5S рРНК-белковый комплекс Thermus thermophilus: исследование структуры белка TL5 и его взаимодействия с РНК тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Мещеряков, Владимир Александрович

• Мещеряков, Владимир Александрович
• кандидат биологических наук
• 2001

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Мещеряков, Владимир Александрович

ВВЕДЕНИЕ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ. Структурные исследования рибосом и рибосомных компонентов.

1. Детали структурной организации рибосомы.

1.1. Электронно-микроскопические исследования структуры рибосомы.

1.2. Кристаллографические исследования структуры рибосомы.

1.2.1. Структура 30S рибосомной субчастицы Thermits thermophilus.

1.2.2. Структура 50S рибосомной субчастицыHaloarcula marismortui.

1.2.3. Структура 70S рибосомы Thermits thermophilus.

1.3. Структурные исследования рРНК - белковых комплексов.

1.3.1. Структура комплекса белкаЬП с фрагментом 23S рРНК.

1.3.2. Центральный домен 30S субчастицы.

1.3.2.1. Структура комплекса белка S15 с фрагментом V • '

16S рРНК Т. thermophilics.л.

1.3.2.2. Структура комплекса белков S15, S6 и S18 с фрагментом

16S рРНК Т. thermophilus.

2. 5S рРНК - белковый комплекс.

2.1. Структура 5S рРНК.

2.1.1. Первичная и вторичная структура 5S рРНК.

2.1.2. Третичная структура 5S рРНК.

2.2. Белки 5S рРНК - белкового комплекса.

2.2.1. Белок L18.

2.2.2. Белок L25.

2.2.3. Белок L5.

2.2.4. 5S рРНК - связывающие белки эукариот.

2.2.4.1. Рибосомные белки.

2.2.4.2. Фактор транскрипции TFIIIA.

2.3. Расположение в рибосоме и функция

5S рРНК - белкового комплекса.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ.

1. Материалы.

1.1. Химические реагенты и ферменты.

1.2. Буферы.

1.3. Среды.

2. Методы.

2.1. Получение компетентных клеток Е. coli.

2.2. Трансформация компетентных клеток плазмидной ДНК.

2.3. Экспериментальные процедуры при работе с белками.

2.3.1. Электрофорез в ПААГ/SDS.

2.3.2. Суперпродукция белков в клетках Е. coli.

2.3.3. Выделение рибосомного белка TL5 из штамма - суперпродуцента.

2.3.4. Выделение фрагмента белка TL5 (FrTL59i) из штамма - суперпродуцента.

2.3.5. Определение коэффициента экстинкции.

2.4. Экспериментальные процедуры при работе с РНК.

2.4.1. Электрофорез РНК в денатурирующих условиях.

2.4.2. Электрофорез РНК в нативных условиях.

2.4.3. Выделение 5S рРНК.

2.4.4. Получение фрагментов 5S рРНК.

2.4.5. Транскрипция РНК.

2.4.6. Радиоактивное мечение РНК по 5' концу.

2.5. Определение констант диссоциации РНК - белковых комплексов методом связывания на нитроцеллюлозных фильтрах.

2.6. Кристаллизация РНК - белковых комплексов.

2.7. Замораживание кристаллов.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

1. РНК - связывающие свойства белка TL5.

2. Получение фрагментов 5S рРНК, связывающих белок TL5.

3. Кристаллизация комплексов.

4. Подготовка кристаллов к сбору дифракционных данных.

Получение тяжелоатомных производных.

5. Структура комплекса белка TL5 с фрагментом 5S рРНК Е. coli при разрешении 2.3А.

6. Изучение сборки бактериального 5S рРНК - белкового комплекса.

6.1. Кооперативное взаимодействие белков TL5, TthL5 и 77/?L с 5S рРНК. Роль С-концевого домена белка TL5.

6.2. Получение фрагмента 5S рРНК, взаимодействующего с белком ШЫ8.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «5S рРНК-белковый комплекс Thermus thermophilus: исследование структуры белка TL5 и его взаимодействия с РНК»

Изучение механизма биосинтеза белка является одной из фундаментальных задач молекулярной биологии. В клетках процесс синтеза белка осуществляется с помощью рибосом. Для понимания молекулярного механизма процесса трансляции необходимо знание пространственной структуры рибосомы. В последние годы достигнут существенный прогресс в структурных исследованиях рибосомы и ее отдельных субъединиц. В настоящее время уже построены модели рибосомальных субчастиц с высоким разрешением. Однако, несмотря на столь значительные результаты, детали взаимодействия рибосомных компонентов, белков и РНК, до сих пор изучены довольно слабо. Поэтому актуальными остаются работы по изучению структур отдельных рРНК - белковых комплексов на атомарном уровне.

