Фазовые и структурные изменения в липидных системах различного морфологического состояния тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Ской Вадим Вадимович

• Ской Вадим Вадимович
• кандидат наук
• 2023

Оглавление диссертации кандидат наук Ской Вадим Вадимович

Введение

Актуальность работы

Цели и задачи исследования

Научная новизна работы

Теоретическая и практическая значимость работы

Положения, выносимые на защиту

Степень достоверности и апробация результатов

Структура работы

ГЛАВА 1. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

1.1. Классификация липидов. Основные свойства

1.2. Самоорганизация молекул в водно-липидных системах. Гидрофильное и гидрофобное взаимодействия

1.3. Биологические везикулы: экзосомы, эндосомы и др

1.4. Фазовые переходы липидных мембран

Фазовые состояния водно-липидных систем

Предпереход и риппл-фаза

Физиологическая роль фазовых переходов в липидных мембранах

Липидные домены и рафты

Фазовые переходы под действием гидростатического давления

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Материалы

2.2. Основы методов малоуглового рассеяния нейтронов (МУРН) и рентгеновских лучей (МУРР)

Определение параметров частиц по данным малоуглового рассеяния

Вычисление форм-факторов однослойной и многослойных сферических оболочек для аппроксимации кривых рассеяния от липидных везикул

Дифракция в малоугловых экспериментах

Экспериментальные установки

2.3. Спектрометр малоуглового рассеяния нейтронов ЮМО

Метод времени пролета

Установка высокого гидростатического давления

2.4. Спектрометр МУРР Rigaku

2.5 Спектрометр малоуглового рассеяния Xeuss

2.6. Синхротронная установка ВМ29 BioSAXS

2.7. Денситометрия

Дифференциальная сканирующая калориметрия

Дополнительное оборудование (экструдер)

Программы для обработки данных малоуглового эксперимента

ГЛАВА 3 РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Применение метода денситометрии в исследованиях фазовых переходов в водных дисперсиях фосфолипидных везикул

Исследования фазовых переходов ДМФХ методами малоуглового рассеяния нейтронов и рентгеновских лучей

Исследование структурных и фазовых изменений двухкомпонентных везикул ДМФХ/ПОФЭ

Конкурирующее влияние ионов Ag+ и К+ на стабильность водной дисперсии МСВ ДПФХ

Исследование влияния высокого гидростатического давления на фазовое состояние фосфолипидных везикул с различной морфологией

Заключение

Опубликованные работы по теме диссертации

Статьи в рецензируемых журналах:

Тезисы конференций

Благодарности

Список сокращений

Список литературы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Фазовые и структурные изменения в липидных системах различного морфологического состояния»

Введение Актуальность работы

Биологические и модельные мембраны на протяжении многих лет остаются одними из важных и широко исследуемых объектов в физике конденсированного состояния вещества. Их определяющая роль в физиологии любого организма, ставит задачи исследования их свойств в разряд наиболее приоритетных для современных биологии и медицины. Клеточные, или плазматические, мембраны выполняют те функции, без которых невозможно было бы существование клетки как стабильной самоподдерживающейся единицы живой материи. Выполняя барьерную функцию, мембрана ограничивает внутреннее пространство клетки от внешней среды. Транспортная функция обеспечивает пассивный (по градиенту) или активный (за счет гидролиза АТФ или ионного обмена) перенос молекул воды, ионов, питательных веществ и отходов жизнедеятельности внутрь или изнутри клетки, поддерживая тем самым клеточный гомеостаз. Благодаря ферментативной функции некоторых мембран происходит катализ биологических процессов, благодаря механической - образуются ткани многоклеточных организмов и т.д.

Основными компонентами биологических мембран являются липиды и белки. Оба класса веществ отличаются большим многообразием и в различных клетках присутствуют в разных комбинациях. Липиды при этом образуют каркас, представляющий собой двойной молекулярный слой (бислой), внутри и на поверхностях которого распределены белки. Этот бислой имеет ряд фазовых состояний, переходы между которыми радикальным образом влияют на подвижность и активность мембранных белков. Фосфолипидные бислойные мембраны могут находиться в различных фазовых состояниях, отличающихся упорядоченностью молекул липидов, а также конформацией их углеводородных хвостов (ацильных цепей). Среди этих фаз большой интерес представляют смектическая А "жидкая" Ьа фаза, которая близка к физиологическому состоянию клеточных мембран, и смектическая В "гель-фаза" Ьр. Для некоторых фосфолипидов - например, 1,2-дипальмитоил-Бп-глицеро-3-фосфохолина (ДПФХ)

и 1,2-димиристоил-Бп-глицеро-3-фосфохолина (ДМФХ), - между этими фазами также наблюдается промежуточная риппл-фаза Рр.

На фазовое состояние липидных мембран оказывают влияние температура, внешнее давление, рН, присутствие в окружающей среде определенных ионов и низкомолекулярных соединений. Исследованиям влияния этих факторов на фазовые переходы посвящено множество научный работ, основанных на применении методов дифференциальной сканирующей калориметрии, ЯМР, флуоресцентной спектроскопии, рассеяния рентгеновских лучей и нейтронов и др. Но многообразие липидов и их свойств оставляют широкий простор для исследования. Кроме того, способность живых организмов эволюционно адаптироваться к экстремальным условиям (высокие или низкие температуры, высокое давление) обусловлена в том числе изменением липидного состава клеточных мембран.

Чтобы получить представление о фазовом поведении биологических липидных мембран, необходимо исследовать модельные мембранные системы, образованные небольшим числом липидов. Простейшей модельной мембраной является двухфазная - образованная молекулами двух различных липидов. Фосфатидилхолины и фосфатидилэтаноамины, входящие в группу фосфолипидов, представляются подходящими образцами для исследований, поскольку являются основными компонентами клеточных мембран млекопитающих и бактерий. Фосфолипиды в водных растворах имеют сильную тенденцию к образованию замкнутых структур, так называемых липидных везикул, состоящих из одного или нескольких двойных липидных слоев, заполненных растворителем. Исследование структурных параметров липидных везикул и иных липидных и липидно-белковых систем при различных внешних условиях имеет большое значение в рамках поставленной задачи.

Цели и задачи исследования

Исследование структурных параметров липидных систем при фазовых переходах, в особенности гель-фаза Ьа - риппл-фаза Рр', вызванных изменениями термодинамических параметров (давление и температура) методами малоуглового рассеяния нейтронов и рентгеновских лучей, а также иных комплементарных методов.

