Возрастные преобразования ядер спинного мозга и спинномозговых ганглиев в норме и в условиях химической деафферентации тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 14.00.02, кандидат медицинских наук Порсева, Валентина Вячеславовна

• Порсева, Валентина Вячеславовна
• кандидат медицинских наук
• 2006

Оглавление диссертации кандидат медицинских наук Порсева, Валентина Вячеславовна

ВВЕДЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Структурная организация спинномозговых ганглиев

1.2. ( Структурная организация ядер спинного мозга

1.3. Влияние различных видов денервации на клеточный состав 25 спинномозговых ганглиев и ядер спинного мозга

2. МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

3. ВОЗРАСТНЫЕ ПРЕОБРАЗОВАНИЯ НЕЙРОЦИТОВ ВТОРОГО ГРУДНОГО СПИННОМОЗГОВОГО ГАНГЛИЯ БЕЛОЙ КРЫСЫ

3.1. Морфо-гистохимические характеристики нейроцитов спин- 37 номозгового ганглия интактной белой крысы

3.2. Влияние химической деафферентации на возрастные преобразования нейроцитов спинномозгового ганглия белой крысы

4. ВОЗРАСТНЫЕ ПРЕОБРАЗОВАНИЯ НЕЙРОЦИТОВ ЧУВСТВИТЕЛЬНЫХ ЯДЕР ЗАДНЕГО РОГА ВТОРОГО ГРУДНОГО СЕГМЕНТА СПИННОГО МОЗГА БЕЛОЙ КРЫСЫ

4.1. Возрастные преобразования нейроцитов собственного ядра 70 спинного мозга интактной белой крысы

4.2. Влияние химической деафферентации на возрастные пре- 81 образования нейроцитов собственного ядра спинного мозга белой крысы

4.3. Возрастные преобразования нейроцитов дорсального ядра 96 спинного мозга интактной белой крысы

4.4. Влияние химической деафферентации на возрастные пре- 1 Об образования нейроцитов дорсального ядра спинного мозга белой крысы

5. ВОЗРАСТНЫЕ ПРЕОБРАЗОВАНИЯ НЕЙРОЦИТОВ ВЕГЕТАТИВНЫХ ЯДЕР ВТОРОГО ГРУДНОГО СЕГМЕНТА СПИННОГО МОЗГА БЕЛОЙ КРЫСЫ

5.1. Возрастные преобразования нейроцитов промежуточно- 119 медиального ядра спинного мозга интактной белой крысы.

5.2. Влияние химической деафферентации на возрастные пре- 129 образования нейроцитов промежуточно-медиального ядра спинного мозга белой крысы.

5.3. Возрастные преобразования нейроцитов промежуточно- 145 латерального ядра бокового рога спинного мозга интактной белой крысы.

5.4. Влияние химической деафферентации на возрастные пре- 156 образования нейроцитов промежуточно-латерального ядра спинного мозга белой крысы

6. ВОЗРАСТНЫЕ ПРЕОБРАЗОВАНИЯ МОТОНЕЙРОНОВ ВЕНТРАЛЬНЫХ РОГОВ ВТОРОГО ГРУДНОГО СЕГМЕНТА СПИННОГО МОЗГА БЕЛОЙ КРЫСЫ

6.1. Возрастные преобразования мотонейронов спинного мозга 172 интактной белой крысы.

6.2. Влияние химической деафферентации на возрастные пре- 183 образования мотонейронов спинного мозга белой крысы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Возрастные преобразования ядер спинного мозга и спинномозговых ганглиев в норме и в условиях химической деафферентации»

Постнатальные повреждения нервной системы были и остаются одной из серьезных проблем современной медицины. Травмы спинного мозга и спинномозговых ганглиев занимают среди них значительное место.

Установлено, что нарушение нервных влияний вызывает в ткани-мишени развитие изменений, комплекс которых называют нейродистрофиче-ским процессом (Гинецинский А.Г., 1923; Сперанский А.Д., 1930; Лебединский А.В., Савин Н.Г., 1945; Григорьева Т.А., 1966; Аничков С.В. с соавт., 1969; Зайко Н.Н., 1974; АжипаЯ.И., 1970, 1976; Волкова О.В., 1978).

В меньшей степени изучены изменения нейроцитов и компенсаторные процессы в клетках нервной системы, которые становятся мишенями нейро-дистрофического процесса при нарушении межнейронных связей.

Ряд авторов указывали на реакцию нейроцитов в ганглиях при хирургической денервации органов (Ярыгин Н.Е., Шепелева Н.С., 1957; Дьячкова Л.И., 1963; Мосеев В.П., 1970; Когут Б.М., 1984; Сабиров М.А., 1985; Челы-шев Ю.А., Рагинов И.С., 2002; Гусева Д.С. с соавт., 2004; Giacobini Е. et al., 1970; Ichikawa Н., Helke С., 1992; Fusch A. et al., 2005), при химический денервации (Виноградова О.С., 2000; Shicho R., Donnere J., 1999; Filagomo G. et al., 2002; Shumatov V. et al., 2003; Dinh Q. et al., 2004; Donnerer J. et al., 2005). В единичных работах показано влияние денервации на нервные центры спинного мозга (Микеладзе А.Л., 1965; Авакян Л.А., Худавердян Д.Н., 1984; Чмыхова Н.М., 1988; Mense S., Hoheisel U., 2001; Dussor G. et al., 2005).

Несмотря на то, что ни у кого не вызывает сомнения тесная функциональная взаимосвязь между спинномозговыми ганглиями и ядрами спинного мозга, до сих пор не установлены закономерности их развития в постнаталь-ном онтогенезе и особенности реакций этих центров на повреждение. Известно,^что-компенсаторно-приспособительные возможности органа истепень его морфологической зрелости определяется всеми, а не одной, формирующими его структурами. В то же время комплексные исследования нервной системы единичны и не включают всех компонентов рефлекторной дуги. Детальной оценки дистрофических и компенсаторно-приспособительных изменений, как в периферических, так и в центральных отделах нервной системы растущего организма при деафферентации не проводилось.

Данные о возрастных преобразованиях нейроцитов спинномозговых ганглиев и ядер спинного мозга отрывочны, трудно сопоставимы друг с другом и, как правило, ограничиваются или только спинномозговыми ганглиями или отдельными ядрами спинного мозга.

Следовательно, весьма актуальным для расширения представления о темпах, сроках, особенностях развития нейродистрофического процесса в спинном мозге растущего организма является проведение комплексного исследования центров спинного мозга и спинномозговых ганглиев одного и того же уровня, на основании чего появилась бы возможность учитывать их состояние при оценке и трактовке результатов экспериментальных работ.

Цель работы: выявить закономерности развития нейроцитов спинномозговых ганглиев и ядер спинного мозга того же уровня на протяжении первого полугодия жизни животных и установить особенности реакции нейроцитов на химическую деафферентацию.

Для реализации цели исследования были поставлены следующие задачи:

1. Получить данные о возрастных преобразованиях нейроцитов второго грудного спинномозгового ганглия и нейроцитов чувствительных, вегетативных и двигательных ядер второго сегмента спинного мозга крысы;

2. Исследовать влияние неонатального введения капсаицина на морфомет-рические и гистохимические характеристики нейроцитов спинномозговых ганглиев, чувствительных, вегетативных и двигательных ядер спинного мозга развивающейся белой крысы;

3. Выявить особенности реакции функционально-различных ядер спинного мозга на химическую деафферентацию.

Работа выполнена на 397 самках белых крысах линии Вистар.

Возрастные морфологические и гистохимические особенности нейроцитов изучены во втором правом грудном спинномозговом ганглии и в ядрах Thn сегмента правой половины спинного мозга: собственном, дорсальном, промежуточно-медиальном, промежуточно-латеральном, мотонейронах вентральных рогов (Международная анатомическая терминология, 2003). Возраст исследуемых крыс выбирался в соответствии с периодизацией онтогенеза крыс, предложенной И.П. Западнюком (1974), от 3 до 180 суток.

Химическая деафферентация проводилась путем однократного введения капсаицина (N-vanillylonanamide, Sigma) крысам в дозе 100 мг/кг на 2 сутки жизни. Крыс экспериментальной группы выводили из опыта в сроки, аналогичные интактной группе животных.

На всех этапах обработки материала соблюдались стандартные условия для всех объектов. Количество клеток в спинномозговом ганглии оценивали на стандартных парафиновых срезах максимальной площади, проходящих через ганглий и дорсальный спинномозговой корешок. Количество клеток в ядрах спинного мозга оценивали на поперечных парафиновых срезах.

На срезах, окрашенных по Нисслю, высчитывали процент нейроцитов с необратимыми дистрофическими изменениями, «дистрофический индекс». Для оценки необратимости изменений использовали критерии, предложенные А.И.Струковым с соавт. (I960; 1964), Н.Е. Ярыгиным, В.Н. Ярыгиным (1973).

В работе использовались гистохимические методы: метод с тиоуксусной кислотой в модификации Николаева Г.М. и Шилкина В.В. (1983) для выявления активности холинэстеразы КФ - 3.1.1.8; метод Hope В.Т., Vincent S.R. (1989) для выявления активности НАДФ-диафоразы КФ - 1.6.4.3. Цифровой материал обрабатывали методом вариационной статистики, для суждения о достоверности средних различий использовали t-критерий Стъюдента. Статистический анализ проведен с использованием программы Ехсе1-97, компьютерный видеоанализ с помощью программно-технологического комплекса «Bioscan» (Минск, Конако, 1994).

Для оценки стабильности, упорядоченности, зрелости системы нейро-цитов, для сопоставления состояния совокупности нейроцитов разной природы использовали информационный анализ (Кадыров Х.К., Антомонов Ю.Г., 1974; Леонтюк А.С., Леонтюк ДА, Сыкало А.И., 1981; Слука Б.А., 1983; Пив-ченко П.Г., 1993; Лобко П.И. с соавт., 2000).

В результате проведенного исследования впервые определен количественный состав нейроцитов на поперечном срезе Thn сегмента спинного мозга в собственном, дорсальном, промежуточно-медиальном, промежуточно-латеральном и в двигательных ядрах, а также на стандартном срезе второго грудного спинномозгового ганглия (СМГ).

Определить границы ядер можно на 7-10 сутки. С возрастом животных размеры нейроцитов прогрессивно увеличиваются, но в области расположения разных ядер в разной степени. При этом максимальная скорость роста нейроцитов ядер спинного мозга отмечается с 3 до 5 суток жизни крысы, а в СМГ с 7 до 10 суток.

