Ультрамикроскопическое исследование посттравматической регенерации периферического нерва в условиях пластики аллотрансплантатом в эксперименте тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 14.00.15, кандидат медицинских наук Ибрагимов, Шамиль Искандерович

• Ибрагимов, Шамиль Искандерович
• кандидат медицинских наук
• 2006

Оглавление диссертации кандидат медицинских наук Ибрагимов, Шамиль Искандерович

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Проблема травматического поражения периферического нерва.

1.2. Реакция периферического нерва на травму.

1.3. Методы восстановления периферических нервов при их повреждениях. Пластика дефекта периферического нерв без использования трансплантатов.

1.4. Пластика дефекта периферического нерва с использованием аутотрансплантата.

1.5. Пластика дефекта с использование аллотрансплантата периферического нерва.

1.6. Пластика дефекта с использованием не нейральных трансплантатов.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ.

2.1. Объекты исследований.

2.2. Методы исследований.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ СОБСТВЕННЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ.

3.1. Ультрамикроскопическая характеристика периферического нерва после пластики аллотрансплантатом в контрольной группе.

3.2. Ультрамикроскопическая характеристика периферического нерва после пластики аллотрансплантатом в опытной группе.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Ультрамикроскопическое исследование посттравматической регенерации периферического нерва в условиях пластики аллотрансплантатом в эксперименте»

Актуальность

Несмотря на то, что посттравматическая регенерация периферических нервов изучается на протяжении более ста с лишним лет, однако она до сих пор сохраняет научную актуальность, как с точки зрения теоретической, так и практической значимости. Необходимость экспериментальных исследований этого явления продиктованы, в первую очередь, запросами практического здравоохранения. Травматические повреждения периферических нервов являются одной из частых причин тяжелых функциональных нарушений конечностей, приводящих к длительной или постоянной утрате трудоспособности. Более 60% больных в молодом возрасте с повреждениями периферических нервов становятся инвалидами (Григорович К.А.,1981; Шевелев Н.И., 1983; Lundborg G., 1987; Mackinnon S.E., 1989).

В последние годы проблеме посттравматической регенерации периферических нервов был посвящен ряд экспериментальных и клинических исследований (Оглезнев К.Я., 1982; Hadlock Т., 2000; Haase S.C., 2003; Battiston В., 2005; Zang М. и Yannas I.V., 2005). Тем не менее, в показаниях и противопоказаниях к восстановительным операциям на нервах, обосновании вида операции и ведения послеоперационного периода, сроков хирургического вмешательства, остается много неясных вопросов. Особую значимость при этом имеет вид используемых пластических материалов и целесообразность их применения. Сложность решения данной проблемы обусловлена рядом причин. Одной из главных является недостаточная изученность фундаментальных аспектов посттравматического репаративного гистогенеза периферического нерва.

Нерешенными также до сих пор остаются весьма важные для клиницистов вопросы об этапах и скорости регенерации, полноте восстановления периферических нервов после травматических повреждений и хирургического вмешательства и морфологических критериях ее оценки.

Совершенствование микрохирургической техники в последние годы, использование атравматического шовного материала и эпиневралыюго шва значительно улучшили результаты пластики травмированных нервных стволов. Вместе с тем, мобилизация концов поврежденного нерва при диастазе более 2-2,5 см вызывает натяжение в области шва и резко ухудшает процессы регенерации. Это приводит к необходимости пластики нерва трансплантатом, причём большинство авторов в настоящее время отдают предпочтение различным видам аутопластики (LB Dahlin, G. Lundborg, 2001; II. Fansa, 2003).

В то же время сложность и травматичность получения у больных аутологичных трансплантатов периферических нервов достаточных размеров и подходящего качества обуславливают использования других видов трансплантатов. Проведенные в этом направлении клинико-экспериментальные исследования ряда авторов показали, что существующие способы обработки, консервации и снижения иммуноспецифичности аллотрансплантатов не позволяют рассчитывать на положительный результат при использовании их в клинике. (С.П. Галич и соавт., 1983; N. Danielsen, 1994; С.Е. Schmidt, 2005; R.V. Weber и S.E Mackinnon, 2005). Среди специалистов, осуществляющих посттравматическую нейропластику, нет единого мнения о преимуществах разных способов замещении дефектов нерва аллотрансплантатами, практически отсутствуют исследования на ультраструктуриом уровне, демонстрирующие влияние материала аллотрансплантата на регенерацию его структурных компонентов.

Цель исследования:

Разработать способ получения и консервации аллотрансплантата для пластики посттравматического дефекта периферического нерва и установить динамику его ультрамикроскопических изменений в ходе регенерации в эксперименте.

Задачи исследования:

1. Разработать способ получения и консервации аллотрансплантата для замещения им травматического повреждения периферического нерва в эксперименте.

2. Исследовать ультрамикроскопические изменения аллотрансплантата периферического нерва в раннюю фазу посттравматического репаративного гистогенеза.

3. Установить динамику ультрамикроскопических изменений различных сегментов периферического нерва и аллотрансплантата в ходе посттравматической регенерации после замещения дефекта аллотрансплантатом.

4. Исследовать состояние аллотрансплантата и установить ультрамикроскопические характеристики изменений различных сегментов периферического нерва на заключительных этапах посттравматической регенерации и провести морфологическую оценку её эффективности.

Научная новизна работы

Впервые разработан способ получения, консервации нового вида аллостатического трансплантата и замещения им дефекта периферического нерва, установлена динамика ультраструктурных изменений аллостатического трансплантата в ходе посттравматической регенерации. Выявлены особенности структурной организации и закономерности перестройки аксон-глиальной системы периферического нерва в процессе репаративной регенерации и констатировано полноценное замещение аллостатического трансплантата нервной тканью путем регенерации нервных волокон в составе минифасцикул, окруженных периневрием. Разработанный вид аллотрансплантата стимулирует каркасную посттравматическую регенерацию нерва. Морфологические критерии восстановления целостности структуры периферического нерва с использованием электронной микроскопии позволяют оценить эффективность нового вида аллотрансплантата и использовать разработанный аллотрансплантат для замещения дефектов периферических нервов при их травматических повреждениях.

Научно-практическая значимость

Выявленные ультрамикроскопические закономерности и динамика становления аксон-глиальных систем периферического нерва в эксперименте существенно дополняют современные представления о репаративной перестройке нервной ткани в процессе регенерации и ее особенностях при замещении травматических дефектов нервов аллостатическими видами трансплантатов. Полученные в процессе исследования результаты могут служить методической основой в разработке других видов аллотрансплантатов для пластики дефектов периферических нервов человека и животных. Созданный новый вид аллотрансплантата может быть предложен к внедрению в нейрохирургическую клинику в случаях, когда нецелесообразна или невозможна аутотрансплантация периферического нерва.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Разработанный препарат аллотрансплантата выполняет функцию проводника регенерирующих нервных волокон и обеспечения необходимой опоры и защиты в ходе их репаративной регенерации, не вызывает реакций отторжения организмом реципиента и грубого рубцевания.

2. Применение нового вида аллотрансплантата периферического нерва обеспечивает восстановление структурной организации нерва, что подтверждается ультрамикроскопическим исследованием.

Апробация материалов исследования

Основные положения работы доложены на отчетной научной конференции НПО «Иммунопрепарат» (Уфа, 1991), заседаниях Башкирского отделения ВНОАГЭ (Уфа, 1991), IX Европейском конгрессе по нейрохирургии (Москва, 1991) и X Европейском конгрессе по нейрохирургии (Берлин, 1995).

Внедрение

На основании полученных в ходе диссертационного исследования результатов разработаны технические условия и регламент производства аллостатического трансплантата для пластики травматических повреждений периферического нерва. Разработанный вид аллостатического трансплантата успешно апробирован, применяется в ряде клиник г. Уфы (нейрохирургические отделения ГКБ № 21, 22, РКБ им. Г.Г.Куватова) и г. Москвы (НИИ нейрохирургии им. Н.Н. Бурденко РАМН, клиническая больница им. С.П.Боткина) и производится серийно во Всероссийском Центре глазной и пластической хирургии (г.Уфа).

Заключение диссертации по теме «Патологическая анатомия», Ибрагимов, Шамиль Искандерович

выводы

1. Разработан способ получения и консервации нового вида аллотрансплантата периферического нерва для замещения травматических дефектов, сущность которого состоит в максимально возможном удалении белково-миелинового комплекса и сохранении соединительнотканного коллагенового каркаса.

2. Пластика дефекта периферического нерва полученным аллотрансплантатом способствует упорядоченной регенерации нервных волокон и их последующей миелинизации. Аллотрансплантат стимулирует неоваскулогенез и восстановление эндоневралыюй сосудистой сети. В процессе регенерации активное участие принимает периневрий, образующий минифасцикулы и защищающий регенерирующие аксоны от воздействия окружающих тканевых факторов.

3. Ультрамикроскопическое исследование отражает фазный характер динамики посттравматической регенерации периферического нерва после пластики дефекта аллотрансплантатом. В течение 1 месяца после операции в проксимальном отрезке нерва наблюдаются процессы восходящей дегенерации.

4. На ранних этапах регенерации, через 1 месяц рост новообразованных нервных волокон происходит путем обрастания трансплантата. Через 6 месяцев происходит полное замещение тканей донорского аллотрансплантата собственными структурными компонентами периферического нерва реципиента.