Научная новизна работы

Научная новизна работы обусловлена использованием уникального оборудования (специально сконструированной камеры высокого гидростатического давления для малоуглового нейтронного спектрометра ЮМО). Представлены не описанные в литературе эффекты влияния высокого давления на фазовое состояние фосфолипидных везикул с различной морфологией. Показана не описанная ранее в литературе температурная зависимость длины волны риппл-фазы Рр' на примере многослойных везикул ДМФХ.

Теоретическая и практическая значимость работы

Исследованные в работе липидные везикулы существенно отличаются по составу от физиологических клеточных мембран. Однако, они являются важными объектами для изучения фундаментальных свойств липидных мембран, содержащих небольшое количество компонентов, находящихся в различном окружении и при различных термодинамических условиях. Также, однослойные и многослойные везикулы являются важным инструментом для изучения встраивания белков, точечной доставки лекарств. Кроме того, подобные простые липосомы формируются и в живых организмах - к ним относятся так называемые эндосомы и экзосомы. Поиски новых методов повышения стабильности, монодисперсности и устойчивости фазового состояния модельных везикул являются актуальной задачей, несмотря на многолетний опыт исследований.

Помимо температуры, на фазовое состояние фосфолипидных везикул влияет и приложенное к ним гидростатическое давление. Приблизительное объяснение может быть дано уравнением Клаузиуса-Клапейрона:

АТ Т АУ

т _ т

АР ~ АН

где Тт - температура главного фазового перехода липидного бислоя при нормальных условиях, АР - изменение давления в водно-липидной дисперсии, АУ и АН - объемный и энтальпийный эффекты фазового перехода. Т.е., в изотермическом процессе рост давления приводит к переходу липидной мембраны в более упорядоченное состояние. При этом в отличие от температуры давление равномерно и практически мгновенно распределяется во всем объеме жидкого образца, что позволяет избежать макроскопического разделения образца.

Положения, выносимые на защиту

С использованием методов малоуглового рассеяния нейтронов и рентгеновских лучей и метода денситометрии определены структурные параметры фосфолипидных везикул с различной морфологией (многослойные и однослойные везикулы) и химическим составом (чистые однокомпонентные и двухкомпонентные) в различных фазовых состояниях. Определены температурные характеристики фазовых переходов типа Ьр ^ Рр' ^ Ьа липидных мембран.

1. Проведены исследования водных дисперсий однослойных и многослойных липидных везикул ДМФХ по методу малоуглового рассеяния нейтронов с использованием камеры высокого гидростатического давления при различных температурах и давлениях. Показано влияние гидростатического давления на структурные параметры фосфолипидных везикул с различной морфологией -однослойных и многослойных везикул фосфолипида ДМФХ - и влияние давления на температуру главного фазового перехода липидных мембран. На основе полученных данных построена ранее не описанных в литературе фазовая диаграмма для однослойных везикул ДМФХ. Показано отличие коэффициентов

наклона линий, разделяющих фазы Ьа и Рр' для МСВ и ОСВ: 15.6 °С /кбар для МСВ и 8.6 °С/кбар для ОСВ. Использование представленной фазовой диаграммы позволяет изменять фазовое состояние МСВ и ОСВ ДМФХ путем контроля не только температуры липидной системы, но и приложенного к ней давления.

2. Проведен анализ структуры фосфолипидных везикул ДМФХ в состоянии предперехода Рр' («риппл-фаза»). С использованием методов малоуглового рассеяния рентгеновских лучей и нейтронов определена температурная зависимость периода Хг риппл-фазы Рр' для фосфолипидов ДМФХ и ДПФХ. Показан эффект разделения мембраны в риппл-фазе, определяемый двумя периодами повторяемости Показана возможность температурного контроля двумерной структуры риппл-фазы. Выдвинута гипотеза о возможной конформации ацильных цепей фосфолипидных молекул в мембране в состоянии риппл-фазы.

3. Показана возможность фазового разделения мембран вблизи температуры фазового перехода на примере двухкомпонентных везикул липидов ДМФХ и ПОПЭ.

4. Показано конкурирующее влияние ионов Ag+ и К+ на температуру фазового перехода фосфолипидных мембран ДПФХ и их структурные характеристики.

Степень достоверности и апробация результатов

Приведенные результаты и методические наработки опубликованы в 9 статьях в рецензируемых журналах, а также в виде тезисов 11 конференций и представлены в форме стендовых и устных докладов.

Структура работы

Работа состоит из Введения, Литературного обзора, Материалов и Методов, Результатов и обсуждения, Заключения, перечня опубликованных работ по теме диссертации и Списка использованных источников.

ОСНОВНОЕ СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ

Во Введении приведено обоснование актуальности представленной работы, сформулированы цели и задачи исследования.

В Главе 1 представлен литературный обзор. Приведены классификация липидов, их основные свойства, принципы самоорганизация молекул в водно-липидных системах, морфология липидных агрегатов в водных растворах. Описаны фазовые состояния водно-липидных систем, рассмотрены теории фазовых переходов липидных мембран. Описано влияние гидростатического давления на фазовые переходы в фосфолипидных мембранах.

В Главе 2 описаны материалы и методы, примененные при выполнении работы. Приведены теоретические основы методов малоуглового рассеяния нейтронов (МУРН) и рентгеновских лучей (МУРР), а также методов денситометрии и дифференциальной сканирующей калориметрии. Приведено описание использованных при выполнении работы экспериментальных установок и методов обработки экспериментальных данных. Описаны методы приготовления исследованных липидных систем.

В Главе 3 показаны результаты выполненной роботы. Глава состоит из пяти частей. В первой части представлены результаты исследования водных дисперсий фосфолипидных везикул методом денситометрии. Этот метод применялся в дополнение к основным методам исследования структурных и фазовых изменений везикул в данной работе - МУРР и МУРН. Во второй части представлены результаты исследований структурных изменений и фазовых переходов однокомпонентных многослойных везикул ДМФХ и ДПФХ при изменении температуры методами малоуглового рассеяния нейтронов и рентгеновских лучей. В третьей части на примере дисперсии везикул ДМФХ в растворах нитратов Л§К03 и КК03 показан эффект конкурирующего влияния ионов на стабильность структуры и фазового состояния фосфолипидных мембран в зависимости от

времени инкубации системы. В четвертой части приведены результаты исследований двухкомпонентных МСВ и ОСВ, образованных липидами ДМФХ и ПОФЭ с близкими точками главного фазового перехода. В пятой части описаны эксперименты, проведенные по методу МУРН с использованием установки высокого гидростатического давления с целью изучения влияния давления на температуру фазовых переходов многослойных и однослойных везикул ДМФХ. Представлена фазовая диаграмма для МСВ и ОСВ ДМФХ, построенная по результатам обработки полученных данных.