Дефинитивное состояние популяций нейроцитов функционально различных ядер спинного мозга одного сегментарного уровня по площади сечения и по активности исследованных ферментов достигается гетерохронно.

Установлено, что по совокупности параметров, зрелого состояния раньше всех достигают нейроциты дорсального ядра, затем — нейроциты собственного, промежуточно-латерального ядер и СМГ, потом - нейроциты промежуточно-медиального ядра, и позднее всех - мотонейроны ядер вентральных рогов спинного мозга.

Интегральная оценка системы нейроцитов ганглия и нервных центров с помощью информационного анализа показала степень зрелости различных систем нейроцитов на этапах развития.

Самой разнообразной системой в дефинитивном состоянии является система нейроцитов СМГ, самой однородной - система нейроцитов промежуточно-латерального ядра.

Впервые выявлено, что неонатальное введение капсаицина в дозе 100 мг/кг вызывает в ранние сроки гибель нейроцитов только в СМГ (22%) и в собственном ядер заднего рога спинного мозга (15%). Во всех других ядрах спинного мозга гибели нейроцитов на ранних сроках не происходит. Нейро-циты промежуточно-латерального ядра реагируют увеличением количества клеток на 20-25%. v \ .

Установлено, что развитие вторичного нейродистрофического процесса вследствие нарушения межнейрональных связей приводит к значительной гибели клеток ядер в отдаленные сроки наблюдения. Выявлено, что в развитие вторичного нейродистрофического процесса постепенно вовлекаются все исследованные ядра: в первую очередь - собственное ядро, затем дорсальное ядро, еще позднее мотонейроны и в последнюю очередь промежуточно-медиальное и промежуточно-латеральные ядра. Самое большее число клеток гибнет в двигательных ядрах спинного мозга, на втором месте - дорсальное и промежуточно-медиальное ядра, и совсем незначительна гибель клеток в промежуточно-латеральном ядре.

Доказано, что введение нейротоксина приводит к изменениям возрастной динамики и задержке роста нейроцитов СМГ и ядер спинного мозга на один месяц. Неонатальное введение капсаицина вызывает изменение возрастной динамики становления активности ХЭ и НАДФ-диафоразы в нейроцитах СМГ и ядер спинного мозга.

На основании интегральной оценки систем нейроцитов установлено, что для систем нейроцитов собственного, дорсального и промежуточно-медиального ядер характерна дестабилизация в ранние сроки с последующим напряжением и стабилизацией на новом уровне функционирования со 150 суток. Система нейроцитов СМГ выходит на новый уровень функционирования значительно раньше, с 60 суток. Система мотонейронов вентральных рогов в течение всего наблюдения находится в состоянии напряжения и выходит на новый уровень только на 180 сутки. Нейроциты промежуточно-латерального ядра являются относительно стабильной системой.

В результате проведенного исследования впервые получены нормативные возрастные характеристики нейроцитов чувствительных, вегетативных и двигательных ядер спинного мозга белой крысы первого полугодия жизни, которые могут послужить основой для морфо-функциональных исследований в эксперименте. Установлено, что деафферентация капсаицином является достаточно избирательной, но приводит к развитию вторичного нейродистрофи-ческого процесса и гибели нейроцитов ядер спинного мозга, что необходимо учитывать в экспериментальной и клинической работе.

Результаты исследований популяций нейроцитов функционально различных ядер в условиях химической деафферентации свидетельствуют о возможности использования данной модели для изучения изменений сегментарных и надсегментарных центров нервной системы, эфферентного звена соматической и вегетативной систем в целях фундаментальных исследований структуры и функции внутренних органов, адаптивных возможностей организма при воздействии различных факторов.

Полученные возрастные нормативные данные и данные о развитии ней-родистрофического процесса и особенностях компенсаторных преобразований в нервной системе используются при обучении специалистов в Ярославском государственном педагогическом университете им. К.Д. Ушинского, в Ярославском государственном университете им. П.Г. Демидова, в Ярославской государственной медицинской академии.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Достижение нейроцитами спинномозгового ганглия и ядер спинного мозга дефинитивного уровня по морфометрическим и энзимогистохимическим характеристикам происходит гетерохронно и зависит от их топографической принадлежности;

2. Деафферентация приводит к гибели нейроцитов спинномозгового ганглия и собственного ядра спинного мозга, к задержке роста нейроцитов дорсального, промежуточно-медиального, промежуточно-латерального ядер и мотонейронов вентральных рогов спинного мозга с последующим развитием вторичного нейродистрофического процесса; и

3. Развитие вторичного дистрофического процесса в ядрах спинного мозга происходит последовательно: в первую очередь вовлекаются нейроциты собственного и дорсального ядер заднего рога, затем мотонейроны вентрального рога, в последнюю очередь нейроциты промежуточно-медиального и промежуточно-латерального ядер спинного мозга.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Анатомия человека», Порсева, Валентина Вячеславовна

215 ВЫВОДЫ

1. По морфометрическим показателям для нейроцитов спинномозгового ганглия и ядер спинного мозга характерна гетерохрония достижения дефинитивного состояния: для нейроцитов собственного, дорсального и промежуточно-медиального ядер в возрасте 30 суток, для промежуточно-латерального ядра и нейроцитов СМГ - 60 суток, для мотонейронов вентрального рога - 90 суток.

2. Становление активности ХЭ в нейроцитах ядер спинного мозга происходит волнообразно, дефинитивное состояние нейроцитами достигается в разные сроки: ранее всего нейроцитами дорсального ядра - на 14 сутки, позднее - на 60 сутки - нейроцитами СМГ, затем на 90 сутки нейроцитами собственного, промежуточно-медиального и промежуточно-латерального ядрами и на 120 сутки мотонейронами вентрального рога спинного мозга.

3. Дефинитивного состояния по активности НАДФ-диафоразы ранее всего достигают нейроциты дорсального ядра - на 30 сутки, затем нейроциты промежуточно-латерального ядра - на 60 сутки, промежуточно-медиального ядра - на 90 сутки, мотонейроны вентрального рога - на 120 сутки и позднее всего нейроциты собственного ядра заднего рога спинного мозга - на 150 сутки.

4. Информационный анализ, проведенный по совокупности морфомет-рических и гистохимических характеристик показывает, что дефинитивного состояния раньше всех достигают нейроциты дорсального ядра - 30 сутки, затем - нейроциты СМГ, собственного и промежуточно-латерального ядер - 60 сутки, позднее - нейроциты промежуточно-медиального ядра - 90 сутки и в последнюю очередь - мотонейроны вентрального рога - 120 сутки.

5. Введение капсаицина вызывает первичную гибель нейроцитов только в спинномозговом ганглии и собственном ядре заднего рога, 22% и 15% соответственно.

6. Действие капсаицина на ядра спинного мозга проявляется задержкой роста нейроцитов и приводит в отдаленные сроки наблюдения к развитию вторичного нейродистрофического процесса. Вторичный нейро-дистро-фический процесс развивается раньше в нейроцитах собственного ядра - с 21 суток, позднее в нейроцитах дорсального ядра - с 60 суток и в мотонейронах вентрального рога - со 120 суток. Позднее нейродистрофический процесс развивается в промежуточно-медиальном и промежуточно-латеральном ядрах -со 150 суток жизни крысы.

7. Выраженность вторичного дистрофического процесса в ядрах нарастает и приводит в отдаленные сроки наблюдения к гибели до 62% мотонейронов, до 50% нейроцитов собственного ядра, до 43% нейроцитов промежуточно-медиального ядра, до 21% нейроцитов дорсального ядра. Низкая выраженность дистрофического процесса обнаружена в нейроцитах промежуточно-латерального ядра, где гибнет 9% клеток.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В результате проведенного исследования установлены возрастные нормативы нейронных популяций спинномозговых ганглиев и функционально различных центров спинного мозга одного уровня.

Сравнение данных, полученных на различных объектах, позволило выявить специфические черты их морфо-гистологических, количественных и качественных характеристик.

У новорожденных количество клеток на поперечном срезе спинного мозга составляет в собственном ядре 10,5±0,17, в дорсальном ядре 23,5±0,47, в промежуточно-медиальном ядре 11,0±0,39, в промежуточно-латеральном ядре 24,4±0,27, в двигательных ядрах 50,6±0,86. Причем, в этом возрасте на срезе спинного мозга определить границы ядер достаточно затруднительно, так как серое вещество мозга заполнено телами нейроцитов очень плотно, поэтому при подсчете пришлось использовать только топографический принцип - считать клетки в зонах будущего обособления ядер.

Обособление ядер происходит на 7-10 сутки, когда можно уже достаточно точно выделить границы ядер спинного мозга. Плотность распределения тел нейроцитов в «безъядерной зоне» серого вещества спинного мозга резко снижается. В то же время появляется феномен «обеднения» ядер; количество нейроцитов в них уменьшается.

С возрастом количество клеток на срезе спинного мозга уменьшается, и к 180 суткам в собственном ядре находится 9,5±0,15 клеток, в дорсальном ядре 9,0±0,30, в промежуточно-медиальном ядре 6,5±0,13, в промежуточно-латеральном ядре 12,5±0,62, в двигательных ядрах 16,2±1,10 мотонейронов. Как это объяснить? Часть нейроцитов возможно гибнет, но это не основная причина такого уменьшения клеток. Более логично, на наш взгляд, рассматривать наблюдаемый эффект как «эффект рассеивания»: тела нейроцитов ядер перераспределяются в увеличивающемся объеме сегмента, и при стандартной толщине среза в границах ядра их количество снижается.

У новорожденных крысят нейроциты собственного ядра заднего рога и промежуточно-медиального ядра имеют самые малые размеры средних значений площади сечения 26,4±0,98 мкм2 и 23,4±0,92 мкм2 соответственно. Размеры нейроцитов дорсального ядра заднего рога и промежуточно-латерального ядра бокового рога больше и составляют 32,6±1,72 мкм2 и 36,2±1,52 мкм2 соответственно. Самые большие размеры на момент рождения имеют мотонейроны вентрального рога - 99,1±4,48 мкм2.

С увеличением возраста животных размеры нейроцитов прогрессивно увеличиваются, но в разных ядрах в разной степени. В первом полугодии жизни крысы площадь сечения нейроцитов собственного ядра увеличивается в 2,9 раза, дорсального в 2,1 раза, промежуточно-медиального в 3,1 раза, промежуточно-латерального в 1,8 раза, мотонейронов в 5,1 раза. На 180 сутки жизни крысы нейроциты чувствительных и вегетативных ядер спинного мозга имеют почти одинаковые размеры.

