Влияние холестерина на формирование доменов в фосфолипидных мембранах и взаимодействие дисахаридов с их поверхностью по данным низкочастотного комбинационного рассеяния света и импульсного ЭПР спиновых меток тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 01.04.17, кандидат наук Леонов Дмитрий Вячеславович

• Леонов Дмитрий Вячеславович
• кандидат наук
• 2023

Оглавление диссертации кандидат наук Леонов Дмитрий Вячеславович

1.1. Актуальность работы

1.2. Степень разработанности темы исследования

1.3. Цель работы

1.4. Научная новизна

1.5. Теоретическая и практическая значимость

1.6. Положения, выносимые на защиту

1.7. Личный вклад автора

1.8. Степень достоверности и Апробация работы

1.9. Соответствие специальности 1.3.17 - химическая физика, горение и взрыв, физика экстремальных состояний вещества

1.10. Публикации

1.11. Структура и объём диссертации

2. Литературный обзор

2.1. Биологическая мембрана

2.2. Модельные биологические мембраны, методики изучения

2.3. Комбинационное рассеяние света

2.4. Импульсный ЭПР спиновых меток

4. Влияние холестерина на образование доменов в модельных фосфолипидных мембранах, состоящих из смеси липидов DPPC и DOPC

5. Взаимодействие молекул сахарозы с модельными фосфолипидными мембранами на основе метода импульсного ЭПР спиновых меток

6. Взаимодействие молекул сахарозы с модельными липидными мембранами на основе метода низкочастотного комбинационного рассеяния света

7. Результаты и выводы

8. Благодарности

9. Список сокращений

10. Список литературы

11. Список публикаций по теме диссертации

1. Введение

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влияние холестерина на формирование доменов в фосфолипидных мембранах и взаимодействие дисахаридов с их поверхностью по данным низкочастотного комбинационного рассеяния света и импульсного ЭПР спиновых меток»

1.1.Актуальность работы

В процессе жизнедеятельности клетки организмов взаимодействуют с различными веществами. Естественным барьером, разграничивающим внутреннюю часть клетки от внешнего окружения, является клеточная мембрана. Внешние молекулы, исходя из своей природы, по-разному взаимодействуют с мембраной: могут встраиваться в структуру биологической мембраны, проникать внутрь, располагаться вблизи поверхности или в межклеточном пространстве. Живые клетки приспособились использовать каждый из типов взаимодействия в процессе жизнедеятельности: гликопротеины встраиваются в мембрану и выполняют сигнальные функции, холестерин способствует образованию рафтов - неоднородностей в латеральной структуре мембраны, которые играют важную роль в передаче сигналов и внутриклеточной транспортировке, молекулы криопротекторов могут как проникать внутрь клетки (пропиленгликоль, этиленгликоль, глицерин), так и располагаться снаружи (олигосахариды, такие как сахароза или трегалоза, защищают клетку от разрушения в процессе заморозки или дегидратации).

Основными компонентами клеточной мембраны являются белки, липиды, углеводы. На долю углеводов приходится 0 - 15%. Массовое соотношение белков и липидов для разных мембран может варьироваться от ~ 1 / 4, до ~ 4 / 1. Учитывая, что молекулярная масса липида ~1 KDa, а молекулярная масса белка ~1000 KDa, то, несмотря на высокую массовую долю белков, мембрану на молекулярном уровне можно представить как липидный бислой, в который встраиваются белки и другие молекулы.

Для исследования модельных биологических мембран применяются различные методы: инфракрасная спектроскопия, флуоресцентная корреляционная спектроскопия, ядерный магнитный резонанс, рентгеноструктурный анализ, электронный парамагнитный резонанс и другие методы. Все они позволяют изучать различные характеристики мембран. Но несмотря на обилие методов, часть вопросов остаётся нерешенной, что связано с малым масштабом протекающих процессов и сложностью их прямого изучения. Ряд применяемых методик используют модифицированные молекулы, содержащие функциональные группы, которые генерируют или усиливают сигнал и являются пробными молекулами. В этом случае встаёт вопрос о вкладе, который вносят подобные модификации в исследуемую систему.

Диссертационная работа посвящена применению методов низкочастотного комбинационного рассеяния света (КРС) и импульсного электронного парамагнитного резонанса (ЭПР) спиновых меток для исследования роли холестерина в формировании доменов в

модельных биологических мембранах и взаимодействия Сахаров криопротекторов (сахароза и трегалоза) с их поверхностью. По данным вопросам в литературе ведется дискуссия. Остаётся открытым вопрос образование доменов в мембране клетки, обогащенных молекулами холестерина (так называемых липидных рафтов), или разделения поверхности мембраны на несколько различных фаз под действием холестерина. Природа сосуществования доменов различных фаз остаётся до конца неизученной и, более того, для двойных систем фосфолипид -холестерин нет единого мнения о сосуществовании двух фаз на поверхности мембраны. Сложность получения прямых экспериментальных доказательств существования доменов связана с малыми размерами доменов 20 - 200 нм и большим разбросом их времени жизни (от десятков миллисекунд до нескольких секунд).

Также на текущий момент нет единой точки зрения на механизм защиты клетки от гибели при её заморозке или дегидратации под действием сахарозы и трегалозы. По результатам многих исследований было сформулировано две гипотезы/модели, описывающие механизм криозащиты. Первая гипотеза - стеклование межклеточной среды и подавление этим кристаллизации воды, которая может привести к механическим повреждениям клетки. Вторая гипотеза - образование на поверхности мембраны вязкой матрицы, которая скрепляет внешнюю оболочку и препятствует её разрушению при кристаллизации воды.

1.2.Степень разработанности темы исследования

Изучению неоднородностей в структуре липидных мембран посвящено большое количество публикаций. Многие из них посвящены исследованию существованию холестериновых рафтов в липидных бислоях различного химического состава. В исследованиях применялись методы ядерного магнитного резонанса, конфокальной флуоресцентной спектроскопии, рассеяние рентгеновских лучей и другие. Были получены фазовые диаграммы систем DPPC - Cholesterol, DOPC - DPPC - Cholesterol, POPC - DPPC - Cholesterol, POPC - PSM - Cholesterol, DOPC - PSM - Cholesterol, DLPC - DPPC - Cholesterol при различных температурах.

Изучение процессов криоконсервации имеет долгую историю. Еще в начале XIX века Бахметьев П.И. изучал анабиоз бабочек при переохлаждении. На текущий момент по результатам большого количества исследований были сформулированы две гипотезы сохранения жизнедеятельности клеток при низких температурах под действием сахаров криопротекторов.

1.3.Цель работы

Целью диссертационной работы является определение роли холестерина в процессах формирования латеральных гетерогенностей нанометрового масштаба (доменов) в модельных фосфолипидных мембранах и проверка существующих гипотез, описывающих взаимодействие дисахаридов с поверхностью модельных фосфолипидных мембран.

В данной работе формирование доменов определяется по изменениям механических свойств модельных фосфолипидных мембран. Поэтому для достижения поставленных целей необходимо решить следующие задачи:

• развитие методов и подходов импульсного ЭПР спиновых меток, низкочастотного КРС модельных фосфолипидных мембран

• методом низкочастотного КРС определить влияние холестерина на механические свойства модельных фосфолипидных мембран различного химического состава

• методом ЭПР спиновых меток измерить локальную концентрацию сахарозы вблизи поверхности мембраны в зависимости от концентрации сахарозы в растворе

• методом низкочастотного КРС определить влияние дисахаридов (сахароза и трегалозы) на механические свойства модельных фосфолипидных мембран.

