Термодинамический анализ роли межмолекулярных взаимодействий в функциональности биополимеров в многокомпонентных растворах и коллоидных системах тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.04, доктор химических наук Семёнова, Мария Германовна

• Семёнова, Мария Германовна
• доктор химических наук
• 2007

Оглавление диссертации доктор химических наук Семёнова, Мария Германовна

ВВЕДЕНИЕ.

ЦЕЛЬ И ОСНОВНЫЕ ЗАДАЧИ РАБОТЫ.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ.

Основные материалы, используемые в работе.

Основные методы исследования, используемые в работе

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

Часть I. Взаимодействия между биополимерами.

Глава 1. Роль самоассоциации биополимеров в формировании структуры многокомпонентных водных растворов и коллоидных систем.

1.1. Параметры, характеризующие самоассоциацию биополимеров в растворе

1.2. Определение параметров, характеризующих самоассоциацию биополимеров в растворе, методом лазерного светорассеяния

1.3. Взаимосвязь между самоассоциацией биополимеров и их структурообразующей способностью в растворах и коллоидных системах

1.3.1. Термодинамический анализ данных светорассеяния по влиянию ионов кальция на молекулярные и термодинамические параметры казеината натрия в водном растворе: взаимосвязь с флоккуляцией прямых эмульсий, типа масла в воде, стабилизированных белком.

1.3.2. Самоассоциация наночастиц казеината натрия в растворе и в прямых эмульсиях: влияние температуры, рН и содержания ионов кальция.

1.3.3. Термодинамический анализ факторов, контролирующих притяжение между каплями прямой эмульсии, покрытых белковыми адсорбционными слоями, в поле сил сдвига

1.3.4. Термодинамический анализ факторов, контролирующих самоассоциацию и функциональные свойства белков в присутствии низкомолекулярных Сахаров

Глава 2. Ключевые факторы, определяющие характер (природу и силу) взаимодействий между различающимися по природе биополимерами в водной среде

2.1. Количественная термодинамическая оценка характера (природы и силы) взаимодействий между различающимися по природе биополимерами по величине перекрёстного второго вириального коэффициента.

2.2. Влияние молекулярной структуры биополимеров на характер их взаимодействия в водной среде.

Глава 3. Роль характера парных взаимодействий между различающимися по природе биополимерами в формировании структуры многокомпонентных растворов и коллоидных систем.

3.1. Вклад слабых и обратимых физических взаимодействий между биополимерами в структурообразование растворов и коллоидных систем

3.1.1. Смешанные водные растворы.

3.1.2. Смешанные коллоидные системы.

3.1.2.1. Влияние нейтрального полисахарида декстрана на эмульгирующую способность глобулярных белков: легумина и бычьего сывороточного альбумина

3.1.2.2. Влияние характера взаимодействий между декстраном и легумином на поверхностную активность легумина на плоской границе раздела фаз масло-вода

3.1.2.3. Влияние фазового состояния и состава смешанного раствора термодинамически несовместимых декстрана и легумина на изотерму адсорбг{ии легумина на каплях эмульсии типа масла в воде

3.1.2.4. Влияние высокометоксилированного пектината на свойства эмульсий типа масла вводе, стабилизированных asi - казеином и fi-казеином.

3.2. Вклад формирования ковалентных коньюгатов между биополимерами в структурообразование коллоидных систем

Часть II. Взаимодействия биополимеров с низкомолекулярными амфифильными соединениями.

Глава 1. Модификация структурообразующей функции биополимеров посредством взаимодействия с низкомолекулярными поверхностно-активными соединениями (ПАВ)

1.1. Бинарные системы: биополимер - ПАВ.

1.1.1. Бинарные системы: белок - ПАВ.

1.1.1.1. Термодинамический анализ взаимосвязи между структурными особенностями белков и низкомолекулярных ПАВ и преимущественным характером их взаимодействия в водной среде (ниже ККМ).

1.1.1.2. Модификация молекулярных и термодинамических параметров белков в результате их взаимодействия с индивидуальными молекулами ПАВ в водной среде (ниже ККМ).

1.1.1.3. Модификация поверхностной активности белков на границе раздела фаз воздух-вода в результате их взаимодействия с индивидуальными молекулами ПАВ в водной среде (ниже ККМ).

1.1.1.4. Особенности, как взаимодействий белок-ПАВ, так и модификации молекулярных и термодинамических параметров белков в комплексе с ПАВ в области концентрации ПАВ выше их ККМ.

1.1.1.5. Модификация пенообразующей способности казеината натрия в результате его взаимодействия с мицеллами ПАВ в водной среде (выше ККМ).

1.1.2. Бинарные системы: полисахарид - ПАВ.

1.1.2.1. Термодинамический анализ взаимосвязи между структурными особенностями нейтральных полисахаридов и низкомолекулярных ПАВ и преимущественным характером их взаимодействия в водной среде (ниже ККМ).

1.1.2.2. Модификация молекулярных и термодинамических параметров полисахаридов в результате га взаимодействия с индивидуальными молекулами ПАВ в водной среде (ниже ККМ).

1.1.2.3. Модификация поверхностной активности полисахаридов и ПАВ на границе раздела фаз воздух-вода в результате их взаимодействия в водной среде (ниже ККМ).

1.2. Тройные системы: белок - полисахарид - ПАВ.

Глава 2. Взаимодействие биополимеров с ароматобразующими соединениями, как один из ключевых факторов в регулировании аромата биополимер - содержащих систем

2.1. Бинарные системы: биополимер - ароматобразующее соединение.

2.1.1. Роль структуры белка в связывании ароматобразующих соединений.

2.1.2. Влияние связывания гексил ацетата с легумином на молекулярные и термодинамические свойства белка в водной среде.

2.1.2.1. Влияние связывания НхАс с легумином на конформационную стабильность белка.

2.1.2.2. Влияние связывания НхАс с легумином на молекулярные и термодинамические параметры белка в водной среде.

2.1.3. Роль структуры ароматобразующих соединений в связывании с белком.

2.1.3.1. Роль длины углеводородного радикала в связывании алкилацетатов с глобулярным белком - легумином.

2.1.3.2. Особенности связывания с легумином метамерных сложных ароматобразующих эфиров, различающихся положением эфирной группы в углеводородной цепочке (С$) их молекул.

2.1.3.3. Роль структуры ароматобразующих сложных эфиров в их конкурентном связывании с легумином из их смесей

2.2. Тройные системы: биополимер] - биополимерг - ароматобразующее соединение

2.2.1. Связывание НхАс с мальтодекстринами. Сравнение со связыванием НхАс с легумином.

2.2.2. Влияние мальтодекстринов на связывание НхАс с легумином в их эквимассовом растворе: мальтодекстрин + легумин + вода.

2.2.2.1. Связывание НхАс с легумином в его эквимассовом смешанном растворе с мальтодекстрином SA-2.

2.2.2.2. Связывание НхАс с легумином в его эквимассовом смешанном растворе с мальтодекстрином SA-6.

2.2.3. Влияние образования ковалентных конъюгатов между легумином и мальтодекстринами на связывающую способность легумина по отношению к

2.2.3.1. Связывание НхАс с ковалентным коньюгатом легумина с мальтодекстрином SA

2.2.3.2. Связывание НхАс с ковалентным коньюгатом легумина с мальтодекстрином SA

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Термодинамический анализ роли межмолекулярных взаимодействий в функциональности биополимеров в многокомпонентных растворах и коллоидных системах»

Наиболее широко представленными в природе биополимерами являются белки и полисахариды, которые, благодаря большому разнообразию их молекулярных структур и свойств, выполняют множество важных и хорошо известных биологических функций, как в организме человека и животных, так и в растениях. При этом одной из ключевых функций белков и полисахаридов, вытекающих из их полимерной природы, является их структурообразующая функция. В её основе лежат ярко выраженные способности биополимеров к самоассоциации, конформационным изменениям, адсорбции на границах раздела фаз, а также к фазовому расслоению или, напротив, к комплексообразованию с отличающимися по своей молекулярной природе биополимерами и низкомолекулярными соединениями. Так, например, благодаря этой функции, биополимеры участвуют в построении клеточных мембран и структуры различных тканей и жидких сред в живых организмах и растениях, а также, способны гибко регулировать ионный, глюкозный или липидный обмен между клеткой и её окружением.

В настоящее время во всём мире отмечается растущий интерес к использованию структурообразующей функции биополимеров in vitro для создания продукции, обладающей усовершенствованной или уникальной структурой и свойствами, а также высокой физической стабильностью. Этот интерес, с одной стороны, подготовлен накопленными глубокими знаниями о молекулярных свойствах индивидуальных биополимеров, способах их очистки и выделения из природного сырья, а также успехами в их широкомасштабном производстве и длительном хранении. С другой стороны, он вызван возрастающей потребностью, в частности, пищевой, фармацевтической и косметической промышленности в разнообразных экологически чистых и высоко функциональных ингредиентах для разработки и выпуска, так называемой, «функциональной» продукции нового поколения, отличающейся ярко выраженным положительным воздействием на здоровье людей и, тем самым, на качество их жизни. Положительными особенностями биополимеров, как потенциальных базовых ингредиентов для таких продуктов, наряду с их высокой полифункциональностью, являются также их биосовместимость и нетоксичность. Кроме того, перспективность промышленного использования биополимеров, очевидно, определяется большим разнообразием их молекулярных структур и свойств, что открывает широкие возможности для молекулярного дизайна продукции нового поколения с уникальной структурой и свойствами.

Более того, растущий интерес к функциональности биополимеров вызван также новыми экологическими требованиями сегодняшнего дня к химической индустрии в целом, а именно к разработке и выпуску биодеградируемых материалов.

Однако, в то же время, как показала практика, для целенаправленного использования биополимеров в качестве функционально - активных ингредиентов, знание только их индивидуальных макромолекулярных свойств оказалось абсолютно недостаточным. Как правило, если основываться только на этих знаниях, то результат введения биополимеров в реально важные многокомпонентные системы, содержащие смеси различных по природе биополимеров и низкомолекулярных веществ (солей, липидов, низкомолекулярных Сахаров, ароматобразующих соединений, и т.д.), может оказаться даже противоположным ожидаемому.

Таким образом, к моменту начала нашей работы, было уже очевидно, что эффективное, целенаправленное и контролируемое использование биополимеров in vitro станет возможным только при ясном понимании роли межмолекулярных взаимодействий в их функциональности в многокомпонентных системах определённого состава.

При этом среди наиболее распространённых и востребованных многокомпонентных систем, особое место занимают системы коллоидного типа на основе водных растворов биополимеров, т.е. такие, которые наряду с водной фазой (дисперсионной средой) содержат также тонко диспергированную масляную или воздушную фазу. Особый интерес к таким коллоидным системам может объясняться тем, что, с одной стороны, они составляют основную массу разнообразной традиционной продукции пищевой, косметической и фармацевтической промышленности, а, с другой стороны, - являются наиболее перспективными с точки зрения инноваций, предоставляя большие возможности для разработки широкой гаммы продуктов нового поколения с легко варьируемым составом и структурой, что, в итоге, могло бы удовлетворить разнообразным и даже эксклюзивным запросам потребителей.

Таким образом, основным направлением нашей работы было выяснение роли межмолекулярных взаимодействий в структурообразующих способностях биополимеров в многокомпонентных водных растворах и коллоидных системах. При этом для достижения более глубокого понимания этой роли, мы проводили исследования в заданных экспериментальных условиях на модельных растворах и коллоидных системах, содержащих ограниченное число компонентов. Кроме того, используя термодинамический подход, мы пытались подойти к пониманию молекулярных механизмов, лежащих в основе формирования, стабилизации и разрушения структуры в таких системах, выявляя основные взаимосвязи в ряду: молекулярная структура ключевых компонентов - термодинамика межмолекулярных взаимодействий -функциональность ключевых компонентов - структура и стабильность модельных растворов и коллоидных систем.

ЦЕЛЬ И ОСНОВНЫЕ ЗАДАЧИ РАБОТЫ

Цель работы состояла в термодинамическом анализе роли межмолекулярных взаимодействий в процессах формирования структуры и свойств, в объёме и на границе раздела фаз, в многокомпонентных растворах и коллоидных системах, содержащих в качестве основных компонентов такие биополимеры, как белки и полисахариды.

Для достижения поставленной цели были определены следующие конкретные задачи:

1. Установить основные взаимосвязи между надмолекулярной организацией белков и формированием структуры водных растворов и коллоидных систем на их основе.

2. Установить ключевые факторы, определяющие характер (природу и силу) взаимодействий различающихся по природе биополимеров в водной среде.

3. Установить основные взаимосвязи между характером взаимодействий различающихся по природе биополимеров и их способностью к формированию структуры и свойств в водных растворах и коллоидных системах на их основе.

4. Изучить роль взаимодействий биополимеров с низкомолекулярными поверхностно активными веществами (ПАВ) в модификации молекулярных параметров и структурообразующих функций биополимеров в объёме и на границе раздела фаз в водных растворах и коллоидных системах на их основе.

5. Изучить закономерности взаимодействий биополимеров с ароматобразующими соединениями.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

Основные материалы, используемые в работе

Легумин (11S глобулин) - основной запасной белок бобовых, был выделен из семян кормовых бобов по методу, который был описан в работе [1]. Гомогенность выделенного легумина была оценена методом седиментации в фосфатном буфере при рН 8.0 и ионной силе 0.05 М. На седиментограмме был найден один пик легумина с коэффициентом седиментации 12S. asr казеин и J3- казеин - основные белковые фракции основного белка молока - казеина, были выделены в Hannah Research Institute (Ayr, Scotland) из свежего молока путём последовательного кислотного осаждения, промывки, переосаждения, растворения в мочевине с последующей ионообменной хроматографией и диализом. По данным высокоскоростной жидкостной хроматографии чистота выделенных белков составляла > 98 % по весу образца.

Лиофильно-высушенный образец казеината натрия (натриевая форма основного белка молока - казеина), (90.4 вес % сухого белка, 4.2 вес % золы, 5.1 вес % влажности, 0.09 вес % ионов кальция, 1.4 вес % ионов натрия, 0.01 вес % ионов калия) был поставлен DMV International (Veghel, Netherlands).

Бычий сывороточный альбумин (БСА) - основной белок крови, был поставлен Sigma Chemicals.

Овальбумин (ОВА) - основной белок яиц, был поставлен Sigma Chemicals

Фибриноген, белок крови, (высокой чистоты, Литва) был использован без дополнительной очистки.

Цитрусовый пектин со средней степенью этерификации (58%) был поставлен фирмой "Koch-Light, UK". Высокометоксилированный цитрусовый пектин (степень этерификации 75%; тип 104) был поставлен фирмой «Citrus Colloids Limited, UK». Перед исследованиями образцы пектина были переосаждены в подкисленном изопропаноле по методике, описанной в работе [2]. Водные растворы переосаждённых пектинов были отдиализованы против бидистиллированной воды и затем лиофильно высушены.

Декстраны (Т 40 и 500) были поставлены Sigma Chemicals, а декстраны (Т 250 и 2000) - Pharmacia Chemicals и были использованы без дополнительной очистки.

Альгинаты натрия, выделенные из бурых водорослей (высокой чистоты, Россия), перед исследованиями, были переосаждены в подкисленном изопропаноле по методике, описанной в работе [2]. Водные растворы переосаждённых альгинатов были отдиализованы против бидистиллированной воды и затем лиофильно высушены

Карбоксиметилцеллюлоза (высокой чистоты, Россия) была использована без дополнительной очистки.

Амилоза и амилопектин, выделенные из картофельного крахмала были поставлены Sigma Chemicals и использованы без дополнительной очистки.

Мальтодекстрины (Paselli SA-2, MD-6, MD-10, фирмы Avebe) были использованы без дополнительной очистки.

Низкомолекулярные поверхностно активные вещества (ПАВ) (использовались так, как были поставлены фирмами изготовителями без дополнительной очистки): деканоат натрия был поставлен фирмой Sigma Chemicals; CITREM, SSL, PGE(80) были поставлены фирмой Danisco Cultor, Denmark. Соевый фосфолипид "Lipoid S-21" был поставлен фирмой Lipoid GmbH Company, Germany.

