Трансплантация миобластов и стромальных клеток костного мозга человека в скелетные мышцы мыши тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.30, кандидат биологических наук Сабурина, Ирина Николаевна

• Сабурина, Ирина Николаевна
• кандидат биологических наук
• 2003

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Сабурина, Ирина Николаевна

1.ВВЕДЕНИЕ

2.0Б30Р ЛИТЕРАТУРЫ

2.1 .Применение новых клеточных технологий

2.1.1. История вопроса

2.1.2. Используемые модели Использование унипотентных стволовых клеток Использование полипотентных стволовых клеток Использование тотипотентных эмбриональных стволовых клеток

2.2.Трансплантация миобластов

2.2.1. Происхождение и дифференцировка поперечно-полосатой мышечной ткани в эмбриональный период

2.2.2. Регенерация поперечно-полосатой мышечной ткани

2.2.3. Миодистрофия человека: разрабатываемые методы лечения Трансплантация миобластов в мышечную ткань

Трансплантация миобластов в сердечную мышцу

2.3.Трансплантация стромальных клеток костного мозга

2.3.1. Потенции к дифференцировке стромальных клеток костного мозга при культивировании in vitro

2.3.2. Потенции к дифференцировке стромальных клеток костного мозга в экспериментах in vivo

2.3.3. Пр еделы пластичности

2.3.4. Предклинические и клинические испытания СККМ 3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

3.1. Получение эмбриональных клеточных культур

3.1.1. Выделение миобластов

3.1.2. Культивирование эмбриональных миобластов

3.1.3. Выделение стромальных клеток костного мозга

3.1.4. Культивирование стромальных клеток костного мозга

3.2. Подготовка клеточных культур к трансплантации

3.3. Трансплантация эмбриональных клеток человека в скелетные мышцы мыши

3.4. Приготовление гистологических препаратов

3.5. Иммуноцитохимический анализ

4. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

4.1 Выделение и культивирование эмбриональных прогениторных клеток

4.2. Трансплантация эмбриональных миобластов и СККМ мышам линии C57Bl/10J-mdx

4.3. Исследование распространения эмбриональных миобластов и СККМ в мышечной ткани в первые сутки после трансплантации

5. ОБСУЖДЕНИЕ

6. ВЫВОДЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Трансплантация миобластов и стромальных клеток костного мозга человека в скелетные мышцы мыши»

Последние исследования на млекопитающих свидетельствуют о том, что самообновление и репарация тканей идет за счет локальных и системных процессов. Генератором локального обновления являются региональные стволовые клетки, а источником системного обновления стромальные клетки костного мозга (СККМ). В общем виде эта схема поддержания клеточного гомеостаза подтверждена и для тканей человека

Liechty et al., 2000). Если СККМ постоянно используются организмом для самообновления эндотелия и специализированной паренхимы, то региональные стволовые клетки выступают на первый план в случае интенсивной локальной репарации после травмы, вирусных и прочих местных поражений (Репин, 1998; Шевченко, 1999; Bianco et al., 2001;

Korbling et al., 2003). В работах последних лет показано, что в ходе процессов репарации регулированная численность СККМ не только направленно поступает в зоны повреждения, но и направленно дифференцируется в региональные соматические клетки без побочных аномалий дифференцировки (Lagasse et al., 2000; Goodell et al., 2001;

Strauer et al., 2002). Эта закономерность обновления и репарации соматических клеток с помощью двух источников стволовых клеток сейчас используется в медицине для лечения многих наследственных, 4 аутоиммунных и возрастных дегенеративных заболеваний. Наиболее часто используется пересадка гематопоэтических клеток для лечения лейкопролиферативных заболеваний, анемий, метаболических заболеваний кроветвореной системы и гемофилий. Трансплантацию гепатоцитов обычно применяют при недостаточности функции печени. Часто для восстановления функции собственной печеночной ткани используют "искусственную печень" - колонки с гепатоцитами. Клетки островков Лангерганса применяют для лечения тяжелых форм инсулин-дефицитного сахарного диабета. При некоторых формах стерильности пересаживают клетки яичника. Нейрональные стволовые клетки используют в терапии ряда заболеваний головного мозга, спинного мозга и периферической нервной ткани, при таких нозологиях, как болезнь Паркинсона, детский церебральный паралич, ишемические повреждения мозга (Gage et al., 2000) Пересадки миобластов используют для лечения миодистрофий. Клеточная заместительная терапия мышечной дистрофии Дюшенна начала апробироваться в клинике в начале 90-х годов XX века. Как известно, дистрофин-дефицитные мышечные волокна подвергаются быстрой дегенерации при сокращении. В скрытую фазу заболевания разрушение мышечных волокон компенсируется интенсивной регенерацией. Клиническая манифестация начинается в период роста детей, когда резервы регенерации не в состоянии компенсировать деградацию мышц. В экспериментах на животных и первых испытаниях в клинике было показано, что локальная массивная трансплантация однородных аллогенных миобластов, размноженных в культуре и инъецированных в скелетные мышцы, приводит к образованию химерных мышечных волокон, способных синтезировать дистрофии (Law et al.,1997). Стабильную химеризацию реципиентных мышц объясняют несколькими причинами. Во-первых, аллогенные миобласты имеют высокую скорость миграции и фузогенную активность. Во-вторых, выращенные в культуре эмбриональные миобласты практически лишены антигенов гистосовместимости. В третьих, химерные мышечные волокна экспрессируют антигены гистосовместимости превалирующей ткани реципиента. Однако интенсивная региональная гибель миобластов после внутримышечного введения заставила искать альтернативные источники клеток. Наиболее продвинутыми оказались эксперименты с локальным и системным введением СККМ. Пластичность, интенсивная миграционная и фузогенная активность позволяла достичь результата при их системном введении. С другой стороны, высокая гетерогенность, множественность локальной дифференцировки в миобласты, ангиобласты и другие производные мезодермы и мезенхимы in vivo затрудняет оценку эффективности таких вмешательств. Многочисленные работы по оценке эффективности трансплантации миобластов и СККМ в скелетные мышцы трудно интерпретируются, поскольку проводились с клетками, полученными разными способами, имеющими разный исходный фенотип, на разных линиях животных, с разными дозами клеток (Ohlendieck et al., 1991; Fan et al., 1996; Piccolo et al., 2000; Young et al., 2001; Heslop et al

