Влияние двухвалентных ионов на структуру и морфологию липидных мембран со встроенным бета-амилоидным пептидом тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Куракин Сергей Александрович

• Куракин Сергей Александрович
• кандидат наук
• 2024

Оглавление диссертации кандидат наук Куракин Сергей Александрович

Введение

Глава 1. Липидные мембраны и бета-амилоидные пептиды

1.1. Клеточные мембраны

1.1.1. Классификация фосфолипидов

1.1.2. Динамика и конформации фосфолипидов

1.1.3. Морфология модельных липидных систем

1.1.4. Фазовое состояние липидных мембран

1.2. Влияние ионов кальция и магния на структуру и свойства липидной мембраны

1.3. Особенности вторичной структуры белков

1.4. Роль бета-амилоидного пептида и ионов кальция в болезни Альцгеймера

1.5. Взаимодействие пептида ЛР(25-35) с липидной мембраной

Глава 2. Методы исследования

2.1. Малоугловое рассеяние

2.1.1. Основы методов малоуглового рассеяния

2.1.2. Форм-фактор и структурный фактор

2.1.3. Контраст рассеяния

2.1.4. Полидисперсность

2.1.5. Принцип эксперимента по малоугловому рассеянию

2.1.6. Анализ данных малоуглового рассеяния нейтронов и рентгеновского излучения на липидных везикулах и дискообразных объектах

2.1.6.1. Модели рассеяния на липидных однослойных везикулах

2.1.6.2. Модели рассеяния на липидных дискообразных объектах

2.1.6.3. Особенности кривых малоуглового рассеяния

2.1.6.4. Минимизация при фитировании кривых малоуглового рассеяния

2.2. Ядерный магнитный резонанс

2.2.1. Спектроскопия одномерного ЯМР на ядрах 31Р

2.2.2. 31Р ЯМР в исследовании липидных мембран

2.3. Круговой дихроизм

2.4. Денситометрия

2.5. Дифференциальная сканирующая калориметрия

Глава 3. Приготовление образцов и параметры экспериментов

3.1. Приготовление образцов

3.1.1. Реактивы

2

3.1.2. Приготовление липидных многослойных везикул

3.1.3. Приготовление липидных однослойных везикул

3.1.4. Приготовление липид-пептидных образцов

3.2. Параметры экспериментов

3.2.1. Малоугловое рассеяние нейтронов

3.2.2. Малоугловое рассеяние рентгеновского излучения

3.2.3. Ядерный магнитный резонанс

3.2.4. Круговой дихроизм

3.2.5. Денситометрия

3.2.6. Дифференциальная сканирующая калориметрия

Глава 4. Результаты исследований

4.1. Влияние ионов кальция и магния на структуру липидных мембран

4.1.1. Исследование молекулярных объемов липидов в присутствии ионов

4.1.2. Малоугловое рассеяние

4.1.3. Структура липидного бислоя ПОФХ в присутствии ионов

4.1.4. Структура липидной везикулы ПОФХ в присутствии ионов

4.2. Влияние ионов кальция на липидные системы, содержащие бета-амилоидный пептид

4.2.1. Морфологическая реорганизация липидных объектов в присутствии бета-амилоидного пептида

4.2.2 Липид-пептидная структура бицеллоподобных объектов

4.2.3 Вторичная структура бета-амилоидного пептида

Выводы

Список сокращений и обозначений

Список основных публикаций по теме диссертации

Список литературы

Введение

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влияние двухвалентных ионов на структуру и морфологию липидных мембран со встроенным бета-амилоидным пептидом»

Актуальность работы

Бета-амилоидный пептид (Ар-пептид) и множество его коротких фрагментов в настоящее время считаются одной из возможных причин возникновения болезни Альцгеймера (БА). Несмотря на то что современные исследования показывают, что основными цитотоксическими единицами этих пептидов являются нерастворимые в воде амилоидные фибриллы и олигомеры, осаждающиеся в виде амилоидных бляшек в тканях мозга, акцент последних исследований сдвигается на изучение мономеров бета-амилоидного пептида в клеточных мембранах. Это объясняется появлением Ар-пептидов на начальном этапе развития болезни именно в липидной мембране клеток, а также взаимосвязью между токсичностью пептидов и их деструктивным взаимодействием с мембраной. Следовательно, рассмотрение влияния Ар-пептида на липидную мембрану является необходимой задачей в исследованиях, выявляющих роль липид-пептидных взаимодействий в механизме разрушения мембраны клетки, понимание которого может пролить свет на причины высвобождения молекул АР-пептидов из мембраны и необратимого процесса их дальнейшей агрегации.

В то же время липид-пептидные взаимодействия, нарушение которых приводит к патологическому состоянию, зависят как от внешних условий, таких как температура, так и от влияния на липидную мембрану различных молекул, ионов, белков, встроенных в мембрану или связанных с ее поверхностью. С одной стороны, термодинамическое состояние липидной мембраны определяет ее упруго-механические свойства. С другой стороны, биологически значимые двухвалентные ионы металлов (такие как кальций или магний) затрагивают структурную организацию липидных мембран благодаря связыванию с липидными молекулами. Вместе перечисленные факторы регулируют структурно-динамические свойства мембран, определяющие особенности липид-пептидных взаимодействий. Настройка с помощью ионов структурно-динамических свойств липидной мембраны как платформы, которая фактически является истоком возникновения БА, предполагает поиск способов предотвращения токсичных воздействий Ар-пептидов на липидную мембрану. С этой точки зрения исследования липид-пептидных систем необходимы для поиска возможностей управления структурой и динамикой мембраны определенными концентрациями ионов.

Для исследования липидных мембран используют специально приготовленные модельные мембранные системы, такие как липидные везикулы или бицеллы, имитирующие основные отличительные особенности бислойной структуры реальных клеточных мембран. В исследовании таких крупных молекулярных систем незаменимыми являются методы низкого разрешения, например, малоугловое рассеяние нейтронов (МУРН) и рентгеновского излучения (МУРР), а также твердотельная спектроскопия ядерного магнитного резонанса

(ЯМР). Перечисленные методики являются комплементарными методами исследования и одними из наиболее информативных современных подходов для решения задач в структурных исследованиях липидных мембран и белков. Наконец, методы кругового дихроизма (КД), дифференциальной сканирующей калориметрии (ДСК) и электронной микроскопии позволяют дополнять общую картину структуры липид-пептидных систем, полученную из данных рассеяния и ЯМР.

Целью диссертационной работы является исследование влияния ионов кальция и фрагмента Aß-пептида, встроенного в липидную мембрану, на структурную организацию и морфологию липидных мембран.

Для достижения цели были поставлены следующие задачи:

1. Установление влияния ионов кальция и магния на структуру липидного бислоя, составленного из цвиттер-ионных фосфолипидов, а также изучение роли различных липид-ионных взаимодействий в изменении структуры липидного бислоя методами МУРН и МУРР, а также денситометрии.

2. Рассмотрение морфологии липидных систем и структуры липидной мембраны в присутствии молекул встроенного в мембрану фрагмента Aß-пептида при различных термодинамических условиях методами малоуглового рассеяния, спектроскопии ЯМР на ядрах 31P, электронной микроскопии, дифференциальной сканирующей калориметрии и спектроскопии кругового дихроизма.

3. Исследование влияния ионов кальция на структуру и морфологию липидных мембран со встроенным фрагментом Aß-пептида вышеперечисленными методами.

Объектами исследования в работе являлись модельные мембраны, составленные из цвиттер-ионных фосфолипидов 1,2-димиристоил-5и-3-фосфатидилхолин (ДМФХ), 1,2-дипальмитоил-зи-З-фосфатидилхолин (ДПФХ), 1,2-пальмитоилолеоил-^и-3-

фосфатидилхолин (ПОФХ). В качестве фрагмента Aß-пептида был выбран короткий пептид Aß(25-35), состоящий из 11 аминокислот.

Методы исследования

В настоящей работе применялись методы МУРН и МУРР, ДСК, 31P ЯМР спектроскопия, денситометрия и спектроскопия КД.

Эксперименты по малоугловому рассеянию нейтронов (установка ЮМО реактора ИБР-2), малоугловому рассеянию рентгеновского излучения (станция Xenocs Xeuss 3.0) и измерения по денситометрии (денситометр Anton Paar 5000M) проводились в Лаборатории нейтронной физики им. И.М. Франка Объединенного института ядерных исследований (ОИЯИ), г. Дубна. Частично эксперименты по малоугловому рассеянию рентгеновского излучения были выполнены также на источнике синхротронного излучения (установка

5

BL16B1, SSRF, Шанхай, Китай) и в Московском физико-техническом институте (МФТИ, г. Долгопрудный) на измерительной станции Rigaku. Эксперименты ЯМР проводились на спектрометре Bruker AVANCE II 500 МГц кафедры медицинской физики Института физики Казанского федерального университета (КФУ, г. Казань). Эксперименты по ДСК и круговому дихроизму были выполнены на кафедре физической химии Института химии КФУ на приборах NanoDSC фирмы TA Instruments и Jasco-1500 (JASCO International Co. Ltd.) соответственно.

Научная новизна

В работе был развит механизм взаимодействия двухвалентных ионов (кальция и магния) с липидами различной плотности упаковки в двухкомпонентных системах мембрана-ионы, и показана возможность управления ионами различных концентраций структурой мембраны. Впервые продемонстрировано зависящее от концентрации деструктивное воздействие мономеров Ар-пептида на липидную мембрану, проявляющееся в изменении морфологии липидных объектов как следствия временного разрыва мембраны при воздействии на нее молекул пептида. Исследовано влияние ионов кальция на вызванное пептидом разрушение (разрыв) мембраны и возможность управления этим процессом. Впервые комбинация методов малоуглового рассеяния и ядерного магнитного резонанса использована для описания структурной организации липидных дискообразных объектов со встроенным в мембрану Ар-пептидом.

Также научная новизна работы обусловлена использованием широкого спектра современных комплементарных физических методов, развитием этих методов для описания морфологии и структуры липидных мембран и применением уникального экспериментального оборудования.

Научная и практическая ценность 1 . Управление структурно-динамическими свойствами липидной мембраны позволяет контролировать функции мембраны и клетки в целом. Механизм липид-ионных взаимодействий, рассмотренный на модельных липидных мембранах в данной работе, позволяет описать липид-ионные взаимодействия в более сложных мембранных системах, приближенных к реальным и состоящих из большего числа липидов, а также помогает предсказать влияние ионов на структуру липидного бислоя для широкого круга цвиттер-ионных фосфолипидов.

2. Для разработки лекарственных препаратов, способных эффективно лечить болезнь Альцгеймера, необходимо понимать механизмы, запускающие патологические амилоидогенные процессы, приводящие к заболеванию. В частности, понимание механизмов взаимодействий Ар-пептидов с липидными мембранами является одним из

6

важных шагов, направленных на выявление причин и способов предотвращения проявлений деструктивных и токсических свойств этих пептидов в мембране, их появления и накопления в ней.