Перспективным объектом для подобных исследований является 5S рРНК -белковый комплекс. Специфический комплекс 5S рРНК и нескольких рибосомных белков представляет собой довольно обособленный структурный домен большой рибосомной субчастицы. Этот комплекс имеет небольшие размеры и набор компонентов (одна молекула РНК и от одной до трех молекул белка) и может быть легко удален и встроен в большую рибосомную субчастицу с восстановлением ее функциональной активности. Небольшие размеры и легкость получения делают 5S рРНК - белковый комплекс удобной моделью для изучения принципов РНК -белковых взаимодействий в рибосоме.

Известно, что белки и нуклеопротеиды из экстремально-термофильных организмов обладают повышенной устойчивостью к внешним воздействиям и поэтому могут оказаться наиболее перспективными объектами для кристаллизации и рентгеноструктурного анализа. В лаборатории структурных исследований аппарата трансляции Института белка РАН ведется работа по выделению, кристаллизации и структурным исследованиям ряда компонентов белок-синтезирующей системы из экстремально-термофильного микроорганизма Thermits thermophilic. Одним из направлений этой работы является изучение 5S рРНК -белкового комплекса. Цель данной работы - исследование структуры одного из трех 5S рРНК - связывающих белков Т. thermophilic - белка TL5, и его взаимодействия с РНК, а также изучение процесса формирования 5S рРНКбелкового комплекса.

Белок TL5 не имеет выраженной гомологии ни с одним из известных рибосомных белков (Gryaznova et al, 1996). Однако его N-концевая часть обладает некоторой гомологией с белком L25 из Escherichia coli. В нашей лаборатории было показано, что N-концевой фрагмент белка TL5 защищается 5S рРНК от гидролиза трипсином (Gongadze el al, 1996). На основании этого было сделано предположение о том, что именно эта часть белка отвечает за связывание с 5S рРНК.

В данной работе нами было показано, что именно N-концевая часть белка TL5 взаимодействует с РНК, тем самым было экспериментально подтверждено высказанное ранее предположение о роли этого участка белка.

Нами был локализован район 5S рРНК, взаимодействующий с белком TL5. Было показано, что белок TL5 взаимодействует с петлей Е 5S рРНК. Были получены фрагменты РНК различной длины, содержащие сайт связывания белка TL5. Эти фрагменты были использованы для получения стабильных РНК -белковых комплексов и их кристаллизации. Нами были получены кристаллы комплексов белка TL5 с различными фрагментами 5S рРНК Е. coli. Лучшие кристаллы давали диффракционную картину с разрешением 2.3А. Эти кристаллы были использованы для определения структуры комплекса. Работа по решению структуры комплекса TL5-PHK велась совместно с группой структурных исследований рибосомных белков (Институт белка РАН) и лабораторией профессора А. Лильяса (Лундский Университет, Швеция).

В настоящей работе было также показано, что все три 5S рРНК -связывающих белка Т. thermophilic, TthL5, TthL 18 и TL5, взаимодействуют с 5S рРНК кооперативно. При этом было установлено, что встраивание рибосомного белка TthL5 в 5S рРНК - белковый комплекс стимулируется С-концевым доменом белка TL5.

Кроме того, был впервые получен фрагмент 5S рРНК, способный специфически взаимодействовать с белками TthLlS и 7Y//L5, как по отдельности, так и совместно.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Мещеряков, Владимир Александрович

ВЫВОДЫ

1. Показано, что рибосомный белок TL5 Thermits thermophilus взаимодействует с 5S рРНК в районе петли Е.

2. Установлено, что 5S рРНК - связывающий домен белка TL5 образован его N-концевой частью (1-91 аминокислотные остатки).

3. Получены кристаллы комплекса белка TL5 с фрагментом 5S рРНК Escherichia coli (G69-U87/C90-C110). Кристаллы были использованы (при участии диссертанта) для определения пространственной структуры комплекса с разрешением 2.3Л.

4. Показано, что белок TL5 состоит из двух доменов. Структура N-концевого домена белка топологически сходна со структурой белка L25 Escherichia coli. С-концевой домен белка TL5 имеет уникальную укладку, которая не наблюдалась ранее в других белках.

5. Обнаружено, что 5S рРНК - связывающие белки Thermits thermophilus - TthhS, TL5 и TthLlS, взаимодействуют с 5S рРНК кооперативно. При этом С-концевой домен белка TL5 стимулирует встраивание белка TthL5 в 5S рРНК - белковый комплекс.

