Связывание рибосомных белков S5 и S16 человека с участком 1203-1236/1521-1698 3`-концевого домена 18S pРНК тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Яньшина, Дарья Дмитриевна

• Яньшина, Дарья Дмитриевна
• кандидат биологических наук
• 2008

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Яньшина, Дарья Дмитриевна

ОГЛАВЛЕНИЕ

ПРИНЯТЫЕ СОКРАЩЕНИЯ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. РНК-белковые взаимодействия в малых субчастицах рибосом про- и эукариот (Обзор литературы)

1.1. Сборка малой субчастицы рибосомы прокариот in vitro

1.2. Подходы к изучению РНК-белковых взаимодействий в малых субчастицах рибосом

1.2.1. Футпринтинг

1.2.2. Метод SELEX

1.2.3. Мутагенез

1.2.4. Метод сшивок

1.2.5. Протеомный анализ

1.3. Взаимодействие сердцевинных белков 30S субчастицы рибосомы с 16S рРНК

1.3.1. Взаимодействие рибосомного белка S15 с 16S рРНК

1.3.1.1. Участок связывания rpS15 нарРНКпо данным, полученным биохимическими методами

1.3.1.2. Участок связывания rpS15 на рРНКпо данным рентгеноструктурного анализа

1.3.2. Взаимодействие рибосомного белка S8 с 16S рРНК

1.3.2.1. Участок связывания rpS8 на рРНКпо данным, полученным биохимическими методами

1.3.2.2. Участок связывания rpS8 на рРНКпо данным рентгеноструктурного анализа

1.3.3. Взаимодействие рибосомного белка S7 с 16S рРНК

1.3.3.1. Участок связывания rpS7 на рРНКпо данным, полученным биохимическими методами

1.3.3.2. Участок связывания rpS7 на рРНКпо данным рентгеноструктурного анализа

1.3.4. Взаимодействие рибосомного белка S4 с 16S рРНК 43 1.3.4.1. Участок связывания rpS4 на рРНК по данным, полученным биохимическими методами 43 1.3.4.2. Участок связывания rpS4 нарРНКпо даннымрентгеноструктурного анализа

1.3.5. Взаимодействие рибосомного белка S17 с 16S рРНК

1.3.5.1. Участок связывания rpS17 на рРНК по данным, полученным биохимическими методами

1.3.5.2. Участок связывания rpS17 на рРНКпо данным рентгеноструктурного анализа

1.3.6. Взаимодействие рибосомного белка S20 с 16S рРНК

1.3.6.1. Участок связывания rpS20 на рРНКпо данным, полученным биохимическими методами

1.3.6.2. Участок связывания rpS20 на рРНКпо данным рентгеноструктурного анализа

1.4. Сборка малой субчастицы рибосомы эукариот

1.5. Подходы к изучению структуры 40S субчастицы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Связывание рибосомных белков S5 и S16 человека с участком 1203-1236/1521-1698 3`-концевого домена 18S pРНК»

Рибосома - это многокомпонентная макромолекулярная клеточная машина, осуществляющая процесс биосинтеза белка в клетке. Изучение структурно-функциональной топографии рибосом важно не только для понимания молекулярных механизмов биосинтеза белка, но и для разработки подходов к регуляции этого процесса. К настоящему времени пространственная структура рибосом прокариот детально изучена с помощью рентгеноструктурного анализа (см. [1, 2]), в то же время структура рибосом эукариот, особенно высших, остаётся намного менее исследованной. По-видимому, это связано с тем, что многие из методов, успешно применяемых для изучеиия бактериальных рибосом, пока что не могут быть использованы для исследования структуры рибосом эукариот. Это касается прежде всего метода рентгеноструктурного анализа (РСА), поскольку кристаллы эукариотических рибосом, пригодные для РСА, пока не получены, а также методов, основанных на реконструкции рибосомных субчастиц из белков и рРНК, поскольку до сих пор не найдено подходов к сборке функционально-активных субчастиц рибосом эукариот из рРНК и белков in vitro.

Один из наиболее доступных на сегодняшний день подходов к изучению РНК-белковых взаимодействий в рибосомных субчастицах эукариот основан на использовании рекомбинантных рибосомных белков и фрагментов РНК, отвечающих за эти взаимодействия. Такие фрагменты могут быть получены в системе транскрипции in vitro. Аналогичный подход был успешно использован ранее для изучения взаимодействия различных прокариотических рибосомных белков с РНК-трапскриптами, соответствующими фрагментам 16S рРНК, содержащим сайты связывания этих белков (см., например, [3-5]).

Целью настоящей работы являлось изучение диссоциации 40S субчастиц рибосом человека в градиенте концентрации моновалентных катионов для выявления так называемых сердцевинных рибосомных белков, которые наиболее прочно удерживаются на 18S рРНК, и исследование связывания некоторых из них, в частности белков S5 и S16, с 18S рРНК с помощью вышеуказанного подхода. Рибосомный белок (гр от аигл. ribosomal protein) S5 - гомолог rpS7 прокариот, a rpS16 - гомолог rpS9 [6], участки связывания rpS7 и rpS9 на 16S рРНК известны. В качестве модельной РНК выбран фрагмент главного 3'концевого домена 18S рРНК человека (нуклеотиды 1203-1236/1521-1698) (фрагмент 3Dm), гомологичный району 16S рРНК, содержащему участки связывания rpS7 и rpS9. Основными задачами являлись: определение порядка диссоциации рибосомных белков из 40S субчастиц при увеличении концентрации LiCl (0.3-1.5 М) в присутствии 4 мМ MgCb и 0.5 М КС1 и идентификация белков, наиболее сильно удерживающихся на 18S рРНК; характеризация связывания rpS5 и rpS16 человека с фрагментом 3Dm и определение нуклеотидных остатков этого фрагмента, изменяющих свою доступность зондам в присутствии этих белков; определение взаимного влияния rpS16 и rpS5 на связывание каждого из них с фрагментом 3Dm; сопоставление полученных результатов по связыванию rpS5 и rpS16 с фрагментом 3Dm с рентгеноструктурными данными о контактах rpS7 и rpS9 с 16S рРНК в 30S субчастице.