Сахароза (> 99.5%) была поставлена компанией Реахим, Россия (для экспериментов по светорассеянию) и British Sugar pic (для реологических измерений и микроскопии).

Глюконо-8 -лактон (> 99% чистоты) был поставлен фирмой Sigma Chemicals.

Ароматобразующие эфиры: алкилацетаты: бутилацетат (ВиАс), амилацетат (AmАс), гексилацетат (НхАс), гептилацетат (НрАс), октилацетат (ОсАс), бутилбутират (BuBu), этилгексоат (EtGex) и гептилформиат (HpForm) и метиловые эфиры карбоновых кислот: пентановой кислоты (МЕРА), гексановой кислоты (МЕНА), октановой кислоты, (МЕОА), нонановой кислоты (MENA) были поставлены компанией Реахим, Россия (95% чистоты) и были очищены перегонкой до 99% чистоты.

Органические растворители, используемые в экспериментах, а именно, ацетон, этанол, диэтиловый эфир, бензол, толуол, н-тетрадекан, декан были поставлены компанией Реахим, Россия (> 99% чистоты) и были использованы без дополнительной очистки.

Цетил бромид (99% 1-бромгексадекан) был поставлен фирмой Sigma Chemicals.

Соли, шёлочи и кислоты высокой степени чистоты (> 99% чистоты), были использованы для приготовления буферов.

Все водные растворы были приготовлены с использованием бидистиллированной воды.

Подсолнечное масло для приготовления эмульсий типа масло в воде было очищено от свободных жирных кислот и холестерина, пропусканием через колонку, заполненную флорисилом (Sigma Chemicals) по методике, описанной в работе [3] (для очистки 50г масла необходимо 4 г флорисила).

Основные методы исследования, используемые в работе Приготовление растворов биополимеров.

Растворы биополимеров с необходимой концентрацией готовили, используя определённые буферы (фосфатные, ацетатные, Tris-HCL), при комнатной температуре (20 - 22 °С). Для удаления небольшой доли нерастворимого остатка (как правило, около 3 вес%) в растворяемых образцах биополимеров - проводили центрифугирование их растворов (4000 об/мин, 30 мин, 20 °С). Концентрацию биополимеров в растворе, как правило, определяли, рефрактометрическим методом, используя рефрактометр Shimadzu (Япония), и заранее определённые инкременты преломления биополимеров в соответствующем буфере. Кроме этого, концентрацию белков в растворе определяли методом Биурета [4], а концентрацию полисахаридов - фенол -сернокислотным методом [5], используя для этого спектрофотометр Beckman DU-70 (USA) и построенные калибровочные кривые.

Приготовление растворимых агрегатов термоденатурированного легумина.

Раствор нативного легумина (1 вес%) готовили в фосфатном буфере (рН 7.2, ионная сила 0.05М), как описано выше. Определённые аликвоты (25 мл) раствора белка помещали в стеклянные ампулы, которые запаивали. Затем эти ампулы прогревали при 90°С в течение 30 мин. на водяной бане, после этого их охлаждали до комнатной температуры (22 ± 2 °С) и выдерживали в течение 20 часов для установления равновесия. Уровень термоденатурации белка в растворе был охарактеризован дифференциальной сканирующей калориметрией (ДСК) при помощи микрокалориметра ДАСМ-4М (Пущино, Россия). При этом на термограмме не было зафиксировано никаких изменений теплоёмкости белка при сканировании по температуре, что свидетельствовало о значительной степени денатурации белковой глобулы.

Приготовление растворов амилозы и амилопектина.

Лиофильно - высушенные образцы амилозы и амилопектина растворяли сначала в 2 объёмах растворителя (рН 7.0, 0.04М NaCl + 0.01М фосфатного буфера), затем через 1 мин к полученным растворам добавляли 1 объём 2N NaOH и перемешивали полученные растворы в течение 5 мин. Затем рН растворов доводили до нейтрального значения, добавляя 2 объёма HCI. После этого растворы прогревали при 85 °С в течение 1 часа для того, чтобы добиться полного растворения амилозы и амилопектина. Затем растворы полисахаридов охлаждали до 30 °С и центрифугировали при этой температуре, при 4000 g в течение 20 мин., с целью отделения нерастворившейся части полисахаридов. Приготовленные таким образом, растворы полисахаридов хранились не дольше четырёх дней при температуре 40 °С, что предотвращало протекание в них процессов ретроградации [6]. По данным лазерного светорассеяния, изменения молекулярных параметров полисахаридов за время хранения их растворов с концентрацией от 0.5 до 1.0 вес/объём %, в таких условиях, не наблюдалось.

Приготовление растворов мальтодекстринов.

Мальтодекстрины растворяли в фосфатном буфере (рН 7.2, ионная сила о

0.05 М) при механическом перемешивании при 85 С в течение 1 часа. После этого растворы охлаждали до комнатной температуры (22 ± 2 °С) хранили не дольше трёх дней. На основании данных лазерного светорассеяния никаких изменений молекулярных параметров мальтодекстринов в растворах с концентрацией от 0.5 до 1.0 вес/объём % за время хранения, в таких условиях, не наблюдалось.

Добавление ионов кальция в раствор казеината натрия.

Ионы кальция в раствор белка вводили методом равновесного диализа, чтобы избежать случайного осаждения казеината натрия. При этом использовали диализные трубки, проницаемые только для низкомолекулярных веществ: Visking dialysis membrane 36/32, Chemie Brunschwig. Объёмы во внутреннем и внешнем сосудах соотносились между собой, как 1: 10. Диализ проводили в течение 48 часов при 6 °С со сменой растворителя через 24 часа.

Приготовление растворов низкомолекулярных поверхностно активных веществ (ПАВ) и их смешанных растворов с белками и полисахаридами.

Базовые растворы низкомолекулярных ПАВ (CITREM, SSL, PGE(80)) с концентрацией от 100 до 1000 мг/л и фосфолипидов с концентрацией 100 мг/л были приготовлены в определённых буферах, при помощи их обработки ультразвуком при частоте 4.5 кГц с одновременным их нагреванием (65 °С) и встряхиванием на водяной бане в течение 1 часа (CPLAN водный шейкер, тип 357, Poland). В результате такой обработки получали тонике дисперсии ПАВ в водной среде, которые хранили при комнатной температуре. Такие базовые растворы ПАВ были использованы для приготовления, как серий растворов ПАВ с более низкой концентрацией, так и смешанных растворов ПАВ+ биополимер. При этом смешанные растворы (ПАВ + биополимер) дополнительно встряхивали при 40 °С в течение 1 часа (CPLAN водный шейкер, тип 357, Poland), затем охлаждали их до комнатной температуры и использовали в различных измерениях. В результате такой обработки все изученные биополимеры сохраняли свою растворимость в водной среде. Смешанные растворы биополимеров с ПАВ, которые использовались для приготовления серий растворов с различными концентрациями биополимеров и ПАВ, всегда были свежеприготовленными. Серии приготовленных растворов хранились не больше двух дней. По данным светорассеяния за это время не происходило никаких изменений в молекулярных параметрах комплексов, образующихся между биополимерами и ПАВ.

Построение фазовой диаграммы для смешанных растворов биополимеров.

При построении фазовой диаграммы, в первую очередь, для ускорения фазового расслоения в смешанных растворах термодинамически несовместимых биополимеров, использовали центрифугирование этих растворов при 25000g в течение 1,5 часов. Неизменность объёмов сосуществующих в смешанных растворах фаз, в результате их повторного центрифугирования, свидетельствовало о достижении фазового равновесия в изучаемой системе. В случае белок - полисахаридных смешанных растворов содержание полисахарида в сосуществующих фазах определяли фенол - сернокислотным методом [5], тогда, как содержание белка - методом Биурета [4]. В случае белок - белковых смешанных растворов бинодали строили методом измерения объёмов сосуществующих фаз [7]. Дополнительно проводили оценку концентрации белков в сосуществующих фазах, используя метод седиментации в ультрацентрифуге и измерения площади под белковыми пиками на седиментограммах.

Определённые концентрации биополимеров в сосуществующих фазах позволяли построить бинодаль. Координаты критической точки на бинодали определяли экстраполяцией прямолинейного диаметра, т.е. линии, проходящей через середины соединительных линий бинодали, до пересечения с бинодалью.

Калориметрия смешения.

Калориметрические измерения были проведены на калориметре смешения LKB 2277 (Sweden). Подача растворов реагирующих веществ в калориметр осуществлялась по двум каналам с помощью перистальтического насоса со скоростью, равной 4 х 10"6 (л/сек), по каждому из каналов. Это означает, что растворы в измерительной ячейке во всех случаях были разбавлены в два раза. Таким образом, все концентрации смешиваемых компонентов указанные, как в тексте, так и представленные на рисунках, отвечают их концентрациям в измерительной ячейке. Перед подачей растворов реагентов в калориметр они были термостатированы во внешнем термостате при температуре измерения. Каждый раз перед измерением проводилась электрическая калибровка калориметра при температуре измерения. Чувствительность калориметрических измерений составляла 3 х 10"6 Дж/сек.

Как правило, измеряли тепловые эффекты следующих процессов: (1) разбавления растворов каждого из реагентов чистым буфером Qpeai-ент - буфеР; (2) смешения растворов реагентов Qj> Все эти тепловые эффекты Q измерялись в единицах тепловой мощности (Дж/сек).

Удельную энтальпию взаимодействия между парой реагентов определяли по следующему уравнению:

АН реагент1 - реагент2 " (Q 2 " 0реагснт1-буфер " Q реагент2- буфер)/ АП (1) где An - количество граммов одного из выбранных реагентов в секунду (г/сек).

Абсолютная ошибка измерений составляла не более ± 10 %.

Дифференциальная сканирующая калориметрия.

Калориметрические измерения проводили на дифференциальном адиабатическом сканирующем микрокалориметре ДАСМ-4М (Пущино, Россия) в диапазоне температур от 20 до 110 °С, при скорости сканирования 2 °С мин"1 и избыточном давлении 2.5 атм. Концентрация белка в измерительной ячейке составляла 0.005 г/мл. Точность измерений составляла 10% от значений теплоёмкости. Чувствительность калориметрических измерений составляла 5 х 10"6 Дж/сек. Термодинамические параметры термоденатурации белка рассчитывали из полученных термограмм, как это было предложено в работе [8]. Значения термодинамических параметров термоденату рации белка, приведённые в тексте представляют собой усреднённые данные, как минимум двух повторений каждого измерения.

Оценка молекулярных и термодинамических параметров биополимеров в объёме водной среды методом многоуглового лазерного светорассеяния.

Средневесовую молярную массу, Mw, радиус инерции, Rq, и второй вириальный коэффициент, Л2, биополимеров и их комплексов определяли методом многоуглового статического светорассеяния в разбавленных растворах. Серию растворов (как правило, 7-8 концентраций) с различной концентрацией готовили, разбавляя растворы биополимеров чистым буфером.

Необходимо отметить, что в случае комплексов биополимеров с ПАВ или ароматобразующими соединениями такое разбавление поддерживает постоянным молярное отношение между составляющими компонентами комплексов, что, как известно, является одним из важнейших факторов, оказывающих влияние на равновесие реакции комплексообразования.

Отношение Рэлея Rq было измерено, используя вертикальнополяризованный свет (633 нм) в диапазоне углов 40° < 6 < 140° (13 углов), на приборе VA Instruments Co Ltd LS-01 аппарате с He-Ne лазером (633 нм, мощность лазера составляла 15 мватт) (Россия) откалиброванного по обеспыленному бензолу (R90 = 11.84 х 1(Н> см~1). Растворы обеспыливали фильтрованием через мембранные фильтры (Millipore), с подобранным для каждого изучаемого полимерного образца размером пор (от 0.22 до 0.8 мкм), прямо в измерительную кювету. Подбор размера пор фильтра проводили, определяя концентрацию изучаемого полимерного образца до и после фильтрования.

Экспериментально измеренные значения ARQ были использованы для расчёта и построения угловых и концентрационных зависимостей ЯС/Ме, как правило, по методу Зимма [9] или методу Берри [10]. Здесь, С - концентрация полимера (г/мл), ДЯ0 - избыточное светорассеяние раствора полимера по отношению к светорассеянию растворителем под углом 0, Я - оптическая константа

2 2 2 4 системы, равная 4л п v /NA\ , где NA - число Авогадро, Я - длина волны падающего света в вакууме , п - показатель преломления растворителя, и v = dn/dc инкремент показателя преломления полимера. Значение средневесовой молярной массы, Мт оценивалось из средней величины интерсептов концентрационной ЯС/М0 при 0 0 (экстраполяция проводилась по 13 углам) и угловой ЯС/М0 при С 0 (экстраполяция проводилась по 7-8 концентрациям) зависимостей. Значения второго вириального коэффициента, Аг, рассчитывали из тангенса угла наклона концентрационной зависимости ЯС/М0 при 0 0. Значение радиуса инерции, RG, находили из тангенса угла наклона угловой зависимости ЯС/М0 при С 0.

Уровень полидисперсности исследуемых полимерных образцов оценивали по графику Холтцера, проводя построение величины ^(М©/ЯС)с=о от величины q<RG> г'1 (где, Rq - радиус инерции и q = (4лА) sin (0/2) - волновой вектор)

11]. При этом полученные данные свидетельствовали, что полидисперсность всех изученных биополимеров не превышала 2.

Значения Mw, А2 и RG , представленные в данной работе представляют собой усреднённые данные, как минимум двух повторений каждого измерения. Экспериментальная ошибка в определении Mw и А2, как правило, не превышала 10%. Ошибка в определении RG составляла 5%.

Значения инкрементов показателей преломления, v, оценивали при 436 или 635 нм, при необходимой температуре, используя дифференциальный рефрактометр Shimadzu (Japan). Экспериментальная ошибка в определении v не превышала 10%. Конкретные значения v биополимеров в различных экспериментальных условиях представлены в соответствующих статьях, описывающих данные статического светорассеяния, ссылки на которые приведены в тексте данной диссертационной работы.

Значения гидродинамического радиуса, Rh, биополимеров и их комплексов определяли методом динамического светорассеяния [10, 12]. Временная корреляционная функция интенсивности светорассеяния была измерена при 90°, при помощи прибора лазерного светорассеяния VA Instruments Со Ltd LS-01 (Санкт Петербург, Россия) (вертикально-поляризованный свет с длиной волны Х= 633 нм). Значения гидродинамического радиуса, Rh, представленные в этой работе являются результатом усреднения, как минимум, десяти повторных измерений временной корреляционной функции интенсивности светорассеяния для каждого эксперимента. Ошибка в определении Rh не превышала 10 %. Для определения Rh из временной корреляционной функции интенсивности светорассеяния использовали специальную компьютерную программу (DYNALS Release 1.5, все права принадлежат А. Голдингу и Н. Сидоренко, VA Instruments Со Ltd (Санкт Петербург, Россия)).

Измерения характеристической вязкости.

Измерение характеристической вязкости, [г|], изучаемых биополимеров и их комплексов проводили в их разбавленных водных растворах при 20 ±0.1 °С, используя капиллярный вискозиметр Убеллоде (как правило, с диаметром капилляра « 0.4 мм). Серию растворов с различной концентрацией (5-6 концентраций) готовили, разбавляя растворы биополимеров чистым буфером. Значения характеристической вязкости, [г|], были рассчитаны из интерсепта концентрационной зависимости приведённой вязкости г)уд/с при с —> 0, по уравнению Хагтинса [13-15]: = [фяЫс (2) с где г)уд- удельная вязкость, которая определяется, как г|уд= (r|r -1), где, г|г -относительная вязкость биополимеров в растворе, г|г = —, rj - вязкость раствора полимера и r|s- вязкость чистого буферного раствора, Л] - константа Хаггинса.

Потенциометрическое титрование и измерение электрофоретической подвижности.

Суммарный заряд биополимеров оценивали, как потенциометрическим титрованием их растворов, так и определением (^-потенциала при измерении их электрофоретической подвижности.