3. Исследование влияния на липидную мембрану, содержащую молекулы встроенного АР-пептида, ионов кальция как биологически значимых катионов, которые способны изменять структуру мембраны, необходимо с целью поиска инструментов управления структурно-динамическими параметрами липидных мембран для предотвращения проявлений деструктивных свойств Ар-пептидов.

Обоснованность и достоверность результатов подтверждается использованием современной экспериментальной базы и программного обеспечения, уникальных экспериментальных установок, отсутствием внутренних противоречий между экспериментальными результатами, полученными в настоящей работе с помощью разных методов исследования, а также отсутствием противоречий между результатами и известными литературными данными. Вдобавок, достоверность результатов подтверждается наличием публикаций по данной тематике в журналах, индексируемых базами данных Scopus и Web of Science, а также публикациями по результатам докладов на международных и всероссийских конференциях.

Положения, выносимые на защиту

1. Показано, что в зависимости от типа фосфолипидов могут по-разному меняться структурные параметры липидного бислоя при добавлении ионов кальция и магния. Таким образом, в зависимости от концентрации ионов и типа фосфолипидов можно управлять структурными свойствами липидной мембраны и настраивать ее структурные параметры.

2. Показано существование критической концентрации молекул Ар-пептида, при превышении которой наблюдается разрыв липидной мембраны при пересечении температуры основного фазового перехода липидов. Этот эффект объяснен повреждающим мембрану воздействием молекул пептида.

3. Впервые описана надмолекулярная структурная организация липидных объектов, появляющихся как результат разрыва мембраны Ар-пептидом.

4. Показано, что на молекулярном уровне липидной мембраны ионы кальция противодействуют влиянию Ар-пептида на мембрану. Однако кальций не способен предотвращать разрыв липидной мембраны, вызванный молекулами пептида.

Личный вклад автора

Автор ставил цели и задачи диссертационной работы, готовил все образцы, непосредственно выполнял измерения методами ЯМР, денситометрии и кругового дихроизма, и напрямую участвовал в проведении остальных экспериментов. Автор обрабатывал,

7

анализировал и интерпретировал все экспериментальные данные, а также писал статьи по полученным результатам и представлял результаты на международных и всероссийских конференциях.

Апробация работы

Результаты диссертационной работы были доложены на следующих международных и всероссийских конференциях: XXI Зимняя молодежная школа ПИЯФ по биофизике и молекулярной биологии (г. Гатчина, 2020), 63-я Всероссийская научная конференция МФТИ (г. Долгопрудный, 2020), 7th European Joint Theoretical/Experimental Meeting on Membranes (Graz, 2021), Международная конференция по использованию рассеяния нейтронов в исследовании конденсированных след (г. Екатеринбург, 2021), 64-я Всероссийская научная конференция МФТИ (г. Долгопрудный, 2021), XXIX Международная конференция студентов, аспирантов и молодых ученых по фундаментальным наукам «Ломоносов-2022» (г. Москва, 2022), International Conference: Condensed Matter Research at the IBR-2 (г. Дубна, 2022), 14th International Conference on Physics of Advanced Materials (ICPAM-14) & 5th Autumn School on Physics of Advanced Materials (PAMS-5) (Dubrovnik, 2022), X International Scientific Conference «Actual problems of solid state physics» (APSSP-2023) (Minsk, 2023), India-JINR workshop on elementary particle and nuclear physics, and condensed matter research (Dubna, 2023).

Работа была выполнена в Лаборатории нейтронной физики им. И.М. Франка Объединенного института ядерных исследований (г. Дубна). Также эксперименты выполнялись в Институте физики и Институте химии Казанского федерального университета (г. Казань). На определенных этапах своего выполнения работа была поддержана грантом РНФ (№19-72-20186, статус автора: исполнитель). Также автор был поддержан грантами Объединения молодых ученых и специалистов ОИЯИ 0МУС-2022 и 0МУС-2023 (№22-40202 и №23-402-06 соответственно) и стипендией им. Ф.Л. Шапиро ЛНФ ОИЯИ по тематике работы. На конференции 14th International Conference on Physics of Advanced Materials (ICPAM-14) & 5th Autumn School on Physics of Advanced Materials (PAMS-5) доклад с названием «Structure of bicelle-like lipid objects formed in the presence of amyloid-beta peptides and calcium ions» был удостоен приза румынского физического общества за лучший доклад среди молодых ученых.

Публикации

По материалам диссертации было опубликовано 16 работ, из которых 4 статьи были опубликованы в изданиях, индексируемых базами данных Scopus и Web of Science, 12 - тезисы докладов по результатам участия в конференциях.

Структура и объем работы

Диссертационная работа состоит из введения, четырех глав, выводов работы, списка публикаций автора по материалам диссертации и списка цитируемой литературы. В работе 139 страниц, 53 рисунка и 5 таблиц.

Во введении представлена цель работы, обсуждается актуальность, научная новизна и значимость результатов, приведены используемые в работе методы и объекты исследования.

Первая глава состоит из обзора литературы, посвященной основным объектам исследования, используемым в данной работе - липидным мембранам и Ар-пептидам, особенностям их структуры и динамики, многообразию липидных фаз и морфологий, влиянию термодинамических условий на липидный бислой. Отдельно обсуждаются особенности взаимодействия Ар-пептидов с липидным бислоем, а также влияние ионов кальция на структуру липидных мембран и влияние кальция на липид-пептидные системы.

Во второй главе представлены используемые в настоящей работе экспериментальные методы исследования, для каждого из которых описаны основные принципы этого метода и его специфика касательно применения к исследуемым объектам.

В третьей главе описаны процедуры приготовления образцов, используемые экспериментальные приборы и установки и параметры всех экспериментов.

Четвертая глава посвящена результатам работы. Глава поделена на 2 раздела. В первом разделе рассматривается влияние ионов кальция и магния на структурные параметры липидных мембран, развивается модель липид-ионных взаимодействий в везикулах ПОФХ на основе экспериментальных результатов. Во втором разделе изучается влияние молекул АР(25-35) и ионов кальция на изменение морфологии и структуры липидных объектов при различных термодинамических состояниях липидной мембраны. Также описывается структурная организация исследуемых объектов - липид-пептидная надмолекулярная организация и вторичная структура пептидов АР(25-35).

Выражаю искреннюю благодарность своему научному руководителю д.ф.-м.н. Кучерке Норберту за постановку интересных задач, постоянную поддержку, внимание и руководство в проведении исследований и написании диссертации. Отдельно хочу поблагодарить к.ф.-м.н. Иванькова А.И., Муругову Т.Н. и Исламова А.Х. за помощь в проведении экспериментов и ценные дискуссии полученных результатов. Также выражаю глубокую признательность сотрудникам группы ЮМО в ЛНФ ОИЯИ: Куклину А.И., Скою В.В., Рижикову Ю.Л., Рогачеву А.В., коллективу кафедры медицинской физики ИФ КФУ: Ефимову С.В., Тимеровой А.Ф., Клочкову В.В. и сотрудникам ОИЯИ Ермаковой Е.В., Конделе Т., Бадреевой Д.Р., Душанову Э.Б. и Института химии КФУ Мухаметзянову Т.А. Хочу поблагодарить мою семью и друзей за поддержку, а также моего школьного учителя по физике Хакимулину Н.М.

9

Глава 1. Липидные мембраны и бета-амилоидные пептиды

1.1. Клеточные мембраны

Одной из ключевых компонентов клеток является клеточная мембрана, которая обеспечивает и поддерживает их жизнедеятельность. Основным структурным компонентом клеточной мембраны является липидный бислой, который, согласно модели жидкой мозаики, разработанной С. Сингером и Г. Никольсоном [1], представляет собой двумерную текучую матрицу, состоящую из липидов, удерживаемых нековалентными взаимодействиями, интегральных белков, пронизывающих липидный бислой насквозь или частично встроенных в него, и периферических белков, расположенных на поверхности липидного бислоя. На сегодняшний день известно, что структура клеточных мембран гораздо более сложная, чем предполагалось ранее, в связи с чем распространено расширенное представление о клеточной мембране, предполагающее наличие дополнительных структурных и функциональных особенностей в организации мембран [2]. Например, большинство биологических мембран асимметричны как в латеральном, так и поперечном направлениях, обладают разным липидным составом, неоднородны, имеют в своем составе нанодомены, содержащие липиды, белки и другие молекулы (Рисунок 1.1). Все эти особенности создаются специфическими взаимодействиями между молекулярными компонентами биологической мембраны, которых насчитывается огромное количество. В качестве примера можно привести липидом мембран клеток человека, состоящий из совершенно разнообразных липидов, которых может насчитываться порядка тысячи [3].

а) б)

Рисунок 1.1. Модель жидкой мозаики клеточных мембран. а) Оригинальная модель, опубликованная С. Сингером и Г. Никольсоном [1], где можно различить липидный бислой, а также твердые тела - глобулярные интегральные белки. б) Современное представление о биологической мембране, где изображена асимметрия мембранных липидов и домены, созданные определенным липидным составом, а также домены, обогащенные мембранными белками [2].

Учитывая сложную организацию клеточных мембран, для изучения структуры определенных частей мембраны биофизиками используются модельные системы, имитирующие реальные клеточные мембраны. Это позволяет максимально разделять вклад отдельных компонент мембраны в обеспечении ее целостной структуры. Такой подход необходим для определения физических свойств мембраны в целом и взаимодействий между ее компонентами, определения влияния факторов внешней среды на липидный бислой -различных молекул, примесей во внешнем окружении, термодинамических условий и т.д.

1.1.1. Классификация фосфолипидов

Поскольку в реальных биологических мембранах присутствует большое число разнообразных липидов, существует несколько классификаций липидов, в основном описывающих эти молекулы по их химической структуре. Согласно одной из классификационных систем [4], все липиды принято разделять на 8 категорий, одна из которых относится к глицерофосфолипидам или, более кратко, фосфолипидам - наиболее распространенным мембранным липидам [5]. Фосфолипидные молекулы являются амфифильными, т.е. состоят из гидрофильной полярной головы, содержащей фосфатную группу, и гидрофобной неполярной части, представляющей собой две углеводородных цепи (хвоста) - остатков жирных кислот. Именно амфифильная природа фосфолипидов является главной особенностью, позволяющей формировать в водной среде липидный бислой, состоящий из гидрофобного ядра и гидрофильной поверхности вблизи границы раздела бислой-вода.