ГЛАВА 1. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР 1.1. Классификация липидов. Основные свойства

Липидами называют группу низкомолекулярных органических веществ, в состав которых входят компактные гидрофильные группы (полярные головы) и длинные гидрофобные ацильные цепи (углеводородные хвосты). В состав липидов могут входить спирты, жирные кислоты, азотистые основания, фосфорная кислота [1,2]. Большинство липидов плохо растворяются в полярных растворителях, в том числе в воде, но хорошо растворимы в органических неполярных растворителях: спиртах, например, этаноле, метаноле, изомерах амилового спирта, а также хлороформе). Строение типичной молекулы полярного липида представлено на Рисунке 1.1. В зависимости от кратности ковалентных связей между атомами углерода в липидных хвостах, липиды относят к насыщенным (все связи одиночные, С-С) или ненасыщенным (присутствуют двойные связи С=С). Углеводородные связи в хвостах ненасыщенных липидов в гель-фазе (о которой сказано ниже) находятся в состоянии полной транс-конформации, то есть максимально вытянуты и плотно упакованы в бислое. Двойные С=С связи ненасыщенных липидов, напротив, имеют гош-конформацию, то есть излом, который приводит к увеличению объема, занимаемого молекулой липида [3].

Рисунок 1.1. Общая структурная формула строения фосфолипидов (преобразовано из работы [4])

Также липиды отличаются наличием или отсутствием заряда головы. Структурная организация систем, образованных заряженными липидами, особенно чувствительна к рН и ионной силе дисперсионной среды.

Липиды выполняют важные функции как в клетках, так и во внеклеточных липосомах, которые представляют собой небольшие пузырьки, секретируемые клетками. Среди основных функции липидов можно выделить следующие:

- Структурная. Липиды, особенно фосфолипиды, являются фундаментальным компонентом клеточных мембран. Они образуют липидный бислой, который действует как селективный барьер, отделяющий внутреннюю клеточную среду от внеклеточной среды.

- Энергетическая. Триглицериды служат молекулами долгосрочного хранения энергии в клетках. Они хранятся в специализированных органеллах, называемых адипоцитами, и при необходимости могут расщепляться для высвобождения энергии.

- Теплоизоляция. В некоторых организмах и тканях (например, жировой ткани) липиды действуют как теплоизоляторы, помогая поддерживать температуру тела.

- Передача сигналов. Липиды, такие как фосфоинозитиды, играют решающую роль во внутриклеточных сигнальных путях. Они помогают регулировать такие процессы, как рост клеток, дифференциация и апоптоз.

- Транспорт витаминов. Некоторые липиды служат переносчиками жирорастворимых витаминов в организме, облегчая их всасывание и транспортировку.

- Производство гормонов. Липиды являются предшественниками синтеза стероидных гормонов, включая кортизол, эстроген и тестостерон.

1.2. Самоорганизация молекул в водно-липидных системах. Гидрофильное и

гидрофобное взаимодействия

Свойство липидов образовывать в водных растворах упорядоченные стабильные структуры обусловлено наличием гидрофильных и гидрофобных взаимодействий между молекулами липида и воды. Гидрофильное взаимодействие объясняется суммарным действием электростатических и дисперсионных сил, а также иных сил электромагнитной природы, вызывающих притяжение между молекулами воды и растворенного вещества. Гидрофобное взаимодействие не обусловлено действием конкретных сил отталкивания, но представляет собой энтропийный эффект, приводящий к такой ориентации молекул вещества в растворе, что их влияние на структуру водородных связей растворителя минимально [5].

Благодаря своей амфифильной природе (двойным сродством к воде), липиды проявляют тенденцию к агрегации в водных растворах таким образом, что гидрофильные головы формируют границу раздела между гидрофобными углеродными остатками и растворителем. Типичными структурами, образуемыми при агрегации фосфолипидов, являются липидные везикулы. Липидные везикулы представляют собой замкнутые стабильные при отсутствии внешних возбуждений структуры, имеющие форму, близкую к сферической оболочке, образованные липидным бислоем. В зависимости от типа липида в результате самосборки могут образовываться как однослойные (например, из фосфатидилглицерина), так и многослойные (концентрические) везикулы [6]. Большинство фосфолипидов и фосфатидилэтаноаминов образуют именно мультислойные везикулы. На Рисунке 1.2 схематически представлены однослойная везикула и составляющий её липидный бислой.

а) б)

Рисунок 1.2 а) Модель липидной везикулы в разрезе, б) структура оболочки многослойной везикулы: 1 - липидные бислои, 2 - прослойки растворителя.

1.3. Биологические везикулы: экзосомы, эндосомы и др.

Плазматические мембраны имеют бислойную структуру. Однако, в отличие от большинства модельных липидных везикул, бислои реальных клеточных мембран образованы огромным числом различных липидов. Помимо липидных компонентов, в состав биологических мембран входят и белки, общая масса которых достигает 50% и выше [7]. По этой причине проведение прямых параллелей между изучением модельных липидных мембран и клеточных мембран представляется в некоторой степени упрощенным. Однако, помимо плазматических мембран липиды образуют мембраны внутриклеточных органелл, эндосом а также внеклеточных образований - экзосом, которые являются важными клеточными компонентами, участвующими во внутриклеточном транспорте, межклеточной коммуникации и регуляции различных клеточных процессов. Они отличаются строением, функционалом и генезисом и представляют собой однослойные, реже многослойные везикулы с типичными размерами от 30 до 1000 нм [8], что близко к размерам получаемых в лабораторных условиях модельных везикул. На рисунке 1.3 показаны некоторые механизмы образования и типы образующихся внеклеточных и внутриклеточных везикул. Помимо липидной компоненты они могут переносить различные биоактивные молекулы, включая белки, нуклеиновые кислоты, такие как микроРНК и мРНК, из одной клетки в другую. Изучение внеклеточных и внутриклеточных везикул является современным направлением биофизики [9-12].