В методе потенциометрического титрования [13] использовали изоионный раствор биополимера, который готовили, применяя метод равновесного диализа. При этом раствор биополимера диализовали против чистого буфера, в который было добавлено необходимое количество NaCl, для создания требуемой в эксперименте величины ионной силы. Для проведения равновесного диализа использовали диализные трубки, проницаемые только для низкомолекулярных веществ: Visking dialysis membrane 36/32, Chemie Brunschwig. Объёмы во внутреннем и внешнем сосудах соотносились между собой, как 1: 10. Диализ проводили в течение 48 часов при 6 °С со сменой растворителя через 24 часа. По завершении равновесного диализа рН раствора биополимера соответствовал рН изоионного раствора биополимера.

Измерения рН повторяли после добавления определённого объёма НС1 (0.1 М) к изоионному раствору биополимера. В параллельном эксперименте к изоионному раствору биополимера добавляли определённый объём 0.1 М NaOH. Кроме этого, проводили параллельное титрование растворами 0.1 М НС1 и 0.1М NaOH раствора сравнения, представляющего собой раствор NaCl в бидистиллированной воде, с требующейся, в эксперименте, концентрацией.

Общее число протонов, присоединённых к биополимеру или отданных биополимером в процессе титрования кислотой или щёлочью, определяли из сравнения значений рН раствора биополимера и раствора сравнения при добавлении к ним одинакового количества кислоты или щёлочи.

В случае белков, общее число протонов, присоединённых или отданных белком относительно его изоэлектрической точки, принимали за кажущийся суммарный отрицательный заряд белка.

Температуру в курсе титрования поддерживали всегда равной 20 °С.

Электрофоретическую подвижность биополимеров в водной среде, а также капель эмульсий, покрытых адсорбционными слоями биополимеров, измеряли с помощью Malvern Zetasizer 4 (Malvern, United Kingdom). Перед измерениями, эмульсии, стабилизированные биополимерами, разбавляли чистым буфером в соотношении 1:10. Измерения проводили в капиллярных кварцевых кюветах в стационарном слое, т.е. в слое, где электроосмотические эффекты были равны нулю. Перед каждой серией измерений проводили калибровку прибора по стандартной дисперсии латексных частиц. Экспериментальная ошибка в определении С, - потенциала не превышала 5 мВ.

Определение поверхностного натяжения, у, на плоской границе раздела фаз воздух-вода или масло-вода.

Значения поверхностного натяжения, y биополимеров, низкомолекулярных поверхностно активных веществ (ПАВ) и их комплексов на плоской границе раздела фаз (неполярная фаза-вода) определяли, используя метод Вильгельми [16] при помощи тензиометра Kruss (Hamburg, Germany). Для измерений у использовали платиновую пластинку. При этом величина поверхностного натяжения, у, измерялась с точностью ± 1 мН/м. Все измерения проводились в термостатируемой ячейке при 25 ± 0.5 °С.

Реологические измерения в межфазных адсорбционных слоях биополимеров.

Вязкость сдвига в межфазных адсорбционных слоях биополимеров определяли при помощи реометра, описанного в работе [17]. Кажущаяся вязкость сдвига в адсорбционном слое биополимера периодично измерялась в течение 24 часов, при 25°С. Скорость вращения пластинки в момент измерения была равна 1.309 х 10"3 рад/сек.

Приготовление и характеристика эмульсий типа масла в воде.

Эмульсии типа масла в воде (с различным процентным содержанием масла), стабилизированные биополимерами, готовились при комнатной температуре, используя лабораторный гомогенизатор высокого давления (при давлении 300 бар). Распределение капель эмульсии по размерам оценивали при помощи прибора: Mastersizer S2.01. (Malvern, United Kingdom) и характеризовали

3 2 величиной средних диаметров капель эмульсии: d32 = Zifthdk /%кп\Ак и ^43 ~ 5 где щ - это число капель с диаметром d^

Определение величины адсорбции биополимеров на каплях эмульсии типа масла в воде.

Определение величины адсорбции биополимеров на каплях эмульсии проводили следующим образом:

1. В одной части исследуемой эмульсии определяли распределение капель эмульсии по размеру, используя прибор: Mastersizer S2.01 (Malvern, United Kingdom). Затем, по известным средним размерам капель в эмульсии и общему количеству масляной фазы в эмульсии, рассчитывали общую площадь поверхности раздела фаз масла - вода в эмульсии;

2. Во второй части эмульсии - проводили разделение дисперсионной, водной, среды эмульсии и дисперсной, масляной, фазы. Для этого, эта часть эмульсии была отцентрифугирована в центрифужных пробирках со специальными вкладышами (для лёгкого удаления сконденсировавшейся в результате центрифугирования масляной фазы) при 15000 об/мин и 4°С в течение 1 часа;

3. В дисперсионной среде, отделённой центрифугированием, - определяли концентрацию неадсорбировавшегося биополимера. Затем по известной общей концентрации биополимера в системе - рассчитывали его адсорбировавшееся количество.

4. По определённым таким образом значениям общей поверхности раздела фаз в эмульсии, а также общему количеству биополимера, адсорбировавшегося на границе раздела фаз масло-вода - рассчитывали величину адсорбции биополимера, Г, т.е. количества биополимера, приходящегося на единицу площади раздела фаз: где, Г(мг/м2) - величина адсорбции; Р(мг) - общая масса биополимера в 100 мл эмульсии масла в воде; I - доля биополимера, адсорбировавшаяся на границе раздела фаз; SSA (м /мл) - удельная площадь поверхности раздела фаз в эмульсии, определённая при помощи прибора: Mastersizer S2.01. (Malvern, United Kingdom); F (мл) - объём масляной фазы в 100 мл эмульсии.

Определение скорости криминга в эмульсии типа масла в воде.

За процессом криминга в прямой эмульсии, типа масла в воде, следили, определяя высоту, либо сливкообразного верхнего слоя, либо сывороточного нижнего слоя, отделяющегося в эмульсии при её хранении в течение определённого времени.

При этом образцы эмульсий, как правило, хранились при 20 ± 2°С в стеклянных пробирках, диаметром 10 мм, и высотой образцов эмульсий - 40 мм.

Изучение взаимодействия между коллоидными частицами в поле сил сдвига.

Для изучения взаимодействия между каплями эмульсии в поле сил сдвига использовали специально сконструированный аппарат, подробное описание которого дано в работах [18-20]. При этом, в качестве «масляной» фазы в эмульсиях использовали цетил бромид, так как его плотность практически совпадала с плотностью водной фазы, что исключало дополнительное движение коллоидных частиц, вызванное действием гравитационных сил. В случае латексных частиц для этих же целей использовали дейтерированную воду.

Прибор состоял из стационарной (верхней) и, движущейся с определённой скоростью, (нижней) стеклянных пластин [18-20]. Сначала, коллоидные частицы фиксировали на стационарной верхней пластине, помещая на неё небольшое количество (-0.5 мл) эмульсии и оставляя её на 12- 15 часов. Затем осторожно ополаскивали пластину бидистиллированной водой, при этом, на ней оставалось достаточное для измерения количество коллоидных частиц, необратимо прикреплённых к пластине. Ламинарное движение капель эмульсии создавали параллельным движением нижней пластины, расположенной на близком расстоянии (~ 200 мкм) по отношению к фиксированной верхней пластине. Перед началом движения мобильные коллоидные частицы приближали к фиксированным частицам на расстояние, не превышающее диаметру коллоидных частиц (~ 5 мкм) по линии, параллельной пластинам и соединяющей центры коллоидных частиц. Движение мобильных частиц в потоке вызывалось перемещением нижней пластины с определённой скоростью, что приводило к их вынужденному столкновению. Определённое количество таких столкновений приводило к видимому слипанию движущейся и фиксированной коллоидных частиц, что позволяло рассчитать величину вероятности формирования дуплета коллоидных частиц в поле сил сдвига, Ф. Считалось, что дуплеты частиц были сформированы, если они не разрушались в поле действия сил сдвига в течение 30 - 40 секунд с момента их столкновения. Кроме того, в процессе эксперимента проводили качественную характеристику сил сцепления коллоидных частиц в дуплете, варьируя, как скорость сдвига движущейся пластины от минимальной до максимально возможной, так и направление движения. При прочном соединении коллоидных частиц в дуплете не наблюдалось их движения друг относительно друга, даже в случае приложения к ним наибольшей скорости сдвига или изменения её направления. При слабом соединении коллоидных частиц в дуплете, при увеличении скорости сдвига в системе, ранее свободная мобильная частица начинала двигаться вокруг фиксированной коллоидной частицы. При наиболее слабом притяжении между коллоидными частицами они также двигались по траектории вокруг фиксированной коллоидной частицы даже при нулевой скорости сдвига, т.е. только в результате Броуновского движения. За исключением случаев формирования очень прочных дуплетов коллоидных частиц, т.е., когда величина вероятности формирования дуплета коллоидных частиц в поле сил сдвига, Ф, превышала 80%, столкновение фиксированной и движущейся коллоидных частиц повторяли не менее 60 раз. В этом случае, повторные серии экспериментов позволили оценить экспериментальную ошибку в определении Ф, которая составляла 4%.

Реологические измерения в объёме эмульсий.

Реологические измерения, а именно измерения в стационарном режиме, т. е. при установившемся течении, а также в динамическом режиме, т. е. когда напряжение и деформация в образце изменялись по волновому закону, проводили при помощи Bohlin CS - 50 реометра (United Kingdom). При этом исследуемый образец помещался в зазор между двумя коаксиальными цилиндрами (диаметр внутреннего цилиндра - 14 мм, диаметр внешнего цилиндра - 15.4 мм, объём образца - 2мл). На поверхность образца наливали тонкий слой силиконового масла, для того, чтобы предотвратить высыхание исследуемого образца за время измерения. Реологические измерения в стационарном режиме проводили в диапазоне изменяющегося напряжения сдвига от 0.02 до 10 Па. Динамический режим реологических измерений использовали для определения модуля эластичности (модуля сохранения) G', модуля текучести (модуля потерь) G" и комплексного модуля G* =( G' + G"2)1/2 при варьировании частоты от 10'3 Гц до 10 Гц. Все измерения проводили в диапазоне линейной вязкоэластичности.

Характеристика микроструктуры гелей биополимеров.

Leica TCS (Germany) конфокальный лазерный сканирующий микроскоп, оснащённый 100 х 1.3 масляно-иммерсионным объективом, был использован в режиме флюоресценции. В качестве источника света, возбуждающего флюофор (длина волны возбуждения = 488 нм), был использован Аг/Кг лазер. Детектор был настроен на улавливание флюоресценции при длине волны выше 550 нм. Микрографическое разрешение составляло 512 х 512 пикселей, и результирующее изображение представляло собой среднее из 16 сканирований.

Родамин Б (0.01 %) был использован в качестве красителя для контрастирования белка на полученном изображении.

Оценка пенообразующей способности биополимеров.

Пены, объёмом 25 мл, обычно готовили - пропусканием воздуха через стеклянную мембрану с диаметром пор (1 мкм). Скорость подаваемого воздуха всегда поддерживалась постоянной. Пены всегда готовили, используя одинаковый объём (5 мл) и концентрацию (1 вес/объём %) растворов биополимеров. Изменение дисперсности и стабильности пен во времени фиксировали, используя цифровой фотоаппарат.

Определение концентрации ароматобразующих эфиров в водных растворах биополимеров.

Концентрацию ароматобразующих соединений в водной среде определяли при помощи газо-жидкостной хроматографии (Hewlett Packard (USA) 571 OA, интегратор 3380A).

Разделение экстрагированных соединений было проведено при помощи капиллярной колонки SE-30 (JIW) (50 м х 32 мм, df = 0.2 мкм и/или 60 м х 32 мм, df = 0.25 мкм) при 110 °С. Условия хроматографии были следующими:

разделяющее отношение газа носителя (гелия) составляло 1 : 30 или 1: 100; скорость потока была равна 1 и/или 1.5 мл/мин, температура инжектора и детектора (FID) были равны 150 °С и/или 200 °С, количество введённых образцов было равно 0.5 - 2 мкл. Содержание ароматобразующих соединений было определено по соотношению площадей пиков, относящихся к ароматобразующим соединениям и внутреннему стандарту (н-ундекану).

Определение количества ароматобразующих соединений, связывающихся с биополимерами.

При определении количества ароматобразующих соединений, связывающихся с биополимерами, мы использовали метод ультрафильтрации, с помощью которого мы разделяли связанные и несвязанные с биополимерами ароматобразующие соединения. При этом эксперименты проводились следующим образом: рассчитанное количество ароматобразующего соединения, растворённого в диэтиловом эфире, добавлялось к 25 мл растворов биополимеров с концентрацией 1 вес/объём %, а также к такому же объёму растворителя, являющегося в данном случае раствором сравнения. Полученные таким образом смешанные растворы встряхивали в течение 1-2 минут и оставляли выстаиваться в течение 30 минут при комнатной температуре в открытой посуде для удаления следов эфира. Затем эти растворы, но уже в закрытой посуде - встряхивали на водяном встряхивателе (CPLAN встряхиватель, тип 357, Poland) в течение 1 часа, при комнатной температуре, для установления равновесия. После этого смешанные растворы были отфильтрованы через ядерные мембранные фильтры с размером пор 0.027 мкм (мембраны были сделаны из лавсана и были обработаны 20% NaOH).

Количество пор на 1 см было равно 2x10^. При этом, на каждые 200 А^ приходилась 1 карбоксильная группа. Биополимеры не проходили через эти мембраны, тогда как несвязанные с биополимерами ароматобразующие соединения - проходили. Аликвоты отфильтрованных растворов (5 мл), содержащие несвязанные с биополимерами ароматобразующие соединения, собирали в пробирки, в которые было налито по 3 мл диэтилового эфира. Полученные таким образом смеси энергично встряхивали и оставляли выстаиваться в течение 24 часов в холодильнике для достижения более полного экстрагирования ароматобразующих соединений слоем диэтилового эфира. Затем органический слой отделялся от водного раствора, и в нём проводили количественное определение концентрации несвязанных с биополимерами ароматобразующих соединений, т.е. свободных лигандов [Lfree], при помощи газожидкостной хроматографии, как это было описано выше. Величины [Lfree], представленные в этой работе являются усреднёнными величинами от 3-8 повторений хроматографического анализа. Используя эти данные, были рассчитаны концентрации связанных с биополимерами лигандов. При этом также учитывалась количество ароматобразующих соединений, сорбировавшихся на ядерных мембранах. Ошибка в определении количества ароматобразующих соединений, связанных с биополимерами не превышала 5%.

Оценка обратимости связывания ароматобразующих соединений с биополимерами.

Раствор биополимера (1 вес/объём % (25 мл) с добавленным, как описано выше, ароматобразующим соединением встряхивали в течение 1 часа в водяном встряхивателе (CPLAN встряхиватель, тип 357, Польша) при комнатной температуре. Затем проводили ультрафильтрацию полученного смешанного раствора, как описано выше, и отбирали 5 мл отфильтрованного раствора для определения в нём концентрации ароматобразующего соединения, несвязанного с белком, как описано выше. Оставшуюся часть смешанного раствора разбавляли буфером до начального объёма, т.е. до 25 мл. В результате этого, концентрация биополимера поддерживалась на постоянном уровне, в то время как, концентрация ароматобразующего соединения уменьшалась. Полученный раствор с новым соотношением между концентрациями биополимера и ароматобразующего соединения опять встряхивали в течение 1 часа, при комнатной температуре, в вышеупомяноутом встряхивателе. Для оценки количества свободного лиганда повторяли всю процедуру, описанную выше.

Оценка влияния тепловой обработки на связывание ароматобразующего соединения белком.

Раствор белка (1 вес/объём % (50 мл) с добавленным, как описано выше, ароматобразующим соединением встряхивали в течение 1 часа в водяном встряхивателе (CPLAN встряхиватель, тип 357, Польша) при комнатной температуре. Для определения количества свободного и связанного с белком ароматобразующего соединения проводили ультрафильтрацию, как описано выше, для 25 мл смешанного (белок + ароматобразующее соединение) раствора. Оставшуюся часть смешанного раствора (25 мл) помещали в стеклянную ампулу и запаивали. Затем ампулу прогревали в термостате при 90

С в течение 30 мин и после этого охлаждали до комнатной температуры. Прогретый таким образом смешанный раствор выдерживали в течение 24 часов перед проведением ультрафильтрации и количественным определением содержания свободного лиганда в фильтрате, а затем и связанного лиганда с термоденатурированным белком.