6. Реконструирован домен 5S рРНК - белкового комплекса, состоящий из фрагмента 5S рРНК (G^-Ces) и белков 7V//L5 и TthLlS.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Мещеряков, Владимир Александрович, 2001 год

1. Карпова Е.А., Сердюк И.Н., Тарховский Ю.В., Орлова Е.В., Боровягин В.Л.1986) Кристаллизация рибосом Thermus thermophilus. Докл. АН СССР, 289, 12631266.

2. Федоров Р. (2000) Рентгеноструктурное исследование комплекса рибосомного белка TL5 с фрагментом рибосомной 5S рРНК. Диссертация на соискание ученой степени кандидата химических наук, Пущино.

3. Юсупов М.М., Траханов С.Д., Барынин В.В., Боровягин В.Л., Гарбер М.Б., Седельникова С.Э., Селиванова О.М., Тищенко С.В., Широков В.А., Единцов И.М.1987) Кристаллизация 30S субчастиц рибосом Thermus thermophilus. Докл. АН СССР, 292, 1271-1274.

4. Abdel-Meguid Sh., Moore P., Steitz Т. (1983) Crystallization of a ribonuclease-resistant fragment of Escherichia coli 5S ribosomal RNA and its complex with protein L25. J. Mol. Biol, 171, 207-215.

5. Agafonov D.E., Kolb V.A., Spirin A.S. (1997) Proteins on ribosome surface: measurements of protein exposure by hot tritium bombardment technique. Proc Natl Acad Sci USA, 94, 12892-12897.

6. Agalarov S., Prasad G.S., Funke P.M., Stout C.D., Williamson J.R. (2000) Structure of the S15, S6, S18-rRNA complex: assembly of the 30S ribosome central domain. Science, 288, 107-112.

7. Agrawal R.K., Penczek P., Grassucci R.A., Li Y., Leith A., Nierhaus K.H., Frank J. (1996) Direct visualization of A-, P-, and E-site transfer RNAs in the Escherichia coli ribosome. Science, 271, 1000-1002.

8. Aoyama K., Tanaka Т., Hidaka S., Ishikawa K. (1984) Binding sites of rat liver 5S RNA to ribosomal protein L5. J. Biochem., 95, 1179-1186.

9. Ban N., Freeborn В., Nissen P., Penczek P., Grassucci R.A., Sweet R., Frank J., Moore P.B., Steitz T.A. (1998) A 9A resolution X-ray crystallographic map of the large ribosomal subunit. Cell, 93,1105-1115

10. Ban N., Nissen P., Hansen J., Capel M., Moore P.B., Steitz T.A. (1999) Placement of protein and RNA structures into a 5A-resolution map of the 50S ribosomal subunit. Nature, 400, 841-847.

11. Ban N., Nissen P., Hansen J., Moore P.B., Steitz T. (2000) The complete atomic structure of the large ribosomal subunit at 2.4A resolution. Science, 289, 905-920.

12. Baudin F., Romby P., Romaniuk P., Ehresmann В., Ehresmann Ch. (1987) Crosslinking of transcription factor IIIA to ribosomal 5S RNA from X. laevis by trans-diamminedichloroplatinum(II). Nucl. Acids Res., 17, 10035-10046.

13. Bear D., Schleich Т., Noller H„ Garrett R. (1977) Alteration of 5S RNA conformation by proteins L18 and L25. Nucl. Acids Res., 4, 2511-2526.

14. Betzel Ch., Lorenz S., Furste J., Bald R., Zhang M., Schneider Th., Wilson K., Erdmann V. (1994) Crystal structure of domain A of Thermits flavus 5S rRNA and the contribution of water molecules to its structure. FEBS Lett., 351, 159-164.

15. Bogdanov A., Dontsova O., Dokudovskaya S., Lavrik I. (1995) Structure and function of 5S rRNA in the ribosome. Biochem. Cell Biol, 73, 869-876.

16. Bogenhagen D.F., Sands M.S. (1992) Binding of TFIIIA to derivatives of 5S rRNA containing sequence substitutions or deletions defines a minimal TFIIIA binding site. Nucl. Acids Res., 20, 2639-2645.

17. Bogenhagen D.F. (1993) Proteolytic footprinting of transcription factor TFIIIA reveals different tightly binding sites for 5S RNA and 5S DNA. Mol. Cell Biol, 13(9), 5149-5158.

18. Brown R., Sander Ch., Argos P. (1985) The primary structure of transcription factor TFIIIA has 12 consecutive repeats. FEBS Lett., 186, 271-274.

19. Brownlee G., Sanger F., Barell B. (1967) Nucleotide sequence of 5S ribosomal RNA from E. coli. Nature, 215, 735-736.

20. Bruenger E., Kowalak J.A., Kuchino Y., MeCloskey J.A., Mizushima H., Stetter K.O., Crain P.F. (1993) 5S rRNA modification in the hyperthermophilic archaea Sulfolobus sulfataricus and Pyrodictum occultum. FASEB Journal, 7, 196-200.