Рисунок 1.3. Различные типы внутриклеточных и внеклеточных везикул и пути их миграции в цитоплазме и внешней среде [13].

Экзосомы служат средством межклеточной коммуникации, обеспечивая передачу биоактивных молекул и информации. Липидный состав экзосом может влиять на их избирательное поглощение клетками-мишенями. Липидные рафты и специфические липиды на экзосомальных поверхностях облегчают взаимодействие и слияние с клетками-реципиентами [14].

1.4. Фазовые переходы липидных мембран

Фаза - термодинамические равновесное макроскопическое состояние вещества, отличное от иных состояний по ряду характеристик. Свободная энергия, плотность, теплоемкость, модули упругости и вязкости и т.п.

Фазовый переход - кооперативный процесс изменения макроскопического состояния (фазы) системы. При этом может происходить образование или разрушение межмолекулярных связей (процессы кристаллизации, плавления, испарения) и изменение внутримолекулярных связей (переходы между фазами

жидких кристаллов). Фазовый переход при определенных значениях температуры и давления и сопровождается резким изменением свойств вещества.

Классическая теория фазовых переходов подразделяет их на два типа (классификация по Эренфесту). Фазовый переход представляет собой изобарно-изотермический процесс и описывается изменением свободной энергии Гиббса. При фазовых переходах I рода происходит резкое изменение энтропии и молярного объема системы, которые являются первыми частными производными энергии Гиббса:

5 = -

удТ , г

V =

удР )т

В точке фазового перехода I рода их изменения равны

М = -

дв2 д01

{ дТ дТ)

AV =

дв2 дв1 дР дР

) т

Теплоёмкость и изотермический коэффициент сжимаемости определяются через вторые производные энергии Гиббса:

системы

д2в дТ2

УдТ )

С

р Т

д2в _ ГдГ I __ дТ2 ~[дР)г~ ХтУ

и поэтому в точке фазового перехода dP^0) обращаются в

бесконечность.

Напротив, при фазовых переходах II рода первые частные производные свободной энергии Гиббса изменяются непрерывно:

=

в

дТ

в I = О А V = ( дв2 1 (дв1

дТ )р У дР )т { дР )Т

= О

При этом теплоемкость и изотермический коэффициент сжимаемости уже не обращаются в бесконечность, но испытывают скачок, в окрестностях которого плавно возрастают или убывают

ГдЪ)

{ дт2 I

, дТ2 1

- 1 (Ср 2 Ср1)

V дР Уг

2

д2 а

дР2

^ (хт 2 Хт 1 )

Ут

При переходах между конформационными состояниями в органических веществах также происходит изменение свободной энергии системы, которое в зависимости от вещества может носить характер, как более свойственный фазовым переходам I рода, так и переходам II рода [15].

Фазовые состояния водно-липидных систем

К началу 1970-х годов в результате исследований, преимущественно производимых методом рентгеноструктурного анализа, было обнаружено, что водно-липидные системы образуют широкий ряд жидкокристаллических фаз [16]. Среди основных фазовых состояний принято выделять гель-фазу Ь,,

жидкокристаллическую фазу Ьа и промежуточную риппл-фазу Рр. Переход из

одного фазового состояния в другое обусловлен изменением конформации углеводородных хвостов молекул липидов и приводит к изменению плотности упаковки липидного бислоя [17,18]. Было установлено, что по классификации Фриделя все ламеллярные (слоистые) липидные фазы, к которым принадлежат и фазы реальных клеточных мембран, обычно являются смектическими. К числу этих фаз относятся так называемые гель-фаза Ьа и жидкие фазы Ьр и Ьр', соответствующие фазовому состоянию липидов в живой клетке. Согласно более поздней номенклатуре, фаза La относится к подклассу смектики А, а Lp' - к подклассу смектики С.

В дальнейшем под фазовым переходом в липидах будет пониматься конформационное изменение в С-С связях углеводородных липидных хвостов и происходящие при этом изменения структурных параметров мембраны. Этот процесс может происходить в достаточно широком температурном диапазоне и

кроме точки фазового перехода характеризуется его шириной (Рисунок 1.4).

Рисунок 1.4. Зависимость фазового состояния липидной мембраны от температуры. температура главного фазового перехода Тт. 5 - ширина перехода [17].

Процесс фазового перехода является кооперативным, т.е. фазовое состояние участка липидной мембраны (домена) зависит от состояния соседних участков. Переход из жидкокристаллической фазы в гель-фазу происходит при возникновении домена гель-фазы критического размера, при котором фаза начинает необратимо распространяться на всю липидную мембрану [19]. При этом ширина фазового перехода 5 обратно пропорциональна числу молекул в домене и энтальпийному эффекту фазового перехода:

1

5 <х

N АН

Ьр или Lp' - гель-фаза. Низкотемпературная ламеллярная фаза, в которой углеводородные хвосты липидных молекул упорядочены, т.к. находятся в полной транс-конформации. Благодаря этому молекулы липида в мембране упакованы

плотно, что приводит к её «жесткости». В макроскопическом плане водно-липидные смеси в гель-фазе довольно вязкие.

Ьа - жидкокристаллическая (в англоязычной литературе зачастую просто жидкая) ламеллярная фаза, наблюдаемая при более высокой температуре. В это фазе липидные бислои также отличаются упорядоченным расположением составляющих их молекул. Однако ацильные цепи в значительной мере разупорядочены, так как на ряду с транс-конфигурацией возникают и гош-конфигурации С-С связей. При этом увеличивается поперечное сечение углеводородных хвостов, из-за чего липидный бислой в La - фазе имеет меньшую плотность, нежели в фазе геля. Кроме того, повышается скорость латеральной диффузии липидных молекул в плоскости бислоя. Таким образом, в жидкокристаллической фазе липидные мембраны являются текучими, и именно такое состояние является функциональным для большинства липидов, образующих биологические мембраны живых организмов. Переход липидной мембраны из Lp в Ьа фазу называют главным фазовым переходом.