5. Полноценное морфологическое восстановление периферического нерва после травмы по данным электронной микроскопии происходит через 12 месяцев после операции путем окончательной резорбции аллотрансплантата и новообразования коллагеновых волокон с упорядоченной ориентацией. В дистальном отрезке нерва процессы валлеровской дегенерации завершаются успешной регенерацией нервных волокон.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Пластика травматических дефектов периферической нервной системы является одной из наиболее актуальных проблем современной реконструктивной нейрохирургии. В настоящее время общепризнанным «золотым стандартом» является аутопластика. Ввиду технических сложностей получения аутотрансплантата необходимой величины в клинике продолжаются поиски его полноценного заменителя. Апробированные в клинике различные виды аллотрансплантатов имеют существенные недостатки и не получили широкого признания и распространения.

Известно, что при использовании различных аллотрансплантатов для восстановления периферических нервов наблюдается ряд негативных явлений, ограничивающих их применение в практической хирургии. Они обусловлены или тканевой несовместимостью (отторжение, резорбция трансплантата) или несовершенством способов обработки или консервации, эмпирическим подбором аллотрансплантатов, что приводит к инкапсуляции алотрансплантата и развитию рубцовой ткани. В практике вышеперечисленные недостатки проявляются в виде таких послеоперационных осложнений, как сдавление нерва, рубцовая деформация и т.д. Аллотрансплантация нативных тканей вызывает выраженную иммунную реакцию на 14-21 сутки после пересадки, но в более поздние сроки эта реакция снижается с постепенным формированием рубцовой ткани на месте и вокруг аллотрансплантата.

В доступной литературе мы не нашли способов изготовления и консервации аллотрансплантатов периферического нерва, пригодного для использования в клинике. В связи с этим представляет значительный интерес разработка методов изготовления аллотрансплантата периферического нерва и исследование ультраструктурных патогистологических особенностей регенерации периферического нерва при пластике новым видом аллотрансплантата. Одним из перспективных направлений управления процессами регенерации периферического нерва после травмы является использование методов регуляции роста аксонов по искусственно созданным направляющим путям (Чумасов Е.И., 1986). Направляющие пути выполняют следующие функции: направляют регенерирующие нервные волокна из центрального конца нерва в периферический;

- создают каналы для диффундирующих нейротрофических факторов, секретируемых из поврежденного конца нерва; уменьшают последующее развитие грубоволокнистой (фиброзной) соединительной ткани. В дополнении к этому исследователи оптимизируют инкопорацию в направляющие каналы биологически активных веществ, которые могут стимулировать процесс регенерации (Hudson T.W. и et al., 2000).

Из вышеизложенного следует, что при определенных условиях с помощью аллотрансплантации можно стимулировать полноценную репаративную регенерацию периферического нерва. Разработанный в рамках настоящего исследования аллотрансплантат периферического нерва представляет собой коллагеновый каркас, в котором фибриллярная строма служит опорой, по которой происходит рост клеточных элементов из тканей реципиента (Фукс Б.Б., Фукс Б.И., 1968).

Коллаген известен как «структурный медиатор», выполняющий роль регулятора дифференцировки на клеточном и тканевом уровнях (Серов В.В., Шехтер А.Б., 1981). Его широкое применение в практической медицине связано с развитием реконструктивной хирургии и поиском новых материалов, выполняющих каркасную и пластическую функции при регенерации тканей. К основным достоинствам коллагена как пластического биоматериала, следует отнести его низкую токсичность и антигенность, высокую механическую прочность и устойчивость к тканевым протезам (Истранов JI. П., 1976). Источниками получения коллагена при изготовлении изделий для пластической хирургии служат ткани богатые этим белком -кожа, сухожилия, перикард и кость. Широкое распространение в медицинской практике за рубежом получил раствор кожного коллагена, на основе которого были разработаны различные изделия медицинского назначения такие как - имплантаты, покрытия для ран, хирургические нити для ушивания раневых поверхностей и т.д. ("Zyderm", "Zyplast"). Коллаген также обладает также и свойствами нейротрофности (Baron van Evercooren А. и соавт., 1982).

В рамках настоящего исследования удалось получить аллотрансплантат периферического нерва, пригодный для практического применения. Результаты его применения в клинике показали, что данный аллотрансплантат с успехом заменяет аутотрансплантат (Оглезнев К.Я., Халиков В.Г., 1990). Клиническое применение разработанного аллотрансплантата позволило получить полезное восстановление двигательной и чувствительной функции у 68,8% оперированных больных. У большинства оперированных больных (60%) были неблагоприятные условия для регенерации поврежденных нервов (большой срок после травмы, повторные операции, повреждения 2 нервов с сухожилиями и сосудами).

Контроль успешности восстановления осуществлялся исследованием динамики микро- ультраструктурных изменений периферического нерва в эксперименте. В качестве экспериментальных животных были использованы кролики. Забор материала осуществляли в сроки 1 неделя, 1 месяц, 6 месяцев, 1 год.

В срок 1 неделя после операции в опытной и контрольной группах животных в проксимальном и дистальном отрезках нерва происходят однотипные изменения, вызванные валлеровской (ретроградной) и восходящей (антеградной) дегенерацией после пересечения нерва.

Наши исследования показали, что как ШК, так и макрофага выполняют важную роль в валлеровской дегенерации. Как в опытной, так и в контрольной группах обнаруживаются ШК и макрофаги в активном состоянии, содержащие в своем составе фагоцитированные остатки миелиновой оболочки. В дегенерирующих нервных волокнах были выявлены аксоплазматические массы, заполненные многочисленными флоккулярными плотными частицами, разбухающими митохондриями, дезинтегрированными нейрофиламентами и везикулами. Миелиновые овоиды лишены подлежащей аксолеммы или аксоплазмы (Sathornsumetee S., 2000).

На этом этапе исследования мы обнаружили также специализированные клеточные контакты между активированными эндоневральными фибробластами и макрофагами в период удаления макрофагами миелинового детрита. Специализированные контакты характеризовались парными субплазмалеммальными линиями конденсации относительно стабильной толщины и различной длины, иногда асимметричными. В этих областях межклеточное пространство было наполнено гранулярным материалом. Окаймленные пузырьки изредка обнаруживались в связи с субплазмалеммальными уплотнениями. Эти специализированные контакты отличались от всех описанных ранее контактов фибробластов, но морфологически были идентичны контактам между фагоцитами. (Ohara S. et al., 1986).

Наиболее важные отличия между контрольной и опытной группой обнаружены в области аллотрансплантата. В контрольной группе в области аллотрансплантата происходят процессы аналогичные процессам валлеровской дегенерации. Обнаружены активированные ШК и макрофаги, фагоцитирующие миелин. Миелиновая оболочка нервных волокон претерпевает процессы разрушения и распада. К аллотрансплантату устремляются различные эффекторные клетки, в том числе макрофаги, лимфоциты и фибробласты.

В опытной группе наблюдается совершенно другая картина. Отсутствуют явления, сходные с валлеровской дегенерацией. Цитоплазма ШК и макрофагов содержит очень незначительное количество фагоцитированного миелинового детрита. По-видимому источником миелина является сам аллотрансплантат, использованный в данном исследовании. Этот остаточный миелин находится в денатурированном состоянии и в значительной степени утрачивает первоначальные свойства нативного миелина.

В нашем исследовании обнаружено, что через 1 неделю после операции с обоих концов аллотрансплантата происходит заполнение незрелыми ШК. Эти клетки, которые локализовались в поверхностных слоях аллотрансплантата, они в основном организовывались в длинные цепи вдоль оси аллотрансплантата и постепенно полностью его колонизировали. ШК, мигрировавшие в область аллотрансплантата находятся в состоянии активации. Цитоплазма клеток и аксоплазма выглядят электронноплотными. Аксоплазма содержит большое количество элементов цитоскелета и митохондрии в активном состоянии. Это свидетельствует о начавшихся процессах регенерации нервных волокон и роста аксонов. Наблюдаются явления неоваскулогенеза. В целом электронномикроскопическая картина напоминает картину при аутотрансплантации. Как известно, при аутотрансплантации регенерация следует за валлеровской дегенерацией без признаков иммунной реакции. При этом ШК и макрофаги быстро удаляют миелин из нейролеммальных трубок. (Pollard J.D., Fitzpatrick L., 1973).

Очевидно, что базальная мембрана ШК аллотрансплантата в опытной группе не была атакована макрофагами реципиента и сохранялась в виде пустых трубок (каналов). Для дальнейшей успешной регенерации необходима базальная мембрана. Базальная мембрана не является неотъемлемой частью процесса аксональной регенерации, но может выполнять роль опоры для роста аксонов и миграции ШК (Nadim W. et al., 1990). Хотя периферический нерв обладает высоким потенциалом для регенерации после травмы, тем не менее, это сильно зависит от того, как регенерирующие аксоны устанавливают соответствующие контакты с эндоневральной базальной мембраной в периферическом отрезке нерва (Fawcett J.W., Keynes R.J., 1990).

Через 1 месяц после операции в данном исследовании морфологическая картина в опыте и контроле отличается еще больше.