1.4.Научная новизна

1. Впервые применен метод низкочастотного комбинационного рассеяния света для изучения роли холестерина в формировании структурных неоднородностей (липидных рафтов) в модельных биологических мембранах различного химического состава и изучения процессов взаимодействия дисахаридов (сахароза, трегалоза) с их поверхностью. Получены концентрационные зависимости параметров пика КРС, соответствующего первой моде нормального колебания липидного монослоя, которые связаны с механическими свойствами биологической мембраны.

2. Впервые получены экспериментальные данные низкочастотного комбинационного рассеяния света, свидетельствующие об увеличении однородности мембраны xDOPC -xDPPC - (1-2x)Cholesterol в нанометровом масштабе в присутствии холестерина. В области сосуществования фаз (содержание холестерина 10 - 38 то1%) параметры пика согласуются с представлениями о сосуществующих доменах в данном диапазоне концентраций холестерина.

3. Впервые получены экспериментальные данные низкочастотного комбинационного рассеяния света, подтверждающие влияние холестерина на связывание монослоёв в бислое в системе xDOPC - (l-x)Cholesterol.

4. Впервые измерена локальная концентрация сахарозы вблизи поверхности мембраны DPPC, в зависимости от ее концентрации в растворе. Экспериментальные данные соответствуют модели монослойной адсорбции Ленгмюра, что подтверждает гипотезу вытеснения воды.

1.5.Теоретическая и практическая значимость

Результаты, полученные в ходе выполнения экспериментов методами низкочастотного КРС и импульсного ЭПР спиновых меток на модельных фосфолипидных мембранах, в дальнейшем будут способствовать развитию новых теорий, объясняющих механизмы криозащиты клеток и влияния холестериновых доменов на протекание биологических процессов клеток.

1. Обнаружены низкочастотные пики в спектрах КРС, отражающие изменение механических свойств липидного бислоя при встраивании молекул холестерина и под действием молекул сахарозы и трегалозы. Данные результаты могут лечь в основу развития нового метода исследования механических свойств липидного бислоя без применения специальных сигнальных молекул.

2. Измеренные концентрационные зависимости параметров пика, соответствующего первой моде колебания липидного монослоя DOPC - DPPC - Cholesterol, свидетельствуют в пользу представления сосуществующих доменов. Полученный результат является важным, поскольку липидные домены задействованы в ряде биологических функций.

3. Обнаруженное влияние холестерина на связывание монослоёв в бислое развивает существующие представления о роли холестерина в клеточных мембранах.

4. Обнаруженная высокая концентрация сахарозы / трегалозы вблизи поверхности модельной липидной мембраны при низкой концентрации сахарозы / трегалозы в растворе подтверждает одну из гипотез, описывающих механизм криозащиты клеток - гипотезу вытеснения воды.

1.6. Методология и методы исследования

В данной работе для получения экспериментальных результатов использовались методы низкочастотного КРС на фосфолипидных бислоях и ЭПР спиновых меток. Также использовались

теоретические модели для аппроксимации экспериментальных данных и интерпретации полученных результатов.

Метод импульсного ЭПР спиновых меток хорошо зарекомендовал себя для измерения локальной концентрации магнитных ядер вблизи спиновой метки. В качестве спиновой зонда для исследования концентрации сахарозы вблизи поверхности бислоя использовался спин-меченый липид, структура которого идентична структуре используемого липида DPPC, за исключением дополнительной группы с неспаренным электроном. Молекулярная группа, содержащая неспаренный электрон, находится в полярной головке липида и при формировании липидного бислоя располагается над его поверхностью. Таким образом применение данного спин-меченого липида не вносит существенный вклад в структуру липидного бислоя и позволяет измерять локальные концентрации магнитных ядер вблизи поверхности мембраны.

Спектроскопия КРС широко используется для изучения колебательных спектров вещества. Одним из преимуществ КРС является отсутствие необходимости использования дополнительных сигнальных центров, которые могут влиять на структуру и свойства исследуемых систем. Низкочастотное КРС липидных бислоёв является новым методом изучения механических свойств бислоя. В рамках работы проводится сравнительный анализ результатов низкочастотного КРС с результатами, полученными методом ЭПР спиновых меток, и литературными данными, что обеспечивает корректную интерпретацию полученных результатов.

1.6.Положения, выносимые на защиту

1. Методом КРС можно изучать изменение механических свойств мембран при их взаимодействии с сахарами и при изменении в них концентрации холестерина.

2. Методом импульсного ЭПР спиновых зондов можно измерять локальную концентрацию сахаров вблизи поверхности мембраны.

3. В трехкомпонентных системах DOPC - DPPC - Cholesterol имеет место образование доменов различного липидного состава, что находит отражение в параметрах низкочастотного пика в спектрах КРС.

4. В двухкомпонентных мембранах DMPC - Cholesterol и POPC - Cholesterol образование доменов не наблюдается в исследованном диапазоне концентраций холестерина 0 - 50%.

5. Взаимодействие сахарозы и трегалозы с модельными биологическими мембранами DPPC и POPC соответствует модели монослойной адсорбции Ленгмюра.

1.7.Личный вклад автора

Личный вклад автора заключается в планировании, подготовке и проведении экспериментов, интерпретации и обсуждении полученных экспериментальных данных, анализе литературы и подготовке материалов для дальнейшей публикации статей.

Основные результаты, изложенные в работе, получены автором лично.

1.8.Степень достоверности и Апробация работы

Достоверность представленных в диссертационной работе данных определяется использованием хорошо отработанных методов экспериментального исследования, согласия данных, полученных разными методами, и согласием с известными теоретическими представлениями, тщательностью проведения эксперимента и достигнутой воспроизводимостью результатов.

Результаты диссертации докладывались и обсуждались на Международной конференции «Modern development of magnetic resonance», Казань, 2014, 23-27 сентября, Международной конференции «Modern development of magnetic resonance», Казань, 2015, 22-26 сентября, 6-м Сибирском семинаре «Спектроскопия комбинационного рассеяния света», Красноярск, 2017, 2123 августа.

1.9.Соответствие специальности 1.3.17 - химическая физика, горение и взрыв, физика экстремальных состояний вещества

Работа соответствует пунктам Паспорта специальности № 1 «Атомно-молекулярная структура химических частиц и веществ, ... экспериментальные методы исследования химической структуры» и № 3 «... молекулярная организация веществ; ... динамические теории в описании упругости, релаксации».

1.10. Публикации

Материалы диссертации опубликованы в 4 статьях в международных рецензируемых журналах, включённых в перечень ВАК.

1.11. Структура и объём диссертации

Диссертация состоит из введения, восьми глав, заключения, списка цитируемой литературы, содержащего 153 наименований. Работа изложена на 80 страницах и содержит 35 рисунков.

2. Литературный обзор

2.1.Биологическая мембрана

Структурная единица живых организмов - клетка, представляет собой сложную систему, состоящую из множества органелл, клеточных включений и генетического материала. Несмотря на разнообразие клеток в природе, во всех клетках присутствует плазматическая (липидная) мембрана, которая отделяет внутренности клетки от окружающего мира, органеллы внутри клеток, а также обеспечивает весь транспорт веществ, необходимый для поддержания её жизнедеятельности. Большая часть массы плазматической мембраны приходится на молекулы липидов и белков. Масса мембраны, приходящаяся на углеводы, обычно достигает нескольких процентов. В некоторых случаях составляет ~15%, например, для плазматической мембраны эритроцитов [1]. Соотношение массы липидов и белков сильно варьируется (от ~ 1 / 4 до ~ 4 / 1) для различных мембран [1, 2]. Несмотря на большую массовую долю белков, биологическая мембрана представляет собой липидный бислой со встроенными молекулами белков, что объясняется высоким отношением массы молекулы белка (~1000 KDa) и массы молекулы липида липидов (~1 KDa).