Процедура последовательного добавления ароматобразующих соединений к раствору биополимеров.

Была отработана следующая процедура последовательного добавления ароматобразующих соединений в раствор биополимеров. Рассчитанное количество первого ароматобразующего соединения в диэтиловом эфире добавляли к 50 мл раствора биополимера (1 вес/объём %). Полученные таким образом смешанные растворы встряхивали в течение 1-2 минут и оставляли выстаиваться в течение 30 минут при комнатной температуре в открытой посуде для удаления следов эфира. Затем эти растворы, но уже в закрытой посуде - встряхивали на водяном встряхивателе (CPLAN встряхиватель, тип 357, Польша) в течение 1 часа, при комнатной температуре для установления равновесия. После этого, половину раствора использовали для ультрафильтрации с последующей оценкой количества первого ароматобразующего соединения, связанного с белком, как описано выше. К оставшейся половине раствора добавляли расчётное количество второго ароматобразующего соединения. Новый смешанный раствор, содержащий уже два ароматобразующих соединения, опять энергично встряхивали в течение 12 минут и оставляли выстаиваться в течение 30 минут при комнатной температуре в открытой посуде для удаления следов эфира, и затем опять встряхивали в закрытой посуде в течение 1 часа при комнатной температуре. После этого, смешанные растворы фильтровали, как описано выше, для определения свободных и связанных с белком двух ароматобразующих лигандов.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

Часть I. Взаимодействия между биополимерами

Изучение взаимодействий между биополимерами занимает всё большее место в современных фундаментальных и прикладных исследованиях, связанных с инновационными разработками продукции пищевого, фармацевтического и косметического назначения, поскольку эти взаимодействия лежат в основе процессов фазового расслоения и гелеобразования, т.е. двух базовых процессов в формировании микроструктуры биополимер-содержащих систем, в итоге определяющих их макротекстуру и механическую стабильность [21-33].

В представленной работе мы изучали, главным образом, вклад относительно слабых, преимущественно физических взаимодействий, в структурообразующие свойства биополимеров. Такие взаимодействия не могли привести к образованию высоко стабильных биополимер-биополимерных гибридов, как это могло бы происходить при формировании ковалентных связей между биополимерами, но, в то же время, они могли оказывать существенное влияние на структурообразующие функции биополимеров в объёме и на границе раздела фаз в водных растворах и коллоидных системах. В частности, среди таких взаимодействий можно выделить, различного рода электростатические взаимодействия (ионные, диполь-дипольные, донорно-акцепторные), стерические взаимодействия (эффекты исключённого объёма), а также гидрофобные взаимодействия.

Кроме того, для сравнения мы продемонстрируем, как формирование ковалентных связей (коньюгатов) между белками и полисахаридами по реакции Майара, может влиять на их структурообразующие способности.

При этом вклад взаимодействий между биополимерами в структурообразование многокомпонентных растворов и коллоидных систем может быть разделён на вклады от самоассоциации биополимеров и от взаимодействий между различающимися по природе биополимерами. В анализе роли каждого из этих вкладов в структурообразующую способность биополимеров, термодинамический подход занимал центральное место в нашем исследовании. В основе этого похода лежал анализ экспериментальных данных ряда таких термодинамических методов, как лазерного светорассеяния, калориметрии смешения, дифференциальной сканирующей калориметрии и тензиометрии.

Заключение диссертации по теме «Физическая химия», Семёнова, Мария Германовна

Выводы

1. С помощью проведённого термодинамического анализа удалось объяснить особенности вытеснительной флоккуляции в эмульсии масла в воде, стабилизированной, казеинатом натрия в присутствии определённых концентраций ионов Са2+. При этом, впервые были установлены прямые взаимосвязи между характерными изменениями, под действием ионов Са2+, надмолекулярной структуры белка (Mw, RG, Rh) и характера парных белок-белковых взаимодействий (.Аб-б), с одной стороны, с изменением, как осмотического давления в дисперсионной среде, так и свободной энергии вытеснительной флоккуляции в эмульсии, с другой.

2. Изучение особенностей самоассоциации казеината натрия в водной среде также впервые позволило подойти к более глубокому пониманию молекулярных основ возникновения в узком температурном диапазоне, близком к температуре человеческого тела (35-45°С), термообратимой и термонеобратимой вязкоэластичности эмульсионных гелей, стабилизированных казеинатом натрия в определённой области рН в присутствии определённых концентраций ионов кальция.

3. Для капель эмульсии, стабилизированных адсорбционными слоями а81-казеина и Р-казеина, впервые были установлены прямые взаимосвязи между интенсивностью сил притяжения в растворе белковых наночастиц друг к другу (знак и величина АБ.Б) и величиной вероятности (Ф) объединения капель эмульсии в поле сил сдвига.

4. На примере казеината натрия в присутствии сахарозы (10-78 вес/объём %) впервые была установлена определяющая роль самоорганизации белка, в частности его диссоциации/ассоциации, в формировании микроструктуры и реологических характеристик геля на его основе. Установлено, что в основе обнаруженной диссоциации наночастиц казеината натрия при рН > ИЭТ белка лежит образование множественных водородных связей с молекулами сахарозы.

В то время как, в основе усиления ассоциации белка при рН < ИЭТ белка лежит конкуренция между белком и молекулами сахарозы за молекулы воды.

5. Термодинамический анализ, проведённый для целого ряда структурно различающихся белков и полисахаридов, впервые позволил на количественном уровне выделить ключевые факторы, ответственные за усиление термодинамически неблагоприятных взаимодействий между биополимерами в их смешанных растворах. Так, к ним могут быть отнесены следующие: возрастание размера биополимерной молекулы; уменьшение степени доступности пространства, занятого одним биополимером, для другого; возрастание жёсткости биополимерной молекулы; степень, с которой суммарный одноимённый электрический заряд на биополимерах может быть вовлечён во взаимное кулоновское отталкивание; несущественная роль трансляционной энтропии противоинов в термодинамике взаимодействий между биополимерами. Кроме того, сопоставление термодинамических параметров парных взаимодействий между всеми компонентами смешанных растворов биополимеров с положением критических точек и бинодалей позволило выделить ключевые факторы, определяющие концентрационные области термодинамической несовместимости для каждой из изученных пар биополимеров.

6. В случае коллоидных систем (например, прямых эмульсий масла в воде), стабилизированных смесями белков и полисахаридов, впервые было установлено, что термодинамически неблагоприятные взаимодействия (А2з > 0) между биополимерами, повышающие их химические потенциалы (термодинамическую активность) в объёме водной фазы эмульсий приводят к следующим важным изменениям в структуре и стабильности последних:

1) значительному повышению поверхностной активности белка на плоской границе раздела фаз (неполярная фаза - вода);

2) возрастанию величины адсорбции белка на каплях эмульсии;

3) возрастанию вязкости сдвига в адсорбционном слое белка, г|поверхн, в результате возрастания его поверхностной концентрации;

4) понижению размера капель в эмульсии, т.е. к увеличению общей площади поверхности раздела фаз в эмульсии при умеренном увеличении термодинамической активности белка в объёме раствора;

5) формированию больших по размеру капель эмульсии и их интенсивной флоккуляции по механизму «вытеснительной флоккуляции» при значительном возрастании термодинамической активности белка в объёме раствора. Такая флоккуляция приводит к возрастанию вязкоэластичности концентрированных эмульсий (40 об.% масляной фазы) и быстрому кримингу в эмульсиях с низким содержанием масляной фазы (11 об. %).

В свою очередь, нам впервые удалось установить, что термодинамически благоприятные взаимодействия между белками и полисахаридами (А2з < 0), понижающие их химические потенциалы (термодинамическую активность) в объёме водной фазы вызывали:

1) значительное понижение поверхностной активности белков в присутствии полисахаридов на плоской границе раздела фаз (неполярная фаза - вода);

2) более значительное, по сравнению с термодинамически неблагоприятными взаимодействиями, возрастание вязкости сдвига в адсорбционном слое белка, за счёт сил взаимного притяжения, действующих между биополимерами;

3) интенсивную флоккуляцию капель в эмульсии по механизму «мостичной флоккуляции», которая приводит к возрастанию вязкоэластичности концентрированных эмульсий (40 об. % масляной фазы) и быстрому кримингу в эмульсиях с низким содержанием масляной фазы (11 об. %);

4) и не оказывали влияния на величину адсорбции белка на каплях реальных эмульсий и их размер.

7. Впервые установлены молекулярные механизмы модификации молекулярных параметров и структурной функциональности биополимеров белков и полисахаридов) посредством их взаимодействий с низкими концентрациями ПАВ в водной среде. При этом:

1) установлено определяющее влияние заряда и размера полярной части молекул ПАВ на характер их взаимодействий с одноимённо заряженными белками;

2) выявлена роль заряда и конформации белков во взаимодействии с одноимённо заряженными ПАВ;

3) установлено влияние молекулярного состояния ПАВ на изменение молекулярных параметров и структурной функциональности белков. При этом полученные данные позволили выделить некоторые свойства мицелл ПАВ, оказывающие значительное влияние на характер их взаимодействия с белками. К ним можно отнести, во-первых, термодинамическую стабильность мицелл ПАВ, выражаемую в терминах свободной энергии Гиббса мицеллообразования AGMmi, которая, при низких абсолютных значениях, может способствовать участию гидрофобного ядра мицеллы во взаимодействии с белком. Во-вторых, - гидрофильно-липофильный баланс свойств поверхности мицелл ПАВ, который отражает строение мицелл (прямые, обратные), а также их суммарный заряд. И, в-третьих, их размер, который, очевидно, может определять вклад эффектов исключённого объёма во взаимодействие между белками и мицеллами ПАВ.

4) предложены термодинамически обоснованные схемы молекулярных механизмов образования комплексов между одноимённо заряженными ПАВ и белками в водной среде.

8. Впервые установлено, что добавление основных компонентов (амилоза и амилопектин) и ферментативных производных (мальтодекстрины) крахмала к смесям глобулярных белков (овальбумин, легумин) с ПАВ может существенно понизить поверхностную активность этих смешанных систем, практически «сводя к нулю» синергетическое взаимовлияние белков и ПАВ.

Впервые было показано, что в основе такого влияния полисахаридов лежат следующие процессы:

1) интенсивное взаимодействие изученных полисахаридов с ПАВ;

2) изменение термодинамики взаимодействий модифицированных с помощью ПАВ белка и полисахарида;

3) изменение конформационной стабильности, модифицированных при помощи взаимодействий с ПАВ, белков.

9. Анализ изотерм связывания алкил ацетатов с глобулярным белком, легумином, впервые показал, что:

1) С7 является критической длиной углеводородной цепочки, превышение которой приводит к смене механизма связывания алкил ацетатов глобулярным белком (легумином) от связывания на независимых и идентичных местах связывания к кооперативному связыванию на взаимозависимых местах связывания;

2) конкурентное связывание алкил ацетатов с различной длиной углеводородной цепочки (Сб-Св) из их эквимолярной смеси с глобулярным белком контролируется структурными ограничениями в интерьере белка и величинами их характеристических констант связывания. При этом связывание алкилацетатов из их смеси происходит более специфично и может в сумме превышать общее число молекул алкилацетатов способных связаться с белком индивидуально. Взаимовлияние алкилацетатов при их совместном связывании проявляется, во-первых, в изменении механизма связывания более короткоцепочечного алкилацетата (НхАс) в присутствии более длинноцепочечных (НрАс и ОсАс) и, во-вторых, в значительном увеличении степени связывания длинноцепочечных алкилацетатов (НрАс и ОсАс), так как-будто бы предпочтительное связывание более длинноцепочечных алкилацетатов сопровождается дополнительной гидрофобизацией интерьера белковой глобулы, способствующей их связыванию.

Заключение

Таким образом, хорошее совпадение экспериментальных и литературных данных по числу мест связывания для молекул НхАс в белковой глобуле позволило сделать предположение, что, связывание НхАс нативным легумином обусловлено наличием высокоспецифичных центров связывания в интерьере нативной белковой глобулы, в частности, в гидрофобной полости, тригональной призмы, сформированной шестью субъединицами легумина. Тогда как, в случае термоденатурированного легумина это связывание обусловлено наличием большого числа гидрофобных мест связывания в термоагрегатах белка, преимущественно сформированных из развёрнутых и более гидрофобных основных полипептидных цепочек легумина.

Кроме того, было установлено, что, во-первых, степень связывания НхАс термоденатурированным легумином не зависела от способа термообработки раствора белка, т.е. до или после установления равновесия по связыванию с НхАс, и, во-вторых, если для нативного легумина связывание было полностью обратимым, то для термоденатурированного белка - оно было необратимым.

2.1.2. Влияние связывания гексил ацетата с легумином на молекулярные и термодинамические свойства белка в водной среде.

2.1.2.1. Влияние связывания НхАс с легумином на конформационную стабильность белка.

Данное исследование проводили методом ДСК. Термодинамические параметры, характеризующие процесс термоденатурации нативного и кислотно- денатурированного белка представлены в таблице 28.

Прежде всего, необходимо отметить, что при рН 7.2 отношение удельной энтальпии денатурации AHd к эффективной энтальпии денатурации Вант-Гоффа, ЛНэффект {рассчитанной на единичную полипептидную цепочку, входящую в состав глобулы легумина, с Mw=27500 Да [357,358]) ДНУДНэффект « 1. Таким образом, как и ожидалось, нативную глобулу легумина составляют 12 термодинамически эквивалентных домена, каждый из которых идентичен

ЛН(Дж/г)

20

10 0

0 12 3 log [R ] a) d ^ ^"^эффект

6)

2,5 2,0 1,5 1,0 0,5 0,0

-4 -3 -2 -1 log [ L ]

ДСЕ(Джг' К ') log [ L ]

Рисунок 98. Влияние НхАс на термодинамические параметры, характеризующие процесс тепловой денатурации легумина в водной среде (ионная сила 0.05М) при (•), рН 7.2 и (А), рН 3.0: (a) AHd отложена, как функция от десятичного логарифма молярного отношения НхАс к белку, RM; (б) AHd / АНэффеш ; и (в) AJ2P отложена, как функция от десятичного логарифма концентрации НхАс в системе. отдельной полипептидной цепочке, входящей в состав белковой глобулы [357360].

Список литературы диссертационного исследования доктор химических наук Семёнова, Мария Германовна, 2007 год

1. Tolstoguzov V. Functional properties of food proteins and role of protein polysaccharide interaction//Food Hydrocolloids -1991. 4 - P. 429468.

2. Plashchina I.G., Semenova M.G., Braudo E.E. & Tolstoguzov V.B. Structural studies of the solutions of anionic polysaccharides. 4. Study of pectin solutions by light scattering//Carbohydrate Polymers 1985. - 5 - P. 159-179.

3. Dickinson E. & Tanai S. Protein displacement from the emulsion droplet surface by oil-soluble and water-soluble surfactants// Journal of Agricultural and Food Chemistry 1992. - 40 - P. 179-183.

4. Gernall A.B., Bardavil C.I. & David M.M. Determination of serum proteins by means of the biuret reaction// Journal of Biological Chemistry -1949.- 177- P. 751-766.

5. Dubois M., Gilles K.M., Hamilton J.K., Rebers P.A. & Smith F. Colorimetric method for determination of sugars and related substances// Analytical Chemistry 1956. - 28 - P. 350-356.

6. Belitz H.D. & Grosch W. Carbohydrates. In Food Chemistry Berlin: Springer-Verlag, 1987. - ch. 4, P. 245-249.

7. Polyakov V.I., Grinberg V.Ya., & Tolstoguzov V.B. Application of phase diagram of water-casein-soybean globulin system// Polymer Bulletin -1980.- 2-P. 757-760.

8. Privalov P.L. & Khechinashvili N.N. A Thermodynamic Approach to the Problem of Stabilization of Globular Protein Structure: A Calorimetric Study// Journal of Molecular Biology 1974,- 86 - P. 665 -684.

9. Evans J.M. Manipulation of light scattering data. In Light scattering from polymer solutions; Huglin M. B. (Ed.) London: Academic Press, 1972. - ch. 5, P. 89-164.