2001). В таких случаях только сравнительный анализ активности миобластов и СККМ в одних экспериментах и на одной выборке животных позволяет выявить разницу в поведении клеток.

Целью данного исследования являлось: изучение сравнительного поведения и судьбы эмбриональных миобластов и СККМ человека при их трансплантации в нормальные и дистрофин-децицитные скелетные мышцы мыши идентичным методом; провести сравнение способности клеток разного происхождения участвовать в регенерации мышечных волокон; проанализировать пригодность различных клеточных популяций при лечении наследственных заболеваний скелетной мускулатуры, а так же разработать модель для проведения предклинической экспресс-оценки состояния этих клеток.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Биология развития, эмбриология», Сабурина, Ирина Николаевна

6. выводы

1. Налажен метод стандартного получения однородной культуры эмбриональных миобластов человека (ЭМЧ) из фетальной ткани 7-12 нед и 18-20 нед развития. Миобласты на 4-5 пассаже сохраняли до 95% десмин-положительных клеток, не содержали коллаген I-положительных и коллаген Ill-положительных клеток. До 90% миобластов формировали миотубы in vitro.

2. Показано, что трансплантации ЭМЧ 9 нед развития в скелетную мышцу mdx мышей через 21-37 дней после введения вели к стабильному периферическому встраиванию дистрофин-положительных клеток в кортикальный зоне поврежденных/регенерирующих мышечных волокон mdx мышей. Трансплантация ЭМЧ 19 нед. развития приводила к достоверному увеличению химерных мышечных волокон с интенсивным диффузным свечение всего мышечного волокна. Причины этих различий не установлены.

3. Аналогичная трансплантация СККМ в скелетную мышцу mdx мышей вела к накоплению пересаженных дистрофин-положительных клеток в перимизии/эпимизии.

4. Для изучения судьбы пересаженных ЭМЧ и СККМ разработан метод количественной оценки распределения живых/погибших клеток в первые сутки после введения.

5. Этим методом установлено, что при введении ЭМЧ и СККМ в скелетную мышцу преобладающая часть погибших клеток оставалась в зоне введения, тогда как живые клетки выявлялись исключительно в неповрежденной ткани. Миграционный фронт клеток формировался в течение первых 6 часов (миобласты мигрировали на расстояние до 2000 мкм, СККМ - до 4000 мкм) и практически не изменялся в более поздние сроки.

6. Этим же методом выявлены 2 субпопуляции СККМ с разной способностью к миграции в мышечной ткани.

7. Показано, что популяция мигрирующих миобластов наблюдалась в области эндомизия интактных волокон, а СККМ накапливались преимущественно в эпимизии и перимизии тех же мышц.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Сабурина, Ирина Николаевна, 2003 год

1. Александрова М.А., Ревищин А.В., Полтавцева Р.А., Черкасова Л.В., Клещинов В.Н., Корочкин Л.И., Сухих Г.Т. Трансплантация стволовых/прогениторых клеток мозга человека в мозг взрослых крыс. // Онтогенез. 2002. Т.34. С.167-173.

2. Александрова М.А., Сабурина И.Н., Корочкин Л.И., Полтавцева Р.А., Ревищин А.В., Репин B.C., Ржанинова А.А., Сухих Г.Т. Поведение и дифференцировка нейрональных стволовых клеток in vivo.// Известия АН: серия биологическая. 2001. № 6. С.656-665.

3. Володина А.В., Поздняков О.М. Особенности посттравматической дифференцировки клеток-сателлитов в скелетной мышце // Бюл. эксперимент биологии и медицины. 1988; т 105. №6 с.755-757.

