Дифференцировка и регенерация скелетных мышц мышей mdx после клеточной терапии стволовыми клетками костного мозга тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.04, кандидат биологических наук Соколова, Анастасия Владимировна

• Соколова, Анастасия Владимировна
• кандидат биологических наук
• 2010

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Соколова, Анастасия Владимировна

Список сокращений.

Введение.

I. Обзор литературы.

1. Дифференцировка и регенерация поперечнополосатых скелетных мышц.

1.1. Развитие скелетных мышц в эмбриогенезе.

1.2. Формирование нейромышечных соединений.

1.3. Регенерация скелетных мышц.

1.4. Миогенные клетки в регенерации скелетных мышц.

2. Мышечная дистрофия Дюшенна.

2.1. Дистрофии и дистрофин-ассоциированный гликопротеиновый комплекс.

2.2. Мыши тсЫ как животная модель мышечной дистрофии Дюшенна.

2.3. Лечение мышечной дистрофии Дюшенна.

2.3.1. Генная терапия мышечной дистрофии Дюшенна.

2.3.2. Клеточная терапия мышечной дистрофии Дюшенна.

3. Воздействие слабых комбинированных полей на биологические объекты.

3.1. Ионный циклотронный резонанс (модель А.Р. Либова).

3.2. Теория магнитного параметрического резонанса (в биосистемах) (Теория В.В. Леднева).

И. Материалы и методы.

1. Животные.

2. Внутримышечная трансплантация 1лп(-)-СККМ мышей С57ВЬ/6 и С57ВЬ/6, экспрессирующих ОБР, мышам тс!х.

2.1. Выделение Ып(-)-СККМ.

2.2. Цитофлуориметрический анализ Ып(-)-СККМ.

2.3. Внутримышечная трансплантация Lin(-)-CKKMмышам mdx.

3. Создание радиационных химер.

4. Облучение радиационных химер mdx слабым комбинированным магнитным полем.

5. Гистологические и иммуногистохимические методы.

5.1. Получение срезов мышц.

5.2. Оценка экспрессии GFP после трансплантации СККМ GFP (+) доноров.

5.3. Иммуногистохимия.

5.4. Окраска гематоксилином-эозином.

5.5. Определение площади ППМВ.

6. Исследование НМС.

III. Результаты.

1. Влияние внутримышечной трансплантации Lin(-)-CKKM на регенерацию и дифференцировку ППМВ мышей mdx.

1.1. Участие GFP (+) Lin(—)-CKKM в регенерации ППМВ мышей mdx после внутримышечной трансплантации.

1.2. Внутримышечное введение Lin(—)-CKKM вызывает усиление дифференцировки ППМВ мышей mdx.

1.3. Изменение структуры НМС мышей mdx после внутримышечного введения Lin(-)-СККМ.

2. Участие СККМ в регенерации и дифференцировке ППМВ мышей mdx у радиационных химер.

2.1. Трансплантация СККМ облученным в дозе 5 Гр мышам mdx не вызывает усиления дифференцировки ППМВ.

2.2. Влияние Са2+-КМП на участие СККМ в дифференцировке ППМВ химерных мышей mdx.

2.3. Влияние замены костного мозга на фоне рентгеновского облучения в дозе 3 Гр на дифференцировку ППМВ мышей mdx.

IV. Обсуждения.

1. Lin(-)-CKKM после внутримышечного введения участвуют в регенерации ППМВ мышей mdx и усиливают их дифференцировку.

2. ККМ участвуют в регенерации и дифференцировке ППМВ мышей mdx после внутривенного введения облученным мышам mdx.

2.1. Воздействие Са -КМП увеличивает эффективность участия

СККМ в дифференцировке ППМВ мышей mdx.

2.3. Внутривенное введение ККМ мышам mdx, обученным в дозе 3 Гр усиливает экспрессию. дистрофина и дифференцировку ППМВ мышей mdx. Ill

Выводы.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Дифференцировка и регенерация скелетных мышц мышей mdx после клеточной терапии стволовыми клетками костного мозга»

ч

Актуальность исследования. Мышечные дистрофии представляют собой гетерогенную группу генетических расстройств, характеризующихся прогрессирующей потерей силы скелетных мышц. Одной из самых распространенных и тяжелых форм мышечной дистрофии является X-сцепленная рецессивная мышечная дистрофия Дюшенна (МДД) (Dalkilic, Kunkel, 2003). Для исследования возможностей лечения МДД используют различных животных, являющихся моделью этого заболевания (Watchko et al., 2002, Collins, Morgan, 2003). Наиболее широко используемой экспериментальной моделью МДД являются мыши mdx с точечной мутацией в Х-хромосоме, приводящей к блокаде синтеза мембранно-ассоциированного белка дистрофина (Bulfield et al., 1984, Sicinski et al., 1989). Обширные исследования мышей mdx показали, что с возрастом их скелетные мышцы подвергаются структурным и функциональным изменениям, сходным, с теми, которые наблюдаются при МДД (Partridge, 1997). В настоящее время в качестве основных патогенетических механизмов, лежащих в основе повреждения мышечных волокон в отсутствии дистрофина и ассоциированного с ним белкового комплекса, рассматриваются: 1) ослабление сарколеммы в результате потери механической поддержки, обеспечиваемой дистрофином; 2) несоответствующий нормальному уровню приток кальция в клетки; 3) нарушение передачи сигналов клетками; 4) окислительный стресс; 5) периодически повторяющаяся ишемия мышц (Petrof, 2002, Dudley et al., 2006). Так показано, что развивающийся в поперечнополосатых мышечных волокнах (ППМВ) мышей mdx окислительный стресс (Niebröj-Dobosz, Hausmanowa-Petrusewicz, 2005; Tidball, Wehling-Henricks, 2007a), приводит к гибели ППМВ. Гибель мышечных волокон протекает преимущественно по типу апоптоза (Matsuda et al., 1995; Tidball et al., 1995; Spencer et al, 1997; Михайлов и др., 1998). За гибелью ППМВ следует регенерация. Характерные постоянно повторяющиеся циклы дегенерации—регенерации, приводят к тому, что большая часть ILL 1MB имеет центрально расположенные ядра (Torres, Duchen, 1987). Центральное расположение ядер указывает на то, что дифференцировка 1111MB заторможена на стадии мышечных трубочек (Михайлов и др., 1998). Кроме того, в скелетных мышцах мышей mdx наблюдаются нарушения структуры нейромышечных соединений (НМС) (Torres, Duchen, 1987; Kitaoka et al., 1997).