На момент начала настоящей работы данные о молекулярных контактах в 40S субчастице эукариотической рибосомы практически отсутствовали.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Яньшина, Дарья Дмитриевна

Выводы

1. Исследована диссоциация белков из малой субчастицы рибосомы человека при возрастающей концентрации моновалентных катионов.

• Установлен порядок диссоциации рибосомных белков из 40S субчастиц при увеличении концентрации моновалентных катионов от 0.8 до 2.0 М в присутствии 4 мМ MgCb.

• Определены сердцевинные рибосомные белки S3, S5, S7, SIO, S15, S16, S17, S19, S20 и S28 40S субчастицы, которые удерживаются на 18S рРНК до 1.55 М концентрации моновалентных катионов, при этом следовые количества S7, S10, S16 и S19 остаются связанными с ней до 1.63 М концентрации.

2. Изучено связывание сердцевинных рибосомных белков S16 и S5 с фрагментом 12031236/1521-1698 (3Dm) 18S рРНК человека, соответствующим району 16S рРНК бактерий, содержащему участки связывания рибосомных белков S9 и S7, гомологов эукариотических S16 и S5 соответственно.

• Показано, что оба белка способны связываться с фрагментом 3Dm при 20° С в

24- 4присутствии 4 мМ Mg и 250 мМ К , образуя стабильные комплексы со значениями констант диссоциации порядка 10'9 М.

• Установлено, что для связывания белка S16 с фрагментом 3Dm не требуется присутствия белка S5, прокариотический гомолог которого - рибосомный белок S7 абсолютно необходим для связывания 16S рРНК с белком S9.

3. С помощью футпринтинга определены нуклеотидные остатки фрагмента 3Dm, изменяющие свою доступность зондам в присутствии рибосомного белка S16 и/или белка S5.

• Установлено, что большинство из остатков, меняющих свою доступность при связывании белка S16, расположено в районах 18S рРНК, гомологичных участкам связывания центральной и N-концевой частей рибосомного белка S9 на 16S рРНК, а при связывании белка S5 - в районах, соответствующих участкам связывания центральной и С-концевой частей белка S7. Остальные из выявленных остатков расположены в тех районах 18S рРНК, которые соответствуют нуклеотидным последовательностям в 16S рРНК, не участвующим в комплексообразовании с белками S9 и S7.

• Показано, что одновременное связывание белков S5 и S16 с фрагментом 3Dm усиливает взаимодействие каждого из них с этим фрагментом, свидетельствуя о кооперативности их связывания. 4, Установлено, что, несмотря на принципиально различные пути сборки рибосом про- и эукариот, характер взаимодействия рибосомных белков S5 и S16 человека и гомологичных им S7 и S9 бактерий с рРНК малой субчастицы рибосомы в целом сохранился, хотя на 18S рРНК и возникли дополнительные участки для связывания специфичных фрагментов белков S16 и S5, отсутствующих у их гомологов.

3.2. Заключение

В представленной работе впервые проведен детальный анализ диссоциации белков из малой субчастицы эукариотической рибосомы при возрастающей концентрации моновалентных катионов, что позволило установить порядок диссоциации рибосомных белков из 40S субчастиц рибосом человека при увеличении концентрации LiCl (0.3-1.5 М) в присутствии 4 мМ MgCh и 0.5 М КС1. Оказалось, что рибосомы высших эукариот гораздо чувствительнее к высокой концентрации моновалентных катионов, чем прокариотические рибосомы [7, 23]. Диссоциация большинства сердцевинных рибосомных белков 40S субчастицы уже заканчивается при концентрации соли 1.55 М, при которой в прокариотах большая часть рибосомных белков ещё связана с 16S рРНК. С использованием рекомбинантных рибосомных белков человека изучено связывание сердцевинных rpS16 и rpS5 с фрагментом 1203-1236/1521-1698 18S рРНК, соответствующим району 16S рРНК, содержащему участки связывания их прокариотических гомологов - rpS9 и rpS7 соответственно. Оказалось, что оба белка способны образовывать комплекс с вышеуказанным фрагментом 18S рРНК, однако rpS16, iв отличие от своего гомолога rpS9, связывается с этим фрагментом в отсутствие rpS5, гомолога rpS7, предварительное связывание которого с 16S рРНК абсолютно необходимо для последующего её комплексообразования с rpS9. Возможно, эти отличия вместе с особенностями диссоциации рибосомных белков из 40S субчастиц отражают принципиально различные пути сборки малых субчастиц рибосом в клетках про- и эукариот.

Изучая изменение доступности нуклеотидов фрагмента 1203-1236/1521-1698 18S рРНК действию РНКаз и химических зондов в присутствии rpS16 и/или rpS5, мы пришли к заключению, что в целом их расположение на 18S рРНК соответствует расположению гомологичных им белков на 16S рРНК, что свидетельствует об эволюционной консервативности большинства контактов гомологичных белков с рРНК в рибосомах про-и эукариот. Вместе с тем, в отсутствие rpS5 неструктурированная С-концевая часть rpS16 благодаря своей высокой подвижности может взаимодействовать с двумя альтернативными участками 18S рРНК в дополнение к основному участку, соответствующему району 16S рРНК, в котором происходит связывание С-концевой части rpS9.- В присутствии rpS5 происходит стабилизация комплекса 18S рРНК с rpS16 за счёт усиления взаимодействия его С-концевой части с основным участком связывания и одним из альтернативных участков. Кроме того, результаты настоящей работы позволили заключить, что одновременное связывание rpS5 и rpS16 приводит к таким конформационным перестройкам в РНК, которые способствуют стабилизации образующегося комплекса, за счёт появления в ней новых участков, вовлекаемых в связывание, которых не наблюдали в комплексах фрагмента 3Dm ни с одним из этих белков, взятых по отдельности. Таким образом, используя информацию о нуклеотидах РНК, меняющих свою доступность действию химических и ферментативных зондов, удалось впервые получить представление об участках связывания сердцевинных белков S5 и S16 40S субчастицы рибосомы человека на 18S рРНК и об их взаимном влиянии на это связывание.