10. Burchard, W. Light scattering. In Physical Techniques for the Study of Food Biopolymers; S. B. Ross-Murphy (Ed.) Glasgow: Blackie, 1994. -P. 151-214.

11. Coviello Т., Kajiwara K., Burchard W., Dentini M., & Crescenzi V. Solution properties of xanthan. 1. Dynamic and static light scattering from native and modified xanthans in dilute solutions/ZMacromoJecules 1986. -19(11)-P. 2826-2831.

12. Home D.S. Light scattering studies of colloidal stability and gelation. In New Physico-Chemical Techniques for the Characterization of Complex Food Systems; Dickinson E. (Ed). Glasgow: Blackie, 1995. - P. 240-267.

13. Тенфорд, Ч. Химия полимеров Москва: «Химия», 1965 - 772 с.

14. Rha С. & Pradipasena P. Viscosity of proteins. In Functional properties of food macromolecules; Mitchell J. R. and Ledward D. A. (Eds.) London-New-York: Elsevier applied science publishers, 1985. - Ch. 2.- P. 79-120.

15. Gaines G. L. Insoluble Monolayers at Liquid Gas Interfaces. - New York: Intersince, 1996.

16. Murray B. S., Dickinson E., McCarney J. M., Nelson P. V., & Whittle M. Observation of the dynamic colloidal interaction forces between casein-coated latex particles// Langmuir 1998 - 14 (13) - P. 3466- 3469.

17. Casanova H., Chen J., Dickinson E., Murray B. S., Nelson P.V., & Whittle M. Dynamic colloidal interactions between protein-stabilised particles Experiment and simulation// Physical Chemistry Chemical Physics. - 2000. - 2(17) - P. 3861- 3869.

18. Whittle M., Murray B. S., Chen J., & Dickinson E. Simulation and experiments on colloidal particle capture in a shear field//Langmuir. 2000.-16(25)-P. 9784- 9771.

19. Appelqvist I. & Debet M. Starch-biopolymer interactions a review//Food Review International. - 1997. - 13 - P. 163-224.

20. Casanova H., & Dickinson E. Influence of Protein Interfacial Composition on Salt Stability of Mixed Casein Emulsions//Journal of Agricultural and Food Chemistry. 1998. - 46(1) - P. 72-76.

21. Dickinson, E. Flocculation and competitive adsorption in a mixed polymer system. Relevance to casein-stabilized emulsions//Journal of the Chemical Society, Faraday Transactions. 1997. - 93 - P. 2297-2301.

22. Dickinson, E. Proteins at interfaces and in emulsions. Stability, rheology and interactions//Journal of the Chemical Society, Faraday Transactions. 1998. - 94 - P. 1657-1669.

23. Dickinson, E. Hydrocolloids at interfaces and the influence on the properties of dispersed systems// Food Hydrocolloids. 2003. - 17 - P. 2539.

24. Dickinson E. & McClements, D.J. Advances in Food Colloids. -Glasgow: Blackie, 1995.- P. 81-101.

25. Dickinson E., Semenova M.G., & Antipova A.S. Salt stability of casein emulsions// Food Hydrocolloids 1998. - 12 - P. 227-235.

26. Goff H. Colloidal aspects of ice cream -a review//International Daiiy Journal. 1997- 7-P. 363-373.

27. Grinberg V.Ya., & Tolstoguzov V.B. Thermodynamic incompatibility of proteins and polysaccharides in solutions//Food Hydrocolloids. 1997. -11-P. 145-158.

28. Marinova К., Gurkov Т., Velev О., Ivanov I., Campbell В., & Borwankar R. The role of additives for the behaviour of thin emulsion films stabilized by proteins//Colloids and Surfaces A: Physicochemical and Engineering Aspects.-1997- 123-124-P. 155-167.

29. Semenova M. G. Proteins as functional components in colloidal foods// Current Opinion in Colloid and Interface Science. 1998 - 3 (6) - P. 627-632.

30. Wasserman L., Semenova M., & Tsapkina, E. Thermodynamic properties of the 1 IS globulin of Vicia faba-ovalbumin-aqueous solvent system: phase behaviour and light scattering//Food Hydrocolloids. 1997.11 - P. 327-337.

31. Zasypkin D., Braudo E., & Tolstoguzov V. Multicomponent biopolymer gels//Food Hydrocolloids. 1997 - 11 - P. 159-170.

32. Foegeding E.A. Rheology, structure and texture perception in food protein gels. In Food Colloids. Interactions, Microstructure and Processing; Dickinson E. (Ed.). Cambridge: The Royal Society of Chemistry, 2005. -P.3-15.

33. Semenova M. G., Belyakova L. E., Dickinson E., Eliot-Laize C., & Polikarpov Yu. N. Caseinate Interactions in Solution and in Emulsions:

34. Effect of Temperature, pH and Calcium Ions. In Food Colloids: Interactions, Microstructure and Processing; Dickinson E. (Ed). Cambridge: The Royal Society of Chemistry, 2005. - P. 209 - 217.

35. Semenova M. G., Chen J., Dickinson E., Murray B. S., & Whittle M. Sticking of protein-coated particles in shear field//Colloids and Surfaces, B: Biointerfaces. 2001. - 22 - P. 237- 244.

36. Sagis L.M.C., Veerman C., Ganzevles R., Ramaekers M., Bolder S.G., & van der Linden E. Mesoscopic structure and viscoelastic properties of 0-lactoglobulin gels at low pH and low ionic strength// Food Hydrocolloids. -2002- 16-P. 207-213.

37. Пригожин, И., Дефей, P. Химическая термодинамика. -Новосибирск: Из-во «Наука» Сибирское отделение, 1966. 509 с.

38. Edmond Е. & Ogston A. An approach to the study of phase separation in ternary aqueous systems/ZBiochemistry Journal.- 1968.- 109 P. 569-576.

39. Nagasawa, M., & Takahashi, A. Light scattering from polyelectrolyte solutions. In Light scattering from polymer solutions; Huglin M. B. (Ed.) -London: Academic press, 1972. P. 671-723.

40. Dickinson E. Structure, stability and rheology of flocculated emulsions//Current Opinion in Colloid Interface Science. 1998 - 3 - P. 633 - 638.

41. Dalgleish D. G. Adsorption of protein and the stability of emulsions// Trends in Food Science and Technology. 1997 - 8 - P. 1-6.

42. Leong, Y. K., Scales, P. J., Healy T. W., and Boger, D. V. Interparticle forces arising from adsorbed polyelectrolytes in colloidal suspensions//Colloids and Surfaces: A. 1995 - 95 - P. 43 -52.

43. Dickinson E., & Eriksson L. Particle flocculation by adsorbing polymers//Advances in Colloid and Interface Science. 1991- 34 - P. 1 - 29.

44. Dickinson E., & Euston S. R., Short-range structure of simulated floes of particles with bridging polymer//Colloids and Surfaces. 1992 - 62 (3) -P. 231 -242.

45. Gregory J. Flocculation by polymers and polyelectrolytes. In Solid/liquid Dispersions; Tadros Th. F. (Ed.). London: Academic Press, 1987, P. 163 -181.

46. Xiang Yu, & Somasundaran P., Role of polymer conformation in interparticle-bridging dominated flocculation// Journal of Colloid and Interface Science. 1996. - 177, P. 283-287.

47. Dickinson E. & Pawlowsky K. Effect of i-carrageenan on flocculation, creaming, and rheology of a protein-stabilized emulsion// Journal of Agricultural and Food Chemistry. 1997. - 45- P. 3799-3806.

48. Vincent, В. The stability of solid/liquid dispesrsions in the presence of polymers. In Solid/Liquid Dispersions; Tadros Th. F., (Ed.). London: Academic Press, 1987.-P. 149-162.

49. Lekkerkerker H. N. W., & Stroobants A. On the spinodal instability of highly asymmetric hard sphere suspensions//Physica A: Statistical Mechanics and its Applications. 1993 - 195 - P. 387-397.

50. Vincent В., Edwards J., Emmett S., & Croot R. Phase separation in dispersions of weakly-interacting particles in solutions of non-adsorbing polymer// Colloids and Surfaces. 1987 - 31- P. 267-298.

51. Heeney, L., M.Sc. thesis, Leeds University, 1995.

52. Dickinson E., Goller M. I., & Wedlock D. J. Creaming and rheology of emulsions containing polysaccharide and non-ionic or anionic surfactants// Colloids and Surfaces: A. 1993 - 75 - P. 195 - 201.

53. Vincent B. Dispersion Stabilization and Destabilization by polymers. In Food Emulsions and Foams: Interfaces, Interactions and Stability; Dickinson E. and Rodriguez Patino J. M., (Eds.). Cambridge: Royal Society of Chemistry, 1999. - P. 19 - 28.

54. Dickinson E., & Golding M. Depletion flocculation of emulsions containing unadsorbed sodium caseinate// Food Hydrocolloids. 1997 - 11 -P. 13-18.

55. Dickinson E., Golding M., & Povey M. J. W. Creaming and flocculation of oil-in-water emulsions containing sodium caseinate//Journal of Colloid and Interface Science. 1997- 185 - P. 515 - 529.

56. Israelachvili J. Intermolecular and Surface Forces, 2nd edn. London: Academic Press. - 1992. - 450 p.

57. Leong Y.K., Scales P.J., Healy T.W., & Boger D.V. Interparticle forces arising from adsorbed polyelectrolytes in colloidal suspensions//Colloids and Surfaces A: PhysicoChemical and Engeneering Aspects. 1995. - 95- P. 43-52.

58. Williams P. A., & Smith N. J. Depletion flocculation. In Biopolymer Mixtures; Harding S. E., Hill S. E., and Mitchell J. R., (Eds.). Nottingham: Nottingham University Press, 1995. - P. 161-172.

59. Vrij, A. Polymers at interfaces and the interactions in colloidal dispersions// Pure and Applied Chemistry. 1976 - 48, P. 471-483.

60. Dickinson E., & Golding M. Influence of calcium ions on creaming and rheology of emulsions containing sodium caseinate//Colloids and Surfaces A: Physicochemical and Engineering Aspects. 1998. - 144 (1-3) -P. 167-177.

61. Dickinson E., & Davies E. In fluence of ionic calcium on stability of sodium caseinate emulsions//Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. 1999 -12 (3-6)-P. 203-212.

62. Lucey J. A., Srinivasan M., Singh H., & Munro P. A. Characterization of commercial and experimental sodium caseinates by multiangle laser light scattering and size-exclusion chromatography//!. Agricultural and Food Chemistry. 2000-48-P. 1610-1616.

63. Farrell Jr. H.M., & Thompson, M.P. Caseins as calcium binding proteins In Calcium Binding Proteins II. 1988 — P. 117-137.

64. Melchionna S., & Hansen J.-P. Triplet depletion forces from density functional optimization// Physical Chemistry Chemical Physics. 2000. - 2 -P. 3465-3471.

65. Dickinson E., & Stainsby G. Colloids in Food. London: Applied Science, 1982.

66. Snowden M. J., Williams P. A., Garvey M. J., & Robb I. D. Phase Separation of Concentrated Aqueous Silica Dispersions in the Presence of

67. Nonadsorbed Polyelectrolytes//Journal of Colloid and Interface Science. -1994-166-P. 160- 167.

68. Gregory, J. Polymer adsorption and flocculation in sheared suspensions//Colloids and Surfaces. 1988. - 31 - P. 231-253.

69. Dickinson E. An Introduction to Food Colloids. Oxford: Oxford University Press, 1992. - P. 94.

70. Walstra, P. Introduction to aggregation phenomena in food colloids. In Food Colloids and Polymers: Stability and Mechanical Properties; Dickinson E. and Walstra P., (Eds.). Cambridge: The Royal Society of Chemistry, 1993.- P. 3-15.

71. Dickinson E., Pinfield V. J., Home D. S., & Leermakers F. A. M. Self-consistent-field modeling of adsorbed casein. Interaction between two protein-coated surface// Journal of the Chemical Society, Faraday Transactions. 1997. - 93 - P. 1785-1790.

72. Eliot C. & Dickinson E. Thermoreversible gelation of caseinate-stabilized emulsions at around body temperature//International Dairy Journal. 2003 - 13 - P. 679 - 684.

73. Burchard W. New aspects of polymer characterization by dynamic light scattering//Chimia. 1985. - 39 - P. 10-18.

74. Dickinson E. & Casanova H. A thermoreversible emulsion gel based on sodium caseinate//Food Hydrocolloids. 1999 - 13(4) - P. 285-289.

75. Semenova M., & Savilova L. The role of biopolymer structure in interactions between unlike biopolymers in aqueous medium//Food Hydrocolloids. 1998.- 12 - P. 65-75.

76. Dickinson E., Hunt J. A. & Home D.S. Calcium induced flocculation of emulsions containing adsorbed P-casein or phosvitin//Food Hydrocolloids. 1992. - 6 - P. 359-370.

77. Home D. S. & Leaver J. Milk proteins on surfaces//Food Hydrocolloids. 1995.- 9- P. 91-95.

78. Ye A. & Singh H. Interfacial composition and stability of sodium caseinate emulsions as influenced by calcium ions// Food Hydrocolloids. -2001- 15(2)-P. 195 -207.

79. Antipova A. S., Dickinson E., Murray B. S. & Semenova M. G. On the effect of calcium ions on the sticking behaviour of casein-coated particles in shear flow//Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. 2002. - 27, P. 123-131.

80. Дженкс. В.П. Катализ в химии и энзимологии. Москва: Мир, 1972.

81. Walstra Р. & Jenness R. Dairy Chemistry and Physics. New York: Wiley, 1984.

82. Leman J. & Kinsella J. E. Surface activity, film formation and emulsifying properties of milk proteins//Critical Reviews in Food Science and Nutrition. 1989-28(2)-P. 115-138.

83. Belitz H.D. & Grosch W. Milk and dairy products. In Food Chemitry.- Berlin: Springer-Verlag, 1987. Ch.10. - P. 377- 402.

84. Fox P. F. & Mulvihill D. M. Physico-chemical Aspects of Dehydrated Protein-rich Milk Products. Denmark: Proc. Int. Dairy Fed. Symp., 1983, P. 188.

85. Rollema H.S. & Brinkhuis J.A. A H-NMR study of bovine casein micelles; influence of pH, temperature and calcium ions on micellar structure// Journal of Dairy Research. 1989 - 56 - P. 417-425.

86. Holt C. Casein micelle substructure and calcium phosphate interaction studied by Sephacryl column chromatography// Journal of Dairy Science.1998.-81 P. 1994-3003.

87. Mallee L. F. Mineral fortification using bioactive peptides from milk// Industrial Proteins. 1999 -7(2) - P. 5-7.

88. Vetier N., Desobry-Banon S., Ould Eleya M.M. & Hardy J., Effect of Temperature and Acidification Rate on the Fractal Dimension of Acidified Casein Aggregates// Journal of Dairy Science. 1997- 80 - P. 3161-3166.

89. Chen J. & Dickinson E. On the temperature reversibility of the viscoelasticity of acid-induced sodium caseinate emulsion gels/Anternational Dairy Journal 2000 - 10(8) - P. 541- 549.

90. Dickinson E. Adsorbed protein layers at fluid interfaces: Interactions, structure and surface rheology//Colloids and Surfaces B: Biointerfaces.1999.- 15 (2)-P. 161-176.

91. P. F. Fox, Developments in Dairy Chemistry 4. - London: Elsevier Applied Science, 1989.

92. Cosgrove Т., Fleer G. J., Cohen Stuart M.A., Scheutjens J.M., & Vincent B. Polymers at Interfaces. London: Chapman and Hall, 1993.

93. Whittle M., Murray В. S., Chen J., Dickinson E. Simulation and experiments on colloidal particle capture in a shear field// Langmuir. 2000 - 16 (25)-P. 9784-9791.

94. Wu X., Dabros Т., & Czarnecki J. Determining the Colloidal Forces between Bitumen Droplets in Water Using the Hydrodynamic Force Balance Technique// Langmuir. 1999 - 15(25) - P. 8706 - 8713.

95. Kulmyrzaev A, Bryant C, & McClements D J Influence of Sucrose on the Thermal Denaturation, Gelation, and Emulsion Stabilization of Whey Proteins// Journal of Agricultural and Food Chemistry. 2000. - 48 - P. 1593-1597.