В глицерофосфолипидах две углеводородные цепи связаны эфирными связями с соседними атомами углерода глицерина, а третий атом углерода глицерина присоединен к фосфатной группе, которая примыкает к одному из трех типов головных групп. Следовательно, дальнейшую классификацию фосфолипидов можно построить на основе многоатомного спирта, входящего в состав головных групп фосфолипидной молекулы, благодаря чему различают фосфатидилэтаноламины, фосфатидилсерины, фосфатидилглицеролы и фосфатидилхолины. Фосфатидилхолины несут в себе как положительный (холиновая группа), так и отрицательный (фосфатная группа) заряды, сосредоточенные в голове липидной молекулы - так называемый цвиттер-ион, по сути являющийся диполем (Рисунок 1.2). Это отличает фосфатидилхолины, например, от фосфатидилсеринов, голова которых полностью заряжена отрицательно.

Рисунок 1.2. Химическая структура и изомерия молекулы фосфатидилхолина

Фосфатидилхолины, присутствующие в клетках, обладают позиционным (яп-1, sn-2, лп-3) и стерическим (Я, Б) изомеризмом [6]. Синтетические фосфолипиды обычно синтезируются в такой позиционной изомерии, в которой ацильные цепи присоединены к глицерину в положениях sn-\ и эп-2, а голова (группа фосфора) присоединена в положении sn-3. Отметим, что в фосфолипидных молекулах гидрофобные цепи могут отличаться друг от друга по длине, причем количество атомов углерода в каждом из хвостов может изменяться в пределах от 12 до 24, и степени насыщенности, т.е. присутствию в хвосте одной или нескольких двойных углеродных С=С связей. Последнее создает разупорядоченность конформации и изгиб хвоста фосфолипида. На Рисунке 1.3 представлены наиболее распространенные фосфатидилхолины, отличающиеся друг от друга длиной углеводородных цепей и наличием в них двойных углеродных связей: 1,2-димиристоил-5п-3-фосфатидилхолин (ДМФХ), 1,2-дипальмитоил-^п-3-фосфатидилхолин (ДПФХ), 1,2-пальмитоилолеоил-лп-3-фосфатидилхолин (ПОФХ) и 1,2-диолеоил-£и-3-фосфатидилхолин (ДОФХ). ДМФХ и ДПФХ (14 и 16 атомов углерода в каждой из двух углеводородных цепей соответственно) являются полностью насыщенными фосфолипидами, в то время как ПОФХ (16 атомов углерода в одной цепи и 18 во второй) -мононенасыщенный фосфолипид (одна С=С связь), а ДОФХ (18 атомов углерода в каждой из двух цепей) - ди-мононенасыщенный фосфолипид (две С=С связи).

Рисунок 1.3. Химическая структура фосфолипидов: а) ДМФХ, б) ДПФХ, в) ПОФХ, г) ДОФХ. Изображение взято с сайта https://avantilipids.com

1.1.2. Динамика и конформации фосфолипидов

Фосфолипидный бислой является динамичной системой, в которой присутствуют разнообразные типы движений липидов в широком диапазоне масштабов. В липидных

12

системах могут наблюдаться различные виды движений, такие как диффузия целых клеток, флуктуации формы липидной мембраны, мембранные ондуляции, флуктуация толщины бислоя и динамика отдельных липидов. К последним относят такие движения липидных молекул, как флип-флопы в пределах бислоя, латеральная диффузия фосфолипидов, локализованные вращения фосфолипидов, а также конформационные и колебательные движения полярных голов и углеводородных цепей (Рисунок 1.4). Все эти движения охватывают очень широкий диапазон временных масштабов - от фемтосекунд для колебаний молекул до нескольких часов или даже дней для флип-флопов; а также широкий диапазон масштабов длины - от нескольких сотен нанометров для диффузии целых клеток до ангстрем для локализованных движений фосфолипидов.

; 5 з

1 — колебания углеводородных цепей,

2 — вращение фосфолипидной молекулы,

3 — латеральная самодиффузия,

4 — флип-флоп переход,

5 - изменение конформации головы липида (ориентация Р -X диполя относительно нормали к липидному бислою),

6 - изменение конформации цепей (транс-гош-переходы)

Рисунок 1.4. Некоторые виды движения молекул фосфолипидов в липидной мембране.

Высокая трансляционная подвижность липидов в мембране живых организмов является следствием процессов латеральной диффузии, происходящей по поверхности бислоя. Методы ЯМР оценивают порядок величины коэффициента латеральной самодиффузии фосфолипидов в диапазоне 10-12 - 10-11 м2/с [7] в зависимости от вида липидов и молекулярного состава мембран. Эти значения в среднем на три порядка меньше, чем коэффициент самодиффузии воды, однако они соответствуют значениям, например, самодиффузии ионных жидкостей, а также растворов полимеров [8, 9]. Следовательно, липидные мембраны можно рассматривать как двумерную жидкость, которая при отсутствии сильного упорядочения углеводородных цепей, тем не менее, обладает высокой упорядоченностью структуры вдоль нормали к липидному бислою и ведет себя в этом направлении как твердое тело.

Динамика и упорядоченность липидного бислоя во многом определяется конформациями углеводородных цепей. Наименьшей энергией обладают транс-конформации, при которых цепи вытянуты. При изменении различных условий, в частности, при увеличении температуры, повышается вероятность появления гош-конформаций, образующихся при вращении СШ-групп относительно соседних на 120о и создающих некоторую

разупорядоченность в липидной мембране [10]. Несмотря на то что транс- и гош-конформации энергетически почти одинаковы, системе требуется преодолеть энергетический барьер, чтобы перейти из транс-конформации в гош-конформацию [11]. Часто образуется двойная гош-конформация (а именно последовательность гош-транс-гош), появляющаяся в трех следующих друг за другом С-С связях в хвостах, что приводит к их изгибу и повышенной вероятности образования в мембране небольшой полости - кинка [11], благодаря которому может происходить транспорт малых молекул сквозь мембрану. Максимальную энергию имеют цис-конформации, характерные для липидных хвостов с двойными углеродными связями, которые разупорядочивают липидный бислой.

Важной особенностью в конформации фосфолипидов является ориентация их голов (а именно Р--Ы+ диполя) в мембране, что, в свою очередь, определяет гидратацию головы (локализацию молекул воды у липидной головы), и, следовательно, упорядоченность хвостов фосфолипидов и плотность упаковки липидного бислоя в целом [12]. Плотная упаковка молекул в бислое является показателем сильных водородных связей между этими головными группами, что приводит к значительному снижению гидратации. В то же время при изменении конформации головы возможно более глубокое проникновение воды в липидный бислой. Часто конформация и динамика голов сильно зависит от температуры и добавления различных ионов [13] и молекул, локализованных вблизи границы раздела вода-бислой, например, мембранных белков.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Куракин Сергей Александрович, 2024 год

Список литературы

1. The Fluid Mosaic Model of the Structure of Cell Membranes / S. J. Singer and G. L. Nicolson // Science. - 1972. - V.175. - P.720-731.

2. Membranes: a meeting point for lipids, proteins and therapies / P. V. Escribá, J. M. González-Ros, F. M. Goñi, P. K. J. Kinnunen, L. Vigh, L. Sánchez-Magraner, A. M. Fernández, X. Busquets, I. Horváth and G. Barceló-Coblijn // Journal of Cellular and Molecular Medicine. - 2008. - V.12. -P.829-875.

3. Lipidomics reveals a remarkable diversity of lipids in human plasma 1 [S] / O. Quehenberger, A. M. Armando, A. H. Brown, S. B. Milne, D. S. Myers, A. H. Merrill, S. Bandyopadhyay, K. N. Jones, S. Kelly, R. L. Shaner, C. M. Sullards, E. Wang, R. C. Murphy, R. M. Barkley, T. J. Leiker, C. R. H. Raetz, Z. Guan, G. M. Laird, D. A. Six, D. W. Russell, J. G. McDonald, S. Subramaniam, E. Fahy and E. A. Dennis // Journal of Lipid Research. - 2010. - V.51. - P.3299-3305.

4. Update of the LIPID MAPS comprehensive classification system for lipids / E. Fahy, S. Subramaniam, R. C. Murphy, M. Nishijima, C. R. H. Raetz, T. Shimizu, F. Spener, G. van Meer, M. J. O. Wakelam and E. A. Dennis // Journal of Lipid Research. - 2009. - V.50. - P.S9-S14.

5. B. Alberts, A. Johnson, J. Lewis, D. Morgan, M. C. Raff, K. Roberts, P. Walter, J. H. Wilson, T. Hunt and B. Alberts, Molecular biology of the cell / Bruce Alberts, Alexander Johnson, Julian Lewis, David Morgan, Martin Raff, Keith Roberts, Peter Walter ; with problems by John Wilson, Tim Hunt, Garland Science, Taylor and Francis Group, New York, NY, 2015, p. 1465.

6. Uncovering biologically significant lipid isomers with liquid chromatography, ion mobility spectrometry and mass spectrometry / J. E. Kyle, X. Zhang, K. K. Weitz, M. E. Monroe, Y. M. Ibrahim, R. J. Moore, J. Cha, X. Sun, E. S. Lovelace, J. Wagoner, S. J. Polyak, T. O. Metz, S. K. Dey, R. D. Smith, K. E. Burnum-Johnson and E. S. Baker // Analyst. - 2016. - V.141. - P.1649-1659.

7. NMR Studies of translational diffusion in lyotropic liquid crystals and lipid membranes / G. Lindblom and G. Oradd // Progress in Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy. - 1994. - V.26. -P.483-515.

8. Effect of magnetic field on diffusion of ethylammonium nitrate - water mixtures confined between polar glass plates / A. Filippov, S. Kurakin, O. I. Gnezdilov and O. N. Antzutkin // Journal of Molecular Liquids. - 2019. - V.274. - P.45-51.

9. Estimating diffusion coefficients for small molecules in polymers and polymer solutions / O. J. Karlsson, J. M. Stubbs, L. E. Karlsson and D. C. Sundberg // Polymer. - 2001. - V.42. - P.4915-4923.

10. Raman microscopy-based quantification of the physical properties of intracellular lipids / M. Uematsu and T. Shimizu // Communications Biology. - 2021. - V.4. - P.1176.

11. Structure and physical properties of biomembranes and model membranes / T. Hianik // Acta Physica Slovaca. - 2006. - V.56. - P.687-805.

12. The membrane structure and function affected by water / N. Kucerka, J. Gallovâ and D. Uhrikovâ // Chemistry and Physics of Lipids. - 2019. - V.221. - P.140-144.

13. Interaction of phospholipids with Ca2+ ions. On the role of the phospholipid head groups / J. Seelig // Cell Biology International Reports. - 1990. - V.14. - P.353-360.

14. NMR as a tool to investigate the structure, dynamics and function of membrane proteins / B. Liang and L. K. Tamm // Nature Structural & Molecular Biology. - 2016. - V.23. - P.468-474.

15. Analytical techniques and methods for study of drug-lipid membrane interactions / H. Li, T. Zhao and Z. Sun // Reviews in Analytical Chemistry. - 2018. - V.37. - P.20170012.