В настоящее время проводятся интенсивные исследования, направленные на поиски путей восстановления нормальной структуры ill 1MB мышей mdx. В работах используют как фармакологические подходы, так и методы генной (Chamberlain, 2002; Баранов и др., 2007) и клеточной терапии (Farini et al., 2009). Так широкое распространение получает изучение возможностей клеточной терапии с использованием стволовых клеток. Предполагается, что вхождение в состав мутантных 1111МВ ядер стволовых клеток дикого типа с нормальным генотипом способно исправить метаболизм 1111MB и превратить их в нормальные сократительные клетки. В качестве источников стволовых клеток для трансплантации • предлагают, в первую очередь, костный мозг (Gussoni et al., 1999; Bittner et al., 1999), мышечную ткань (Peault et al., 2007). По литературным данным, наиболее эффективными клетками оказались мезоангиобласты и перициты (Galvez et al., 2006; Dellavalle et al., 2007). Однако, несмотря на разнообразие источников стволовых клеток, для которых показана способность дифференцироваться в миогенном направлении, и соответственно, которые могут использоваться для клеточной терапии мышечных дистрофий, костный мозг остается наиболее доступным источником стволовых клеток. Кроме того, до настоящего времени не достаточно изучено влияния на дифференцировку 1111MB полной замены мутантных клеток костного мозга (ККМ) мышей mdx на стволовые клетки костного мозга (СККМ) дикого типа. В частности, не получено объяснения низкой функциональной активности ядер СККМ, включившихся в состав

ППМВ после такой замены. В качестве возможных агентов, стимулирующих экспрессию специфических для мышц генов с ядер трансплантированных клеток, могут, по-видимому, рассматриваться воздействия, влияющие на регенерацию тканей. В частности, способность значительно усиливать рост и регенерацию различных тканей показана для слабых комбинированных магнитных полей, настроенных на ион-параметрический резонанс для Са2+ (Са2+-КМП) ег а1., 1990; Леднев, 1996; Тирас и др., 1996; Арсеньев и др, 2007).

Таким образом, изучение участия СККМ, трансплантированных мышам тс1х, в регенерации и дифференцировке ППМВ мышей тс1х представляется актуальной задачей, как с точки зрения изучения регенерации скелетных мышц, так и с точки зрения разработки методов лечения МДД, моделью которой и являются мыши тс1х.

Цели и задачи исследования. Цель данной работы заключалась в изучении влияния трансплантированных местно или внутривенно стволовых клеток костного мозга мышей С57ВЬ/6 на дифференцировку и регенерацию поперечнополосатых мышечных волокон мутантных мышей тс1х. Для достижения данной цели решались следующие задачи:

1. Оценить участие стволовых клеток костного мозга дикого типа, трансплантированных внутримышечно или внутривенно, в регенерации поперечнополосатых мышечных волокон мышей тс!х в сингенных условиях.

2. Оценить влияние внутримышечной трансплантации 1лп(-) популяции стволовых клеток костного мозга дикого типа на структуру нейромышечных соединений скелетных мышц мышей тс1х.

3. Исследовать изменение дифференцировки поперечнополосатых мышечных волокон мышей тс1х на разных сроках после внутримышечной трансплантации Ып(-) стволовых клеток костного мозга нормальных мышей С57ВЬ/6 по таким признакам, как уровень гибели поперечнополосатых мышечных волокон, изменение доли поперечнополосатых мышечных волокон без центрально расположенных ядер и экспрессия дистрофина.

4. Исследовать дифференцировку поперечнополосатых мышечных волокон радиационных химер тёх, полученных после облучения в дозе 5 Гр, и возможность усиления дифференцировочных процессов в мышцах этих мышей под действием слабых комбинированных магнитных полей, настроенных на ион-параметрический резонанс для Са .

5. Исследовать дифференцировку поперечнополосатых мышечных волокон после сингенной внутривенной трансплантации клеток костного мозга дикого типа облученным в дозе 3 Гр мышам тс1х.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. СККМ мышей С57ВЬ/6 участвуют в регенерации ППМВ мутантных мышей тёх как после внутримышечной трансплантации, так и после внутривенного введения предварительно облученным животным.

2. Трансплантированные внутримышечно 1лп(—) стволовые клетки костного мозга (Ьт(-)-СККМ) мышей С57ВЬ/6 усиливают дифференцировку ППМВ мышей тс1х, что выражается в стимуляции синтеза дистрофина, увеличении доли ППМВ без центрально расположенных ядер, а также в снижении уровня гибели ППМВ.

3. Внутримышечная трансплантация 1лп(-)-СККМ мышей С57ВЬ/6 изменяет распределение кластеров ацетилхолиновых рецепторов (АХР) в НМС мышей шёх так, что приближает структуру НМС мышей тс1х к структуре НМС нормальных мышей С57ВЬ/б.

4. Внутривенная трансплантация ККМ мышей С57ВЬ/6 мышам тёх, предварительно облученным рентгеновыми лучами в дозе 5 Гр, не приводит

04к нарастанию синтеза дистрофина в ППМВ. Воздействие Са -КМП усиливает дифференцировку и синтез дистрофина в скелетных мышцах радиационных химер мышей тс!х, полученных путем внутривенной трансплантации ККМ мышам шёх, облученным в дозе 5 Гр.

5. Сингенная внутривенная трансплантация ККМ дикого типа после рентгеновского облучения в дозе 3 Гр вызывает усиление синтеза дистрофина в ППМВ, увеличивает долю ППМВ без центрально расположенных ядер и снижает долю погибших ППМВ у мышей шёх.

Научная новизна работы. Впервые показано, что внутримышечная трансплантация 1лп(—)-СККМ дикого типа приводит к изменениям структуры НМС мышей шёх, которые приближают ее к структуре НМС нормальных мышей С57В1У6.

Впервые показано, что Са2+-КМП способно влиять на функционирование ККМ, внутривенно трансплантированных мышам тс1х, облученным в дозе 5 Гр, и вызывать усиление синтеза дистрофина в ППМВ этих мышей через 2 месяца после трансплантации.

Впервые показано, что внутривенная трансплантация ККМ мышам тс!х,, облученным в дозе 3 Гр, приводит к увеличению доли дистрофин-положительных ППМВ и усилению дифференцировки ППМВ этих мышей на длительных сроках наблюдения (6 мес).

Теоретическое и практическое значение работы. Полученные результаты вносят вклад в понимание участия ККМ в регенерации ППМВ. Данные, свидетельствующие о влиянии трансплантированных внутримышечно СККМ на структуру НМС мышей шёх, могут служить основой для дальнейших исследований возможности применения трансплантации СККМ для лечения дегенеративных нейромышечных заболеваний. Кроме того, данные об усилении синтеза дистрофина у радиационных химер тс!х, полученных путем внутривенной трансплантации ККМ дикого типа мышам шёх, облученным в дозе 3 Гр, и данные об усилении синтеза дистрофина у радиационных химер тс!х, полученных после

21, облучения в дозе 5 Гр и дополнительно подвергавшихся действию Са -КМП, позволяют предлагать эти воздействия для дальнейшей разработки способов лечения мышечной дистрофии мышей шёх и, в последующем, МДД у людей.

I. Обзор литературы

Заключение диссертации по теме «Клеточная биология, цитология, гистология», Соколова, Анастасия Владимировна

Выводы

1. Стволовые клетки костного мозга мышей С57ВЬ/6 участвуют в регенерации поперечнополосатых мышечных волокон мышей шёх как после внутримышечной, так и после внутривенной трансплантации.

2. Внутримышечная сингенная трансплантация 1лп(—) стволовых клеток костного мозга мышей С57ВЬ/6 усиливает дифференцировку поперечнополосатых мышечных волокон мышей тс1х; при этом, в первую очередь, уменьшается доля погибших поперечнополосатых мышечных волокон, на более длительных сроках наблюдения увеличивается доля поперечнополосатых мышечных волокон, не имеющих центрально расположенных ядер, и возрастает доля дистрофин-положительных поперечнополосатых мышечных волокон.

