Взаимоотношение автотрофной и гетеротрофной ткани в процессе развития химерного листа Ficus benjamina `Starlight` тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.12, кандидат биологических наук Лабунская, Елена Алексеевна

• Лабунская, Елена Алексеевна
• кандидат биологических наук
• 2009

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Лабунская, Елена Алексеевна

1. Введение.

2. Обзор литературы.

2.1. Апикальная меристема побега. Роль в формировании вегетативных органов растения

2.1.1. История исследования меристем.

2.1.2. Апикальная меристема побега в различных систематических группах растений. Цитологическое зонирование меристемы Покрытосеменных.

2.1.3. Слои меристемы, их роль в формировании органов растения.

2.1.4. Молекулярно-генетические основы идентификации меристемы.

2.1.5. Общие механизмы дифференцировки примордия.

2.1.6. Взаимодействие слоев меристемы. Вариабельность вклада слоев туники в формирование примордия листа.

2.1.7. Формирование осей полярности листового примордия.

2.2. Свойства химерных растений.

2.2.1. Получение химерных растений.

2.2.2. Периклинальные химеры.

2.2.3. Мериклинальные химеры.

2.2.4. векториальные химеры.

2.2.5. Цитохимеры.

2.2.6. Пестролистные химеры.

2.2.7. Химерность генеративных органов.

2.2.8. Трихимеры.

2.3. Развитие листа.

2.3.1. Инициация примордия.

2.3.2. Детерминация формы листа в процессе развития.

2.3.3. Вариабельность структуры листа.

2.4. Ультраструктура пластид фотосинтезнрующих тканей. Характеристика ультраструктуры хлоропластов как показатель функционального состояния фотосинтетических тканей.

2.4.1. Биогенез пластид.

2.4.2. Структурно функциональные особенности пластидного аппарата.

2.5. Экзогенная регуляция структуры и функциональной активности фотосннтетического аппарата.

2.5.1. Индукция флуоресценции хлорофилла как показатель функционального состояния фотосинтетического аппарата.

2.6. Динамичность фотоситнетического аппарата.

2.6.1. Донорно-акцепторные отношения в растении как основа эндогенной регуляции.

2.7. Типы процессов деградации в растительных тканях. Цитологические особенности деградации клеток в условиях углеводного голодания.

2.7.1. Пути деградации растительных клеток.

2.7.2. Цитологические особенности автофагии.

2.7.3. Роль автофагии в растениях.

2.8. Проводящая система листа. Транспорт фотоасснмилятов в листе.

2.8.1. Развитие терминальной сети листа. Терминальные комплексы флоэмы

2.8.2. Плазмодесмы, строение и функции.

2.8.3. Загрузка флоэмы в листе.

3. Объекты и методы исследования.

3.1. Объекты исследования.

3.1.1. Характеристика объектов.

3.1.2. Условия выращивания.

3.2. Световая микроскопия.

3.3. Трансмиссионная электронная микроскопия (ТЭМ).

3.4. Расчет количественных параметров клеток и органелл.

3.5. Методы характеристики морфологических особенностей объектов.

3.6. Определение площади листа по изображению.

3.7. Определение фотосинтетических пигментов спектрофотометрическнм методом.

3.8. Анализ пигментов методом высокоэффективной жидкостной хроматографии (ВЭЖХ).

3.9. Исследование функционального состояния фотосинтетического аппарата методом регистрации индукции флуоресценции хлорофилла.

3.10. Определение общих и растворимых Сахаров антроновым методом.

4. Результаты и обсуждение.

4.1. Анатомо-морфологические особенности закладки, развития и строения листа пестролистной химеры Ficus benjamina 'Starlight'.

4.1.1. Организация апикальной меристемы побега пестролистной химеры Ficus benjamina 'Starlight'.

4.1.2. Соотношение белой и зеленой зон в ходе роста раскрывшегося листа.

4.1.3. Анатомо-морфологическое строение листьев пестролистной химеры Ficus benjamina 'Starlight' и зеленого сорта 'Daniel'.

4.2. Влияние площади зеленой зоны в побеговой системе (донора фотоасснмилятов) на закладку белой зоны в примордин листа химеры Ficus benjamina 'Starlight'.

4.2.1. Зависимость относительной площади белой зоны в листе от его положения в побеговой системе.

4.2.2. Зависимость площади листа от соотношения белой и зеленой зон.

4.2.3. Влияние суммарной площади ассимилирующей поверхности на долю белой зоны в образующихся на побеге листьях.

4.2.4. Влияние света на соотношение белой и зеленой зон в листе пестролистной xuMepbiFicus benjamina 'Starlight'.

4.3. Характеристика зеленой зоны - донора фотоассимилятов.

4.3.1. Количественный состав пигментов в зеленой зоне зрелых листьев Ficus benjamina 'Starlight' в сравнении со зрелыми листьями нехимерного Ficus benjamina 'Daniel'.

4.3.2. Характеристика функционального состояния фотосинтетического аппарата в зеленой зоне листьев пестролистной химеры F. benjamina 'Starlight' и цельнозеленого F. benjamina 'Daniel'.

4.3.3. Характеристика ультраструктуры хлоропластов зеленой зоны молодых и зрелых листьев.

4.4. Функциональная активность фотосинтетического аппарата белой зоны листа.

4.4.1. Количественный состав пигментов в белой зоне зрелых листьев Ficus benjamina 'Starlight'.

4.4.2. Характеристика функционального состояния фотосинтетического аппарата в белой зоне листьев пестролистной химеры F. benjamina 'Starlight'.

4.4.3. Характеристика ультраструктуры клеток мезофилла белой зоны молодых и зрелых листьев.

4.5. Сравнительная характеристика белой и зеленой зоны.

4.5.1. Возрастная динамика состояния клеток мезофилла белой и зеленой зон

4.5.2. Электронномикроскопические особенности клеток белой и зеленой зон как характеристика их метаболизма.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Взаимоотношение автотрофной и гетеротрофной ткани в процессе развития химерного листа Ficus benjamina `Starlight`»

Пестролистные химерные растения являются удобной моделью для изучения процессов закладки и развития вегетативных органов растений (Satina, 1942; Marcotrigiano, 2000). Для листьев пестролистных химер характерно наличие генотипически разнородных тканей, различающихся по способности к фотосинтезу. У периклинальных бело-зеленых химер относительное расположение белой и зеленой зон в меристеме постоянно, но контуры и соотношение площадей этих зон в листьях могут меняться. Однако вопрос о факторах, определяющих соотношение этих зон, до сих пор является открытым, поэтому изучение физиологических механизмов регуляции закладки и дальнейшего коррелятивного развития генетически разнородных фотосинтезирующей и акцепторной зон является актуальным.

На процесс формирования листа влияют как внешние (интенсивность света, концентрация С02), так и внутренние (физиологические и генетические) факторы. В частности, под влиянием изменений интенсивности и спектрального состава света, температурных колебаний, засухи, изменения содержания С02 в атмосфере и многих других факторов может меняться мсзоструктура фотосинтетического аппарата, интенсивность функционирования биохимических циклов, скорость роста и развития, донорно-акцепторные отношения (Мокропосов, 1983; Мокроносов, Гавриленко, 1992). Распределение доноров и акцепторов во времени непостоянно. Все растущие части растительного организма являются акцепторами и, таким образом, донорно-ацепторные отношения играют важную роль в регуляции ростовых процессов и в функционировании фотосинтетического аппарата (Мокроносов, 1983, Turgeon, 2006). Одним из методов характеристики органа как донора или акцептора фотоассимилятов является исследование ультраструктуры тканей листа (Гамалей, 2004). Однако данные по ультраструктуре клеток химерных растений очень малочисленны.

Одной из хороших моделей для изучения регуляции развития листа является пестролистная периклинальная химера Ficus benjamina L. cv. 'Starlight', обладающая постоянным распределением клеточных линий в меристеме, четко отграниченными белой и зеленой зонами в листе, обильно ветвящимися побегами.

Актуальным представляется исследование ультраструктуры клеток мезофилла белой и зеленой зон как в молодом, так и в зрелом листе, а также электронно-микроскопическая характеристика структуры пластид белой зоны. Необходим комплексный подход, позволяющий оценить роль ростовых процессов в регуляции допорно-акцепторных отношений в растении, а также их взаимное влияние.