Получение подробных нормативных характеристик особенно важно, учитывая противоречивые данные литературы о размерах нейроцитов спинномозговых ганглиев и ядер спинного мозга, которые доказывают, что кроме видовых особенностей размеров, существуют и сегментарные различия (Ко-рочкин И.Л., 1965; Цыцорина Н.А., 1972; Берсенев В.А., 198; Челышев Ю.А. с соавт., 2001; de Castro, 1932; McLain R., Weinstein Y., 1993; Smith G. с соавт. 1993; Lawson S. с соавт. 1984).

Нейроциты чувствительных ядер заднего рога и вегетативного ядра бокового рога с момента новорожденности и до 10 суток имеют преимущественно округлую форму, в последующие возрастные периоды форма клеток становится вытянутой. Нейроциты промежуточно-медиального ядра в течение всего периода наблюдения имеют преимущественно круглую форму.

Период интенсивного роста нейроцитов продолжается до 30 суток в собственном, дорсальном и промежуточно-медиальном ядрах, до 60 суток в промежуточно-латеральном ядре и до 90 суток в двигательных ядрах вентральных рогов, после чего показатель площади остается стабильным до 180 суток. Стабилизация популяций нейроцитов по параметру площади раньше всего происходит в СМГ и в чувствительных ядрах заднего рога - на 60 сутки, в промежуточно-медиальном и промежуточно-латеральном ядрах, в двигательных ядрах вентральных рогов - на 90 сутки.

Т.о., изучение возрастной динамики площади сечения нейроцитов функционально различных ядер спинного мозга позволяет заключить, что клетки чувствительных ядер увеличиваются в размерах быстрее, чем нейроциты вегетативных и двигательных ядер.

Период интенсивного роста нейроцитов СМГ продолжается в течение первого месяца жизни крысы. Количество нейроцитов на стандартном срезе СМГ с возрастом уменьшается от 244,8±4,77 у новорожденных до 186,5±3,71 у 6 месячных крыс. Уменьшение показателя может быть связано с возрастным увеличением мерных параметров нейроцитов, а также с уменьшением их числа в связи с естественной.убылью, о чем свидетельствуют находки дистрофически измененных нейроцитов.

Проведенное исследование показало, что во всех объектах выявлялись нейроциты с необратимыми дистрофическими изменениями. Количество таких клеток было минимальным в вегетативном ядре бокового рога (1,5-2,6%) и в дорсальном ядре заднего рога (1,3-2,2%), в собственном ядре их обнаружено больше (3,2-4,9%)), а максимально в промежуточно-медиальном ядре и ядрах передних рогов спинного мозга (4,9-6,5% и 0,9-8,6%). Нейроциты с необратимыми дистрофическими изменениями в ядрах выявлялись в основном в период с 10 до 30 суток жизни крысы, в отдаленные сроки таких клеток обнаружено не было.

В ганглии процент клеток с необратимыми дистрофическими изменениями колебался от 0,1 до 3,5% в течение всего периода наблюдения.

Темпы роста нейроцитов во всех ядрах максимальны с 3 до 5 суток жизни, в СМГ с 7 до 10 суток. В этот период самой активно растущей является популяция мотонейронов вентральных рогов спинного мозга, где отмечается и самый длительный период активного роста. Для всех объектов характерна следующая закономерность: с увеличением размеров нейроцитов скорость роста уменьшается и прекращается при достижении максимальных размеров клеток. Уменьшение скорости роста зависит от прогрессирующей дифференциации: чем дифференциация выше, тем ниже интенсивность роста (Остроумов А:А., 1912, 1918; Майнот Ч.С., 1913; Шмальгаузен И.Й., 1935): H.F. Светлов (1978) утверждал, что полного постоянства размеров клеток не существует. Клетки изменяются в размерах под влиянием внешних условий и на поздних этапах жизненного цикла. Так, период, когда рост прекращается, а размер клеток становится максимальным, характеризуется возрастанием гетерогенности популяции клеток, появляются новые различия между ее элементами, усиливаются различия в изначально относительно простой системе. В данном наблюдении это проявляется повышением и становлением активности ферментативных систем.

Активность ХЭ в двигательных ядрах спинного мозга можно оценить уже с 3 суток жизни, но в остальных ядрах до 10 суточного возраста она не отличается от фоновой. Активность НАДФ-диафоразы в нейроцитах ядер начинает выявляться с 3 суток жизни крысы. Становление активности ХЭ и НАДФ-диафоразы происходит в нейроцитах ядер волнообразно, и дефинитивное состояние по этим параметрам достигается нейроцитами ядер гетеро-хронно.

Так, ХЭ-позитивная популяция нейроцитов собственного, промежуточно-медиального и промежуточно-латерального ядер стабилизируется на 90 сутки, дорсального ядра на 14 сутки и двигательных ядер на 120 сутки. НАДФ-диафораза-позитивная популяция нейроцитов дорсального ядра стабилизируется на 30 сутки, промежуточно-латерального ядра на 60 сутки, промежуточно-медиального на 90 сутки, двигательных ядер на 120 сутки, собственного ядра на 150 сутки жизни крысы.

Т.о., дефинитивного состояния нейроциты собственного и дорсального ядер по активности ХЭ достигают раньше, промежуточно-латерального позже, чем по активности НАДФ-диафоразы. Становление ферментативной активности по ХЭ и НАДФ-диафоразе в нейроцитах спинномозгвого ганглия происходит одновременно - на 60 сутки, промежуточно-медиального ядра - на 90 сутки, в ядрах вентральных рогов - на 120 сутки жизни крысы.

По морфо-гистохимическим характеристикам ранее других стабилизируются нейроциты дорсального ядра, позднее мотонейроны вентрального рога, остальные нервные центры занимают промежуточное положение.

Для нейроцитов собственного ядра и мотонейронов стабилизация по метрическим характеристикам опережает стабилизацию по ферментативным характеристикам, для дорсального и промежуточно-медиального ядер отстает. Для нейроцитов СМГ и промежуточно-латерального ядра стабилизация по всем параметрам наступает одновременно.

Данные, полученные по гистохимическим характеристикам изучаемых ганглиев и ядер спинного мозга, вполне согласуются с данными ряда исследователей, которые показывают, что большинство интрамуральных, спинномозговых ганглиев, а также чувствительные ядра гетерогенны и состоят из нескольких популяций нейроцитов, которые могут различаться по метрическим, гистохимическим, иммуногистохимическим, физиологическим характеристикам, по содержанию нейропептидов и непептидных трансмиттеров, трансмиттер-связанных энзимов (Крохина Е.М., 1973; Амвросьев А.П., 1977; Зайден-берг М.Д., Ануфриев Б.Т., 1984; Иванов Н.М., Чаиркин И.Н., 1995; Кругляков П.П., 1996; Мотавкин П.А., Зуга М.В., 1998; Furness Y., Costa М., 1971; McLachlan Е., Oldfield В., 1981; Vizzard М. Et al., 1994; Adnot S., Raffestin В., Eddahibi S., 1995; Ott S., Burrows M., 1998; Nakanishi Y. et al., 1999; Simonsen U. et al., 1999; Foster J., Rhelps P., 2000; Nakajima K. et al., 2000; Ma Q. et al., 2001). He все трансмиттеры или связанные с трансмиттерами нейропептиды выявляются одинаково во время жизни нейрона: в период развития уровни некоторых субстанций изменяются значительно; некоторые выявляются лишь только после экспериментальных повреждений.

Интегральная оценка систем нейроцитов ганглиев и ядер спинного мозга с помощью информационного анализа показывает степень зрелости систем на этапах развития, лабильность и устойчивость к действию различных факторов.

В период новорожденности все изученные системы нейроцитов характеризуются низкой энтропией, что свидетельствует об однородном, менее разнообразном наборе элементов и является показателем незрелости систем. Но уже в этом возрасте существуют различия в уровнях энтропии изученных объектов.

На 3 сутки жизни крысы самой разнообразной системой является система нейроцитов СМГ, что позволяет этим центрам адекватно оценивать внешние раздражения, так как именно эти центры являются связующим звеном между внешней средой и организмом в целом.

Самый низкий показатель энтропии на 3 сутки жизни крысы характерен для промежуточно-латерального ядра. Это свидетельствует об однородности популяции, что является признаком незрелости системы, но резкое увеличение энтропии этого ядра на 5 сутки, доказывает, что мы наблюдаем критическую фазу развития системы в момент перехода организма к внеутробному существованию.

Для нейроцитов собственного, промежуточно-латерального ядер и мотонейронов этот критический период продолжается с 3 до 7 суток, дорсального и промежуточно-медиального ядер - с 3 до 5 суток, в спинномозговом ганглии он отсутствует.

В последующие возрастные периоды во всех исследуемых системах отмечается тенденция к повышению энтропии. В процессе достижения зрелого состояния в различных системах наблюдается преимущественно волнообразная динамика становления информационных показателей.

Для систем нейроцитов собственного и промежуточно-медиального ядер характерно чередование возрастания и снижения энтропии на протяжении с 10 до 60 и с 10 до 90 суток соответственно, с последующей стабилизацией показателя.

Для системы нейроцитов дорсального ядра колебания энтропии не характерны, но на 180 сутки наблюдается ее подъем. Для системы нейроцитов промежуточно-латерального ядра отмечается резкое повышение энтропии на 21-30 сутки, после чего регистрируются волнообразные изменения показателя, что свойственно и для системы мотонейронов с 10 до 120 суток. Для нейроцитов СМГ характерны более высокие значения энтропии с момента ново-рожденности и до 180 суток, стабилизация системы происходит на 60 сутки при высоких показателях энтропии. Увеличение энтропии свидетельствует о более разнообразном наборе элементов в системе, ее гетерогенности.

Т.о., величина информационной энтропии напрямую связана с функциональными особенностями элементов нервной системы. Становление структурно-функциональной организации ядер вентральных рогов и нейроцитов СМГ сопровождается высокими показателями энтропии, что свидетельствует о гетерогенности состава нейронов и высокой функциональной лабильности. Более низкие показатели энтропии вегетативных и чувствительных ядер свидетельствуют об однообразии составляющих их нейроцитов и об однотипности их функций, как интернейронов различных рефлекторных дуг.

Системы нейроцитов СМГ и мотонейронов передних рогов, достигая стабильности, имеют низкие значения избыточности, что свидетельствует об их низких резервных возможностях. Более высокую избыточность имеют системы нейроцитов чувствительных и вегетативных ядер, что является показателем надежности функционирования этих центров.