3. Сингенная внутримышечная трансплантация 1лп(-) популяции стволовых клеток дикого типа мышам тёх частично улучшает структуру нейромышечных соединений скелетных мышц, приближая её к структуре нейромышечных соединений скелетных мышц нормальных мышей С57ВЬ/6.

4. Воздействие слабых комбинированных магнитных полей, настроенных на ион-параметрический резонанс для Са усиливает дифференцировку поперечнополосатых мышечных волокон и синтез дистрофина в скелетных мышцах радиационных химер тс!х.

5. Сингенная внутривенная трансплантация клеток костного мозга дикого типа мышам шёх, облученных в дозе 3 Гр, усиливает дифференцировку и синтез дистрофина в поперечнополосатых мышечных волокон мышей тс!х.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Соколова, Анастасия Владимировна, 2010 год

1. Афанасьев Ю.И., Юрина H.A., Котовский Е.Ф. и др. 1999. Гистология: Учебник. Под ред. Ю.И. Афанасьева, H.A. Юриной. М., Медицина. 744 с.

2. Баранов А.Н., Киселев A.B., Баранов B.C. 2007. Генная терапия миодистрофии Дюшенна. Медицинская генетика. 6 (4): 9-16

3. Баранов B.C. 1999. Генная терапия -медицина XXI века. Соросовский образовательный журнал. 3: 63-68.

4. Баранов B.C., Баранов А.Н. 2000. Генная терапия моногенных наследственных болезней. Миодистрофия Дюшенна. Вопросы медицинской химии. 46(3): 279-292.

5. Белова H.A., Леднев В.В. 2000. Активация и ингибирование гравитропической реакции растений с помощью слабых комбинированных магнитных полей. Биофизика. 45 (6): 1102-1107.

6. Белова H.A., Леднев В.В. 2001. Влияние крайне слабых переменных магнитных полей на гравитропизм растений. Биофизика. 46 (1): 122-125.

7. Быков В.Л. 2002. Цитология и общая гистология (функциональная морфология клеток и тканей человека). СПб., СОТИС. 520 с.

8. Бычковская И.Б., Степанов Р.П., Федорцева Р.Ф. 2002. Необычная трансформация клеточных популяций после слабых радиационных и некоторых других воздействий. Цитология. 44 (1): 69-83.

9. Гривенников H.A., Мануйлова Е.С. 2003. Эмбриональные стволовые клетки в изучении функции генов в процессе дифференцировки и развития. Вкн.: Проблемы и перспективы молекулярной генетики. Том 1. М., Наука. 1: 290-306.

10. Гринчук Т.М., Иванцов K.M., Алексеенко JI.J1., Кожухарова И.В., Зайчик A.M., Петров Н.С., Михайлов В.М., Попов Б.В. 2008. Характеристика культуры мезенхимных стволовых клеток мыши, экспрессирующих GFP. Цитология. 50 (12): 1030-1035.

11. Демцун H.A., Махонина М.М., Темурьянц H.A., Мартынюк B.C. 2008. Влияние электромагнитного экранирования различной продолжительности на регенерацию планарий Dugesia Tigrina. Физика живого. 16(1): 68-73.

12. Зеленин A.B. 2001. Генная терапия на границе третьего тысячелетия. Вестник Российской академии наук. 71 (5): 387-395.

13. Леднев В.В. 1996. Биоэффекты слабых комбинированных, постоянных и переменных магнитных полей. Биофизика. 1: 224-232.

14. Михайлов В.М., Евтифеева Е.В., Сериков В.Б., Переверзев А.Е., Карманова A.B., Зенин В.В. 2006. Участие стволовых клеток костного мозга в дифференцировке поперечнополосатых мышц мышей mdx. Цитология. 48(5): 410-417.

15. Михайлов В.М., Зеленин A.B., Штейн Г.И., Тарасенко O.A., Колесников В.А., Зеленина И.А., Шафеи Р.А, Баранов B.C. 1998. Дифференцировка мышечных волокон мышей mdx после баллистической трансфекции кДНК гена дистрофина человека. Цитология. 40(5): 394-400.

16. Михайлов В.М., Кропотов A.B., Зеленин A.B., Крутилина Р.И., Колесников В.А., Зеленина И.А., Баранов А.Н., Штейн Г.И., Остапенко О.В.,

17. Томилин Н.В., Баранов B.C. 2002. Гены BCL-xL и ACR-1 способствуют дифференцировке и уменьшают гибель мышечных волокон мышей mdx. Генетика. 38 (11): 1445-1450.

18. Мусина P.A., Егоров Е.Е. Белявский A.B. 2004. Стволовые клетки: свойства и перспективы использования в медицине. Молекулярная биология. 38 (4): 563-577.

19. Полак Дж., Ван Норден С. 1987. Введение в иммуноцитохимию: современные методы и проблемы: Пер. с англ. М., Мир. 74 с.

20. Пономаренко Г.Н., Соколов Г.В, Шустов С.Б., Киселева Т.П., Мажара Ю.П., Анисимов А.И., Калинин A.B., Носова В.Ф. 1998. Анализ клинических эффектов ион-параметрической магнитотерапии. Вопросы курортологии, физиотерапии и ЛФК. 1: 6-9.

21. Попов Б.В., Петров Н.С., Михайлов В.М., Томилин А.Н., Алексеенко JI.JI., Гринчук Т.М., Зайчик A.M. 2009. Спонтанная трансформация и иммортализация мезенхимных стволовых клеток в культуре in vitro. Цитология. 51 (2): 91-102.

22. Семенова M.JL, Зеленина И.А., Шафеи P.A., Голиченков В.А. 2005. Наследственная миодистрофия: биоинженерные подходы к репарациимышечных волокон. Материалы конференции, посвященной 100-летию Б.Л. Астаурова. Онтогенез. 36 (4): 310-318.

23. Сукач А.Н. 2006. Перспективы использования генной и клеточной терапий для лечения мышечных дистрофий. Клет. Транспл. 1 (2): 44-50.

24. Тирас Х.П., Сребницкая JI.K., Ильясова E.H., Климов A.A., Леднев В.В. 1996. Влияние слабого комбинированного магнитного поля на скорость регенерации планарий Dugesia Tigrina. Биофизика 41 (4): 826-831.

25. Шевченко Ю.Л. 2008. Клеточная терапия. М., ООО «Медицинское информационное агентство». 240 с.

26. Шиффер И.В. Стрелин Г.С., Бычковская И.Б., Зильберг Ю.Г. 1978. Значение лучевого поражения нормальной ткани для приживления опухолевых клеток. Мед. радиология. 1:31 33.

27. Aartsma-Rus A., Janson A.A., Kaman W.E., Bremmer-Bout M., van Ommen G.J., den Dünnen J.T., van Deutekom J.C. 2004. Antisense-induced multiexon skipping for Duchenne muscular dystrophy makes more sense. Am. J. Hum. Genet. 74: 83-92.

28. Aartsma-Rus A, Janson AA, van Ommen GJ, van Deutekom JC. Antisense-induced exon skipping for duplications in Duchenne muscular dystrophy. BMC Med Genet. 2007 Jul 5;8:43.

