belles H. Stimulatory activity of cycteamine on juvenile hormone release in adult females of the cocroach, Blattela germanica // Сотр. Biochem. Physiol. 1989. V. 94A. P. 795-798.

155. Postlethwait J.H., Handler A.M. The roles of juvenile hormone and 20-hydroxyecdysone during vitellogenesis in isolated abdomens of Drosophila melanogaster // J. Insect Physiol. 1979. V. 25. P. 455-460.

156. Postlethwait J.H., Jones G.J. Endocrine controle of larval fat body histolisis in normal and mutant D. melanogaster I I J. Exp. Zool. 1978. V. 203. P.207-214.

157. Postlethwait J.H., Parker J. Regulation of vitellogenesis in Drosophila // Molecular biology of invertebrate development / Eds O'Connor J. D., Alan R. New York: Liss Inc., 1987. P. 29-42.

158. Postlethwait J., Handler A., Gray P. A genetic approach to the study of juvenile hormone control of vitellogenesis in Drosophila melanogaster // The juvenile hormones / Ed Gilbert L. New York: Plenum Press, 1976. P. 449-469.

159. Pursley S., Ashok M., "Wilson T.G. Intracellular localization and tissue specificity of the Methoprene-tolerant (Met) gene product in Drosophila melanogaster // Insect Biochem. Mol. Biol. 2000. V. 30. P. 839-845.

160. Qin W.-H., Yin C.-M., Stoffolano J.G. The role of the corpus allatum in the control of vitellogenesis and fat body hypertrophy in Phormia regina (Meigen) // J. Insect Physiol. 1995. V. 41. P. 617-626.

161. Rachinsky A., Hartfelder K. Corpora allata activity, a prime regulating element for caste-specific juvenile hormone titre in honey bee larvae, Apis mellifera carnica // J. Insect Physiol. 1990. V. 36. P. 189-194.

162. Rachinsky A. Octopamine and serotonin influence on corpora allata activity in honey bee (Apis mellifera) larvae // J. Insect Physiol. 1994. V. 40. P. 549-554.

163. Raikhel A.S., Lea A.O. Hormone-mediated formation of the endocytic complex in mosquito oocytes // Gen. Сотр. Endocrinol. 1985. V. 57. P. 422-423.

164. Ramadan H., Alawi A.A., Alawi M.A. Catecholamines in Drosophila melanogaster (wild type and ebony mutant) decuticalarized retinas and brains // Cell Biol. Intern. 1993. V. 17. P. 765-771.

165. Rauschenbach I.Yu. Changes in ecdisteroid and juvenile hormone under heat stress // Hormones and metabolism in insect stress / Eds Ivanovic J., Jankovic-Hladni M. Boca Raton: CRC Press, 1991. P.l 15-148.

166. Rauschenbach I.Y., Golosheikina L.B., Korochkina L.S., Korochkin L.I. Genetics of esterases in Drosophila. V. Characteristics of the "Pupal" esterase in D. virilis I I Biochem. Genet. 1977. V. 15. P. 531- 548.

167. Rauschenbach I. Yu., Lukashina N. S., Korochkin L. I. Genetic of esterases in Drosophila. VIII. The gene controlling the activity of JH-esterase in D. virilis // Biochem. Genet. 1984. V. 22. P. 65-80.

168. Rauschenbach I., Lukashina N., Maksimovsky L., Korochkin L. Stresslike reaction of Drosophila to adverse environmental factors // J. Сотр. Physiol. 1987. V. 157. P. 519-531.

169. Rauschenbach I.Yu., Lukashina N.S., Khlebodarova T.M., Korochkin L.I. Role of juvenile hormone esterase in Diptera (Drosophila virilis) metamorphosis I I J. Insect Physiol. 1991. V. 37. P. 541-548.

170. Rauschenbach I. Yu., Serova L. I., Timochina I. S., Chentsova N. A., Schumnaja L. V. Analysis of differences in dopamine content between two lines of Drosophila virilis in response to heat stress // J. Insect Physiol. 1993. V. 39. №9. P. 761-767.

171. Renucci, M., Strambi, C., Strambi, A., Augier, R. and Charpin, P. Ovaries and regulation of juvenile hormone titer in Acheta domesticus L. (Ortoptera) //Gen. Сотр. Endocrinol. 1990. V. 78. P. 137-149.

172. Restifo L., White K. Molecular and genetic approaches to neurotransmitter and neuromodulator systems in Drosophila // Adv. Insect

173. Physiol. 1990. V. 22. P. 115-219.

174. Richard D.S., Applebaum S.W., Gilbert L.I. Allatostatic regulation of juvenile hormone production in vitro by the ring gland of Drosophila melanogaster II Mol. Cell. Endocrinol. 1990. V. 68. P. 153-161.

175. Richard D.S., Watkins N.L., Serafin R.B., Gilbert L.I. Ecdysteroids regulate yolk protein uptake by Drosophila melanogaster oocytes I I J. Insect Physiol. 1998. V. 44. P. 637-644.