В биологин термин «химера» используется для обозначения организмов, состоящих из генетически неоднородных тканей. Впервые его применил немецкий ботаник Г. Винклер в 1907 г. для обозначения форм растений, полученных в результате сращивания паслёна и томата (Кренке, 1947). Далее Баур в 1909 г., работая с Pelargonium zonale L'Hcr., предположил наличие генетически независимых слоев клеток в апикальной меристеме химер (Джонс, 1936). Первые эксперименты по получению цитохимер Datura stramonium L., в меристеме которых клеточные слои отличались по плоидности, подтвердили наличие трех генетически независимых слоев в апикальной меристеме, LI, L2, L3, участвующих в формировании различных органов и тканей растения (Satina et al., 1940). Пестролистные химерные растения являются удобной моделью для изучения процессов закладки и развития вегетативных органов растений (Dermen, 1951; Marcotrigiano, 2000). Для листьев пестролистных химер характерно наличие генотипически разнородных тканей, различающихся по способности к фотосинтезу. В ряде работ отмеченаповышенная вариабельность развития вегетативных органов у химерных растений (Dulieu, 1967; Pohlheim, 1973) на морфологическом уровне. В некоторых случаях подобное явление связано в различиях параметров клеточного цикла в генетически разнородных тканях (Marcotrigiano, Bernatzky, 1995). Так, пестролистная химера Abutilon Mill, состава GWG (L1 — зеленый, L2 - белый, L3 — зеленый, где LI, L2, L3 — слои туники в апикальной меристеме побега) имеларазную скорость дел епия бел ых и зеленых клеток: бел ые дел ились значительно реже, чем зеленые (Marcotrigiano, 2001 Связь между пестролистностыо и параметрами, не связанными с фотосинтезом была выявлена лишь в последние годы, когда было обнаружено влияние развития пластид на морфологию клетки (Chatterlee et al., 2007), структуру листа (Ahlert et al., 2003) и даже на эмбриогенез целого растения (Berg et al., 2005; Baldwin et al., 2005).). При этом генетически разнородные ткани могут проявлять разную степень и характер взаимодействия, образуя единый орган. У Abutilon клетки генетически зеленого эпидермиса, попадая при периклинальном делении в слой генетически белого мезофилла, приобретали свойственную ему скорость делеиия. Взаимное влияние может также проявиться не только в клеточном цикле (имеется достаточно много примеров компенсации делений края листа клетками центральной зоны и др., полученных не на химерах), но и в метаболических характеристиках ткани. Так, химера Citrus sinenis Osbeck cv. 'Fuhuhara' и С. nastsudaidai Hayata cv. 'Kawano' в различных комбинациях демонстрировала зависимость рН клеточного сока, содержания Сахаров от комбинации генетически разнородных слоев при формировании плодов (Zhou et al., 2002). Существуют также примеры взаимного влияния клеточных слоев в меристеме у химер (Ingram, 2004; Zhu et al., 2007). Таким образом, химерные растения способны к более широкой вариабельности в развитии, кроме того, химера является не просто набором из тканей двух или трех (известны трихимеры) типов, поскольку генетически разнородные ткани способны взаимодействовать между собой, формируя целостные, функционирующие п, во многих случаях, нормальные по форме органы.

Для пестролистных бело-зеленых растений отмечена способность зеленой ткани компенсировать отсутствие фотосинтеза в белой за счет приобретения параметров, характерных для «световых» листьев (Aluru et al., 2001). Данная работа сделана на мутанте по ядерному гену, рисунок листа и соотношение зон неизменно и, т.о., морфологическая компенсация наличия белой зоны не реализуется. Пестролистные бело-зелепые химеры обладают, по сути, автотрофной и гетеротрофной тканями в пределах одного органа — листа и, как было показано выше, способны к большей вариабельности развития, чем 7 нехимерные растения. Эти факты закладывают основу для морфологической компенсации пестролистности и представляют пестролистные химеры как наиболее подходящую модель для изучения этого явления.

С другой стороны, как лист, так и целое растение являются динамичными, постоянно меняющимися системами с функционирующими в них потоками фотоассимилятов, ориентированными по т.н. «донорно-акцепторным диполям» (Гамалей, 2004), в соответствии с системой донорно-акцепторных отношений в целом растении. Основными донорными органами в фотосинтезирующем непаразитическом растении являются листья, акцепторными — подземные запасающие органы, цветки плоды и семена (Мокроносов, 1983), что позволяет исследовать систему донорно-акцепторных отношений на макроскопическом уровне целого растения. На более детальном уровне донорно-акцепториые потоки обычно исследуют в работах по загрузке и разгрузке проводящих тканей, где в пределах одного органа можно наблюдать клетки-доноры и клетки-акцепторы (Гамалей, 2004; Turgeon, 2006). Хорошей моделью для исследования донорно-акцепторных отношений в пределах одного органа является лист, представляющий из себя вначале акцептор, а при созревании превращающийся в донор (Walter et al., 2004). Однако поток Сахаров в листе однонаправлен - либо на разгрузку, либо на загрузку флоэмы, и лишь очень короткое время он сочетает в себе донорный и акцепторный участки (Turgeon, 1989). Пестролистное растение сочетает в себе одновременно производителя и потребителя фотоассимилятов, являясь уникальной моделью для исследования донорно-акцепторных отношений.

Регуляторная роль фотоассимилятов проявляется не только в системе донорно-акцепторных отношений. Роль растворимых Сахаров как тонких регуляторов состояния клетки в последнее время привлекла широкое внимание исследователей (Aubert et al., 1996; Toyooka, 2001; Walter et al., 2003; Wiese et al., 2007; Usadel et al., 2008; Wingler et al., 2009). Наиболее простая связь наблюдается при нехватке Сахаров. Углеводное голодание не просто является одной из самых распространенных причин автофагии (Aubert etal., 1996; Usadel etal., 2008), но и переключателем программы старения органа, определяемого также соотношением углеводов и соединений азота (Wingler et al., 2009). Не менее интересны работы, демонстрирующие влияние Сахаров на рост и развитие. Так, известно, что растворимые сахара подавляют развитие пластид (Гамалей, 2004), что проявляется в неоднородности донорного статуса клеток мезофилла разных участков развивающегося листа - вблизи крупных жилок и вдали от них (Wiese et al., 2007). Потенциально перспективной моделью для изучения влияния потоков фотоассимилятов на весь спектр процессов развития клеток листа - от роста и дифференциации до деградации - является пестролистная химера.

Цель работы. Установить характер взаимодействия зеленой и белой зон в онтогенезе у пестролистной химеры Ficus benjamina L. сорта 'Starlight'. Исследовать влияние донорно-акцепторных отношений на регуляцию закладки листа.

Для ее достижения были поставлены следующие задачи:

1. Охарактеризовать функционирование фотосинтетического аппарата белой и зеленой зон химеры.

2. Дать электронномикроскопическую характеристику пластид зеленой и белой зон листа пестролистной химеры.

3. Описать структуру меристемы и процесс закладки примордия листа химеры Ficus benjamina L. сорта 'Starlight'.

4. Проанализировать анатомические особенности листа пестролистной химеры в связи с взаимодействием генетически разнородных тканей в процессе закладки листа.

5. Проследить динамику ультраструктурных изменений клеток мезофилла белой зоны в ходе онтогенеза листа.

6. Выявить морфофизиологические корреляции между долей фотоассимилирующей поверхности в листе и общей фотосинтезирующей площадью целого растения.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Физиология и биохимия растений», Лабунская, Елена Алексеевна

6. выводы

1. Показано, что зеленая зона листа пестролистной химеры Ficus benjamina 'Starlight' обладает полным составом фотосинтетических пигментов. Выявлено наличие функционально активных хлоропластов гранальной структуры. Это позволяет считать зеленую зону донором фотоассимилятов.

2. Функциональная активность хлоропластов в белой зоне листа Ficus benjamina 'Starlight' доказана рядом независимых методов (анализ пигментного состава, ультраструктурных признаков и индукции флуоресценции хлорофилла). В мезофилле белой зоны зрелого листа пластид не обнаружено. Выявлены литические процессы, схожие с автофагией при углеводном голодании.