96. Baier S, & McClements D. J. Impact of Preferential Interactions on Thermal Stability and Gelation of Bovine Serum Albumin in Aqueous Sucrose Solutions// Journal of Agricultural and Food Chemistry. 2001 -49-P. 2600-2608.

97. Rich L. M., & Foegeding E. A. Effects of Sugars on Whey Protein Isolate Gelation // Journal of Agricultural and Food Chemistry. 2000 - 48 -P.5046-5052.

98. Khan R. H., & Shabnum M. S. Effect of Sugars on Rabbit Serum Albumin Stability and Induction of Secondary Structure// Biochemistiy-Moscow. 2001- 66 - P. 1042-1046.

99. Carvajal P.A., MacDonald G.A., & Lanier T.C. Ciyostabilization Mechanism of Fish Muscle Proteins by Maltodextrins// Ciyobiology. 1999 -38-P. 16-26.

100. Rodrirguez Nino M. R., & Rodrirguez Patino J. M. Effect of the Aqueous Phase Composition on the Adsorption of Bovine Serum Albumin to the Air-Water Interface// Industrial and Engineering Chemistry Research -2002 -41 -P. 1489-1495.

101. Antipova A. S., Semenova M. G., & Belyakova L. E. Effect of sucrose on the thermodynamic properties of ovalbumin and sodium caseinate in abulk and at the air-water interface// Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. -1999- 12-P. 261-270.

102. Hogan S. A., McNamee B. F., O'Riordan E. D., &0'Sullivan M. Emulsification and microencapsulation properties of sodium caseinate/carbohydrate blends// International Dairy Journal 2001 - 11 - P. 137-144.

103. Murray В S, Liang H-J Enhancement of the Foaming Properties of Protein Dried in the Presence of Trehalose// Journal of Agricultural and Food Chemistry. 1999 - 47 - P. 4984-4991.

104. Murray B. S., & Liang H-J. Evidence for Conformational Stabilization of P-Lactoglobulin When Dried with Trehalose// Langmuir. 2000 - 16 - P. 6061-6063.

105. Clarkson J. R., Cui Z. F., & Darton R. C. Effect of solution conditions on protein damage in foam// Biochemical Engineering Journal 2000 - 4 -P. 107-114.

106. Abbasi S., & Dickinson E. Influence of sugars on high-pressure induced gelation of skim milk dispersions//Food Hydrocolloids. 2001 - 15 -P. 315-319.

107. Keenan R. D., Young D. J., Tier С. M., Jones A. D., & Underdown J. Mechanism of Pressure-Induced Gelation of Milk// Journal of Agricultural and Food Chemistry. 2001 - 49 - P. 3394-3402.

108. Dickinson E., & Merino L. M. Effect of sugars on the rheological properties of acid caseinate-stabilized emulsion gels// Food Hydrocolloids. -2002-16-P. 321-331.

109. Mercier J. D., Grosclaude F., Ribadeau-Dumas B. Primary structure of bovine caseins. A review//Milchwissenschaft. 1972 - 27- P. 402 - 408.

110. Walstra P. & Jenness R. Dairy Chemistry and Physics. New York: Wiley, 1984.

111. Chu В., Zhou Z., Wu G., & Farrell H. M. Laser Light Scattering of Model Casein Solutions: Effects of High Temperature// Journal of Colloid and Inteface Science. 1995- 170 - P. 102 -112.

112. Schorsch C., Jones M.G. & Norton I.T. Thermodynamic incompatibility and microstructure of milk protein/locust bean gum/sucrose systems//FoodHydrocolloids. 1999. - 13 -P. 89-99. . „ •

113. Schorsch C., Clark A. H., Jones M.G. & Norton I.T. Behaviour of milk protein/polysaccharide systems in high sucrose//Colloids and Surfaces: В.-1999- 12, P. 317-329.

114. Mozersky S.M., Farrel H.M. & Barford R.A. The Effects of Sucrose and Lactose on the Sizes of Casein Micelles Reconstituted from Bovine Caseins// Journal of Dairy Science. 1991 - 74 - P. 2382 -2393.

115. Dewan R. K., Bloomfield V.A., Chudgar A., & Morr C.V. Viscosity and voluminosity of bovine milk casein micelles. J. Dairy Science. 1973 -56(6)-P. 699-705.

116. Vaccari G., Mantovani G. In Sucrose: Properties and Applications; Mathlouthi M., Reiser-Cedus P. (Eds). New York: Chapman & Hall, 1995. -P. 33.

117. Mathlouthi M. In Sucrose: Properties and Applications; M. Mathlouthi, P. Reiser-Cedus (Eds). New York: Chapman & Hall, 1995. - P. 75.

118. Flink, J. M. In: Physical Properties of Foods; Peleg M., Bagley E. B. (Eds). New York: AVI Publishing Co., 1984. - P. 473.

119. Dawson R. M. C., Elliott D. C., Elliott W. H., Jones К. M. Data for Biochemical Research, 3rd edn.- Oxford: Clarendon Press, 1986.

120. Antipova A.S., & Semenova M.G. Effect of sucrose on the thermodynamic incompatibility of different biopolymers//Carbohydrate Polymers. 1995.- 28 - P. 359-365.

121. Lee J. C., & Timasheff S. N. The stabilization of proteins by sucrose// Journal of Biological Chemistry.- 1981 -256 7193-7201.

122. Antipova A.S., & Semenova M.G. Effect of neutral carbohydrate structure in the set glucose/sucrose/maltodextrin/dextran on protein surface activity at the air/water interface// Food Hydrocolloids. 1997 - 11 - P. 7177.

123. Minson E. I., Fennema O., Amundson С. H. Efficacy, of. various carbohydrates, as cryoprotectants. for casein in skim milk.// Journal of Food Science. 1981 - 46 (5) - 1597-1602.

124. Garrett I.M., Stairs R.A. & Annet R.G. Thermal denaturation and coagulation of whey proteins: effect of sugars// Journal of Dairy Science. -1988-71 -P. 10-16.

125. Allison S. D., Chang В., Randolph T. W, & Carpenter J. F. Hydrogen bonding between sugar and protein is responsible for inhibition of dehydration-induced protein unfolding// Archives of Biochemistry and Biophysics 1999. - 365 - P. 289 - 298.

126. Tzannis S. Т., & Prestrelski S. J. Moisture effects on protein-exciopient interactions in spray-dried powders. Nature of destabilizing effects of sucrose// Journal of of Pharmaceutical Sciences 1999.- 88 -P.360 - 370.

127. Lropez-Driez E. C. & Bone S. An investigation of the water-binding properties of protein+sugar systems// Physics in Medicine and Biology.-2000- 45-P. 3577-3588.

128. Imamura K., Iwai M., Ogawa Т., Sakiyama Т., & Nakanishi K. Evaluation of hydration statyes of protein in freeze-dried amorphous sugar matrix//Journal of Pharmaceutical Sciences. 2001. - 90 - P. 1955-1963.

129. McClements D. J. Estimation of steric exclusion and differential interaction contributions to protein transfer free energies in aqueous cosolvent solutions// Food Hydrocolloids. 2001 - 15 - P. 355-363.

130. Timasheff S N. Control of protein stability and reactions by weakly interacting cosolvents: the simplicity of the complicated//Advances in Protein Chemistry. 1998. - 51 - P. 355-432.

131. Saunders A. J., Davis-Searles P. R., Allen D. L., Pielak G. J., & Erie D. Osmolyte-induced changes in protein conformational equilibria//Biopolymers. 2000 - 53 - P. 293-307.

132. Ebel C., Eisenberg H., & Ghirlando R. Probing Protein-Sugar Interactions//Biophysical Journal. 2000-78-P. 385-393.

133. Brands С. M. J., & Van Boekel M. A. J. S. Reactions of monosaccharides during heating of sugar-casein systems: building of a reaction network model// Journal of Agricultural and Food Chemistry. -2001-49-P. 4667-4675.

134. Brands С. M. J., Wedzicha B. L., & Van Boekel M. A. J. S. Quantification of melanoidin concentration in sugar-casein systems// Journal of Agricultural and Food Chemistry. 2002 - 50 - P. 1178- 1183.

135. Arakawa T. & Timasheff S.N. Stabilization of protein structure by sugars//Biochemistry. 1982 - 21- P. 6536-6544.

136. Antipova A.S., & Semenova M.G. Influence of sucrose on the thermodynamic properties of the 1 IS globulin of Vicia faba-dextran-aqueous solvent system// Food Hydrocolloids. 1997.- 11 - P. 415 - 421.

137. Dickinson, E. Protein-polysaccharide interactions. In Food Colloids and Polymers: stability and mechanical properties; Dickinson E., & Walstra P., (Eds.). Cambridge: The Royal Society of Chemistry, 1993. - P. 77-93.

138. Dickinson E. Stability and rheological implications of electrostatic milk-protein-polysaccharide interactions// Trends in Food Science and Technology. 1998. - 9-P. 347-354.

139. Dickinson E. & Semenova M.G. Emulsifying behaviour of protein in the presence of polysaccharide under conditions of thermodynamic incompatibility// Journal of the Chemical Society, Faraday Transactions. -1992.-88-P. 849-854.

140. Dickinson E., Semenova M.G., Antipova A.S., & Pelan E. Effect of high-methoxy pectin on properties of casein-stabilized emulsions//Food Hydrocolloids. 1998. - 12 - P. 425 - 432.

141. Norton I.T., & Frith W.J. Phase separation in mixed biopolymer systems. In Food Colloids, Biopolymers and Materials; Dickinson E. and van Vliet, Ton, (Eds.).- Cambridge: The Royal Society of Chemistry. -2003.-P. 282-297.

142. Pavlovskaya G., Semenova M., Tsapkina E., & Tolstoguzov V. The influence of dextran on the interfacial pressure of adsorbing layers of 1 IS globulin vicia faba at the planar n-decane/aqueous solution interface// Food Hydrocolloids.- 1993. 7- P. 1-10.

143. Tolstoguzov V. Structure property relationships in Foods. In Macromolecular Interactions in Food Technology; Parris N., Kato A., Creamer L. K. and Pearce J.,(Eds.). - Washington DC : American Chemical Society, 1996.-P. 2-14.

144. Ledward D.A. Protein-Polysaccharide Interactions. In Protein Functionality in Food Systems; Hettiarachchy N.S. and Ziegler G.R., (Eds.). New York: Marcel Dekker, 1994. - P. 225-259.

145. Semenova M.G., Bolotina V.S., Grinberg V.Ya., & Tolstoguzov V.B. Thermodynamic incompatibility of the 1 IS fraction of soybean globulin and pectinate in aqueous medium//Food Hydrocolloids. 1990. - 3(6) - P. 447456.

146. Kratochvil P., & Sudelof L.O. Interactions in polymer solutions// Acta Pharmaceutica Suecica. 1986. - 23 - P. 31-46.

147. Ogston A.G. On the interaction of solute molecules with porous networks// Journal of Physical Chemistry 1970. -74 - P. 668-669.

148. Цветков B.H. Жёсткоцепные полимерные молекулы. -Ленинград: Наука, 1986 379 с.

149. Stockmayer W.H. Light Scattering in Multi-Component Systems // Journal of Chemical Physics. 1950. - 18 - P. 58-61.

150. Smidsrod G. Some physical properties of alginates in solution and in the gel state. Trondheim: NTNF's Institure for Marine Biochemistry, 1973.

151. Green G.H.S. Chemistry and Industry 1961.- P. 1036-1037.

152. Derbyshire E., Wrigh D. J., & Boulter D. Legumin and vicilin, storage proteins of legume seeds. A review// Phitochemistry. 1976.- 15- P. 3-24.

153. Neurath H. & Bailey The Proteins, Chemistry, Biological activity and methods. New York: Academic Press Inc., Publishers, 1953 - v.III. - part 1. - ch.5.

154. Casassa E.F. Effect of heterogeneity in molecular weight on the second virial coefficient of polymers in good solvents// Polymer. 1962. - 3 -P. 625-638.

155. Khoklov A.R., & Nyrkova I.A. Compatibility Enhancement and Microdomain Structuring in Weakly Charged Polyelectrolyte Mixtures// Macromolecules. 1992.-25 - P. 1493-1502.

156. Piculell L., & Lindman B. Association and segregation in aqueous polymer/polymer, polymer/surfactant, and surfactant/surfactant mixtures: similarities and differences// Advances in Colloid and Interface Science. -1992.-41-P. 149-178.

157. Bungenberg de Jong H. G. Crystalization, Coacervation and Flocculation. In Colloid Science; Kruyt, H.R. (Ed.). Amsterdam: Elsevier, 1949. - vol. 2. - P. 232 -258.

158. Пер-Оке Альбертсон Разделение клеточных частиц и макромолекул. Москва: Мир, 1974.- 381 с.

159. Polyakov V., Grinberg V., & Tolstoguzov V. Thermodynamic incompatibility of proteins// Food Hydrocolloids. 1997. - 11- P. 171-180.

160. Semenova M., Pavlovskaya G., & Tolstoguzov V. Light scattering and thermodynamic phase behaviour of the system 1 IS globulin- k-carrageenan-water// Food Hydrocolloids. 1991. - 4 - P. 469-479.

161. Hsu C.C., & Prausnitz J.M. Thermodynamics of polymer compatibility in ternary systems// Macromolecules. 1974. - 7(3) - P. 320324.

162. Zeman L., & Patterson D. Effect of solvent on polymer incompatibility in soIution/ZMacromoIecules. 1972. - 5(4) - P. 513-516.

163. Семёнова М.Г. Термодинамическая совместимость глобулярных белков и полисахаридов в водной среде по данным светорассеяния. Диссертация, канд. Хим. Наук. Москва, 1989 г. - 253 с.

164. Cai R. & Arntfield S. Thermal gelation in relation to binding of bovine serum albumin-polysaccharides systems//Journal of Food Science. -1997.-62-P. 1129-1134.

165. Edwards R. & Rutter P.R. The adsorption of bovine serum albumin and dextran D250 at the solid-liquid interface// Journal of Colloid and Interface Science. 1980. - 78 - P. 304-311.

166. Dickinson E.& Euston S.R. Stability of food emulsions containing both protein and polysaccharide. In Food Polymers, Gels and Colloids; Dickinson E., (Ed.). Cambridge: The Royal Society of Chemistry at Norwich, 1991.-P. 132-146.

167. Cao Y., Dickinson E. & Wedlock D J. Creaming and flocculation in emulsions containing polysaccharide// Food Hydrocolloids. 1990. - 4 - P. 185-195.

168. Dickinson E. The role of hydrocolloids in stabilizing particulate dispersions and emulsions. In Gums and Stabilizers for the Food Industry; Phillips G.O., Wedlock D.J. and Williams P.A., (Eds.). Oxford: IRL Press, 1988 .-vol. 4-P. 249 -264.

169. Radford S.J., & Dickinson E. Depletion flocculation of caseinate-stabilised emulsions: What is the optimum size of the non-adsorbed protein nano-particles?//Colloids and Surfaces A: Physicochemical and Engineering Aspects. 2004. - 238(1-3) - P. 71-81.

170. Napper D.H. Polymer Stabilization of Colloidal Dispersions.- London: Academic Press, 1983.

171. Lips A., Campbell I.J. & Pelan E.G. Aggregation mechanism in food colloids and the role of biopolymers. In Food Polymers, Gels and Colloids; Dickinson E., (Ed.). Cambridge: The Royal Society of Chemistry, 1991. -P.l-21.

172. Walstra P. Dairy Chemistry and Physics. Wiley, 1983.

173. Swaisgood H.E. Chemistry of milk protein. In Developments in Dairy Chemistry; Fox., P.F., (Ed.). London: Applied science, 1982. - 1 - P. 1-59.

174. Dickinson E., Ma J., & Povey M.J.W. Creaming of concentrated oil-in-water emulsions containing xanthanI I Food Hydrocolloids. -1994. 8 -P. 481-497.

175. Mercier J.D., Grrosclaude F., & Ribadeau-Dumas B. Primary structure of ovine caseins. A review// Milchwissenschaft. 1972 - 27- P. 402-408.