Несмотря на то, что проксимальный отрезок нерва в контрольной и опытной группах имеют приблизительно одинаковую структуру, в области аллотрансплантата наблюдаются значительные отличия. В контроле наблюдается реакция отторжения, которая микроскопически проявляется в обильной круглоклеточной инфильтрации. При электронно-микроскопическом исследовании выявлено, что ткань аллотрансплантата населяется лимфоцитами, плазмоцитами и активированными макрофагами. Эти клетки разрушают архитектуру нерва, вызывают разрывы и последующее сжатие нейролеммальных трубок. (Pollard J.D., Fitzpatrick L.,1973; Colvin R.B., 1990). Происходит активное удаление чужеродных ШК из аллотрансплантата и постепенное превращение его в бесклеточную структуру.

В то же время в опыте морфологическая картина существенно отличается от контроля. При окраске азотнокислым серебром по Бильшовскому-Гросс хорошо заметны признаки регенерации нервных волокон. Тонкие пучки аксонов прорастают во всех направлениях через трансплантат к дистальному отрезку нерва. Значительная часть аксонов в срок 1 месяц после операции регенерирует путем обрастания аллотрансплантата. Это можно объяснить тем, что в толще трансплантата еще не сформировались благоприятные условия для регенерации аксонов, т.к. кровеносные сосуды только начинают прорастать к центру трансплантата. Как известно, в отсутствие адекватного кровоснабжения репаративная регенерация в периферическом нерве сильно затруднена.

В опыте у всех исследованных животных обнаружен весьма важный для репаративной регенерации периферического нерва феномен минифасцикуляции. Регенерирующие аксоны оказываются окруженными отростками периневральных клеток и образуют своеобразные футляры. В составе этих футляров кроме регенерирующих аксонов обнаружены ШК, фибробласты, коллагеновые волокна.

Процесс минифасцикуляцнн начинается в проксимальном конце нерва и хотя теоретически это может привести к дальнейшей морфологической дезорганизации нормального строения нерва он выполняет 2 главные функции в регенерирующем нерве:

1) максимальное отделение нервной ткани от ткани мезодермального происхождения;

2) сохранение стабильного мезодермального окружения. Образование минифасцикул очень важно для результатов регенерации. Аксоны, которые не попали в минифасцикулы, теряют правильное направление и образуют неврому или позже фагоцитируются. (Ilirasava G.Y., Marmor L., 1967). Пери неврал ьные клетки проявляют выраженную фагоцитарную активность и обнаруживают фрагменты базальной мембраны на своей поверхности. В составе миинфасцикул появляются тонкие (25-30 нм) коллагеновые фибриллы, тесно связанные с базальной мембраной вокруг цепочек ШК (лент Бюнгнера), появляется также аморфный межклеточный дефект между вновь синтезированными тонкими коллагеновыми фибриллами и нормальным коллагеном (50-60 нм). Обратимая эндоневральная минифасцикуляция является важным компонентом для поддержания регенерации аксонов в добавлении к лентам Бюнгнера.

Нами обнаружено, что внутри минифасцикул через 1 месяц после операции в опытной группе появляются миелинизированные нервные волокна небольшого диаметра. Сами минифасцикулы окружены соединительнотканными волокнами. Хотя морфологически эти волокна выглядели не измененными, их полного созревания не наблюдалось. В опытной группе аллотрансплантат не препятствует регенерации нервных волокон, что является следствием слабого уровня развития воспалительного процесса в ответ на применение аллотрансплантата.

Через 6 месяцев после операции в опытной и контрольной группах обнаружены существенные отличие в микро- и ультраструктуре по сравнению с предыдущим сроком исследования. В опытной группе в проксимальном конце нерва регенерировавшие нервные волокна выглядят более зрелыми (окраска азотнокислым серебром по Бильшовскому-Гросс). Волокна входят в аллотрансплантат по всей его толщине. В самом аллотрансплантате обнаружено 2 вида строения нервных волокон: кабельного и рыхлого типа.

В контрольной группе в области контакта проксимального отрезка нерва и аллотрансплантата обнаружены беспорядочно регенерировавшие нервные волокна, которые образовали неврому. Внутрь аллотрансплантата вновь образованные нервные волокна не проникли. В основном регенерация завершилась путем обрастания аллотрансплантата. Среди регенерировавших волокон большая часть находится в неудовлетворительном состоянии, подвергаясь процессам дегенерации и некробиоза.

Кабельный» тип нервных волокон в опытной группе представляет собой пучок зрелых минифасцикул большего размера, чем в предыдущий срок. В состав минифасцикул входит значительно больше миелинизированных нервных волокон. Минифасцикулы ограничиваются несколькими слоями периневральных клеток, формируя, таким образом, зрелый периневрий. В отличие от предыдущего срока количество слоев периневральных клеток увеличивается в среднем 2 раза и составляет 4-5 слоев.

В контрольной группе большая часть аллотрансплантата, особенно центральная его часть, состоит из соединительной ткани. Основная масса регенерировавших нервных волокон располагается по периферии аллотрансплантата. Часть нервных волокон имеет минифасцикулярное строение, сходное с контрольной группой, однако отличается избыточной пролиферацией соединительной ткани, как внутри фасцикул, так и за их пределами. Значительная часть нервных волокон, которые регенерировали по периферии трансплантата, находится в состоянии вторичной дегенерации. Несмотря на наличие активного периневрия миелиновая оболочка таких аксонов похожа на миелиновую оболочку при валлеровской дегенерации. Возможно это связано с неудовлетворительным состоянием кровоснабжения аллотрансплантата ввиду развившихся процессов отторжения.

В составе минифасцикул в контрольной группе обнаружены макрофаги, отличающиеся вытянутыми цитоплазматическими отростками. По данным R.A.S Hughes. (1994) эта' популяция макрофагов играют решающую роль в презентации экзогенных антигенов Т-лимфоцитам в периферическом нерве. Некоторая часть аллотрансплантатов в контрольной группе даже через 6 месяцев содержит плазмоциты и нейтрофильные гранулоциты. Это свидетельствует о том, что процессы отторжения к этому сроку полностью не завершены.

В опытной группе к 6 месяцам после операции нервные волокна полностью прорастают через аллотрансплантат и достигают дистального отрезка нерва. В пустые нейролеммальные трубки прорастают как правило несколько аксонов. По-видимому, лишние аксоны претерпевают дегенерацию и отмирают. Поэтому часть аксонов имеют неудовлетворительную ультраструктуру, свидетельствующую о начавшихся процессах дегенерации и апоптоза. В толще алло'фансплантата обнаружена хорошая регенерация кровеносных сосудов. Это является необходимым условием для успешной регенерации нервных волокон.

В контрольной группе к 6 месяцам после операции отдельные нервные волокна достигают дистального отрезка нерва путем обрастания аллотрансплантата. В толще аллотрансплантата ни в одном случае не обнаруживались живые регенерирующие нервные волокна. Почти вся центральная часть аллотрансплантата оказалась заполненной соединительной тканыо. Отдельные аксоны, достигшие дистального отрезка нерва были сжаты коллагеновыми волокнами, либо находились в состоянии дегенерации.

В настоящем исследовании отличие мы не обнаружили существенного значения наличия живых ШК в аллотрансплантате. Регенерация периферического нерва успешно происходила в отсутствии ШК в аллотрансплантате. S.C. Haase и соавт. (2003) показали, что химически обработанный бесклеточный нервный трансплантат поддерживает аксональную регенерацию и функциональную регенерацию при пластике дефекта в 2 см и может выполнять роль кондуита (проводника) растущих аксонов. Таким образом, в срок 6 месяцев после операции в опытной группе использованный аллотрансплантат обеспечил необходимые условия для регенерации периферического нерва. Большая часть регенерировавших нервных волокон достигла дистального отрезка нерва и успешно нейротизировала его.

Через 1 год после операции в опытной и контрольной группах обнаружены существенные отличие в микро- и ультраструктуре по как по сравнению с предыдущим сроком, так и между группами. Структура проксимального отрезка нерва в опытной и контрольной группах практически ничем не отличается от интактного нерва. Это свидетельствует о завершении процессов антеградной дегенерации. Проросшие через аллотрансплантат нервные волокна имеют более зрелый вид. Сохраняется 2 типа волокон: «рыхлого» и «кабельного» типа. Это различие между волокнами сохраняющееся в течение года после операции связано по-видимому с количеством межпучковой соединительной ткани. В области пересаженного аллотрансплантата произошла полная замена соединительнотканного каркаса собственными тканями реципиента. При этом минифасцикулярное строение регенерировавших нервных волокон к этому сроку наблюдения претерпело существенные изменения. Границы между фасцикулами исчезли ввиду отсутствия отростков периневральных клеток. Таким образом, происходит постепенное исчезновение структуры минифасцикул. Уменьшение и исчезновение структур минифасцикул следует рассматривать как морфологическое подтверждение «созревания нерва» (Lunborg G. et al., 1981).

В отличие от интактного нерва в области аллотрансплантата в опытной группе нами обнаружено несколько большее количество соединительной ткани. Размеры аксонов миелиновых нервных волокон в самом аллотрансплантате в опытной группе немного меньше размеров волокон интактного нерва (Gomez N. et al., 1996), В дистальном отрезке нерва в опытной группе обнаружены зрелые миелинизированные нервные волокна. В целом дистальный отрезок нерва имеет структуру интактного нерва. Отличие от интактного нерва заключаются в увеличенном количестве коллагеновых волокон и явлениях раздражения, выявленных в отдельных нервных волокнах. Эти явления связаны с реактивной перестройкой нерва и могут продолжаться более года.