16. Giant Vesicles and Their Use in Assays for Assessing Membrane Phase State, Curvature, Mechanics, and Electrical Properties / R. Dimova // Annual Review of Biophysics. - 2019. - V.48. -P.93-119.

17. Investigation of the Curvature Induction and Membrane Localization of the Influenza Virus M2 Protein Using Static and Off-Magic-Angle Spinning Solid-State Nuclear Magnetic Resonance of Oriented Bicelles / T. Wang and M. Hong // Biochemistry. - 2015. - V.54. - P.2214-2226.

18. Structural dimorphism of bile salt/lecithin mixed micelles. A possible regulatory mechanism for cholesterol solubility in bile? X-ray structural analysis / K. Mueller // Biochemistry. - 1981. - V.20. - P.404-414.

19. Direct observation and characterization of DMPC/DHPC aggregates under conditions relevant for biological solution NMR / L. van Dam, G. Karlsson and K. Edwards // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. - 2004. - V.1664. - P.241-256.

20. Reinvestigation by Phosphorus NMR of Lipid Distribution in Bicelles / M. N. Triba, D. E. Warschawski and P. F. Devaux // Biophysical Journal. - 2005. - V.88. - P.1887-1901.

21. Self-Assembly of Discoidal Phospholipid Bilayer Nanoparticles with Membrane Scaffold Proteins / T. H. Bayburt, Y. V. Grinkova and S. G. Sligar // Nano Letters. - 2002. - V.2. - P.853-856.

22. A. V. Filippov, A. M. Khakimov and B. V. Munavirov, Chapter Two - 31P NMR Studies of Phospholipids, in: G. A. Webb (Ed.) Annual Reports on NMR Spectroscopy, Academic Press, 2015, pp. 27-92.

23. R. Koynova and B. Tenchov, Phase Transitions and Phase Behavior of Lipids, in: G. C. K. Roberts (Ed.) Encyclopedia of Biophysics, Springer Berlin Heidelberg, Berlin, Heidelberg, 2013, pp. 18411854.

24. Phases and phase transitions of the phosphatidylcholines / R. Koynova and M. Caffrey // Biochim Biophys Acta. - 1998. - V.1376. - P.91-145.

25. Structure of the DMPC lipid bilayer ripple phase / K. Akabori and J. F. Nagle // Soft Matter. -2015. - V.11. - P.918-926.

26. Theory of the effect of unsaturation on the main-chain transition / M. Scoville-Simonds and M. Schick // Physical Review E. - 2003. - V.67. - P.011911.

27. Calorimetric and spectroscopic studies of the phase behavior and organization of lipid bilayer model membranes composed of binary mixtures of dimyristoylphosphatidylcholine and dimyristoylphosphatidylglycerol / R. N. A. H. Lewis, Y.-P. Zhang and R. N. McElhaney // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. - 2005. - V.1668. - P.203-214.

28. The use of differential scanning calorimetry as a tool to characterize liposome preparations / R. L. Biltonen and D. Lichtenberg // Chemistry and Physics of Lipids. - 1993. - V.64. - P.129-142.

29. D. Marsh, Handbook of Lipid Bilayers CRC Press - Routledge, Taylor & Francis Group, 2013, p. 1174.

30. Barotropic phase transitions of dioleoylphosphatidylcholine and stearoyl-oleoylphosphatidylcholine bilayer membranes / S. Kaneshina, H. Ichimori, T. Hata and H. Matsuki // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. - 1998. - V.1374. - P.1-8.

31. The Role of Calcium in Human Aging / J. A. Beto // Clin Nutr Res. - 2015. - V.4. - P.1-8.

32. Magnesium in Prevention and Therapy / U. Gröber, J. Schmidt and K. Kisters // Nutrients. - 2015.

- V.7. - P.8199-8226.

33. Studies on the resolution of subcellular free calcium concentrations: a technological advance. Focus on "Detection of differentially regulated subsarcolemmal calcium signals activated by vasoactive agonists in rat pulmonary artery smooth muscle cells" / N. Xu, M. Francis, D. L. Cioffi and T. Stevens // American Journal of Physiology-Cell Physiology. - 2014. - V.306. - P.C636-C638.

34. Intracellular Ca2+ Sensing: Its Role in Calcium Homeostasis and Signaling / R. Bagur and G. Hajnoczky // Molecular Cell. - 2017. - V.66. - P.780-788.

35. Calcium signalling: dynamics, homeostasis and remodelling / M. J. Berridge, M. D. Bootman and H. L. Roderick // Nature Reviews Molecular Cell Biology. - 2003. - V.4. - P.517-529.

36. Regulation of cell magnesium / A. Romani and A. Scarpa // Archives of Biochemistry and Biophysics. - 1992. - V.298. - P.1-12.

37. Cellular magnesium homeostasis / A. M. P. Romani // Archives of Biochemistry and Biophysics.

- 2011. - V.512. - P.1-23.

38. How lipids affect the activities of integral membrane proteins / A. G. Lee // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. - 2004. - V.1666. - P.62-87.

39. Binding of alkaline-earth metal cations and some anions to hosphatidylcholine liposomes / S. A. Tatulian // European Journal of Biochemistry. - 1987. - V.170. - P.413-420.

40. Structural Effects of Cation Binding to DPPC Monolayers / M. Javanainen, W. Hua, O. Tichacek, P. Delcroix, L. Cwiklik and H. C. Allen // Langmuir. - 2020. - V.36. - P.15258-15269.

41. Cation-Zwitterionic Lipid Interactions Are Affected by the Lateral Area per Lipid / N. Kucerka, E. Ermakova, E. Dushanov, K. T. Kholmurodov, S. Kurakin, K. Zelinskâ and D. Uhrikovâ // Langmuir. - 2021. - V.37. - P.278-288.

42. Accurate Binding of Sodium and Calcium to a POPC Bilayer by Effective Inclusion of Electronic Polarization / J. Melcr, H. Martinez-Seara, R. Nencini, J. Kolafa, P. Jungwirth and O. H. S. Ollila // The Journal of Physical Chemistry B. - 2018. - V.122. - P.4546-4557.

43. The complex nature of calcium cation interactions with phospholipid bilayers / A. Melcrovâ, S. Pokorna, S. Pullanchery, M. Kohagen, P. Jurkiewicz, M. Hof, P. Jungwirth, P. S. Cremer and L. Cwiklik // Scientific Reports. - 2016. - V.6. - P.38035.

44. Structural changes in dipalmitoylphosphatidylcholine bilayer promoted by Ca2+ ions: a small-angle neutron scattering study / D. Uhrikovâ, N. Kucerka, J. Teixeira, V. Gordeliy and P. Balgavy // Chem Phys Lipids. - 2008. - V.155. - P.80-89.

45. Effect of NaCl and CaCh on the lateral diffusion of zwitterionic and anionic lipids in bilayers / A. Filippov, G. Oradd and G. Lindblom // Chemistry and Physics of Lipids. - 2009. - V.159. - P.81-87.

46. Investigation of phospholipid area compression induced by calcium-mediated dextran sulfate interaction / D. Huster, G. Paasche, U. Dietrich, O. Zschornig, T. Gutberlet, K. Gawrisch and K. Arnold // Biophys J. - 1999. - V.77. - P.879-887.

47. Calcium binding to phosphatidylcholine bilayers as studied by deuterium magnetic resonance. Evidence for the formation of a calcium complex with two phospholipid molecules / C. Altenbach and J. Seelig // Biochemistry. - 1984. - V.23. - P.3913-3920.

48. Structure and phase transitions of DMPC multilamellar vesicles in the presence of Ca2+ ions / Y. E. Gorshkova, A. I. Kuklin and V. I. Gordeliy // Journal of Surface Investigation: X-ray, Synchrotron and Neutron Techniques. - 2017. - V.11. - P.27-37.

49. Interaction of metal ions with phosphatidylcholine bilayer membranes / H. Akutsu and J. Seelig // Biochemistry. - 1981. - V.20. - P.7366-7373.

50. Determination of binding constants of Ca2+, Na+, and Cl- ions to liposomal membranes of dipalmitoylphosphatidylcholine at gel phase by particle electrophoresis / K. Satoh // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. - 1995. - V.1239. - P.239-248.

51. Rigidification of Neutral Lipid Bilayers in the Presence of Salts / G. Pabst, A. Hodzic, J. Strancar, S. Danner, M. Rappolt and P. Laggner // Biophysical Journal. - 2007. - V.93. - P.2688-2696.

52. Lipid phase transitions in model biomembranes: The effect of ions on phosphatidylcholine bilayers / D. Chapman, W. E. Peel, B. Kingston and T. H. Lilley // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. - 1977. - V.464. - P.260-275.

53. Effect of Monovalent lons on the Phase Transition Behavior of DPPC-Water Dispersion / F. Tolgyesi, S. Gyorgyi and I. P. Sugar // Molecular Crystals and Liquid Crystals. - 1985. - V.128. -P.263-275.

54. G. D. Rose, L. M. Glerasch and J. A. Smith, Turns in Peptides and Proteins, in: C. B. Anfinsen, J. T. Edsall and F. M. Richards (Eds.) Advances in Protein Chemistry, Academic Press, 1985, pp. 1109.

55. U. Langel, Cravatt, B.F., Graslund, A., von Heijne, N.G.H., Zorko, M., Land, T., Niessen, S., Introduction to Peptides and Proteins, CRC Press., 2009, p. 420.

56. The concept of a random coil: Residual structure in peptides and denatured proteins / L. J. Smith, K. M. Fiebig, H. Schwalbe and C. M. Dobson // Folding and Design. - 1996. - V.1. - P.R95-R106.

57. Global prevalence of dementia: a Delphi consensus study / C. P. Ferri, M. Prince, C. Brayne, H. Brodaty, L. Fratiglioni, M. Ganguli, K. Hall, K. Hasegawa, H. Hendrie, Y. Huang, A. Jorm, C. Mathers, P. R. Menezes, E. Rimmer and M. Scazufca // The Lancet. - 2005. - V.366. - P.2112-2117.

58. Amyloid deposition as the central event in the aetiology of Alzheimer's disease / J. Hardy and D. Allsop // Trends in Pharmacological Sciences. - 1991. - V.12. - P.383-388.

59. Alzheimer's Disease: The Amyloid Cascade Hypothesis / J. A. Hardy and G. A. Higgins // Science. - 1992. - V.256. - P.184-185.

60. The Amyloid Hypothesis of Alzheimer's Disease: Progress and Problems on the Road to Therapeutics / J. Hardy and D. J. Selkoe // Science. - 2002. - V.297. - P.353-356.

61. The Amyloid-P Oligomer Hypothesis: Beginning of the Third Decade / E. Cline, M. Assun9ao Bicca, K. Viola and W. Klein // Journal of Alzheimer's disease: JAD. - 2018. - V.64. - P.S567-S610.