Некоторые фазовые переходы липидных мембран могут быть описаны с помощью феноменологической теории Ландау [20]. В рамках этой теории фазовый переход проявляется в нарушении математической симметрии, которая проявляется в поведении физической величины, называемой параметром порядка, описывающей состояние вещества. Например, в ферромагнетике параметром порядка выступает векторная намагниченность материала. В случае фосфолипидов за параметр порядка принимается величина, связанная с углом наклона ацильных цепей по отношению к плоскости бислоя. Теория Ландау легла в основу теоретического моделирования бинарных липидных смесей, хотя и с некоторыми ограничениями, поскольку не позволяла учитывать флуктуации состояния мембраны в переходной области [21]. Взяв за основу классификацию фазовых переходов типа порядок-беспорядок в рамках теории Ландау, Джон Нейгл выдвинул статистическую модельную теорию фазовых переходов в липидных

бислоях. Он рассмотрел полную энергию липидной системы как совокупность трех компонент: энергии притяжения Ван-Дер-Ваальса, энергии стерического отталкивания углеводородных цепей и энергии их вращательного изомерного взаимодействия цепи [22,23].

Предпереход и риппл-фаза

Для ряда фосфолипидов, включая фосфатидилхолины, между состояниями гель-фазы Lp и жидкокристаллической фазы Lа наблюдается промежуточное состояние, называемое риппл-фазой и обозначаемой Pp'. Несмотря на ряд отличающихся интерпретаций природы возникновения и классификации этого состояния липидного бислоя, которые будут разобраны ниже, главным признаком риппл-фазы является нарушение упаковки липидных молекул в пределах бислоя. В этом состоянии головы липидных молекул могут значительно выступать за пределы плоскости бислоя, отчего его поверхность оказывается волнистой, «рифленой», что и дало название риппл-фазе. При этом прослеживается зависимость ширины температурного интервала между переходами Ьр< ^ Рр' и Рр' ^ Ьа от числа насыщенных связей в липидных хвостах. Так, с увеличением числа связей от 14 у фосфолипида ДМФХ до 16 у ДПФХ и 18 у ДСФХ область существования риппл-фазы уменьшается с 9 °С до 7 °С и 4 °С соответственно. Для синтетического аналога фосфолипидов с 20 ненасыщенными связями ширина этой области составляет 1.2 °С [24]. Для более длинных цепей риппл-фаза не наблюдаетсяся [25]. При этом важно отметить, что в отличие фосфатидилхолинов, цепи которых в гель-фазе Ьр' не перпендикулярны плоскости бислоя, углеводородные цепи фосфатидилэтаноламинов, более жесткие за счёт наличия ненасыщенных связей, обычно перпендикулярны бислою в гель-фазе Ьр [26,27], а предпереход в риппл-фазу для этого класса липидов не наблюдается.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Ской Вадим Вадимович, 2023 год

Список литературы

1. Овчинников Ю.А. Биоорганическая химия. Рипол Классик, 1987.

2. Антонов В.Ф., Козлова Е.К., Черныш А.М. Физика и биофизика: учебник. ГЭОТАР-Медиа, 2010.

3. Геннис Р. Биомембраны: Молекулярная структура и функции. М.: Мир, 1997.

4. Aktas M. et al. Membrane lipids in Agrobacterium tumefaciens: biosynthetic pathways and importance for pathogenesis // Front Plant Sci. Frontiers Media SA,

2014. Vol. 5, № MAR.

5. Блинов Л.М. Жидкие кристаллы: структура и свойства // М.: Книжный дом Либроком. 2013. Vol. 480.

6. Pozo Navas B. et al. Composition dependence of vesicle morphology and mixing properties in a bacterial model membrane system // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. Elsevier, 2005. Vol. 1716, № 1. P. 40-48.

7. Альбертс Б. et al. Молекулярная биология клетки: В 3 т. 2-е изд., перераб. и доп // Пер. с англ./Б. Албертс, Д. Брей, Дж. Льюис, Б. Рэфф, К. Робертс, Дж. Уотсон.-М.: Мир. 1994. Vol. 1. P. 517.

8. Li P. et al. Progress in exosome isolation techniques // Theranostics. 2017. Vol. 7, № 3. P. 789-804.

9. Jeppesen D.K. et al. Reassessment of Exosome Composition // Cell. Elsevier Inc., 2019. Vol. 177, № 2. P. 428-445.e18.

10. Zeringer E. et al. Strategies for isolation of exosomes // Cold Spring Harb Protoc.

2015. Vol. 2015, № 4. P. 319-323.

11. Vlassov A. V. et al. Exosomes: Current knowledge of their composition, biological functions, and diagnostic and therapeutic potentials // Biochim Biophys Acta Gen Subj. Elsevier B.V., 2012. Vol. 1820, № 7. P. 940-948.

12. Kalluri R., LeBleu V.S. The biology, function, and biomedical applications of exosomes // Science (1979). American Association for the Advancement of Science, 2020. Vol. 367, № 6478.

13. Thery C., Ostrowski M., Segura E. Membrane vesicles as conveyors of immune responses // Nature Reviews Immunology. 2009. Vol. 9, № 8. P. 581-593.

14. Mulcahy L.A., Pink R.C., Carter D.R.F. Routes and mechanisms of extracellular vesicle uptake // Journal of Extracellular Vesicles. Co-Action Publishing, 2014. Vol. 3, № 1.

15. Миронова Г.А., Брандт Н.Н., Салецкий А.М. Молекулярная физика и термодинамика в вопросах и задачах // СПб.: Лань. 2012.

16. V Luzzati and, Tardieu A. Lipid Phases: Structure and Structural Transitions // https://doi.org/10.1146/annurev.pc.25.100174.000455. Annual Reviews 4139 El Camino Way, P.O. Box 10139, Palo Alto, CA 94303-0139, USA , 2003. Vol. 25, № 1. P. 79-94.

17. Kharakoz D.P., Shlyapnikova E.A. Thermodynamics and kinetics of the early steps of solid-state nucleation in the fluid lipid bilayer // Journal of Physical Chemistry B. American Chemical Society, 2000. Vol. 104, № 44. P. 1036810378.

18. Tristram-Nagle S., Nagle J.F. Lipid bilayers: thermodynamics, structure, fluctuations, and interactions // Chem Phys Lipids. Elsevier, 2004. Vol. 127, № 1. P. 3-14.

19. Харакоз Д.П. О Возможности Физиологической Роли Фазового Перехода "Жидкое-Твердое" В Биологических Мембранах // Успехи Биологической Химии. 2001. Vol. 41. P. 333-364.