Т.о., системы нейроцитов чувствительных и вегетативных ядер являются менее гетерогенными по составу и обладают большими резервными возможностями.

Волнообразность изменений показателя энтропии и избыточности в процессе развития популяции нейроцитов свидетельствует о ритмичности протекания формообразовательных процессов. Количественный анализ организации различных популяций нейроцитов в различных ядрах спинного мозга и СМГ у животных разных возрастов позволил выявить колебательный характер морфогенеза, установить основную тенденцию преобразования изученных параметров. Полученные данные по информационному анализу согласуются с данными Пивченко П.Г. (1993), Лобко П.И. с соавт. (2000), Румянцевой Т.А. (2002).

В результате проведенного исследования установлены возрастные особенности морфометрических и гистохимических характеристик нейроцитов СМГ и различных ядер спинного мозга у интактных крыс. Эти данные послужили основой для оценки изменений нейроцитов, возникающих при моделировании химической деафферентации.

Исследование СМГ белых крыс при неонатальном введении капсаицина, признанного сенсорного нейротоксина, показало, что использованная схема вызывает первичное токсическое поражение чувствительных нейроцитов первого грудного спинномозгового ганглия, приводящее к гибели почти полови- ны клеток спинномозгового ганглия в течение первого месяца жизни. Вторичная гибель нейроцитов в чувствительных ганглиях продолжается, длительно и является следствием нарушения межнейрональных связей (Румянцева Т.А., 2002). По данным Ковригиной Т.Р. (2000), в крестцовых СМГ после использования аналогичной схемы введения капсаицина отмечается гибель ХЭ-позитивных клеток: от 20% на ранних сроках до 48% у 6 месячных крыс.

По нашим данным, неонатальное введение капсаицина вызывает первичную гибель 22% нейроцитов спинномозгового ганглия. Подавляющее большинство нейроцитов гибнет уже на 5 сутки жизни крысы и в течение всего периода наблюдения в ганглии сохраняется непрерывный дистрофический процесс. Сопоставление процента гибели нейроцитов во втором грудном СМГ с предыдущими исследованиями не корректно, так как мы использовали в работе синтетический аналог капсаицина.

Использование метода подсчета количества нейроцитов по стандартному срезу имеет выраженный недостаток из-за того, что в процессе роста меняется конфигурация СМГ — его основная часть приобретает округлую форму, что затрудняет стандартизацию срезов. По-видимому, именно с этим связано то, что количество клеток на срезе с 14 до 30 суток становится меньше, притом, что выраженность дистрофического процесса не увеличивается.

Сравнение токсического воздействия капсаицина на ядра спинного мозга показывает, что первичная гибель клеток происходит только в собственном ядре заднего рога и составляет 15%. Во всех других ядрах спинного мозга убыль клеток в ранние сроки - до 10 суток жизни - не связана с прямым действием нейротоксина. Определяемое уменьшение количества клеток регистрирует не гибель нейроцитов ядер, а всего лишь низкую выявляемость этих клеток методикой Ниссля в условиях данного способа моделирования деафферентации.

Исключение составляет промежуточно-латеральное ядро-бокового рога спинного мозга, в котором количество выявляемых нейроцитов по сравнению с контролем увеличивается на ранних сроках до 20-25%.

В отдаленные сроки для всех объектов характерно развитие вторичного дистрофического процесса разной степени выраженности, как результата дефицита афферентных влияний и нарушения межнейрональных связей.

Развитие вторичных нейродистрофических изменений начинается раньше в нейроцитах собственного ядра, где гибель нейроцитов в ранние сроки не заканчивается, а с 21 до 180 суток нарастает. Вторичный нейродистро-фический процесс развивается в нейроцитах дорсального ядра с 60 суток, в мотонейронах вентрального рога - со 120 суток, в вегетативных ядрах - со 150 суток.

Выраженность вторичного нейродистрофического процесса к концу наблюдения нарастает и в собственном ядре гибель нейроцитов достигает 50,5%, в дорсальном ядре -21%, в промежуточно-медиальном ядре - 43%, промежуточно-латеральном ядре - 9,6%. После введения капсаицина, количество мотонейронов на 180 сутки убывает на 52%.

Введение капсаицина вызывает однотипные изменения в клетках ядер клеток в ранние сроки, в большинстве ядер отмечается снижение количества выявляемых нейроцитов, которые впоследствии нивелируются. Объяснить этот эффект можно только токсическим влиянием вводимой смеси, которая, по-видимому, приводит к обратимым изменениям тинкториальных свойств цитоплазмы, из-за увеличения проницаемости сосудов.

Рис. 7.1. Убыль нейроцитов в ядрах спинного мозга в условиях деафферентации.

Гибель части нейроцитов и преобразования оставшейся популяции сопровождаются глубокими нарушениями микроциркуляции СМГ. Изменения плотности микрососудов носят фазный характер: сначала расширение сосудов, позже уменьшение плотности микрососудистого русла. Реакция вазоди-латации считается характерным признаком начальной фазы развития нейро-дистрофического процесса при деафферентации ткани (Волкова О.В., 1978) и может быть объяснена нарушением афферентации самого ганглия. Ряд исследователей выделяет общую направленность фазовых однотипных реакций со стороны микрососудистого русла как СМГ, так и ядер спинного и головного мозга (Вощинина О.Н., 1975; Насыров Р.А., 1982; Бурдей Г.Д., 1983; Румянцева Т.А., 2002).

Возможно, что и твин-80 вызывает эти изменения. Эффекты самого твина-80 описаны Румянцевой Т.А. (2002), как обратимые, что показано с помощью окраски по Нисслю. По данным Ковригиной Т.Р. (2000), после неонатального введения «наполнителя» (спирт 96°, твин-80, физиологический раствор) в части нейроцитов крестцовых спинномозговых ганглиев развиваются «необратимые» изменения, влекущие за собой гибель клеток, но эти данные получены на криостатных срезах с реакцией на ХЭ, которые не могут трактоваться с позиций дистрофических изменений без подтверждения классическими нейрогистологическими методиками.

Деафферентация вызывает нарушение нормальной возрастной динамики роста нейроцитов. В СМГ в условиях деафферентации отмечается задержка в росте нейроцитов на один месяц (до 60 суток). В процессе роста клеток в условиях деафферентации средние размеры значительно превышают контроль, что связано с увеличением количества крупных клеток в ганглии. Большинство крупных клеток имеют признаки отека.

С 30 суток картина изменяется, и средние размеры нейроцитов ганглия при деафферентации становятся значительно ниже контрольных, что, возможно, свидетельствует о преимущественной гибели крупных нейроцитов или нарушении роста сохранившихся клеток.

Интересно, что большинство исследователей сделали вывод о преимущественной гибели мелких нейроцитов спинномозговых ганглиев после введения капсаицина белым крысам на том основании, что сохранившиеся нейроциты имели большие размеры, не учитывая ни дистрофических изменений, ни возможности развития компенсаторной гипертрофии клеток (Nagy I. с соавт., 1993; Chard P., Bleakman D., 1995; Arbuckle J., Docherty R., 1995).

Другие изменения наблюдаются в центральной нервной системе, ее «афферентной зоне» (Пивченко П.Г., 1993). В собственном, дорсальном, промежуточно-медиальном ядрах у деафферентированных крыс также отмечается задержка роста клеток на один месяц, но в течение всего этого периода средние размеры нейроцитов меньше. В отдаленные сроки размеры нейроцитов в условиях деафферентации превышают контрольные значения, что связано с наличием вторичного дистрофического процесса, который развивается как следствие дефицита афферентных влияний.

Возрастная динамика роста нейроцитов промежуточно-латерального ядра не изменяется. Как в условиях деафферентации, так и в нормальных условиях, увеличение размеров нейроцитов происходит в течение первых двух месяцев жизни, а на 180 сутки показатели обеих групп выравниваются. Это же характерно и для мотонейронов вентрального рога. Рост мотонейронов в обеих группах заканчивается на 90 сутки. Особенностью является то, что в период роста клеток вегетативного и двигательного ядер размеры нейроцитов деафферентированных животных ниже контроля, в отдаленные сроки - превышают контроль.

Введение капсаицина вызывает изменения возрастной динамики активности ферментов. Активность ХЭ в нейроцитах СМГ при деафферентации в ранние сроки понижена, с 14 суток превышает контрольный уровень. Первичная реакция на введение капсаицина в нейроцитах чувствительных и вегетативных ядер в виде снижения активности ХЭ в мотонейронах вентрального рога продолжается до 10 суток жизни крысы (показатели не превышают фоновую активность ХЭ).

С 14 суток в нейроцитах чувствительных ядер заднего рога активность ХЭ в условиях деафферентации превышает контрольный уровень почти во все возрастные периоды. В нейроцитах промежуточно-медиального ядра у деафферентированных животных отмечается чередование периодов снижения и повышения ферментативной активности. В нейроцитах промежуточно-латерального ядра активность ХЭ ниже контроля со 120 суток, в мотонейронах - с 90 до 120 суток жизни крысы.

Первичная реакция со стороны нейроцитов СМГ и ядер спинного мозга проявляется снижением активности ХЭ в ранние сроки, что свидетельствует о нарушении синтеза фермента в результате влияния нейротоксина. В последующие возрастные периоды динамика активности ХЭ в условиях деафферентации имеет специфические черты для каждого из ядер.

В условиях деафферентации в нейроцитах СМГ отмечается значительное повышение активности НАДФ-диафоразы с возрастом, активность ниже контроля в первую неделю жизни и в отдаленные сроки (с 60 суток). В нейроцитах чувствительных, вегетативных и двигательных ядер прослеживается сходная динамика изменения активности НАДФ-диафоразы в условиях эксперимента. Активность НАДФ-диафоразы в эксперименте в течение всего периода наблюдения значительно ниже контроля, но сохраняется тенденция повышения активности фермента с возрастом.

Т.о., на введение капсаицина нейроциты СМГ отвечают компенсаторным повышением активности ферментов. В нейроцитах всех исследуемых ядер спинного мозга деафферентация вызывает устойчивое снижение активности НАДФ-диафоразы и фазные изменения активности ХЭ.

На основании информационных показателей установлено, что для систем нейроцитов собственного, дорсального и промежуточно-медиального ядер характерна дестабилизация в ранние сроки (3-10 сутки) с последующим напряжением и стабилизацией на новом уровне функционирования (со 150 суток). Система нейроцитов СМГ выходит на новый уровень функционирования значительно раньше, на 60 сутки. Система мотонейронов вентральных рогов в течение всего наблюдения находится в состоянии напряжения и выходит на новый уровень только на 180 сутки. Нейроциты промежуточно-латерального ядра являются относительно устойчивой системой.