62. Recent advances in the design and applications of amyloid-P peptide aggregation inhibitors for Alzheimer's disease therapy / S. Jokar, S. Khazaei, H. Behnammanesh, A. Shamloo, M. Erfani, D. Beiki and O. Bavi // Biophysical Reviews. - 2019. - V.11. - P.901-925.

63. Using model membranes for the study of amyloid beta:lipid interactions and neurotoxicity / M. d. Vestergaard, T. Hamada and M. Takagi // Biotechnology and Bioengineering. - 2008. - V.99. -P.753-763.

64. Membrane Permeation versus Amyloidogenicity: A Multitechnique Study of Islet Amyloid Polypeptide Interaction with Model Membranes / A. Martel, L. Antony, Y. Gerelli, L. Porcar, A. Fluitt, K. Hoffmann, I. Kiesel, M. Vivaudou, G. Fragneto and J. J. de Pablo // Journal of the American Chemical Society. - 2017. - V.139. - P.137-148.

65. Amyloid ß Protein (Aß) Starts to Deposit As Plasma Membrane-Bound Form in Diffuse Plaques of Brains from Hereditary Cerebral Hemorrhage with Amyloidosis-Dutch Type, Alzheimer Disease and Nondemented Aged Subjects / H. Yamaguchi, M. L. C. Maat-Schieman, S. G. van Duinen, F. A. Prins, P. Neeskens, R. Natté and R. A. C. Roos // Journal of Neuropathology & Experimental Neurology. - 2000. - V.59. - P.723-732.

66. Spatially resolved mass spectrometry analysis of amyloid plaque-associated lipids / M. Blank and C. Hopf // Journal of Neurochemistry. - 2021. - V.159. - P.330-342.

67. Molecular mechanisms of membrane-associated amyloid aggregation: Computational perspective and challenges / O. Press-Sandler and Y. Miller // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) -Biomembranes. - 2018. - V.1860. - P.1889-1905.

68. Metals and Alzheimer's Disease: How Far Have We Come in the Clinic? / P. Adlard and A. Bush // Journal of Alzheimer's Disease. - 2018. - V.62. - P.1369-1379.

69. Icariin Inhibits the Increased Inward Calcium Currents Induced by Amyloid-beta(25-35) Peptide in CA1 Pyramidal Neurons of Neonatal Rat Hippocampal Slice / L. Li, H.-J. Tsai, L. Li and X.-M. Wang // The American Journal of Chinese Medicine. - 2010. - V.38. - P.113-125.

70. Ca2+ dysfunction in neurodegenerative disorders: Alzheimer's disease / L. Fedrizzi and E. Carafoli // BioFactors. - 2011. - V.37. - P.189-196.

71. Polyhistidine Peptide Inhibitor of the Aß Calcium Channel Potently Blocks the Aß-Induced Calcium Response in Cells. Theoretical Modeling Suggests a Cooperative Binding Process / N. Arispe, J. Diaz, S. R. Durell, Y. Shafrir and H. R. Guy // Biochemistry. - 2010. - V.49. - P.7847-7853.

72. Early and Late Cytotoxic Effects of External Application of the Alzheimer's Aß Result from the Initial Formation and Function of Aß Ion Channels / O. Simakova and N. J. Arispe // Biochemistry. - 2006. - V.45. - P.5907-5915.

73. The active role of Ca2+ ions in Aß-mediated membrane damage / M. F. M. Sciacca, I. Monaco, C. La Rosa and D. Milardi // Chemical Communications. - 2018. - V.54. - P.3629-3631.

74. Cations as Switches of Amyloid-Mediated Membrane Disruption Mechanisms: Calcium and IAPP / Michele F. M. Sciacca, D. Milardi, Grazia M. L. Messina, G. Marletta, Jeffrey R. Brender, A. Ramamoorthy and C. La Rosa // Biophysical Journal. - 2013. - V.104. - P.173-184.

75. Calcium inhibits penetration of Alzheimer's Aß1-42 monomers into the membrane / S. Boopathi and R. Garduño-Juárez // Proteins: Structure, Function, and Bioinformatics. - 2022. - V.90. - P.2124-2143.

76. Calcium Enhances Binding of Aß Monomer to DMPC Lipid Bilayer / C. Lockhart and Dmitri K. Klimov // Biophysical Journal. - 2015. - V.108. - P.1807-1818.

77. Acceleration of Amyloid ß-Peptide Aggregation by Physiological Concentrations of Calcium / A. M. Isaacs, D. B. Senn, M. Yuan, J. P. Shine and B. A. Yankner // Journal of Biological Chemistry. -2006. - V.281. - P.27916-27923.

78. Calcium Ions Promote Formation of Amyloid ß-Peptide (1-40) Oligomers Causally Implicated in Neuronal Toxicity of Alzheimer's Disease / A. Itkin, V. Dupres, Y. F. Dufrene, B. Bechinger, J-M. Ruysschaert and V. Raussens // PLOS ONE. - 2011. - V.6. - P.e18250:18251-18210.

79. Amyloid Fibril Formation by Aß16-22, a Seven-Residue Fragment of the Alzheimer's ß-Amyloid Peptide, and Structural Characterization by Solid State NMR / J. J. Balbach, Y. Ishii, O. N. Antzutkin, R. D. Leapman, N. W. Rizzo, F. Dyda, J. Reed and R. Tycko // Biochemistry. - 2000. - V.39. -P.13748-13759.

80. Aß 17-42 in Alzheimer's disease activates JNK and caspase-8 leading to neuronal apoptosis / W. Wei, D. D. Norton, X. Wang and J. W. Kusiak // Brain. - 2002. - V.125. - P.2036-2043.

81. Neurodegeneration induced by beta-amyloid peptides in vitro: the role of peptide assembly state / C. J. Pike, D. Burdick, A. J. Walencewicz, C. G. Glabe and C. W. Cotman // The Journal of Neuroscience. - 1993. - V.13. - P.1676.

82. Aß(31-35) and Aß(25-35) fragments of amyloid beta-protein induce cellular death through apoptotic signals: Role of the redox state of methionine-35 / M. E. Clementi, S. Marini, M. Coletta, F. Orsini, B. Giardina and F. Misiti // FEBS Letters. - 2005. - V.579. - P.2913-2918.

83. Structure of amyloid ß25-35 in lipid environment and cholesterol-dependent membrane pore formation / N. Kandel, J. O. Matos and S. A. Tatulian // Scientific Reports. - 2019. - V.9. - P.2689.

84. Sublethal Doses of ß-Amyloid Peptide Abrogate DNA-dependent Protein Kinase Activity / A. Cardinale, M. Racaniello, S. Saladini, G. De Chiara, C. Mollinari, M. C. de Stefano, M. Pocchiari, E. Garaci and D. Merlo // Journal of Biological Chemistry. - 2012. - V.287. - P.2618-2631.

85. Amyloid ß Peptide Conformational Changes in the Presence of a Lipid Membrane System / A. Accardo, V. Shalabaeva, M. Cotte, M. Burghammer, R. Krahne, C. Riekel and S. Dante // Langmuir. - 2014. - V.30. - P.3191-3198.

86. Non-electrostatic binding and self-association of amyloid ß-peptide on the surface of tightly packed phosphatidylcholine membranes / M. Yoda, T. Miura and H. Takeuchi // Biochemical and Biophysical Research Communications. - 2008. - V.376. - P.56-59.

87. Oligomeric and Fibrillar Species of Amyloid-ß Peptides Differentially Affect Neuronal Viability / K. N. Dahlgren, A. M. Manelli, W. B. Stine, L. K. Baker, G. A. Krafft and M. J. LaDu // Journal of Biological Chemistry. - 2002. - V.277. - P.32046-32053.

88. Amyloid ß peptide induces cytochrome c release from isolated mitochondria / H.-S. Kim, J.-H. Lee, J.-P. Lee, E.-M. Kim, K.-A. Chang, C. H. Park, S.-J. Jeong, M. C. Wittendorp, J.-H. Seo, S.-H. Choi and Y.-H. Suh // NeuroReport. - 2002. - V.13. - P.1989-1993.

128

89. Conformations and Biological Activities of Amyloid Beta Peptide 25-35 / L. Millucci, L. Ghezzi, G. Bernardini and A. Santucci // Current Protein & Peptide Science. - 2010. - V.11. - P.54-67.

90. Alzheimer's disease amyloid-ß peptide analogue alters the ps-dynamics of phospholipid membranes / A. Buchsteiner, T. Hauß, S. Dante and N. A. Dencher // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. - 2010. - V.1798. - P.1969-1976.

91. Influence of amyloid-ß peptides with different lengths and amino acid sequences on the lateral diffusion of lipids in model membranes / A. Buchsteiner, T. Hauß and N. A. Dencher // Soft Matter.

- 2012. - V.8. - P.424-429.

92. Membrane Fusogenic Activity of the Alzheimer's Peptide Aß(1-42) Demonstrated by Small-Angle Neutron Scattering / S. Dante, T. Hauß, A. Brandt and N. A. Dencher // Journal of Molecular Biology. - 2008. - V.376. - P.393-404.

93. Three-Dimensional Structures of the Amyloid ß Peptide (25-35) in Membrane-Mimicking Environment / T. Kohno, K. Kobayashi, T. Maeda, K. Sato and A. Takashima // Biochemistry. -1996. - V.35. - P.16094-16104.

94. Alzheimer's Disease Amyloid ß Peptide 25-35 Is Localized in the Membrane Hydrocarbon Core: X-Ray Diffraction Analysis / R. P. Mason, J. D. Estermyer, J. F. Kelly and P. E. Mason // Biochemical and Biophysical Research Communications. - 1996. - V.222. - P.78-82.

95. Insertion of Externally Administered Amyloid ß Peptide 25-35 and Perturbation of Lipid Bilayers / S. Dante, T. Hauss and N. A. Dencher // Biochemistry. - 2003. - V.42. - P.13667-13672.

96. Binding of Cytotoxic Aß25-35 Peptide to the Dimyristoylphosphatidylcholine Lipid Bilayer / A. K. Smith and D. K. Klimov // Journal of Chemical Information and Modeling. - 2018. - V.58. -P.1053-1065.

97. Alzheimer ß-Amyloid Peptide 25-35: Electrostatic Interactions with Phospholipid Membranes / E. Terzi, G. Hoelzemann and J. Seelig // Biochemistry. - 1994. - V.33. - P.7434-7441.

98. The Interaction between Amyloid-ß Peptides and Anionic Lipid Membranes Containing Cholesterol and Melatonin / H. Dies, L. Toppozini and M. C. Rheinstädter // PLOS ONE. - 2014. -V.9. - P.e99124.

99. Modelling of interactions between Aß(25-35) peptide and phospholipid bilayers: effects of cholesterol and lipid saturation / I. Ermilova and A. P. Lyubartsev // RSC Advances. - 2020. - V.10.

- P.3902-3915.