29. Aartsma-Rus A., van Ommen G.J. 2007- Antisense-mediated exon skipping: a versatile tool with therapeutic and research applications. RNA. 13: 1609-1624.

30. Adams M.E., Kramarcy N., Krall S.P., Rossi S.G., Rotundo R.L., Sealock R., Froehner S.C. 2000. Absence of alpha-syntrophin leads to structurally aberrant neuromuscular synapses deficient in utrophin. J. Cell. Biol. 150: 1385-1398.

31. Allen D.G. 2004. Skeletal muscle function: role of ionic changes in fatigue, damage and disease. Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 31: 485-493.

32. Asakura A., Seale P., Girgis-Gabardo A., Rudnicki M.A. 2002. Myogenic specification of side population cells in skeletal muscle. J. Cell. Biol. 159: 123134.

33. Banks G.B., Chamberlain J.S., Froehner S.C. 2009. Truncated dystrophins can influence neuromuscular synapse structure. Mol. Cell. Neurosci. 40: 433-441.

34. Banks G.B., Fuhrer C., Adams M.E., Froehner S.C. 2003. The postsynaptic submembrane machinery at the neuromuscular junction: requirement for rapsyn and the utrophin/dystrophin-associated complex. J. Neurocytol. 32: 709-726.

35. Bhagavati S., Xu W. 2005. Generation of skeletal muscle from transplanted embryonic stem cells in dystrophic mice. Biochem. Biophys. Res. Commun. 333: 644-649.

36. Bittner R.E., Schofer C., Weipoltshammer K., Ivanova S., Streubel B., Hauser E., Freilinger M., Hoger H., Elbe-Burger A., Wachtler F. 1999.

37. Recruitment of bone-marrow-derived cells by skeletal and cardiac muscle in adult dystrophic mdx mice. Anat. Embryol. (Berl). 199: 391-396.

38. Blackman C.F., Blanchard J.P., Benane S.G, House D.E. 1995. The ion parametric resonance model predicts magnetic field parameters that affect nerve cells. FASEB J. 9:547-551.

39. Blake D.J., Weir A., Newey S.E., Davies K.E. 2002. Function and genetics of dystrophin and dystrophin-related proteins in muscle. Physiol. Rev. 82: 291329.

40. Bodensteiner J.B., Engel A.G. 1978. Intracellular calcium accumulation in Duchenne dystrophy and other myopathies: a study of 567,000 muscle fibers in 114 biopsies. Neurology. 28: 439-446.

41. Buetler T.M., Renard M., Offord E.A., Schneider H., Ruegg U.T. 2002. Green tea extract decreases muscle necrosis in mdx mice and protects against reactive oxygen species. Am. J. Clin. Nutr. 75: 749-753.

42. Bulfield G., Siller W.G., Wight P.A., Moore K.J. 1984. X chromosome-linked muscular dystrophy (mdx) in the mouse. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 81: 1189-1192.

43. Burden S.J. 2002. Building the vertebrate neuromuscular synapse. J. Neurobiol. 53: 501-511.

44. Cao B., Huard J. 2004. Muscle-derived stem cells. Cell. Cycle. 3: 104-107.

45. Cao B., Zheng B., Jankowski R.J., Kimura S., Ikezawa M., Deasy B., Cummins J., Epperly M., Qu-Petersen Z., Huard J. 2003. Muscle stem cells differentiate into haematopoietic lineages but retain myogenic potential. Nat. Cell. Biol. 5: 640-646.

46. Chamberlain J.S., Corrado K., Rafael J.A., Cox G.A., Hauser M., Lumeng C. 1997. Interactions between dystrophin and the sarcolemma membrane. Soc. Gen. Physiol. Ser. 52: 19-29.

47. Chamberlain J.S., Metzger J., Reyes M., Townsend D., Faulkner J.A. 2007. Dystrophin-deficient mdx mice display a reduced life span and are susceptible to spontaneous rhabdomyosarcoma. FASEB J. 21: 2195-2204.

48. Chamberlain J.S. 2002. Gene therapy of muscular dystrophy. Hum. Mol. Genet. 11: 2355-2362.

49. Chargé S.B., Rudnicki M.A. 2004. Cellular and molecular regulation of muscle regeneration. Physiol. Rev. 84: 209-238.

50. Collins C.A., Morgan J.E. 2003. Duchenne's muscular dystrophy: animal models used to investigate pathogenesis and develop therapeutic strategies. Int. J. Exp. Pathol. 84: 165-172.

51. Corrado K., Rafael J.A., Mills P.L., Cole N.M., Faulkner J.A., Wang K., Chamberlain J.S. 1996. Transgenic mdx mice expressing dystrophin with a deletion in the actin-binding domain display a "mild Becker" phenotype. J. Cell. Biol. 134: 873-884.

52. Cossu G. 2004. Fusion of bone marrow-derived stem cells with striated muscle may not be sufficient to activate muscle genes. J. Clin. Invest. 114: 15401543.

53. Crawford G.E., Faulkner J.A., Crosbie R.H., Campbell K.P., Froehner S.C., Chamberlain J.S. 2000. Assembly of the dystrophin-associated protein complex does not require the dystrophin COOH-terminal domain. J. Cell. Biol. 150: 13991410.

54. Crawford G.E., Lu Q.L., Partridge T.A., Chamberlain J.S. 2001. Suppression of revertant fibers in mdx mice by expression of a functional dystrophin. Hum. Mol. Genet. 10: 2745-2750.

55. Dalkilic I., Kunkel L.M. 2003. Muscular dystrophies: genes to pathogenesis. Curr. Opin. Genet. Dev. 13: 231-238.

56. Darabi R., Gehlbach K., Bachoo R.M., Kamath S., Osawa M., Kamm K.E., Kyba M., Perlingeiro R.C. 2008. Functional skeletal muscle regeneration from differentiating embryonic stem cells. Nat. Med. 14: 134-143.

57. Deibert M.C., Mcleod B.R., Smith S.D., Liboff A.R. 1994. Ion resonance electromagnetic field stimulation of fracture healing in rabbits with a fibular ostectomy. J. Orthop. Res. 12: 878-885.

58. Delgado J.M., Leal J., Monteagudo J.L., Gracia M.G. 1982. Embryological changes induced by weak, extremely low frequency electromagnetic fields. J. Anat. 134 (Pt 3): 533-551.

59. Disatnik M.H., Chamberlain J.S., Rando T.A.2000. Dystrophin mutations predict cellular susceptibility to oxidative stress. Muscle Nerve. 23: 784-792.

60. Dreyfus P.A., Chretien F., Chazaud B., Kirova Y., Caramelle P., Garcia L., Butler-Browne G., Gherardi R.K. 2004. Adult bone marrow-derived stem cells in muscle connective tissue and satellite cell niches. Am. J. Pathol. 164: 773-779.

61. Dudley R.W., Khairallah M., Mohammed S., Lands L., Des Rosiers C., Petrof B.J. 2006b. Dynamic responses of the glutathione system to acute oxidative stress in dystrophic mouse (mdx) muscles. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 291: R704-R710.

62. Emery A.E. 2002. Muscular dystrophy into the new millennium. Neuromuscul. Disord. 12: 343-349.

63. Ervasti J.M., Campbell K.P. 1993. A role for the dystrophin-glycoprotein complex as a transmembrane linker between laminin and actin. J. Cell. Biol. 122: 809-823.