176. Nylander T. & Wahlgren M. Competitive and sequential adsorption of P-casein and p-lactoglobulin on hydrophobic surfaces and the interfacial structure of P-casein// Journal of Colloid and Interface Science. 1994 -162-P. 151-162.

177. Creamer L.K., Berry G.P. A study of the properties of dissociated bovine casein micelles// Journal of Dairy Research. 1975 - 42 - P. 169183.

178. Chu В., Zhou Z., Wu G., & Farrell H.M. Laser light-scatterring of model casein solutions: effects of high temperature// Journal of Colloid and Interface Science. 1995 - 170 - P. 102-112.

179. Schmidt D.G. Association of caseins and casein micelle structure. In Developments in dairy chemistry; Fox P.F., (Ed.). Essex England: Appl. Sci. Publ. Ltd., 1982 - vol.l - P. 61.

180. Tadros Th. F. & Vincent B. In Encyclopedia of Emulsion Technology; Becher P. (Ed.). New York: Marcel Dekker, 1983 - Vol.l - P. 129.

181. McClements, D.J. Food emulsions: Principles, practices and techniques. 2nd Edition. 2004.

182. Galazka V.B., Smith D., Ledward D.A., & Dickinson E. Complexes of bovine serum albumin with sulfated polysaccharides: Effect of pH, ionic strength and high-pressure treatment//Food Chemistry. 1999 - 64 - P. 303-310.

183. Neirynck N., Van der Meeren P., Bayarri Gorbe S., Dierckx S. & Dewettinck K. Improved emulsion stabilizing properties of whey protein isolate by conjugation with pectins// Food Hydrocolloids. 2004. - 18(6) -P. 949-957.

184. Diffis N. & Kiosseoglou V. Improvement of mulsifying properties of soybean protein isolate by conjugation with carboxymethyl cellulose// Food Chemistry.- 2003.- 81(1) P. 1- 6.

185. Dickinson E. & Galazka V.B. Emulsion stabilization by ionic and covalent complexes of p-lactoglobulin with polysaccharides//Food Hydrocolloids.-1991.- 5- P. 281 -296.

186. Dickinson E. & Galazka V.B. Emulsion stabilization by protein-polysaccharide complexes. In Gums and Stabilisers for the Food Industry; Phillips G.O., Wedlock D.J., and Williams P.A. (Eds.) Oxford: University Press, 1992.- Vol.6. - P. 351-362.

187. Dickinson E. Colloid science of mixed ingredients// Soft Matter. -2006. 2 (8) - P. 642-652.

188. Dalgleish, D.G. Food emulsions. In Encyclopedic handbook of emulsion technology. 2001 - P. 207-232.

189. Dickinson E. Protein-polysaccharide interactions. In Food Colloids and Polymers: stability and mechanical properties; Dickinson E. & Walstra P. (Eds.) -Cambridge: The Royal Society of Chemistry, 1993. P. 77-93.

190. Utsumi Sh., Nacamura T. & Mori T. Role of constituent subunits in the formation and properties of heat-induced gels of 1 IS globulins from legume seeds// Journal of Agricultural Food Chemistry.- 1983.- 31- P. 503506.

191. Kavanagh G.M, Clark A.H., & Ross-Murphy S.B. Heat-induced gelation of globular proteins: part 3. Molecular studies on low pH beta-Iactoglobulin gels// International Journal of Biological macromolecules. -2000.- 28(1)-P. 41-50.

192. Galazka V. B. PhD Thesis. University of Leeds. -1991.

193. Grinberg V.Ya., Danilenko A.N., Burova T.V. & Tolstoguzov V.B. Conformational stability of 11 s globulins from seeds//Journal of the Science of Food and Agriculture. 1989. - 49(2) - P. 235- 248.

194. Gumpen S., Hegg P.O. & Martens H. Thermal stability of fatty acid-serum albumin complexes studied by differential scanning calorimetry// Biochimica et Biophysica Acta. 1979.- 574 -P. 189- 196.

195. Sperry P. R., Hopfenberg H.B. & Thomas N.L. Flocculation of latex by water-soluble polymers: Experimental confirmation of a nonbridging, nonadsorptive, volume-restriction mechanism// Journal of Colloid and Interface Science. 1981. - 82 - P. 62-76.

196. McClements D.J. Comments on viscosity and depletion flocculation by polysaccharides//Food Hydrocolloids.- 2000. 14(2) - P. 173-177.

197. Moschakis Т., Murray B. S. & Dickinson E. Microstructural evolution of viscoelastic emulsions stabilised by sodium caseinate and xanthan gum// Journal of colloid and interface science. 2005. - 284( 2) -P. 714-728

198. Castle J., Dickinson E., Murray B.S. & Stainsby G. ACS Symp. Ser., 343. Washington DC: American Chemical Society. 1987.- P.l 18.

199. Krog N. Food emulsifiers and their chemical and physical properties. In Food Emulsions; Friberg S.E. and Larsson K. (Eds.). New York: Marcel Dekker. - 1997. - ch. 4 - P. 141-187.

200. Antipova A.S., Semenova M.G., Belyakova L.E. & II'in M.M. On relationships between molecular structure, interaction and surface behaviour in mixture: small molecule surfactant + protein// Colloids and Surfaces B: Biointerfaces.- 2001- 21- P. 217-230.

201. Kelley D. & McClements D.J. Interactions of bovine serum albumin with ionic surfacatants in aqueous solutions// Food Hydrocolloids 2003. -17- P. 73-85.

202. Doxastakis G. & Sherman P. The interaction of sodium caseinate with monoglyceride and diglyceride at the oil-water interface and its effect on interfacial rheological properties// Colloid Polymer Science. 1986. - 264 -P. 254-259.

203. Wustneck R., Kragel J. & Miller R. The adsorption of surfaceactive complexes between ^-casein, }- lactoglobulin and ionic surfactants and their shear rheological behaviour//Colloids and Surfaces, A 1996 - 114 - P. 255-265.

204. Kerstens S., Mugnier C., Murray B.S. & Dickinson E. Influence of ionic surfactants on the microstructure of heat-set -lactoglobulin-stabilized emulsion gels//Food Biophysics. 2006. - 1 (3) - P. 133-143.

205. Dickinson E. & Hong S-T. Influence of an anionic surfactant on the rheology of heat-set p-lactoglobulin-stabilized emulsion gels// Colloids Surfaces A: Physicochemical and Engeneering Aspects. 1997. - 127 - P. 1-10.

206. Patino J., Nino R. & Gomez J. Interfacial and foaming characteristics of protein-lipid systems// Food Hydrocolloids . 1997. - 11 - P. 49-58.

207. Chen J.S. & Dickinson E. Viscoelastic Properties of Protein-Stabilized Emulsions: Effect of Protein-Surfactant Interactions//Journal of Agricultural and Food Chemistry. 1998. - 46 - P. 91-97.

208. Chen J.S. & Dickinson E. Effect of monoglycerides and diglycerol-esters on viscoelasticity of heat-set whey protein emulsion gels// International Journal of Food Science and Technology. 1999. - 34 - P. 493-501.

209. Gennis R.B. Biomembranes. Molecular structure and function. New York: Springer-Verlag. 1989.

210. Lawrence A. A., Mohammednur Т., Desta S. & Shiferaw M. Effect of ionic strength and/or pH on Extractability and physico-functional characterization of broad bean (Vicia faba L.) Protein concentrate// Food Hydrocolloids. 2006. - 20(8) - P. 1124-1134.

211. Вайнтрауб JI.A. Овощные белки и их биосинтез. Под ред. Кретовича В. Л. Москва: Наука. - 1975. - С. 142-152.

212. Holt C. Structure and stability of the bovine casein micelle. In Advances in Protein Chemistry; Anfinsen C.B., Edsall J.D., Richards F.R. and Eisenberg D.S. (Eds.). San Diego: Academic Press. - 1992. - vol. 43 -P. 63-151.

213. Home D.S. Casein interactions: casting light on the black boxes, the structure in dairy products// International Dairy Journal. -1998. 8 - P. 171177.

214. Home D.S. Casein structure, self-assembly and gelation//Current Opinion in Colloid and Interface Science. -2002. 7 (5-6) - P. 456 - 461.

215. Home D.S. Casein micelle structure: Models and muddles//Current Opinion in Colloid and Interface Science. 2006. - 11(2-3) - P. 148 - 153.

216. Euston S.R. & Home D. S. Simulating the self-association of caseins// Food Hydrocolloids. 2005. -19 - P. 379 - 386.

217. Dauphas S., Mouhous-Riou N., Metro В., Mackie A.R., Wilde P.J., Anton M. & Riaublanc A. The supramolecular organization of p-casein: effect on interfacial properties// Food Hydrocolloids. 2005. - 19 - P. 387393.

218. Farrell Jr. H.M., Brown E.M., Hoagland P.D. & Malin E.L. Higher order structures in casein: a paradox//Advanced Dairy Chemistry-1: Proteins, Part A. 2003. - P. 203-231.

219. Farrell Jr. H.M., Malin E.L., Brown E.M. & Qi, P.X. Casein micelle structure: What can be learned from milk synthesis and structural biology? //Current Opinion in Colloid and Interface Science. 2006 - 11(2-3) - P. 135- 147.

220. Rollema H. S. In "Advanced Dairy Chemistry — 1 Proteins"; Fox P. F. (Ed.). London: Elsevier Applied Science. - 1992 - P. 111.

221. Mallee L. F. Mineral fortification using bioactive peptides from milk// Industrial Proteins. 1999.- 7(2) - P. 5 - 7.

222. G. Fauconneau. In Plant Proteins for Human Food; Bodwell C.E. and Petit L. (Eds). Hague: Martinus Mijhoff. - 1983 - P. 1.

223. Belitz H.D. & Grosch W. Legumes. In Food Chemistry. Berlin: Springer Ver-lag. -1987 - ch. 16, P. 536-548.

224. Garcia M., Torre M., Marina M., & Laborda F. Composition and characterization of soybean and related products//Critical Reviews in Food Science and Nutrition. -1997. 37- P. 361-391.

225. Muschiolok G. & Schmandke H. Functional Properties of Faba Bean Products (Vicia faba). Aachen: Nutrition, Biochemistry, Processing, Shaker-Verlag. 2000 (in German).

226. Creighton, Т.Е. Proteins, 2nd edition. New York: Freeman W. H. and Co. - 1993.

227. Paula S., Stis W., Tuchtenhagen J. & Blume, A. Thermodynamics of Micelle formation as a function of temperature: a high sensitivity titration calorimetry study// Journal of Physical Chemistry. -1995 99 - P. 11742 -11751.

228. Эдсолл Дж., Гатфренд X. Биотермодинамика. Изучение равновесных биохимических процессов. Под ред. Ю.А. Чизмаджева. -Москва: Мир. -1986.- 296 с.

229. Finkelstein A.V., Ptitsyn О.В. Protein Physics. A Course Lectures (Soft Condenced Matter, Complex Fluids and Biomaterials). California: Academic Press. An Imprint of Elsevier Science, - 2002.

230. Nakai S., Ho L., & Tung M.A. Solubilization of rapeseed, soy and sunflower protein isolates by surfactants and proteinase treatments//Canadian Institute of Food Science and Technology Journal. -1980.- 13-P. 14-22.

231. Utsumi Sh., Nacamura Т., & Mori T. Role of constituent subunits in the formation and properties of heat-induced gels of 1 IS globulins from legume seeds// Journal of Agriculture and Food Chemistry. 1983. - 31 -P. 503-506.

232. Dickinson E., Pinfield V.J., Home D.S. & Leermakers F.A.M. Self-consistent-field modelling of adsorbed casein. Interaction between twoprotein-coated surfaces// Journal of Chemical Society Faraday Transactions-1997.-93-P. 1785-1790.

233. Malhotra A. & Coupland J. N. The effect of surfactants on the solubility, zeta potential, and viscosity of soy protein isolates// Food Hydrocolloids. 2004. - 18 - P. 101-108.

234. Privalov, P.L. & Khechinashvili, N.N. A Thermodynamic Approach to the Problem of Stabilization of Globular Protein Structure: A Calorimetric Study// Journal of Molecular Biology. 1974. - 86 - P. 665 -684.

235. Magdassi S., Vinetsky Ye. & Relkin P. Formation and structural heat-stability of p- lactoglobulin/surfactant complexes// Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. 1996. - 6 - P. 353 -362.

236. Privalov P.L. Stability of Proteins: Small Globular Proteins//Advances in Protein Chemistry. 1979. - 33 - P. 167-241.

237. Ahmad F. & Salahuddin A. Reversible unfolding of the major fraction of ovalbumin by guanidine hydrochloride//Biochemistry. 1976. - 15 - P. 5168-5175.

238. Pfeil W. & Privalov P.L. In Biochemical Thermodynamics; Jones M.N. (Ed.). Elsevier Scientific Publishing Co - 1979. - Ch.3 - P. 75-115.

239. Privalov P.L., Khechinashvili N.N. & Atanasov B.P. Thermodynamic analysis of thermal transitions in globular proteins. I. calorimetric study of chymotrypsinogen, ribonuclease and myoglobin//Biopolymers. 1971. -10 (11)-P. 1865-1890.

240. Abed M. Ah. & Bohidar H. B. Gelatin-alpha olefin sulfonate interactions studied by dynamic light scattering//International Journal of Biological Macromolecules. 2004. - 34 - P. 49-54.

241. Sanchez C.C. & Patino J. M. R. Interfacial, foaming and emulsifying characteristics of sodium caseinate as influenced by protein concentration in solution// Food Hydrocolloids. 2005. - 19 - P. 407-416.

242. Rouimi S., Schorsch C., Valentini C. & Vaslin S. Foam stability and interfacial properties of milk protein-surfactant systems//Food Hydrocolloids. -2005. -19 P. 467-478.

243. Prins A., & KAI van Kalsbeek H. Foaming behaviour and dynamic surface properties of liquids//Current Opinion in Colloid and Interface Science. 1998. - 3(6) - P. 639-642.

244. Dickinson, E. & Izgi, E. Foam stabilization by protein-polysaccharide complexes// Colloids and Surfaces: A. 1996. - 113 - P. 191-201.

245. Patino J.M.R. & Nino M. R.R. Interfacial characteristics of food emulsifiers (proteins and lipids) at the air-water interface//Colloids and Surfaces: B. 1999. - 15 - P. 235-252.

246. Husband F.A., Wilde P J., Mackie A.R. & Garrood MJ. A Comparison of the Functional and Interfacial Properties of p-Casein and Dephosphoiylated p-Casein// Journal of Colloid and Interface Science. -1997.- 195-P. 77-85.

247. Dickinson E. & McClements D.J. Advances in Food Colloids. Glasgow: Blackie. 1995 - ch.8 - P. 247- 279.

248. Кантор Ч., Шиммел П. Биофизическая химия: в 3-х томах. Москва: Мир. 1985. - Т. 3, гл. 15 - С. 6 - 40.

249. Scatchard G. The attraction of proteins for small molecules and ions// Annals of the New York Academy of Sciences. 1949. - 51 - P. 660-672.

250. Caessens P.W.J.R., Gruppen H., Visser S., Van Aken G.A. & Voragen AJ.G. Plasmin Hydrolysis of P-Casein: Foaming and Emulsifying Properties of the Fractionated Hydrolysate// Journal of Agricultural Food Chemistry. 1997- 45 - P. 2935-2941.

251. Harkema Ir. J., Paselli SA-2 and Paselli Excel. In Ingredients Handbook. Fat Substitutes; Dalzell J. M. (Ed.) Surrey: Leatherhead Food RA.- 1998.-P. 103-115.

252. Conde-Petit B. & Escher F. Complexation Induced Changes of Rheological Properties of Starch Systems at Different Moisture Levels// Journal of Rheology. 1995. - 39 - P. 1497 - 1518.

253. Nuessli J., Sigg В., Conde-Petit B. & Escher F. Characterization of amylose-flavour complexes by DSC and X-ray diffraction// Food Hydrocolloids. -1997. 11 - P. 27-34.

254. Singh N., Kaur K., Singh H. & Singh H. Effect of starch-lipids inclusion complex formation on functional properties of flour in tandoori roti// Food Chemistry. 2000. - 69(2) - P. 129-133.