4. Габбасов З.А., Соболева Э.Л. Стромальные стволовые клетки взрослого организма резерв восстановительной хирургии. // Клиническая геронтология. 2003. Т.5. С.20-24.

5. Данилов Р.К., Очерки гистологии мышечной ткани./ Уфа, 1994 49С.

6. Клишов А.А., Данилов Р.К. Миосаттелиты // Арх. Анатомии, гистологии и эмбриолгии. 1981. Т.80. №1. С.95-107.

7. Мануйлова Е.С., Гордеева О.Ф., Гривенников И.А., Озернюк Н.Д. Эмбриональные стволовые клетки: спонтанная и направленная дифференцировка. // Известия АН: серия биологическая. 2001. № 6. С.704-710.

8. Озернюк Н.Д. Регуляция миогенеза // Изв. АН. Сер. Биол. 1998. №3. С.330-343.

9. Полежаев Л.В. Состояние проблемы регенерации мышцы сердца. // Успехи современной биологии. 1995. №115. С.198-212.

10. Полежаев Л.В. Факторы регенерации нерегенерирующих органов и тканей. // Вестник РАН. 2000. №70. С.597-603.

11. Потапов И.В., Крашенинников М.Е., Онищенко Н.А. Клеточная кардиомиопластика.// Вестник трансплантологии и искусственных органов. 2001. Т.2. С.46-53.

12. Репин B.C. Трансплантация клеток: новые реальности в медицине. // Бюл. эксперимент биологии и медицины. 1998. №126 (приложение 1). С.14-28.

13. Репин В., Сухих Т.Г. Медицинская клеточная биология. М., Изд-во БЭБиМ, 1998, 200 С.

14. Румянцев П.П. Кардиомиоциты в процессах репродукции, дифференцировки и регенерации. Л., Наука, 1982,288 С.

15. Терехов С.М., Крохина Т.Б., Шишкин С.С., Крахмалева И.Н., Захаров С.Ф., Ершова Е.С. Культивируемые миобласты человека как стволовые клетки мышечной ткани в медико-биологических исследованиях. // Известия АН: серия биологическая. 2001. №6. С.745-752.

16. Шевченко Ю.Л. Экспериментальное обоснование возможности имплантации эмбриональных кардиомиоцитов в комплексной терапии миокардиальной слабости. // Физиология человека 1999. Т.25 №4. С.109-117.

17. Шубникова Е.А., Юрина Н.А., Гусев Н.Б., Балезина О.П., Большакова Г.Б. Мышечные ткани // Москва, Медицина 2001. С.234.

18. Щегельская Е.А., Микульский Ю.Е., Ревищин А.В., Омельченко Е.А., Кулынин В.Е., Грищенко В.И., Корочкин Л.И. Плюрипотентость клеток стромы костного мозга и перспективы их использования в клеточной терапии. // Онтогенез. 2003. Т.34. №3. С.228-235.

19. Anderson J.E. A role for nitric oxide in muscle repair: oxide-mediated activation of muscle satellite cells // Mol. Biol. Cell. 2000. V.ll. P. 1859-1874

20. Ashton BA, Allen TD, Howlett CR, Eaglesom CC, Hattori A, Owen MFormation of bone and cartilage by marrow stromal cells in diffusion chambers in vivo. // Clin Orthop. 1980. V. 151. P.294-307.

21. Bagutti C., Wobus A.M., Fassler R., Watt F.M. Differentiation of embryonal stem cells into keratinocytes: comparison of wild-type and beta 1 integrin-deficient cells. //Dev Biol. 1996. V.179.P.184-96.

22. Beauchamp J.R., Morgan J.E., Pagel C.N, Partridge T.A. Dynamics of myoblast transplantation reveal a discrete minority of precursors with stem cell-like properties as the myogenic source. // J Cell Biol. 1999. V.144. P.l 113-22.

23. Bennett J.H., Joyner C.J., Triffitt J.T., Owen M.E. Adipocytic cells cultured from marrow have osteogenic potential. // J Cell Sci. 1991. V.99. P. 131-139.

24. Beresford J.N., Bennett J.H., Devlin C., Leboy P.S., Owen M.E,. Evidence for an inverse r elationship b etween t he d ifferentiation о f adipocytic and о steogenic с ells in r at marrow stromal cell cultures. // J Cell Sci. 1992. V.102. P.341-351.

25. Berry L., Grant M.E., McClure J., Rooney P. Bone-marrow-derived chondrogenesis in vitro. // J Cell Sci. 1992. V.101. P.333-342.

26. Blaveri K., Heslop L., Yu D.S., Rosenblatt J.D., Gross J.G., Partridge T.A., Morgan J.E. // Patterns of repair of dystrophic mouse muscle: studies on isolated fibers. // Dev Dyn 1999.V. 216(3). P.244-256.

27. Bianco P., Costantini M., Dearden L.C., Bonucci E. Alkaline phosphatase positive precursors of adipocytes in the human bone marrow. // Br J Haematol. 1988. V.68. P.401-403.