3. Показано, что в апикальной меристеме побега химеры Ficus benjamina 'Starlight' есть трехслойная туника, в которой слои L1 и L3 являются инициалями зеленых клеток, а слой L2 производит белые клетки. Вариабельность соотношения зон в листе определяется регуляторными событиями на уровне примордия листа. Соотношение зон в листе и их контуры после разворачивания листа не меняются.

4. При развитии примордия листа рост генетически разнородных клеток в длину и ширину скоординирован. Обнаружено, что дифференциация мезофилла на столбчатый и губчатый в генетически разнородных группах клеток происходит автономно.

5. Выявлена зависимость состояния клеток мезофилла белой зоны от донорпо-акцепторного статуса листа. Начало литичсских процессов коррелирует со сменой акцепторной функции листа на донорную и с замедлением роста. В пределах зрелого листа высокий отток Сахаров из зеленой зоны выражается в исчезновении крахмальных зерен. Доказано снабжение белой зоны зеленой фотоассимилятами.

6. Обнаружено, что соотношение зон в листе пестролистной химеры Ficus benjamina 'Starlight' не зависит от интенсивности освещения. Выявлена эндогенная регуляция соотношения зеленой и белой зон в примордии по принципу обратной связи: с увеличением суммарной фотоассимилирующсй площади всего растения возрастает доля белой зоны при закладке каждого нового листа.

5. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В природе и среди культурных растений известно немало пестролистных форм. Однако причины пестролистности могут быть различны. Часто это связано с дефектами в цепи биосинтеза хлорофилла, однако известны и другие причины, такие как, например, фотодеструкция зеленых пигментов (Takahashi et al., 2002). Для выяснения причин альбинизма белой зоны химеры F. benjamina 'Starlight' нами был проведен ряд исследований. Методом ВЭЖХ была показана идентичность качественного состава пигментов в белой и зеленой зонах листа химеры. Продуктов деградации хлорофилла а и b обнаружено не было. Это позволяет сделать вывод об отсутствии процессов фотодеструкциивбелойзонелистахимеры.Другаягипотезапредполагаланаличиепластид в белой зоне, не являющихся хлоропластами. Качественная реакция на крахмал (J /KJ) показала отсутствие амилопластов в белой зоне. Собственная флуоресценция хлорофилла - под флуоресцентным микроскопом показала наличие пластид, содержащих хлорофилл в клетках мезофилла белой зоны молодого листа. Исследование ультраструктуры клеток белой зоны подтвердило наличие хлоропластов. Сразу после разворачивания листа белые клетки практически неотличимы от зеленых. В начале развития для белой зоны характерен светло-зеленый цвет, но по мере роста листовой пластинки она приобретает типичный белый цвет, и в листе, закончившем рост, контрастно отличается от зеленой зоны. Те же тенденции прослеживаются и в количественном составе пигментов — верхний ярус листьев, содержащий преимущественно молодые листья, демонстрирует максимальное для белой зоны содержание всех фотосинтетических пигментов. Возможно, что по мере развития листа в белой зоне падает число пластид на единицу объема ткани. Таким образом, белый фенотип F. benjamina 'Starlight' объясняется скорее низким числом хлоропластов в клетках, чем повреждением в цепи биосинтеза хлорофилла или фотодеструкцией. Электронно-микроскопические исследования показали частичную деградацию содержимого клеток мезофилла в белой зоне, начинающейся практически сразу после окончания роста листа растяжением. Пластиды деградируют с образованием миелиноподобпых структур (Douce, Joyard, 1980), формируются электронно-плотные пластоглобулы, и в зрелом листе белый мезофилл не содержит хлоропластов.

Дана характеристика фотосинтетического аппарата зеленой зоны листа химеры F. benjamina 'Starlight'. Зеленая зона обладает функционально активным фотосинтетическим аппаратом, что было показано методами индукции флуоресценции, электронной микроскопии, а также количественным определением пигментов. В сравнении с зеленым генетически однородным сортом 'Daniel' содержание пигментов в зеленой зоне пестролистной химеры 'Starlight' несколько снижено. Кроме того, доля нефотохимического тушения при увеличении интенсивности света возрастает быстрее, чем в зеленом сорте, что может говорить о более низких оптимальных интенсивностях освещения для химеры. Возможно, эти особенности являются сортовыми. Несомненно, что зеленая зона является полноправным источником фотоасснмилятов для нефотосинтезирующих частей растения.

Лист пестролистной химеры i? benjamina 'Starlight'содержит зеленую (донорную) и белую (акцепторную) зоны. Этот факт заставляет поставить вопрос о непосредственном снабжении белой зоны фотоассимилятами из зеленой в пределах одного листа. Следует отметить, что у F. benjamina 'Starlight' жилки листа идут непрерывно из белой в зеленую зону, что говорит о согласованном развитии жилок в генетически разнородных клетках и о связи белой и зеленой зон через проводящую систему. Однако главный вопрос заключается в том, возможна ли передача фотоассимилятов из зеленой зоны в белую. Собственный фотосинтез маловероятен в качестве основного источника даже для молодой белой зоны. Приток Сахаров из других донорных органов - листьев - по проводящей системе также маловероятен, поскольку массовый флоэмный ток однонаправлен: либо он ориентирован на разгрузку флоэмы, либо па ее загрузку (Turgeon, 1984). Молодой лист в конце фазы роста растяжением, по достижении 60 - 90% от своей максимальной площади, становится донорным органом (Мокроносов, 1983), начинают работать мелкие терминальные жилки, происходит загрузка флоэмы сахарами из мезофилла и отток фотоассимилятов (Turgeon, 2006). Следовательно, остается только снабжение белой зоны зеленой в пределах одного листа. Исчезновение крахмальных зерен в зеленой зоне зрелого листа указывает на такую возможность.

Мы предлагаем модель, состоящую из нескольких механизмов снабжения белой зоны (рис. 5.1), которые могут реализовываться в различной степени.

1. Симпластпый лист F. benjamina 'Starlight' относится к гетсробарическому типу организации транспортных потоков воды и фотоассимилятов в листовой паренхиме (Гамалей, 2004). Он разделен жилками на автономные, независимо сохраняющие тургор, домены. От ксилемы вода поднимается вверх, к адаксиальной стороне листовой пластинки и снабжает последовательно эпидермис, субэпидермальные клетки, проходит через мезофилл и возвращается во флоэму, обогащенная сахарами (Гамалей, 2004).

В переходной зоне слой белого столбчатого мезофилла всегда занимает адакеиальное положение по отношению к зеленому столбчатому мезофиллу. Таким образом, возможен захват Сахаров циклическим током. Он начинается от ксилемы, по апопласту проходит через зеленые клетки мезофилла и, обогащаясь сахарами, попадает в выше лежащий столбчатый белый мезофилл (восходящий циркуляционный ток — красные стрелки на рис. 5.1, Б, 7). Далее водный раствор проходит через толщу мезофилла вниз и возвращается во флоэму (нисходящий циркуляционный ток — синие стрелки на рис. 5.1, Б, 1). Пересекая границу между зелеными и белыми клетками, циркуляционный ток способствует снабжению белой зоны фотоассимилятами.

2. Второй возможный механизм снабжения сахарами белой зоны - дальний транспорт с массовым ксилемным током (реализуется в листьях 5 группы — 0 — 25% зеленой зоны) (рис. 5.1, Б, 4). При прохождении рядом с сосудами флоэмы возможна частичная утечка Сахаров в апопласт и далее в ксилсму. Ксилемный массовый ток по боковым жилкам направлен в сторону белой зоны, где с циклическим током сахара попадают в клетки белой зоны, близкие к проводящим элементам. Это подкрепляется фактом гетероген

Главная жилка

Терминальная жилка

Боковая жилка ксилема флоэма

Боковая жилка

Терминальная жилка

Рисунок 5.1. Модель донорно-акцепторного взаимодействия донорной и акцепторной зон в листе пестролистной химеры F. benjamina 'Starlight'. А - участок листа с сетью мелких жилок; Б - схема транспортных потоков фотоасснмилятов. Схема листа дана в поперечном и тангентальном сечении.

1 - циркуляционный поток в гетеробарическом листе, переносящий сахара от зеленых к белым клеткам в переходной зоне.

2 - прямое снабжение из зеленого мезофилла через вторичные плазмодесмы и/или апопласт (ближний транспорт).

3 - поступление с током флоэмы из мелких терминальных жилок, начинающихся в зеленой зоне. На периферии листа из-за высокой разветвленности скорость флоэмного тока падает, возникает градиент осмотического давления.