255. Allen M. Т., Miola L., Suddaby B. R. & Whitten D. G. Fluorescent stilbene, diene and triene surfactants as probes of reactivity in amylose inclusion complexes//Tetrahedron. 1987. - 43(7) - P. 1477-1484.

256. Rutschmann M. A. & Solms J. The formation of ternary inclusion complexes of starch with menthone and monostearate: a possible food model system// Lebensmittel Wissenschaft und Technologie-Food Science and Technology. 1990. - 23 - P. 451 -456.

257. Rutschmann M. A. & Solms J. Study of starch inclusion complex formation in an integrated food model system. In "Flavors and off-flavors'-89"; Charalambous G. (Ed.). Elsevier. - 1990.

258. Nuessli J., Conde-Petit В., Trommsdorff U. R. & Escher F. Influence of starch flavour interactions on rheological properties of low concentration starch systems// Carohydrate Polymers. 1995. - 28 - P. 167-170.

259. Ohashi K., Goshima G„ Kusuda H. & Tsuge H. Effect of Embraced Lipid on the Gelatinization of Rice Starch// Starch/ Starke. 1980. - 32 - P. 54-58.

260. Akuzawa S., Sawayama S., & Kawabata A. Selectivity and Thermal Properties of Various Starches Incorporating Free Fatty Acids//Bioscience, Biotechnology and Biochememistry. 1995. - 59 - P. 1605-1608.

261. Svensson E., Autio K.,& Eliasson A-Ch. The Effect of sodium dodecylsulfate on gelatinization and gelation properties of wheat and potato starches//Food Hydrocolloids. 1998. - 12 - P. 151-158.

262. Raphaelides S. N. Rheological Studies of Starch-Fatty Acid Gels// Food Hydrocolloids. 1993. - 7 - P. 479-495.

263. Mary Chiming Tang and Les Copeland. Analysis of complexes between lipids and wheat starch//Carbohydrate Polymers. 2007. - 67 (1-2) -P. 80-85.

264. Chiotelli E. & Le Meste M. Effect of triglycerides on gelatinisation and rheological properties of concentrated potato starch preparations// Food Hydrocolloids. 2003. - 17(5) - P. 629-639.

265. Lundqvist H., Eliasson A.-C. & Olofsson G. Binding of hexadecyltrimethylammonium bromide to starch polysaccharides. Part I. Surface tension measurements// Carbohydrate Polymers. 2002. - 49(1) -P. 43-55.

266. Dickinson E., Goller M. I. & Wedlock D. J. Osmotic Pressure, Creaming, and Rheology of Emulsions Containing Nonionic Polysaccharide//Journal of Colloid and Interface Science. 1995. - 172 - P. 192-202.

267. Babak V. G. Stabilization of emulsion films and emulsions by surfactant-polyelectrolyte complexes. In Food Colloids 2000: Fundamentalsof Formulation; Dickinson E. and Miller R. (Eds.). Cambridge: The Royal Society of Chemistry. - 2001. - P. 91-102.

268. Paula S., StisW., Tuchtenhagen J. & Blume A. Thermodynamics of Micelle formation as a function of temperature: a high sensitivity titration calorimetry study// Journal of Physical Chemistry. 1995. - 99 - P. 1174211751.

269. Cooper A. Thermodynamic analysis of biomolecular interactions. A review//Current Opinion in Chemical Biology. 1999. - 3(5) - P. 557-563.

270. Mira, Isabel. Interactions between surfactants and starch: from starch granules to amylose solutions. Doctoral thesis. - 2006

271. Godet M. C., Buleon A., Tran A. & Colonna P. Structural Features of Fatty Acid Amylose Complexes// Carbohydrate Polymers. - 1993. - 21 -P. 91-95.

272. Semenova M. G. & Gauthier-Jaques A. Effect of amylose on ovalbumin surface activity at the air/water interface in the ternary system: amylase + ovalbumin + sodium caprate// Food Hydrocolloids. 1997. - 11 -P. 79-86.

273. Эскин В.Е. Рассеяние света растворами полимеров и свойства макромолекул. Ленинград: Наука 1986. - 288с.

274. Sun S. F. Physical Chemistry of Macromolecules. Basic Principles and Issues. (2nd Eddition) Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. 2004.

275. Dobrynin A. V. & Rubinstein M. Theory of polyelectrolytes in solutions and at surfaces. A review article// Progress in Polymer Science. -2005-P. 1049-1118.

276. Belitz H. D. & Grosch W. Vegetables and their products. In Food Chemistry. Berlin: Springer-Verlag. 1987 - ch.17- P. 549-577.

277. Goddard E.D. Polymer-surfactant interaction: Part I. Uncharged water-soluble polymers and charged surfactants. In Interactions of Surfactants with Polymers and Proteins. CRC Press. 1993. - P. 123-169.

278. Kiraly, Z. & Dekany, I. A thermometric titration study on the micelle formation of sodium decyl sulfate in water//Journal of Colloid and Interface Science. 2001. - 242 - P. 214-219.

279. Wang Y., Han В., Yan H. & Kwak, J.C.T. Microcalorimetry study of interaction between ionic surfactants and hydrophobically modified polymers in aqueous solutions// Langmuir. 1997. - 13 - P. 3119-3123.

280. Streicher W.W. & Makhatadze G.I. Advances in the analysis of conformational transitions in peptides using differential scanning calorimetry// Methods Molecular Biology. 2007. - 350 - P. 105-13.

281. Fares K., Landy P., Guilard R. & Voilley A. Physicochemical interactions between aroma compounds and milk proteins effect of water and protein modification// Journal of Dairy Science. - 1998. - 81 (1) - P. 82-91.

282. Franzen K.L. & Kinsella J.E. Parameters affecting the binding of volatile flavor compounds in model food systems. Part I. Proteins//Journal of Agricultural and Food Chemistry. 1974. - 22(4) - P. 675-678.

283. Gremli, H.A. Interaction of flavor compounds with soy protein// Journal of American Oil Chemical Society. 1974. - 51(1) - P. 95A- 97A.

284. Landy P., Daraux C. & Voilley A. Retention of aroma compounds by proteins in aqueous solution// Food Chemistry. 1995. - 54(4) - P. 387392.

285. Conde-Petit В., Escher F. & J. Nuessli Structural features of starch-flavor complexation in food model systems. A review article. //Trends in Food Science & Technology. 2006. -17(5) - P. 227-235.

286. Sostmann K. & Guichard E. Immobilized beta-lactoglobulin on a HPLC-column a rapid way to determine protein-flavour interactions // Food Chemistry. -1998. - 62 (4) - P. 509-513.

287. Voilley A.J. Flavour encapsulation-influence of encapsulation media on aroma retention during drying//ACS Symposium series. 1995. - 590 -P. 169-179.

288. Wassef W. & Nawar Some variables affecting composition of headspace aroma//Journal of Agricultural and Food Chemistry. -1971.-19 (16)-P. 1057-1059.

289. Graf E. & Deeroos K.B. Performance of vanilla flavour in low-fat icecream//ACS Symposium series. 1996. - 633 - P. 24-35.

290. Hansen A.P. & Booker D.C. Flavour interaction with casein and whey-protein// ACS Symposium series. 1996. - 633 - P. 75-89.

291. Mottram D.S., Szaumanszumski C. & Dodson A. Interaction of thiol and disulfide flavour compounds with food components//Journal of Agricultural and Food Chemistry. 1996. - 44 - P. 2349-2351.

292. Miller K.S., Upadhyaya S.K. & Krochta J.M. Permeability of D-limonene in whey-protein films// Journal of Food Science. 1998. - 63 - P. 244-247.

293. Makri E., Papalamprou E. & Doxastakis G. Study of functional properties of seed storage proteins from indigenous European legume crops (lupin, pea, broad bean) in admixture with polysaccharides//Food Hydrocolloids. -2005. 19(3) - 583-594.

294. Fauconneau G. In Plant Proteins for Human Food; Bodwell C.E. and Petit L. (Eds). The Hague: Martinus Mijhoff. -1983 - P. 1.

295. Garcia M.C., Torre M., Marina M.L. & Laborda F. Composition and characterization of soybean and related products//Critical Reviews in Fodd Science and Nutrition. 1997. - 37 (4) - P. 361-391.

296. Kinsella J.E. Functional properties of soy proteins//Journal of American Oil Chemical Society. 1979. - 56 (3) - P. 242- 258.

297. McDaniel M.R. & Chan N. Masking of soy protein flavor by tomato sauce// Journal of Food Science. 1988. - 53 (1) - P. 93-96.

298. Dumont J.P. & Land D.G. Binding of diacetil by pea proteins// Journal of Agricultural and Food Chemistry. 1986. - 34. - P. 1041-1045.

299. Pattee H.E., Salunkhe D.K., Sathe S.K. & Reddy N.R. Legume lipids// Critical Review of Food Science and Nutrition. 1982. - 17(2). - P. 97-139.

300. Damodaran S. & Kinsella J.E. Interaction of carbonyls with soy protein: thermodynamic effects// Journal of Agricultural and Food Chemistry.- 1981.-29-P. 1249-1253.

301. Damodaran S. & Kinsella J.E. Interaction of carbonyls with soy protein: conformational effects// Journal of Agricultural and Food Chemistry. 1981. - 29-P. 1253-1257.

302. Aspelund T.G. & Wilson L.A. Adsorption of off-flavor compounds onto soy protein: a thermodynamic study//Journal of Agricultural and Food Chemistry. 1983. 31. - P. 539 -545.

303. O'Neill Т.Е. & Kinsella J.E. Flavor protein interactions: characteristics of 2-nonanone binding to isolated soy protein fractions//Journal of Food Science. -1987. 52 (1) - P. 98-101.

304. Damodaran S. and Kinsella J.E. Flavor protein interactions. Binding of carbonyls to bovine serum albumin: thermodynamic and conformational effects// Journal of Agricultural and Food Chemistry. -1980. 28 (3) - P. 567-571.

305. Fischer N. & Vaneijk T. Gas-chromatography olfactometry as a tool for measuring flavor-food ingredient interactions in model systems//ACS Symposium series 1996. - 633 - P. 164 - 178.

306. Belitz H.D. & Grosch W. Aroma substances. In Food Chemistry.-Berlin: Springer Verlag. 1987. - ch.5 - P. 257-304.

307. Jennings W.G. Influence of temperature and salt addends on vapor equilibration of headspace//Journal of Food Science. 1965. - 30 - P. 445 -449.

308. Borgna J.L. Requirements for reliable determination of binding affinity constants by saturation analysis approach//Journal of Steroid Biochemistry and Molecular Biology. 2004. - 92(5) - P. 419-433.

309. Klotz I.M. & Urguhardt I,M. Binding of organic ions by proteins. Comparison of native and modified proteins// Journal of American Chemical Society. 1949. - 71 - P. 1597 - 1603.

310. Kozhevnikov G.O., Danilenko A.N., Braudo E.E. & Schwenke K.D. Comparative studies on thermodynamic characteristics of pea legumin and legumin-T thermal denaturation// International Journal of Biologicalmacromolecules. 2001- 29(4-5) - P. 225-236.

311. Schwenke K.D. Reflections about the functional potential of legume proteins. A review. A review // Nahrung. 2001. - 45(6) - P. 377-381.

312. Schwenke K. D., Grinberg V.Ya., Danilenko A.N., Burova T.V. & Tolstoguzov V.B. On the acceptability of the two-state model of protein unfolding to the 11 S globulins from plant seeds// Nahrung. 1987 - 31(2) -P. 183-184.

313. Utsumi Sh., Nacamura T. & Mori T. Role of constituent subunits in the formation and properties of heat-induced gels of 1 IS globulins from legume seeds// Journal of Agricultural and Food Chemistry. 1983. - 31 -P. 503-506.

314. German В., Damodaran S. & Kinsella J.E. Thermal dissociation and association behaviour of soy proteins// Journal of Agricultural and Food Chemistry. 1982. - 30 - P. 807-811.

315. Celej M.S., Dassie S.A., Freire E., Bianconi M.L. & Fidelio G.D. Ligand-induced thermostability in proteins: thermodynamic analysis of

316. ANS-albumin interaction// Biochimica et Biophysica Acta. 2005. -1750(2)-P. 122-133.

317. Kratochvil P. Particle scattering functions. In Light scattering from polymer solution; Huglin M.B. (Ed.). London and New York: Academic Press.-1972.-P. 333-384.

318. Suurkuusk J. Specific heat measurements of lysozyme, chymotrypsinogen, and ovalbumin in aqueous solution and in solid state// Acta Chemica Scandinavica. 1974. - B28 - P. 409 - 417.

319. Pfeil W. In Biochemical Thermodynamics; Tones T.N. (Ed.). -Amsterdam: Elsevier. 1988. - ch. 2.

320. Gelano E.L., Silva C.H.T.P., Imasato H. & Tabak M. Interaction of bovine (BSA) and human (HSA) serum albumins with ionic surfactants: spectroscopy and modelling//Biochimica et Biophysica Acta. 2002 - 1594 -P. 84-99.

321. Tolstoguzov V.B. Protein-polysaccharide interactions. In Food Proteins and Their Application. CRC Press 1997. - P. 171-198.

322. Tolstoguzov V.B. Thermodynamic aspects of biopolymer functionality in biological systems, foods, and beverages//Critical Reviews in Biotechnology. 2002. - 22 - P. 89-174.

323. Audette G.F., Delbaere L.T.J. & Xiang J. Mapping Protein: Carbohydrate Interactions// Current Protein and Peptide Science. 2003. - 4 (1)-P. 11-20.

324. Ding P., Wolf В., Frith W.J., Clark A.H., Norton I.T. & Pacek, A.W.Interfacial tension in phase-separated gelatin/dextran aqueous mixtures// Journal of Colloid and Interface Science. 2002. - 253 (2) - P. 367-376.

325. Langourieux S. & Crouzet,T. Study of Aroma Compounds-Polysaccharides Interactions by Dynamic Exponential Dilution// Food Science and Technology- Lebensmittel -Wissenschaft und Technologie. -1994.-27-P. 544-549.

326. Golovnya R. V., Terenina M. В., Krikunova N. I., Yuryev V. P. & Misharina T. A. Formation of Supramolecular Structures of Aroma Compounds with Polysaccharides of Corn Starch Cryotextures// Starch -Starke. 2001- 53 (6) - P. 269 - 277.

327. Seuvre A. M., Espinosa Diaz M. A. & Voilley A. Retention of aroma compounds by P-lactoglobulin in different conditions// Food Chemistry. -2002.- 77(4)-P.421-429.

328. Guichard E. Flavour retention and release from protein solutions. A review paper// Biotechnology Advances. 2006. - 24(2) - P. 226-229.

329. Guichard. E. & Etievant P. Measurement of interactions between polysaccharides and flavour compounds by exclusion size chromatography: Advantages and limits// Nahrung Food. 1998. - 42 - P. 376 - 379.

330. Landy P., Druaux C. & Voilley A. Retention of aroma compounds by proteins in aqueous solution// Food Chemistry. 1995. - 54(4) - P. 387392.

331. Le Thanh M., Thibeaudeau P., Thibaut M.A. & Voilley A. Interactions between volatile and non-volatile compounds in the presence of water//Food Chemistry. 1992. - 43,129-135.

332. Arvisenet G., Le Bail P., Voilley A., Cayot N. Influence of physicochemical interactions between amylose and aroma compounds on the retention of aroma in food-like matrices// Journal of Agricultural and Food Chemistry. 2002. - 50(24) - P. 7088-7093.

333. Quiocho F.A., Spurlino J.C. & Robseth L.E. Extensive features of tight oligosaccharide binding revealed in high-resolution structures of the maltodextrin transport/chemosensory receptor // Structure. 1997. - 5 - P. 997- 1015.

334. Arvisenet G., Voilley A. & Cayot N. Retention of aroma compounds in starch matrices: competitions between aroma compounds toward amylose and amylopectin// Journal of Agricultural and Food Chemistry. 2002. -50(25)-P. 7345-7349.

335. Jouquand C., Ducruet V. & Le Bail P. Formation of amylose complexes with C6-aroma compounds in starch dispersions and its impact on retention// Food Chemistry. 2006. - 95(3) - P. 461-470.