Полученная в настоящей работе информация является исключительно важной для понимания молекулярных основ РНК-белковых взаимодействий в малых субчастицах рибосом млекопитающих, а накопление такого рода информации служит первым шагом в их реконструкции in vitro.

I i

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Яньшина, Дарья Дмитриевна, 2008 год

1. Selmer M., Dunham C.M., Murphy IV F.V., Weixlbaumer A., Petry S., Kelley A.C., Weir J.R., Ramakrishnan V. Structure of the 70S ribosome complexed with mRNA and tRNA // Science. 2006. Vol. 13. P. 1935-1942.

2. Dragon F., Brakier-Gingras L. Interaction of Escherichia coli ribosomal protein S7 with 16S rRNA //Nucleic Asids Res. 1993. Vol. 21. P. 1199-1203.

3. Gregory R.J., Cahill P.B.F., Thurlow D.L., Zimmermann R.A. Interaction of Escherichia coli ribosomal protein S8 with its binding sites in ribosomal RNA and messenger RNA // J. Mol. Biol. 1988. Vol. 204. P. 295-307.

4. Wilson D.N., Nierhaus К.Н. Ribosomal proteins in the spotlight // Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 2005. Vol. 40. P. 243-267.

5. Спирин А. С. Молекулярная биология. Структура рибосомы и биосинтез белка. М.: Высшая школа, 1986. 303 с.

6. Dresios J., Panapoulos P., Synetos D. Eukaryotic ribosomal proteins lacking a eubacterial counterpart: important players in ribosomal functions // Mol. Microbiol. 2006. Vol. 59. P. 1651-1663.

7. Wool I.G., Chan Y.-L., GluckA. Mammalian ribosomes: the structure and the evolution of the proteins // Translational control / Eds J.W.B. Hershey, M.B. Mathews, N. Sonenberg. Cold Spring Harbor, NY: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1996. P. 685-732.

8. Noller H.F., Woese C.R. Secondary structure of 16S ribosomal RNA // Science. 1981. Vol. 212. P. 402-411.

9. Wimberly B.T., Brodersen D.E., Clemons W.M., Jr., Morgan-Warren R.J., Carter A.P., Vonrhein C., Hartsch Т., Ramakrishnan V. Structure of the 30S ribosomal subunit // Nature. 2000. Vol. 407. P. 327-339.

10. Gonzalez I.L., Schmickel R.D. The human 18S ribosomal RNA gene: evolution and stability // Am. J. Hum. Genet. 1986. Vol. 38. P. 419-427.

11. Spahn C.M., Beckmann R., Eswar N., Penczek P.A., Sali A., Blobel G., Frank J. Structure of the 80S ribosome from Saccharomyces cerev/s/ae-tRNA-ribosome and subunit-subunit interactions // Cell. 2001. Vol. 107. P. 373-386.

12. Gutell R.R. Comparative sequence analysis and the structure of 16S and 23S rRNA // Ribosomal RNA: structure, evolution, processing, and function in protein synthesis / Eds R.A. Zimmermann, A.E. Dahlberg. New York: CRC Press, 1996. P. 111-128.

13. Mueller F., Srark H., van Heel M., Rinke-Appel J., Brimacombe R. A new model for the three-dimensional folding of Escherichia coli 16S ribosomal RNA. III. The topography of the functional centre // J. Mol. Biol. 1997. Vol. 271. P. 566-587.

14. Schluenzen F., Tocilij A., Zarivach R., Harms J., Gluehmann M., Janell D., Bashah A., Bartels H, Agmon I., Franceschi F., Yonath A. Structure of functionally activated small ribosomal subunit at 3.3 resolution // Cell. 2000 . Vol. 102. P. 615-623.

15. Traub P., Nomura M. Structure and function of E. coli ribosomes. V. Reconstitution of functionally active 30S ribosomal particles from RNA and proteins // Proc. Natl. Sci. USA. 1968. Vol. 59. P. 777-784.

16. Mizushima S., Nomura M. Assembly mapping of 30S ribosomal proteins in E.coli II Nature. 1970. Vol. 226. P. 1214-1218.

17. Held W.A., Ballou В., Mizushima S., Nomura M. Assembly mapping of 30S ribosomal proteins from Escherichia coli. Further studies. Further studies. // J. Biol. Chem. 1974. Vol. 249. P. 3103-3111.

18. Culver G.M., Noller H.F. Efficient reconstitution of functional Escherichia coli 30S ribosomal subunits from a complete set of recombinant small subunit ribosomal proteins // RNA. 1999. Vol. 5. P. 832-843.

19. Culver G.M., Noller H.F. In vitro reconstitution of 30S ribosomal subunits using complete set of recombinant proteins // Methods Enzymol. 2000. Vol. 318. P. 446-460.

20. Лерман Н.И. Диссоциация структурных белков от рибосом печени крысы и реконструкция in vitro биологически активных рибосом из дефицитных по белку производных РНП-частиц и отделенных белков //Молекуляр. биология. 1968. Т. 2. С. 209-220.

21. Dutca L.-M., Jagannathan I, Grondek J.F., Culver G.M. Temperature-dependent RNP conformational rearrangements: analysis of binary complexes of primary binding proteins with 16S rRNA // J. Mol. Biol. 2007. Vol. 368. P. 853-869.

22. Samaha R.R., O'Brien В., O'Brien Т., Noller H.F. Independent in vitro assembly of a ribonucleoprotein particle containing the 3' domain of 16S rRNA // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. Vol. 91. P. 7884-7888.