Наши данные согласуются с данными предыдущих исследований В.В. Шилкина, Т.А. Румянцевой (1999, 2004), Т.А. Румянцевой, Т.Р.Ковригиной (1999) Т.А. Румянцевой, О.Б. Воробьевой (2000), которые отмечают после неонатального введения капсаицина нарушение морфометрических и энзимохи-мических характеристик нейроцитов не только в спинномозговых ганглиях, но и в каудальном узле блуждающего нерва, тройничном узле, интрамураль-ных ганглиях глотки, желудка, двенадцатиперстной кишки. Этими исследованиями также установлены фазные изменения: первичное повреждение популяций нейроцитов в результате прямого воздействия капсаицина и вторичное

- из-за развития нейродистрофического процесса вследствие деафферентации.

Неонатальное введение капсаицина приводит не только к выраженному нарушению клеточного состава ганглиев-мишеней, но и к первичному повреждению нейроцитов собственного ядра заднего рога спинного мозга.

В развитии вторичного нейродистрофического процесса отмечено постепенное вовлечение ядер в дистрофический процесс: в первую очередь -нейроциты собственного ядра, затем - нейроциты дорсального ядра, позднее -мотонейроны. В последнюю очередь вторичные изменения развиваются в нейроцитах промежуточно-медиального и промежуточно-латерального ядер.

Список литературы диссертационного исследования кандидат медицинских наук Порсева, Валентина Вячеславовна, 2006 год

1. Авакян JI.A., Худавердян Д. Н. Изменения ультраструктуры синапсов и двигательных нейронов вентральных рогов спинного мозга у кошек с паратиреопривной тетанией // Архив антом., гистол. и эмбриол.-1984.-Т.86, вып.б.-С. 15-20.

2. Автандилов Г.Г. Перспективы применения вероятностных принципов изучения проблем нормальной и патологической морфологии // Архив антом., гистол. и эмбриол.-1974.-№ 5.-С.5-14.

3. Ажипа Я.И. Нейро-гуморальные отношения при нейродистрофическом процессе. Дисс. докт. мед. наук. М., 1970.-1082 с.

4. Амвросьев А.П. Анатомия афферентных систем пищеварительного тракта. Минск: Наука и техника, 1972.-312 с.

5. Амвросьев А.П. Адренергическая и холинергическая иннервация органов пищеварительной системы (гистохимическое и экспериментальное исследование). Минск: Наука и техника, 1977.-182 с.

6. Аничков С.В., Заводская И.С., Морева Е.В., Веденеева З.И. Нейроген-ные дистрофии и их фармакотерапия. Л., 1969.-210 с.

7. Берсенев В.А. Шейные спинномозговые узлы. М.: Медицина, 1980.-208 с.

8. Ю.Боголепов Н.Н. Изменения синапсов мозга человека // Современные проблемы нейробиологии. Исследования висцеральных систем и их регуляция в возрастном аспекте: тез. докл. Саранск.-2001.-С.11.

9. П.Бурдей Г.Д. Морфометрия капиллярого русла спинного мозга крыс в условиях экспериментальной гипоксии // Макро- и микроморфология. Межвуз. научн. сб. Саратов.-1983.-С.50-55.

10. Васильев Ю.Г. Морфология нейро-глио-сосудистых отношений нервной системы млекопитающих // Современные проблемы нейробиологии. Исследования висцеральных систем и их регуляция в возрастном аспекте: тез. докл. Саранск.-2001.-С.14-15.

11. З.Васильев Ю.Г., Шумихина Г.В., Киселев А.А., Мясников М.Г. Морфологические аспекты ангиогенеза среднего и заднего мозга // Фундаментальные проблемы морфологии: материалы междун. научн. конф. Мн: БГМУ.-2004.- С. 25-27.

12. И.Виноградова О.С. Нейронаука конца второго тысячелетия; смена парадигм. // Журнал высшей нервной деятельности.-2000.-Т. 50, №5.-С.743-774.

13. Волкова О.В. Нейродистрофический процесс. М., Медицина.-1978.-256 с.

14. Воробьева О.Б. Возрастные преобразования сократительной активности двенадцатиперстной кишки белой крысы в норме и при > химической де-нервации. Автореф. дисс. канд. биол. наук. Ярославль.-2005.-26 с.

15. Вощинина О.Н. Возрастные изменения активности холинэстераз и ЩФ в капиллярах головного и спинного мозга крысы // Функционально-структурные основы систменой деятельности и механизмы пластичности мозга. Сб. научн. тр. Москва.-1975.-В.4.-С.363-367.

16. Гарнаева А.Ю. Влияние деафферентации на центральные процессы целого и перерезанного спинного мозга. Автореф. дисс. канд. биол. наук. Москва.- 1983.-26 с.

17. Гейнисман Ю.Я. Структурные и метаболические проявления функции нейрона. М., Наука.-1974.-207 с.

18. Гинецинский А.Г. Влияние симпатической нервной системы на функцию поперечно-полосатой мышцы // Русск. физиол. Журнал.-1923.-Т.6, №1-3-С. 139-148.

19. Говырин В.А. Трофическая функция симпатических нервов сердца и скелетных мышц. М.: Наука.-1967.

20. Григорьева Т.А. Морфологические изменения лимфатических узлов при их чувствительной денервации// Лимфоидная ткань в восстановительных и защитных процессах. М.-1966.- С. 105.

21. Гусева Д.С., Рагинов И.С., Масгутов Р.Ф., Челышев Ю.А. Реакция NF200+-HefipOHOB в ответ на травму центрального и периферического отростков // Фундаментальные проблемы морфологии. Материал, меж-дун. научн. конф. Мн.: БГМУ.-2004.-С.38-40.

22. Гурина О.Ю., Косачева Е.Ю. Васкуляризация и особенности строениягрудных симпатических гангбиев в онтогенезе// Современные проблемы нейробиологии. Исследования висцеральных систем и их регуляция в возрастном аспекте: тез. докл. Саранск.- 2001.-С.44.

23. Догель А.С. (Dogiel A.S.) Der Bau des Spinalganglien des Menschen und der Saugetiere. Jena, 1908. - 151 S.

24. Догель А.С. (Dogiel A.S.) Zwei Arten sympathischer Nervenzellen. Anat.Res. 1896. -Bd.ll. S.679-687.

25. Дьячкова Л.И. Чувствительная иннервация и состояние тканевых элементов в стенке желудка при перерезке блуждающих нерво //. Архив анат., гист. и эмбр.-1963.-№12.-С.30-34.

26. Ельчанинов Е.А. Морфо-гистохимические аспекты онтогенеза гассерова узла человека // Автореф. дисс. канд. мед. наук. Воронеж.-1974.-17 с.

27. Ермолин И.Л. Морфология спинномозгового узла в норме и в условиях деафферентации у взрослой крысы. Автореф. дисс. докт. биол. наук. Саранск." 2006.-42 с.

28. Жаботинский Ю.М. Нормальная и патологическая морфология нейрона. М.-Л.: Медицина.-1965.-323 с.

29. ЗЗ.Зайко Н.Н. Патологические проблемы нервной трофики. Киев: Киев, мед. инс-т,-1974.-С.43 -46.34.3ападнюк И.П., Западнюк В.И. и Захария Е.А. Лабораторные животные. Разведение, содержание, использование в эксперименте. Киев: Вища школа,- 1974.-С.243-277.

30. Иванов Н.М., Чаиркин И.Н. Нервный аппарат мочевого пузыря в норме и при перевязке внутренней подвздошной артерии//В сб.: Структура и функции вегетативной нервной системы. Материалы 1-го международного симпозиума.- Воронеж.-1995.-С.36-37.

31. Кадыров Х.К., Антомонов Ю.Г. Синтез математических моделей биологических и медицинских систем. Киев: Наукова думка.-1974.-224 с.

32. Кнорре А.Г., Суворова Л.В. Развитие вегетативной нервной системы в эмбриогенезе. М.: Медицина.-1984.-272 с.

33. Ковригина Т.Р. Энзимохимическая характеристика нейромышечного синапса икроножной мышцы деафферентированной белой крысы // Дисс. канд. биол. наук. Ярославль.-2000.-180 с.

34. Корочкин JT.И. Дифференцировка и старение вегетативного нейрона. М., Л.:Наука.-1965.-188 с.

35. Комиссаров И.В., Абрамец И.И. Влияние моноаминов на мотонейроны изолированного спинного мозга крысы // Нейрофизиология.-1980.-Т. 12, №4.-С.391-396.

36. Косимхожиев М.И. Возрастные изменения плотности нейронов по слоям коры (поле 10) головного мозга // Современные проблемы нейробиологии. Исследования висцеральных систем и их регуляция в возрастном аспекте: тез. докл. Саранск.-2001.-С.20-21.

37. Кравчук Е.Л. Морфометрическая характеристика нейроцитов спинномозговых узлов человека в пожилом и старческом возрастах // Морфологические ведомости.-2004.-№1-2.-С.55-56.

38. Крохина Е.М. Функциональная морфология и гистохимия вегетативной иннервации сердца. М., 1973.

39. Кругляков П.П. Вегетативная система млекопитающих животных и человека в онтогенезе. Автореф. дисс. докт. мед. наук. Саранск.-1996.-36 с.

40. Крыжановский Г.Н. Дистрофический процесс // Арх. пат.-1974.-№ 5 — С.3-13.

41. Лакин Г.Ф. Биометрия. М.: Высшая школа.-1990.-352 с.

42. Лапин С.К. Морфология и морфогенез приспособительных и компенсаторных изменений в нервной системе // Дисс. докт. мед. Наук.-1969.-344 с.

43. Лебединский А.В., Савин Н.Г. О механизме возникновения нейроген-ных дистрофий. Л.-1945.-180 с.

44. Левитман М.Х., Кошевой Ю.В., Плотникова Е.Д., Шапошникова В.В., Эйдус Л.Х. Возрастные особенности кровеносных сосудов головного мозга крыс // Архив анатом., гистод. и эмбриол.-1990.-Т.98, вып.1.-С.49-53.

45. Леонтюк А.С., Леонтюк Л.А., Сыкало А.И. Информационный анализ в морфологических исследованиях. Минск.-1981.-160 с.

46. Лобко П.И., Ковалева Д.В., Ковальчук И.Е., Пивченко П.Г., Руденок В.В., Давыдова Л.А. Информационный анализ спинномозговых ганглиев // Морфология.- 2000.-Т.117, №4.-С.36-40.