4 - поступление с массовым током ксилемы. Сахара поступают в ксилему путем утечки из флоэмы в апопласт или при дальнем транспорте фотоасснмилятов ности литических процессов в белой зоне, которые замедлены в клетках, прилежащих к проводящим элементам.

3. Возможна непосредственная передача Сахаров от клеток зеленого мезофилла к белым в области переходной зоны по вторичным плазмодесмам или апопласту (ближний транспорт - рис. 5.1, Б, 2).

4. Крупные жилки в листе F. benjamina 'Starlight' идут от белой зоны к зеленой и соединяются непосредственно с центральной жилкой (массовый отток по флоэме). Однако терминали некоторых мелких жилок, заключенных между крупными, лежат в зеленой зоне. Далее жилки идут в белую зону, разветвляются на периферии листовой пластинки и впадают в боковые жилки (рис. 5.1, А).

В проводящих элементах с малым диаметром скорость потока падает. Такие условия создаются при сильной разветвленное™ сети1 па периферии листовой пластинки. В терминальной сети возникают застойные явления. При этом массовый ток не оказывает значительного влияния на направление движения флоэмного экссудата.

Таким образом, в зеленой зоне происходит загрузка фотоассимилятов в терминальные жилки, на границе двух зон возникает градиент осмотического давления, направленный в сторону белой зоны, и движение фотоассимилятов в мелких терминальных жилках будет направлено в сторону белой зоны (рис. 5.1, Б, 3).

5. Можно предположить, что лизис клеточных структур, обнаруженный в белой зоне листа, также вносит вклад в повышение концентрации растворимых Сахаров. Этот механизм может быть только дополнительным, поскольку в отсутствие снабжения сахарами через 7-10 дней клетки листа погибают в результате автофагии. Однако, жизнеспособность клеток белой зоны сохраняется в течение более 90 дней,что невозможно без поступления растворимых Сахаров от тканей-доноров.

Таким образом, белая и зеленая зоны формируют донорно-акцепторные отношения в пределах одного листа пестролистной химеры F. benjamina 'Starlight'.

Процесс формирования листа в ходе онтогенеза находится под сложным физиологическим контролем, включающим как межклеточные взаимодействия, так и регуляцию на уровне целого органа. Лист химерного растения состоит из генетически разнородных зон и, тем не менее, имеет форму, характерную для генетически однородных сортов данного вида. Э i о позволяет предполагать согласованное развитие разных участков листа — его края и центральной зоны, основания и кончика — по всем осям, координацию делений генетически зеленого эпидермиса и белого мезофилла при формировании края листа.

В некоторых химерах (Ficus benjamina 'Curly', например) подобной согласованности нет, белые и зеленые клетки, делясь, очевидно, с разной скоростью, не согласуют свои деления и образуют сильно деформированный лист (см. Приложение, рис. 1, Б).

При рассмотрении тканевой дифференцировки подобной координации нет - в переходной зоне формируется два независимых слоя мезофилла вместо одного (белый и зеленый). Толщина губчатого мезофилла при этом варьирует в зависимости от размера

87 клина зеленой ткани.

Система целого растения у древесного F. benjamina 'Starlight' представлена несколькими порядками ветвления (до 4 порядка, если считать нулевым главную ось), что усложняет систему притока/оттока фотоассимилятов и сигнальных взаимодействий. Однако именно в подобной сложной системе хорошо прослеживается закономерность образования листьев с разной долей зеленой зоны на ветвях разного порядка. Так, главная ось и начальные порядки несут листья с наибольшей долей зеленой зоны, тогда как самые высокие порядки ветвления обладают листьями с минимальной долей фотоассимилирующей поверхности.

Возможно, в модельной системе F. benjamina 'Starlight' одним из регуляторных механизмов может служить общая продукция Сахаров. При увеличении фотосинтези-рующей поверхности в примордии листьев поступает больше Сахаров, площадь зеленой зоны в них становится меньше. На самых молодых побегах высокого порядка в начале развития листовой серии из-за обилия фотоассимилятов могут закладываться практически белые листья. Это подтверждается данными эксперимента, где все листья были образованы одной меристемой и не происходил отток Сахаров в боковые побеги. Чем больше фотосинтетически активная площадь, тем больше белой ткани развивается в примордиях листьев. Вероятно, существует оптимальное соотношение между площадями белой и зеленой зон, преобладающее в большинстве растений (50 - 75% зеленой зоны в листе). Если доля белой зоны превышает эту величину, ощущается недостаток Сахаров, и новые примордии вынуждены образовывать больше зеленого мезофилла.

Таким образом, пестролистная химера, имеющая в листе как фотосинтезирующую, так и нефотосинтезирующую ткани, представляет собой единый целостный организм, в рамках которого происходит регуляция соотношения тканей-доноров и тканей-акцепторов Сахаров в процессе развития каждого листа отдельно в зависимости от трофических и гормональных факторов.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Лабунская, Елена Алексеевна, 2009 год

1. Абдрахимов Ф. А., Баташева С.Н., Бакирова Г.Г., Чиков В.И., 2008. Динамика изменения ультраструктуры листовых пластинок льна-долгунца при торможении транспорта ассимилятов анионом нитрата // Цитология, т. 50, № 8, с. 700 710

2. Бухов Н.Г., 2004. Динамическая световая регуляция фотосинтеза// Физиология растений,т.51, №6, с. 825-837.

3. Ванюшин Б.Ф., 2001. Апоптоз у растений // Успехи биологической химии, т. 41, с. 3-38

4. Гайер Г. Электронная гистохимия. М.: Мир, 1974 488 с.

5. Гамалей Ю.В., 1998. Фотосинтез и экспорт фотосинтатов. Развитие транспортной системы и донорно-акцепторных отношений // Физиология растений, т. 45, №4, с. 614-631

6. Гамалей Ю.В. Транспортная система сосудистых растений // СПб.: Изд-во С.-Петерб. ун-та, 2004. 424 с.

7. Джонс У.Н. Растительные химеры и прививочные гибриды. M.-JL: Гос. Изд-во биологической и медицинской литературы, 1936 132 с.

8. Кренке Н.П. Химеры растений. М: Изд-во Академии Наук СССР, 1947373с.

9. Лотова Л.И. Морфология и анатомия высших растений. М.:Изд-во «Эдиториал УРСС», 2000 528 с.

10. Мокроносов А.Т. Фотосинтетическая функция и целостность растительного организма. М: «Наука» 1983 64 с.

11. Мокроносов А.Т., Гавриленко В.Ф., Жигалова Т.В., под ред. И.П. Ермакова. Фотосинтез. Физиолого-экологические и биохимические аспекты. М: Издательский центр «Академия», 2006 - 448 с.

12. Прозина М.Н. Ботаническая микротехника. М.: «Высшая школа», 1960. — 208 с.

13. Романова Н.И., Воробьева И.А., Горская Н.В., Мальдова Е.Д., Казакова А.С., Ладыгина М.Е., Бухова И.Ф. Физиология и биохимия растений-каучуконосов // Под ред. М.В. Гусева, Р.Г. Бутенко. М., Изд-во Моек. Ун-та, 1983. 173 с.

14. Рубин А.Б., Кренделева Т.Е., 2003. Регуляция первичных процессов фотосинтеза. // Успехи биологической химии, т.43, с.225-266

15. Самуилов В.Д. 2001. Программируемая клеточная смерть у растений // СОЖ, т.7, № 10

16. Силаева A.M. Структура хлоропластов и факторы среды. // Киев: Наук, думка, 1978. 204 с.

17. Справочник по ботанической микротехнике. Справочное руководство / Барыкина Р.П., Веселова Т.Д., Девятов А.Г., Джалилова Х.Х., Ильина Г.М., Чубатова Н.В.1. М.: МГУ, 2004. —312 с.

18. Сытник К.М., Мусатенко Л.И., Богдангова Т.Л. Физиология листа. // Киев: Наук, думка, 1978. 392 с.

19. Тимонии А.К., 1984. Анатомия вегетативных листьев некоторых видов Amaranthus L. 1.Развитие. // Бюл.МОИП, Отд.Биол., т.89, вып.2., стр.81-88

20. Уикли Б. Электронная микроскопия для начинающих. М.: Мир, 1975. 324с.