176. Richards G. Insect hormones in development // Biol. Rev. 1981. V. 56. P. 501-549.

177. Riddiford L. Cellular and molecular actions of juvenile hormone 1. General considerations and premetamorphic actions // Adv. Insect Physiol. 1994. V. 24. P. 213-274.

178. Ringo J., Werczberger R., Altaratz M., Segal D. Female sexual receptivity and juvenile hormone synthesis are defective in mutants of the apterous gene of Drosophila melanogaster // Behav. Genet. 1991. V. 21. P. 453-469.

179. Ringo J., Werczberger R., Segal D. Male sexual signaling is defective in mutants of the apterous gene of Drosophila melanogaster I I Behav. Genet. 1992. V. 22. P. 469-487.

180. Roberts P.E., Jefferies L.S. Grasshopper as a model system for the analysis of juvenile hormone delivery to chromatine acceptor sites // Arch. Insect Biochem. Physiol. 1986. Suppl. 1. P. 7-23.

181. Robertson H.A. The innervation of the salivary gland of the moth, Manduca sexta: evidence that dopamine is the transmitter I I J. Exp. Biol. 1975. V. 63. P. 413-419.

182. Schwaerzel M., Monastirioti M., Scholz H., Friggi-Grelin F., Birman S.,

183. Heisenberg M. Dopamine and octopamine differentiate between aversive and appetitive olfactory memories in Drosophila // J. Neurosci. 2003. V. 23 (33). P. 10495-10502.

184. Shapiro A.B., Wheelock G.D., Hagedorn H.H., Baker F.C., Tsai L.W., Schooly D.A. Juvenile hormone and juvenile hormone esterase in adult females of the mosquito Aedes aegypti // J. Insect Physiol. 1986. Y. 32. P. 867-885.

185. Shemshedini L., Wilson T.G. Resistance to juvenile hormone and an insect growth regulator in Drosophila is associated with an altered cytosolic juvenile hormone binding protein // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1990. V. 87. P. 2072-2076.

186. Shemshedini L., Lanoue M., Wilson T.G. Evidence for a juvenile hormone receptor involved in protein synthesis in Drosophila melanogaster // J. Biol, chem. 1990. V. 265. P. 1913-1918.

187. Shtorch A., Werczberger R., Segal D. Genetic and molecular studies of apterous: a gene implicated in juvenile hormone system of Drosophila 11 Arch. Insect Biochem. Physiol. 1995. V. 30. P. 195-209.

188. Slade M., Zibbit C.H. Metabolism of cecropia juvenile hormone in insects and mammals // Insect juvenile hormone / New York: Academic Press, 1972. P. 155-176.

189. Sliter T.J., Sedlak B.J., Shooley D.A. Juvenile hormone in D. melanogaster. Identification and titer determination during development // Insect Biochem. V. 17. P. 161-165.

190. Soller M., Bownes M., Kubli E. Control of oocyte maturation in sexually mature Drosophila females // Dev. Biol. 1999. V. 208. P. 337-351.

191. Sparagana S.P., Bhaskaran G., Barrera P. Juvenile hormone acid methyltransferase activity in imaginal discs of Manduca sexta prepupae // Arch. Ins. Biochem. Physiol. 1985. V. 2. P. 191-201.

192. Spradling A.C. Developmental genetics of oogenesis // The development of Drosophila melanogaster / Cold Spring Harbor Lab. Press, 1993. P. 1-70.

193. Stay В., Tobe S.S. Control of the corpora allata during a reproductive cycle in a viviparous cockroach // Am. Zool. 1981. V. 21. P. 663-674.

194. Stay В., Yoshi S., Woodhead A.P. Sensitivity to allatostatins of corpora allata from larval and adult female Diploptera punctata // J. Insect Physiol.1991. V. 37. P. 63-70.

195. Storch A., Werczberger R., Segal D. Genetic and molecular studies of apterous: a gene implicated in the juvenile hormone system of Drosophila // Arch. Insect Biochem. Physiol. 1995. V. 30. P. 195-209.

196. Sukhanova M.Z., Grenback L.G., Gruntenko N.E., Khlebodarova T.M., Rauschenbach I.Y. Alkaline phosphatase in Drosophila under heat stress // J.Insect Physiol. 1996. V. 42. № 2. P. 161-165.

197. Sukhanova M.Jh., Shumnaya L.V., Grenback L.G., Gruntenko N.E., Khlebodarova T.M., Rauschenbach, I.Y. Tyrosine decarboxylase and dopa decarboxylase in Drosophila virilis under heat stress // Biochem. Genet. 1997. V. 35. P. 91-103.

198. Sukhanova MJh., Hirashima A., Suetsugu E., Kuwano E., Rauschenbach I.Yu. The system of ecdysteroids is a component of the stress-reaction in Drosophila adults // Dros. Inf. Serv. 2000. V. 83. № 7. P. 4-5.

199. Tillman J.A., Seybold S.J, Jurenka R.A., Blomquist J. Insect pheromones an overview of biosynthesis and endocrine regulation // Ins. Biochem. Mol. Biol. 1999. V. 29. P. 481-514.