Эварт Гортер и Франсуа Грендель в 1925 году [3] предложили липидный бислой в качестве модели биологической мембраны. Позднее, используя рентгеновскую дифракцию и электронную микроскопию, данная модель была подтверждена и стала основной в процессе изучения биологических мембран. Основным строительным блоком для биологических мембран являются молекулы липидов. Наиболее распространенным типом липидов среди биологических клеток является глицерофосфолипиды [1]. Их молекула состоит из трех частей (Рисунок 1): полярная головка, два ацильных хвоста и молекула глицерина, связывающая их в единую молекулу. Благодаря наличию полярной и неполярной части, молекулы липида при взаимодействии с водой собираются в бислои, в которых полярные головки липидов обращены наружу и непосредственно взаимодействуют с молекулами воды, а неполярные ацильные хвосты обращены внутрь бислоя (Рисунок 1).

(а)

(с)

(Ь)

5

•м. «гг. ^

периферийные белки трансмембранные белки интегральные белки углеводы

•г^ ? > V V

Рисунок 1. Левая часть: схематическое изображение структуры молекулы глицерофосфолипида (а - полярная головка, Ь - ацильные цепи, с - молекула глицерина). Правая часть: схематическое изображение биологической мембраны.

При температуре ниже основного (гель - флюид) фазового перехода (Т < Тс) липидная мембрана находится в гелевой фазе липиды сохраняют ориентацию относительно нормали к поверхности бислоя, ацильные хвосты липидов вытянуты и упорядочены, латеральное перемещение затруднено. При температуре выше основного фазового перехода (Т > Тс), липидная мембрана находится в жидкокристаллической фазе (флюид): липиды сохраняют своё положение относительно нормали к поверхности бислоя, но при этом они свободно перемещаются вдоль поверхности мембраны. Данная фаза является естественной для протекания биологических процессов. Дополнительно жидкокристаллическую фазу можно охарактеризовать с точки зрения упорядоченности липидных хвостов: разделяют упорядоченную (Ьо) и неупорядоченную (Ld) жидкокристаллическую фазу. Как правило, Lo фаза возникает при встраивании жестких молекул в липидную мембрану, например, молекул холестерина. «Островки» с упорядоченной структурой липидных хвостов и высоким содержанием холестерина, свободно перемещающиеся по поверхности мембраны, называются липидными рафтами. Липидные рафты, благодаря белковому и липидному составу, локализируют многие важные клеточные функции. Было показано, что рафты выполняют роль платформ, связанных с передачей сигналов в клеточных процессах [4, 5], участвуют в иммунных процессах [6], транспорте белков [7], активности протеинов [8, 9, 10, 11, 12, 13] и других клеточных процессах. Несмотря на большое количество исследований, на текущий момент нет единого мнения о существовании и роли липидных рафтов [14].

Поскольку мембрана клетки является внешней оболочкой клетки, которая постоянно сталкивается с различными молекулами, агрегируя некоторые из них в себе, то для понимания функционирования живой клетки важно узнать, как различные молекулы (гормоны, белки,

рецепторы, антибиотики и другие вещества) влияют на биологическую мембрану. На текущий момент это видится сложной задачей даже для относительно небольших и простых молекул как криопротекторы. Криопротекторами называются вещества, способствующие сохранению жизнедеятельности клетки при замерзании. Гибель клеток при кристаллизации межклеточного льда связана с образованием нитевидных структур льда и выталкиванием всех примесей вместе с клетками из области кристаллизации [15]. Таким образом, вокруг клетки возрастает концентрация различных растворенных в воде веществ и увеличивается парциальное давление, что в свою очередь приводит к дегидратации и повреждению клетки [16].

Давно известно, что некоторые представители флоры и фауны могут переносить низкие температуры. Например, некоторые виды лягушек, ящериц, змей при наступлении холодов впадают в анабиоз и «замораживаются» вместе с окружающей их средой, а при наступлении тепла оттаивают и продолжают жить дальше. Известно, что клетки данных представителей животного мира, приспособившись к сложным условиям существования, выделяют ряд веществ (криопротекторов), которые позволяют им не разрушаться под воздействием образующихся при замерзании воды кристаллов льда. Основной механизм защиты клетки лежит в предотвращении роста кристаллов льда в межклеточном и внутриклеточном пространстве. Для этого клетки могут выделять олигосахариды [17, 18, 19], глицерин [20], водорастворимые углеводы [21], свободные аминокислоты [22, 23], белки [24, 25].

Одними из естественных криопротекторов являются дисахариды: сахароза и трегалоза. Существует два противоположных мнения о принципе действия данных криопротекторов: первое носит название «гипотеза вытеснения воды», второе - «гипотеза замещения воды». Согласно «гипотезе вытеснения», молекулы сахаров вытесняют молекулы воды с поверхности мембраны, тем самым образуя вязкую матрицу на поверхности мембраны, которая «скрепляет» липиды и не даёт кристаллам льда разрушать мембрану [26, 27, 28, 29, 30, 31, 32, 33]. Согласно «гипотезе замещения», молекулы сахаров находятся в межклеточном растворе, тем самым препятствуя кристаллизации льда [34, 35, 36, 37, 38]. Гипотеза вытеснения воды хронологически появилась первой и на текущий момент получила большое количество подтверждения. Важным параметром для доказательства данной гипотезы является количество молекул липида, взаимодействующих с молекулой дисахарида. Оценку этой величины в основном получают из теоретических методов молекулярной динамики [31, 39, 38]. Среди экспериментальных методов, предоставляющих подобную оценку — это стехиометрия [40] и ИК спектроскопия [41]. Несмотря на широкое распространение гипотезы вытеснения воды, остаётся нехватка прямых экспериментальных методов, подтверждающих её.

Изучение процессов взаимодействия биологической мембраны с внешними молекулами требует контролируемого изменения состава и свойств исследуемой системы, ряд методик

требует применения специальных сигнальных молекул и сложной пробоподготовки. В совокупности это делает изучение и описание процессов, происходящих в биологических системах сложной задачей, а использование биологических мембран не самым удобным объектом для исследования.

2.2.Модельные биологические мембраны, методики изучения.

Биологическая мембрана состоит из большого количества компонент: липиды, белки, углеводы и др. Например, в клетках эритроцитов человека около 49% массы биологической мембраны приходится на белки, 44 % - липиды, 7 % - другие молекулы. При этом липидный состав не является мономолекулярным. Из 44 % массы, приходящейся на липиды, 16 % приходится на фосфолипиды, 13% - на сфингомеелины, 10 % - на холестерин, 5 % -на гликолипиды [2]. Модельные биологические мембраны имеют более простой химический состав. Как правило, содержат от 1 до 3 компонент. Модельные биологические мембраны представляют собой липидные бислои, которые могут быть сформированы в виде суспензии однослойных или многослойных везикул, отдельных бислоёв или их наслоения и в других формах. В данной работе в качестве модельных биологических мембран использовались однослойные и многослойные везикулы (Рисунок 2). Процедура приготовления подобных систем не является сложной задачей и позволяет контролируемо изменять состав и свойства исследуемой системы в лабораторных условиях.