В контрольной группе через 1 год после операции трансплантат также был замещен собственными тканями реципиента, однако ввиду реакции отторжения свежий аллотрансплантат не создал условий для успешной регенерации нервных волокон реципиента и не стал проводником аксонов. На месте аллотрансплантата обнаружено образование, состоящее из зрелой соединительной ткани.

Таким образом, использованный нами аллотрансплантат полностью выполнил свою функцию в качестве проводника регенерирующих нервных волокон и создал необходимую опору для регенерации нерва. Однако послеоперационное восстановление нерва к этому сроку не может считаться полностью завершенным.

106

Список литературы диссертационного исследования кандидат медицинских наук Ибрагимов, Шамиль Искандерович, 2006 год

1. Айманбетов Н.А., Абдылдаева К.А., Кадыралиева A.M. Иммунологические сдвиги при аллотрансплантации периферических нервов в эксперименте// Здравоохранение Киргизии.- 1987.- №1.- С. 2022.

2. Анохин А.П. Морфо-физиологическое изучение регенерации нервных волокон через формалинизированный трансплантат: Автореф. дис. д-ра мед. наук.- М.- 1954.- 28 с.

3. Банин В.В. Роль перицитов в механизме новообразования сосудов регенерирующей соединительной ткани// Морфология.- 2004.- Т. 125, № 1.- С. 45-50.

4. Боровский МЛ. Регенерация нерва и трофика.- М.- Изд-во АН СССР.-1952.- 230 с.

5. Волков М.В., Панова М.И. Некоторые вопросы консервации и трансплантации гомотканей (по материалам Цито)//Ортоп. травмат. протезир.- 1962.- N 9. С. 11-16.

6. Выренков Ю.Е. Кровеносные сосуды седалищного нерва в норме, после перерезки. Сшивания и трансплантации,- Автореферат дисс. канд. мед. наук.- М.- 1957. 15 с.

7. Выренков Ю.Е. Различие в кровоснабжении свежего и формлинизированного трансплантата седалищного нерва // Экспер. хирургия и анестезол.- 1961,- N 2. С. 51-53.

8. Галич С. П., Чайковский Ю.В., Яценко В.П. и соавт., Микрохирургическая аллотраноплантация нервов в эксперименте// Клиническая хирургия.- 1983.-№12.-С. 11-14.

9. Григорович К.А. Хирургическое лечение повреждений нервов.- JI. -1981.- 286 С.

10. Гудзовская Ю.М. Регенерация периферического нерва при больших дефектах и роль гомотрансплантата и медикаментозного сна в этом процессе: Автореф. дис. канд. мед. наук.- Фрунзе.- 1955. 12 С.

11. Дойников Б.С. Избранные труды по нейроморфологии и невропатологии.- М,- Медгиз,- 1955.- 360 с.

12. Дрюк Н.Ф., Галич С.П., Лисайчук Ю.С., и соавт. Ауто- и аллонейропластика периферических нервов // Клин, хир.- 1984.- № 12. -С. 14-16.

13. Коваленко П.П. Основы трансплантологии. Ростов-на-Дону. Изд-во Ростовского университета.- 1975.- 180 С.

14. Коломийцев А.К., Яценко В.П., Чайковский Ю.Б., Комисаренко А.И. Гемомикроциркуляторное русло аллотрансплантата седалищного нерва, консервированного при низкой температуре// Журнал вопросы нейрохирургии им. Н.Н.Бурденко.- 1982.- № 1.- С. 47-51.

15. Короткевич Е.А., Беззубик С.Д., Шуваев В.Е. Замещение дефектов нервов облученным аллотрансплантатом// Здравоохранение Белоруссии.- 1982.- № 11.- С. 62-64.

16. Майоров В.Н., Алиев А.А., Бабминдра В.П. и соавт. Структурные превращения нейрона при раздражающих воздействиях.- JI.- Наука.-1986.- 167 С.

17. Мацкевичус З.К. Клеточные механизмы деградации коллагена макрофагами и фибробластами in vitro// Вестник АМН СССР.- 1983.-№11.- С. 40-43.

18. Мельман Е.П. Пути микроваскуляризации периферических нервов и их пластичность// Архив анатомии, гистологии и эмбриологии.- 1988.-№12.-С. 72-79.

19. Мулдашев Э. Р. Теоретические и прикладные аспекты создания аллотрансплантантов серии "Аллоплант" для пластической хирургии лица: Автореф. дис. . д-ра мед. наук. СПб.- 1994. - 40 С.

20. Муслимов С.А. Морфологические аспекты регенеративной хирургии.-Уфа.- 2000.- 168 С.

21. Нигматуллин Р. Т. Морфологические аспекты пересадки соединительнотканных аллотрансплантатов: Автореф. дис. . д-ра мед. наук. — Новосибирск,- 1996. 40 С.

22. Ноздрачев А.Д., Чумасов Е.И. Периферическая нервная система.-СПб,- Наука.- 1999.- 230 С.

23. Оглезнев К.Я., Выренков Ю.Е., Атаханов Р.А. Микрохирургическая анатомия срединного и локтевого нервов// Здравоохранение Казахстана.- 1982.- № 3.- С . 25-28.

24. Оглезнев К.Я., Сак Л.Д., Ахметов К.К. и др. Новые аспекты в диагностике и микрохирургии травматических повреждений плечевого сплетения и сосудов шейно-надключичной области. В кн.: Ш Всесоюзный съезд нейрохирургов.- М.- 1982.- С. 207-208.

25. ЗО.Оглезнев К.Я., Халиков В.Г. Обоснование микрохирургической пластики поврежденных периферических нервов с использованиемаллотрансплантатов // Журнал вопросы нейрохирургии им. Н.Н.Бурденко.- 1990.- № 4.- С. 8-10.

26. Перадзе Т.Я., Соловыьева Н.В., Хандкарян Т.Ш. Восстановительная микрохирургия периферических нервов у детей//Проблемы микрохирургии: Тезисы II Всесоюзного симпозиума по микрохирургии.- Москва.- 13-14 ноября 1985.- ВНЦХ АМН СССР.- М.-1985.-С. 99-100.

27. Рагинов И.С., Челышев Ю.А., Шагидуллин Т.Ф. Взаимодействие чувствительных нейронов и клеток-сателлитов при стимуляции регенерации нерва// Морфология.- 2002.- Т. 122, № 4.- С. 37-39.

28. Серов В.В., Шехтер А.Б. Соединительная ткань.- М.- 1981.-312 С.

29. Сотников О.С., Коломийцев А.К., Чайковский Ю.Б. Нейролеммоциты и проблема восстановления поврежденных нервов// Архив анатомии, гистологии и эмбриологии.- 1989.- №1.- С. 87-99.

30. Сотников О.С. Безмиелиновое нервное волокно// Морфология.- 2003.Т. 123, № 2.- С. 88-96.

31. Фукс Б.Б., Фукс Б.И. Очерки морфологии и гистохимии соединительной ткани.- JL- Медицина.- 1968.-С. 144-145.

32. Чайковский Ю.Б. Гемомикроциркуляторное русло трапвамированнонго седалищного нерва// Архив анатомии, гистологии и эмбриологии,-1982.- Т. 83, № 10.- С. 42-45.

33. Челышев А. Ю. Факторы поддержания регенерации периферических нервов //Успехи физиологических наук.- 1995.- Т. 26, N 3.- С. 57-77.

34. Челышев Ю. А, Сайткулов К.И. Развитие, фенотипическая характеристика и коммуникации шванновских клеток// Успехи физиологических наук.- 2001.- Т. 31, N 3,- С. 54-69.

35. Челышев Ю. А. Черепнев Г. В. Молекулярные и клеточные аспекты стимуляции регенерации нерва// Эксперим. и клинич. фармакология. 2001.- Т. 64, N3.-С. 67-71.

36. Чикунова B.C., К вопросу о трансплантации нервов//Докл. АН СССР.-1950.- Т. 74, № 1.-С. 131-134.

37. Чумасов Е.И., Енин Л.Д., Светикова К.М., Акоев Г.Н. Морфофункциональное восстановление нервного ствола при замещении его дефекта сосудом// Архив АГЭ.- 1986.- №12.- С. 26-34.

38. Чумасов Е.И., Селиверстова В.Г., Кокин Г.С. Структура травматической невромы по данным электронномикроскопического исследования//В кн.: Патологическая анатомия хирургических заболеваний нервной системы.- СПб.- 1991.- С. 231-243.

39. Шабадаш А.Л. Принципы и метод восстановления периферического нерва пересадкой консервированной изоморфной ткани// Сборниктрудов АН СССР.- М.- Из-во АМН СССР.- 1944.- Т. 63, № 1.- С. 42-46.1

40. Шевелев И.Н., Васин Н.Я., Лошаков В. А. и соавт. Результаты интерфасцикулярной аутотансплантации в лечении травматическихповреждений срединного и локтевого нервов// Журн. вопр. нейрохирургии им. Н.Н. Бурденко.- 1983.- № 5.- С. 24.

41. Шевелев И.Н. Современные принципы хирургии периферических нервов.- В кн. Основные принципы диагностики и лечения в нейрохирургии.- Сб. научных трудов.- М.- 1981.- С. 54-56.

42. Щудло М.М., Тычина Д.Н. Периневральный эпителий и барьерная функция периневрия периферических нервов.- В кн.- Современные проблемы общей физиологии возбудимых образований.- Киев.-Наукова Думка.- 1978.- С.85-91.