100. Membrane interactions and the effect of metal ions of the amyloidogenic fragment Aß(25-35) in comparison to Aß(1-42) / T.-L. Lau, J. D. Gehman, J. D. Wade, K. Perez, C. L. Masters, K. J. Barnham and F. Separovic // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. - 2007. -V.1768. - P.2400-2408.

101. Amyloid ß-Peptide 25-35 Self-Assembly and Its Inhibition: A Model Undecapeptide System to Gain Atomistic and Secondary Structure Details of the Alzheimer's Disease Process and Treatment / M. Naldi, J. Fiori, M. Pistolozzi, A. F. Drake, C. Bertucci, R. Wu, K. Mlynarczyk, S. Filipek, A. De Simone and V. Andrisano // ACS Chemical Neuroscience. - 2012. - V.3. - P.952-962.

102. Amyloid-ß peptide dimers undergo a random coil to ß-sheet transition in the aqueous phase but not at the neuronal membrane / H. Fatafta, M. Khaled, M. C. Owen, A. Sayyed-Ahmad and B. Strodel // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2021. - V.118. - P.e2106210118.

103. Aggregation of Aß(25-35) on DOPC and DOPC/DHA Bilayers: An Atomic Force Microscopy Study / M. Sublimi Saponetti, M. Grimaldi, M. Scrima, C. Albonetti, S. L. Nori, A. Cucolo, F. Bobba and A. M. D'Ursi // PLOS ONE. - 2015. - V.9. - P.e115780.

104. Amyloid-ß25-35 peptides aggregate into cross-ß sheets in unsaturated anionic lipid membranes at high peptide concentrations / J. Tang, R. J. Alsop, M. Backholm, H. Dies, A.-C. Shi and M. C. Rheinstädter // Soft Matter. - 2016. - V.12. - P.3165-3176.

105. T. A. Steriotis, K. L. Stefanopoulos, A. C. Mitropoulos and N. K. Kanellopoulos, Membrane Characterisation by Combination of Static and Dynamic Techniques, in: N. K. Kanellopoulos (Ed.) Membrane Science and Technology, Elsevier, 2000, pp. 1-34.

106. Small-angle X-ray and neutron scattering / C. M. Jeffries, J. Ilavsky, A. Martel, S. Hinrichs, A. Meyer, J. S. Pedersen, A. V. Sokolova and D. I. Svergun // Nature Reviews Methods Primers. - 2021. - V.1. - P.70.

107. L. A. Feigin and D. I. Svergun, Structure Analysis by Small-Angle X-Ray and Neutron Scattering, Springer, Boston, MA, 1987, p. 335.

108. A. Guinier and G. Fournet, Small-Angle Scattering of X-Rays, John Wiley and Sons, New York, 1955, p. 268.

109. Osmotically Induced Shape Changes of Large Unilamellar Vesicles Measured by Dynamic Light Scattering / J. Pencer, G. F. White and F. R. Hallett // Biophysical Journal. - 2001. - V.81. - P.2716-2728.

110. Determination of Structural Parameters and Hydration of Unilamellar POPC/C12E4 Vesicles at High Water Excess from Neutron Scattering Curves Using a Novel Method of Evaluation / H. Schmiedel, P. Jörchel, M. Kiselev and G. Klose // The Journal of Physical Chemistry B. - 2001. -V.105. - P.111-117.

111. Size distributions of vesicles : the role of the effective rigidity of membranes / W. Helfrich // J. Phys. France. - 1986. - V.47. - P.321-329.

112. Vesicle sizing: Number distributions by dynamic light scattering / F. R. Hallett, J. Watton and P. Krygsman // Biophys J. - 1991. - V.59. - P.357-362.

113. Small Angle X-ray Scattering for Nanoparticle Research / T. Li, A. J. Senesi and B. Lee // Chemical Reviews. - 2016. - V.116. - Р.1П28-Ш80.

114. Thickness measurements of single walled dimyristoyl phosphatidylcholine vesicles by neutron scattering / D. M. Sadler, F. Reiss-Husson and E. Rivas // Chemistry and Physics of Lipids. - 1990.

- V.52. - P.41-48.

115. Models to analyze small-angle neutron scattering from unilamellar lipid vesicles / N. Kucerka, J. F. Nagle, S. E. Feller and P. Balgavy // Physical Review E. - 2004. - V.69. - P.051903.

116. Structure of lipid bilayers / J. F. Nagle and S. Tristram-Nagle // Biochim Biophys Acta. - 2000.

- V.1469. - P.159-195.

117. Model of separated form factors for unilamellar vesicles / M. A. Kiselev, P. Lesieur, A. M. Kisselev, D. Lombardo and V. L. Aksenov // Applied Physics A: Materials Science Processing. -2002. - V.74. - P.s1654-s1656.

118. Die Abhängigkeit der Röntgen-Kleinwinkelstreuung von Form und Größe der kolloiden Teilchen in verdünnten Systemen, IV / G. Porod // Acta Phys. Austriaca. - 1948. - V.2. - P.255-292.

119. Structural information from multilamellar liposomes at full hydration: Full q-range fitting with high quality x-ray data / G. Pabst, M. Rappolt, H. Amenitsch and P. Laggner // Physical Review E. -2000. - V.62. - P.4000-4009.

120. Formation mechanism of self-assembled unilamellar vesiclesSpecial issue on Neutron Scattering in Canada / M.-P. Nieh, N. Kucerka and J. Katsaras // Canadian Journal of Physics. - 2010. - V.88.

- P.735-740.

121. Effect of Formulation Method, Lipid Composition, and PEGylation on Vesicle Lamellarity: A Small-Angle Neutron Scattering Study / V. Nele, M. N. Holme, U. Kauscher, M. R. Thomas, J. J. Doutch and M. M. Stevens // Langmuir. - 2019. - V.35. - P.6064-6074.

122. Packing DNA with disc-shaped bicelles / P.-W. Yang, T.-L. Lin, T.-Y. Lin, C.-H. Yang, Y. Hu and U. S. Jeng // Soft Matter. - 2013. - V.9. - P.11542-11548.

123. Dysmyelination and glycolipid interference caused by phenylalanine in phenylketonuria / V. Rondelli, A. Koutsioubas, E. Di Cola, G. Fragneto, I. Grillo, E. Del Favero, L. Colombo, L. Cantu, P. Brocca and M. Salmona // International Journal of Biological Macromolecules. - 2022. - V.221.

- P.784-795.

124. Analysis of small-angle scattering data from colloids and polymer solutions: modeling and least-squares fitting / J. S. Pedersen // Advances in Colloid and Interface Science. - 1997. - V.70. - P.171-210.

125. Ч. Сликтер, Основы магнетизма, М.: Мир, 1981, p. 448.

126. А. Абрагам, Ядерный магнетизм, M.: Изд. ин. лит., 1963, p. 552.

127. W. S. Price, NMR Studies of Translational Motion: Principles and Applications, Cambridge Molecular Science, Cambridge University Press, Cambridge, 2009.

128. Т. Фаррар and Э. Беккер, Импульсная и фурье-спектроскопия ЯМР, М.: Мир, 1973, p. 165.

129. 31P NMR Spectroscopy of Phospholipids: From Micelles to Membranes / J. Schiller, M. Muller, B. Fuchs, K. Arnold and D. Huster // Current Analytical Chemistry. - 2007. - V.3. - P.283-301.

130. Flexibility of Ras Lipid Modifications Studied by ²H Solid-State NMR and Molecular Dynamics Simulations / A. Vogel, K.-T. Tan, H. Waldmann, S. E. Feller, M. F. Brown and D. Huster // Biophysical Journal. - 2007. - V.93. - P.2697-2712.

131. Interpretation of NOESY Cross-Relaxation Rates from Molecular Dynamics Simulation of a Lipid Bilayer / S. E. Feller, D. Huster and K. Gawrisch // Journal of the American Chemical Society.

- 1999. - V.121. - P.8963-8964.

132. Influence of cholesterol on dynamics of dimyristoylphosphatidylcholine bilayers as studied by deuterium NMR relaxation / T. P. Trouard, A. A. Nevzorov, T. M. Alam, C. Job, J. Zajicek and M. F. Brown // The Journal of Chemical Physics. - 1999. - V.110. - P.8802-8818.

133. Lipid bilayer dynamics from simultaneous analysis of orientation and frequency dependence of deuterium spin-lattice and quadrupolar order relaxation / A. A. Nevzorov, T. P. Trouard and M. F. Brown // Physical Review E. - 1998. - V.58. - P.2259-2281.

134. Solid-state NMR approaches for studying the interaction of peptides and proteins with membranes / A. Watts // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Reviews on Biomembranes. - 1998.

- V.1376. - P.297-318.

135. How does the Bax-a1 targeting sequence interact with mitochondrial membranes? The role of cardiolipin / M.-A. Sani, E. J. Dufourc and G. Gröbner // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) -Biomembranes. - 2009. - V.1788. - P.623-631.

136. Solid-state NMR spectroscopy to study protein-lipid interactions / D. Huster // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Molecular and Cell Biology of Lipids. - 2014. - V.1841. - P.1146-1160.

137. Bicelles and nanodiscs for biophysical chemistry / E. J. Dufourc // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. - 2021. - V.1863. - P.183478.

138. Bioinspired, Size-Tunable Self-Assembly of Polymer-Lipid Bilayer Nanodiscs / T. Ravula, S. K. Ramadugu, G. Di Mauro and A. Ramamoorthy // Angewandte Chemie International Edition. -2017. - V.56. - P.11466-11470.

139. Solid-state NMR studies of magnetically aligned phospholipid membranes: taming lanthanides for membrane protein studies / R. S. Prosser, V. B. Volkov and I. V. Shiyanovskaya // Biochemistry and Cell Biology. - 1998. - V.76. - P.443-451.

140. Novel Chelate-Induced Magnetic Alignment of Biological Membranes / R. S. Prosser, V. B. Volkov and I. V. Shiyanovskaya // Biophysical Journal. - 1998. - V.75. - P.2163-2169.

132

141. Magnetic anisotropy of lecithin membranes. A new anisotropy susceptometer / F. Scholz, E. Boroske and W. Helfrich // Biophysical Journal. - 1984. - V.45. - P.589-592.

142. Magnetic Alignment of Polymer Nanodiscs Probed by Solid-State NMR Spectroscopy / T. Ravula, J. Kim, D.-K. Lee and A. Ramamoorthy // Langmuir. - 2020. - V.36. - P.1258-1265.

143. Use of a Copper-Chelated Lipid Speeds Up NMR Measurements from Membrane Proteins / K. Yamamoto, J. Xu, K. E. Kawulka, J. C. Vederas and A. Ramamoorthy // Journal of the American Chemical Society. - 2010. - V.132. - P.6929-6931.