Методика приготовления многослойных везикул описан в работе [42] и указывается производителем липидов (Avanti Polar Lipids). Можно выделить три основных шага:

1. Смешение необходимых компонент (липиды, холестерин и др.), используя их растворение в органическом растворителе (обычно используют хлороформ, трифторэтанол).

2. Удаление растворителя с образованием твердого осадка.

3. Гидратация полученных образцов.

Поскольку молекула липида имеет полярную головку и неполярный хвост, то при взаимодействии с полярными молекулами воды они собираются в липидные бислои. В липидном бислое полярные головки располагаются снаружи, а неполярные хвосты обращены внутрь (Рисунок 1). В процессе гидратации липидные бислои образуют замкнутые системы, называемые многослойными липидными везикулами. Структура многослойных везикул напоминает большое количество вложенных друг в друга «сфер», которые разделены между собой молекулами воды. Поверхность каждой «сферы» является липидным бислоем (Рисунок 2).

(b) (с)

Рисунок 2. схематическое изображение структуры многослойной везикулы (a - молекула липида, b - липидный бислой, c - пространство между липидными бислоями заполненное молекулами воды, d - многослойная везикула, e - однослойная везикула).

Суспензия, получившаяся в результате гидратации липидов, представляет собой большое количество многослойных везикул, находящихся в воде. Снимки замороженных везикул DPPC, полученные с помощью электронной микроскопии, приведены с статье [43]. Согласно данным, полученным с использованием электронной микроскопии, характерные поперечные размеры многослойных везикул, получающиеся в процессе приготовления, обычно варьируются от нескольких десятков нм до 3,5 мкм [42].

Для получения однослойных везикул заданного размера используют пропускание суспензии многослойных везикул через поликарбонатные мембраны с размером пор не превышающим 200 нм. Подробное описание процесса приготовления однослойных везикул указано в работах [44, 45] и на сайте производителя липидов (Avanti Polar Lipids). В процессе продавливания суспензии многослойных везикул через поликарбонатную мембрану многослойные везикулы разрушаются с образованием однослойных везикул, средний размер которых совпадает с размером пор мембраны [45].

Для доказательства наличия только одного липидного бислоя у везикул, образованных после продавливания суспензии через поликарбонатную мембрану, была использована ЯМР спектроскопия [45]. Было показано, что при взаимодействии ионов Mn2+ с атомами фосфора, находящимися в полярных головках липида, сигнал ЯМР фосфора уширялся и пропадал. Добавляя водный раствор MnCl2 к везикулам, пропущенным через поликарбонатный фильтр, ионы Mn2+ оказывались с внешней стороны везикулы и взаимодействовали только с атомами фосфора, находящимися во внешнем монослое. Отдельно в работе было показано, что ионы Mn2+

не проникают внутрь мембраны и не взаимодействуют с атомами фосфора, находящимися во внутреннем монослое. Таким образом, при добавлении раствора MnCh к однослойным везикулам, амплитуда сигнала ЯМР фосфора должна уменьшится в 2 раза, что и было показано в работе [45].

Структуру липидного бислоя, образующего модельные биологические мембраны можно охарактеризовать плотностью упаковки липидов, толщиной мембраны, углом наклона ацильных хвостов (тилтовый угол) и степенью упорядоченности ацильных хвостов. Свойства биологической мембраны определяются ее молекулярным и фазовым составом. Пример возможных фазовых состояний для трехкомпонентной системы DOPC - DPPC - Cholesterol приведена на Рисунке 3. В зависимости от соотношения компонент липидный бислой может находится в Lo, Ld, g фазах или иметь несколько сосуществующих фаз [46, 47].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Леонов Дмитрий Вячеславович, 2023 год

10. Список литературы

1. Кольман Я., Рем К. Г. Наглядная биохимия. - мир, 2000. - Т. 469. - С. 23

2. Владимиров Ю. А. Биологические мембраны. Строение, свойства функции //Биомембраны.-М.: Наука. - 1972.

3. Gorter E., Grendel F. On bimolecular layers of lipoids on the chromocytes of the blood //The Journal of experimental medicine. - 1925. - Т. 41. - №. 4. - С. 439.

4. Lemaire-Ewing S., Lagrost L., Neel D. Lipid rafts: a signalling platform linking lipoprotein metabolism to atherogenesis //Atherosclerosis. - 2012. - Т. 221. - №. 2. - С. 303-310.

5. Zheng H., Loh H. H., Law P. Y. Posttranslation modification of G protein-coupled receptor in relationship to biased agonism //Methods in enzymology. - Academic Press, 2013. - Т. 522. - С. 391-408.

6. Biswas C. Inflammation in Systemic Immune Diseases: Role of TLR9 Signaling and the Resultant Oxidative Stress in Pathology of Lupus //Immunity and Inflammation in Health and Disease. - Academic Press, 2018. - С. 223-237.

7. Danielsen E. M., Van Deurs B. A transferrin-like GPI-linked iron-binding protein in detergent-insoluble noncaveolar microdomains at the apical surface of fetal intestinal epithelial cells //The Journal of cell biology. - 1995. - Т. 131. - №. 4. - С. 939-950.

8. Garcia-Parajo M. F. et al. Nanoclustering as a dominant feature of plasma membrane organization //Journal of cell science. - 2014. - Т. 127. - №. 23. - С. 4995-5005.

9. Zhou Y. et al. Membrane potential modulates plasma membrane phospholipid dynamics and K-Ras signaling //Science. - 2015. - Т. 349. - №. 6250. - С. 873-876.

10. Ingolfsson H. I. et al. Lipid organization of the plasma membrane //Journal of the american chemical society. - 2014. - Т. 136. - №. 41. - С. 14554-14559.

11. Willig K. I., Barrantes F. J. Recent applications of superresolution microscopy in neurobiology //Current opinion in chemical biology. - 2014. - Т. 20. - С. 16-21.

12. Parmryd I., Ackerman D. G., Feigenson G. W. Lipid bilayers: clusters, domains and phases //Essays in biochemistry. - 2015. - Т. 57. - С. 33-42.

13. Simons K., Ikonen E. Functional rafts in cell membranes //nature. - 1997. - Т. 387. - №. 6633. - С. 569-572.

14. Munro S. Lipid rafts: elusive or illusive? //Cell. - 2003. - Т. 115. - №. 4. - С. 377-388.

15. Rubinsky B. Principles of low temperature cell preservation //Heart failure reviews. - 2003. - Т. 8. - №. 3. - С. 277-284.

16. Singer M. A., Lindquist S. Thermotolerance in Saccharomyces cerevisiae: the Yin and Yang of trehalose //Trends in biotechnology. - 1998. - Т. 16. - №. 11. - С. 460-468.

17

18

19

20

21

22

23

24

25

26

27

28

29

30

Cavender-Bares J. Impacts of freezing on long distance transport in woody plants //Vascular transport in plants. - Academic Press, 2005. - C. 401-424.

Smallwood M., Bowles D. J. Plants in a cold climate //Philosophical transactions of the royal society of London. Series B: Biological Sciences. - 2002. - T. 357. - №. 1423. - C. 831847.

Storey K. B., Storey J. M. Physiology, biochemistry, and molecular biology of vertebrate freeze tolerance: the wood frog //Life in the frozen state. - CRC press, 2004. - C. 269-300. Layne Jr J. R., Jones A. L. Freeze tolerance in the gray treefrog: cryoprotectant mobilization and organ dehydration //Journal of Experimental Zoology. - 2001. - T. 290. - №. 1. - C. 15.