43. Ahmed M.R., Vairamuthu S., Shafiuzama M. et al. Microwave irradiated collagen tubes as a better matrix for peripheral nerve regeneration// Brain Res.- 2005.- Vol. 1046, № (1-2).- P. 55-67.

44. Aloe L., Levi-Montalcini R. Mast cells increase in tissues of neonatal rats injected with the nerve growth factor//Brain Res.- 1977.- Vol. 133.- P. 358366.

45. Anderson P.N., Mitchell J., Mayor D., Stauber V.V. An ultrastructural study of the early stages of axonal regeneration through rat nerve grafts// Neuropatho. Appl. Neurobiol. 1983.- Vol. 9.- P. 455-466.

46. Archibald S.J., Krarup C., Shefner J. et al. A Collagen-Based Nerve Guide Conduit for Peripheral Nerve Repair: An Electrophysiological Study of Nerve Regeneration in Rodents and Nonhuman Primates// J. Сотр. Neurology.-1991.- Vol. 306.- P. 685-696.

47. Ashley P.L., Murphy J.E., Morgan S.C. Axonal growth through irradiated median and ulnar homografts in primates // Plast. Reconstr. Surg.-1968.-Vol. 42, №4.- P. 313-321.

48. Belkas J.S., Shoichet M.S., Midha R. Peripheral nerve regeneration through guidance tubes //Neurol. Res.- 2004.- Vol. 26, № 2.- P. 151-160.

49. Belkas J.S., Munro C.A., Shoichet M.S., and Midha R. Peripheral nerve regeneration through a synthetic hydrogel nerve tube// Restor. Neurol. Neurosci.- 2005.- Vol. 23.- P. 19-29.

50. Brenner M.J., Lowe J.B. 3rd, Fox I.K., et al. Effects of Schwann cells and donor antigen on long-nerve allograft regeneration //Microsurgery.- 2005.-Vol.25,№ l.-P. 61-70.

51. Bruck W. The role of macrophages in Wallerian degeneration// Brain Pathol. -1997.- Vol. 7, N 2.- P. 741-752.

52. Bryan D.J., Tang J.B., Holway A.H. et al. Enhanced peripheral nerve regeneration elicited by cell-mediated events delivered via a bioresorbable PLGA guide// J. Reconstr. Microsurg.- 2003.- Vol. 19.- P. 125-134.

53. Bunge M.B., Wood P.M., Tynan L.B. et al. Perineurium originates from fibroblasrs: demonstration in vivo with a retroviral markers//Science.- 1989.-Vol. 243.- P. 229-231.

54. Bunge R.P. Cellular and noncellular influences in myelin-forming cells// In: Neuronal-glial cell interrelationship. Berlin, Heilelberg, N.Y. Springer-Verlag.- 1982.-P. 115-130.

55. Bunge R.P., Bunge M.B. Interrelationship between Schwann cells function and extracellular matrix production//Trend. Neurosci.- 1983.- Vol. 6.- P. 499-505.

56. Bunting S., Di Silvio L., Deb S., Hall S.Bioresorbable glass fibres facilitate peripheral nerve regeneration//. Hand Surg.- 2005.- Vol. 30, № 3.- P. 242247.

57. Cai J., Peng X., Nelson K.D. et al. Permeable guidance channels containing microfilament scaffolds enhance axon growth and maturation.//.!. Biomed. Mater. Res. 2005.- Vol. 75, N 2.- P. 374-386.

58. Chamberlain L.J., Yannas I.V., Hsu H.P. et al. Near-terminus axonal structure and function following rat sciatic nerve regeneration through a collagen-GAG matrix in a ten-millimeter gap// J. Neurosci. Res.- 2000.-Vol. 60, N 5.- P. 666-677.

59. Chang C.J., Hsu S.H. The effect of high outflow permeability in asymmetric poly(dl-lactic acid-co-glycolic acid) conduits for peripheral nerve regeneration// Biomaterials.- 2006.- Vol. 27, N 7.- P. 1035-1042.

60. Chaudhry V., Glass J.D., Griffin J.W. Wallerian degeneration in peripheral nerve disease// Neurol. Clin.- 1992.- Vol. 10.- P. 613-627.

61. Chernousov M.A., Carey D.J. Schwann cell extracellular matrix molecules and their receptors// Histol Histopathol.- 2000.- Vol. 15, № 2.- P. 593-601.

62. Choi B.H., Zhu S.J., Kim B.Y. et al. Transplantation of cultured bone marrow stromal cells to improve peripheral nerve regeneration// Int. J. Oral Maxillofac. Surg.- 2005.- Vol. 34, № 5.- P. 537-542.

63. Ciardelli G., Chiono V. Materials for Peripheral Nerve Regeneration// Macromol. Biosci.- 2006.- Vol. 6, N 1.- P. 13-26.

64. Colin W., Donoff R.B. Nerve regeneration through collagen tubes// J.Dent Res.- 1984.- Vol. 63.- P. 987-993.

65. Compet J.J., Rivilard J.P., Margolani J. Nerve allografts // Transplant, a. Clin. Immunol.- 1982.- Vol. 13, № 2.- P. 161-167.

66. Cragg B.G., Tomas P.K. The conduction velocity of regenerated peripheral nerve fibres//J. Physiol. (London).- 1964.- № 171.- P. 164-175.

67. Daniel R.K., Tersis J.K. Reconstructive microsurgery.- Boston Little Brown and Co.- 1977.-491 P.

68. Danielsen N., Kerns J.M., Holmquist B. et al. Pre-degenerated nerve grafts enhance regeneration by shortening the initial delay period// Brain Res. -1994.- Vol. 666, N 2.- P. 250-254.

69. Das Gupta Т.К. Mechanisms of rejection of peripheral nerve allografts // Surg. Gynecol. Obstet.- 1967.- Vol. 125, № 5.- P. 1058-1068.

70. Dellon A.L. Evaluation of sensibility and re-education of sensation in the hand.- Baltimore.- Williams & Wilkins.- 1981.- 357 P.

71. Ducker T.B., Hayes G.J. Peripheral nerve grafts: experimental studies on the dog and chimpanzee to define gomograft limitations// J. Neurosurg.-1970.- Vol. 32, № 2.- P. 236-243.

72. Dumont C.E., Born W. Stimulation of neurite outgrowth in a human nerve scaffold designed for peripheral nerve reconstruction.// J. Biomed. Mater. Res. B. Appl. Biomater.- 2005.- Vol. 73.- P. 194-202.

73. Eather T. F., Pollock M., Myers D. B. Proximal and distal changes in collagen content of peripheral nerve that follow transection and crush lesions// Exp. Neurol.- 1986.- Vol. 92.- P. 299-310.

74. Evans G. R. D. Challenges To Nerve Regeneration// Seminars in Surgical Oncology.- 2000.- Vol. 19.- P. 312-318.

75. Evans G. R., Brand K., Niederbichler A. D. et al. Clinical long-term in vivo evaluation of poly(L-lactic acid)porous conduits for peripheral nerveregeneration// J. Biomaterial. Sci. Polymer Edn.- 2000.- Vol. 11, № 8.- P.i869.878.

76. Evans P.J., Mackinnon S.E., Levi A.D. et al. Cold preserved nerve allografts: changes in basement membrane, viability, immunogenicity, and regeneration// Muscle Nerve.- 1998.- Vol. 21.- P. 1507-1522.

77. Fansa H., Dodic Т., Wolf G. et al. Tissue engineering of peripheral nerves: Epineurial grafts with application of cultured Schwann cells// Microsurgery.- 2003.- Vol. 23, № 1.- P. 72-77.

78. Fawcett J.W., Keynes R.J. Peripheral nerve regeneration// Annu. Rev. Neurosci.- 1990.-Vol. 13.- P.43-60.

79. Fenely M.R., Fawcett J.W., Keynes R.J. The role of Schwann cells in the regeneration of peripheral nerve axons through muscle basal lamina grafts// Exp. Neurol.- 1991.-Vol. 114,№3.- P. 275-285.

80. Fernandez-Valle С., Bunge R.P., Bunge M.B. Schwann cells degrade myelin and proliferate in the absence of macrophages: evidence from in vitro studies of Wallerian degeneration// Neurocytol.- 1995.- Vol. 24, № 9.-P. 667-679.

81. Fornaro M., Tos P., Geuna S. et al. Confocal imaging of Schwann-cell migration along muscle-vein combined grafts used to bridge nerve defects in the rat// Microsurgery.- 2001.- Vol. 21, №4.- P. 153-155.

82. Frostick S.P., Gin Q., Kemp G.J. Schwann cells, neurotrophic factors and peripheral nerve regeneration// Microsurgery.- 1998.- Vol. 18, № 7.- P.397-405.

83. Fu S.Y., Gordon T. The cellular and molecular basis of peripheral nerve regeneration// Mol. Neurobiol.- 1997.-Vol. 14, № 1-2.- P. 67-116.

84. Galla T.J., Vedecnik S.V., Halbgewachs J., et al. Fibrin/Schwann cell matrix in poly-epsilon-caprolactone conduits enhances guided nerve regeneration// Int. J. Artif. Organs.- 2004,- Vol. 27, № 2.- P. 127-136.