200. Tobe S.S., Stay B. Modulation of juvenile hormone synthesis by an analogue in the cockroach // Nature. 1979. V. 281. P. 481-482.

201. Tobe S.S., Stay B. Structure and regulation of the corpus allatum // Adv. Insect. Physiol. 1985. V. 18. P. 305-432.

202. Tompkins L. Effects of the apterous4 mutation on Drosophila melanogaster males' courtship // J. Neurogenet. 1990. V. 6. P. 221-227.

203. Turner C., Wilson T.G. Molecular analysis of the Methoprene-tolerant gene region of Drosophila mela.nogaster // Arch. Insect Biochem. Physiol. 1995. V. 30. P. 133-147.

204. Wang Z., Davey K.G. The role of juvenile hormone in vitellogenin production in Rhodnius prolixus // J. Ins. Physiol. 1993. V. 39. P. 471-476.

205. Watson R.D., Whisenton L.R., Bollenbacher W.E., Granger N.A. Interendocrine regulation of the corpora allata and prothoracic glands of

206. Manduca sexta / Insect Biochem. 1986. V. 6. P. 149-158.

207. Weaver R.J, Edwards J.P. The role of the corpora allata and associated nerves in the regulation of ovarian cycles in the oviparous cockroach, Periplaneta americana // J. Insect Physiol. 1990. V. 36. P. 51-59.

208. Whisenton L.R., Granger N.A., Bollenbacher W.E. Regulation of juvenile hormone biosynthesis by 20-hydroxyecdysone during the fourth larval instar of the tobacco hornworm, Manduca sexta // Gen. Сотр. Endocrionol. 1987. V. 66. P. 62-70.

209. Wigglesworth V.B. The determination of characters at metamorphosis in Rhodnius prolixus (Hemiptera) //J. Exp. Biol. 1940. V. 17. P. 201-222.

210. Wilson T.G. A mosaic analysis of the apterous mutation in Drosophila melanogaster I I Dev. Biol. 1981a. V. 85. P. 434-445.

211. Wilson T.G. Expression of phenotypes in a temperature-sensitive allele of the apterous mutation in Drosophila melanogaster // Dev. Biol. 1981b. V. 85. P. 425-433.

212. Wilson T.G., Fabian J. A Drosophila melanogaster mutant resistant to a chemical analog of juvenile hormone 11 Dev. Biol. 1986. V. 118. P. 190-201.

213. Wilson T.G., Ashok, M. Insecticide resistance resulting from an absence of target-site gene product // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1998. V. 95. P. 14040-14044.

214. Wilson T.G., DeMoor S., Lei J. Juvenile hormone involvement in Drosophila melanogaster male reproduction as suggested by the77

215. Methoprene-tolerant mutant phenotype // Insect Biochem. Mol. Biol. 2003. V. 33. P. 1167-1175.

216. Woodring J. P., McBride L. A., Fields P. The role of octopamine in handling and exercise-induces hyperglycaemia and hyperlipaemia in Acheta domesticus // J. Insect Physiol. 1989. V. 41. P. 613-617.

217. Woodring J., Hoffmann K.H. The effects of octopamine, dopamine and serotonin on juvenile hormone synthesis, in vitro, in the cricket, Gryllus bimaculatus // J. Insect Physiol. 1994. V. 40. P. 797-802.

218. Wright T.R.F. The genetics of biogenic amine metabolism, sclerotization and melanization in Drosophila melanogaster I I Adv. Genet. 1987. V. 24. P. 127-222.

219. Wu S.-J., Zhang J.-Z., Ma M. Monitoring the effects of juvenile hormonesand 20-hydroxyecdysone on yolk polipeptide production of Drosophila melanogaster with enzyme immuno-assay // Physiol. Ent. 1987. V. 12. P. 355-361.

220. Wyatt J.R., Davey K.J. Cellular and molecular actions of juvenile hormone II. Roles of juvenile hormone in adult insects // Adv. Insect. Physiol. 1996. V. 26. P. 1-155.

221. Wyss-Huber M., Luscher M, Influence of juvenile hormone on ovarian protein synthesis in Leucophaea maderae // Gen. Сотр. Endocr. 1969. V. 13. P. 542-554.

222. Wyss-Hyber M., Luscher M. In vitro synthesis and release of proteins by fat body and ovarian tissue of Leucophaea maderae during the sexual cycle // J. Insect Physiol. 1972. V. 18. P. 689-710.

223. Yamamoto K., Chadarevian A., Pellegrini M. Juvenile hormone action mediated in male accessory glands of Drosophila by calcium and kinase С // Science. 1988. V. 239. P. 916-919.

224. Yao T.-P. Forman B.M. Jiang Z., Cherbas L., Chen J.-D., McKeown M., Cherbas P., Evans R. M. Functional ecdysone receptor is the product of EcR and Ultraspiracle genes // Nature. 1993. V. 366. P. 476-479.

225. Zdarek J. Regulation of pupariation in flies // Comprehensive insect physiology, biochemistry and pharmacology / Eds Kerkut G.A., Gilbert L.I. Oxford: Pergamon Press, 1985. V. 8. P. 301-335.