47. Любавская А.Н. Гистоморфология гассерова узла человека в возрастном аспекте. Автореф. дисс. канд. мед. наук. Иркутск.-1965.-20 с.

48. Майнот Ч.С. Современные проблемы биологии // В кн.: Основные начала естествознания. М.: Природа.-1913.-С.-5-119.

49. Международная анатомическая терминология. Под ред. Колесникова ЛЛ. М.: Медицина.-2003.-С. 138-139.

50. Микеладзе А.Л. Об окончаниях афферентных волокон в люмбосакраль-ной области спинного мозга // Архив анат., гист. и эмбриол.-1965.-Т.48, вып.5.-С. 3-12.

51. Мосеев В.П. Морфологические и функциональные изменения желудка после частичной его денервации. Дисс.канд.мед.наук. Ярославль.-1970.-269 с.

52. Мотавкин П.А., Охотин В.Е. Гистохимия холинацетилтрансферазы в спинном мозге и спинномозговых узлах кошки // Архив анат., гист. и эмбриол.-1983.-Т.75, вып.9.-С.52-56.

53. Мотавкин П.А., Зуга М.В. Окись азота и её значение в регуляции легочных функций//Морфология.-1998.-Т. 114, №5.-С. 99-111.

54. Моторина М.В. О структуре моторных ядер спинного мозга крысы в постнатальном онтогенезе (по данным светооптического и электронно-микроскопического исследования) // Архив анат., гист. и эмбриол.-1987.- Т.78, вып.З.-С.ЗЗ-42.

55. Насыров Р.А., Коновалов Г.В. Изменения нейронов спинного мозга и спинномозговых узлов при гипокинезии // Архив анат., гистол. и эмбри-ол.-1982.-Т.82, вып.5.-С.27-32.

56. Николаев Г.М., Шилкин В.В. Опыт определения активности ацетилхо-линэстеразы в структурах периферической нервной системы // Проблемы морфогенеза периферических нервов: сб. трудов ЯМИ. Ярославль.-1983.-С.64-72.

57. Новицкий И.С. О возрастных изменениях периферической нервной сис-темы-спинальных ганглиев, корешков и седалищного нерва // Тр. Омск.мед.ин-та.-1940.-Вып.7.-С.50-100.

58. Ноздрачев А.Д. Анатомическая структура вегетативной нервной системы // Физиология вегетативной нервной системы. JL: Наука.-1981.-С.31-34.

59. Ноздрачев А.Д. Вегетативная рефлекторная дуга. JL: Наука.-1978.-232 с.

60. Ноздрачев А.Д. Физиология вегетативной нервной системы. JL: Медицина." 1983.-296 с.

61. Ноздрачев А.Д., Маслюков П.М., Стрелков А.А., Фатеев М.М., Шилкин

62. В.В. Сенсорные связи звездчатого ганглия кошки // ДАН, 1998 -Т.358 -№6.-С. 844-846.

63. Ноздрачев А.Д., Поляков E.JI. Анатомия крысы. СПб: Лань.-2001.-464с.69.0ленев С.Н. Конструкция мозга. Л.: Медицина.-1987.-208 с.70.0строумов А.А. Второй год роста стерляди // Тр. об-ва естествоиспыт. Казанск. ун-та, 1912.-Т.45.-Вып.1.-С. 1-24.

64. Остроумов А.А. Дальнейший ход роста стерляди // Тр. о-ва естествоиспыт. Казанск. ун-та.-1918.-Т.49, вып.б.-СЛ-Зб.

65. Пивченко П.Г. Структурная организаций серого вещества спинного мозга человека и млекопитающих животных. Автореф. дисс. докт. мед. наук. Харьков.-1993.-38 с.

66. Пивченко П.Г., Ковалева Д.В. Информационный анализ функциональных особенностей нейронов серого вещества спинного мозга // Фундаментальные проблемы морфологии. Материал, междун. научн. конф. Мн.: БГМУ.-2004.-С. 89-90.

67. Рагинов И.С., Челышев Ю.А., Шагидуллин Т.Ф. Взаимодействие чувствительных нейронов и клеток-сателлитов при стимуляции регенерации нерва. Морфология.-2002.-Т.122, вып.4.-С.37-39.

68. Румянцева Т.А. Влияние химической денервации на нейроциты экстра-и интрамуральных ганлиев в постнатальном онтогенезе белой крысы. Автореф. дисс. докт. мед. наук. Санкт-Петербург.-2002.-36 с.

69. Румянцева Т.А., Воробьева О.Б. Влияник химической деафферентации на постнатальное развитие нейроцитов интрамуральных ганглиев желудка и двенадцатиперстной кишки // Актуальные проблемы биологии имедицины. Материал, междун. конф. Астрахань.-2000.-С.137.

70. Румянцева Т.А., Ковригина Т.Р., Филимонов В.И. Влияние введения капсаицина на нейроциты спинномозговых ганглиев // Макро- и микроморфология. Саратов.-1999.-С.117-119.

71. Сабиров М.А. Морфологические изменения в поясничном отделе спинного мозга, спинномозговых узлах и мягкой мозговой оболочке при окольном кровотоке на фоне нейрогенных поражений. Автореф. дисс. канд. мед. наук. Ярославль.-1985.-18 с.

72. Савро В.А. Отличия цито- и ангиоархитектоники вентральных рогов спинного мозга высших и низших позвоночных // Архив анатом., гис-тол. и эмбриол.-1987.-Т.93, вып.9.-С.52-58.

73. Светлов П.Г. Физиология (механика) развития. JI: Наука.-1978.-Т. 1.-279 с.

74. Слука Б.А. Информационный анализ нейроцитов некоторых периферических ганглиев и критические периоды их функционирования // Архив анатом., гистол. и эмбриол.-1983.-Т.84, №2.-С. 16-22.

75. Сперанский А.Д. Нервная система и патология. М.-1930.-198 с.

76. Струков А.И., Лапин С.К. О классификации изменений в периферической нервной системе и морфологических признаках компенсаторных приспособлений в ней // Арх. пат.- 1964.-№8.-С.81-85.

77. Струков А.И., Ярыгин Н.Е., Лапин С.К. Вопросы классификации структурных изменений элементов нервной системы // В кн.: Вопросы морфологии нервной системы. М.-1960.-С.69-78.

78. Сысов А.В. Количественная морфологическая характеристика поясничных спинномозговых ганглиев в постнатальном периоде развиятия // Морфология.-1996.-Т. 109, №2.-С.94-102.

79. Тошматов А.К. Врзрастные изменения цитоархитектоники и сорфометрической характеристики нейронов поля 8 коры лобной доли головного мозга человека. Автореф. дисс. канд мед. наук. Ярославль.-2004.-19 с.

80. Тмулин С.Ж., Клейнбок И .Я., Доронин В.Н. Особенности проекции афферентных волокон вентральных корешков на нейроны дорсального рога спинного мозга кошки // Нейрофизиология.-1985.-Т. 17, ЖЗ.-С.ЗОО-305.

81. Усупбекова Б.Ш. Нейронные связи краниального шейного ганглия со спинным мозгом. Автореф. дисс. канд. мед. наук. Ярославль.-1988.-18 с.

82. Цехмистренко Т.А. Развитие коры мозжечка человека в раннем постнатальном онтогенезе// Современные проблемы нейробиологии. Исследования висцеральных систем и их регуляция в возрастном аспекте: тез. докл. Саранск.- 2001.-С. 32-33.

83. Цыцорина Н.А. К возрастной морфологии спинномозговых узлов собаки // Общие закономерности морфогенеза и регенерации. Алма-Ата.-1972.-С.101-102.

84. Чайковский А.Б., Втюрин Б.В., Куприянов В.В. Ультраструктура кровеносных капилляров спинномозговых узлов в норме и при ожогах // Архив анат., гист. и эмбриол.-1973.-№6.-С.5-15.

85. Челышев Ю.А., Богов А.А., Рагинов И.С., Кубицкий А.А., Алексеева Е.Б., Шагидуллин Т.Ф. Реакции чувствительных нейронов при регенерации нерва // Функциональная нейроморфология. Фундаментальные и прикладные исследования. Минск.-2001.-С.197-199.

86. Челышев Ю.А., Селякин С.П., Рагинов И.С. Межклеточные взаимодействия в спинальном ганглии при регенерации нерва // Российские морфологические ведомости.-2001.-№1-2.-С.159-166.

87. Челышев Ю.А., Рагинов И.С. Посттравматическое выживание нейронов спиальных ганглиев при стимуляции регенерации нерва // Бюлл. эксп. биол. мед.-2002.-Т.13, №6.-С.597-599.

88. Чмыхова Н.М., Карамян О.А., Кожанов В.М. Исследование морфологических основ взаимодействия мотонейронов изолированного спинного мозга с помощью пероксидазы хрена // Нейрофизиология.-1988.-Т.20, №3.-С.340-350.

89. Шилкин В.В., Румянцева Т.А., Ковригина Т.Р., Филимонов В.И. Влияние введения капсаицина на нейроциты спинномозговых ганглиев белой крысы // Российские морфологические ведомости.-1999.-№1-2.-С.167-168.

90. Шилкин В.В, Румянцева Т.А., Агаджанова JI.C., Порсева В.В., Фока-нова О.А. NADPH-позитивные нейроциты в периферической нервной системе половозрелой крысы. Морфология.-2004.-Т.126, №4.-С.143.

91. Шмальгаузен И.И. Опредление основных понятий и методика исследования роста // В кн.: Рост жмвотных. Под ред. С.Я. Капоанского, М.С. Мицкевича, Б.П. Токина и И.И. Шмалынаузена. M.-JL: Биомедгиз.-1935.-С.8-60.

92. Ярыгин Н.Е., Шепелева Н.С. Отдаленные результаты при двусторонней ваготомии // Архив пат.-1957.-Т.19, №7.-С.41-44.

93. Ярыгин Н.Е., Ярыгин В.Н. Патологические и приспособительные изменения нейрона. М., Медицина,-1973,-190 с.

94. Яценко А.д., Лютикова Т.М. Морфометрическая характеристика нейронов спинного мозга и спинальных ганглиев белых мышей // Сб.: Механизмы синаптической передачи. Тез. докл. Всероссийской конференции. Москва.- 2004.-С.-108

95. Adnot S., Raffestin В., Eddahibi S. NO in the lung // Respir.Physiol.-1995.-V.101, № 2.-P.109-120.

96. Aim P., Uvelius В., Ekstrom J., Holmqvist В., Larsson В., Andersson K. Nitric oxide synthase-containing neurons in rat parasympathetic, sympathetic and sensory gandlia: a comparative study. J Histochem.-1995.-V. 27, №10.-P.819-831.