28. Bianco P, Robey PG. Stem cells in tissue engineering.// Nature. 2001. V.414. P.118-121.

29. Bianco P, Riminucci M., Gronthos S., Robey P.G. Bone marrow stromal stem cells: nature, biology, and potential application. // Stem Cells. 2001. V.19. №3. P.180-192.

30. Brazelton Т., Rossi F.M., Keshet G.I., Blau H.M. From marrow to brain: expression of neuronal phenotypes in adult mice. // Science 2000. V.290. P. 1775-9.

31. Bruder S.P., Caplan A.I. Discrete stages within the osteogenic lineage are revealed by alterations in the cell surface architecture of embryonic bone cells. // Connect Tissue Res. 1989. V.20. P.73-79.

32. Bulfield G, Siller WG, Wight PA, Moore KJ. X chromosome-linked muscular dystrophy (mdx) in the mouse.// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1984 V.81. P. 1189-1192.

33. Cantini M., Massimino M.L., Bruson A., Catani C., Dalla Libera L.,Carraro U.Macrophages regulate proliferation and differentiation of satellite cells.// Biochem. Biophys. Res. Commun. 1994.V202, P.1688-1696.

34. Cantini M., Carraro U. Macrophage-released factor stimulates selectively myogenic cells in primary muscle culture. // J. Neuropathol. Exp. Neuro. 1995. V.54. P.121-128.

35. Chen J., Sanberg P.R., Li Y., Wang L., Lu M., Willing A.E., Sanchez-Ramos J., Chopp M. Intravenous administration of human umbilical cord blood reduces behavioral deficits after stroke in rats. // Stroke 2001. V.32. P.2682-8.

36. Chiu R.C., Zibaitis A., Kao R.L. Cellular cardiomyoplasty: myocardial regeneration with satellite cell implantation.//Ann Thorac Surg. 1995. V.60. P. 12-18.

37. Colter D.C., Class R., DiGiromalo C.M., Prockop D.J. Rapid expansion of recycling stem cells in cultures of plastic-adherent cells from human bone marrow. // Proc Natl Acad Sci. USA. 2000. V.97 P.3213-3218.

38. Compagnoli C., Roberts I.A., Kumar S., Bennett P.R., Bellantuono I., Fisk N.M. Identification of mesenchymal stem/progenitor cells in human first-trimester fetal blood, liver, and bone marrow.//Blood. 2001. V.98. P.2396-2402.

39. Davis H.L., Michel M.L., Whalen R.G. Use of plasmid DNA for direct gene transfer and immunization. // Ann N.Y. Acad. Sci. 1995. V.772. P.21-29.

40. Deng W., Obrocka M., Fisher I., Prockop D.J. In vitro differentiation of human marrow stromal cell into early progenitors of neural cells by conditions that increase intracellular cyclic AMP // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2001. V.282. №1. P.148-152.

41. Dennis J.E, Charbord P. Origin and differentiation of human and murine stroma. //Stem Cells. 2002. V.20. P.205-214.

42. Dennis J.E., Carbillet J.P., Caplan A.I., Charbord P. The STRO-1+ marrow cell population is multipotential. // Cells Tissues Organs. 2002. V.170. P.73-82.

43. Dietrich S. Regulation of hypoaxial muscle development. // Cell Tiss. Res. 1999. V.296. P. 175-82.

44. Ducy P., Zhang R., Geoffroy V., Ridall A.L., Karsenty G. Osf2/Cbfal: a transcriptional activator of osteoblast differentiation. // Cell 1997. V.89. P.747-754.

45. Evans M.J., Kaufman M.H. Establishment in culture of pluripotential cells from mouse embryos. //Nature. 1981.V.292. P. 154-156.

46. Fan Y, Maley M., Beilharz M., Grounds M. Rapid death of injected myoblasts in myoblast transfer therapy. //Muscle Nerve. 1996. V.19. P.853-60.

47. Friedenstein A.J., Chailakhjan R.K., Lalykina K.S. The development of fibroblast colonies in monolayer cultures of guinea-pig bone marrow and spleen cells. // Cell Tissue Kinet. 1970. V.3. P.393-403.

48. Friedenstein AJ, Latzinik NW, Grosheva AG Marrow microenvironment transfer by heterotopic transplantation of freshly isolated and cultured cells in porous sponges. // Exp Hematol. 1982.V.10. P.217-227.

49. Friedenstein A.J., Shapiro-Piatetzky I.I., Petrakova K.V. Osteogenesis in transplants of bone marrow cells. // J Embryol Exp Morphol. 1966. V.16. P.381-390.

50. Gage F.H. Mammalian neural stem cells. // Science. 2000. V.287. P.1433-1438.

51. Goodell M.A., Jackson K.A., Majka S.M., Mi Т., Wang H., Pocius J., Hartley C.J., Majesky M.W., Entman M.L., Michael L.H., Hirschi K.K. Stem cell plasticity in muscle and bone marrow. // Ann N Y Acad. Sci. 2001. V.938. P.208-218.