Bryant G., Koster K. L., Wolfe J. Membrane behaviour in seeds and other systems at low water content: the various effects of solutes //Seed Science Research. - 2001. - T. 11. - №. 1. - C. 17-25.

Lillford P. J., Holt C. B. In vitro uses of biological cryoprotectants //Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B: Biological Sciences. - 2002. - T. 357. - №. 1423. - C. 945-951.

Pearce R. S. Molecular analysis of acclimation to cold //Plant growth regulation. - 1999. -T. 29. - №. 1. - C. 47-76.

Franks F. Nucleation of ice and its management in ecosystems //Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series A: Mathematical, Physical and Engineering Sciences. - 2003. - T. 361. - №. 1804. - C. 557-574.

Denlinger D. L., Lee R. E. Physiology of cold sensitivity //Temperature sensitivity in insects and application in integrated pest management. - CRC Press, 2019. - C. 55-95. Yu G., Li R., Hubel A. Interfacial interactions of sucrose during cryopreservation detected by raman spectroscopy //Langmuir. - 2018. - T. 35. - №. 23. - C. 7388-7395. Leekumjorn S., Sum A. K. Molecular investigation of the interactions of trehalose with lipid bilayers of DPPC, DPPE and their mixture //Molecular Simulation. - 2006. - T. 32. - №. 34. - C. 219-230.

Luzardo M. C. et al. Effect of trehalose and sucrose on the hydration and dipole potential of lipid bilayers //Biophysical journal. - 2000. - T. 78. - №. 5. - C. 2452-2458. Villarreal M. A. et al. Molecular dynamics simulation study of the interaction of trehalose with lipid membranes //Langmuir. - 2004. - T. 20. - №. 18. - C. 7844-7851. Lambruschini C. et al. Trehalose interacts with phospholipid polar heads in Langmuir monolayers //Langmuir. - 2000. - T. 16. - №. 12. - C. 5467-5470.

31. Skibinsky A., Venable R. M., Pastor R. W. A molecular dynamics study of the response of lipid bilayers and monolayers to trehalose //Biophysical journal. - 2005. - T. 89. - №. 6. -C. 4111-4121.

32. Lairion F., Disalvo E. A. Effect of trehalose on the contributions to the dipole potential of lipid monolayers //Chemistry and physics of lipids. - 2007. - T. 150. - №. 2. - C. 117-124.

33. Golovina E. A. et al. Water replacement hypothesis in atomic details: effect of trehalose on the structure of single dehydrated POPC bilayers //Langmuir. - 2010. - T. 26. - №. 13. - C. 11118-11126.

34. Lenné T. et al. Location of sugars in multilamellar membranes at low hydration //Physica B: Condensed Matter. - 2006. - T. 385. - C. 862-864.

35. Lenne T. et al. Effects of Sugars on Lipid Bilayers during Dehydration- SAXS/WAXS Measurements and Quantitative Model //The Journal of Physical Chemistry B. - 2009. - T. 113. - №. 8. - C. 2486-2491.

36. Kent B. et al. Measurement of glucose exclusion from the fully hydrated DOPE inverse hexagonal phase //Soft Matter. - 2010. - T. 6. - №. 6. - C. 1197-1202.

37. Soderlund T. et al. Comparison of the effects of surface tension and osmotic pressure on the interfacial hydration of a fluid phospholipid bilayer //Biophysical journal. - 2003. - T. 85. -№. 4. - C. 2333-2341.

38. Kent B. et al. Localization of trehalose in partially hydrated DOPC bilayers: insights into cryoprotective mechanisms //Journal of The Royal Society Interface. - 2014. - T. 11. - №. 95. - C. 20140069.

39. Kapla, J.; Wohlert, J.; Stevensson, B.; Engstrom, O.; Widmalm, G.; Maliniak, A. Molecular Dynamics Simulations of Membrane- Sugar Interactions. J. Phys. Chem. B 2013, 117, 6667-6673.

40. Crowe J. H. et al. Stabilization of dry phospholipid bilayers and proteins by sugars //Biochemical Journal. - 1987. - T. 242. - №. 1. - C. 1.

41. Crowe L. M., Crowe J. H. Trehalose and dry dipalmitoylphosphatidylcholine revisited //Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes. - 1988. - T. 946. - №. 2. - C. 193201.

42. Szoka Jr F., Papahadjopoulos D. Comparative properties and methods of preparation of lipid vesicles (liposomes) //Annual review of biophysics and bioengineering. - 1980. - T. 9. - №. 1. - C. 467-508.

43. Berényi S. et al. Thermotropic and structural effects of poly (malic acid) on fully hydrated multilamellar DPPC-water systems //Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes. - 2013. - T. 1828. - №. 2. - C. 661-669

44. Ong S. G. M. et al. Evaluation of extrusion technique for nanosizing liposomes //Pharmaceutics. - 2016. - T. 8. - №. 4. - C. 36.

45. Hope M. J. et al. Production of large unilamellar vesicles by a rapid extrusion procedure. Characterization of size distribution, trapped volume and ability to maintain a membrane potential //Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes. - 1985. - T. 812. - №. 1.

- C. 55-65.

46. Davis J. H., Clair J. J., Juhasz J. Phase equilibria in DOPC/DPPC-d62/cholesterol mixtures //Biophysical journal. - 2009. - T. 96. - №. 2. - C. 521-539.

47. Nagle J. F. Introductory lecture: basic quantities in model biomembranes //Faraday discussions. - 2013. - T. 161. - C. 11-29.

48. Marsh D. Cholesterol-induced fluid membrane domains: a compendium of lipid-raft ternary phase diagrams //Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes. - 2009. - T. 1788.

- №. 10. - C. 2114-2123.

49. Juhasz J., Sharom F. J., Davis J. H. Quantitative characterization of coexisting phases in DOPC/DPPC/cholesterol mixtures: comparing confocal fluorescence microscopy and deuterium nuclear magnetic resonance //Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes. - 2009. - T. 1788. - №. 12. - C. 2541-2552.

50. Heftberger P. et al. In situ determination of structure and fluctuations of coexisting fluid membrane domains //Biophysical journal. - 2015. - T. 108. - №. 4. - C. 854-862.

51. Fischer S. A. et al. Regarding the validity of the time-dependent Kohn-Sham approach for electron-nuclear dynamics via trajectory surface hopping //The Journal of chemical physics.

- 2011. - T. 134. - №. 2. - C. 024102.

52. Yasuda T. et al. Deuterium NMR of raft model membranes reveals domain-specific order profiles and compositional distribution //Biophysical journal. - 2015. - T. 108. - №. 10. -C. 2502-2506.

53. Thewalt J. L., Bloom M. Phosphatidylcholine: cholesterol phase diagrams //Biophysical journal. - 1992. - T. 63. - №. 4. - C. 1176-1181.

54. Ionova I. V., Livshits V. A., Marsh D. Phase diagram of ternary cholesterol/palmitoylsphingomyelin/palmitoyloleoyl-phosphatidylcholine mixtures: spinlabel EPR study of lipid-raft formation //Biophysical journal. - 2012. - T. 102. - №. 8. - C. 1856-1865.

55. Vogtt K. et al. Microdomains in lipid vesicles: structure and distribution assessed by small-angle neutron scattering //The Journal of Physical Chemistry B. - 2010. - T. 114. - №. 16.