64. Fadic R. 2005. Cell surface and gene expression regulation molecules in dystrophinopathy: mdx vs. Duchenne. Biol. Res. 38: 375-380.

65. Farini A., Razini P., Erratico S., Torrente Y., Meregalli M. 2009. Cell based therapy for Duchenne muscular dystrophy. J. Cell. Physiol. 221: 526-534.

66. Ferrari G., Cusella-De Angelis G., Coletta M., Paolucci E., Stornaiuolo A., Cossu G., Mavilio F. 1998. Muscle regeneration by bone marrow-derived myogenic progenitors. Science. 279: 1528-1530.

67. Ferrari G., Mavilio F. 2002. Myogenic stem cells from the bone marrow: a therapeutic alternative for muscular dystrophy? Neuromuscul. Disord. 12 (Suppl 1): S7-10.

68. Fertuck H.C., Salpeter M.M. 1974. Localization of acetylcholine receptor by 1251-labeled alpha-bungarotoxin binding at mouse motor endplates. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 71: 1376-1378.

69. Fitzsimmons R.J., Ryaby J.T., Magee F.P., Baylink D.J. 1994. Combined magnetic fields increased net calcium flux in bone cells. Calcif. Tissue Int. 55: 376-380.

70. Franco AJr., Lansman J.B. 1990. Calcium entry through stretch-inactivated ion channels in mdx myotubes. Nature. 344: 670-673.

71. Friedenstein A.J. 1976. Precursor cells of mechanocytes. Int. Rev. Cytol. 47 : 327—359.

72. Galvez B.G., Sampaolesi M., Brunelli S., Covarello D., Gavina M., Rossi

73. B., Constantin G., Torrente Y., Cossu G. 2006. Complete repair of dystrophic skeletal muscle by mesoangioblasts with enhanced migration ability. J. Cell. Biol. 174:231-243.

74. Gang E.J., Darabi R., Bosnakovski D., Xu Z., Kamm K.E., Kyba M., Perlingeiro R.C. 2009. Engraftment of mesenchymal stem cells into dystrophin-deficient mice is not accompanied by functional recovery. Exp. Cell. Res. 315: 2624-2636.

75. Gang E.J., Jeong J.A., Hong S.H., Hwang S.H., Kim S.W., Yang I.H., Ahn

76. C., Han H., Kim H. 2004. Skeletal myogenic differentiation of mesenchymal stem cells isolated from human umbilical cord blood. Stem Cells. 22: 617-624.

77. Gao J., Dennis J.E., Muzic R.F., Lundberg M., Caplan A.I. 2001. The dynamic in vivo distribution of bone marrow-derived mesenchymal stem cells after infusion. Cells Tissues Organs. 169: 12-20.

78. Goodell M.A., Brose K., Paradis G., Conner A.S., Mulligan R.C. 1996. Isolation and functional properties of murine hematopoietic stem cells that are replicating in vivo. J. Exp. Med. 183: 1797-1806.

79. Gregorevic P., Blankinship M.J., Allen J.M., Chamberlain J.S. 2008. Systemic microdystrophin gene delivery improves skeletal muscle structure and function in old dystrophic mdx mice. Mol. Ther. 16: 657-664.

80. Gussoni E., Blau H.M., Kunkel L.M. 1997. The fate of individual myoblasts after transplantation into muscles of DMD patients. Nat. Med. 3: 970-977.

81. Gussoni E., Soneoka Y., Strickland C.D., Buzney E.A., Khan M.K., Flint A.F., Kunkel L.M., Mulligan R.C. 1999. Dystrophin expression in the mdx mouse restored by stem cell transplantation. Nature. 401: 390-394.

82. Hack A.A., Ly C.T., Jiang F., Clendenin C.J., Sigrist K.S., Wollmann R.L., McNally E.M. 1998. Gamma-sarcoglycan deficiency leads to muscle membrane defects and apoptosis independent of dystrophin. J. Cell. Biol. 142: 1279-1287.

83. Haslett J.N., Kang P.B., Han M., Kho A.T., Sanoudou D., Volinski J.M., Beggs A.H., Kohane I.S., Kunkel L.M. 2005. The influence of muscle type and dystrophin deficiency on murine expression profiles. Mamm. Genome. 16: 739748.

84. Haverich A., Graf H. 2002. Stem Cell Transplantation and Tissue Engineering. Springer. 127 p.

85. Hawke T.J., Garry D.J. 2001. Myogenic satellite cells: physiology to molecular biology. J. Appl. Physiol.91: 534-551.

86. Head S.I. 1993. Membrane potential, resting calcium and calcium transients in isolated muscle fibres from normal and dystrophic mice. J. Physiol. 469: 11-19.

87. Heemskerk H., de Winter C.L., van Ommen G.J., van Deutekom J.C., Aartsma-Rus A. 2009. Development of antisense-mediated exon skipping as a treatment for duchenne muscular dystrophy. Ann. N. Y. Acad. Sci. 1175: 71-79.

88. Hoffman E.P., Brown R.H. Jr., Kunkel L.M. 1987. Dystrophin: the protein product of the Duchenne muscular dystrophy locus. Cell. 51: 919-928.

89. Huard J., Cao B., Qu-Petersen Z. 2003. Muscle-derived stem cells: potential for muscle regeneration. Birth Defects Res. C. Embryo Today. 69: 230-237.

90. Jackson K.A., Mi T., Goodell M.A. 1999. Hematopoietic potential of stem cells isolated from murine skeletal muscle. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 96: 1448214486.

91. Kallestad K.M., McLoon L.K. 2010. Defining the heterogeneity of skeletal muscle-derived side and main population cells isolated immediately ex vivo. J. Cell. Physiol. 222: 676-684.

92. Karpati G., Pouliot Y., Zubrzycka-Gaarn E., Carpenter S., Ray P.N., Worton R.G., Holland P. 1989. Dystrophin is expressed in mdx skeletal muscle fibers after normal myoblast implantation. Am. J. Pathol. 135: 27-32.

93. Kim N., Stiegler A.L., Cameron T.O., Hallock P.T., Gomez A.M., Huang J.H., Hubbard S.R., Dustin M.L., Burden S.J. 2008. Lrp4 is a receptor for Agrin and forms a complex with MuSK. Cell. 135: 334-342.

94. Kong J., Anderson J.E., 1999. Dystrophin is required for organizing large acetylcholine receptor aggregates. Brain Res. 839: 298-304.

95. LaBarge M.A., Blau H.M. 2002. Biological progression from adult bone marrow to mononucleate muscle stem cell to multinucleate muscle fiber in response to injury. Cell. Ill: 589-601.

96. Lansman J.B., Franco-Obregón A. 2006. Mechanosensitive ion channels in skeletal muscle: a link in the membrane pathology of muscular dystrophy. Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 33: 649-656.

97. Lapidos K.A., Kakkar R., McNally E.M. 2004b. The dystrophin glycoprotein complex: signaling strength and integrity for the sarcolemma. Circ. Res. 94: 1023-1031.

98. Lee K.H., Baek M.Y., Moon K.Y., Song W.K., Chung C.H., Ha D.B., Kang M.S. 1994. Nitric oxide as a messenger molecule for myoblast fusion. J. Biol. Chem. 269: 14371-14374.