85. Geuna S., Tos P., Battiston В., et al. Morphological analysis of peripheral nerve regenerated by means of vein grafts filled with fresh skeletal muscle// Anat. Embryol. (Berl).- 2000.- Vol. 201, № 6.- P. 475-482.

86. Gold R., Achelos J.J., Hartung H.P. Mechanisms of immune regulation in the peripheral nerve system // Brain Pathol.- 1999.- Vol. 9, № 2.- P. 343360.

87. Gomez N., Cuadras J., Buti M., Navarro X. Histologic assessment of sciatic nerve regeneration following resection and graft or tube repair in the mouse// Restor. Neurol. Neurosci.- 1996.- Vol. 10.- P. 187-196.

88. Grand A.G., Myckatyn T.M., Mackinnon S.E., Hunter D.A. Axonal regeneration after cold preservation of nerve allografts andimmunosuppression with tacrolimus in mice// J. Neurosurg.- 2002.- Vol. 96, № 5.- P. 924-932.

89. Griffin J.W., George R., Ho T. Macrophage systems in peripheral nerves. A review// J. Neuropathol. Exp. Neurol.- 1993.- Vol. 52.- P. 553560.

90. Griffin J.W., George R., Lobato C. et al. Macrophage responses and myelin clearance during Wallerian degeneration: relevance to immune-mediated demyelination// J. Neuroimmunol.- 1992.- Vol. 40, № 2-3,- P. 153-165.

91. Groves M.L., McKeon R., Werner E. et al. Axon regeneration in peripheral nerves is enhanced by proteoglycan degradation//Exp. Neurol.-2005.- Vol. 195, № 2.- P. 278-92.

92. Gulati A.K. Evaluation of acellular and cellular nerve grafts in repair of rat peripheral nerve// J. Neurosurg.- 1988,- Vol. 68,- P. 117-123.

93. Gulati A.K. Peripheral nerve regeneration through short and long term degenerated nerve transplants //Brain Res.- 1996.- Vol. 742, № 1-2.- P. 265270.

94. Gunn J.W., Turner S.D., Mann B.K. Adhesive and mechanical properties of hydrogels influence neurite extension// J. Biomed. Mater. Res. A.- 2005.- Vol. 72, № 1.- P. 91-97.

95. Gutmann E., Sanders F.K., Functional recovery following nerve graft and other type of nerve bridge // Brain. 1942.- Vol. 65, № 4.- P. 373-408.

96. Gye R.S., McLood J.G., Hargrave J.C. et al. Use of immunesuppresive agents in human nerve grafting //Lancet.- 1972.- Vol. 1, № 7.- P. 647-650.

97. Haase S.C., Rovak J.M., Dennis R.G. et al. Recovery of muscle contractile function following nerve gap repair with chemically acellularized peripheral nerve grafts// J. Reconstr. Microsurg.- 2003.- Vol. 19, № 4.- P. 241-248.

98. Hadlock Т., Elisseeff J., Langer R. A Tissue-engineered conduit for peripheral nerve repair//Arch. Otolaryngol. Head Neck Surg.- 1998.-Vol. 124.- P. 1081-1086.

99. Hadlock Т., Sundback C., Hunter D. et al. A polymer foam conduit seeded with Schwann cells promotes guided peripheral nerve regeneration// Tissue Eng.- 2000.- Vol. 6, № 2.- P. 119-127.

100. Hall S. The response to injury in the peripheral nervous system// J Bone Joint. Surg. Br.- 2005.- Vol. 87-B.- P. 1309-1319.

101. Hall S.M. The effect of inhibiting Schwann cell mitosis on the re-innervation of acellular autografts in the peripheral nervous system of the mouse// Neuropathol. Appl. Neurobiol.- 1986.- Vol. 12, № 4.- P. 401-414.

102. Harley B.A., Spilker M.H., Wu J.W. et al. Optimal degradation rate for collagen chambers used for regeneration of peripheral nerves over long gaps// Cells Tissues Organs.- 2004.- Vol. 176, N 1-3.- P. 153-165.

103. Harley B.A., Hastings A.Z., Yannas I.V., Sannino A. Fabricating tubular scaffolds with a radial pore size gradient by a spinning technique// Biomaterials.- 2006.- Vol. 27, № 6.- P. 866-874.

104. Hashimoto Т., Suzuki Y., Suzuki K. et al. Review: peripheral nerve regeneration using non-tubular alginate gel crosslinked with covalent bonds// J Mater. Sci. Mater. Med.- 2005.- Vol. 16, № 6.- P. 503-509.

105. Heijke G.C., Klopper P.J., Van Doom I.B., Baljet B. Processed porcine collagen tubulization versus conventional suturing in peripheral nerve reconstruction: an experimental study in rabbits// Microsurgery.-2001.- Vol. 21, №3. p. 84-95.

106. Henry, E.W., Chiu Т.Н., Nyilas E. et al. Nerve regeneration through biodegradable polyester tubes// Exp. Neurol.- 1985.- Vol. 90.- P. 652-656.

107. Himes B.T., Tessler A. Death of some dorsal root ganglion neurons and plasticity of others following sciatic nerve sections in adult and neonatal rats// J. Сотр. Neurol.- 1989.- Vol. 284.- P. 215-230.

108. Hirasava G., Morotomi Т., Fujii T. et al. Regeneration of vascular system in experimental peripheral nerve grafting// Archives of Surgery.-1974.- Vol. 109, N 3.- P. 420-425.

109. Hirata H., Hibasami H., Yoshida T. et al. Nerve growth factor signaling of p75 induces differentiation and ceramide-mediated apoptosis in Schwann cells cultured from degenerating nerves// Glia.- 2001.- Vol. 36, № 3.- P. 245-258.

110. Horie H., Kadoya Т., Hikawa N. et al. Oxidized galectin-1 stimulates macrophages to promote axonal regeneration in peripheral nerves after axotomy // J. Neuroscience.- 2004.- Vol. 24, № 8.- P. 1873-1880.

111. Houmlke A. Sun H.S. Gordon T. Zochodne DWDo denervated peripheral nerve trunks become ischemic? The impact of chronic denervation on vasa nervorum// Exp. Neurol.- 2001.- Vol. 172, № 2.- P. 398-406.

112. Hudson T.W., Evans G.R., Schmidt C.E. Engineering strategies for peripheral nerve repair// Orthop. Clin. North. Am.- 2000.- Vol. 31, № 3.- P. 485-498.

113. Ide C., Tohyama K., Yokota R. et al. Schwann cell basal lamina and nerve regeneration// Brain Res.- 1983.- Vol. 288, № 1-2.- P. 61-75.

114. Iwata M., Carlson S. S. A large chondroitin sulfate proteoglycan has the characteristics of a general extracellular matrix component of adult brain //J. Neurosci. 1993.-Vol. 13, № l.-P. 195-207.

115. Jacoby W., Fahlbusch R., Mackert B. et al. Forschtritte in der behandlung peripherer nervenverletzungen// Fortschr. Med.- 1971.- Vol. 89.-P. 181-223.

116. Jessen K.R., Mirsky R. Schwann cells and their precursors emerge as major regulators of nerve development// Trends Neurosci.- 1999.- Vol. 22, №9.- P. 402-410.

117. Johnson K.A. Rogers G.J., Roe S.C. et al. Nitrous acid pretreatment of tendon xenografts crosslinked with glutaraldehyde and sterilized with gamma irradiation//Biomaterials.-1999.-Vol.20, № 11.-P.1003-1015.

118. Keilhoff G., Stang F., Wolf G., Fansa H. Bio-compatibility of type I/III collagen matrix for peripheral nerve reconstruction// Biomaterials.-2003.- Vol. 24, № 16.- P. 2779-2787.

119. Keilhoff G., Pratsch F., Wolf G., Fansa H. Bridging extra large defects of peripheral nerves: possibilities and limitations of alternative biological grafts from acellular muscle and Schwann cells//Tissue Eng.- 2005.- Vol. 11, N7-8.-P. 1004-1014.

120. Kiefer R., Kieseier B.C., Stoll G., Hartung H.P. The role of macrophages in immune-mediated damage to the peripheral nervous system// Prog. Neurobiol.- 2001.- Vol. 64, № 2.- P. 109-127.

121. Kim B.S., Yoo J.J., Atala A. Peripheral nerve regeneration using acellular nerve grafts//J Biomed. Mater. Res.- 2004.- Vol.- 68, № 2, P. 201209.

122. Kleinman H.K., Klebe R.J., Martin G.R. Role of collagenous matrices in the adhesion and growth of cells// J. Cell Biol.- 1981.- Vol. 88.- P. 473485.

123. Kline D.G., Hackett E.R., Davis G.D., Myers M.B. Effect of mobilization on blood supply and regeneration of injured nerves// J. Surg.Res.- 1972.- № 12.- P. 254-266.

124. Kline, D.G., Hayes G.J. The use of a resorbable wrapper for peripheral nerve repair// J. Neurosurg.- 1964.- Vol. 27.- P. 737-750.

125. Komuro T. Re-evaliation of fibroblasts and fibroblast-like cells// Anat. Embriol. 1990.- Vol. 182.- P. 103-112.

126. Krekoski C. A., Neubauer D., Graham J. В., Muir D. Metalloproteinase-dependent predegeneration in vitro enhances axonal regeneration within acellular peripheral nerve grafts// J. Neuroscie.- 2002.-Vol. 22.-P. 10408-10415.