52. Gronthos S, Graves SE, Ohta S, Simmons PJ. The STRO-1+ fraction of adult human bone marrow contains the osteogenic precursors. // Blood 1994;84:4164-4173.

53. Gronthos S., Simmons P.J. The growth factor requirements of STRO-1-positive human bone marrow stromal precursors under serum-deprived conditions in vitro. // Blood1995. V.85. V.929- 940.

54. Guan K., Rohwedel J., Wobus A.M. Embryonic stem cell differentiation models: cardiogenesis, myogenesis, neurogenesis, epithelial and vascular smooth muscle cell differentiation in vitro. // Cytotechnology. 1999. V.30. P.211-226.

55. Guo Y., Lubbert M., Engelhardt M. CD34-hematopoietic stem cells: current concepts and controversies. //Stem Cells. 2003. V.21. P. 15-20.

56. Gussoni E., Soneoka Y., Strickland C.D., Buzney E.A., Khan M.K., Flint A.F., Kunkel L .M., Mulligan R.C. Dystrophin expression in the mdx mouse restored by stem cell transplantation. //Nature 1999. V.401. P.390-4.

57. Haynesworth S.E., Baber M.A., Caplan A.I. Cell surface antigens on human marrow-derived mesenchymal cells are detected by monoclonal antibodies. // Bone 1992. V.13.P.69-80.

58. Herbertson A., Aubin J.E. Cell sorting enriches osteogenic populations in rat bone marrow stromal cell cultures. // Bone 1997. V.21. V.491-500.

59. Heslop L., Beauchamp J.R., Tajbakhsh S., Buckingham M.E., Partridge T.A., Zammit P.S. Transplanted primary neonatal myoblasts can give rise to functional satellite cells as identified using the Myf5nlacZl+ mouse. // Gene Ther 2001. V.8(10). P.778-783.

60. Huard J. , AcsadiG., Massic ВКarpati G. Gene trasfer to sceletal muscles by isogenic myoblasts. // Hum. Gene Tber. 1994b. V.5. P.949-958.

61. Hung S.C., Cheng H., Pan C.Y., Tsai M.J., Kao L.S., Ma H.L. In vitro differentiation of size-sieved stem cells into electrically active neural cells. // Stem Cells. 2002. V.20. P.522-529.

62. Johnstone В., Hering T.M., Caplan A.I., Goldberg V.M., YooJ.U. In vitro chondrogenesis of bone marrow-derived mesenchymal progenitor cells. // Exp Cell Res. 1998. V.238. P.265-272.

63. Joyner C.J., Bennett A., Triffitt J.T. Identification and enrichment of human osteoprogenitor cells by using differentiation stage-specific monoclonal antibodies. // Bone 1997. V.21. P.1-6.

64. Koh G.Y., Klug M.G., Soonpaa M.H., Field L.J. Differentiation and long-term survival of C2C12 myoblast grafts in heart. IIJ Clin Invest. 1993. V.92. №3. P.l548-1554.

65. Korbling M., EstrovZ., Champlin R. Adult stem cells and tissue repair. // Bone Marrow Transplant. 2003. Suppl. 1. P.S23-24.

66. Korbling M., Estov Z Adult stem cells for tissue repair a new therapeutic concept? //N Engl J Med. 2003. V.349. P.:570-582.

67. Krause D.S., T heise N.D., С ollector M .1., Henegariu О., H wang SG ardner R., Neutzel S., Sharkis S.J. Multi-organ, multi-lineage engraftment by a single bone marrow-derived stem cell. // Cell 2001. V.105. P.369-77.

68. Krebsbach P.H., Kuznetsov S.A., Bianco P., Robey P.G. Bone marrow stromal cells: characterization and clinical application. //Biol. Med. 1999. V.10. №2. P. 165-181.

69. Kuznetsov S.A., Friedenstein A.J., Robey P.G. Factors required for bone marrow stromal fibroblast colony formation in vitro. // Br J Haematol. 1997. V.97. P.561-570.

70. Kuznetsov S.A., Krebsbach P.H., Satomura K., Kerr J., Riminucci M., Benayahu

71. D., Robey P.G. Single-colony derived strains of human marrow stromal fibroblasts form bone after transplantation in vivo. // J Bone Miner Res. 1997. V.12. P.1335-1347. Lagasse

72. E., Connors H., Al-Dhalimy M., Reitsma M., Dohse M., Osborne L., Wang X., Finegold

73. M., Weissman I.L., Grompe M. Purified hematopoietic stem cells can differentiate into hepatocytes in vivo. //Nat Med. 2000. V.6. P.1229-34.

74. Lagasse E., Connors H., Al-Dhalimy M., Reitsma M., Dohse M., Osborne L., Wang X., Finegold M., Weissman I.L., Grompe M. Purified hematopoietic stem cells can differentiate into hepatocytes in vivo. // Nat Med. 2000. V.6. P.1229-34.