23. Weitzmann C.J., Cunningham P.R., Nurse K., Ofengand J. Chemical evidence for domain assembly of the Escherichia coli 30S ribosome // FASEB. J. 1993. Vol. 7. P. 177-180.

24. Holmes K.L., Culver G.M. Analysis of conformational changes in 16S rRNA during the course of 30S subunit assembly // J. Mol. Biol. 2005. Vol. 354. P. 340-357.

25. Guthrie C„ Nashimoto H„ Nomura M. Structure and function of E.coli ribosomes. VIII. Cold-sensitive mutants defective in ribosome assembly // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1969. Vol. 63. P. 384-391.

26. Nashimoto Н., Held W., Kaltschmidt E., Nomura M. Structure and function of bacterial ribosomes. XII. Accumulation of 21S particles by some cold-sensitive mutants of E.coli II J. Mol. Biol. 1971. Vol. 62. P. 121-138.

27. Nierhaus K.N., Bordasch К., Homann H.E. Ribosomal proteins. XLIII. In vivo assembly of Escherichia coli ribosomal proteins // J. Mol. Biol. 1973. Vol. 74. P. 587-597.

28. Lindahl L. Intermediates and time kinetics of the in vivo assembly of Escherichia coli ribosomes // J. Mol. Biol. 1975. Vol. 92. P. 15-37.

29. Alix J.H., Guerin M. Mutant DnaK chaperones cause ribosome assembly defects in Escherichia coli И Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. Vol. 90. P. 9725-9729.

30. Traub P., Nomura M. Srtucture and function of E.coli ribosomes. VI. Mechanism of assembly of 30S ribosomes studed in vitro II J. Mol. Biol. 1969. Vol. 40. P. 391-413.

31. Held W.A., Nomura M. Rate determining step in the reconstitution of Escherichia coli 30S ribosomal subunits//Biochemistry. 1973. Vol. 12. P. 3273-3281.

32. Tarn M.F., Hill W.E. Physical characteristics of the reconstitution intermediates (RI30 and RI30*) from the 30S ribosomal subunit of Escherichia coli II Biochemistry. 1981. Vol. 20. P. 6480-6484.

33. Holmes K.L., Culver G.M. Mapping structural differences between 30S ribosomal subunit assembly intermediates // Nat. Struct. Mol. Biol. 2004. Vol. 11. P. 179-186.

34. Held W.A., Mizushima S., Nomura M. Reconstitution of Escherichia coli 30S ribosomal subunits from purified molecular components // J. Biol. Chem. 1973. Vol. 248. P. 57205730.

35. Culver G. M. Assembly of the 30S subunit II Biopolymers. 2003. Vol. 68. P. 234-249.41 .Brunei C., Romby P. Probing RNA structure and RNA-ligand complexes with chemical probes // Methods Enzymol. 2000. Vol. 318. P. 3-21.

36. Fenton H.J.H. Oxidation of tartaric acid in presence of iron // J. Chem. Soc. 1894. Vol. 65. P. 899-910.

37. Hertzberg R.P., Dervan P.B. Clevage of double helical DNA by methidiumpropyl-EDTA-iron (II) // J. Am. Chem. Soc. 1982. Vol. 104. P. 313-315.

38. Tuerk G., Gold L. Systematic evolution of ligands by exponential enrichment: RNA ligands to bacteriophage T4 DNA polymerase // Science. 1990. Vol. 249. P. 505-510.

39. Moine К, Cachia С., Westhof E., Ehresmann В., Ehresmann C. The RNA binding site of S8 ribosomal protein of Escherichia coli: Selex and hydroxy! radical probing studies // RNA. 1997. Vol. 3. P. 255-268.

40. A6.Allmang C., Mougel M., Westhof E., Ehresmann В., Ehresmann C. Role of conserved nucleotides in building the 16S rRNA binding site of E. coli ribosomal protein S8 // Nucleic Acids Res. 1994. Vol. 22. P. 3708-3714.

41. Robert F., Brakier-Gingras L. Ribosomal protein S7 from Escherichia coli uses the same determinants to bind 16S ribosomal RNA and its messenger RNA // Nucleic Acids Res. 2001. Vol. 29. P. 677-682.

42. Ревтович C.B., Никулин А.Д., Никонов С.В. Роль N-концевой спирали во взаимодействии рибосомного белка S15 с 16S рРНК // Биохимия. 2004. Т. 69. С. 1619-1624.

43. Rubin J.R., Sabat M., Sundaralingam M. Binding of cis- and trans-/Pt(NH2Cl2/ to tRNAphe // Nucleic Acids Res. 1983. Vol. 11. P. 6571-6586.

44. Yates J.R. 3rd, Gilchrist A., Howell K.E., Bergeron J.J.M. Proteomics of organelles and large cellular structures //Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2005. Vol. 6. P. 702-714.

45. Miiller R., Garrett R.A., Noller H.F. The structure of the RNA binding site of ribosomal proteins S8 and S15 //J. Biol. Chem. 1979. Vol. 254. P. 3873-3878.

46. Zimmermann R.A., Muto A., Fellner P., Ehresmann C., Branlant C. Location of ribosomal protein binding sites on 16S ribosomal RNA // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1972. Vol. 69. P. 1282-1286.

47. Svensson P., Changchien L.-M., Craven G.R., Noller H.F. Interaction of ribosomal proteins, S6, S8, S15 and S18 with the central domain of 16S ribosomal RNA // J. Mol. Biol. 1988. Vol. 200. P. 301-308.

48. Mougel M., Philippe С., Ebel J.-P., Ehresmann В., Ehresmann C. The E.coli 16S rRNA binding site of ribosomal protein SI5: higher-order structure in the absence and in the presence of the protein //Nucl. Acids Res. 1988. Vol. 16. P. 1225-1239.

49. Stern S., Weiser В., Noller H.F. Model for the three-dimensional folding of 16S ribosomal RNA // J. Mol. Biol. 1988. Vol. 204. P. 447-481.