20. Ландау Л.Д., Лифшиц Е.М. Статическая физика. Часть 1 // М.: Физматлит. 1995. P. 372-446.

21. Mouritsen O.G. Theoretical models of phospholipid phase transitions // Chem Phys Lipids. Elsevier, 1991. Vol. 57, № 2-3. P. 179-194.

22. Nagle J.F. Theory of the Main Lipid Bilayer Phase Transition // https://doi.org/10.1146/annurev.pc.31.100180.001105. Annual Reviews 4139 El Camino Way, P.O. Box 10139, Palo Alto, CA 94303-0139, USA , 2003. Vol. 31, № 1. P. 157-196.

23. Nagle J.F. Theory of biomembrane phase transitions // J Chem Phys. AIP Publishing, 1973. Vol. 58, № 1. P. 252-264.

24. Jorgensen K. BB Biochi ~mi c~a et Biophysica A~ta Calorimetric detection of a sub-main transition in long-chain phosphatidylcholine lipid bilayers // Biochimica et Biophysica Acta. 1995. Vol. 1240. 11-114 p.

25. Heimburg T. A model for the lipid pretransition: Coupling of ripple formation with the chain-melting transition // Biophys J. Biophysical Society, 2000. Vol. 78, № 3. P. 1154-1165.

26. Mcintosh T.J. Differences in hydrocarbon chain tilt between hydrated phosphatidylethanolamine and phosphatidylcholine bilayers. A molecular packing model // Biophys J. 1980. Vol. 29, № 2. P. 237-245.

27. Willumeit R. et al. Structural rearrangement of model membranes by the peptide antibiotic NK-2 // Biochim Biophys Acta Biomembr. 2005. Vol. 1669, № 2. P. 125-134.

28. Winter R., Jeworrek C. Effect of pressure on membranes // Soft Matter. The Royal Society of Chemistry, 2009. Vol. 5, № 17. P. 3157-3173.

29. Pabst G. et al. Structure and fluctuations of phosphatidylcholines in the vicinity of the main phase transition // Phys Rev E Stat Phys Plasmas Fluids Relat Interdiscip Topics. 2004. Vol. 70, № 2. P. 9.

30. Trapp M. et al. High hydrostatic pressure effects investigated by neutron scattering on lipid multilamellar vesicles // Physical Chemistry Chemical Physics. 2013. Vol. 15, № 48. P. 20951-20956.

31. Sun W.J. et al. Structure of the ripple phase in lecithin bilayers. // Proceedings of the National Academy of Sciences. Proceedings of the National Academy of Sciences, 1996. Vol. 93, № 14. P. 7008-7012.

32. Cameron D.G., Casal H.L., Mantsch H.H. Characterization of the Pretransition in 1, 2-Dipalmitoyl-Sn-Glycero-3-Phosphocholine by Fourier Transform Infrared Spectroscopy // Biochemistry. American Chemical Society, 1980. Vol. 19, № 16. P. 3665-3672.

33. Sharma P., Desikan R., Ayappa K.G. Evaluating Coarse-Grained MARTINI Force-Fields for Capturing the Ripple Phase of Lipid Membranes // Journal of Physical Chemistry B. 2021. Vol. 125, № 24. P. 6587-6599.

34. Akabori K., Nagle J.F. Structure of the DMPC lipid bilayer ripple phase // Soft Matter. The Royal Society of Chemistry, 2015. Vol. 11, № 5. P. 918-926.

35. Takahashi H. et al. Temperature-Controlled High-Speed AFM: Real-Time Observation of Ripple Phase Transitions // Small. 2016. Vol. 12, № 44. P. 61066113.

36. Pietralik Z. et al. SAXS study of influence of gemini surfactant, 1, 1'- ( 1, 4-butanediyl) bis 3-cyclododecyloxymethylimidazolium di-chloride, on the fully hydrated DMPC // Acta Phys Pol A. 2010. Vol. 117, № 2. P. 311-314.

37. Meersman F. et al. High-pressure biochemistry and biophysics // Rev Mineral Geochem. 2013. Vol. 75, № Kamekura 1998. P. 607-648.

38. Gabke A. et al. Using pressure in combination with x-ray and neutron scattering techniques for studying the structure, stability and phase behaviour of soft condensed matter and biomolecular systems // Journal of Physics: Condensed Matter. IOP Publishing, 2005. Vol. 17, № 40. P. S3077.

39. Seddon J.M. et al. Pressure-jump X-ray studies of liquid crystal transitions in lipids // Philosophical Transactions of the Royal Society A: Mathematical, Physical and Engineering Sciences. The Royal SocietyLondon, 2006. Vol. 364, № 1847. P. 2635-2655.

40. Soloviov D. V et al. NEUTRON SCATTERING INVESTIGATIONS OF THE LIPID BILAYER STRUCTURE PRESSURE DEPENDENCE. // Nuclear Physics & Atomic Energy. 2012. Vol. 13, № 1.

41. Kuklin A. et al. On the Origin of the Anomalous Behavior of Lipid Membrane Properties in the Vicinity of the Chain-Melting Phase Transition // Sci Rep. 2020. Vol. 10, № 1. P. 1-8.

42. Chu N. et al. Anomalous swelling of lipid bilayer stacks is caused by softening of the bending modulus // Phys Rev E Stat Nonlin Soft Matter Phys. American Physical Society, 2005. Vol. 71, № 4. P. 041904.

43. Mason P.C. et al. Anomalous swelling in phospholipid bilayers is not coupled to the formation of a ripple phase // Phys Rev E Stat Nonlin Soft Matter Phys. 2001. Vol. 63, № 3 I. P. 0309021-0309024.

44. Волькенштейн М.В. Общая биофизика. Наука. Гл. ред. физ.-мат. лит., 1978.

45. Marsh D. Handbook of lipid bilayers. CRC press, 2013.

46. Marquardt D. et al. On scattered waves and lipid domains: Detecting membrane rafts with X-rays and neutrons // Soft Matter. Royal Society of Chemistry, 2015. Vol. 11, № 47. P. 9055-9072.

47. Shaikh S.R. et al. Lipid phase separation in phospholipid bilayers and monolayers modeling the plasma membrane // Biochim Biophys Acta Biomembr. 2001. Vol. 1512, № 2. P. 317-328.

48. Williamson J.J., Olmsted P.D. Registered and Antiregistered Phase Separation of Mixed Amphiphilic Bilayers // Biophys J. Cell Press, 2015. Vol. 108, № 8. P. 1963-1976.