21. Brunei C., Romby P., Westhof E., Ehresmann Ch., Ehresmann B. (1991) Three-dimensional model of Escherichia coli ribosomal 5S RNA as dedused from structure probing in solution and computer modeling. J. Mol Biol., 221, 293-308.

22. Carter A., Clemons W., Brodersen D., Morgan-Warren R., Wimberly В., Ramakrishnan V. (2000) Functional insights from the structure of the 30S ribosomal subunit and its interaction with antibiotics. Nature, 407, 340-348.

23. Cate J.H., Gooding A.R., Podell E„ Zhou K„ Golden B.L., Kundrot C.E., Cech T.R., Doudna J.A. (1996) Crystal structure of a group I ribozyme domain: principles of RNA packing. Science, 273, 1678-1685.

24. Cate J.H., Yusupov M.M., Yusupova G.Zh., Earnest T.N., Noller H.F. (1999) X-ray crystal structure of 70S ribosome functional complexes. Science, 285, 2095-2104.

25. Chan Y., Lin A., McNally J., Wool Ira G. (1987) The primary structure of rat ribosomal protein L5. J. Biol. Chem., 262, 12879-12886.

26. Christiansen J., Douthwait S., Christensen A., Garrett R. (1985) Does unpaired adenosine-66 from helix II of Escherichia coli 5S RNA bind to protein LI 8? EMBO J., 4, 1019-1024.

27. Clauben M., Rudt F., Pieler T. (1999) Functional modules in ribosomal protein L5 for ribonucleoprotein complex formation and nucleocytoplasmic transport. J. Biol. Chem., 274, 33951-33958.

28. Clemens K.R., Wolf V., McBiyant S.J., Zhang P., Liao X., Wright P.E., Gottesfeld J.M. (1993) Molecular basis for specific recognition of both RNA and DNA by a zinc finger protein. Science, 260, 530-533.

29. Clemons W.M.Jr., May J.L.C., Wimberly B.T., McCutcheon J.P., Capel M.S., Ramakrishnan V. (1999) Structure of a bacterial 30S ribosomal subunit at 5.5E resolution. Nature, 400, 833-840.

30. Conn G.L., Draper D.E. (1998) RNA structure. Current Opinion in Structural Biology, 8, 278-285.

31. Conn G.L., Draper D.E., Lattman E.E., Gittis A.G. (1999) Crystal structure of a conserved ribosomal protein-RNA complex. Science, 284, 1171-1174.

32. Correll C., Freeborn В., Moore P., Steitz Th. (1997) Metals, motifs, and recognition in the crystal structure of a 5S rRNA domain. Cell, 91, 705-712.

33. Culver G., Yusupova G., Yusupov M., Noller G. (1999) Identification of an RNA-protein bridge spanning the ribosomal subunit interface. Science, 285, 2133-2135.

34. Dallas A., Moore P. (1997) The loop E loop D region of Escherichia coli 5S rRNA: the solution structure reveals an unusual loop that may be important for binding ribosomal proteins. Structure, 5, 1639-1653.

35. Darsillo P. and Huber P. (1991) The use of chemical nucleases to analyze RNA-protein interactions. J. Biol. Chem., 266, 21075-21082.

36. Davanloo P., Rosenberg A.H., Dunn J.J., Studier F.W. (1984) Cloning and expression of the gene for bacteriophage T7 RNA polymerase. Proc. Natl. Acad Sci. USA, 81, 2035-2039.

37. Davies D., Segal D. (1971) Protein crystallization: microtechniques involving vapor diffusion. Methods Enzymol., 22, 266-269.

38. Delihas N., Andersen J. (1982) Generalized structures of the 5S ribosomal RNAs. Nucl Acids Res., 10, 7323-7344.

39. Deshmukh M., Stark J., Lee-Chuan C. Yeh, Lee J.C., Woolford J.L. (1995) Multiple regions of yeast ribosomal protein LI are important for its interaction with 5S rRNA and assembly into ribosomes. J. Biol. Chem., 270, 30148-30156.

40. Dohme F., Nierhaus K.H. (1976) Role of 5S RNA in assembly and function of the 5OS subunit from Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 73, 2221-2225.

41. Dokudovskaya S., Dontsova O., Shpanchenko O., Bogdanov A., Brimacombe R. (1996) Loop IV of 5S ribosomal RNA has contacts both to domain II and to domain V of the 23S RNA. RNA, 2, 146-152.

42. Dontsova O., Tishkov V., Dokudovskaya S., Bogdanov A., Doring Т., Rinke-Appel J., Thamm S., Greuer В., Brimacombe R. (1994) Stem loop IV of 5S rRNA lies close to the peptidyltransferase center. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 91, 4125-4129.