- C. 5643-5648.

56

57

58

59

60

61

62

63

64

65

66

67

68

69

Klymchenko A. S., Kreder R. Fluorescent probes for lipid rafts: from model membranes to living cells //Chemistry & biology. - 2014. - T. 21. - №. 1. - C. 97-113. Castro B. M. et al. Cholesterol-rich fluid membranes solubilize ceramide domains: implications for the structure and dynamics of mammalian intracellular and plasma membranes //Journal of Biological Chemistry. - 2009. - T. 284. - №. 34. - C. 22978-22987. Potma E. O., Xie X. S. Direct visualization of lipid phase segregation in single lipid bilayers with coherent anti-stokes Raman scattering microscopy //ChemPhysChem. - 2005. - T. 6. -№. 1. - C. 77-79.

de Lange M. J. L., Bonn M., Müller M. Direct measurement of phase coexistence in DPPC/cholesterol vesicles using Raman spectroscopy //Chemistry and physics of lipids. -2007. - T. 146. - №. 2. - C. 76-84.

Ando J. et al. Sphingomyelin distribution in lipid rafts of artificial monolayer membranes visualized by Raman microscopy //Proceedings of the National Academy of Sciences. -2015. - T. 112. - №. 15. - C. 4558-4563.

Wang Y., Yan B., Chen L. SERS tags: novel optical nanoprobes for bioanalysis //Chemical reviews. - 2013. - T. 113. - №. 3. - C. 1391-1428.

Sevcsik E., Schütz G. J. With or without rafts? Alternative views on cell membranes //Bioessays. - 2016. - T. 38. - №. 2. - C. 129-139. Leslie M. Do lipid rafts exist?. - 2011.

Marsh D. Liquid-ordered phases induced by cholesterol: a compendium of binary phase diagrams //Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes. - 2010. - T. 1798. - №. 3. - C. 688-699.

Waheed Q., Tjörnhammar R., Edholm O. Phase transitions in coarse-grained lipid bilayers containing cholesterol by molecular dynamics simulations //Biophysical journal. - 2012. -T. 103. - №. 10. - C. 2125-2133.

Suzuki K. G. N. et al. Transient GPI-anchored protein homodimers are units for raft organization and function //Nature chemical biology. - 2012. - T. 8. - №. 9. - C. 774-783. Sharma P. et al. Nanoscale organization of multiple GPI-anchored proteins in living cell membranes //Cell. - 2004. - T. 116. - №. 4. - C. 577-589.

Goswami D. et al. Nanoclusters of GPI-anchored proteins are formed by cortical actin-driven activity //Cell. - 2008. - T. 135. - №. 6. - C. 1085-1097.

Gowrishankar K. et al. Active remodeling of cortical actin regulates spatiotemporal organization of cell surface molecules //Cell. - 2012. - T. 149. - №. 6. - C. 1353-1367.

70. Owen D. M. et al. Sub-resolution lipid domains exist in the plasma membrane and regulate protein diffusion and distribution //Nature communications. - 2012. - T. 3. - №. 1. - C. 18.

71. Qu Q., Sharom F. J. Proximity of bound Hoechst 33342 to the ATPase catalytic sites places the drug binding site of P-glycoprotein within the cytoplasmic membrane leaflet //Biochemistry. - 2002. - T. 41. - №. 14. - C. 4744-4752.

72. Homans S. W. et al. Solution structure of the glycosylphosphatidylinositol membrane anchor glycan of Trypanosoma brucei variant surface glycoprotein //Biochemistry. - 1989. - T. 28.

- №. 7. - C. 2881-2887

73. Eggeling C. et al. Direct observation of the nanoscale dynamics of membrane lipids in a living cell //Nature. - 2009. - T. 457. - №. 7233. - C. 1159-1162.

74. Pascher I. Molecular arrangements in sphingolipids Conformation and hydrogen bonding of ceramide and their implication on membrane stability and permeability //Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes. - 1976. - T. 455. - №. 2. - C. 433-451.

75. Niemelä P. S., Hyvönen M. T., Vattulainen I. Atom-scale molecular interactions in lipid raft mixtures //Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes. - 2009. - T. 1788. - №. 1. - C. 122-135.

76. Mombelli E. et al. Hydrogen-bonding propensities of sphingomyelin in solution and in a bilayer assembly: a molecular dynamics study //Biophysical journal. - 2003. - T. 84. - №. 3. - C. 1507-1517.

77. Raghupathy R. et al. Transbilayer lipid interactions mediate nanoclustering of lipid-anchored proteins //Cell. - 2015. - T. 161. - №. 3. - C. 581-594.

78. Amaro M. et al. Time-resolved fluorescence in lipid bilayers: selected applications and advantages over steady state //Biophysical journal. - 2014. - T. 107. - №. 12. - C. 27512760.

79. Machân R. et al. Peripheral and integral membrane binding of peptides characterized by time-dependent fluorescence shifts: focus on antimicrobial peptide LAH4 //Langmuir. -2014. - T. 30. - №. 21. - C. 6171-6179.

80. Brameshuber M. et al. Imaging of mobile long-lived nanoplatforms in the live cell plasma membrane //Journal of Biological Chemistry. - 2010. - T. 285. - №. 53. - C. 41765-41771.

81. Levental I., Veatch S. L. The continuing mystery of lipid rafts //Journal of molecular biology.

- 2016. - T. 428. - №. 24. - C. 4749-4764.

82. Surovtsev N. V., Dmitriev A. A., Dzuba S. A. Normal vibrational modes of phospholipid bilayers observed by low-frequency Raman scattering //Physical Review E. - 2017. - T. 95.

- №. 3. - C. 032412.

83. Nims C. et al. Low frequency Raman spectroscopy for micron-scale and in vivo characterization of elemental sulfur in microbial samples //Scientific reports. - 2019. - Т. 9. - №. 1. - С. 1-12.

84. Hurwitz I. et al. Single beam low frequency 2D Raman spectroscopy //Optics express. -2020. - Т. 28. - №. 3. - С. 3803-3810.

85. Yang Y. et al. Probing lattice vibrations of stabilized CsPbl 3 polymorphs via low-frequency Raman spectroscopy //Journal of Materials Chemistry C. - 2020. - Т. 8. - №. 26. - С. 88968903.

86. Zykova V. A., Adichtchev S. V., Surovtsev N. V. Effect of the hydrocarbon chain disorder in phosphatidylcholine bilayers on gigahertz sound velocity //The Journal of Physical Chemistry B. - 2020. - Т. 124. - №. 41. - С. 9079-9085.

87. Звелто О. Лазеры. Основы и применение. - 1990.

88. Yonar D. et al. An Electron paramagnetic resonance (EPR) spin labeling study in HT-29 Colon adenocarcinoma cells after Hypericin-mediated photodynamic therapy //BMC molecular and cell biology. - 2019. - Т. 20. - №. 1. - С. 1-9.

89. Richardson K. H. et al. Functional basis of electron transport within photosynthetic complex I //bioRxiv. - 2021.

90. Stepien P., Polit A., Wisniewska-Becker A. Comparative EPR studies on lipid bilayer properties in nanodiscs and liposomes //Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes. - 2015. - Т. 1848. - №. 1. - С. 60-66.

91. Kaur P. et al. Selective membrane disruption mechanism of an antibacterial y-AApeptide defined by EPR spectroscopy //Biophysical journal. - 2016. - Т. 110. - №. 8. - С. 17891799.