127. Lander A.D., Fujii D.K., Gospodarowicz D. et al. Characterization of factor that promotes neurite outgrowth: evidence linking activity to heparin sulfate proteoglycans// J. Cell Biol. - 1982.- Vol. 94.- P. 574-585.

128. Lawson G.M., Glasby M. A. Peripheral nerve reconstruction using freeze-thawed muscle grafts: a comparison with group fascicular nerve grafts in a large animal model// J.R. Coll. Surg. Edinburg.- 1998.- Vol. 43.-P. 295-302.

129. Lee D.Y., Choi B.H., Park J.H. et al. Nerve regeneration with the use of a poly(l-lactide-co-glycolic acid)-coated collagen tube filled with collagen gel// J. Craniomaxillofac.- 2006.- Vol. 34, № i. p. 50-56.

130. Lee S. K., Wolfe S. W. Peripheral Nerve Injury and Repair// J Am. Acad. Orthop. Surg.- 2000.- Vol. 8, № 4.- P. 243-252.

131. Li S.T. Porous collagen nerve conduits for nerve regeneration: In vitro characterization studies// Soc. Neurosci. Absts.- 1987.- Vol. 13.1. P. 291-298.

132. Liuzzi F.J., Tedeschi B. Peripheral nerve regeneration// Neurosurg. Clin. N-Am.- 1991.-Vol. 2, № 1.- P. 31-42.

133. Lunborg G., Dahlin L.B., Danielsen N.P. et al. Nerve regeneration in silicone chambers: influence of gap length and of distal stump components// Exp. Neurol.- 1982.- Vol. 76, N 2.- P. 361-375.

134. Lundborg G. Regeneration of peripheral nerve a biological and surgical problem// Scand. J. Plast. Reconsrt. Surgery.- 1982.- Suppl. 19.- P. 38-45.

135. Lundborg, G., Gelberman R.H., Longo F.M. et al. In vivo regeneration of cut nerves encased in silicone tubes// J. Neuropath. Exp. Neurol.- 1982.- Vol. 41.- P. 412-422.

136. Mackinnon S.E. New directions in peripheral nerve surgery// Ann. Plast. Surg.- 1989.- Vol. 22, № 3.- P. 257-273.

137. MacKinnon S.E., Dellon A.L. Median nerve entrapment in the proximal forearm and brachium: Results of surgery// In S.E. MacKinnon and A.L. Dellon (eds): Surgery of the Peripheral Nerve. New York: Thieme Medical Publishers.- 1988.- P.192-194.

138. Madison R., Da Silva C.F., Dikkes P. et al. Increased rate of peripheral nerve regeneration using bioresorbable nerve guides and laminin-containing gel// Exp. Neurol.- 1985.- Vol. 88.- P. 767-772.

139. Maquet V; Martin D; Malgrange B; Franzen R; Schoenen J; Moonen G; Peripheral nerve regeneration using bioresorbable macroporous polylactide scaffolds// J. Biomed. Mater. Res.- 2000.- Vol. 52, № 4.- P. 639-651.

140. Marmor L., Regeneration of peripheral nerve by irradiated homografts // J. Bone a. Joint Surg.- 1964.- Vol. 46A, № 2.- P. 383-394.

141. Martinez-Hernandez A., Amenta P. S. The basement membrane pathology//Lab. Invest.- 1983.-Vol. 48.- P. 656—677.

142. Massiou H., Hauw J.J., Bourre J.M. et al. Recent data on Schwann cells//Pathol-Biol (Paris).- 1984.-Vol. 32, № 1.-P. 59-69.

143. McCallister W.V., Cober Sh. R. Norman A. Using intact nerve to bridge peripheral nerve defects: an alternative to the use of nerve grafts// J. Hand Surg.- 2001.- Vol. 26A.- P. 315-325.

144. McDonald D.S., Zochodne D.W. An injectable nerve regeneration chamber for studies of unstable soluble growth factors// J. Neurosci. Methods.- 2003.- Vol. 122, № 2.- P. 171-178.

145. Mikos A.G., Sarakinos G., Leite S.M., et al. Laminated three-dimensional biodegradable foams for use in tissue engineering// Biomaterials.- 1993.- Vol. 14, № 5.- P. 323-330.

146. Millesi H. Microsurgical nerve grafting// International surgery.1980.-Vol. 65.-P. 503-508.

147. Millesi H. Reappraisal of nerve repair// Surg. Clin. North. Amer.1981.-Vol. 10.- P. 321-340.

148. Millesi H., Meissl G., Berger A. The interfasicular nervegrafting of the median and ulnar nerves// J. Bone Joint Surg. Am.- 1972.- Vol. 54-A.-P. 727-750.

149. Milner R.H., Wilkons P.R. The recovery of peripheral nerves following tissue expansion// J. Hand Surgery.- 1992.- Vol. 17b, № 1.- P. 7885.

150. Minor R.R. Collagen metabolism: a comparison of diseases of collagen and diseases affecting collagen// Am. J. Pathol.- 1980.- Vol. 98.-P. 225.

151. Mligiliche N; Tabata Y; Endoh K; Ide C. Peripheral nerve regeneration through a long detergnt-denatured muscle autografts in rabbits// Neuroreport.- 2001.- Vol. 12, №8.-P. 1719-1722.

152. Moberg E: Methods for examining sensibility in the hand// In Flynn I.E. (ed).- Hand Surgery.- Baltimore: Williams &. Wilkins.-1966.- P. 435-439.

153. Molander H., Olsson Y., Engkvist O. et al. Regeneration of peripheral nerve through a polyglaetin tube// Mus. Ner. 1982.- Vol. 5.- P. 64-67.

154. Morris J.H., Hudson A.R., Weddell G. A study of degeneration and regeneration in the divided rat sciatic nerve based in electron microscopy// Zeitschrift fur Zellforschung.- 1972.- Vol. 124.- P. 165-178.

155. Mosahebi A., Wiberg M., Terenghi G. Addition of fibronectin to alginate matrix improves peripheral nerve regeneration in tissue-engineered conduits// Tissue Eng. 2003.- Vol. 9, № 2.- P. 209-218.

156. Mueller M., Wacker К., Ringelstein E. В. et al. Rapid response of identified resident endoneurial macrophages to nerve injury// American Journal of Pathology.- 2001.- Vol. 159.- P. 2187-2197.

157. Myckatyn T.M., Mackinnon S.E. A review of research endeavors to optimize peripheral nerve reconstruction// Neurol. Res.- 2004,- Vol. 26, № 2.- P. 124-138.

158. Nadim W., Anderson P.N., Turmaine M. The role of Schwann cells and basal lamina tubes in the regeneration of axons through long lengths of freeze-killed nerve grafts// Neuropathol. Appl. Neurobiol. -1990.- Vol. 16, №5.- P. 411-421.

159. Nakao G., Sakakidaka K., Hirasawa G. et al. A preliminary study on the morphological changes of the microvasculature following the peripheral nerve regeneration//Nippon-Seikeigeka Gakkai-Zasshi.- 1990.- Vol. 64, № 4.- P. 217-228.

160. Napolitano L., Lebaron F., Scaletti J. Preservation of myelin lamellar strucrure in the absence of lipid// Journal of Cell Biology.- 1967.- Vol. 34, №3.-P. 817-826.

161. Noback C.R., J. Husby, Giorado J.M. et al. Neural regeneration across long gaps in mammalian peripheral nerves: Early morphological findings// Anat. Rec. 1958.- Vol. 131.-P. 633-647.

162. Ogata K., Haito M. Blood flow of peripheral nerve. Effects on blood flow of dissections, stretching and compression// J. Hand. Surg.- 1996.- Vol. II В, № 1.- P. 10-14.

163. Ohara S., Takahashi H., Ikuta F. Specialised contacts of endoneural fibroblasts with macrophages in Wallerian degeneration // J. Anat.- 1986.-Vol. 148.- P.77-85.

164. Ohara, S., Takahashi H., Ikuta F. Ultrastructural alterations of perineurial cells in the early stage of Wallerian degeneration// Lab. Invest.-1986.- Vol. 54.- P. 213-221.

165. Olsson G. Microenvironment of the peripheral nervous system under normal and pathological conditions // Crit. Rev. Neurobiology.- 1990,- Vol. 5, № 3.- P. 265-311.

166. Pantasis N., Jensen R. Nerve growth factor not laminin is the major nuiritepromoting component in medium conditioned by mouse 4929 fibroblast cells//Dev. Brain Res.- 1988.-Vol. 40, № 1.-P.123-137.

167. Parekh P.K Homologous nerve transplantation and immunosuppresion in rabbits //Res. Exp. Med.- 1981.- Vol. 179, №2.- P. 121 -131.

168. Pellegrino R.G., Spencer P.S. Schwann cell mitosis to regenerating peripheral axons in vitro//Brain Res.- 1985.-Vol. 341.- P. 16-25.

169. Peltonen J., Jaakkola S., Virtanen I., Pelliniemi L. Perineurial cells in culture. An immunocytochemical and electron microscopic// Laboratory Investigation.- 1987.-Vol. 57, Issue 5.- P. 480-488.

170. Pluchino P., Luuccarelli G. Interfascicular suture with nerve autografts for median, ulnar and radial nerve lesions // The Italian journal of Neurological sciences.- 1981.- Vol. 11, № 2.- P. 139-146.