99. Li S., Kimura E., Ng R., Fall B.M., Meuse L., Reyes M., Faulkner J.A., Chamberlain J.S. 2006. A highly functional mini-dystrophin/GFP fusion gene for cell and gene therapy studies of Duchenne muscular dystrophy. Hum. Mol. Genet. 15: 1610-1622.

100. Liang K.W., Nishikawa M., Liu F., Sun B., Ye Q., Huang L. 2004. Restoration of dystrophin expression in mdx mice by intravascular injection of naked DNA containing full-length dystrophin cDNA. Gene Ther. 11: 901-908.

101. Liboff A.R. 1985. Geomagnetic cyclotron resonance in living cells. J. Biol. Phys. 13: 99-102.

102. Liboff A.R. 2003. Ion cyclotron resonance in biological systems: Experimental evidence. In: Stavroulakis P, editor. Biological effects of electromagnetic field. Berlin, Springer. Chapter 2.4: 76-113.

103. Liyanage Y., Hoch W., Beeson D., Vincent A. 2002. The agrin/muscle-specific kinase pathway: new targets for autoimmune and genetic disorders at the neuromuscular junction. Muscle Nerve. 25: 4-16.

104. Lu Q.L., Mann C.J., Lou F., Bou-Gharios G., Morris G.E., Xue S.A., Fletcher S., Partridge T.A., Wilton S.D. 2003. Functional amounts of dystrophin produced by skipping the mutated exon in the mdx dystrophic mouse. Nat. Med. 9: 1009-1014.

105. Lumeng C.N., Phelps S.F., Rafael J.A., Cox G.A., Hutchinson T.L., Begy C.R., Adkins E., Wiltshire R., Chamberlain J.S. 1999. Characterization of dystrophin and utrophin diversity in the mouse. Hum. Mol. Genet. 8: 593-599.

106. Luth E.S., Jun S.J., Wessen M.K., Liadaki K., Gussoni E., Kunkel L.M. 2008. Bone marrow side population cells are enriched for progenitors capable of myogenic differentiation. J. Cell. Sci. 121(Pt 9): 1426-1434.

107. Luz M.A., Marques M.J., Santo Neto H. 2002. Impaired regeneration of dystrophin-deficient muscle fibers is caused by exhaustion of myogenic cells. Braz. J. Med. Biol. Res. 35: 691-695.

108. Lynch G.S., Rafael J.A., Chamberlain J.S., Faulkner J.A. 2000. Contraction-induced injury to single permeabilized muscle fibers from mdx, transgenic mdx, and control mice. Am. J. Physiol. Cell .Physiol. 279: CI290-1294.

109. Mann C.J., Honeyman K., Cheng A.J., Ly T., Lloyd F., Fletcher S., Morgan J.E., Partridge T.A., Wilton S.D. 2001. Antisense-induced exon skipping and synthesis of dystrophin in the mdx mouse. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 98: 42-47.

110. Markert C.D., Atala A., Cann J.IC., Christ G., Furth M., Ambrosio F., Childers M.K. 2009. Mesenchymal stem cells: emerging therapy for Duchenne muscular dystrophy. PMR. 1: 547-559.

111. Marques M.J., Pertille A., Carvalho C.L., Santo Neto H. 2007b Acetylcholine receptor organization at the dystrophic extraocular muscle neuromuscular junction. Anat. Rec. (Hoboken). 290: 846-854.

112. Marques M.J., Taniguti A.P., Minatel E., Neto H.S. 2007a. Nerve terminal contributes to acetylcholine receptor organization at the dystrophic neuromuscular junction ofmdx mice. Anat. Rec. (Hoboken). 290: 181-187.

113. Matsuda R., Nishikawa A., Tanaka H. 1995. Visualization of dystrophic muscle fibers in mdx mouse by vital staining with evans blue: evidence of apoptosis in dystrophin-deficient muscle. J. Biochem. 118: 959-964.

114. Mauro A. 1961. Satellite cell of skeletal muscle fibers. J. Biophys. Biochem. Cytol. 9: 493-495.

115. McKinney-Freeman S.L., Jackson K.A., Camargo F.D., Ferrari G., Mavilio F., Goodell M.A. 2002. Muscle-derived hematopoietic stem cells are hematopoietic in origin. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 99: 1341-1346.

116. Megeney L.A., Kablar B., Garrett K., Anderson J.E., Rudnicki M.A. 1996. MyoD is required for myogenic stem cell function in adult skeletal muscle. Genes Dev. 10: 1173-1183.

117. Minatel E., Neto H.S., Marques M.J. 2001. Acetylcholine receptors and neuronal nitric oxide synthase distribution at the neuromuscular junction of regenerated muscle fibers. Muscle Nerve. 24: 410-416.

118. Muskiewicz IC.R., Frank N.Y., Flint A.F., Gussoni E. 2005. Myogenic potential of muscle side and main population cells after intravenous injection into sub-lethally irradiated mdx mice. J. Histochem. Cytochem. 53: 861-873.

119. Nakae Y., Stoward P.J., Kashiyama T., Shono M., Akagi A., Matsuzaki T., Nonaka I. 2004. Early onset of lipofuscin accumulation in dystrophin-deficient skeletal muscles of DMD patients and mdx mice. J. Mol. Histol. 35: 489-499.

120. Nakae Y., Steward P.J., Shono M., Matsuzaki T. 2001. Most apoptotic cells in mdx diaphragm muscle contain accumulated lipofuscin. Histochem. Cell. Biol. 115:205-214.

121. Nakamura A., Takeda S. 2009. Exon-skipping therapy for Duchenne muscular dystrophy. Neuropathology. 29: 494-501.

122. Nicholson L.V., Johnson M.A., Bushby K.M., Gardner-Medwin D. 1993. Functional significance of dystrophin positive fibres in Duchenne muscular dystrophy. Arch. Dis. Child. 68: 632-636.

123. Niebrój-Dobosz I., Hausmanowa-Petrusewicz I. 2005. The involvement of oxidative stress in determining the severity and progress of pathological processes in dystrophin-deficient muscles. Acta Biochim. Pol. 52: 449-452.

124. Odom G.L., Gregorevic P., Allen J.M., Finn E., Chamberlain J.S. 2008. Microutrophin delivery through rAAV6 increases lifespan and improves muscle function in dystrophic dystrophin/utrophin-deficient mice. Mol. Ther. 16: 15391545.

125. Odom G.L., Gregorevic P., Chamberlain J.S. 2007. Viral-mediated gene therapy for the muscular dystrophies: successes, limitations and recent advances. Biochim. Biophys. Acta. 1772: 243-262.

126. Ohlendieck K., Campbell K.P. 1991. Dystrophin-associated proteins are greatly reduced in skeletal muscle from mdx mice. J. Cell. Biol. 115: 1685-1694.

127. Orlic D., Kajstura J., Chimenti S., Jakoniuk I., Anderson S.M., Li B., Pickel J., McKay R., Nadal-Ginard B., Bodine D.M., Leri A., Anversa P. 2001. Bone marrow cells regenerate infarcted myocardium. Nature. 410: 701-705.