97. Andres K. Untersuchungen uber morphologische Veranderungen in Spi-nalganglien wahrend der Retrograden Degeneration // Zeitschr. Zellforsch.-1961.-V.55, №l.-P.49-54.

98. Arbuckle J.B., Docherty R.J. Expression of tetrodotoxin-resistant sodium channels in capsaicin-sensitive dorsal root ganglion neurons of adult rats // Neurosci. Lett.-1995.-V. 185, №1.- P.70-73.

99. Avendano C., Lagares A. A stereological analysis of the numerical distribution of neurons in dorsal root ganglia C4-T2 in adult macaque monkeys // Somatosens. Mot. Res.-1996.-V.13, №l.-P.59-66.

100. Babes A., L orzon D., Reid G. T wo p opulation о f neurons in rat dorsal root ganglia and their modulation // J. Neurosci.-2004.-V.20, №9.-P.2276-2282.

101. Bergman E., Fundin B.T., Ulfhake B. Effects of aging and axotomy on the expression of neurotrophin receptors in primary sensory neurons // J. Сотр. Neurol.-1999.-V.2, №410(3).-P.368-386.

102. Brown A.G. Neuronal organization in the dorsal horn of the spinal cord // J. Сотр. Neurol.-1983.-V.215, №3.-P.331-350.

103. Castro de F. Sympathetic ganglia normal and pathological // Cytology and cellular pathology of nervous system. New York.-1932.-V.1.-P.317-3 84.

104. Chard P.S., Bleakman D. Capsaicin-induced neurotoxicity in cultured dorsal root ganglion neurons: involvement of calcium-activated proteases // Neuroscience.- 1995.-V.65, №4.- P.1099-1108.

105. Chen J.H., Weng H.R., Dougherty P.M. Sensitization of dorsal root reflex in vitro and hyperalgesia n neonatal rats produced by capsaicin // J. Neuro-sci.-2004.-V. 126, №3 .-P.743-751.

106. Chung K., Klein C.M., Coggeshall R.E. The receptive part of the primary afferent axon is most vulnerable to systemic capsaicin in adult rats // Brain Res.-1990.-V.19, №511(2).-P. 222-226.

107. Diculescu I., Onicescu D., Mischiu L. Les cellules claires et les cellules foncees du ganglion spinal // Bull. Assoc. anat.-1968.-№141.-P.818-825.

108. Donnerer J., Leibmann I., Schicho R. Differenial regulation of 3-beta-hudroxysteroid dehydrogenase and vanilloid receptor TRPV1 mRNA in sensory neurons by capsaicin and NGF //Pharmacology.-2005.-V.73, № 2.-P.97-101.

109. Dubovy P., Svizenska I., Cerna P. Contribution to histochemical distribution of non-specific cholinesterase activity in sensory ganglia of some mammals // Z. Mikrosk. anat. Forsch.-1989.-V.l03, №6.-P.877-887.

110. Dussor G.O., Jones D.J., Hulsebosch C.E., Edelland T.A., Flores C.M. The effects of chemical or surgical deaffereftation on H-acetylcholine release from rat spinal cord // Brain. Res.-2005.-V.36, №5.-P.257-268.

111. Filagomo G., Biasol S., Recluta E., Vercelli A. increase in the number of NAPH-diaphorase-positive neurons the lumbar dorsal root ganglia following lipopoiysaccharide exposure of the sciatic nerve // Morphologie.-2002.-V.273.-P. 27-30.

112. Foster J.A., Rhelps P.E. NADPH-diaphorase reveals presumptive sympathetic primary afferents in the developing human spinal cord // Auton.Neurosci.-2000.-V.30, №l-2.-P.l 11-117.

113. Fuchs A., Lirk P., Stucky C., Abram S., Hogan Q. Painful nerve injuri decreased resting cytosolic calcium concentrations in sensory neurons of rats // Anesthesiology.-2005.-V. 102, №6.-P. 1217-1225.

114. Fuji K. Senda E., Veda Y. VTP-containing neurons in the spinal cord of the rat their projections. //Neurosci. Lett. -1983.-V.37, №l.-P.51-55.

115. Furness J.B., Costa M., Gibbins I.L., Llewellyn-Smith I J., Oliver J.R. Neurochemical^ similar myenteric and submucous neurons directly traced to the mucosa of the small intestine // Cell Tissue Res.-1985.-V.241, №1.-P.155-163.

116. Geirsson G., Fall M., Sullivan L. Clinical and urodynamic effects of intravesical capsaicin treatment in patients with chronic traumatic spinal detrusor hyperreflexia//J. Urol.-1995.-V.154, №5.-P. 1825-1829.

117. Gerebtzoff M., Philippot E., Dallemagne M. Recherches histichimique sur les acetylcholins et cholinesteraese 2. Activite enzymatiques dans les muscles leuts et rapides des mammiteres et des oi seaux // Acta Anat.-1959.-V.20.-P.234-257.

118. Giacobini E.G., Kaijalainen K., Kerpel-Franius S., Ritzen M. Monoamines and monoamine oxidase in denervation sympathetic ganglion of the cat //Neuropharmacology.-1970.-V.9, №1.-P.59.

119. Henrich M., Hoffmann K., Konig P., Gruss M., Fichbach Т., Godecke A., Hempelmann G., Kummer W. Sensory neurons respond to hypoxia with NO production associated with mitochondria // Mol. Cell Neurosci.-2002.-V.20, №2.-P.307-322.

120. Holzer P. Local effector functions of capsaicin-sensitive sensory nerve endings: involvement of tachikinins, calcitonin gene-related peptide and other neuropeptides // J. Neurosci.-1988.-V.24, №3.-P.739-768.

121. Holzer P., Wachter C., Heinemann A., Jocic M., Lippe I., Herbert M. Sensory nerves, nitric oxide and NANC vasodilatation // Arch. Int. Pharma-codyn. Ther.-1995.-V.329, №l.-P.67-79.

122. Ichikawa H., Helke C.J. Cytochrome oxidase activity in vagal and glossopharyngeal visceral sensory neurons of the rat: effect of peripheral axotomy // Brain Res.-1992.-V.24, №578(l-2).-P.311-316.

123. Ichikawa H., Jacobowitz D.M., Sugimoto T. Calretinin-immunoreactive neurons in the trigeminal and dorsal root ganglia of the rat // Brain Res.-1993.-V.16, №617(1).-P.96-102.

124. Jancso G., Lawson S.N. Transganglionic degeneration of capsaicin-sensitive C-fiber primary afferent terminals // Neuroscience.-1990.-V.39, №2.-P.501-511.

125. Jin H., Ichikawa Y., Fujita M., Yamaai Т., Mukae K., Nomura K., Sugimoto T. Involvement о f caspase с ascade in capsaicin-induced apoptosis of dorsal root ganglion neurons // Brain Res.-2005.-V.1056, №2.-P.139-144.

126. Keilhoff G., Fansa H., Wolf G. Neuronal nitric oxide synthase is the dominant nitric oxide suppler for the survival of dorsal root ganglia after pe-ripher nerve axotomy // J. Chem. Neuroanatom.-2002.-V.24,№3.-P.181-187.

127. Kessler J.A., Blask I. B. Similarities in development of substance P and somatostatin in peripheral sensory neurons // Proc. Nat. Acad. Sci.-1981.-V.78, №7.-P.4644-4647.

128. Koelle G.B., Davis R., Koelle W. A. Effects of aldhyde fixation and of preganglionic denervation on acetylcholinesterase and butyrocholinnesterase of cat autonomic ganglia // J.Histochem.Cytochem.-1974.-V.22, №2.-P.244~ 251.

129. Koelle G.B. A new general concept of the neurohumoral functions of acetylcholine and acetylcholinesterase // J. Pharmacol, and exp.therap.-1962.-V.14-P.65.

130. Kohrogi H., Sekizawa D., Nadel J. Neutral endopeptidase inhibitors potentiate sybstance P- and capsaicin-induced cough in awake guinea pigs // J. Clin. Invest.-1988.-V.82, №6.-P.2063-2068.

131. Kovars I., Lunday A., Koszegi Т., Feher J., Kovars В., Pinter E. Substance P released from sensory nerve ending influences tear secretion and goblet cell function in the rat // Neuropeptides.-2005.-V.39, №4.-P.395-402.

132. Krukoff T.L., Ciriello J, Calaresu F.R. Segmental distribution of peptide-like immunoreactivity in cell bodies of the thoracolumbar sympathetic nuclei of the cat // J. Сотр. Neurol.-1985.-V.240, №1.-P.90-102.

133. Krajci D. The ontogenetic development of satellite cells in spinal ganglia // Neuropatol.pol.-1972.-V. 10, №2.-P.373-378.

134. Lawson S .N., H arper A .A., H arper E .1., Garson J .A., A nderton В .H. A monoclonal antibody against neurofilament protein specifically labels a sub-population of rat sensory neurones // J.Comp.Neurol.-1984.-V.10, №228 (2).-P.263-272.

135. Leighton В., Foot E.A. The role of the sensory peptide calcitonin-gene-related peptides in skeletal muscle: effects of capsaicin and resiniferatoxin // J. Biochem.-1995.-V.307, №3.-P.707-712.

136. Li C., Peoples R.W., Lanthorn Т.Н., Li Z.W., Weight F.F. Distinct ATP-activated currents in different types of neurons dissociated from rat dorsal root ganglion // Neurosci.Lett.-1999.-V. 19, №263(l).-P.57-60.

137. Liu L., Simon S.A. Responses of cultured rat trigeminal ganglion neurons to bitter tastants // Chem.Senses.-1998.-V.23, №2.-P.125-130.

138. Liu L., Wang Y., Simon S.A. Capsaicin activated currents in rat dorsal root ganglion cells // Pain.-1996.-V.64, №1.-P.191-195.

139. Ma Q.P., Hill R., Sirinathsinghji D. Colocalization of CGRP with 5-HT1B/1D receptors and substance P in trigeminal ganglion neurons in rats // Eur.J.Neurosci.-2001.-V.13,№ll.-P.2099-2104.

140. Ma S.X., Holley A.T., Sandra A., Cassell M.D., Abboud F.M. Increased expression of nitric oxide synthase in the gracile nucleus of aged rats / /J. Neuroscience.-1997.-V.76, №3.-P.659-663.