50. Powers Т., Noller H.F. Hydroxyl radical footprinting of ribosomal proteins on 16S rRNA //RNA. 1995. Vol. 1. P. 194-209.

51. Portier C., Dondon L., Grunberg-Manago M. Translational autocontrol of the Escherichia coli ribosomal protein SI5 //J. Mol. Biol. 1990. Vol. 211. P. 407-414.

52. Benard L., Philippe C., Dondon L., Grunberg-Manago M., Ehresmann В., Ehresmann C., Portier C. Mutational analysis of the pseudoknot structure of the SI5 translational operator from Escherichia coli II Mol. Microbiol. 1994. Vol. 14. P. 31-40.

53. Scott L.G., Williamson J.R. Interaction of the Bacillus stearothermophilus ribosomal protein S15 with its 5'-translational operator mRNA // J. Mol. Biol. 2001. Vol. 314. P. 413-422.

54. Serganov A., Polonskaia A., Ehresmann В., Ehresmann C., Patel D.G. Ribosomal protein SI5 represses its own translation via adaptation of an rRNA-like fold within its mRNA // EMBO J. 2003. Vol. 22. P. 1898-1908.

55. Nikulin A., Serganov A., Ennifar E., Tishchenko S., Nevskaya N., Shepard W., Portier C., Garber M., Ehresmann В., Ehresmann C., Nikonov S., Dumas P. Crystal structure of the S15-rRNA complex // Nature Struct. Biol. 2000. Vol. 7. P. 273-277.

56. Clemons W.M., May J.L.C., Wimberly B.T., McCutcheon J.P., Capel M.S., Ramakrishnan V. Structure of bacterial 30S ribosomal subunit at 5.5 resolution // Nature. 1999. Vol. 400. P. 833-840.

57. Orr J. W., Hagerman P.J., Williamson J.R. Protein and Mg2+-induced conformational changes in the SI5 binding site of 16S ribosomal RNA // J. Mol. Biol. 1998. Vol. 275. P. 453-464.

58. Batey R. Т., Williamson J.R. Effects of polyvalent cations on the folding of an rRNA three-way junction and binding of ribosomal protein S15 // RNA. 1998. Vol. 4. P. 984-997.

59. Levitt M. Detailed molecular model for transfer ribonucleic acid // Nature. 1969. Vol. 224. P. 759-763.

60. Batey R.T., Williamson J.R. Interaction of the Bacillus stearothermophilus ribosomal protein SI5 with 16S rRNA. II. Specificity determinants of RNA-protein recognition // J. Mol. Biol. 1996. Vol. 261. P. 550-567.

61. Allain F.H., Varani G. Structure of the PI helix from group I self-splicing introns // J/ Mol. Biol. 1995. Vol. 250. P. 333-353.

62. Agalarov S.C., Sridhar Prasad G., Funke P.M., Stout C.D., Williamson J.R. Structure of the SI 5, S6, S18-rRNA complex: assembly of the 30S ribosome central domain // Science. 2000. Vol. 288. P. 107-113.

63. Wower I., Brimacombe R. The localization of multiple sites on 16S RNA wich are cross-linked to proteins S7 and S8 in Escherichia coli 30S ribosomal subunits by treatment with 2-iminothiolane// Nucleic Acids Res. 1983. Vol. 11. P. 1419-1437.

64. Mougel M., Allmang C., Eyermann F., Cachia C., Ehresmann В., Ehresmann C. Minimal 16S rRNA binding site and role of conserved nucleotides in Escherichia coli ribosomal protein S8 recognition // Eur. J. Biochem. 1993. Vol. 215. P. 787-792.

65. Zengel J.M., Lindahl L. Diverse mechanisms of regulating ribosomal protein synthesis in Escherichia coli II Prog. Nucleic Asids Res. Mol. Biol. 1994. Vol. 47. P. 331-370.

66. Cerretty D.P., Mattheakis L.S., Kearney K.R., Vu L., Nomura M. Translation regulation of the spc operon in Escherichia coli: Identification and structural analysis of the target site for S8 repressor protein // J. Mol. Biol. 1988. Vol. 204. P. 309-329.

67. Merianos H.J., Wang J., Moore P.B. The structure of a ribosomal protein S81 spc operon mRNA complex // RNA. 2004. Vol. 10. P. 954-964.

68. Fallon A.M., Jinks C.S., Strycharz G.D., Nomura M. Regulation of ribosomal protein synthesis in Escherichia coli by selective mRNA inactivation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1979. Vol. 76. P. 3411-3415.

69. Fiil N.P., Friesen J.D., Downing W.L., Dennis P.P. Posttranscriptional regulatory mutants in a ribosomal protein-RNA polymerase operon of E. coli И Cell. 1980. Vol. 19. P. 837844.

70. Lindahl L., Zengel J.M. Operon-specific regulation of ribosomal protein synthesis in Escherichia coli II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1979. Vol. 76. P. 6542-6546.

71. Nomura M., Yates J.L., Dean D., Post L.E. Feedback regulation of ribosomal protein gene expression in Escherichia coli: Structural homology of ribosomal RNA and ribosomal protein mRNA // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1980. Vol. 77. P. 7084-7088.

72. Gutell R.R., Weiser В., Woese C.R., Noller H.F. Comparative anatomy of 16S-like ribosomal RNA // Prog. Nucleic Acids Res. Mol. Biol. 1985. Vol. 32. P. 155-216.

73. Kalurachchi K., Uma K., Zimmermann R.A., Nikonowisz E.P. Structural features of the binding site for ribosomal protein S8 in Escherichia coli 16S rRNA defined using NMR spectroscopy // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. Vol. 94. P. 2139-2144.

74. Kalurachchi K., Nikonowisz E.P. NMR structure determination of the binding site for ribosomal protein S8 from Escherichia coli 16S rRNA // J. Mol. Biol. 1998. Vol. 280. P. 639-654.