43. Douthwait S., Garrett R,, Wagner R., Feunteun J. (1979) A ribonuclease-resistant region of 5S RNA and its relation to the RNA binding sites of proteins L18 and L25. Nucl. Acids Res., 6, 2453-2470.

44. Douthwait S., Garrett R. (1981) Secondary structure of prokariotic 5S RNA: a study with ribonucleases. Biochemistry, 20, 7301-7307.

45. Douthwait S., Christensen A., Garrett R. (1982) Binding sites of ribosomal proteins on prokariotic acids: a study with ribonuclease. Biochemistry, 21, 2313-2320.

46. Dube S.K. (1973) Recognition of tRNA by the ribosome. A possible role of 5S RNA. FEBSLett,, 36, 39-42.

47. Egebjerg J., Christiansen J., Brown R., Larsen N., Garrett R. (1989) Protein L18 binds primarily at the junctions of helix II and internal loops A and В in Escherichia coli 5S RNA. Implications for 5S RNA structure. J. Mol. Biol., 206, 651-668.

48. Erdmann V., Fahnestock S., Higo K„ Nomura M. (1971) Role of 5S RNA in the functions of 50S ribosomal subunit. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 68, 2932-2936.

49. Erdmann V., Pieler Т., Wolters J., Digweed M., Vogel D., Hartmann R. (1986) Comparative structural and functional studies on small ribosomal RNAs. in Structure, function, and genetics of ribosomes. 164-183.

50. Evstafieva A., Shatsky I., Bogdanov A., Vasiliev V. (1985) Topography of RNA in the ribosome: location of the 5S RNA residues A39 and u40 on the central protuberance of the 50S subunit. FEBSLett., 185, 57-62.

51. Feunteun J., Monier R„ Garrett R., Le Bret M., Le Pecq J.B. (1975) Effect of 50S subunit proteins L5, L18, and L25 on the fluorescence of 5S RNA-bound ethidium bromide. J. Mol. Biol, 93, 535-541.

52. Fox G., Woese C. (1975) 5S RNA secondary structure. Nature, 256, 505-507.

53. Fox J.W., Wong K.-P. (1979) The hydrodynamic shape, conformation, and molecular model of Escherichia coli ribosomal 5S RNA. J. Biol. Chem., 254, 1013910144.

54. Frank J., Radermacher M., Wagenknecht Т., Verschoor A. (1988) Methods for studying ribosome structure by electron microscopy and computer image processing. Methods Enzymol. 164, 3-35.

55. Frank J., Zhu J., Penczek P., Li Y., Srivastata S., Verschoor A., Radermacher M., Grassucci R., Lata R.K. & Agrawal R.K. (1995) A model of protein synthesis based on cryo-electron microscopy of the E.coli ribosome. Nature, 376, 441-444.

56. Funari S., Rapp G., Perbandt M., Dierks K., Vallazza M., Betzel Ch., Erdmann V.A., Svergun D.I. (2000) Structure of free Thermus flavus 5S rRNA at 1.3nm resolution from synchrotron X-ray solution scattering, J. Biol. Chem., 275, 31283-31288.

57. Gabashvili I., Agrawal R., Spahn C., Grassucci R., Svergun D., Frank J., Penczek P. (2000) Solution structure of the E. coli 70S ribosome at 11.5 A resolution. Cell, 100, 537-549.

58. Garrett R., Noller H. (1979) Structures of complexes of 5S RNA with ribosomal proteins L5, LI8 and L25 from E. coli: identifications of kethoxal-reactive sites on the 5S RNA. J. Mol. Biol., 132, 637-648.

59. Gewirth D., Moore P. (1988) Exploration of the L18 binding site on 5S RNA by deletion mutagenesis. Nucl. Acids Res., 16, 10717-10732.

60. Gongadze G., Tishchenko S., Sedelnikova S., Garber M. (1993) Ribosomal proteins, TL4 and TL5, from Thermus thermophilus form hybrid complex with 5S ribosomal RNA from different microorganisms. FEBS Lett., 330, 46-48.

61. Gongadze G., Kashparov I., Lorenz S., Schroeder W., Erdmann V., Liljas A., Garber M. (1996) 5S rRNA binding ribosomal proteins from Thermus thermophilus: identification and some structural properties. FEBS Lett., 386, 260-262.

62. Goringer H.U., Bertram S., Wagner R. (1984) The effect of tRNA binding on the structure of 5S RNA in Escherichia coli. J. Biol. Chem., 259, 491-496.

63. Goringer H.U., Wagner R. (1986) Does 5S RNA from E.coli have a pseudoknotted structure? Nucl. Acids Res., 14, 7473-7485.