141. Matthews M.R. Small, intensely fluorescent cells and the paraneuron concept // J.Electron.Microsc.Tech.-1989.-V.12, №4.-P.408-416.

142. McCarthy M., Kent C., Mayhew T.M. Effects of neonatal capsaicin administration on the numbers and volumes о f neurons in 1 eft and right T10 dorsal root ganglia in the rat // J.Neurocytol.-1999.-V.28, №2.-P.161-169.

143. McLachlan E.M. The formation of synapses in mammalian sympathetic ganglia reinnervated with preganglionic or somatic nerve // J.Physiol.-1974.-V.237, №1.-P.217-242.

144. McLachlan E.M., Llewellyn-Smith I.J. The immunohistochemical distribution of neuropeptide Y in lumbar pre- and paravertebral sympathetic ganglia of the guinea pig // J.Auton. Nerv. System. -1986.-V.17, №4.-P. 313-324.

145. McLachlan E.M., Oldfield B.J. Some observations on the catechola-minergic innervation of the intermediate zone of the thoracolumbar spinal cord of the cat // J. Сотр. Neurol.-1981.-V.200, №4.-P.529-544.

146. McLain R.F., Weinstein J.N. Morphometric model of normal rabbit dorsal root ganglia // Spine.-1993.-V.l, №18(13).-P.1746-1752.

147. Mense S., Hoheisel U. A lack of in the spinal cord as a possible for the occurrence of spontaneosus pain // Schmerz.-2001.-V.15, №1.-P. 19-25.

148. Mesulam M., Mufson. E., Levey A. Central cholinergic pathways in the rat // Neurosci.-1983.-V. 10, №4.-P. 1185-1201.

149. Miyata H., Jozaki A., Tokuriki M., Kawai Y. Metabolic properties of the sensory neurons in the rat dorsal root ganglion // Arch. Ital. Biol.-1997.-V.135, №3.-P. 263-271.

150. Mimura Y., Kato H., Eguchi K., Ogawa T. Schedule dependency of pacli-taxel-induced neuropathy in mice: a morphological study // Neurotoxicol-ogy.-2000.-V.21, №4.-P.513-520.

151. Morre D.J., Chueh P.J. Capsaicin inhibits preferentially the NADH oxidase and growth of transformed cells in culture // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1995.-V.92, №6.-P.-1831-1835.

152. Miyata H., Josaki A. Tokuriki M., Kawai Y. // Arch. Ital. Biol.-1997.-V.135, №3.-P.263-271.

153. Nagy I., Pabla R. Cobalt uptake enables identification of capsaicin- and bradykinin-sensitive subpopulations of rat dorsal root ganglion cells in vitro // Neuroscience.-1993.-V.56, №l.-P.241-246.

154. Nakajima K., Tooyama I., Yasuhara O., Aimi Y., Kimura H. Immunohistochemical demonstration of choline acetyltransferase of a peripheral type (pChAT) in the enteric nervous system of rats // J. Chem.Neuroanat.-2000.-V. 18, № 1 -2.-P.31 -40.

155. Nakanishi Y, T ooyama I, Y asuhara О, Aimi Y, К itajima К, К imura H Immunohistochemical localization of choline acetyltransferase of a peripheral type in the rat larynx// J. Chem. Neuroanat. 1999 - 17 (l).-21-32.

156. Navarro X., Verdu E., Buti M. Comparison of regenerative and reinner-vating capabilities of different functional types of nerve fibers // Exp.Neurol.-1994.-V.129, №2.-P.217-224.

157. Necker R. Embryonic development of choline acetyltransferase and nitric oxide synthase in the spinal cord of pigeons and chickens with special reference to the superficial dorsal horn // Anat. Embryol.-2004.-V.208, №3.-P.169-181.

158. Nothias F., Tessler A., Murray M. Restoration of substance P and calcitonin gene-related peptide in dorsal root ganglia and dorsal horn after neonatal sciatic nerve lesion // J.Comp.Neurol.-1993.-V.15, №334 (3).-P.370-384.

159. Ott S.R., Burrows M. Nitric oxide synthase in the thoracic ganglia of the locust: distribution in the neuropiles and morphology of neurons // J. Сотр. Neurol.-1998.-V.395, №2.-P.217-230.

160. Piper A.S., Docherty R.J. One-way cross-desensitization between P2X purinoceptors and vanilloid receptors in adult rat dorsal root ganglion neurones // J.Physiol.-2000.-V. 15, №523, Pt.3.-P.685-696.

161. Pearson R.C., Brandies L., Goldstein M., Cuello S.A. Neurotransmitter related immunocytochemistry of the human central nervous system // J. Neural. Transmission.-1983.-V.18.-P.25-31.

162. Popken G.J., Farel P.B. Sensory neuron number in neonatal and adult rats estimated by means of stereologic and profile-based methods // J.Comp.Neurol.-1997.-V.15,№386(l).-P.8-15.

163. Reineske M. Localization of neurotensin-immunoreactivity in the spinal cord and peripheral nervous system of the guinea pig // Neurosci. Lett.-1983.-V.37, №l.-P.37-42.

164. Rybarova S., Kluchova D., Kocisova M., Schmidtova K., Lovasova K. Detection of peptidergic and nitrergic structures in the spinal ganglia of rabbits // Bratisl. Lek. Listy.-2000.-V.101, №5. P.280-287.

165. Rybarova S., Kluchova D., Schmidtova K., Lovasova K. Nitrergic structures in the spinal ganglia in rabbits // Braticl. Lek Listy.-1999.-V.100, №10.-P.537-540.

166. Schicho R., Donnerer J. Nerwe growth factor stimulated synthesis of calcitonin gene-related peptide in dorsal root ganglion cells during sensory regeneration in capsaicin-treated rats // Neurosci. Res.-1999.-V.35, №3.-P.183-187.

167. Shumatov V.B., Shumatova T.A., Balashova T.V. Effect of epidural morphine analgesia on the NO-forming ac of nociceptive neurons of the spinal ganglia and bone marrow // Anesteziol. Reanimatol.-2003.-№4.-P.l9-21

168. Simonsen U., Triguero D., Garcia-Sacristan A., Prieto D. Cholinergic modulation of non-adrenergic, non-cholinergic relaxation in isolated, small coronary arteries from lambs // Pflugers.Arch.-1999.-V.438, №2.-P. 177-186.

169. Smith D.C. Sinaptic sites in sympathetic and vagal cardioaccelerator nerves of the dog // Amer.J.Physiol.-1970.-Vol.218, №6.-P.16.

170. Smith G.D., Seckl J.R., Harmar A J. Distribution of neuropeptides in dorsal root ganglia of the rat; substance P, somatostatin and calcitonin gene-related peptide//Neurosci.Lett.-1993.-V.16, №153(l).-P.5-8.

171. Sugimoto Т., Li Y.L., Kishimoto H., Fujita M., Ichikawa H. Compensatory projection of primary nociceptors and c-fos induction in the spinal dorsal horn following neonatal sciatic nerve lesion // Exp.Neurol.-2000.-V.164, №2.-P.407-414.

172. Swett J.E., Hong C.Z., Miller P.G. Most dorsal root ganglion neurons of the adult rat survive nerve crush injury // Somatosens.Mot.Res.-1995.-V.12, №3-4.-P.177-189.

173. Usunoff K.G., Kharazia V.N., Valschanoff J.G., Schmidt H.H. NOS co-matosensory mediated of airways in thalamus // Anat. Embryol.-1999.-V.200, №3.-P. 265-281.

174. Ueno S., Tsuda M., Iwanaga Т., Inoue K. Cell type-specific ATP-activated responses in rat dorsal root ganglion neurons // Br.J.Pharmacol.-1999.-V.126, №2.-P.429-436.

175. Vizzard M.A., Erdman S.L., Erickson V.L., Stewart R.J., Roppolo J.R., De Croat W.C. Localization о f NADPH diaphorase in the lumbosacral spinal cord and dorsal root of the cat. J Comp Neurol.-1994.-V.339, №l,-P.62-75.

176. Vizzard M.A., Erdman S.L., Roppolo J.R., Forstermann U., de Groat W.S. Differential localization of neuronal nitric oxide syntrase immunoreac-tivity and NADH-diaphorase activity in the cat spinal cord // Cell. Tissue Res.-1994.-V.278, №2.-P.299-309.

177. Wang G.D., Pan Q.P., Li Z.W. Electrophysiological and relevant morphological properties of neurons in toad dorsal root ganglion // J.Tongji.Med.Univ.-1993.-V.13, №2.-P.93-99.

178. Weil-Fugazza J., Onteniente В., Audet G., Philippe E. Dopamine as trace amine in the dorsal root ganglia // Neurochem.Res.-1993.-V.18, №9.-P.965-969.

179. Wetts R., Vaughn J.E. Transient expression of beta-NADPH diaphorase in developing r at d orsal r oot ganglia n eurons / / В rain R es.Dev.Brain R es.-1993.-V.17, №76(2).-P.278-282.

180. Zhao C., Tao Z., Xiao J., Zhao S., Qiao J. Histochemical and immunohistochemical studies of distribution of acetylcholinesterase-positive fibers andpeptidergic terminals in the nasal mucosa of rats // Chin.Med.J.(Engl).-1998.-V. 111, №7.-P.644-647.

181. Xu L., Matsumura S., Habuchi Т., Takagi K., Abe Т., Ito S. In situ measurement of neuronal nitric oxide synthase activity in the spinal cord by NADPH-diaphorase histochemistry // J. Neurosc.Methods.-2005.-V.67, №2.-P.136-145.

182. Zheng Z., Shimamura K., Anthony T.L., Travagli R.A., Kreulen D.L. Nitric oxide is a sensory nerve neurotransmitter in the mesenteric artery of guinea pig // J.Auton.Nerv.Syst.-1997.-V.l 1, №67(3).-P.137-144.

183. Zhou X.F., Cameron D., Rush R.A. Endogenous neurotrophin-3 supports the survival of a subpopulation of sensory neurons in neonatal rat // Neuro-science.-1998.-V.86, №4.-P.l 155-1164.

184. Zhou X.F., Rush R.A. Peripheral projections of rat primary sensory neurons immunoreactive for neurotrophin 3 // J.Comp.Neurol.-1995.-V.4, №363(l).-P.69-77.

185. Zhou Y., Mack P., Ling E. Localization of NADPH-diaphorase reactivity and nitric oxide synthase immunoreactivity in the lumbosacral dorsal root ganglia in gunea pigs // J. Hirnforsch.-1998.-V.39, №2.-P.l 19-127.