128. Parise G., O'Reilly C.E., Rudnicki M.A. 2006. Molecular regulation of myogenic progenitor populations. Appl. Physiol. Nutr. Metab. 31: 773-781.

129. Partridge T.A. 1997. Models of dystrophinopathy, pathological mechanisms and assessment of therapies. In: Dystrophin gene, protein and cell biology. Ed. by S.C. Brown, J.A. Lucy. Cambridge University Press. 1: 310-327.

130. Partridge T.A., Morgan J.E., Coulton G.R., Hoffman E.P., Kunkel L.M. 1989. Conversion of mdx myofibres from dystrophin-negative to -positive by injection of normal myoblasts. Nature. 337: 176-179.

131. Pawlikowski B., Lee L., Zuo J., Kramer R.LI. 2009. Analysis of human muscle stem cells reveals a differentiation-resistant progenitor cell population expressing Pax7 capable of self-renewal. Dev. Dyn. 238: 138-149.

132. Péault B., Rudnicki M., Torrente Y., Cossu G., Tremblay J.P., Partridge T., Gussoni E., Kunkel L.M,. Huard J. 2007. Stem and progenitor cells in skeletal muscle development, maintenance, and therapy. Mol. Ther. 15: 867-877.

133. Petrof B.J., Shrager J.B., Stedman H.H., Kelly A.M., Sweeney H.L. 1993. Dystrophin protects the sarcolemma from stresses developed during muscle contraction. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 90: 3710-3714.

134. Petrof B.J. 2002. Molecular pathophysiology of myofiber injury in deficiencies of the dystrophin-glycoprotein complex. Am. J. Phys. Med. Rehabil. 81(11 Suppl): S162-174.

135. Phelps S.F., Hauser M.A., Cole N.M., Rafael J.A., Hinkle R.T., Faulkner J.A., Chamberlain J.S. 1995. Expression of full-length and truncated dystrophin mini-genes in transgenic mdx mice. Hum. Mol. Genet. 4: 1251-1258.

136. Prins K.W., Humston J.L., Mehta A., Tate V., Ralston E., Ervasti J.M. 2009. Dystrophin is a microtubule-associated protein. J. Cell. Biol. 186: 363-369.

137. Rafael J.A., Townsend E.R., Squire S.E., Potter A.C., Chamberlain J.S., Davies K.E. 2000. Dystrophin and utrophin influence fiber type composition and post-synaptic membrane structure. Hum. Mol. Genet. 9: 1357-1367.

138. Rando T.A., Disatnik M.H., Yu Y., Franco A. 1998. Muscle cells from mdx mice have an increased susceptibility to oxidative stress. Neuromuscul. Disord. 8: 14-21.

139. Reed P., Bloch R.J. 2005. Postnatal changes in sarcolemmal organization in the mdx mouse. Neuromuscul. Disord. 15: 552-561.

140. Rodino-Klapac L.R, Chicoine L.G., Kaspar B.K., Mendell J.R. 2007. Gene therapy for duchenne muscular dystrophy: expectations and challenges. Arch. Neurol. 64: 1236-1241.

141. Rybakova I.N., Patel J.R., Ervasti J.M. 2000. The dystrophin complex forms a mechanically strong link between the sarcolemma and costameric actin. J. Cell. Biol. 150: 1209-1214.

142. Sampaolesi M., Blot S., D'Antona G., Granger N., Tonlorenzi R., Innocenzi A., Mognol P., Thibaud J.L., Galvez B.G., Barthélémy I., Perani L., Mantero S., Guttinger M., Pansarasa O., Rinaldi C., Cusella De Angelis M.G., Torrente Y.,

143. Bordignon C., Bottinelli R., Cossu G. 2006. Mesoangioblast stem cells ameliorate muscle function in dystrophic dogs. Nature. 444: 574-579.

144. Sanes J.R., Lichtman J.W. 2001. Induction, assembly, maturation and maintenance of a postsynaptic apparatus. Nat. Rev. Neurosci. 2: 791-805.

145. Seale P., Rudnicki M.A. 2000. A new look at the origin, function, and "stem-cell" status of muscle satellite cells. Dev. Biol. 218: 115-124.

146. Seale P., Sabourin L.A., Girgis-Gabardo A., Mansouri A., Gruss P., Rudnicki M.A. 2000. Pax7 is required for the specification of myogenic satellite cells. Cell. 102: 777-786.

147. Shi X., Garry D.J. 2006. Muscle stem cells in development, regeneration, and disease. Genes Dev. 20: 1692-1708.

148. Sicinski P., Geng Y., Ryder-Cook A.S., Barnard E.A., Darlison M.G., Barnard P.J. 1989. The molecular basis of muscular dystrophy in the mdx mouse: a point mutation. Science. 244: 1578-1580.

149. Smith S.D., McLeod B.R., Liboff A.R., Cooksey K. 1987. Calcium cyclotron resonance and diatom mobility. Bioelectromagnetics. 8: 215-227.

150. Spangrude G.J., Heimfeld S., Weissman I.L. 1988. Purification and characterization of mouse hematopoietic stem cells. Science. 241: 58-62.

151. Spencer M.J., Walsh C.M., Dorshkind K.A., Rodriguez E.M., Tidball J.G. 1997. Myonuclear apoptosis in dystrophic mdx muscle occurs by perforin-mediated cytotoxicity. J. Clin. Invest. 99: 2745-2751.

152. Sell S. 2004. Stem cells handbook. Totowa, New Jersey, Humana Press. 528 P

153. Stewart F.M., Crittenden R.B., Lowry P.A., Pearson-White S., Quesenbeny P.J. 1993. Long-term engraftment of normal and post-5-fluorouracil murine marrow into normal nonmyeloablated mice. Blood. 81: 2566-2571.

154. Straub V., Bittner R.E., Léger J.J., Voit T. 1992. Direct visualization of the dystrophin network on skeletal muscle fiber membrane. J. Cell. Biol. 119: 11831191.

155. Straub V., Rafael J.A., Chamberlain J.S., Campbell K.P. 1997. Animal models for muscular dystrophy show different patterns of sarcolemmal disruption. J. Cell. Biol. 139: 375-385.

156. Suchyna T.M., Sachs F. 2007. Mechanosensitive channel properties and membrane mechanics in mouse dystrophic myotubes. J. Physiol. 581(Pt 1): 369387.

157. Sun D., Martinez C.O., Ochoa O., Ruiz-Willhite L., Bonilla J.R., Centonze V.E., Waite L.L., Michalek J.E., McManus L.M., Shireman P.K. 2009. Bone marrow-derived cell regulation of skeletal muscle regeneration. FASEB J. 23: 382395.

158. Sweeney H.L., Barton E.R. 2000. The dystrophin-associated glycoprotein complex: what parts can you do without? Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 97: 1346413466.

159. Takahashi K., Tanabe K., Ohnuki M., Narita M., Ichisaka T., Tomoda K., Yamanaka S. 2007. Induction of pluripotent stem cells from adult human fibroblasts by defined factors. Cell. 131: 861-872.

160. Takahashi K., Yamanaka S. 2006. Induction of pluripotent stem cells from mouse embryonic and adult fibroblast cultures by defined factors. Cell. 126: 663676.