144. Cation Modulation of Bicelle Size and Magnetic Alignment as Revealed by Solid-State NMR and Electron Microscopy / A. Arnold, T. Labrot, R. Oda and E. J. Dufourc // Biophysical Journal. -2002. - V.83. - P.2667-2680.

145. Probing the Transmembrane Structure and Topology of Microsomal Cytochrome-P450 by SolidState NMR on Temperature-Resistant Bicelles / K. Yamamoto, M. Gildenberg, S. Ahuja, S.-C. Im, P. Pearcy, L. Waskell and A. Ramamoorthy // Scientific Reports. - 2013. - V.3. - P.2556.

146. Bicelles Exhibiting Magnetic Alignment for a Broader Range of Temperatures: A Solid-State NMR Study / K. Yamamoto, P. Pearcy and A. Ramamoorthy // Langmuir. - 2014. - V.30. - P.1622-1629.

147. Using circular dichroism spectra to estimate protein secondary structure / N. J. Greenfield // Nature Protocols. - 2006. - V.1. - P.2876-2890.

148. The Use of Circular Dichroism in the Investigation of Protein Structure and Function / M. S. Kelly and C. N. Price // Current Protein & Peptide Science. - 2000. - V.1. - P.349-384.

149. Circular Dichroism Techniques: Biomolecular and Nanostructural Analyses- A Review / B. Ranjbar and P. Gill // Chemical Biology & Drug Design. - 2009. - V.74. - P.101-120.

150. Characterization of ß-turns by electronic circular dichroism spectroscopy: a coupled molecular dynamics and time-dependent density functional theory computational study / M. Migliore, A. Bonvicini, V. Tognetti, L. Guilhaudis, M. Baaden, H. Oulyadi, L. Joubert and I. Ségalas-Milazzo // Physical Chemistry Chemical Physics. - 2020. - V.22. - P.1611-1623.

151. S. Venyaminov and J. T. Yang, Determination of protein secondary structure by circular dichroism, 1996, pp. 69-107.

152. Volumetric stability of lipid bilayers / K. M. Hallinen, S. Tristram-Nagle and J. F. Nagle // Physical Chemistry Chemical Physics. - 2012. - V.14. - P.15452-15457.

153. Revisiting Volumes of Lipid Components in Bilayers / J. F. Nagle, R. M. Venable, E. Maroclo-Kemmerling, S. Tristram-Nagle, P. E. Harper and R. W. Pastor // The Journal of Physical Chemistry B. - 2019. - V.123. - P.2697-2709.

154. D. González-Salgado, J. Troncoso and L. Romani, CHAPTER 3. Experimental Techniques 2: Vibrating Tube Densimetry, 2014, pp. 100-114.

155. Differential Scanning Calorimetry (DSC): A Tool to Study the Thermal Behavior of Lipid Bilayers and Liposomal Stability / C. Demetzos // Journal of Liposome Research. - 2008. - V.18. -P.159-173.

156. Thermodynamics of lipid multi-lamellar vesicles in presence of sterols at high hydrostatic pressure / J. Peters, J. Marion, F. J. Becher, M. Trapp, T. Gutberlet, D. J. Bicout and T. Heimburg // Scientific Reports. - 2017. - V.7. - P.15339.

157. J. L. Ford and P. Timmins, Pharmaceutical Thermal Analysis, Ellis Horwood Ltd, 1989, p. 313.

158. O. Cañadas and C. Casals, Differential Scanning Calorimetry of Protein-Lipid Interactions, in: J. H. Kleinschmidt (Ed.) Lipid-Protein Interactions: Methods and Protocols, Humana Press, Totowa, NJ, 2013, pp. 55-71.

159. Trifluoroacetic acid pretreatment reproducibly disaggregates the amyloid P-peptide / S.-C. Jao, K. Ma, J. Talafous, R. Orlando and M. G. Zagorski // Amyloid. - 1997. - V.4. - P.240-252.

160. Cold neutron moderator on an upgraded IBR-2 reactor: The first set of results / V. D. Anan'ev, A. A. Belyakov, M. V. Bulavin, A. E. Verkhoglyadov, S. A. Kulikov, K. A. Mukhin and E. P. Shabalin // Technical Physics. - 2014. - V.59. - P.283-286.

161. SAS program for two-detector system: seamless curve from both detectors / A. G. Soloviev, T. M. Solovjeva, O. I. Ivankov, D. V. Soloviov, A. V. Rogachev and A. I. Kuklin // Journal of Physics: Conference Series. - 2017. - V.848. - P.012020.

162. Low resolution structural studies of apoferritin via SANS and SAXS: The effect of concentration / T. Murugova, A. Vlasov, O. Ivankov, A. Rogachev, Y. Ryzhykau, D. Soloviov, A. Zhigunov, E. Zinovev, Y. Kovalev, A. Round, V. Gordeliy and A. Kuklin // Journal of Optoelectronics and Advanced Materials. - 2015. - V.17. - P.1397-1402.

163. BioXTAS RAW: improvements to a free open-source program for small-angle X-ray scattering data reduction and analysis / J. B. Hopkins, R. E. Gillilan and S. Skou // Journal of Applied Crystallography. - 2017. - V.50. - P.1545-1553.

164. SASfit: a tool for small-angle scattering data analysis using a library of analytical expressions / I. Bressler, J. Kohlbrecher and A. F. Thunemann // Journal of Applied Crystallography. - 2015. -V.48. - P.1587-1598.

165. DichroWeb, a website for calculating protein secondary structure from circular dichroism spectroscopic data / A. J. Miles, S. G. Ramalli and B. A. Wallace // Protein Science. - 2022. - V.31. - P.37-46.

166. A Self-Consistent Method for the Analysis of Protein Secondary Structure from Circular Dichroism / N. Sreerama and R. W. Woody // Analytical Biochemistry. - 1993. - V.209. - P.32-44.

167. Estimation of globular protein secondary structure from circular dichroism / S. W. Provencher and J. Gloeckner // Biochemistry. - 1981. - V.20. - P.33-37.

134

168. A reference dataset for the analyses of membrane protein secondary structures and transmembrane residues using circular dichroism spectroscopy / A. Abdul-Gader, A. J. Miles and B.

A. Wallace // Bioinformatics. - 2011. - V.27. - P.1630-1636.

169. Estimation of Protein Secondary Structure from Circular Dichroism Spectra: Comparison of CONTIN, SELCON, and CDSSTR Methods with an Expanded Reference Set / N. Sreerama and R. W. Woody // Analytical Biochemistry. - 2000. - V.287. - P.252-260.

170. Molecular volumes of DOPC and DOPS in mixed bilayers of multilamellar vesicles / T. N. Murugova and P. Balgavy // Physical Chemistry Chemical Physics. - 2014. - V.16. - P.18211-18216.

171. Study of lipid heterogeneity on bilayer membranes using molecular dynamics simulations / N. Kumar and G. N. Sastry // Journal of Molecular Graphics and Modelling. - 2021. - V.108. -P.108000.

172. Specific volumes of unsaturated phosphatidylcholines in the liquid crystalline lamellar phase /

B. W. Koenig and K. Gawrisch // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. - 2005. -V.1715. - P.65-70.

173. Free volume and dynamics in a lipid bilayer / B. Gironi, A. Lapini, E. Ragnoni, C. Calvagna, M. Paolantoni, A. Morresi and P. Sassi // Physical Chemistry Chemical Physics. - 2019. - V.21. -P.23169-23178.

174. Densitometric Characterization of Aqueous Lipid Dispersions / G. Schmidt and W. Knoll // Berichte der Bunsengesellschaft für physikalische Chemie. - 1985. - V.89. - P.36-43.

175. Effect of chain unsaturation on bilayer response to pressure / I. D. Skanes, J. Stewart, K. M. W. Keough and M. R. Morrow // Physical Review E. - 2006. - V.74. - P.051913.

176. Partial molecular volumes of cholesterol and phosphatidylcholine in mixed bilayers / J. Gallova, K. Zelinska and P. Balgavy // European Pharmaceutical Journal. - 2017. - V.64. - P.1-3.

177. N. Kucerka, M.-P. Nieh and J. Katsaras, Chapter Eight - Small-Angle Scattering from Homogenous and Heterogeneous Lipid Bilayers, in: A. Iglic (Ed.) Advances in Planar Lipid Bilayers and Liposomes, Academic Press, 2010, pp. 201-235.

178. An analytic structure factor for macroion solutions / J. B. Hayter and J. Penfold // Molecular Physics. - 1981. - V.42. - P.109-118.

179. A rescaled MSA structure factor for dilute charged colloidal dispersions / J.-P. Hansen and J. B. Hayter // Molecular Physics. - 1982. - V.46. - P.651-656.

180. Fluid phase lipid areas and bilayer thicknesses of commonly used phosphatidylcholines as a function of temperature / N. Kucerka, M. P. Nieh and J. Katsaras // Biochim Biophys Acta. - 2011. - V.1808. - P.2761-2771.

181. Calcium and Zinc Differentially Affect the Structure of Lipid Membranes / N. Kucerka, E. Dushanov, K. T. Kholmurodov, J. Katsaras and D. Uhrikova // Langmuir. - 2017. - V.33. - P.3134-3141.

182. Structure and dynamics of water and lipid molecules in charged anionic DMPG lipid bilayer membranes / A. K. Ronnest, G. H. Peters, F. Y. Hansen, H. Taub and A. Miskowiec // J Chem Phys.

- 2016. - V.144. - P.144904.

183. Lipid bilayer structure determined by the simultaneous analysis of neutron and X-ray scattering data / N. Kucerka, J. F. Nagle, J. N. Sachs, S. E. Feller, J. Pencer, A. Jackson and J. Katsaras // Biophys J. - 2008. - V.95. - P.2356-2367.

184. Curvature Effect on the Structure of Phospholipid Bilayers / N. Kucerka, J. Pencer, J. N. Sachs, J. F. Nagle and J. Katsaras // Langmuir. - 2007. - V.23. - P.1292-1299.

185. Highly Stable Phospholipid Unilamellar Vesicles from Spontaneous Vesiculation: A DLS and SANS Study / B. Yue, C.-Y. Huang, M.-P. Nieh, C. J. Glinka and J. Katsaras // The Journal of Physical Chemistry B. - 2005. - V.109. - P.609-616.

186. Charged Lipid Vesicles: Effects of Salts on Bending Rigidity, Stability, and Size / M. M. A. E. Claessens, B. F. van Oort, F. A. M. Leermakers, F. A. Hoekstra and M. A. Cohen Stuart // Biophysical Journal. - 2004. - V.87. - P.3882-3893.

187. Interactions of Alkali Metal Chlorides with Phosphatidylcholine Vesicles / B. Klasczyk, V. Knecht, R. Lipowsky and R. Dimova // Langmuir. - 2010. - V.26. - P.18951-18958.