64. Gray P., Bellemare G., Monier R., Garrett R., Stoffler G. (1973) Identification of the nucleotide sequences involved in the interaction between Escherichia coli 5S RNA and specific 50S subunit proteins. J. Mol. Biol., 77, 133-152.

65. Gryaznova O., Davydova N., Gongadze G., Jonsson В., Garber M., Liljas A. (1996) A ribosomal protein from Thermus thermophilus is homologous to a general shock protein. Biochimie, 78, 915-919.

66. Guddat U., Bakken A., Pieler T. (1990) Protein-mediated nuclear export of RNA: 5S rRNA containing small RNPs in Xenopus oocytes. Cell, 60, 619-628.

67. Hancock J., Wagner R. (1982) A structural model of 5S rRNA from E. coli based on intramolecular cross-linking evidence. Nucl. Acids Res., 10, 1257-1269.

68. Hansen H.A., Volkmann N., Piefke J., Glotz C., Weinstein S., Makowski I., Meyer S., Wittmann H.G., Yonath A. (1990) Crystals of complexes mimicking protein biosynthesis are suitable for crystallographic studies. Biochim. Biophys. Acta, 1050, 1-7.

69. Hartmann R., Vogel D.W., Walker R., Erdmann V.A. (1988) In vitro incorporation of eubacterial and eukaryotic 5S rRNAs into large ribosomal subunits of Bacillus stearothermophilus. Nucl. Acids Res., 16, 3511-3524.

70. Hayes J., Tullius Th., Wolffe A. (1989) A protein-protein interaction is essential for stable complex formation on a 5S RNA gene. J. Biol. Chem., 264, 6009-6012.

71. Honda B.M., Roeder R.G. (1980) Association of a 5S gene transcription factor with 5S RNA and altered levels of the factor during cell differentiation. Cell, 22, 119-126.

72. Home J., Erdmann V. (1972) Isolation and characterisation of 5S RNA-protein complexes from Bacillus stearothermophilus and Escherichia coli ribosomes. Mol. Gen. Genet., 119, 337-344.

73. Huber P.W., Wool I. (1986a) Use of the cytotoxic nuclease alfa-sarcin to identify the binding site on eukaryotic 5S ribosomal ribonucleic acid for the ribosomal protein L5. J. Biol. Chem., 261, 3002-3005.

74. Jaenicke L. (1974) A rapid micromethod for the determination of nitrogen and phosphate in biological material. Anal. Biochem., 61, 623-627.

75. Jahn O., Hartmann R., Boeckh Т., Erdmann V. (1991) Comparative analysis of ribosomal protein L5 sequences from bacteria of the genus Thermus. Biochimie, 73, 669678.

76. Kenmochi N., Maeda N., Tanaka T. (1991) The primary structure of chicken ribosomal protein L5. Biochim. Biophys. Acta, 1088(3), 445-447.

77. Kim J.K., Wu R. (1993) A rise (Oryza sativa 1.) cDNA encodes a protein sequence homologous to the eukaryotic ribosomal 5S RNA-binding protein. Plant. Mol. Biol, 23, 409-413.

78. Kime M. and Moore P. (1983) Nuclear overhauser experiments at 500 MHz on the downfield proton spectrum of a ribonuclease-resistant fragment of 5S ribonucleic acids. Biochemistry, 22, 2615-2622.

79. M., Steitz T. A. (2000) Structure of E. coli Ribosomal Protein L25 Complexed with a 5S rRNA Fragment at 1.8A resolution. Proc.Nat.Acad.Sci.USA, 97, 2023-2028.

80. Markus M.A., Hinck A.P., Huang S., Draper D.E., Torchia D.A. (1997) High resolution solution structure of ribosomal protein L11-C76, a helical protein with a flexible loop that becomes structured upon binding to RNA. Nature Struct Biol, 4,70-77.

81. McDougall J., Nazar R. (1987) Evolutionary changes in the higher order structure of the ribosomal 5S RNA. Nucleic. Acids Res., 15, 161-179.

82. McDougall J., Wittmann-Liebold B. (1994) Comparative analysis of the protein components from 5S rRNA-protein complexes of halophilic archaebacteria. Eur. J. Biochem., 221, 779-785.

83. Michael W.M., Dreyfuss G. (1996) Distinct domains in ribosomal protein L5 mediate 5S rRNA binding and nucleolar localization. J. Biol. Chem., 271, 11571-11574.

84. Miller J., McLachlan A.D., Klug A. (1985) Repetitive zinc-binding domains in the protein transcription factor IIIA from Xenopus oocytes. EMBOJ., 4, 1609-1614.