21. Физиология растений: учебник для студентов ВУЗов. // Алехина Н.Д., Балнокин Ю.В., Гавриленко В.Ф., Жигалова Т.В., Мейчик Н.Р., Носов A.M., Полесская О.Г., Харитонашвили Е.В., Чуб В.В.; Под ред. Ермакова И.П. М.: «Академия», 2005.- 640 с.

22. Фрей-Висслинг А, Мюлеталер К. Ультраструктура растительной клетки.// М.: Мир, 1968.-454 с.

23. Хагеман Р. Плазматическая наследственность. М: Изд-во иностранной литературы, 1962- 112 с.

24. Эсау, К. Анатомия растений. М.: Мир, 1969. 554 с.

25. Ahlert D., Ruf S., Bock R., 2003. Plastid protein synthesis is required for plant development in tobacco // PNAS, vol. 100, № 26, pp. 15730 15735

26. Ajcllo L., 1941. Cytology and cellular interrelations of cystolyth formation in Ficus elastica // Amer. J. Bot., vol. 28, №7, pp. 589 594

27. Aluru M.R., Bae H., Wu D., Rodermel S.R., 2001. The Arabidopsis immutans mutation affects plastid differentiation and the morphogenesis of white and green sectors in variegated plants // Plant Physiol., vol. 127, pp. 67 77

28. Ameisen J. C. On the origin, evolution, and nature of programmed cell death: a timeline of four billion years // Cell Death Differ., vol. 9, pp. 367-393

29. Amiard V., Mueh K.E., Demmig-Adams В., Ebbert V., Turgeon R., Adams W.W., 2005. Anatomical and photosynthetic acclimation to the light environment in spieccs with differing mechanisms of phloem loading//PNAS, vol.102, № 36, pp. 12968-12973

30. Baldwin A., Wardle A., Patel R., Dudley P., Park S.K., Twell D., Inoue K., Jarvis91

31. P., 2005. A Molecular-Genetic Study of the Arabidopsis Toc75 Gene Family // Plant Physiol., vol. 138, pp. 715-733

32. Bassham D., 2007. Plant autophagy — more than a starvation response // Curr. Opin. Plant Biol. vol. 10, № 6, pp. 587 593

33. Beardsell D., Norden U., 2004. Ficus rubiginosa 'Variegata', a chlorophyll-deficient chimera with mosaic patterns created by cell divisions from the outer meristematic layer//Ann. Bot., vol. 94. pp. 51 58

34. Bennett J., 1991. Protein phosphorylation in green plant chloroplasts // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., vol. 42, pp. 281 311

35. Berg M., Rogers R., Muralla R., Meinke D., 2005. Requirement of aminoacyl-tRNA synthetases for gametogenesis and embryo development in Arabidopsis // Plant J., vol. 44, № 5, ppr. 866-878

36. Binding H., Witt D., Monzer J., Mordhorst G., Kollmann R., 1987. Plant cell graft chimeras obtained by co-culture of isolated protoplasts // Protoplasma, vol 141, pp. 6473

37. Blakeslee A.F., Avery A.G., 1937. Methods of inducing doubling of chromosomes in plants by treatment with colchicine // J. Heredity, vol. 28, pp. 393 -411

38. Blaser H. W., Einset J., 1948. Leaf development in six periclinal chromosomal chimcras of apple varieties //Amer. J. Bot., v. 35, №8, p. 473-482

39. Bonora A., Pancaldi S., Gualandri R., Fasulo M.P., 2000. Carotenoid amd ultrastructure variations in plastids of Arum italicum Miller fruit during maturation and ripening // J. Exp. Bot., vol. 51, № 346, pp. 873 884

40. Botanik online. Dr. Peter von Sengbusch, der Universitat Hamburg).http://www. biologie.uni-hamburg.dc/b-online/d00/inhalt.htm, http://www.biologie.uni-hamburg.de/b-online/el2/2.htm

41. Bradbury M., Baker N.R., 1984. A quantitative determination of photochemical and non-photochemical quenching during the slow phase of the chlorophyll fluorescence induction curve of bean leaves // Biochim. Biophys. Acta, vol. 765, pp. 275 -281

42. Brehelin C., Kessler F., van Wijk K. J., 2007. Plastoglobules: versatile lipoprotein particles in plastids //Trends in Plant Sc., vol. 12, № 6, pp. 260 266

43. Briantais J. M., Lichtenthaler H., Valentini R., Moya I.,1993. Significance of chlorophyll fluorescence in plant physiology: an overview. Final Report of Lasfleur (EU380) Eureka project, ECSC-EEC-EAEC Brussels, pp. 11 46

44. Bursch W., 2004. Multiple cell death programs: Charon's lifts to Hades // FEMS Yeast Res., vol. 5, pp. 101 110

45. Cerioli S., Marocco A., Maddaloni M., Motto M., Salamini F., 1994. Early event in maize leaf epidermis as revealed by cell lineage studies // Development, vol. 120, № 8, pp. 2113-2120

46. Chatterjee M., Sparvoli S., Edmunds C., Garosi P., Findlay K., Martin C., 1996. DAG, a gene required for chloroplast differentiation and palisade development in Antirrhinum majus // EMBO J., vol. 15, № 16, pp. 4194 4207

47. Chen M.-H., Liu L.-F., Chen Y.-R., Wu H.-K., Yu S.-M., 1994. Expression of a-amylases, carbohydrate metabolism, and autophagy in cultured rice cells is coordinately regulated by sugar content // Plant J., vol. 6, № 5, pp. 625 636

48. ChenX.-Y., Kim J.-Y., 2006. Transportofmacromoleculesthroughplasmodesmata and the phloem // Physiol. Plant., vol. 126, № 4, pp. 560 571

49. Dermen, H. 1947. Periclinal cytochimeras and histogenesis in cranberry // Amer J Bot, vol. 34, pp. 32^43

50. Dermen, H., 1951. Ontogeny of tissues in stem and leaf of cytochimeral apples //Amer. J. Bot., v. 38, № 10, pp. 753-760

51. Ding В., Parthasarathy M.V., Niklas K., Turgeon R., 1988. A morphometric analysis of the phloem-unloading pathway in developing tobacco leaves // Planta, vol. 176, № 3, pp. 307-318

52. Donnelly P.M., Bonetta D., Tsukaya H., Dengler R.E., Dengler N.G., 1999. Cell cycling and cell enlargement in developing leaves of Arabidopsis // Dev. Biol., vol. 215, pp. 407 -419

53. Doring H.-P., Lin J., Uhrig II., Salamini F., 1999. Clonal analysis of the development of the barley ( Hordeum vulgare L.) leaf using periclinal chlorophyll chimeras // Planta, vol. 207, № 3, pp. 335 342

54. Douce R., Joyard J., 1980. Biochemistry and function of the plastid envelope // Annu. Rev. Cell Biol., vol. 6, pp. 173 216

55. Duysen M.E., Freeman T.R., 1975. Partial restoration of the high rate of plastid pigment development and the ultrastructure of plastids in detached water-stressed wheat leaves // Plant Physiol., vol. 55, pp. 768 773

56. Falk R.H., Gifford E.M. Jr., Cutter E.G., 1971. The effect of various fixation schedules on the scanning electron microscopic image of Tropaeolum majus // Amer. J. Bot., vol. 58, pp. 676 680

57. Fatih Ali Canli, 2003. A review on thornless roses// Pakistan Journ.Biol.Sciences, v. 6,№ 19, pp. 1712-1719

58. FerjaniA.,HoriguchiG., Yano S., Tsukaya H., 2007. Analysis of leaf development in fugu mutants of Arabidopsis reveals three compensation modes that modulate cell expansion in determinate organs // Plant Physiol., vol. 144, pp. 988 999

59. Fleurat-Lcssard P., 1981. Ultrastructural features of the starch sheath cells of the primary pulvinus after gravistimulation of the sensitive plant (Mimosa pudica L.) // Protplasma, vol. 105, №3-4, pp. 177-184

60. Foard D.E., 1971. The initial protrusion of a leaf primordium can form without concurrent periclinal cell divisions // Can. J. Bot., vol. 49, № 9, pp. 1601 1603

61. Foster A.S., 1939. Problems of structure, growth and evolution in the shoot apex of seed plants // Bot. Rev., vol. 5., № 8, pp. 454 470