49. Veatch S.L., Keller S.L. Organization in Lipid Membranes Containing Cholesterol // Phys Rev Lett. 2002. Vol. 89, № 26.

50. https://analyticalscience.wiley.com/do/10.1002/micro.162/ [Electronic resource].

51. Murugova T. et al. Structural changes introduced by cholesterol and melatonin to the model membranes mimicking preclinical conformational diseases // Gen. Physiol. Biophys. 2020. Vol. 39, № 2.

52. Winter R. Effects of hydrostatic pressure on lipid and surfactant phases // Curr Opin Colloid Interface Sci. Elsevier, 2001. Vol. 6, № 3. P. 303-312.

53. Soloviov D. et al. Changes in the area per lipid molecule by P-V-T and SANS investigations // Macromol Symp. 2014. Vol. 335, № 1.

54. Shashidhar R. et al. High Pressure Study of Phase Transitions in DMPC-Water System // Molecular Crystals and Liquid Crystals. 1984. Vol. 110, № 1-4. P. 153160.

55. Ichimori H. et al. Barotropic phase transitions and pressure-induced interdigitation on bilayer membranes of phospholipids with varying acyl chain lengths // Biochim Biophys Acta. ELSEVIER, 1998. Vol. 1414. P. 165-174.

56. Lee B.S. et al. High-pressure proton NMR study of lateral self-diffusion of phosphatidylcholines in sonicated unilamellar vesicles // Chem Phys Lipids. 1995. Vol. 78, № 2. P. 103-117.

57. Moore J.H., Spencer N.D. Encyclopedia of chemical physics and physical chemistry // (No Title). 2001.

58. Eisenblätter J., Winter R. Pressure effects on the structure and phase behavior of DMPC-gramicidin lipid bilayers: a synchrotron SAXS and 2H-NMR spectroscopy study // Biophys J. Elsevier, 2006. Vol. 90, № 3. P. 956-966.

59. Soloviov D. et al. Changes in the Area per Lipid Molecule by P - V - T and SANS Investigations. 2014. P. 58-61.

60. Matsuki H. et al. Thermotropic and barotropic phase behavior of phosphatidylcholine bilayers // Int J Mol Sci. 2013. Vol. 14, № 2. P. 2282-2302.

61. Potekhin S.A. et al. High pressure effect on the main transition from the ripple gel P'ß phase to the liquid crystal (La) phase in dipalmitoylphosphatidylcholine. Microcalorimetric study // Biochim Biophys Acta Biomembr. Elsevier B.V., 2008. Vol. 1778, № 11. P. 2588-2593.

62. Lai K. et al. High pressure effect on phase transition behavior of lipid bilayers // Physical Chemistry Chemical Physics. 2012. Vol. 14, № 16. P. 5744-5752.

63. GROSS M., JAENICKE R. Proteins under pressure: The influence of high hydrostatic pressure on structure, function and assembly of proteins and protein complexes // Eur J Biochem. 1994. Vol. 221, № 2. P. 617-630.

64. Daniel I., Oger P., Winter R. Origins of life and biochemistry under high-pressure conditions // Chem Soc Rev. 2006. Vol. 35, № 10. P. 858-875.

65. Hill P.G., MacMillan R.D., Lee V. Tables of thermodynamic properties of heavy water in S.I. units. 1981.

66. Linse J.-B., Hub J.S. Three-and Four-Site Models for Heavy Water: SPC/E-HW, TIP3P-HW, and TIP4P/2005-HW.

67. Свергун Д.И., Фейгин Л.А. Рентгеновское и нейтронное малоугловое рассеяние. Наука. Гл. ред. физ.-мат. лит., 1986.

68. Ostanevich Yu.M., Serdyuk I.N. Neutron-diffraction studies of the structure of biological macromolecules // Uspekhi Fizicheskih Nauk. Uspekhi Fizicheskikh Nauk (UFN) Journal, 1982. Vol. 137, № 5. P. 85.

69. Stuhrmann H.B. Small-angle scattering of X-rays // Progress In Crystal Growth And Characterization. 1989. Vol. 18, № C. P. 1-19.

70. Sears V.F. Neutron News Neutron scattering lengths and cross sections.

71. Guinier A. et al. Small-angle Scattering of X-rays. Wiley New York, 1955.

72. Balgavy P. et al. Evaluation of small-angle neutron scattering curves of unilamellar phosphatidylcholine liposomes using a multishell model of bilayer neutron scattering length density // Acta Physica Slovaca. 2001. Vol. 51. P. 53-68.

73. Uhrikova D. et al. Formation of unilamellar dipalmitoylphosphatidylcholine vesicles promoted by Ca2+ ions: A small-angle neutron scattering study // Spectroscopy. 2007. Vol. 21, № 1. P. 43-52.

74. Balgavy P. et al. Bilayer thickness and lipid interface area in unilamellar extruded 1,2-diacylphosphatidylcholine liposomes: a small-angle neutron scattering study // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. Elsevier, 2001. Vol. 1512, № 1. P. 40-52.

75. А.М. Балагуров. Дифракция нейтронов для решения структурных и материаловедческих задач. М.: Физический Факультет МГУ имени М.В. Ломоносова, 2017. 306 p.

76. Watkins E.B. et al. Equilibrium or quenched: Fundamental differences between lipid monolayers, supported bilayers, and membranes // ACS Nano. American Chemical Society, 2014. Vol. 8, № 4. P. 3181-3191.

77. Soloviev A. et al. Primary Data Treatment Software for Position-Sensitive Detector of Small-Angle Neutron Scattering Spectrometer in the Isotropic Pattern Scattering Case // EPJ Web Conf. 2018. Vol. 173. P. 10-13.

78. Уиндзор К., Игнатович В.К. Рассеяние нейтронов от импульсных источников: Пер. с англ. Энергоатомиздат, 1985.

79. Solov'ev A.G. et al. SAS. The package for small angle neutron scattering data treatment. Version 2.4. Long write-up and user's guide. 2003.

80. Soloviev A.G. et al. SAS program for two-detector system: seamless curve from both detectors // J Phys Conf Ser. IOP Publishing, 2017. Vol. 848, № 1. P. 012020.

81. Kuklin A.I. et al. New opportunities provided by modernized small-angle neutron scattering two-detector system instrument (YuMO) // J Phys Conf Ser. 2011. Vol. 291, № 1.