188. Influence of External NaCl Salt on Membrane Rigidity of Neutral DOPC Vesicles / J. U. De Mel, S. Gupta, R. M. Perera, L. Ngo, P. Zolnierczuk, M. Bleuel, S. V. Pingali and G. J. Schneider // Langmuir. - 2020. - V.36. - P.9356-9367.

189. Formation of Giant Liposomes Promoted by Divalent Cations: Critical Role of Electrostatic Repulsion / K.-i. Akashi, H. Miyata, H. Itoh and K. Kinosita // Biophysical Journal. - 1998. - V.74.

- P.2973-2982.

190. Calcium Ions Promote Membrane Fusion by Forming Negative-Curvature Inducing Clusters on Specific Anionic Lipids / C. Allolio and D. Harries // ACS Nano. - 2021. - V.15. - P.12880-12887.

191. Celebrating Soft Matter's 10th anniversary: screening of the calcium-induced spontaneous curvature of lipid membranes / M. Simunovic, K. Y. C. Lee and P. Bassereau // Soft Matter. - 2015.

- V.11. - P.5030-5036.

192. Cations induce shape remodeling of negatively charged phospholipid membranes / Z. T. Graber, Z. Shi and T. Baumgart // Physical Chemistry Chemical Physics. - 2017. - V.19. - P.15285-15295.

193. Amyloid-beta peptide (25-35) triggers a reorganization of lipid membranes driven by temperature changes / O. Ivankov, T. N. Murugova, E. V. Ermakova, T. Kondela, D. R. Badreeva, P.

Hrubovcak, D. Soloviov, A. Tsarenko, A. Rogachev, A. I. Kuklin and N. Kucerka // Scientific Reports. - 2021. - V.11. - P.21990.

194. Molecular species of oxidized phospholipids in brain differentiate between learning- and memory impaired and unimpaired aged rats / M.-S. Narzt, C. Kremslehner, B. Golabi, I.-M. Nagelreiter, J. Malikovic, A. M. Hussein, R. Plasenzotti, V. Korz, G. Lubec, F. Gruber and J. Lubec // Amino Acids. - 2022. - V.54. - P.1311-1326.

195. Evaluation of the Physico-Chemical Properties of Liposomes Assembled from Bioconjugates of Anisic Acid with Phosphatidylcholine / H. Pruchnik, A. Gliszczynska and A. Wloch // International Journal of Molecular Sciences. - 2021. - V.22. - P.13146.

196. Localization of Annexin A6 in Matrix Vesicles During Physiological Mineralization / E. A. Veschi, M. Bolean, A. Strzelecka-Kiliszek, J. Bandorowicz-Pikula, S. Pikula, T. Granjon, S. Mebarek, D. Magne, A. P. Ramos, N. Rosato, J. L. Millan, R. Buchet, M. Bottini and P. Ciancaglini // International Journal of Molecular Sciences. - 2020. - V.21. - P.1367.

197. Influence of the Molecular Weight and the Presence of Calcium Ions on the Molecular Interaction of Hyaluronan and DPPC / T. Zander, V. M. Garamus, A. Dedinaite, P. M. Claesson, P. Beldowski, K. Gorny, Z. Dendzik, D. C. F. Wieland and R. Willumeit-Romer // Molecules. - 2020. - V.25. - P.3907.

198. Precise control of liposome size using characteristic time depends on solvent type and membrane properties / S. Choi, B. Kang, E. Yang, K. Kim, M. K. Kwak, P.-S. Chang and H.-S. Jung // Scientific Reports. - 2023. - V.13. - P.4728.

199. Cholesterol and melatonin regulated membrane fluidity does not affect the membrane breakage triggered by amyloid-beta peptide / O. Ivankov, T. Kondela, E. B. Dushanov, E. V. Ermakova, T. N. Murugova, D. Soloviov, A. I. Kuklin and N. Kucerka // Biophysical Chemistry. - 2023. - V.298. -P.107023.

200. Investigating the competitive effects of cholesterol and melatonin in model lipid membranes / T. Kondela, E. Dushanov, M. Vorobyeva, K. Mamatkulov, E. Drolle, D. Soloviov, P. Hrubovcak, K. Kholmurodov, G. Arzumanyan, Z. Leonenko and N. Kucerka // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. - 2021. - V.1863. - P.183651.

201. Amyloid-P Peptide Triggers Membrane Remodeling in Supported Lipid Bilayers Depending on Their Hydrophobic Thickness / S. Meker, H. Chin, T. N. Sut and N.-J. Cho // Langmuir. - 2018. -V.34. - P.9548-9560.

202. Anionic lipids modulate little the reorganization effect of amyloid-beta peptides on membranes / O. Ivankov, D. R. Badreeva, E. V. Ermakova, T. Kondela, T. N. Murugova and N. Kucerka // Gen Physiol Biophys. - 2023. - V.42. - P.59-66.

203. J. Katsaras and T. Gutberlet, Lipid Bilayers: Structure and Interactions, Biological and Medical Physics, Biomedical Engineering, Springer Berlin, Heidelberg, 2001, p. 297.

204. Temperature- and composition-dependent conformational transitions of amphipathic peptide-phospholipid nanodiscs / C. Anada, K. Ikeda, A. Egawa, T. Fujiwara, H. Nakao and M. Nakano // Journal of Colloid and Interface Science. - 2021. - V.588. - P.522-530.

205. Utilizing magnetic resonance techniques to study membrane interactions of amyloid peptides / S. Rajput, M.-A. Sani, D. W. Keizer and F. Separovic // Biochemical Society Transactions. - 2021. - V.49. - P.1457-1465.

206. Lipid conformation in model membranes and biological membranes / J. Seelig and A. Seelig // Quarterly Reviews of Biophysics. - 1980. - V.13. - P.19-61.

207. Interaction of the Neuropeptide Met-Enkephalin with Zwitterionic and Negatively Charged Bicelles as Viewed by 31P and 2H Solid-State NMR / I. Marcotte, E. J. Dufourc, M. Ouellet and M. Auger // Biophysical Journal. - 2003. - V.85. - P.328-339.

208. Bicelle-to-Vesicle Transition of a Binary Phospholipid Mixture Guided by Controlled Local Lipid Compositions: A Molecular Dynamics Simulation Study / K. Koshiyama, M. Taneo, T. Shigematsu and S. Wada // The Journal of Physical Chemistry B. - 2019. - V.123. - P.3118-3123.

209. High Membrane Curvature Enhances Binding, Conformational Changes, and Fibrillation of Amyloid-P on Lipid Bilayer Surfaces / Y. Sugiura, K. Ikeda and M. Nakano // Langmuir. - 2015. -V.31. - P.11549-11557.

210. Reversible disc-to-vesicle transition of melittin-DPPC complexes triggered by the phospholipid acyl chain melting / E. J. Dufourc, J.-F. Faucon, G. Fourche, J. Dufourcq, T. Gulik-Krzywicki and M. le Maire // FEBS Letters. - 1986. - V.201. - P.205-209.

211. Morphological changes of phosphatidylcholine bilayers induced by melittin: vesicularization, fusion, discoidal particles / J. Dufourcq, J.-F. Faucon, G. Fourche, J.-L. Dasseux, M. Le Maire and T. Gulik-Krzywicki // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. - 1986. - V.859. -P.33-48.

212. Action of melittin on the DPPC-cholesterol liquid-ordered phase: a solid state 2H-and 31P-NMR study / T. Pott and E. J. Dufourc // Biophysical Journal. - 1995. - V.68. - P.965-977.

213. A comparative study of the action of melittin on sphingomyelin and phosphatidylcholine bilayers / T. Pott, M. Paternostre and E. J. Dufourc // European Biophysics Journal. - 1998. - V.27. - P.237-245.

214. The Alzheimer's Disease-Associated Amyloid P-Protein Is an Antimicrobial Peptide / S. J. Soscia, J. E. Kirby, K. J. Washicosky, S. M. Tucker, M. Ingelsson, B. Hyman, M. A. Burton, L. E. Goldstein, S. Duong, R. E. Tanzi and R. D. Moir // PLOS ONE. - 2010. - V.5. - P.e9505.

215. a-Synuclein and Mechanisms of Epigenetic Regulation / A. Surguchov // Brain Sciences. - 2023.

- V.13. - P.150.

216. DMPC Phospholipid Bilayer as a Potential Interface for Human Cystatin C Oligomerization: Analysis of Protein-Liposome Interactions Using NMR Spectroscopy / P. Jurczak, K. Szutkowski, S. Lach, S. Jurga, P. Czaplewska, A. Szymanska and I. Zhukov // Membranes. - 2021. - V.11. - P.13.

217. Bicelle membranes and their use for hydrophobic peptide studies by circular dichroism and solid state NMR / C. Loudet, L. Khemtemourian, F. Aussenac, S. Gineste, M.-F. Achard and E. J. Dufourc // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - General Subjects. - 2005. - V.1724. - P.315-323.

218. Host-Guest Study of Left-Handed Polyproline II Helix Formation / M. A. Kelly, B. W. Chellgren, A. L. Rucker, J. M. Troutman, M. G. Fried, A.-F. Miller and T. P. Creamer // Biochemistry.

- 2001. - V.40. - P.14376-14383.

219. NMR identification of left-handed polyproline type II helices / S. L. Lam and V. L. Hsu // Biopolymers. - 2003. - V.69. - P.270-281.

220. A left-handed 3i helical conformation in the Alzheimer Aß(12-28) peptide / J. Jarvet, P. Damberg, J. Danielsson, I. Johansson, L. E. G. Eriksson and A. Gräslund // FEBS Letters. - 2003. -V.555. - P.371-374.

221. Circular dichroism spectra of short, fixed-nucleus alanine helices / D.-H. Chin, R. W. Woody,

C. A. Rohl and R. L. Baldwin // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2002. - V.99.

- P.15416-15421.

222. Computed circular dichroism spectra for the evaluation of protein conformation / N. J. Greenfield and G. D. Fasman // Biochemistry. - 1969. - V.8. - P.4108-4116.

223. The Role of Counter-Ions in Peptides—An Overview / K. Sikora, M. Jaskiewicz, D. Neubauer,

D. Migon and W. Kamysz // Pharmaceuticals. - 2020. - V.13. - P.442.

224. From a-helix to ß-sheet - a reversible metal ion induced peptide secondary structure switch / K. Pagel, T. Vagt, T. Kohajda and B. Koksch // Organic & Biomolecular Chemistry. - 2005. - V.3. -P.2500-2502.

225. Copper Ion Binding Site in ß-Amyloid Peptide / D. Yugay, D. P. Goronzy, L. M. Kawakami, S. A. Claridge, T.-B. Song, Z. Yan, Y.-H. Xie, J. Gilles, Y. Yang and P. S. Weiss // Nano Letters. -2016. - V.16. - P.6282-6289.

226. The role of metal ions in amyloid formation: general principles from model peptides / B. Alies, C. Hureau and P. Faller // Metallomics. - 2013. - V.5. - P.183-192.