62. Frank M., Guivarch A., Krupkova E., Lorenz-Meyer I., Chriqui D., Schmulling Т., 2002. Plant J., vol. 29, № 1, pp. 73 85

63. Geiger D.R., Giaquinta R.T., Sovonick S.A., Fellows R.J., 1973. Solute distribution in sugar beet leaves in relation to phloem loading and translocation // Plant Physiol., vol. 52, pp. 585 589

64. Gill D.E., Chao L., Perkins S.L., Wolf J.B., 1995. Genetic mosaicism in plants and clonal animals // Annu. Rev. Plant Ecol. Syst., vol. 26, pp. 423 444

65. Golstein P., Kroemer G., 2006. Cell death by necrosis: towards a molecular definition // Trends in Bioch. Sc., vol. 32, № 1, pp. 37 43

66. Golz J. F., Hudson A., 2002. Signalling in plant lateral organ development // Plant Cell, vol. 14, pp. 277-288

67. Gonfalves J.F. De Carvalho, Marenco R.A., Vieira G., 2001. Concentration of photosynthetic pigments and chlorophyll fluorescence of Mahogany and Tonka bean under two light environments.//R.Bras.Fisiol.Veg., v. 13, №2, p. 149-157

68. Hagcmann W., Gleissberg S., 1996. Organogenetic capacity of leaves: The significance of marginal blastozones in angiosperms // Plant Syst Evol., vol. 199, № 3 4, pp. 121 - 152

69. Hake S., Char B.R., Chuck G., Foster Т., Long J., Jackson D., 1995. Homeobox genes in the functioning of plant meristems // Phylos.Transaetions Royal Soc. London, Series В., vol. 350, № 1331, pp. 45 51

70. Hall L.N., Langdale J. A., 1996. Molecular genetics of cellular differentiation in leaves // New Phytol., vol. 132, № 4, pp. 533 553

71. Hansen M. J. Genotyp- Identifizierung und Wechselwirkungen an zwei Populus-Chimaren (Dissertation) // Humboldt-Universitat zu Berlin.Datum der Promotion: 14.07.2005

72. Hara N., 1995. Developmental anatomy of the three-dimensional structure of the vegetative shoot apex // J. Plant Res, vol. 108, pp. 115 125

73. Haritatos E., Medvillc R., Turgeon R., 2000. Minor vein structure and sugar transport in Arabidopsis thaliana// Planta, vol. 211, № 1, pp. 105 111

74. Harrison C. J., Rezvani M., Langdale J.A., 2007. Growth from two transient apical initials in the meristem of Selaginella kraussiana // development, vol. 134, pp. 881 — 889

75. Hemerly A., Engler J. de A., Bcrgounioux C., Montagu M.V., Engler G., Inze D., Ferreira P., 1995. Dominant ccll negative mutants of the Cde2 kinase uncouple cell division from iterative plant development // EMBO J., vol. 14, № 16, pp. 3925 3936

76. Hofshi R., Arpaia M.L., 2002. Avocado fruit abnormalities and defects revisited // California Avocado Society, Yearbook, vol. 86, pp. 147-162

77. Holdaway-Clarke T. L., Walker N.A., Overall R.L., 1996. Measurement of the electrical resistance of plasmodesmata and membranes of corn suspension-culture cells // Planta, vol. 199, № 4, pp. 537 544

78. Jackson D., Veit В., Hake S., 1994. Expression of maize KNOTTED-1 related homeobox genes in the shoot apical meristem predicts patterns of morphogenesis in the vegetative shoot // Development, vol. 120, № 2, pp. 405 413

79. Jankovsky J.P., Smith I.G., Nelson Т., 2001. Specification of bundle sheath cell fates during maize leaf development: roles of lineage and positional information evaluated through analysis of the tangledl mutant // Development, vol. 128, pp. 2747 2753

80. K.A. Руке, 1997. The genetic control ofplastid division in higher plants//Amer. J. Bot., vol. 84, № 9, pp. 1017 1027

81. Kaplan D.R., Hagemann W., 1991. The relationship of cell and organism in vascular plants // Bioscience, vol. 41, № 10, pp. 693 703

82. Kcrstetter R.A., Bollman K., Taylor A.R., Bomblies K., Poethig R.S., 2001. KANADI regulates organ polarity in Arabidopsis // Nature, vol. 411, pp. 706 709

83. Kessler S., Seiki S., Sinha N., 2002. Xcll causes delayed oblique periclinal cell divisions in developing maize leaves, leading to cellular differentiation by lineage instead of position // Development, vol. 129, pp. 1859 1869

84. Ко J.H., Chow K.S., Han K.H., 2003. Transcriptome analysis reveals novel features of the molecular events occurring in the latificcrs of Hevea brasiliensis para rubber tree) // Plant Mol. Biol., vol. 53, № 4, pp. 479 -492

85. Kohler R.H., Hanson M.R., 2000. Plastid tubules of higher plants are tissue-specific and developmentally regulated // Journ. Cell Sci., vol. 113, pp. 81-89

86. Korn R.W., 2001. Analysis of shoot apical organization in six species of the95

87. Cupressaceae based on chimeric behavior //Amer. J. Bot., vol. 88 pp. 1945 1952

88. Korn R.W., 1993. Apical cells as meristems // Acta Biotheor., vol. 41, pp. 175- 189

89. Korn R.W., 2002. Chimeric patterns in Juniperus chinensis 'Torulosa Variegata' (Cupressaceae) expressed during leaf and stem formation // Amer. J. Bot., vol. 89, pp. 758 -765

90. Korner C., Pelaez M.-R. S., John P.C.L., 1989. Why are bonsai plants small? A consideration of cell size //Aust. J. Plant Physiol., vol. 16, № 5, pp. 443 448

91. Krause G.H.,Weis E., 1991. Chlorophyll fluorescence and photosynthesis: The Basics //Annu.Rev.Plant Physiol.Plant Mol.Biol. vol. 42, pp. 313-349

92. Kiihn C., 2003. A comparison of the sucrose transporter systems of different plant species // Plant Physiol., vol. 5, pp. 215 — 232

93. Lake J. A., Quick W. P., Beerling D. J., Woodward F. I., 2001. Plant development: signals from mature to new leaves.// Nature, v. 411, № 154

94. Lam E., 2004. Controlled cell death, plant survival and development // Nature Rev. Mol. Cell Biol., vol. 5, pp. 305 315

95. Langdale J.A., Lane В., Frceling M., Nelson Т., 1989. Cell lineage analysis of maize bundle sheath and mesophyll cells // Dev. Biol., vol. 153, № 1, pp. 128 139

96. Leibe S., Quader H., 1994. Myosin in onion (Allium сера) bulb scale epidermal cells: involvement in dynamics of organelles and endoplasmic reticulum // Physiol. Plant., vol. 90, № l,pp. 114-124

97. Leyser O., Day S. Mechanisms in plant development // Blackwell Publishing Ltd, 2007-241 p.

98. Li C., Potuschak Т., Colon-Carmona A., Gutierrez R.A., Doerner P., 2005. Arabidopsis TCP20 links regulation of growth and cell division control pathways // PNAS, vol. 102, №36, pp. 12978- 12983

99. Lichtenthaler H.K., Rinderle U., 1988. The role of chlorophyll fluorescence in the detection of stress conditions in plants // CRC Crit. Rev. Anal. Chem., vol. 19, suppl. 1, pp. 29-85

100. Lichtenthaler K., 1987. Chlorophyll and carotenoids: pigments of

101. Lineberger, R.D., Druckenbrod, M., 1985.Chimeral nature of the Pinwheel flowering African Violets (Saintpaulia, Gesneriaccae) // Amer. J. Bot., v. 72, № 8, p. 12041212

102. Liu Y., Schiff M, Czymmek K., Talloezy Z., Levinc В., Dinesh-Kumar S.P., 2005. Autophagy regulates programmed cell death during the plant innate immune response // Cell, vol. 121, pp. 567-577

103. Ljubesic N., Wrischer M., Devide Z., 1991. Chromoplasts the last stages in plastid development // Int. J. Dev. Biol., vol. 35, pp. 251 - 258

104. Lopez-Juez E., 2007. Plastid biogenesis, between light and shadows // J. Exp. Bot., vol. 58, № 1, pp. 11 -26

105. Lopez-Juez E., Руке К., 2005. Plastids unleashed: their development and their96integration in plant development // Int. J. Dev. Biol., vol. 49, pp. 557-577