75. Novotny V., Nierhaus K.N. Assembly of the 30S subunit from Escherichia coli ribosomes occurs via two assembly domains which are initiated by S4 and S7 // Biochemistry. 1988. Vol. 27. P. 7051-7055.

76. Yusupov M.M., Yusupova G.Zh., Baucom A., Lieberman K., Earnest T.N., Cate J.H.D., Noller H. Crystal structure of the ribosome at 5.5 A resolution // Science. 2001. Vol. 292. P. 883-896.

77. Carter A.P., Clemons W.M., Brodersen D.E., Morgan-Warren R.J., Wimberly B.T., Ramakrishnan V. Functional insights from the structure of the 30S ribosomal subunit and its interaction with antibiotics //Nature. 2000. Vol. 407. P. 340-348.

78. Buck M.A., Cooperman B.S. Single protein omission reconstitution studies of tetracycline binding to the 30S subunit of Escherichia coli ribosomes // Biochemistry. 1990. Vol. 29. P. 5374-5379.

79. Bischof O., Kruft V., Wittmann-Viebold B. Analysis of the pyromicin binding site in the 70S ribosome of Escherichia coli at the peptide level // J. Biol. Chem. 1994. Vol. 269. P. 18315-18319.

80. Ehresmann В., Bachendorf C., Ehresmann С., Millon R., Ebel J-P. Effect of ultraviolet irradiation on 30S ribosomal subunits. Identification of the RNA region crosslinked to protein S7 // Eur. J. Biochem. 1980. Vol. 104. P. 255-262.

81. Zweib C., Brimacombe R. RNA-protein cross-linking in Escherichia coli 30S ribosomal subunits: precise localization of the nucleotide in 16S RNA which is coupled to protein S7 by ultraviolet irradiation // Nucleic Asids Res.1979. Vol. 6. P. 1775-1790.

82. Powers Т., Changchien L.-M., Craven G.R., Noller H.F. Probing the assembly of the 3' major domain of 16S ribosomal RNA. Quaternary interactions involving ribosomal proteins S7, S9 and S19 // J. Mol. Biol. 1988. Vol. 200. P. 309-319.

83. Dragon F., Payant C„ Brakier-Gingras L. Mutational and structural analysis of the RNA binding site for Escherichia coli ribosomal protein S7 // J. Mol. Biol. 1994. Vol. 244. P. 74-85.

84. Saito К., Mattheakis L.C., Nomura M. Posttranscriptional regulation of the str operon in Escherichia coli. Ribosomal protein S7 inhibits coupled translation of S7 but not its independent translation // J. Mol. Biol. 1994. Vol. 235. P. 111-124.

85. Saito K., Nomura M. Post-transcriptional regulation of the str operon in Escherichia coli. Structural and mutational analysis of the target site for translational repressor S7 // J. Mol. Biol. 1994. Vol. 235. P. 125-139.

86. Golovin A., Spiridonova V., Kopylov A. Mapping contacts of the S12-S7 intercistronic region of str operon mRNA with ribosomal protein S7 of E.coli II FEBS lett. 2006. Vol. 580. P. 5858-5862.

87. Hosaka H., Nakagawa A., Tanaka I., Harada N., Sano K., Kimura M., Yao M., Wakatsuki S. Ribosomal protein S7: a new RNA-binding motif with structural similarities to a DNA architectural factor // Structure. 1997. Vol. 5. P. 1199-1208.

88. Wimberly B.T., White S.W., Ramakrishnan V. The structure of ribosomal protein S7 at 1.9 resolution reveals a beta-hairpin motif that binds double-stranded nucleic acids // Structure. 1997. Vol. 5. P. 1187-1198.

89. Mueller F., Brimacombe R. A new model for the three-dimensional folding of Escherichia coli 16S ribosomal RNA. I. Fitting the RNA to a 3D electron microscopic map at 20 // J. Mol. Bi ol. 1997. Vol. 271. P. 524-544.

90. Tanaka I., Nakagawa A., Hosaka H., Wakatsuki S., Mueller F„ Brimacombe R. Matching the crystallographic structure of ribosomal protein S7 to a three-dimensional model of the 16S ribosomal RNA // RNA. 1998. Vol. 4. P. 542-550.

91. Brimacombe R. RNA-protein interactions in the Escherichia coli ribosome // Biochimie. 1991. Vol. 73. P. 927-936.

92. Robert F., Gagnon M., Sans D., Michnick S., Brakier-Gingras L. Mapping of the RNA recognition site of Escherichia coli ribosomal protein S7 // RNA. 2000. Vol. 6. P. 16491659.

93. Stern S., Wilson L.C., Noller H.F. Localization of the binding site for protein S4 on 16S ribosomal RNA by chemical and enzymatic probing and primer extension // J. Mol. Biol. 1986. Vol. 192. P. 101-110.

94. Heilek G.M., Marusak R., Meares C.F., Noller H.F. Directed hydroxyl radical probing of 16S rRNA using Fe(II) tethered to ribosomal protein S4 // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. Vol. 92. P. 1113-1116.

95. Stern S., Changchien L.-M., Craven G.R., Noller H.F. Interaction of proteins SI6, S17 and S20 with 16S ribosomal RNA // J. Mol.Biol. 1988. Vol. 200. P. 291-299.

96. Markus M.A., Gerstner R.B., Draper D.E., Torchia D.A. The solution structure of ribosomal protein S4 delta41 reveals two subdomains and a positively charged surface that may interact with RNA // EMBO J. 1998. Vol. 17. P. 4559-4571.

97. Noller H.F. Biochemical characterization of the ribosomal decoding site // Biochimie. 2006. Vol. 88. P. 935-941.

98. Ogle J.M., Ramakrishnan V. Structural insights into translational fidelity // Annu. Rev. Biochem. 2005. Vol. 74. P. 129-177.

99. Golden B.L., Hoffman D.W., Ramacrishnan V., White S.W. Ribosomal protein S17: characterization of the three dimensional structure by !H and I5N NMR // Biochemistry. 1993. Vol. 32. P. 12812-12820.