92. Unguryan V. V., Golysheva E. A., Dzuba S. A. Double Electron-Electron Resonance of Spin-Labeled Cholestane in Model Membranes: Evidence for Substructures inside the Lipid Rafts //The Journal of Physical Chemistry B. - 2021. - Т. 125. - №. 33. - С. 9557-9563.

93. Swamy M. J. et al. Coexisting domains in the plasma membranes of live cells characterized by spin-label ESR spectroscopy //Biophysical journal. - 2006. - Т. 90. - №. 12. - С. 44524465.

94. Costa-Filho A. J. et al. Lipid-gramicidin interactions: dynamic structure of the boundary lipid by 2D-ELDOR //Biophysical journal. - 2003. - Т. 84. - №. 5. - С. 3364-3378.

95. Altenbach C. et al. A collision gradient method to determine the immersion depth of nitroxides in lipid bilayers: application to spin-labeled mutants of bacteriorhodopsin //Proceedings of the National Academy of Sciences. - 1994. - Т. 91. - №. 5. - С. 16671671.

96. Dzikovski B. G., Livshits V. A., Marsh D. Oxygen permeation profile in lipid membranes: comparison with transmembrane polarity profile //Biophysical journal. - 2003. - Т. 85. - №. 2. - С. 1005-1012.

97. Livshits V. A., Dzikovski B. G., Marsh D. Mechanism of relaxation enhancement of spin labels in membranes by paramagnetic ion salts: dependence on 3d and 4f ions and on the anions //Journal of Magnetic Resonance. - 2001. - Т. 148. - №. 2. - С. 221-237.

98. Cieslak J. A., Focia P. J., Gross A. Electron spin-echo envelope modulation (ESEEM) reveals water and phosphate interactions with the KcsA potassium channel //Biochemistry.

- 2010. - Т. 49. - №. 7. - С. 1486-1494.

99. Метод спиновых зондов и меток (под ред. Л.Д.Берлинера). Мир, Москва, 1979

100. Berliner L. J. Spin labeling: the next millenium, biological magnetic resonance. - 1998.

101. К.М.Салихов, А.Г. Семенов, Ю.Д.Цветков. Электронное спиновое эхо и его применение. Наука, Новосибирск, 1976

102. Schweiger A., Jeschke G. Principles of pulse electron paramagnetic resonance. - Oxford University Press on Demand, 2001.

103. Milov A. D., Maryasov A. G., Tsvetkov Y. D. Pulsed electron double resonance (PELDOR) and its applications in free-radicals research //Applied Magnetic Resonance. - 1998. - Т. 15.

- №. 1. - С. 107-143.

104. Berliner L. J., Eaton S. S., Eaton G. R. (ed.). Distance measurements in biological systems by EPR. - Springer Science & Business Media, 2006. - Т. 19.

105. Дзюба С. А. Структурные исследования в нанометровом диапазоне расстояний с помощью импульсной спектроскопии ЭПР //Успехи химии. - 2005. - Т. 74. - №. 7. -С. 686-706.

106. Jeschke G. Distance measurements in the nanometer range by pulse EPR //ChemPhysChem.

- 2002. - Т. 3. - №. 11. - С. 927-932.

107. Дзюба С. А. Основы магнитного резонанса. Новосибирск. НГУ - 2010.

108. Mims W. B. Envelope modulation in spin-echo experiments //Physical Review B. - 1972. -Т. 5. - №. 7. - С. 2409.

109. Milov A. D. et al. ESEEM Measurements of Local Water Concentration in D 2 O-Containing Spin-Labeled Systems //Applied Magnetic Resonance. - 2008. - Т. 35. - №. 1. - С. 73-94.

110. Adichtchev S. V. et al. Low-frequency Raman scattering in a Xe hydrate //The Journal of Physical Chemistry B. - 2013. - Т. 117. - №. 36. - С. 10686-10690.

111. Gaber B. P., Peticolas W. L. On the quantitative interpretation of biomembrane structure by Raman spectroscopy //Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes. - 1977. - Т. 465. - №. 2. - С. 260-274.

112. Surovtsev N. V., Adichtchev S. V. Low-wavenumber Raman scattering of phospholipid bilayers in fluid, ripple, and gel phases //Journal of Raman Spectroscopy. - 2020. - T. 51. -№. 6. - C. 952-958.

113. Surovtsev N. V., Dzuba S. A. Conformational changes of lipids in bilayers at the dynamical transition near 200 K seen by Raman scattering //The Journal of Physical Chemistry B. -2009. - T. 113. - №. 47. - C. 15558-15562.

114. Boughter C. T. et al. Influence of cholesterol on phospholipid bilayer structure and dynamics //The Journal of Physical Chemistry B. - 2016. - T. 120. - №. 45. - C. 11761-11772.

115. Hodzic A. et al. Losartan's affinity to fluid bilayers modulates lipid-cholesterol interactions //Physical chemistry chemical physics. - 2012. - T. 14. - №. 14. - C. 4780-4788.

116. Veatch S. L., Keller S. L. Seeing spots: complex phase behavior in simple membranes //Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Molecular Cell Research. - 2005. - T. 1746. - №. 3. - C. 172-185.

117. De Almeida R. F. M., Fedorov A., Prieto M. Sphingomyelin/phosphatidylcholine/cholesterol phase diagram: boundaries and composition of lipid rafts //Biophysical journal. - 2003. - T. 85. - №. 4. - C. 2406-2416.

118. Mateo C. R., Acuna A. U., Brochon J. C. Liquid-crystalline phases of cholesterol/lipid bilayers as revealed by the fluorescence of trans-parinaric acid //Biophysical journal. - 1995. - T. 68. - №. 3. - C. 978-987.

119. Almeida P. F. F., Vaz W. L. C., Thompson T. E. Lateral diffusion in the liquid phases of dimyristoylphosphatidylcholine/cholesterol lipid bilayers: a free volume analysis //Biochemistry. - 1992. - T. 31. - №. 29. - C. 6739-6747.

120. Sankaram M. B., Thompson T. E. Cholesterol-induced fluid-phase immiscibility in membranes //Proceedings of the National Academy of Sciences. - 1991. - T. 88. - №. 19. -C. 8686-8690.

121. Miller C. E. et al. Probing the local order of single phospholipid membranes using grazing incidence x-ray diffraction //Physical review letters. - 2008. - T. 100. - №. 5. - C. 058103.

122. Marsh D. Lateral order in gel, subgel and crystalline phases of lipid membranes: Wide-angle X-ray scattering //Chemistry and physics of lipids. - 2012. - T. 165. - №. 1. - C. 59-76.

123. Copeland B. R., McCONNEL H. M. The rippled structure in bilayer membranes of phosphatidylcholine and binary mixtures of phosphatidylcholine and cholesterol //Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes. - 1980. - T. 599. - №. 1. - C. 95109.

124. Kardash M. E., Dzuba S. A. Lipid-Mediated Clusters of Guest Molecules in Model Membranes and Their Dissolving in the Presence of Lipid Rafts //The Journal of Physical Chemistry B. - 2017. - T. 121. - №. 20. - C. 5209-5217.

125. Uppamoochikkal P., Tristram-Nagle S., Nagle J. F. Orientation of tie-lines in the phase diagram of DOPC/DPPC/cholesterol model biomembranes //Langmuir. - 2010. - T. 26. -№. 22. - C. 17363-17368.

126. Erilov D. A. et al. Water concentration profiles in membranes measured by ESEEM of spinlabeled lipids //The Journal of Physical Chemistry B. - 2005. - T. 109. - №. 24. - C. 1200312013.