106. Lucas WJ, Boucl^-Pillon S, Jackson D.P, Nguyen L., Baker L., Ding В., Hake S., 1995. Selective trafficking of KNOTTED 1 homcodomain protein and its mRNA through plasmodesmata// Science, vol. 270, № 5244, pp. 1943 1944

107. Lucas W.J., Ding В., van der Schoot C., 1993. Plasmodesmata and the supracellular nature of plants // New Phytol., vol. 125, pp. 435 476

108. Lucas W.J., Lee J.-Y., 2004. Plasmodesmata as a supracellular control network in plants //Nature Rev. Mol. Cell Biol., vol. 5, pp. 712 726

109. Lyndon R.F., 1970. Rates of cell division in the shoot apical meristem of Pisum //Ann. Bot., vol. 34, № 1, pp. 1 17

110. Maple J., Aldridge C., Moller S.G., 2005. Plastid division is mediated by combinatorial assembly of plastid division proteins // Plant J., vol.43, № 6, pp. 811-823'

111. Marcotrigiano M., 1986. Origin of adventitious shoots regenerated from cultured tobacco leaf tissue //Amer. J. Bot., vol. 73, № 11, pp. 1541 1547

112. Marcotrigiano M., 1997. Chimeras and variegation: patterns of deceit // HortScience, vol. 32, № 5, pp. 773 784

113. Marcotrigiano M., 2000. Herbivory could unlock mutations sequestered in stratified shoot apices of genetic mosaics // Amer. J. Bot., vol. 87, № 3, pp. 355 — 361

114. Marcotrigiano M., 2001. Genetic mosaics and the analysis of leaf development // Int. J. Plant Sci., vol. 162, № 3, pp. 513 525

115. Marcotrigiano M., Bernatzky R., 1995. Arrangement of cell layers in the shoot apical meristems of pcriclinal chimeras influences cell fate // Plant J., vol. 7 (2), pp. 193 202

116. Marcotrigiano, M., Morgan, P.A., 1988. Chlorophyll-deficient cell lines which are genetically uncharacterized can be inappropriate for use as phenotypic markers in developmental studies //Amer. J. Bot., v. 75, № 7, p. 985-989

117. Marty F., 1978. Cytochemical studies on GERL, provacuoles, and vacuoles in root meristematic cells of Euphorbia // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, vol. 75, №2, pp. 852 856

118. McCaskill A., Turgeon R., 2007. Phloem loading in Verbascum phoeniccum L.

119. McConnell J.R., Barton M.K., 1998. Leaf polarity and meristem formation in Arabidopsis // Development, vol. 125, № 15, pp. 2935-2942

120. McConnell J.R., Emery J., Eshed Y„ Bao N., Bowman J., Barton K., 2001. Role of PHABULOSA and PHAVOLUTA in determining radial patterning in shoots // Nature, vol. 411,pp. 709-713

121. Murashige Т., Scoog F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassay with tobacco tissue // Physiol. Plant., vol. 15, pp. 473-479

122. Musser R.L., Thomas S.A., Wise R.R., Peeler T.C., Naylor A.W., 1984. Chloroplast ultrastructure, chlorophyll fluorescence, and pigment composition in chilling97stressed soybeans // Plant Physio., vol. 74, pp. 749 754

123. Neuhaus H.E., Emes M.J., 2000. Nonphotosynthetic metabolism in plants // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., vol. 51, pp. Ill 140

124. Ohad I., Koike H., Shochat S., Inoue Y., 1988. Changes in the properties of reaction center II during the initial stages of photoinhibition as revealed by thermoluminescence measurements // Biochim. Biophys. Acta, vol. 933, № 2, pp. 288 298

125. Otsuga D., DeGuzman В., Priqqe M.J., Drews G.N., Clark S.E., 2001. REVOLUTA regulates meristem initiation at lateral positions // Plant J., vol. 25, № 2, pp. 233 -236

126. Pintea A., Bele C., Andrei S., Socaciu C.,2003. HPLC analysis of carotenoids in four varieties of Calendula officinalis L. flowers. //Acta Biologica Szegediensis vol. 47, pp.3740.

127. Poethig R.S., 1987. Clonal analysis of ccll lineage patterns in plant development //Amer. J. Bot., vol. 7494, pp. 581 594

128. Poethig R.S., 1997. Leaf morphogenesis in flowering plants // Plant Cell, vol. 9, pp. 1077- 1087

129. Pohlheim F., 2003. Vergleichende Untersuchungen zur Sprossvariation bei Plectranthus L'Herit. (Lamiaceae) // Feddes Repertorium, vol. 114, № 7-8, pp. 488-496

130. Popham R.A., Chan A,P, 1950. Zonation in the vegetative stem tip of Chrysanthemum morifolium Bailey //Amer. J. Bot., vol. 37, № 6, pp. 476-484

131. Руке К., 2006. Plastid division: the squeezing gets tense // Curr. Biol., vol. 16, № 2, pp. 60 62

132. Руке К., 2007. Plastid biogenesis and differentiation. In: Cell and molecular biology ofplastids // (Ed.) R.Bock:Springer, 2007 524 p.

133. Руке К., Zubko M.K., Day A. Marking cell layers with spectinomycin provides a new tool for monitoring cell fate during leaf development // J. Exp. Bot., vol. 51, № 351, pp. 1713-1720

134. Reape T.J., McCabe P.F., 2008. Apoptotic-like programmed cell death in plants // New Phytol., vol. 180, pp. 13 26

135. Reggiory F., Klionsky D.J., 2002. Autophagy in the eukaryotic cell // Eucaryotic Cell, vol. 1, №1, pp. 11-21

136. Reinhardt D., Frenz M., Mandel Т., Kuhlemeier C., 2005. Microsurgical and laser ablation analysis of leaf positioning and dorsoventral patterning in tomato // Development, vol. 132, № l,pp. 15-26

137. Robards A.W., 1971. The ultrastructure of plasmodcsmata // Protoplasma, vol. 72, №2-3, pp. 315-323

138. Roberts A.G., Santa Cruz S., Roberts I.M., Prior D.A.M., Turgeon R., Oparka K.J., 1997. Phloem unloading in sink leaves of Nicotiana benthamiana: comparison of a fluorescent solute with a fluorescent virus // Plant Cell, vol. 9, pp. 1381 1396

139. Romberger J.A., 1963. Meristems, growth and development in woody plants. An analytical review of anatomica, physiological and morphogenic aspects // Tehnical Bulletin №1293. U.S. Department of Agriculture, Forest Servise

140. Rosov S.M., 2006. A new dominant-acting necrosis mutation in pea // Pisum Genetics, vol. 38, pp. 29 30

141. Satina S., Blakeslee A. F., 1941. Periclinal chimeras in Datura stramonium in relation to development of leaf and flower //Amer. J. Bot., vol. 28, № 10, pp. 862-871

142. Satina S., Blakeslee A.F., Avery A.G., 1940. Demonstration of the three germ layers in the shoot apex of Datura by means of induced polyploidy in periclinal chimeras // Amer. J. Bot., vol. 27, № 10, pp. 895-905

143. Satina, S.,1944. Periclinal chimeras in Datura in relation to development and structure (A) of the style and stigma (B) of calyx and corolla// Amer. J. Bot., v. 31, №8, pp. 493-502

144. Schmalstig J.R., Geiger D.R„ 1985. Phloem unloading in developing leaves of sugar beet (Beta vulgaris) cultivar. 1. Evidence for pathway through the symplast // Plant Physiol., vol. 79, pp. 237 241

145. Scuderi D., Romano D., Giuffrida F. 2003. Response of Ficus benjamina L. to shade levels.//Acta Ilort. (ISHS), vol. 614, pp. 645-648

146. Seay M., Patel S., Dinesh-Kumar S.P., 2006. Autophagy and plant innate immunity // Cellul.Microbiol., vol. 8, № 6, pp. 899 906

147. Selga Т., Selga M., Pavila V., 2005. Death of mitochondria during programmed cell death of leaf mesophyll cells // Cell Biol. Int., vol. 29, pp. 1050 1056

148. Siegfried K.R., EshedY., Baum S.F., Otsuga D., Drews G.N., Bowman J.L., 1999. Members of the YABBY gene family specify abaxial cell fate in Arabidopsis // Development, vol. 126, № 18, pp. 4117-4128