100. Jaishree T.N., Ramakrishnan V., White S.W. Solution structure of prokaryotic ribosomal protein S17 by high-resolution NMR spectroscopy // Biochemistry. 1996. Vol. 35. P. 2845-2853.

101. Murzin A.G. OB (oligonucleotide-oligosaccharide binding)-fold: common structural and functional solution for non-homologous sequences // EMBO J. 1993. Vol. 12. P. 861-867.

102. Klein D.J., Schmeing T.M., Moore P.В., Steitz T.A. The kink-turn: a new RNA secondary structure motif// EMBO J. 2001. Vol. 20. P. 4214-4221.

103. Dabbs E.R. Selection for Escherichia coli mutants with proteins missing from the ribosome //J. Bact. 1979. Vol. 140. P. 734-737.

104. Gotz F., Fleischer C., Pon C.L., Gualerzi C.O. Subunit association defects in Escherichia coli ribosome mutants lacking proteins S20 and LI 1 // Eur. J. Biochem. 1989. Vol. 183. P. 19-24.

105. Ryden-Aulin M., Shaoping Z, Kylsten P., Isaksson L.A. Ribosome activity and modification of 16S RNA are influenced by deletion of ribosomal protein S20 // Mol. Microbiol. 1993. Vol. 7. P. 983-992.

106. Culver G.M., Noller H.F. Directed hydroxyl radical probing of 16S ribosomal RNA in ribosomes containing Fe(II) tethered to ribosomal protein S20 // RNA. 1998. Vol. 4. P. 1471-1480.

107. Cormack R.S., Mackie G.A. Mapping ribosomal protein S20-16S rRNA interaction by mutagenesis//J. Biol. Chem. 1991. Vol. 266. P. 18525-18529.

108. Mangiarotti G., Chiaberge S. Reconstitution of functional eukaryotic ribosomes from Dictyostelium discoideum ribosomal proteins and RNA // J. Biol. Chem. 1997. Vol. 272. P. 19682-19687.

109. Doudna J.A., Rath V.L. Structure and function of the eukaryotic ribosome: the next frontier// Cell. 2002. Vol. 109. P. 153-156.

110. Fromont-Racine M., Senger В., Saveanu C., Fasiolo F. Ribosome assembly in eukaryotes//Gene. 2003. Vol. 313. P. 17-42.

111. Nierhaus K.H. The assembly of prokaryotic ribosomes // Biochimie. 1991. Vol. 73. P. 739-755.

112. Maki J.A., Schnobrich D.J., Culver G.M. The DnaK chaperone system facilitates 30S ribosomal subunit assembly // Mol. Cell. 2002. Vol. 10. P. 129-138.

113. Grummt F., Bielka H. Stepwise dissociation of rat-liver ribosomes into core particles and split proteins //Biochym. Biophys. Acta. 1970. Vol. 199. P. 540-542.

114. Welfle К, Henkel В., Bielka H. Ionic interactions in eukaryotic ribosomes: splitting of the subunits of rat liver ribosomes by treatment with monovalent cations // Acta Biol. Med. Germ. 1976. Vol. 35. P. 401-411.

115. Lutsch G., Noll F„ Theise H., Enzmann G., Bielka H. Localization of proteins SI, S2, S16 and S23 on the surface of small subunits of rat liver ribosomes by immune electron microscopy//Mol. Gen. Genet 1979. Vol. 176. P. 281-291.

116. Lutsch G., Bielka H., Enzmann G., Noll F. Electron microscopic investigations on the location of rat liver ribosomal proteins S3a, S5, S6, S7 and S9 by means of antibody labeling // Biomed. Biochim. Acta. 1983. Vol. 42. P. 705-723.

117. Lutsch G., StahlJ., Kargel H.-J., Noll K., Bielka H. Immunoelectron microscopic studies on the location of ribosomal proteins on the surface of the 40S ribosomal subunit from rat liver//Eur. J. Cell. Biol. 1990. Vol. 51. P. 140-150.

118. Bommer U.-A., Nol ,F., Lutsch G., Bielka H. Immunochemical detection of proteins in the small subunit of rat liver ribosomes involved in binding of the ternary initiation complex//FEBS Lett. 1980. Vol. 111. P. 171-174.

119. Tolan D.R., Traut R.R. Protein topography of the 40 S ribosomal subunit from rabbit reticulocytes shown by cross-linking with 2-iminothiolane // J. Biol. Chem. 1981. Vol. 256. P. 10129-10136.

120. Gross В., Westermann P., Bielka H. Spatial arrangement of proteins within the small subunit of rat liver ribosomes studied by cross-linking // EMBO J. 1983. Vol. 2. P. 255260.

121. Yeh Y.~C., Traut R.R., Lee J.C. Protein topography of the 40 S ribosomal subunit from Saccharomyces cerevisiae as shown by chemical cross-linking // J. Biol. Chem. 1986. Vol. 261. P. 14148-14153.

122. Xiang R.H., Lee J.C. Identification of proteins crosslinked to RNA in 40S ribosomal subunits of Saccharomyces cerevisiae II Biochimie. 1989. Vol. 71. P. 1201-1204.

123. Uchiumi Т., Terao K., Ogata K. Ribosomal proteins cross-linked to 28-S and 18-S rRNA separated by sedimentation after ultraviolet irradiation of rat liver ribosomes // Eur. J. Biochem. 1983. Vol. 132. P. 495-499.

124. Malygin A.A., Dobrikov M.I., Repkova M.N., Shishkin G.V., Ven'yaminova A.G., Karpova G.G. Proteins neighboring 18S rRNA conserved sequences 609-618 and 10471061 within the 40S human ribosomal subunit // RNA. 1999. Vol. 5. P. 1656-1664.

125. Alexander R.W., Muralikrishna P., Cooperman B.S. Ribosomal components neighboring the conserved 518-533 loop of 16S rRNA in 30S subunits // Biochemistry. 1994. Vol. 33. P. 12109-12018.