127. Malferrari M. et al. Structural and dynamical characteristics of trehalose and sucrose matrices at different hydration levels as probed by FTIR and high-field EPR //Physical Chemistry Chemical Physics. - 2014. - T. 16. - №. 21. - C. 9831-9848.

128. Konov K. B. et al. Membrane-sugar interactions probed by pulsed electron paramagnetic resonance of spin labels //The Journal of Physical Chemistry B. - 2015. - T. 119. - №. 32.

- C. 10261-10266.

129. Konov K. B., Isaev N. P., Dzuba S. A. Glycerol penetration profile in phospholipid bilayers measured by ESEEM of spin-labelled lipids //Molecular Physics. - 2013. - T. 111. - №. 1819. - C. 2882-2886.

130. Andersen H. D. et al. Reconciliation of opposing views on membrane-sugar interactions //Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2011. - T. 108. - №. 5. - C. 18741878.

131. Konov K. B., Isaev N. P., Dzuba S. A. Low-temperature molecular motions in lipid bilayers in the presence of sugars: insights into cryoprotective mechanisms //The Journal of Physical Chemistry B. - 2014. - T. 118. - №. 43. - C. 12478-12485.

132. Doster W. The two-step scenario of the protein dynamical transition //Journal of Non-Crystalline Solids. - 2011. - T. 357. - №. 2. - C. 622-628.

133. Crowe L. M. Lessons from nature: the role of sugars in anhydrobiosis //Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Molecular & Integrative Physiology. - 2002. - T. 131.

- №. 3. - C. 505-513.

134. Somero G. N. Adapting to water stress: convergence on common solutions //Water and life.

- Springer, Berlin, Heidelberg, 1992. - C. 3-18.

135. Gilles R. "Compensatory" organic osmolytes in high osmolality and dehydration stresses: history and perspectives //Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Physiology. -1997. - T. 117. - №. 3. - C. 279-290.

136. Crowe J. H., Carpenter J. F., Crowe L. M. The role of vitrification in anhydrobiosis //Annual review of physiology. - 1998. - T. 60. - №. 1. - C. 73-103.

137. He X., Fowler A., Toner M. Water activity and mobility in solutions of glycerol and small molecular weight sugars: Implication for cryo-and lyopreservation //Journal of Applied Physics. - 2006. - T. 100. - №. 7. - C. 074702.

138. Westh P. Glucose, sucrose and trehalose are partially excluded from the interface of hydrated DMPC bilayers //Physical Chemistry Chemical Physics. - 2008. - T. 10. - №. 28. - C. 41104112.

139. Dzuba S. A., Raap J. Spin-Echo Electron Paramagnetic Resonance (EPR) Spectroscopy of a Pore-Forming (Lipo) Peptaibol in Model and Bacterial Membranes //Chemistry & biodiversity. - 2013. - T. 10. - №. 5. - C. 864-875.

140. Dzuba S. A., Marsh D. ESEEM of spin labels to study intermolecular interactions, molecular assembly and conformation //Electron Paramagnetic Resonance. - 2014. - C. 102-121.

141. Matalon E. et al. Topology of the trans-membrane peptide WALP23 in model membranes under negative mismatch conditions //The Journal of Physical Chemistry B. - 2013. - T. 117. - №. 8. - C. 2280-2293.

142. Svetlovics J. A., Wheaten S. A., Almeida P. F. Phase separation and fluctuations in mixtures of a saturated and an unsaturated phospholipid //Biophysical journal. - 2012. - T. 102. - №. 11. - C. 2526-2535.

143. Dmitriev A. A., Surovtsev N. V. Temperature-dependent hydrocarbon chain disorder in phosphatidylcholine bilayers studied by Raman spectroscopy //The Journal of Physical Chemistry B. - 2015. - T. 119. - №. 51. - C. 15613-15622.

144. Morandi M. I. et al. DPPC bilayers in solutions of high sucrose content //Biophysical journal. - 2018. - T. 114. - №. 9. - C. 2165-2173.

145. Adichtchev S. V., Surovtsev N. V. Brillouin study of elastic properties of nanometric phospholipid layers in aqueous suspensions of vesicles //Ferroelectrics. - 2019. - T. 541. -№. 1. - C. 10-16.

146. Dhaliwal A. et al. Glucose can protect membranes against dehydration damage by inducing a glassy membrane state at low hydrations //Membranes. - 2019. - T. 9. - №. 1. - C. 15.

147. Nagle J. F., Jablin M. S., Tristram-Nagle S. Sugar does not affect the bending and tilt moduli of simple lipid bilayers //Chemistry and Physics of Lipids. - 2016. - T. 196. - C. 76-80.

148. Bhatia T. et al. Simple sugars shape giant vesicles into multispheres with many membrane necks //Soft Matter. - 2020. - T. 16. - №. 5. - C. 1246-1258.

149. Rozycki B., Lipowsky R. Spontaneous curvature of bilayer membranes from molecular simulations: Asymmetric lipid densities and asymmetric adsorption //The Journal of chemical physics. - 2015. - T. 142. - №. 5. - C. 02B601_1.

150. Janosi L., Gorfe A. A. Simulating POPC and POPC/POPG bilayers: conserved packing and altered surface reactivity //Journal of chemical theory and computation. - 2010. - T. 6. - №. 10. - C. 3267-3273.

151. Stachura S. S., Malajczuk C. J., Mancera R. L. Does sucrose change its mechanism of stabilization of lipid bilayers during desiccation? Influences of hydration and concentration //Langmuir. - 2019. - T. 35. - №. 47. - C. 15389-15400.

152. Tian J. et al. Taste of Sugar at the Membrane: Thermodynamics and Kinetics of the Interaction of a Disaccharide with Lipid Bilayers //Biophysical journal. - 2013. - T. 104. -№. 3. - C. 622-632.

153. Movsesian N. et al. Giant lipid vesicle formation using vapor-deposited charged porous polymers //Langmuir. - 2018. - T. 34. - №. 30. - C. 9025-9035.

11. Список публикаций по теме диссертации

1. Konov K. B., Leonov D. V., Isaev N.P., Fedotov K.U., Voronkova V.K., Dzuba S.A. Membrane-sugar interactions probed by pulsed electron paramagnetic resonance of spin labels //The Journal of Physical Chemistry B. - 2015. - Т. 119. - №. 32. - С. 10261-10266. https://doi.org/10.1021/acs.jpcb.5b06864 (Q1)

2. Leonov D. V., Adichtchev S.V., Dzuba S.A., Surovtsev N.V. Vibrational layer eigenmodes of binary phospholipid-cholesterol bilayers at low temperatures //Physical Review E. - 2019. - Т. 99. - №. 2. - С. 022417. https://doi.org/10.1103/PhysRevE.99.022417 (Q1)

3. Leonov D. V., Dzuba S. A., Surovtsev N. V. Normal vibrations of ternary DOPC/DPPC/cholesterol lipid bilayers by low-frequency Raman spectroscopy //RSC advances. - 2019. - Т. 9. - №. 59. - С. 34451-34456. https://doi.org/10.1039/C9RA06114B (Q2)

4. Leonov D. V., Dzuba S. A., Surovtsev N. V. Membrane-Sugar Interactions Probed by Low-Frequency Raman Spectroscopy: The Monolayer Adsorption Model //Langmuir. - 2020. - Т. 36. - №. 39. - С. 11655-11660. https://doi.org/10.1021/acs.langmuir.0c02458 (Q1)