75. Law P., Goodwin Т., Fang Q., Deering M., Duggirala V., Larkin C., Florendo J.A., Quinley Т., Cornett J., Shirzad A., Yoo Т., Holcomb R. Whole body myoblast transfer. // Transplantation Proceedings. 1994. V.26. №6. P.3381-3383.

76. Linge C., Green M.R., Brooks R.F. A method for removal fibroblasts from human tissue culture systems // Exp. Cell Res. 1989. V.185 P.519-528

77. Li R.K., Mickle D.A.G., Weisel R.D. et al. In vivo survival and function of transplanted rat cardiomyocytes. // Circ. Res. 1996. V.78. №2. 283-288.

78. Lu D., Wang L., Chen J. Intraarterial administration of marrow stromal cell in a rat model of traumatic brain injury // Neurotrauma. 2000. V.18. №8. P.813-819.

79. Lucas P. А., С ulcutt A .F., S outherland S .S. A p opulation о f с ells r esident w ithin embryonic and newborn rat skeletal muscle is capable to differentiate into multipke mesodermal phenotypes. // Wound Rep. Regen. 1995. V.3. P.457-468.

80. Lucas P.A., Warejcka D.J., Zhang L.M. Effect of rat mesenchymal stem cells on the development of abdominal adhesions after surgery. // J.Rurg.Res. 1996. V.62. P.229-232.

81. Machmood A., Lu D., Wang L., Chop M. Treatment of traumatic brain injury in female rats with intravenous administration of bone marrow stromal cells. // Neurosurgery. 2001. V.49. №5. P. 1196-1203.

82. Makino S., Fukuda K., Miyoshi S. Cardiomyocytes can be generatated from marrow stromal cells in vitro. // J. Clin Invest. 1999. V103. №5. P.697-705.

83. Masuya M, Drake С J, Fleming PA, Reilly CM, Zeng H, Hill WD, Martin-Studdard A, Hess DC, Ogawa M. Hematopoietic origin of glomerular mesangial cells. // Blood 2003. V.101. P.2215-2218.

84. McKay R. Stem cells-hype and hope. // Nature. 2000. V.406. P.361-364.

85. McLennan I.S., Koishi K., Cellular localisation of transforming growth factor-beta 2 and -beta 3 (TGF-beta2, TGF-beta3) in damaged and regenerating skeletal muscles. // Dev Dyn. 1997. V. 208. P. 278-89.

86. Mezey E, Chandross KJ, Harta G, Maki RA, McKercher SR. Turning blood into brain: cells bearing neuronal antigens generated in vivo from bone marrow. // Science 2000. 290. P.1779-1782.

87. Mezey E, Key S, Vogelsang G, Szalayova I, Lange GD, Crain B. Transplanted bone marrow generates new neurons in human brains. // Proc Natl Acad Sci USA. 2003. V.100. P. 1364-1369.

88. Morgan J.E. Phosphorylase kinase activities in damaged mouse skeletal muscles. // J Neurol Sci. 1988. V.86. P.149-58.

89. Morgan J.E. Myogenicity in vitro and in vivo mouse muscle cells separated on discontinuous Percll gradients//J. Neurol. Sci. 1988 V.85. P. 197-207.

90. Morgan J.E., Partridge T.A. Cell transplantation and gene therapy in muscular dystrophy. // Bioessays. 1992. V.14. P.641-5.

91. Nichols J., Zevnik В., Anastassiadis K., Niwa H., Klewe-Nebenius D., Chambers I., Scholer H., Smith A. Formation of pluripotent stem cells in the mammalian embryo depends on the POU transcription factor Oct4. // Cell. 1998. V.95. P.379-391.

92. Ohlendieck K., Campbell K.P. Dystrophin-associated proteins are greatly reduced in skeletal muscle from mdx mice. // J Cell Biol. 1991. V.l 15. P. 1685-94.

93. Ohlendieck K., Ervasti J.M., Matsumura K., Kahl S.D., Leveille C.J., Campbell K.P. Dystrophin-related protein is localized to neuromuscular junctions of adult skeletal muscle. //Neuron. 1991. V.7. P.499-508.

94. Orlic D., Kajstura J., Chimenti S., Jakoniuk I., Anderson S.M., Li В., Pickel J., McKay R., Nadal-Ginard В., Bodine D.M., Leri A., Anversa P. Bone marrow cells regenerate infarcted myocardium. // Nature 2001. V.410. P.701-5.

95. Otani A., Kinder K., Ewalt K., Otero F.J., Schimmel P., Friedlander M. Bone marrowderived stem cells target retinal astrocytes and can promote or inhibit retinal angiogenesis. //Nat Med. 2002. V.8. P.1004-1010.

96. OwenM. Marrow stromal stem cells. //J Cell Sci. 1988. V.10. Suppl.63-76.

97. Owen M., Friedenstein A.J. Stromal stem cells: marrow-derived osteogenic precursors. // Ciba Found Symp. 1988. V.136. P.42-60.