126. Muralikrishna P., Alexander R.W., Cooperman B.S. Placement of the alpha-sarcin loop within the 50S subunit: evidence derived using a photolabile oligodeoxynucleotide probe //Nucleic Acids Res. 1997. Vol. 25. P. 4562-4569.

127. Bernstein K.A., Gallagher J.E., Mitchell B.M., Granneman S., Baserga S.J. The small-subunit processome is a ribosome assembly intermediate // Eucaryot. Cell. 2004. Vol. 3. P. 1619-1626.

128. Kruger Т., ZentgrafH., Scheer U. Intranucleolar sites of ribosome biogenesis defined by the localization of early binding ribosomal proteins // J. Cell. Biol. 2007. Vol. 177. P. 573578.

129. Puvion-Dutilleul F., Puvion E., Bachellerie J.P. Early stages of pre-rRNA formation within the nucleolar ultrastructure of mouse cells studied by in situ hybridization with a 5'ETS leader probe // Chromosoma. 1997. Vol. 105. P. 496-505.

130. Puvion-Dutilleul F., Bachellerie J.P., Puvion E. Nucleolar organization of HeLa cells as studied by in situ hybridization // Chromosoma. 1991. Vol. 100. P. 395-409.

131. Lazdins I.B., Delannoy M., Sollner-Webb B. Analysis of nucleolar transcription and processing domains and pre-rRNA movements by in situ hybridization // Chromosoma. 1997. Vol. 105. P. 481-495.

132. Morgan D.G., Menetret J.-F., Neuhof A., Rapoport T.A., Akey Ch.W. Structure of the mammalian ribosome-channel complex at 17 A resolution // J. Mol. Biol. 2002. Vol. 324. P. 871-886.

133. Бабкина ГЛ., Владимиров C.H., Грайфер Д.М., Матасова Н.Б., Смоленская И.А., Карпова Г.Г. Выделение рибосом и субчастиц из плаценты человека и определение их функциональной активности // Изв. Сиб. Отд. АН СССР. 1989. Вып. 2. С. 92-98.

134. Bradford М.М. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal. Biochem. 1976. Vol. 72. P. 248-254.

135. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 //Nature. 1970. Vol. 277. P. 680-685.

136. Madjar J.-J., Arpin M., Buisson M., Reboud J.-P. Spot position of rat liver ribosomal proteins by four different two-dimentional electrophoresis in polyacrylamide gel // Mol. Gen. Genet. 1979. Vol. 171. P. 121 -134.

137. Lastic S.M., McConkey E.H. Exchange and stability of HeLa ribosomal protein in vitro II J. Biol. Chem. 1976. Vol. 251. P. 2867-2875.

138. Knopf U.C., SoMMer A., Kenny J., Traut R.R. A new two-dimensional gel electrophoresis system for the analysis of complex protein mixtures: Application to the ribosome of Я coli И Mol. Biol. Rep. 1975. Vol. 2. P. 34-40.

139. Kaltschmidt E., Wittmann H.G. Ribosomal proteins. VII. Two-dimensional polyacrilamyde gel electrophoresis for fingerprinting of ribosomal proteins // Anal. Biochem. 1970. Vol. 36. P. 401-412.

140. Малыгин А.А., Грайфер Д.М., Лалетина E.C., Шатский И.Н., Карпова Г.Г. Подход к выявлению функционально важных участков РНК, основанный на комплементарно-адресованной модификации // Молекуляр. биология. 2003. Т. 37. С. 1027-1034.

141. Иванов А.В., Малыгин А.А., Карпова Г.Г. Рибосомные белки, связывающиеся с первым интроном пре-мРНК рибосомного белка S26 человека, стимулируют взаимодействие белков экстракта клеток HeLa с этим интроном // Молекуляр. биология. 2002. Т. 36. С. 503-510.

142. Clarke P. A. RNA Footprinting and modification interference analysis // RNA-protein interaction protocols / Eds S.R. Haynes. Totowa, New Jersey: Humana Press, 1999. P. 7391.

143. McConkey Е.Н., Bielka К, Gordon J., Lastick S.M., Lin A., Ogata K., Reboud J.P., Traugh J.A., Traut R.R., Warner J.R., Welfle H., Wool I.G. Proposed uniform nomenclature for mammalian ribosomal proteins // Mol. Gen. Genet. 1979. Vol. 169. P. 16.

144. Chaudhuri S., Vyas K., Kapasi P., Komar A.A., Dinman J.D., Barik S., Mazumder B. Human ribosomal protein LI3a is dispensable for canonical ribosome function but indispensable for efficient rRNA methylation // RNA. 2007. Vol. 13. P. 2224-2237.

145. Mazumder В., Sampath P., Seshadri V., Maitra R.K., DiCorleto P.E., Fox P.L. Regulated release of LI3a from the 60S ribosomal subunit as a mechanismof transcript-specific translational control // Cell. 2003. Vol. 115. P. 187-198.

146. DeLano W.L. The PyMOL Molecular Graphics System // DeLano Scientific. San Carlos, CA, USA. 2002.

147. Zuker M. Mfold web server for nucleic acid folding and hybridization prediction // Nucleic Acids Res. 2003. Vol. 32. P. 3406-3415.

148. Klein D.J., Moore P.В., Steitz T.A. The roles of ribosomal proteins in the structure assembly, and evolution of the large ribosomal subunit // J. Mol. Biol. 2004. Vol. 340. P. 141-177.

149. Lambert С., Leonard N., De Bolle X., Depiereux E. ESyPred3D: Prediction of proteins 3D structures // Bioinformatics. 2002. Vol. 18. P. 1250-1256.

150. Tompa P., Cresmely P. The role of structural disorder in the function of RNA and protein chaperones // FASEB J. 2004. Vol. 18. P. 1169-1175.

151. Автор признателен рецензенту Валентине Николаевне Буневой за внимательное прочтение работы и ценные советы по оформлению полученных результатов.