82. Haramagatti C.R. et al. Pressure induced phase transitions of TTAB-micellar solutions studied by SANS and Raman spectroscopy // Physical Chemistry Chemical Physics. Royal Society of Chemistry, 2006. Vol. 8, № 8. P. 994-1000.

83. Gorski N. et al. A Small-Angle Neutron Scattering Investigation of the TDMAO Micelle System at High Hydrostatic Pressure // urn:issn:0021-8898. International Union of Crystallography, 1997. Vol. 30, № 5. P. 739-743.

84. Feldman T.B. et al. Small-angle neutron and X-ray scattering analysis of the supramolecular organization of rhodopsin in photoreceptor membrane // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. Elsevier, 2019. Vol. 1861, № 10. P. 183000.

85. Huang T.C. et al. X-ray powder diffraction analysis of silver behenate, a possible low-angle diffraction standard // urn:issn:0021-8898. International Union of Crystallography, 1993. Vol. 26, № 2. P. 180-184.

86. Nyam-Osor M. et al. Silver behenate and silver stearate powders for calibration of SAS instruments // J Phys Conf Ser. IOP Publishing, 2012. Vol. 351, № 1. P. 012024.

87. Lee B. et al. Silver behenate as a calibration standard of grazing-incidence small-angle X-ray scattering // urn:issn:0021-8898. International Union of Crystallography, 2006. Vol. 39, № 5. P. 749-751.

88. Binnemans K. et al. Structure and mesomorphism of silver alkanoates // Chemistry of Materials. 2004. Vol. 16, № 10. P. 2021-2027.

89. Kucerka N. et al. Curvature Effect on the Structure of Phospholipid Bilayers // Langmuir. NIH Public Access, 2007. Vol. 23, № 3. P. 1292.

90. Statnik E.S. et al. Stress Relaxation Analysis in Bulk and Porous Ultra-High Molecular Weight Polyethylene (UHMWPE). Preprints, 2022.

91. Pernot P. et al. Upgraded ESRF BM29 beamline for SAXS on macromolecules in solution // urn:issn:0909-0495. International Union of Crystallography, 2013. Vol. 20, № 4. P. 660-664.

92. Nagle J.F. et al. Revisiting Volumes of Lipid Components in Bilayers // Journal of Physical Chemistry B. American Chemical Society, 2019. Vol. 123, № 12. P. 2697-2709.

93. Soloviev A.G. et al. SAS. The Package for Small-Angle Neutron Scattering Data Treatment. Version 2.4. Long Write-Up and User's Guide. Communication of JINR P10-2003-86. 2003. P. 22.

94. Soloviev A.G. et al. SAS program for two-detector system: seamless curve from both detectors // J Phys Conf Ser. IOP Publishing, 2017. Vol. 848, № 1. P. 012020.

95. Kuklin A.I. et al. High-throughput SANS experiment on two-detector system of YuMO spectrometer // J Phys Conf Ser. IOP Publishing, 2018. Vol. 994, № 1. P. 012016.

96. Manalastas-Cantos K. et al. ATSAS 3.0: Expanded functionality and new tools for small-angle scattering data analysis // J Appl Crystallogr. International Union of Crystallography, 2021. Vol. 54. P. 343-355.

97. https://www.sasview.org/ [Electronic resource].

98. Kurakin S. et al. Cations Do Not Alter the Membrane Structure of POPC—A Lipid With an Intermediate Area // Front Mol Biosci. 2022. Vol. 9, № July. P. 111.

99. Kucerka N., Kiselev M.A., Balgavy P. Determination of bilayer thickness and lipid surface area in unilamellar dimyristoylphosphatidylcholine vesicles from small-angle neutron scattering curves: A comparison of evaluation methods // European Biophysics Journal. 2004. Vol. 33, № 4. P. 328-334.

100. Kiselev M.A. et al. What can we learn about the lipid vesicle structure from the small-angle neutron scattering experiment? // European Biophysics Journal. 2006. Vol. 35, № 6. P. 477-493.

101. Kristavchuk O. V. et al. Structural Characteristics and Ionic Composition of a Colloidal Solution of Silver Nanoparticles Obtained by Electrical-Spark Discharge in Water // Colloid Journal. 2021. Vol. 83, № 4. P. 448-460.

102. Uhrikova D. et al. Component volumes of unsaturated phosphatidylcholines in fluid bilayers: a densitometric study // Chem Phys Lipids. 2007. Vol. 145, № 2. P. 97-105.

103. Kuklin A.I. et al. High-throughput SANS experiment on two-detector system of YuMO spectrometer // Journal of Physics: Conference Series. 2018. Vol. 994, № 1.

104. Feldman T.B. et al. Small-angle neutron and X-ray scattering analysis of the supramolecular organization of rhodopsin in photoreceptor membrane // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. Elsevier, 2019. Vol. 1861, № 10. P. 183000.

105. Kuklin A.I. et al. Small-Angle Neutron Scattering at the Pulsed Reactor IBR-2: Current Status and Prospects // Crystallography Reports. 2021. Vol. 66, № 2. P. 231-241.

106. Ryzhykau Y.L. et al. Ambiguities in and completeness of SAS data analysis of membrane proteins: The case of the sensory rhodopsin II-transducer complex // Acta Crystallogr D Struct Biol. 2021. Vol. 77. P. 1386-1400.

107. Vashchenko O. V. et al. The combined effects of nitrates on multibilayer lipid membranes: Thermodynamic effects // Biophysics (Russian Federation). Maik Nauka-Interperiodica Publishing, 2017. Vol. 62, № 2. P. 227-232.

108. Bulavin L.A. et al. Lyotropic model membrane structures of hydrated DPPC: DSC and small-angle X-ray scattering studies of phase transitions in the presence of membranotropic agents // http://dx.doi.org/10.1080/01411594.2014.1002784. Taylor & Francis, 2015. Vol. 88, № 6. P. 582-592.

109. Hallinen K.M., Tristram-Nagle S., Nagle J.F. Volumetric stability of lipid bilayers // Phys. Chem. Chem. Phys. 2012. Vol. 14. P. 15452-15457.

110. Kuklin A.I. et al. The hydrostatic high pressure setup for the small angle neutron spectrometer YuMO // Communication of the JINR. 2008. Vol. P13-2008-1.