149. Smith L.G., Hake S., Sylvester A.W., 1996. The tangled-1 mutation alters cell division orientations throughout maize leaf development without altering leaf shape // Development, vol. 122, № 2, pp. 481 -489

150. Smith M.D., Licatalosi D.D., Thompson J.E., 2000. Co-association of cytochrome99f catabolites and plastid-lipid-associated protein with chloroplast lipid particles // Plant Physiol., vol. 124, pp. 211-222

151. Soler E., Feron G., Clastre M., Dargent R., Gleizcs M., Ambid C., 1992. Evidence for geranyl-dophosphate synthase located within plastids of Vitis vinifera L. cultivated in vitro // Planta, vol 187, № 2, pp. 171 175

152. Sonibare M. A., Jayeola A., Egunyomi A., 2005. Comparative leaf anatomy of Ficus Linn, species (Moraceae) in Nigeria.//Te3HCbi конференции Botany 2005, Austin, Texas

153. Starr F., Starr K., Loope L., 2003. Ficus benjamina. United States Geological Survey—Biological Resources Division. Haleakala Field Station, Maui, Hawai'i. January, 2003

154. Steinkamp, K. Conover, C.A. Poole, R.T., 1991. Acclimatization of Ficus benjamina: a review // University of Florida, Central Florida Research and Education Center Apopka

155. CFREC-A Research Report RH-91-5

156. Stewart, R.N., Burk, L.G.,1970. Independence of tissues derived from apical layers in ontogeny of the tobacco leaf and ovary //Amer. J. Bot., v. 57, №. 8, pp. 1010-1016

157. Stewart,R. N., Dermen,H, 1975. Flexibility in ontogeny as shown by the contribution of the shoot apical layers to leaves of periclinal chimeras //Amer. J. Bot., v. 62, № 9,pp. 935-947

158. Strepp R., Scholz S., Kruse S., Speth V., Reski R., 1998. Plant nuclear gene knockout reveals a role in plastid division for the gomolog of the bacterial cell division protein FtsZ, an ancestral tubulin // PNAS, vol. 95, pp. 4368 4373

159. Sussex I.M., 1951. Experiments on the cause of dorsoventrality in leaves // Nature, vol. 167, №4251, pp. 651-652

160. Sussex I.M., 1954. Experiments on the cause of dorsoventrality in leaves // Nature, vol. 174, № 4425, pp. 351 352

161. Szymkowiak E.J., Ieish E.E., 1999. Interactions between jointless and wild-type tomato tissues during development of the pedicel abscission zone and the inflorescence meristem // Plant Cell, vol. 11, pp. 159-175

162. Takahashi,S.,Tamashiro,A.,Sakihama,Y.,Yamamoto,Y.,Kawamitsu,Y.,Yamasak i,H.2002. High-susceptibility of photosynthesis to photoinhibition in the tropical plant Ficus microcarpa L. f. cv. Golden Leaves//BMC Plant Biol.,2:2.

163. Tilney-Bassett R.A.E., 1963. The structure of periclinal chimeras // Heredity, vol. 18, № 3, pp. 265-285

164. Tilney-Bassett R.A.E., 1986. Plant chimeras // Edward Arnold, Baltimore, 199pp.

165. Tookc F., Battey N., 2003. Models of shoot apical meristem function // New100

166. Phytol., vol. 159, № 1, pp. 37 52

167. Toyooka, K., Okamoto Т., Minamikawa Т., 2001. Cotyledon cells of Vigna mungo seedlings use at least two distinct autophagic machineries for degradation of starch granules and cellular components // JCB, vol. 154, № 5, pp. 973 982

168. Traas J., Bellini C., Nacry P., Kroncnberger J., Bouchez D., Caboche M., 1995. Normal differentiational patterns in plants lacking preprophase bands // Nature, vol. 375, № 6533,pp.676 677

169. Tsiantis M., Langdale J.A., 1998. The formation of leaves // Curr. Opin. Plant Biol., vol. 1, №1, pp. 43-48

170. Tsuge Т., Tsukaya H., Uchimiya H., 1996. Two independent and polarized processes of cell elongation regulate leaf blade expansion in Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. // Development, vol. 122, № 5, pp. 1589 1600

171. Tsukaya H., 2002. Leaf development. In: The Arabidopsis Book eds. C.R. Somerville, E.M. Meyerowitz, American Society of Plant Biologists, Rockville, MD, doi/10.1199/tab.0072, http://www.aspb.org/downloads/Arabidopsis/tsukaya.pdf

172. Tsukaya H., 2003. Organ shape and size: a lesson from studies of leaf morphogenesis // Curr. Opin. Plant Biol., vol. 6, № 1, pp. 57-62

173. Tsukaya H., 2005. Leaf shape: genetic controls and environmental factors // Int. J. Dev. Biol., vol. 49, pp. 547 555

174. Turgeon R., 2006. How leaves gain their independence // Bioscience, vol. 56, №1, pp. 15-24

175. Turgeon R., 1984. Termination of nutrient import and development of vein loading capacity in albino tobacco (Nicotiana tabacum) leaves // Plant Physiol, vol. 76, № 1, pp. 45 48

176. Turgeon R., 1989. The sink-source transition in leaves//Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., vol. 40, pp. 119 138

177. Voitsekhovskaja O.V., Koroleva O.A., Batashev D. R., Rnop C., Tomos D., Gamalei Y.V., Heldt H.-W., Lohaus G., 2006. Phloem loading in two Scrophulariaccae species. What can drive symplastic flow via plasmodesmata? // Plant Phys., vol. 140, pp. 383395

178. Wada S., Ishida H., Izumi M., Yoshimoto K., Ohsumi Y., Мае Т., Makino A.,2009. Autophagy plays a role in chloroplast degradation during senescence in individually darkened leaves // Plant Phys., vol. 149, № 2, pp. 885 893

179. Waites R., Hudson A., 1995. Phantastica: a gene required for dorsoventrality of leaves in Antirrhinum majus // Development, vol. 121, № 7, pp. 2143 2154

180. Walne P.L., Haber A.H., Triplett L.L., 1970. Photodestruction of chloroplast ultrastructure be red light: location of chlorophyll // PNAS, vol. 67, № 3, pp. 1501 1504101

181. Walter A., Raseher U., Osmond В., 2004. Transitions in photosynthetie parameters of midvein and interveinal regions of leaves and their importance during leaf growth and development // Plant Biol., vol. 6, pp. 184 191

182. Walter A., Roggatz U., Schurr U., 2003. Expansion kinematics are an intrinsic property of leaf development and are scaled from cell to leaf level at different nutrient availabilities // Plant Biol., vol. 5, pp. 642 650

183. Wegncr J., 2000. A theoretical approach to the genesis of cell layer arrangements in undifferentiated tissues // Plant Sci., vol. 153, № 2, pp. 177 183

184. Weston E., Thorogood K., vinti G., Lopez-Juez, 2000. light quantity controls leaf-cell and chloroplast development in Arabidopsis thaliana wild type and blue-light-perception mutants // Planta, vol. 211, № 6, pp. 807 815

185. Wiesc A., Christ M.M., Virnich O., Schurr U., Walter A., 2007. Spatio-temporal leaf growth patterns of Arabidopsis thaliana and evidence for sugar control of the diel leaf growth cycle // New Phytol., vol. 174, pp. 752 761

186. Wingler A., Masclaux-Daubresse C., Fischer A.M., 2009. Sugars, senescence, and ageing in plants and heterotrophic organisms // J. Exp. Bot., vol. 60, № 4, pp. 1063 1066

187. Wu C.-C., Kuo-Huang L.-L., 1996. Calcium crystals in the leaves of some spccies of Moraceae // Bot. Bui. Acad. Sin., vol. 38, pp. 97 104

188. Zhou J, Hirata Y., Nou I.-S., Shiotani H., Ito Т., 2004. Interactions between different genotypic tissues in citrus graft chimeras // Euphytiea, vol. 126, №3, pp. 355 364

189. Zhu X.-Y., Zhao M., Ma S., Ge Y.-M., Zhang M.-F., Chen L.-P., 2007. Induction and origin of adventitious shoots from chimeras of Brassica juncca and Brassica oleracca // Plant Cell Rep., vol. 26, pp. 1727 1732