98. Pate D.W., Southerland S.S., Grande D.A. et al. Isolation and differentiation of mesenchymal stem cells from rabbit muscle. // Surg. Forum. 1993. XLIV. P.587-589.

99. Pate E, White H, Cooke R. Determination of the myosin step size from mechanical and kinetic data. // Proc Natl Acad Sci USA. 1993. V.90. P.2451-2455.

100. Pagano S.F., Impagnatiello F., Girelli M., .Isolation and characterization of neural stem cells from the adult human olfactory bulb.//. Stem Cells. 200. V.l8. №4. P.295-300.

101. Partridge T, Lu QL, Morris G,Hoffman E. //Is myoblast transplantation effective? //Nat Med. 1998. V.4. P.1208-1209.

102. Petersen B.E., Bowen W.C., Patrene K.D. Bone marrow as a potential source of hepatic oval cells. // Science. 1999. V.284. №5417. P.l 168-1170.

103. Piccolo F., Moore S.A., Ford G.C., Campbell K.P. Intracellular accumulation a nd r educed s arcolemmal e xpression о f d ysferlin i n 1 imb—girdle m uscular dystrophies. // Ann Neurol. 2000. V.48 P.902-912.

104. Pin C.L., Hrychyn A.W., Rogers K.A. Embryonic and fetal rat myoblasts form different muscle fiber types in an ectopic in vivo environment. // Dev Dynam. 2002. V.224. P.253-66.

105. Poulsom R., Alison M.R., Forbes S.J., Wright N.A. Adult stem cell plasticity. // J Pathol. 2002. V.197. №4. P.441-456.

106. Pownall M.E., Gustafsson M.K., Emerson C.P. Myogenic regulatori factors and the specification of muscle progenitors in vertebrate embryos. // Cell Dev. Biol. 2002. V.18. P.748-783.

107. Prockop D.J., Azizi S.A., Phinney D.G. Potential use of marrow stromal cell as terapeutic vectors for diseases of the central nervous system. // Prog. Brain Research. 2000. V.128. P.293-297.

108. Rando T.A., Blau H.M. Primary mouse myoblast purification, characterization and transplantation for cell-mediated gene-therapy // J. Cell. Biol. 1994. V.125. P.1275-1287.

109. Rando T.A., Pavlath G.K., Blau H.M. The fate of myoblasts following transplantation into mature muscle. // Exp. Cell Res. 1995. V.220. P.383-389.

110. Rauch C., Brunet A.C., Deleule J., Farge E. C2C12 myoblast/osteoblast transdifferentiation steps enhanced by epigenetic inhibition of BMP2 endocytosis. // Am J Physiol Cell Physiol. 2002. V.283. P.C235-C243.

111. Reinecke H, MacDonald G.H., Hauschka S.D., Murry C.E. Electromechanical с oupling between skeletal and cardiac muscle: implication for infarct repair. // J Cell Biol. 2000. V.149. P.731-740.

112. Resnick J.L., Bixler L.S., Cheng L., Donovan P.J. Long-term proliferation of mouse primordial germ cells in culture. // Nature. 1992. V.359. P.550-551.

113. Riminucci M., Bradbeer J.N., Corsi A., Gentili C., Descalzi F., Cancedda R., Bianco P. V is-a-vis с ells and the priming of bone formation. // J В one Miner Res. 1998. V.13. P.1852-1861.

114. Rinsch C., Peduto G., Schneider B.L., Aebischer P. Inducing acceptance to encapculated xenogenic myoblasts. // Transplantation. 2001. V.71. P.345-351.

115. Rohwedel J., Guan K., Wobus A.M. Induction of cellular differentiation by retinoic acid in vitro. // Cells Tissues Organs. 1999. V.165. P.190-202.

116. Robert E., Schwartz R.E., Reyes M. Multipotent adult progenitor cells from bone marrow differentiate into functional hepatocyte-like cells // J. Clin. Invest. 2002. V.109. №10. P.1291-1302.

117. Satomura K., Krebsbach P., Bianco P., Gehron R. P. Osteogenic imprinting upstream of marrow stromal cell differentiation. // J Cell Biochem 2000. V.78. P.391-403.

118. Scholer H.R., Dressier G.R., Balling R., Rohdewohld H., Gruss P. Oct-4: a germline-specific transcription factor mapping to the mouse t-complex. // EMBO J. 1990. V.9.P.2185-95.

119. Scott J.E. Oxygen and the connective tissues. // Trends Biochem Sci. 1992. V.17. P.340-343.

120. Sicinski P., Geng Y., Ryder-Cook A.S., Barnard E.A., Darlison M.G., Barnard P.J. The molecular basis of muscular dystrophy in the mdx mouse: a point mutation. // Science. 1989. V.244. P.1578-80.

121. Simmons P.J., Torok-Storb B. Identification of stromal cell precursors in human bone marrow by a novel monoclonalantibody, STRO-1. // Blood 1991. V.78. P.55-62.