171. Pollard J.D., Fitzpatric L. An ultrastructural comparison of peripheral nerve allografts and autografts.// Acta Neuropathol.- 1973.- Vol. 23.- P. 152-165.

172. Psychoyios V. N., Villanueva-Lopez F., Cuadros-Romero M. Clinical application of PGA tubes in peripheral nerve defects// J. Bone and Joint Surgery. British Volume: Orthopaedic Proceedings.- 2004.- Vol. 86 B, issue II.- P. 171.

173. Radek A., Thomas P. K., King R. H. M. Perineurial differentiation in interchange grafts of rat peripheral nerve and spinal root// J. Anat.- 1986.-Vol. 147.-P. 207-217.

174. Raimondo S., Nicolino S., Tos P., et al. Schwann cell behavior after nerve repair by means of tissue-engineered muscle-vein combined guides//J Сотр. Neurol.- 2005.-Vol. 489, № 2.- P. 249-259.

175. Rosen J.M., Padilla J.M., Nguyen K.D. et al. Artificial nerve graft using collagen as an extracellular matrix for nerve repair compared with sutured autugraft in rat model// Ann. Plast. Surg.- 1990.- Vol. 25, N 5.- P. 375-387.

176. Rovak J.M., Bishop D.K., Boxer L.K. et al. Peripheral nerve transplantation: the role of chemical acellularization in eliminating allograft antigenicity// J. Reconstr. Microsurg.- 2005.- Vol. 21, № 3.- P. 207-213.

177. Roytta M., Salonen V., Peltonen J. Reversible endoneural changes after injury// Acta Neuropathol. (Berl.).- 1987.- Vol. 73, № 4.- P. 323-329.

178. Rutka J.A., Apodaca G., Stern R., Rosenblun M. The extra cellular matrix of the central and peripheral nervous systems: structure and function// J. Neurosurg.- 1998.- Vol. 69.- P. 155-170.

179. Salonen V., Roytta M., Peltonen J. The effects of nerve transaction on the endoneural collagen fibril sheaths// Acta Neuropathol. (Berl.).- 1987.-Vol. 74, № 1.- P. 13-21

180. Saray A., Tellioglu А. Т., Altinok G. Pre fabrication of a free peripheral nerve graft following implantation on an arteriovenous pedicle// J. Reconstr. Microsurg.- 2002.- Vol. 18, № 4.- P. 281 -288.

181. Sathornsumetee S., McGavern D.B., Ure D. R., Rodriguez M. Quantitative Ultrastructural Analysis of a Single Spinal Cord Demyelinated Lesion Predicts Total Lesion Load, Axonal Loss, and Neurological

182. Dysfunction in a Murine Model of Multiple Sclerosis// American Journal of Pathology.-2000.-Vol. 157.-P. 1365-1376.

183. Schmidt С. E., Leach J. B. Neural tissue engineering: strategies for repair and regeneration //Annu. Rev. Biomed. Eng. 2003.- Vol. 5, P. 293347.

184. Seddon H.J. Nerve grafting.// J. Bone a. Joint Surg.- 1963.- Vol. 45B, № 4.- P. 447-454.

185. Sen S.K., Lowe J.B., Brenner M.J. et al. Assessment of the immune response to dose of nerve allografts// Plast. Reconstr. Surg.- 2005.- Vol. 115, №3.-P. 823-830.

186. Simar L. J., Frapier C., Degiovanni G. et al. Comparative analysis of inflammatory cells in peripheral nerve allografts and isografts // Transplant, a. Cell. Immunol. 1982.- Vol. 13, № 2.- P. 182-187.

187. Sinis N., Schaller H.E., Schulte-Eversum C. et al. Nerve regeneration across a 2-cm gap in the rat median nerve using a resorbable nerve conduit filled with Schwann cells//J. Neurosurg.- 2005.- Vol. 103, № 6.- P. 10671076.

188. Sketeli J., Bresjanac M., Popovic M. Rapid growth of regenerating axons across the segments of sciatic nerve devoid of Schwann cells// J. Neurosci. Res.- 1989.-Vol. 24, N2.- P.153-162.

189. Spencer P.S., Weinberg H.F. Axonal specification of Schwann cell expression and myelination // Phisiology and pathobiology of axon. New York.: Raven Press.- 1978.- P. 389-405.

190. Stang F., Fansa H., Wolf G. et al. Structural parameters of collagen nerve grafts influence peripheral nerve regeneration// Biomaterials.- 2005.-Vol. 26, № 16.-P. 3083-3091.

191. Stang F., Fansa H., Wolf G., Keilhoff G. Collagen nerve conduits-assessment of biocompatibility and axonal regeneration//Biomed. Mater. Eng.- 2005.- Vol. 15 N 1-2.- P. 3-12.

192. Stoll G., Griffin J.W., Li C.Y., Trapp B.D. Wallerian degeneration in the peripheral nervous system: participation of both Schwann cells and macrophages in myelin degradation// J. Neurocytol.- 1989.- Vol. 18.- P. 671-683.

193. Struck H. Antigenicity of soluble collagen fractions of different species. In R.Fricke and F.Hartmann (eds): Connective tissue Biochemistry and Pathophisiology. New York: Springer Verlag.- 1974.- 309 P.

194. Suematsu N. Tubulation for peripheral nerve gap: its history and possibility// Microsurgery.- 1989.- Vol. 10, N 1.- P. 72-94.

195. Sufan W., Suzuki Y., Tanihara M. et al. Sciatic nerve regeneration through alginate with tubulation or nontubulation repair in cat// J. Neurotrauma.- 2001 Vol. 18, № 3.- P. 329-338.

196. Sunderland S. Nerves and Nerve Injuries (2hd ed), Edinburgh: Churchill Livingston.- 1978,- 1045 P.

197. Taras J.S., Nanavati V., and Steelman P. Nerve conduits// J Hand. Ther.- 2005.- Vol. 18, № 2.- P. 191-197.

198. Tauro J. C., Parsons J. R., Ricci J. et al. Comparison of bovine collagen xenografts to autografts in the rabbit // Clin. Orthop.- 1991.- Vol. 266.- P. 271-284.

199. Thomas, P. K. The connective tissue of peripheral nerve: an electron microscopic study// J. Anat.- 1963.- Vol. 97.- P. 35-44.

200. Toes A.D., Barrett C., Morell P. Monocyte chemoattractant protein 1 is responsible for macrophage recruitment following injury to sciatic nerve// J. Neurosci. Res.- 1998.- Vol. 53, № 2.- P. 260-267.

201. Udina E., Voda J., Gold B. G., Navarro X. Comparative dose-dependence study of FK506 on transected mouse sciatic nerve repaired by allograft or xenograft// J. Peripheral Nervous System.- 2003.- Vol. 8, Issue 3.- P. 145.

202. Uzman B.G., Villegas G.M. Mouse sciatic nerve regeneration through semipermeable tubes: A quantitative model// J. Neurosci. Res.- 1983.- Vol. 9.- P. 325-338.

203. Verhoog B.D., van Bekkum D.W. Peripheral nerve allograft modifications of allograft reaction using experimental model in rats // Transplant. Proc. -1971.- Vol. 3, № 6.- P. 591-593.

204. Vleggeert-Lankamp C.L., Pego A.P., Lakke E.A., et al. Adhesion and proliferation of human Schwann cells on adhesive coatings//Biomaterials.2004.-Vol. 25, № 14.-P.2741-2751.

205. Wang X., Hu W., Cao Y. et al. Dog sciatic nerve regeneration across a 30-mm defect bridged by a chitosan/PGA artificial nerve graft// Brain.2005.- Vol. 128, № 8.- P.1897-1910.

206. Watson D.F., Glass J.D., Griffin J.W. Redistribution of cytoskeletal proteins in mammalian axons disconnected from their cell bodies// J. Neurosci.- 1993.- Vol.13, №10.- P. 4354-4360.

207. Weber R.V., Mackinnon S.E. Bridging the neural gap// Clin. Plast. Surg.- 2005.- Vol. 32, № 4.- P. 605-616.

208. Webster H. Transient, focal accumulation of axonal mitochondria during early stages of Wallerian degeneration.- J Cell Biol.- 1962.- Vol. 12.-P. 361-383

209. Weiner J. A., Fukushima N., Contos J. J. A. et al. Regulation of Schwann cell morphology and adhesion by receptor-mediated lysophosphatidic acid signaling// J. Neurosci.- 2001.- Vol. 21, № 18.- P. 7069-7078.

210. Weiss P., Taylor A.C. Guides for nerve regeneration across gaps// J. Neurosurg.- 1946.- Vol. 3.- P. 375-389.

211. Yannas I.V., Hill B.J. Selection of biomaterials for peripheral nerve regeneration using data from the nerve chamber model// Biomaterials.-2004.- Vol. 25, №9.- P. 1593-600.

212. Yoshii S., Oka M. Collagen filaments as a scaffold for nerve regeneration//J. Biomed. Mater. Res. 2001.- Vol. 56, № 3.- P. 400-405.

213. Young, V.L., Wray C.R., Weeks P.M. The results of nerve grafting in the wrist and hand//Ann. Plast. Surg.- 1980.- Vol. 5.- P. 212-215.

214. Zhang M., Yannas I.V. Peripheral nerve regeneration// Adv. Biochem. Eng. Biotechnol.- 2005.- Vol. 94.- P. 67-89.