85. Morikawa K., Kawakami M., Takemura Sh. (1982) Crystallization and preliminary X-ray diffraction study of 5S rRNA from Thermus thermophilus HB8. FEBS Lett., 145, 194-196.

86. Mueller F. and Brimacombe R.A. (1997) A new model for the three-dimensional folding of Escherichia coli 16S ribosomal RNA. II. The RNA-protein interaction data. J. Mol. Biol., 271, 545-565.

87. Muth G., Ortoleva-Donnelly L., Strobel S. (2000) A single adenosine with a neutral pKa in the ribosomal peptidyl transferase center. Science, 289, 947-950.

88. Nazar R. (1979) The ribosomal protein binding site in Saccharomyces cerevisiae ribosomal 5S RNA. J. Biol. Chem., 254, 7724-7729.

89. Nazar R., Wildeman A. (1983) Three helical domains form a protein binding site in the 5S RNA-protein complex from eukaryotic ribosomes. Nucleic. Acids Res., 11, 3155-3168.

90. Newberry V., Brosius J., Garrett R. (1978) Fragment of protein L18 from the Escherichia coli ribosome that contains the 5S RNA binding site. Nucl. Acids Res., 5, 1753-1766.

91. Newberry V., Garrett R. (1980) The role of the N-terminal region of protein L18 in 5S RNA 23S RNA complex formation. Nucl Acids Res., 8, 4131-4142.

92. Nierhaus K., Dohme F. (1979) Total reconstitution of 50S subunits from Escherichia coli ribosomes. Methods Enzymol., LIX, 443-449.

93. Nikulin A., Serganov A., Ennifar E., Tishchenko S., Nevskaya N., Shepard W., Portier C., Garber M., Ehresmann В., Ehresmann Ch., Nikonov S., Dumas Ph. (2000) Crystal structure of the S15-rRNA complex. Nature Struct. Biol, 1, 273-277.

94. Nissen P., Hansen J., Ban N., Moore P., Steitz T. (2000) The structural basis of ribosome activity in peptide bond synthesis. Science, 289, 920-930.

95. Osterberg R., Sjoberg В., Garrett R. (1976) Molecular model for 5S RNA. A small-angle X-ray scattering study of native, denatured and aggregated 5S RNA from Escherichia coli ribosomes. Eur. J. Biochem., 68, 481-487.

96. Peattie D., Douthwait S„ Garrett R., Noller H. (1981) A "bulged" double helix in a RNA-protein contact site. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 78, 7331-7335.

97. Perbandt M., Nolte A., Lorenz S., Bald R., Betzel Ch., Erdmann V.A. (1998) Crystal structure of domain E of Thermus flavus 5S rRNA: a helical RNA structure including a hairpin loop. FEBS Lett., 429, 211-215.

98. Picard В., Wegnez M. (1979) Isolation of a 7S particle from Xenopus laevis oocytes: a 5S rRNA-protein complex. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 76, 241-245.

99. Pieler Т., Erdmann V. (1982) Three-dimensional structural model of eubacterial 5S RNA that has functional implication. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 19, 4599-4603.

100. Powers T. and Noller H.F. (1995) Hydroxyl radical footprinting of ribosomal proteins on 16S ribosomal RNA. RNA, 1, 194-209.

101. Rohl R., Nierhaus K.H. (1982) Assembly map of the large subunit (50S) of E. coli ribosomes. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 79, 729-733.

102. Tang В., Nazar R. (1991) Structure of the yeast ribosomal 5S RNA binding protein YL3. J. Biol. Chem., 266, 6120-6123.

103. Theunissen O., Rudt F„ Guddat U., Mentzel H., Pieler T. (1992) RNA and DNA binding zinc fingers in Xenopus TFIIIA. Cell, 71, 679-690.

104. Trakhanov S.D., Yusupov M.M., Agalarov S.Ch,, Garber M.B., Ryazantsev S.N., Tischenko S.V., Shirokov V.A. (1987) Crystallization of 70S ribosomes and 30S ribosomal subunits from Thermus thermophilus. FEBS Lett, 220, 319-322.

105. Trakhanov S., Yusupov M., Shirokov V., Garber M., Mitshler A., Ruff M., Thierry J.C., Moras D. (1989) Preliminary X-ray investigation of 70 S ribosome crystals from Thermus thermophilus. J. Mol. Biol., 209, 327-328.

106. Vasiliev V.D. (1974) Morphology of the ribosomal 30S subparticle according to electron microscopic data. Acta. Biol. Med. Germ., 33, 779-793.

107. Vasiliev V.D., Selivanova O.M., Ryazantsev S.N. (1983a) Structure of the E.coli 50S ribosomal subunit. J. Mol. Biol., 171, 561-569.