161. Tamaki T., Akatsuka A., Ando K., Nakamura Y., Matsuzawa H., Hotta T., Roy R.R., Edgerton V.R. 2002. Identification of myogenic-endothelial progenitor cells in the interstitial spaces of skeletal muscle. J. Cell. Biol. 157: 571-577.

162. Tare R.S., Babister J.C., Kanczler J., Oreffo R.O. 2008. Skeletal stem cells: phenotype, biology and environmental niches informing tissue regeneration. Mol. Cell. Endocrinol. 288: 11-21.

163. Terada M., Lan Y.B., Kawano F., Ohira T., Higo Y., Nakai N., Imaizumi K., Ogura A., Nishimoto N., Adachi Y., Ohira Y. 2010. Myonucleus-related properties in soleus muscle fibers of mdx mice. Cells Tissues Organs. 191: 248-259.

164. Thomson J.A., Itskovitz-Eldor J., Shapiro S.S., Waknitz M.A., Swiergiel J J., Marshall V.S., Jones J.M. 1998. Embryonic stem cell lines derived from human blastocysts. Science. 282: 1145-1147.

165. Tian C., Lu Y., Gilbert R., Karpati G. 2008. Differentiation of murine embryonic stem cells in skeletal muscles of mice. Cell Transplant. 17: 325-335.

166. Tidball J.G., Albrecht D.E., Lokensgard B.E., Spencer M.J. 1995. Apoptosis precedes necrosis of dystrophin-deficient muscle. J. Cell. Sci. 108 ( Pt 6): 21972204.

167. Tidball J.G., Wehling-Henricks M. 2007b. Macrophages promote muscle membrane repair and muscle fibre growth and regeneration during modified muscle loading in mice in vivo. J. Physiol. 578(Pt l):327-336.

168. Tidball J.G., Wehling-Henricks M. 2007a. The role of free radicals in the pathophysiology of muscular dystrophy. J. Appl. Physiol. 102: 1677-1686.

169. Torres L.F., Duchen L.W. 1987. The mutant mdx: inherited myopathy in the mouse. Morphological studies of nerves, muscles and end-plates. Brain. 110 ( Pt 2): 269-299.

170. Tourovskaia A., Li N., Folch A. 2008. Localized acetylcholine receptor clustering dynamics in response to microfluidic focal stimulation with agrin. Biophys J. 95: 3009-3016.

171. Turk R., Sterrenburg E., de Meijer E,J., van Ommen G.J., den Dünnen J.T., 't Hoen P.A. 2005. Muscle regeneration in dystrophin-deficient mdx mice studied by gene expression profiling. BMC Genomics. 6: 98.

172. Vincze G., Szasz A., Liboff A.R. 2008. New theoretical treatment of ion resonance phenomena. Bioelectromagnetics. 29: 380-386.

173. Wakayama Y., Schotland D.L., Bonilla E., Orecchio E. 1979. Quantitative ultrastructural study of muscle satellite cells in Duchenne dystrophy. Neurology. 29: 401-407.

174. Wang B., Li J., Fu F.H., Xiao X. 2009. Systemic human minidystrophin gene transfer improves functions and life span of dystrophin and dystrophin/utrophin-deficient mice. J. Orthop. Res. 27: 421-426.

175. Watchko J.F., O'Day T.L., Hoffman E.P. 2002. Functional characteristics of dystrophic skeletal muscle: insights from animal models. J. Appl. Physiol. 93: 407417.

176. Wehling M., Spencer M.J., Tidball J.G. 2001. A nitric oxide synthase transgene ameliorates muscular dystrophy in mdx mice. J. Cell. Biol. 155: 123131.

177. Whitehead N.P., Yeung E.W., Allen D.G. 2006. Muscle damage in mdx (dystrophic) mice: role of calcium and reactive oxygen species. Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 33: 657-662.

178. Williams M.W., Bloch R.J. 1999. Extensive but coordinated reorganization of the membrane skeleton in myofibers of dystrophic (mdx) mice. J. Cell. Biol. 144: 1259-1270.

179. Wilton S.D., Dye D.E., Blechynden L.M., Laing N.G. 1997. Revertant fibres: a possible genetic therapy for Duchenne muscular dystrophy? Neuromuscul. Disord. 7: 329-335.

180. Witzemann V. 2006. Development of the neuromuscular junction. Cell Tissue Res. 326:263-271.

181. Woods C.E., Novo D., DiFranco M., Capote J., Vergara J.L. 2005. Propagation in the transverse tubular system and voltage dependence of calcium release in normal and mdx mouse muscle fibres. J. Physiol. 568(Pt 3): 867-880.

182. Woods C.E., Novo D., DiFranco M., Vergara J.L. 2004. The action potential-evoked sarcoplasmic reticulum calcium release is impaired in mdx mouse muscle fibres. J. Physiol. 557(Pt 1): 59-75.

183. Wozniak A.C., Kong J., Bock E., Pilipowicz O., Anderson J.E. 2005. Signaling satellite-cell activation in skeletal muscle: markers, models, stretch, and potential alternate pathways. Muscle Nerve. 31: 283-300.

184. Xu R., Salpeter M.M. 1997. Acetylcholine receptors in innervated muscles of dystrophic mdx mice degrade as after denervation. J. Neurosci. 17: 8194-8200.

185. Yablonka-Reuveni Z., Anderson J.E. 2006. Satellite cells from dystrophic (mdx) mice display accelerated differentiation in primary cultures and in isolated myofibers. Dev. Dyn. 235: 203-212.1. C^

186. Yang X., Arber S., William C., Li L., Tanabe Y., Jessell T.M., Birchmeier

187. C., Burden S.J. 2001. Patterning of muscle acetylcholine receptor gene expression in the absence of motor innervation. Neuron. 30: 399-410.

188. Yeung E.W., Whitehead N.P., Suchyna T.M., Gottlieb P.A., Sachs F., Allen

189. D.G. 2005. Effects of stretch-activated channel blockers on Ca2+.i and muscle damage in the mdx mouse. J. Physiol. 562(Pt 2): 367-380.

190. Yin H., Moulton H.M., Betts C., Seow Y., Boutilier J., Iverson P.L., Wood M.J. 2009. A fusion peptide directs enhanced systemic dystrophin exon skipping and functional restoration in dystrophin-deficient mdx mice. Hum. Mol. Genet. 18: 4405-4414.

191. Yin H., Moulton H.M., Seow Y., Boyd C., Boutilier J., Iverson P., Wood M.J. 2008. Cell-penetrating peptide-conjugated antisense oligonucleotides restore systemic muscle and cardiac dystrophin expression and function. Hum. Mol. Genet. 17: 3909-3918.

192. Yokota T., Lu Q.L., Partridge T., Kobayashi M., Nakamura A., Takeda S., Hoffman E. 2009. Efficacy of systemic morpholino exon-skipping in Duchenne dystrophy dogs. Ann. Neurol. 65: 667-676.

193. Zhadin M.N. 2001. Review of russian literature on biological action of DC and low-frequency AC magnetic fields. Bioelectromagnetics. 22: 27-45.

194. Zhuang W., Eby J.C., Cheong M., Mohapatra P.K., Bredt D.S., Disatnik M.H., Rando T.A. 2001. The susceptibility of muscle cells to oxidative stress is independent of nitric oxide synthase expression. Muscle Nerve. 24: 502-511.