122. Skuk D., Roy В., Goulet M., Tremblay J.P. Successful myoblast transplantation in primates depends on appropriate cell delivery and induction of regeneration in the host muscle. // Exp Neurol. 1999. V.155. P.22-30.

123. Smythe G.M., Fan Y., Grounds M. Enchanced migration and fusion of donor myoblasts in distrophic and normal host muscle. // Muscle Nerve. 2000. V.23. P.560-574.

124. Stamm С., Westphal В., Kleine H.D., Petzsch MKittner СKlinge H., Schumichen C., Nienaber C.A., Freund M., SteinhofF G. Autologous bone-marrow stem-cell transplantation for myocardial regeneration. // Lancet 2003. V.361. P.45-6.

125. Strauer B.E., Brehm M., Zeus Т., Kostering M., Hernandez A., Sorg R.V., Kogler G., Wemet P. Repair of infarcted myocardium by autologous intracoronary mononuclear bone marrow cell transplantation in humans. // Circulation 2002. V.106. P.1913-1918.

126. Svendsen C.N., Caldwell M.A., Ostenfeld T. Human neural stem cells: isolation, expansion and transplantation. // Brain Pathol. 1999. V.9. №3. P.499-513.

127. Svendsen C.N. Stem cells: hype or hope? // Drug Discov Today. 2002. V.7. P.455-456.

128. Takahashi Т., Kalka C., Masuda H., Chen D., Silver M., Kearney M., Magner M., Isner J.M., Asahara T Ischemia- and cytokine-induced mobilization of bone marrow-derived endothelial progenitor cells for neovascularization. // Nat Med. 1999. V.5. P.434-8.

129. Takeshita S., Isshiki Т., Sato T. Increased expression of direct gene transfer into skeletal muscles observed after acute ischemic injury in rats. // Lab Invest. 1996. V.74. P.1061-1065.

130. Taylor D.A., Hruban R., Rodriguez E.R., Goldschmidt-Clermont P.J. Cardiac chimerism as a mechanism for self-repair: does it happen and if so to what degree? // Circulation. 2002. V.106. P.2-4.

131. Till J.E., McCulloch E.A. A direct measurement of the radiation sensitivity of normal mous bone marrow cells. // Rad. Res. 1961. V.14. P.213-222.

132. Toma J.G., Akhavan M., Fernandes K.J., Barnabe-Heider F., Sadikot A., Kaplan D.R., Miller F.D. Isolation of multipotent adult stem cells from the dermis of mammalian skin. // Nat Cell Biol. 2001. V.9. P.778-784.

133. Tosh D., Slack J.M. How cells change their phenotype. // Nat Rev Mol Cell Biol. 2002. V.3. P. 187-94

134. Tse H-F., Kwong Y-L., Chan J.K.F., Lo G., Ho C-L., Lau C.P. Angiogenesis in ischaemic myocardium by intramyocardial autologous bone marrow mononuclear cell implantation. // Lancet 2003. V.361. P.47-9.

135. Ueki Т., Kaneda Y., Tsutsui H., Nakanishi K., Sawa Y., Morishita R., Matsumoto K., Nakamura Т., Takahashi H., Okamoto E., Fujimoto J. Hepatocyte growth factor gene therapy of liver cirrhosis in rats. // Nat Med. 1999. V.5. V.226-30.

136. Vacanti M.P., Roy A., Cortiella J., Bonassar L., Vacanti C.A. Identification and initial characterization of spore-like cells in adult mammals. // J Cell Biochem. 2001. V.80. P.455-60.

137. Verfaillie C.M. Adult stem cells: assessing the pluripotency. // Trends in Cell Biol. 2002. V.12. P 502-508.

138. Weimann J.M., Charlton G.A., Brazelton T.R., Hackman R.C., Blau H. Contribution of transplanted bone marrow cells to Purkinje neurons in human adult brains. // Proc Natl Acad Sci USA. 2003. V.100. P.2088-93.

139. Weiss L. Haemopoiesis in mammalian bone marrow. // Ciba Found Symp. 1981. V.84. P.5-21.

140. White J.D., Bower J. J., Kurek J.B., Austin L. Leukemia inhibitory factor enhances regeneration in skeletal muscles after myoblast transplantation. // Muscle Nerve. 2001. V.24. P.695-697.

141. Yao S.-N., Kurachi K. Implanted myoblasts not only fuse with myofibers but also survive as muscle precursor cells. // J. Cell Biol. 1993. V.105. P. 975-963.

142. Yoo K.J., Li R.K., Weisel R.D., et al. Aytologous smooth muscle cell transplantation i mproved h eart function i n d ilated с ardiomyopathy. / / A nn T horac S urg.2000. V.70. P.859-865.

143. Zuk P.A., Zhu M., Mizuno H., Huang J., Futrell J.W., Katz A.J., Benhaim P., Lorenz H.P., Hedrick M.H. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. // Tissue Eng. 2001. V.7. P.211-228.