108. Vasiliev V.D., Selivanova O.M., Baranov V.I. and Spirin A.S. (1983b) Structural study of translating 70S ribosomes from E.coli. I. Electron microscopy. FEBS Lett., 155, 167-172.

109. Walleczek J., Schuler D., Stoffler-Meilicke M„ Brimacombe R., Stoffler G. (1988) A model for the spatial arrangement of the proteins in the large subunit of the Escherichia coli ribosome. EMBOJ., 7, 3571-3576.

110. Walleczek J., Martin Т., Redl В., Stoffler-Meilicke M„ Stoffler G. (1989) Comparative cross-linking study on the 50S ribosomal subunit from Escherichia coli. Biochemistry, 28, 4099-4105.

111. Westhof E., Romby P., Romaniuk P.J., Ebel J.P., Ehresmann Ch., Ehresmann B. (1989) Computer modeling from solution data of spinach chloroplast and of Xenopus laevis somatic and oocyte 5S rRNAs. J.Mol.Biol, 207, 417-431.

112. Wilson K.S., Noller H.F. (1998) Mapping the position of translational elongation factor EF-G in the ribosome by directed hydroxyl radical probing. Cell, 92, 131-139.

113. Wimberly В., Varani G., Tinoco Ig. Jr. (1993) The conformation of loop E of eukaryotic 5S ribosomal RNA. Biochemistry, 32, 1078-1087.

114. Wimberly B.T., Guymon R., McCutcheon J. P., White S. W., Ramakrishnan V. (1999) A detailed view of a ribosomal active site: the structure of the Lll-RNA complex. Cell, 97, 491-502.

115. Wimberly В., Brodersen D., Clemons W., Morgan-Warren R., Carter A., Vonrhein C., Hartsch Т., Ramakrishnan V. (2000) Structure of the 30S ribosomal subunit. Nature, 407, 327-339.

116. Wittmann H.G., Mussig J., Gewitz H.S., Piefke J., Rheinberger H-J. and Yonath A. (1982) Crystallization of E.coli ribosome. FEBS Lett., 146, 217-220.

117. Wormington W.M. (1989) Developmental expression and 5S rRNA-binding activity of Xenopus laevis ribosomal protein L5. Mol Cell Biol, 9(12), 5281-5288.

118. Yaguchi M., Rollin C.F., Roy C., Nazar R.N. (1984) The 5S RNA binding protein from yeast (Saccharomyces cerevisiae) ribosomes. An RNA binding sequence in the carboxyl-terminal region. Eur. J. Biochem., 139, 451-457.

119. Yonath A., Missing J., Teshe В., Lorenz S., Erdmann V. and Wittmann H.G. (1980) Crystallization of ribosomal subunit from B. stearothermophilus. Biochem. Int., 1, 428-435.

120. Yonath A, Leonard K.R, Wittmann H.G. (1987) A tunnel in the large ribosomal subunit revealed by three-dimensional image reconstruction. Science, 236, 813-816.

121. Yonath A., Glotz C„ Gewitz H.S., Barteles K.S., Von Bohlen K., Makowski I., Wittmann H.G. (1988) Characterization of crystals of small ribosomal subunits. J. Mol Biol, 203, 831-834.

122. Yonath A. and Wittmann H.G. (1989) Challenging the three-dimensional structure of ribosome. Trends Biochem. Sci., 14, 329-335.

123. You Q., Romaniuk P. (1990) The effects of disrupting 5S RNA helical structures on the binding of Xenopus transcription factor IIIA. Nucl Acids Res., 18, 5055-5062.1. БЛАГОДАРНОСТИ

124. Выражаю свою искреннюю благодарность своим научным руководителям Георгию Михайловичу Гонгадзе и Станиславу Владимировичу Никонову за бесценную помощь, поддержку и советы при выполнении данной работы.

125. Благодарен Марине Борисовне Гарбер за внимание, помощь и исключительно ценные советы, сделанные в процессе подготовки этой работы.

126. Благодарю коллег, совместно с которыми была выполнена часть работы: Ольгу Грязнову, Александра Серганова, Дмитрия Щербакова, Елену Мудрик, Наталью Фоменкову, Романа Федорова.

127. Хотелось бы также поблагодарить А. Лильяса и весь коллектив департамента молекулярной биофизики Лундского университета (Швеция) за плодотворное сотрудничество.

128. Большое спасибо всему коллективу лаборатории структурных исследований аппарата трансляции Института белка РАН за прекрасную атмосферу, способствовавшую выполнению данной работы.

129. Благодарен Людмиле Петровне Волынкиной и Виктору Ивановичу Кудряшову за помощь в оформлении работы.1. ГОССИ'> JSSnKOtC"52 -1- о£>